全 文 ：植物学通报Chinese Bulletin of Botany 2007, 24 (3): 302-310, www.chinbullbotany.com
收稿日期: 2007-01-12; 接受日期: 2007-02-14
基金项目: 国家自然科学基金重点项目(No. 30330310)
* 通讯作者。E-mail: wcyang@genetics.ac.cn
.综述.
植物雌配子体发育研究进展
杨维才 *, 石东乔
中国科学院遗传与发育生物学研究所, 中国科学院分子发育生物学重点实验室, 北京 100101
摘要 高等植物雌配子体的形成涉及孢原细胞和大孢子母细胞的确立与分化、大孢子发生、功能大孢子以及胚囊的形成和
发育等多种复杂调控过程。随着当代生物技术及功能基因组学的发展, 近年对雌配子体发育的研究已从细胞学描述逐渐过渡
到对基因和发育调控分子机理的探索。以拟南芥、水稻和玉米等模式植物为材料进行的相关研究, 丰富了人们对于植物雌配
子体和其它有性生殖过程遗传调控机理的认识。本文着重阐述了植物雌配子体发生和发育过程, 并综述了这一领域最新研究
进展。
关键词 胚囊, 雌配子体, 有性生殖
杨维才, 石东乔 (2007). 植物雌配子体发育研究进展. 植物学通报 24, 302-310.
雌雄配子体的形成是世代交替的关键过程之一。
在动物中, 生殖细胞在胚胎发育早期已经确立, 而植物生
殖干细胞是由体细胞分化发育而来, 因此需要经历一个
重新发生的过程。配子体的形成可以划分为两个连续
的过程, 即孢子发生和配子体发生。通常, 从孢原细胞
分化到减数分裂完成之间的发育过程称为孢子发生; 配
子体发生是指从单倍体孢子到胚囊和花粉形成, 及做好
受精准备之间的发育阶段。由此可见, 雌配子体发生是
一系列细胞分化和发育的最终结果, 包括孢原细胞和大
孢子母细胞的分化、减数分裂、功能大孢子的确立、
配子细胞命运的选择及其功能的分化等精确调控的发育
过程。高等植物的雌配子体是一个由 3个反足细胞、1
个中央细胞、2个助细胞和1个卵细胞构成的七细胞胚
囊结构。在拟南芥和水稻等模式植物中, 反足细胞在受
精前已完全降解, 留下由中央细胞、助细胞和卵细胞构
成的雌性生殖单位。雌性生殖单位中每种细胞都具有
相应的功能分化, 涉及花粉管导向、精子的释放与传
递、精 -卵及精 -中央细胞的融合以及受精后合子的激
活等。
雌配子体发生和发育过程是研究细胞分化发育遗传
调控机制的优良体系。近几年来, 利用模式植物生殖细
胞分化和配子体发生体系研究细胞分化的遗传调控已经
成为生物学中一个很活跃的研究领域。本文着重评述
在模式植物拟南芥和水稻的生殖细胞分化、雌配子体
发生和配子体细胞的功能等方面的研究进展。
1 孢原细胞和大孢子母细胞分化的遗传
调控
在珠心发育的早期阶段, 雌蕊隔膜边缘下表皮(L2)细胞分
裂, 形成一定数目的、形态上无明显差异的原基细胞,
构成胚珠原基。原基顶端 1个 L2细胞开始分化, 形成
一个体积较大、细胞核明显且细胞质丰富的细胞, 镜下
观察显示其与其它相邻细胞显著不同, 这个细胞即为孢
原细胞。在拟南芥等薄珠心类型的植物中, 孢原细胞直
接作为大孢子母细胞, 进行减数分裂产生大孢子。对于
大多数被子植物来说, 孢原细胞可以进行1次平周有丝
分裂, 产生1个外侧的初生周缘细胞和1个内侧的初生
造孢细胞。而在厚珠心类型的植物中, 初生周缘细胞经
过进一步的平周和垂周分裂产生多层的周缘组织, 初生
造孢细胞通常并不再继续有丝分裂, 而是直接分化为大
孢子母细胞。然而, 对于一些分类群, 诸如木麻黄科
303杨维才等: 植物雌配子体发育研究进展
(Casuar inaceae)、蔷薇科(Rosaceae )、百合科
(Liliaceae)以及桦木科(Betulaceae)的一些属(刘雪梅和
杨传平, 2005)的植物, 由于有多个孢原细胞发生分化
或是造孢细胞的有丝分裂, 可能会形成多个大孢子母
细胞(Bouman,1984)。这种现象通常与多胚性和无
配子生殖有关。在薄珠心胚珠中, 例如拟南芥和水稻,
孢原细胞直接分化成造孢细胞, 并且只产生1个大孢
子母细胞。
