全 文 ：植物学通报Chinese Bulletin of Botany 2008, 25 (4): 497-506, w w w .chinbullbotany.com
收稿日期: 2007-11-01; 接受日期: 2008-01-20
基金项目: 国家自然科学基金(No .307 7018 3)和十一五国家科技支撑计划(No .200 6BA D03A 0 5、No .200 6BA D03A 1 1和No .
2006BAD19B0201)
* 通讯作者。E-mail: w xc@caf.ac .cn
.专题介绍.
植物生理学研究中的压力探针技术
万贤崇1*, 叶清 2
1中国林业科学院林业新技术研究所, 北京 100091; 2 哈佛大学生物实验中心, MA 02138
摘要 压力探针技术是一种用来测定微系统中压力大小和变化的新技术。其最初被设计用于直接测定巨型藻类的细胞膨压。
随着操作装置的进一步微型化和精密化, 后来被应用于测定普通高等植物细胞膨压及其它水分关系参数。该技术的发展建立
在一系列相应的流体物理学理论基础上。通过这些物理学公式的计算, 该技术能测定跨细胞膜或器官的水分运输速度以及它
们的水力学导度; 测定溶液中水分和溶质的相对运输速度以及它们之间的相互影响; 还可以测定细胞壁的刚性等。目前压力
探针技术已成为植物生理学和生态学领域研究中的多用途技术。它可以在细胞水平上原位测定水分及溶质跨膜运输及分布情
况, 这对于阐明水通道功能具有极其重要的意义。此外, 木质部压力探针技术是目前唯一可以直接测定导管或管胞中负压的
工具。该技术还可以用于单细胞汁液的样品采集, 结合微电极技术测定导管或其它细胞中的pH值、离子浓度以及细胞膜电位。
本文重点介绍该技术使用的基本原理和相应的理论基础, 并详细地描述了操作过程中的技术和技巧。
关键词 细胞水分关系, 压力探针, 反射系数, 溶质运输, 细胞膨压
万贤崇 , 叶清 (2008). 植物生理学研究中的压力探针技术. 植物学通报 25, 497-506.
压力探针技术最初被设计用于测定巨型藻类细胞的
膨压(Steudle and Zimmermann, 1971; Zimmermann
and Steudle, 1978)。该技术改进之后可以用于普通高
等植物细胞的膨压和水分关系参数测定(Hüsken et al.,
1978)。经过几十年的不断改进和发展, 压力探针技术
已成为一种多用途技术(Tomos and Le igh , 1999;
Wegner and Zimmermann, 2002, 2004)。它可以细
分为细胞压力探针技术(cell pressure probe, or cell tur-
gor pressure probe)、 根系压力探针技术(root pressure
p robe )、木质部压力探针技术( x y l em p res s u re
probe)、用于从细胞内取样的取样压力探针(sampling
pressure probe)和结合微型离子电极的压力探针技术
(ion-select ive xylem pressure probe)等。这些技术可
以用来测定细胞的膨压, 测定单个细胞及组织对水分、
溶质的吸收速度和导度, 还可以用于测定细胞壁的弹性
或刚性, 测定细胞膜对溶质的反射系数, 原位测定导管汁
液的 pH值及离子浓度以及提取单个细胞的汁液用于其
它生理生化指标的测定等。
膨压与细胞的生长、细胞对水分和溶质的吸收, 尤
其是与气孔调节关系密切。精确测定细胞膨压对了解
上述过程的有关机理十分重要(Franks et al. , 1998;
Wan et al., 2004 ; Franks and Farquhar, 2007)。近
年来细胞膜上水孔蛋白(aquaporins)的发现为植物水分
生理的研究注入了新的活力(Maurel, 1997)。对水孔蛋
白的研究工作主要包含2个层面: 其一, 运用分子生物学
手段使水孔蛋白基因过量表达或抑制表达, 然后测定比
较基因的拷贝数以及该类蛋白的丰度; 其二, 测定比较蛋