从体细胞分化形成生殖细胞或孢原细胞的分子调控
机理是什么？有哪些基因参与？这方面的研究才刚刚开
始。最近研究表明, SPOROCYTELESS (SPL) /
NOZZLE (NZL) 基因(Yang et al., 1999; Schiefthaler
et al., 1999)可能是调控体细胞向生殖细胞分化的关键
基因之一。在 spl突变体中, 大孢子母细胞和小孢子母
细胞都不能形成。但孢原细胞能否形成还不清楚, 因为
除了细胞大小等形态标志外, 目前还没有发现孢原细胞
特异的分子标记(Yang and Sundaresan, 2000)用以验
证。起初根据细胞形态判断, 在 spl突变体胚珠中可能
形成了胚珠孢原细胞, 并推测SPL基因控制孢原细胞到
大孢子母细胞的转变(Yang et al., 1999)。2004年 Ito
等的研究证明SPL是控制体细胞向生殖细胞分化的关
键基因。当 SPL过表达时, 可以使花瓣体细胞变成生
殖细胞, 经小孢子发生途径直接形成花粉(Ito et al.,
2004)。本实验室还证明 AGAMOUS(AG)通过与 SPL
基因 3端的CArG-box结合, 直接激活SPL的表达, 从
而使体细胞向生殖细胞转变。这说明 SPL是调控体细
胞向生殖细胞分化的关键基因。Ito等(2004)只观察到
小孢子发生, 未观察到大孢子发生, 在体细胞向孢原细胞
分化这一环节上， 不知雌雄发生途径是否具有不同的调
控网络, 还是相同的机理, 值得进一步探讨。
SP L 编码一个独特的转录调控因子, 含一个与
MADS结构域有部分同源的区域和一个 C-端MYC类
HLH二聚体特征序列。所以SPL很可能和其它一些转
录因子共同调节一系列孢原细胞形成所必需的基因。
所以, 以SPL为突破口, 对其功能和上下游调控基因进
行鉴定和验证, 将有助于我们了解植物体细胞向生殖细
胞转变的分子遗传机理。
对于一个特定的种来说, 孢原细胞和大孢子母细胞
的数目是怎样决定的呢？孢原细胞和大孢子母细胞发育
的模式在大多数植物物种中是固定的, 提示其数目是遗
传决定的。很可能在胚珠原基发育过程中, 存在细胞间
相互作用和信号转导, 而使细胞明白“谁”将分化形成孢
原细胞。或者也可能这只是一个随机选择的过程。在
野生型玉米中, 仅有1个下皮细胞发育为孢原细胞, 然而
在突变体mac1中, MULTIPLE ARCHESPORIAL
CELLS (MAC1)基因的突变导致多个L2细胞分化为孢
原细胞(Sheridan et al., 1996), 而多个孢原细胞又能够
经过正常分化形成减数分裂母细胞并完成减数分裂, 结
果在每个胚珠中形成多个胚囊。这表明MAC1在决定
孢原细胞命运过程中起作用。因为MAC1突变是隐性
的, 所以该基因很可能是通过控制一个抑制相邻原基细
胞转变为孢原细胞的信号的产生, 从而调控孢原细胞的
命运(Yang and Sundaresan, 2000)。 有趣的是, mac1
突变体花药中的小孢子母细胞不能完成减数分裂而导致
雄性败育, 产生这种雌雄表型差异的原因也许是个体发
育和/或大小孢子发生之间的发育差异(Sheridan et al.,
1999)。不过, MAC1基因的克隆可以提供一些孢原细
胞的数目和命运决定的线索。
最近的研究表明, 大孢子母细胞的数目可能受植物
细胞中普遍存在的蛋白激酶信号转导途径的调控。目
前已从拟南芥和水稻模式植物中克隆到了一些控制孢子
母细胞数目的基因 , 包括拟南芥的 E X C E S S M I -
CROSPOROCYTE1 (EMS1)/EXCESS SPOROCYTE
1 (EXS1) (Zhao et al., 2002; Canales et al., 2002),和
水稻的MULTIPLE SPOROCYTE 1(MSP1) (Nonomura
et al., 2003)。水稻msp1突变体与玉米mac1表型相
似, 其大孢子母细胞的数目最多达15个, 而不是正常的
1个大孢子母细胞; 另外, msp1小孢子母细胞的数目也
比野生型多出 50多个。虽然msp1与mac1表型很相