白功能的变化。由于测定手段上的限制, 以往通常采用
异体表达模式, 即将水孔蛋白基因转入蟾蜍卵中, 使其表
达, 然后将这些卵细胞放置于低渗溶液中测定蟾蜍卵膨
胀的速度(Preston et al., 1992; Maurel et al., 1993)。
这是一种间接的方法, 不能反映目的生物体细胞的真实
情况。近年来有报道显示, 结合遗传改造方法运用细胞
压力探针技术可以直接测定水孔蛋白在细胞或组织水分
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运输中的作用(Kaldenhoff et al. , 1998; Javot et al. ,
2003)。此外, 有的研究者还结合化学抑制等方法运用
细胞压力探针技术直接测定水孔蛋白的功能(Wan et al.,
2004; Ye et al. , 2004)以及各种胁迫条件对细胞水力学
导度的影响(Mart inez-Ballesta et al. , 2003; Tournaire-
Roux et al. , 2003)。对高等植物中单个细胞水分关系
参数进行原位测定对于阐明水孔蛋白的分子机理具有重
要的意义。木质部压力探针技术是目前直接测定木质
部导管或管胞负压的唯一手段( B a l l i n g a n d
Zimmermann, 1990)。尽管采用该方法测定导管张力
尚有需改进之处, 但它还是为解决长期以来有关长距离
水分运输机理的争论带来了希望(We i et al. , 1999;
Steudle, 2001; Zimmermann et al. , 2004)。关于该
技术在许多其它方面的运用可参阅有关综述(Tomos and
Leigh, 1999; 万贤崇等, 2007)。
压力探针技术虽已问世多年, 但其以前主要应用于
生物物理学方面的研究, 涉及面较窄、不够普及。近
年来该技术与细胞膜水孔蛋白的研究、木质部气穴栓
塞修复机理的研究以及长距离水分运输机理的研究等相
结合, 引起了人们很大的兴趣。有关该技术的运用在国
内报道较少(Zhu et al. , 2000, 2002; 朱建军等, 2005),
本文对其基本原理和相应的理论基础进行介绍, 并详细
描述了操作过程中的技术和技巧。
1 细胞压力探针
1.1 细胞压力探针的组成
细胞压力探针包括以下几个部分(图 1 )。
压力探针探头, 即一根玻璃毛细管, 其前端经专门的
毛细管拉制工具拉细。毛细管及其顶端的开口直径视
待测定的材料而定。如用于测定巨型藻类细胞的探头
较粗, 其顶端开口 50-150 mm, 而用于测定高等植物细
胞时, 探头较细, 顶端直径约 5-7 mm。直径太大则造
成的伤口大, 当探头插入细胞时不易形成很好的密封。
直径过小又会产生大的水流阻力, 而且很容易被细胞碎
片堵塞。因此一般用精细的电动砂轮将探头尖端磨出
一个 45°角的斜开口, 从而得到所需要的口径及光滑探
头开口。
压力室由一块有机玻璃精制而成, 用以连接毛细
管、压力 - 电流转换器以及活塞操纵杆。所有的接口
处都装有压力密封圈, 并有连接螺丝固定。
压力 -电流转换器(压力传感器)将压力信号转换成
电信号, 输出到记录仪或电脑, 在屏幕上显示并在电脑中
记 载 。
活塞操纵杆由一根金属制成。在一个微型马达的
驱动下, 借助螺旋测微器, 使操纵杆在压力室中推进或拉
回, 以改变压力室中液体的体积, 从而起到调节细胞膨压
图 1 细胞压力探针简图(通过微型马达来驱动金属活塞操纵杆的移动, 从而推进或拉回胞液 /硅油界面, 从而改变细胞的体积)
Figur e 1 Schematic diagram of cell pressure probe (The silicone oil/cell sap meniscus in the tip of the glass capillary probe is
adjus ted w ith a motor driv ing the metal rod in the probe, by w hich the cell volume is changed)