似, 但目前还不清楚孢子母细胞数目的增加是因为孢原
细胞数目增多了呢, 还是由于孢原细胞分裂的结果。与
MSP1不同, EMS1和EXS1突变只影响小孢子母细胞
的数目, 而对大孢子母细胞数目没有影响。MSP1基因
在胚珠基部表达, 而在胚珠上部孢原细胞和大孢子母细
304 植物学通报 24(3) 2007
胞中并不表达。同样, 在早期发育的花药中, MSP1只
在初生和次生周缘细胞中表达, 而在造孢细胞中并不表
达。在成熟花药中, MSP1在绒毡层表达最高, 其次是
中间层和内皮层, 这说明MSP1的作用是确保只有特定
的细胞、而非花药和胚珠中的其它细胞进入孢子发生
途径。MS P1 编码一个富含亮氨酸区域的受体激酶
(leucine-rich repeat receptor kinase, LRR Ser/Thr
Kinase), 该酶和相应的配体分子结合才能起作用。因
此, 对于这些受体蛋白激酶配体的鉴定及其信号转导途
径的研究, 无疑将对大孢子母细胞数目调控机理的认识
有重要意义。
2 大孢子发生
随着珠心的发育, 孢原细胞的体积增大, 转变为大孢子母
细胞。除明显的形态变化外, 细胞器的分布也在发生改
变, 从减数分裂开始, 细胞器沿合点-珠孔轴的极性分布
变得明显。一般来说, 质体和线粒体集中在大孢子母细
胞的合点端, 而内质网主要集中在珠孔端。在减数分裂
过程中, 线粒体和质体的形态也发生很大的变化, 核糖体
数目从细线期到中期显著减少, 与珠心细胞在形态学上
有明显的差异。细胞核一般位于大孢子母细胞的中央
或稍微偏向珠孔端, 核仁明显。同时, 细胞壁中胼胝质
(b-1,3-葡聚糖)沉积和胞间连丝也呈现明显的极性和动
态分布。胼胝质沉积是较为动态的, 其在大孢子发生中
的作用仍需进一步的研究。
减数分裂是大孢子发生的一个关键步骤, 但对高等
植物减数分裂调控研究的报道还不多见。早期研究提
示只要减数分裂前期的大孢子母细胞没有进入细线期,
就可以转往有丝分裂途径(Stern and Hotta, 1969; Ito
and Takegami, 1982)。近期对玉米和拟南芥的遗传学
和细胞学研究提供了更多证据。在玉米 ame io t i c1
(am1-1)突变体中, 大孢子母细胞和小孢子母细胞都可以
进入减数分裂前期 I, 但却不能进入减数分裂期。相反,
它们将会进行额外的一次或多次连续的有丝分裂
(Golubovskaya et al., 1992; Staiger and Cande, 1992),
但大 /小孢子母细胞的有丝分裂产物最终会被降解。以
上研究表明, AM1-1基因的产物很可能控制大孢子母细
胞和小孢子母细胞进入减数分裂途径或脱离有丝分裂途
径(Golubovskaya et al., 1997)。在prophase I arrest
(praI) 突变体中, 大孢子母细胞可以进行减数分裂直至减
数分裂前期I的偶线期, 随后降解(Golubovskaya et al.,
1993)。 在拟南芥的 switch1 突变中, 因大孢子母细胞
发生了多余的有丝分裂, 导致胚囊发生推迟, 使细线期染
色单体的粘着和二价染色体的形成都受到影响
(Motamayor et al., 2000)。这表明, 姊妹染色单体粘
着的形成需要SWI1, 而其维持却不需要(Mercier et al.,
2001)。分子生物学结果显示, SWI1基因编码一个与
酵母和植物中的粘着素没有同源性的新的蛋白。在玉
米absence of first division (afd1)和拟南芥dyad突变
体中, 大孢子母细胞可以完成减数分裂I, 但不能完成减
数分裂II(Golubovskaya, 1989; Siddiqi et al., 2000)。
AFD1编码一个 REC8/ALPHA-KLEISIN同源蛋白,
DYAD编码一个未知功能蛋白, 它们调控同源染色体配
对(Agashe et al., 2002; Golubovskaya et al.,2006)。
然而, 在玉米elongated1和el1突变体中, 减数分裂II受
到影响, 结果二分体细胞跨过了减数分裂II形成了未减
数的胚囊(Rhoades, 1956; Barrell and Grossniklaus,
2005)。
染色体正常配对和分离是顺利完成减数分裂的保障,
虽然在某些突变体中减数分裂可以完成, 但影响染色体
配对和分离的突变常常造成大孢子异常。在拟南芥
dmc1 (Couteau et al., 1999)、spo11-1 (Grelon et al.,
2001 ) 和dyad等突变体中, 减数分裂中联会和二价染
色体不能正常形成, 从而造成染色单体的无规则分离, 最
终不能产生功能大孢子。这些研究表明减数分裂进程
受到严格的遗传调控。关于植物减数分裂分子细胞机
理的研究, 请参阅 Hamant等(2006)。
另外, 其它的一些孢子体组织, 如珠被, 也与大孢子
母细胞功能的正常发挥密切相关。影响珠被发育的突
变, 如aintegumenta和sap, 同样造成大孢子母细胞形
成和减数分裂障碍。所以, 孢子体组织可能会在支持配
子体发育方面起作用(Gasser et al., 1998; Yang and
Sundaresan, 2000)。
305杨维才等: 植物雌配子体发育研究进展
3 功能大孢子的形成
大孢子母细胞减数分裂I末, 形成二分体, 但不均等的胞
质分裂常常导致两个体积不等的细胞形成。这两个细
胞都含有多个包含核糖体和细胞器的中央自体吞噬泡
(Schulz and Jensen, 1986); 它们之间的横壁是不规则
的且没有胞间连丝, 而且在胞质分裂后不久就发生胼胝
质沉积。一般功能端的细胞比较大, 且从大孢子母细胞
中接受了较多的细胞质。然而, 位于非功能端的细胞虽
然包含有大孢子母细胞中的各种细胞器, 却比较小, 且从
大孢子母细胞中接受了较少的细胞质。这种大孢子母
细胞减数分裂时胞质发生不均等分裂的现象在许多植物
中普遍存在。王福青等(2000)观察花生的大孢子发生过
程, 亦发现大孢子母细胞减数分裂的两次分裂均表现胞
质不均等分裂, 结果在合点端的功能大孢子具有多而浓
的胞质。
减数分裂形成4个单倍体大孢子(四分体)。对于大
多数高等开花植物来说, 仅有1个大孢子存活并继续进
行大配子发生, 而其它的3个大孢子则会逐步凋亡。对
于一种植物而言, 4个大孢子中的哪一个会成为功能大孢
子常常是固定的。在拟南芥、水稻以及近年兴起的抗
盐模式植物小盐芥中(董美芳等, 2006), 合点端的大孢子
为功能型大孢子, 发育成胚囊。与大孢子母细胞相比,
大孢子包含较长的质体和较短的粗面内质网(Bajon et
al., 1999)。大孢子细胞之间细胞壁中胼胝质动态浸渗
和胞间连丝的形成特点, 是大孢子发生普遍存在的现象
(Willemse and van Went, 1984)。 通常, 非功能端的
大孢子之间没有胞间连丝的形成, 并且, 胼胝质浸渗持续
于整个孢子退化的过程中(Rodkiewicz, 1970)。然而,
功能大孢子通过不计其数的胞间连丝与珠心细胞相连
(de Boer-de-Jeu, 1978; Bajon et al., 1999)。这提示
胞间连丝可能就成为了营养物质从珠心组织流向大孢子
的“高速公路”, 为合点端大孢子提供营养。
细胞壁中胼胝质(b-1,3-葡聚糖)动态沉积是大孢子发
生中的一个普遍现象, 其作用也并不十分清楚。在遗传
学和分子生物学手段的帮助下, 现在有可能通过诸如b-
1,3-葡聚糖基因敲除的方法或者引入b-1,3-葡聚糖酶造
成胼胝质的降解来确定在大配子发生过程中胼胝质沉着
的作用。在小孢子发育过程中胼胝质的提前降解并不
影响减数分裂, 但会形成畸形的和对渗透敏感的小孢子
(Worrall et al., 1992), 最终导致小孢子败育。现在还
不清楚胼胝质在大孢子发生中是否起着和在小孢子发育
中相似的作用, 或参与了功能大孢子的确立。
4 胚囊细胞命运的遗传调控
经过细胞分化和生长, 功能大孢子在细胞质成分和细胞
器组成上有了显著的变化, 体积显著增加, 并沿合点-珠
孔轴伸长, 从而形成一个椭圆形或是泪滴形的细胞。有
丝分裂沿着合点-珠孔轴形成纺锤体, 核分裂形成1个二
核胚囊。第1次核有丝分裂后不久, 大量小液泡聚集形