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或体积的作用。
整个压力探针安装在一个精密的微型三维操纵器
(micromanipulator)上。借助这个装置, 可以实施压力
探针探头的刺穿动作, 将毛细管探头插入所要测定的植
物细胞中, 并控制插入的方位和深度。
1.2 细胞压力探针的组装
毛细管和压力室的内部充满低黏度的硅油。依次将压
力 -电流转换器、毛细管安装到压力室, 所有内部空间
都要注满硅油, 以排除气泡。因为气泡有很大的可压缩
性, 不能准确地传递压力信号。安装时先装金属操纵杆
和压力转换器, 后装毛细管。由于毛细管尤其是用于测
定高等植物细胞的毛细管, 顶端开口很小, 不易泻压。
安装时要逐渐地将密封螺母旋紧, 避免急剧挤压硅油而
产生过大的压力。该仪器的压力转换器额定最大压力
为 1.5 MPa。如超过此压力转换器会立刻损坏。因此
为保险起见, 一般不应让压力超过 1.0 MPa。 但是如果
需要, 可选配额定压力更大(可达5.0 MPa)的转换器, 例
如用于研究气孔保卫细胞时就需要这种压力额值大的转
换 器 。
借助精密微型三维操纵器将毛细管插入活细胞时,
膨压使得细胞膜和插入的毛细管尖端弥合, 起到密封作
用。藻类巨型细胞(如轮藻, Chara corall ine)的直径可
达 1.0 mm, 长几个甚至十几个 cm, 毛细管很容易刺入
并建立稳定的密封关系(Ye et al., 2004)。这也是藻类
巨型细胞长期以来作为模式植物用来研究细胞膜透性等
性状的原因(Steudle and Tyerman, 1983)。高等植物
的细胞很小, 其直径一般为几十 mm。而毛细管的顶端
外部直径就达 5 mm左右。开口太小一方面使得水流阻
力太大, 另一方面也很容易被细胞内含物堵塞, 所以穿刺
高等植物细胞需要更大的耐心。细胞压力探针技术对
实验室环境的要求较高。由于振动及细胞自身的渗透
调节等原因, 较易产生渗漏。但熟练之后也可以得到很
稳定的测定结果(Wan et al. , 2004)。当毛细管刺入植
物细胞后, 细胞汁液在膨压的作用下将会被挤入毛细管,
在细胞汁液和硅油间形成一个界面, 而且细胞汁液会不
断将它和硅油之间的界面向后推, 同时在显示屏上显示
压力上升。细胞汁液进入毛细管意味着细胞汁液的渗
透浓度被稀释, 导致其膨压降低。因此, 为了尽可能测
量到细胞的真实膨压, 需要将界面推进到接近细胞表面
处。这一过程是通过渐渐地推进活塞操纵杆来实现
的。因此应注意不能推得太急, 否则容易造成泄漏或细
胞膜透性的改变(Wan et al. , 2004)。
1.3 指标测定及计算方法
静水压松弛曲线(hydrostatic pressure relaxat ion)的测
定方法如下。 一旦获得稳定的膨压, 通过操作微型马达
来驱动活塞操纵杆前进或后退, 借此改变细胞的体积和
膨压。通过体视显微镜观测细胞汁液和硅油之间界面
的移动, 并用显微镜内的测微尺测定界面移动的距离, 可
算得细胞体积的变化。具体操作步骤如下, 将界面向前
推或向后拉到一定的距离, 并使界面稳定在新的位置。
与此同时细胞的膨压会立刻上升或下降, 膨压的变化导
致细胞水分平衡的改变, 造成水分由胞内流向胞外或由
胞外进入胞内, 直至达到新的水分平衡, 如图 2A 所示,
在屏幕上显示出细胞的膨压恢复原始状态。静水压释
放曲线可用于计算水分交换所用的半时间(T1/2w ), 这个
指标与膜对水的透性直接相关。该数值越小表明细胞
膜对水的透性(或水导率)越大, 反之越小。细胞的水力
学导度(Lp)可根据下文所列方程(1)来计算。
在方程(1 )中还有几个参数, 包括细胞的体积(V )、
细胞的表面积(A)、细胞壁体积弹性模量(e)和细胞渗透
势(pi)。如果是巨型藻类细胞, 可直接量取细胞的体积和
表面积。对于高等植物细胞, 则需进行徒手切片, 然后
在显微镜下测量。一般测取多个细胞的平均值。细胞
渗透势由外部介质的水势减去细胞的膨压而估算出来。