成1个中央大液泡, 从而将2个核分别推移至合点端和
珠孔端。接着, 第 2、3次核有丝分裂相继发生, 最终
形成一个八核胚囊。8个细胞核被 1个中央液泡分开,
形成 4n+4n的构型。
在3次核有丝分裂过程中, 细胞器在形态学和数目
上发生了显著的变化。其中, 线粒体和质体的去分化和
再分化以及中央液泡中水解活动的完成被认为是从营养
性到生殖性分化的过渡(Huang and Russell, 1992)。3
次自由核分裂后, 胚囊中含有 4n+4n构型的 8个细胞
核。这种模式从物理学上认为是由第1次核分裂末形成
的中央液泡造成的。随后两端各有一个特定的细胞核
沿细胞质索向胚囊中央移动, 形成相互靠近的2个极核,
通常2个极核的融合发生在细胞化开始之后。胚囊的细
胞化形成一个七细胞胚囊: 即合点端3个较小的反足细
胞, 含中央大液泡和1个融合了的双倍体核的中央细胞,
以及珠孔端的2个助细胞和1个卵细胞。配子体细胞虽
然来自于同样的一个前体细胞, 却有4种细胞命运: 卵细
胞、助细胞、中央细胞和反足细胞。在大多数物种中,
反足细胞常常在受精前退化, 但在玉米等物种中, 反足细
胞可能会进行进一步的有丝分裂, 形成多个反足细胞。
中央细胞受精后形成三倍体的胚乳, 而卵细胞受精后形
成胚。
那么这些细胞的命运是如何确定的？八核胚囊中各
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个细胞核的形态差异明显。研究表明, 在四核阶段发生
的营养与生殖不同发育程序的分化是至关重要的, 而其
后的细胞化步骤可能最终推动了生殖发育进程(Huang
and Russell, 1992)。虽然这种调控程序是如何建立的
还不十分清楚, 但大豆胚囊发育的研究显示, 卵细胞核和
助细胞核的命运可能与珠孔端2个核中的1个在合点端
的运动有关(Folsom and Cass, 1990)。这表明, 胚囊
成熟过程中核的位置在雌配子体的细胞命运决定中起重
要作用。与此类似, 有丝分裂纺锤体和细胞板的定向可
能正如在小麦的胚囊发育中显示的一样, 也在该过程中
起作用。另外, 一些胚囊内部或外部的极性和位置信息
也存在于胚囊中, 决定细胞命运(Grossnik laus and
Schneitz, 1998)。
胚囊的细胞化和有丝分裂的周期可能是独立调控的,
而配子体细胞的命运则可能依赖于有丝分裂周期的完
成。在 hadad (hdd)突变体中核分裂被扰乱, 导致形成
双核、四核和八核胚囊, 且两极的核分裂也不同步。然
而, 细胞化有时会在有丝分裂周期完成之前过早发生。
这表明, 胚囊的细胞化不受有丝分裂周期是否完成的影
响。这种过早的细胞化和两极不同步的核分裂也已经
在玉米的突变体中观察到(Vol lbrecht and Hake,
1995)。然而, 过早细胞化的胚囊细胞不能分化形成确
定的配子细胞类型(Moore et al., 1997)。另外, 在玉
米indeterminate gametophyte 1 (ig 1)突变体胚囊中,
配子细胞数目增加, 这些额外细胞的命运与其在胚囊中
所处位置密切相关(Evans, 2007)。 这证明了细胞命运的
确定不仅需要适合的核分裂, 也需要正确的空间信息。
5 胚囊发育的遗传控制
雌配子的发育涉及许多基本的现象, 例如核迁移与融
合、极性、细胞死亡、不均等分裂和细胞命运的确
定。我们对在雌配子发育过程中调控这些细胞过程的
基因或基因产物知之甚少(D re ws e t a l . , 19 98 ;
Grossniklaus and Schneitz, 1998)。主要因为包含几
个细胞的雌配子体被多细胞胚珠包埋在花器、心皮或
子房中, 所以较难观察。然而, 对玉米(Vollbrecht and
Hake, 1995) 和拟南芥(Vizir et al., 1994)中染色体缺失
的传递, 以及在T-DNA或转座子插入系中配子体突变的
高发生率(-1%)(Moore et al.,1997; Drews et al., 1998)
的研究表明, 相当多的基因是雌配子体发育所需要的。