另一个参数, 细胞壁体积弹性模量(volumetric elast ic
modulus of the cell wall, e)的获得则要先经压力探针测
出一系列细胞体积变化(dV)所导致的膨压的变化(dP)(图
2D), 然后代入方程(2)计算出细胞壁体积弹性模量。该
方程中 V 代表细胞体积。具体的测量过程类似于静水
压释放曲线的测定, 即一边操作活塞杆, 一边从显微镜
中观测界面移动。不同之处在于, 当界面被推到某一新
位置时要立刻将界面拉回到原始位置, 或者当界面被拉
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到某一新位置后要立刻将界面推回到其原始位置。整
个过程中动作要尽可能的迅速, 以免在这一过程中出现
明显的水分交换, 导致该参数被低估, 尤其是在细胞膜的
水力学导度很高的情况下(Steudle et al. , 1980)。
渗透压松弛曲线(osmotic pressure relaxation)的测
定方法如下。通过移动活塞操纵杆改变(增加或减少)外
部溶液渗透浓度, 并使细胞汁液和硅油之间的界面固定
不动, 可以产生类似于静水压释放曲线一样的渗透压松
弛曲线, 如图 2C。经此曲线计算得到的 T1/ 2w同样可以
用于 Lp的计算。不过一般情况下该T1/ 2w会大于由静水
压松弛曲线计算产生的数值。这是因为受到了溶质扩
散系数(diffusion coefficient)和非扰动层(unstirred layer)
的影响所致(Tyerman and Steudle, 1982; Steudle and
Tyerman, 1983; Ye et al., 2006)。对于巨型藻类单细
胞, 测定过程中需激烈地搅动外部溶液, 因此这种影响比
较小(Tyree et al., 2005)。而对于高等植物单细胞, 则
不适合激烈的搅动, 尤其是内层细胞, 外部溶液不能立刻
达到这些细胞的表面, 这种影响会非常明显, 所以不适合
使用该方法测定高等植物细胞膜的水力学导度。此外,
在图 2C中所用的溶液的溶质是不能透过细胞膜的。如
果采用可透过细胞膜的溶质, 则会产生另一种曲线(详情
参阅下节)。
压力探针技术除了可以测定水分的导度, 还可以测
定溶质的透过性。图 2C中所用的溶质是不能透过细胞
膜的非可透过性溶质, 其溶液产生的渗透压松弛曲线是
单相的。如果改用可透过细胞膜的溶质, 即可透过性溶
质溶液, 将产生两相渗透压松弛曲线(图 2B)。其第 1相
为水分移动相, 第 2相是溶质移动所产生的曲线。同水
分移动一样, 可以用第 2相曲线计算出溶质交换所需的
半时间(T1/ 2s), 然后根据方程(3)计算出细胞膜对该溶质
的透性(Ps)或溶质跨膜交换的速度常数(Ks )。
进一步可以利用细胞探针所采集的水分和溶质指标,
根据方程(4), 计算出细胞膜对该溶质的反射系数(ss), 该
系数是衡量细胞膜半透性或选择性透性的一个指标, 即
反映了水和溶质的相对透性。
体积松弛曲线(pressure clamp(volume relaxation))
的测定方法如下。通过移动活塞操纵杆一步改变细胞
的膨压, 然后通过推进或拉回细胞汁液和硅油之间的界
面来保持细胞膨压不变。这样就改变了细胞的体积, 随
之改变细胞的渗透势以达到细胞内和外部水势的平衡。
该方法用于测定细胞体积改变对时间的函数, 产生一条
类似于静水压松弛曲线的指数曲线关系。同样经由该
曲线可以计算出水分交换所用的半时间(T1/ 2w ’)。需要
指出的是, 这种半时间比经压力松弛曲线所算出的半时
间(T1/ 2w)要长一些。采用该指标用于计算细胞水力学导
度所用的方程式也不一样, 不需要知道 e(见方程(5 ))。
此外, 还可以根据体积松弛曲线的最初体积流速来计算
细胞水力学导度(见方程(6))。 体积松弛曲线可用于测定
巨型藻类单细胞的水力学导度, 还可以测定细胞的体积
(Wendler and Zimmermann, 1982; Cosgrove et al. ,
1987 )。不过该方法一般不适合高等植物单细胞的测
定, 因为其测定过程需要较大的体积改变, 而高等植物细
胞太小, 而且这种方法产生的非扰动层影响明显(Zhang
and Tyerman, 1991)。
(1)
Lp: 细胞的水力学导度(m3.m-2.s-1.MPa-1 或 m.s-1
.MPa-1); V: 细胞的体积(m3); A : 细胞的表面积(m2);
T1/ 2w: 水分交换半时间(s ); pi: 细胞渗透势(MPa)
(2)
e: 细胞壁体积弹性模量(MPa); dP : 膨压的变化量
(MPa); dV : 体积的变化量(m3)
(3)
Ps: 溶质的透性(m.s-1); T1/2s: 溶质跨膜交换的半
时间(s); Ks: 溶质跨膜交换的速度常数(s-1)
(4)
ss : 细胞膜反射系数(无单位) ; R : 气体常数
(0.008 314 47 MPa.L.mol-1.K-1); T: 绝对温度(K);
DCs o: 外部介质中可透过性溶质浓度变化(mol.L -1);
Pmin: 最高或最低膨压(MPa); tmin: 到达最高或最低膨压
的时间(s ); Po: 原始膨压(MPa)
501万贤崇等: 植物生理学研究中的压力探针技术
(5)
Vo: 细胞原始体积(m3); T1/ 2w’: 体积松弛曲线产生
的半时间(s ); poi: 细胞原始渗透势(MPa)
dV/dt = ALp(Dy) (6)
dV/dt: 体积松弛曲线的最初体积流速; Dy: 跨膜水
势梯度(MPa)
2 木质部压力探针
植物长距离水分运输的机理, 内聚力-张力学说主要依赖
于压力室实验技术的支撑(Scholander et al. , 1965)。
而压力室是一种间接测定木质部张力的方法。为了能
够直接测定木质部的压力, B all i ng和 Zim merm ann
(1990)在细胞压力探针的基础上加以改造, 称为木质部
压力探针技术, 它是至今为止唯一能直接测定木质部负
压的技术。木质部压力探针和高等植物细胞压力探针
基本上是一样的, 只是它们的压力-电流转换器不同, 细
胞压力探针测定膨压, 即正压, 而木质部一般处于张力状
态, 所以需要测定负压力。由于在负压下新形成的水和
硅油之间的界面容易产生空穴(cavitat ion), 所以该探针
中一般灌水, 而不是硅油。但是水和压力室内壁的亲和
程度比较低, 为了解决这个问题后来又有灌硅油的, 但需
要在毛细管顶端先小心地吸入少量(3-4 mL)去气泡水以
便当探针插入导管时, 探针中的液体能和导管中的汁液
顺利相接而不产生气泡(Wei et al. , 1999)。当探针插
入导管或管胞时, 压力会下降到大气压以下。对于灌水
的探针, 没有界面可作参照, 只能以压力下降为指示。
而灌硅油的探针可以参照界面移动。当探针插入木质
部导管或管胞时, 毛细管只能和细胞壁弥合, 而细胞壁在
毛细管挤压下容易产生裂痕, 加之处于蒸腾状态下的导
管或管胞内通常是负压, 因此给密封带来很大困难。至
今为止木质部压力探针技术一般只能在木质部测到 0.7
MPa 负压, 而且不稳定(Ball ing and Zimmermann, 1990;
Wei et al., 1999)。即使避开探头和细胞壁之间的密封
性不谈, 探针自身内部液体和金属或塑料的界面之间的
气种(air s eeds)也限制了压力探针所能承受负压的能
力。通常灌水探针能承受 1.0 MPa负压, 而灌油探针
可经受得住 1.4 MPa负压(Wei et al., 1999)。
3 根压力探针
Steudle 和 Jeschke(1983)成功地将细胞压力探针技术
运用到根系切段的根压及其水分和溶质关系参数的测定
中。根系切段(根尖部分)在营养液中可以继续吸收溶
质, 并在木质部导管中累积, 从而吸收水分产生根压。
把这样一段根系连接到根压力探针上, 该探针技术就可
以连续地测定根系的根压以及水分和溶质的流动。根
压力探针技术假设根系具有类似于细胞一样的渗透计功
能(Weatherley, 1982), 把内皮层及以外的组织看成是一
层复合膜, 其可以自由地透过水分, 但选择性地透过溶
质。水分或溶质在根外介质和木质部两相之间移动。
根压力探针的压力室较大, 无需毛细管探头, 代之以一根
有机玻璃管接在压力室上, 另一端制有密封接头, 用以安
装根系。压力室以及靠近压力室一半的有机玻璃管内
灌注硅油, 而在有机玻璃管剩余部分及密封头内注满蒸
馏水或 0.5 mmol.L-1 CaSO4 溶液, 最后装上根系, 旋
紧密封螺母。由于根压的存在, 根系密封好后, 压力探
针的记录仪上即显示压力上升。待压力稳定后(一般需
要 1-3个小时), 即可进行指标测定。需要指出的是, 根
系安装是一项精细的工作。松了会渗漏, 不能产生稳定
的根压; 太紧又会挤压根系的木质部导管, 增加系统的阻
力, 低估根系的导度, 甚至无法测量。因此操作者需要
练习一段时间才能熟练掌握。每次测定结束后, 需要做
切根实验来验证根系是否安装适当及根压的真实性。
从压力室连接处将根切下, 切后如压力探针指示的压力
立刻回零, 说明安装恰当。假如切根后, 压力不下降或
缓慢地下降, 则表示密封圈收得太紧, 所测定的数据无
效。切下的根系通常经扫描仪扫描后再通过
SigmaScan®软件算出它的表面积, 用于计算根系水力
学导度。根压值一般在 0.05-0.2 MPa范围内, 对于没
有根压的植物, 不适合用这种方法进行根系水力学导度
等参数的测定。
根压力探针的测定过程和细胞压力探针一样, 既可
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图 2 压力 - 松弛曲线模式图
(A) 静水压松弛曲线;
a: 胞液 /硅油界面后移、膨压下降; b : 胞液 /硅油界面前移、膨压上升; c : 界面固定、水分交换、膨压恢复
(B) 可透性溶质溶液的渗透压松弛曲线;
a: 加入可透过性溶质; b: 去除可透过性溶质; c: 界面固定、溶质及水分交换、膨压恢复
(C) 非可透性溶质溶液的渗透压松弛曲线;
a: 加入非可透过性溶质; b: 去除非可透过性溶质
(D) 系统体积变化导致相应压力变化曲线测定, 用以估算细胞壁体积弹性模量(e)
a: 推进界面; b: 拉回界面
Figur e 2 Pressure-relaxation curve
(A) Hydrostatic pressure relaxation;
a: Sap/silicone meniscus moves backw ard, and tugor dec lines; b: Sap/silicone meniscus moves f orw ard, and tugor increases; c:
Tugor recovery
(B) Osmotic pressure relaxation w ith permeable solutes;
a: Add permeable solutes ; b: Remove permeable solutes; c: Tugor recovery
(C) Osmotic pressure relaxation w ith non-permeable solutes;
a: Add impermeable solutes; b: Remove impermeable solutes
(D) dP/dV measurements for the estimation of e
a: Push meniscus; b: Draw back meniscus
以通过改变流体静压也可以通过改变介质渗透压来进行
压力松弛曲线的测定。不过计算上略有不同(Steudle
and Frensch, 1989; Azaizeh and Steudle, 1991; Zhu
and Steudle, 1991; Steudle, 1993)。在计算根系水
503万贤崇等: 植物生理学研究中的压力探针技术
力学导度时, 不用细胞壁体积弹性模量(e), 而是用系统的
弹性系数(b)。该指标与根系或木质部的体积没有关系,
具体请参阅下面的方程。
(7)
Lpr: 根系水力学导度(m3.m-2.s-1.MPa-1 或 m.s-1.
MPa-1); Ar: 根表面积(m2); T1/ 2: 水分在两相(根外介质
和木质部)间移动的半时间(s ); DV: 测定系统内体积的变
化(m3); DP: 压力的变化(MPa)。DP/DV=b, 测定系统
的弹性系数, 相当于单细胞的细胞壁体积弹性模量(e)。
(8)
Krs: 溶质移动的速度常数(s-1); Trs1/2: 溶质在两相
(根外介质和木质部)间移动的半时间(s); Psr: 溶质的透
性(m.s-1); Vx: 木质部的体积(m3)。
(9)
ssr: 根系的反射系数; DP: 测定系统内压力的变化
(MPa); Dpso: 根外介质渗透压的变化(MPa); ex: 木质
部的弹性模量(MPa); px : 木质部内溶液渗透压(MPa);
tmin: 压力从原始值到最大或最小值所需时间(s)。其中
(ex + px)/ex 用以修正木质部内体积变化所导致的内部
溶液浓度变化。由于 ex >>px, 该项接近于 1, 所以对 ss r
没有影响。
4 取样压力探针
取样压力探针是一种经过改造的细胞压力探针。在其
压力室上有一个额外的开口, 连接一个螺线管阀门。未
经改造的细胞压力探针插入细胞时, 膨压将细胞汁液推
进到毛细管中, 一方面使毛细管内压力上升而另一方面
该细胞的膨压下降。因此该细胞就会从其周围环境中
吸入水分, 导致细胞汁液浓度被稀释。由于植物细胞膜
的水力学导度很大, 有些细胞的水分交换时间在 1秒钟
左右(Wan et al. , 2004)。因此要避免水分交换从而得
到未被稀释的细胞汁液, 取样的速度需要很快, 最好是一
旦观察到细胞汁液进入到毛细管中, 就立刻将探头带着
汁液从细胞中抽出。但是, 当抽出探头, 毛细管内部的
压力会将取出的细胞汁液推出毛细管外, 收集不到所需
要的汁液。所以, 在抽出探头之前, 管内的压力必须要
降至和大气压平衡。虽然一般的压力探针可以借助微
型马达将压力室中的金属操纵杆回拉, 但这需要时间。
而这段时间就可以造成细胞汁液明显地被稀释(Malone
et al. , 1989)。取样压力探针则可以解决这个问题。当
其插入细胞时, 膨压将细胞汁液推进到毛细管中。与此
同时, 压力室内压力上升到一定程度, 加装的螺线管阀门
会立刻自动打开, 使探针系统的压力和大气平衡，这样
无需启动金属操纵杆, 缩短了取样时间。随后立刻抽出
探针, 将汁液注入到水饱和的低温石蜡油中。通过这个
操作过程就可以得到未被稀释的细胞汁液(Malone et
al. , 1989, 1991)。
5 细胞膨压/膜电位并合探针
顾名思义, 细胞膨压/膜电位并合探针(cell turgor/mem-
brane potential probe, T-EP probe)可用来同时测定细
胞膨压、水分关系参数和细胞膜电位(Zhu, 1996)。该
探针也是对常规细胞压力探针进行改装而成的。从外
形上看 T-EP 探针和常规细胞压力探针并无差别, 巧妙
的是在向玻璃毛细管灌注硅油之前先灌注氯化钾溶液,
这样一来玻璃毛细管内壁上附有一薄层氯化钾, 在实验
中将起到导电的作用。另外, 在细胞压力探针的压力室
中安装了一根微型Ag/AgCl 电极用来测定细胞膜电位
(Zhu et al. , 2000, 2002)。
6 木质部离子选择压力探针
根系导管与其外面介质之间的电势差是植物吸收离子的
重要驱动力。另外根系吸水时可能出现随之携带溶质
的运输情况(Steudle, 1989; Zhu et al. ,1995), 具体反
映在根系对不同溶质的反射系数上。精确测定跨根系
电势差对深入了解根系吸收溶质的机理有很大的帮助。
Wegner和 Zimmermann(1998)在木质部压力探针基础
上发展出可以同时测定木质部压力和跨根系电势差的复
504 植物学通报 25(4) 2008
合探针技术。该技术既可以测定导管张力, 又解决了电
极精确定位的问题, 即通过检测压力的变化来判断毛细
管探头是否插入到导管内。另外, 它也可以显示出探头
是否畅通, 是否和导管内溶液接触等情况。该技术在木
质部压力探针的有机玻璃压力室中增设了一个微型电势
电极。木质部离子选择压力探针技术( ion-se lec t ive
xy lem pressure probe)在此基础上进一步复合化, 它的
探头是由 2根并排的玻璃毛细管组成, 形成 2个室。其
中一根用作探测压力和电势差, 而另一根用于安装一根
微型的离子选择电极, 该电极可用于测定pH值或其它特
定的离子。制备离子选择电极的毛细管内部需进行硅
烷化处理, 然后在其前端的内部灌制离子(如 K+、H+)选
择电极的膜及相应的混合溶液。详细内容请参考
Wegner和 Zimmermann(2002, 2004)的有关报道。
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Pressure Probe Techniques in Studies of Plant Physiology
Xianchong Wan1*, Qing Ye2
1In sti tute of Ne w Fore st Techno logy, Chin ese Acade my of Fore stry, Bei jin g 1 0009 1, Chi na; 2Bi olo gical La borato rie s, Ha rva rd
Un iversit y, MA 0 213 8, USA
Abstr act Pressure probe techniques are bas ically employed to measure the size and changes in pressure in micro-systems. The
pressure probe or iginally w as des igned to detect giant algal-cell turgor , then w as adapted to measure turgor and other w ater-
relation parameters of higher plants af ter being improved by reduc ing magnitude and increas ing accuracy. The techniques are
based on theor ies of the thermodynamics of liquid. Through calculation w ith use of equations from liquid physics, the techniques
can be used to measure w ater f low and hydraulic conductivity through individual cells and tissues of plants, determine the relative
flow of w ater and solutes over membranes and organs and their interac tions , and determine the r igidity of the cell w all. The
techniques now have become a diverse tool f or research into plant physiology and eco-physiology . This pressure-probe technique
can measure in situ permeability of cell membranes to w ater and solutes at the resolution of single cells and hence is a useful tool
to study function and regulation of w ater channels (aquapor ins) of intact plant cells. The recently developed xylem-pressure probe
technique is the only means to direc tly measure negative pressure in xy lem conduits. Additionally, the technique is used to extract
sap from an individual cell and detec t pH and ion concentrations in xylem conduits . In this paper, w e introduce the bas ic principles
and the theoretical background underlying the pressure probe and detail the operational skills.
Ke y w ords cell water rel ati ons, pressure probe , refle cti on coe ffi cie nt, sol ute transport , turg or
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(责任编辑: 刘慧君)