玉米中胚囊缺陷突变体的分析表明, 一些胚囊表达的基
因涉及一些基本的细胞过程的调控, 如在雌配子体发育
过程中的核迁移、极性以及发育事件的协调
(Vollbrecht and Hake,1995)。在玉米中进行此类基因
的分离相对困难, 但随着其基因组测序的进行, 越来越多
的玉米突变基因得到了确认。
近来, 在拟南芥这一模式植物中的研究进展使人们
对雌配子体发育的基因调控有了一些了解(Yang and
Sundaresan, 2000)。在插入诱变、整体透明及激光
共聚焦显微技术的帮助下, 基于配子体突变的非孟德尔
式分离的基因筛选和表型分析成为可能(Moore et al.,
1997; Christensen et al., 1997)。近来, 在拟南芥中,
通过寻找由T-DNA(Feldmann et al., 1997; Howden et
al., 1998)或转座子(Grossniklaus et al., 1995; Moore
et al., 1997)携带的抗生素标记, 以及染色体标记(Grini
et al., 1999)的非孟德尔式分离, 来进行配子体突变的系
统化筛选、鉴定和综合分析了大量的突变。
6 胚囊细胞核分裂的基因调控
要形成一个八核胚囊, 功能大孢子必须经过 3次核分
裂。所以人们预期, 基本的细胞周期是必需的, 并且这
些细胞周期所涉及的基因突变可能扰乱核分裂。
Anaphase Promoting Complex (APC)的组成成分， 如
NOMEGA/CDC16 (Kwee and Sundaresan, 2003)、
APC2(Capron et al., 2003)及PROLIFERA (PRL), 一
个DNA复制起始所必需的MCM2-3-5家族成员功能的
丧失都导致胚囊细胞核分裂失控(Springer et al., 1995;
Yang and Sundaresan, 2000)。在 cdc16突变中, 胚
囊发育停滞在双核阶段; 而在prl突变中, 胚囊发育则停
留在四核阶段。这表明APC和PRL分别为胚囊第2次
和第 3次核分裂所需。
至今, 报道的大多数雌配子体突变都是核分裂调控
307杨维才等: 植物雌配子体发育研究进展
缺陷。在拟南芥的 5个突变及玉米的 1个突变中, 胚囊
发育停滞在单核阶段(Drews et al., 1998)。这包括拟
南芥中的 female gametophyte2(fem2)、fem3、
gametophy factor(gf)、gfa4和gfa5及玉米中的 lethal
ovule 2 (lo2)突变。从这些突变中, 无法得到详细的细
胞学表型特征, 所以并不知道哪些细胞过程被影响。相
对应的基因也没有被分离出来。然而, 现已表明, 这些
基因产物是雌配子体发育早期所必需的。最近的研究
发现阿拉伯半乳糖结合蛋白(arabinogalactan protein,
AGP)参与了调控功能大孢子的进一步发育,当 AGP18
基因沉默后,功能大孢子不能生长和进行第 1次核分裂
(Acosta-Garcia and Vielle-Calzada, 2004),相关结果为
了解AGP蛋白及其糖修饰在雌配子体发育中的作用奠
定了基础。
除了CDC16 和PRL, HDD的基因产物也为第2次
核分裂所必需, 因为在HDD突变中, 胚囊被停留在双核
阶段, 这表明, CDC16和 HDD都是第 2次分裂所必需
的。PRL基因的敲除造成胚囊被停留在四核阶段, 并且
是胚囊致死的— 表明PRL对于所有的细胞类型都是必
需的基因。值得注意的是, HDD和 LO2是多效的, 并
会造成胚囊停留在一、二、四核阶段。更有趣的是,
如上文所述, 一些hdd突变胚囊表现出两极的核分裂不
同步。这表明HDD在协调珠孔端和合点端的核分裂上
也起作用(Moore et al., 1997 )。类似地, 细胞核的不
同步分裂也发生在玉米的 ig1突变中。细胞核分裂的次
数受严格控制, 其失控导致胚囊不能正常发育。在 ig1
和拟南芥retinoblastoma-related1 (rbr1)突变体中, 核
分裂失控导致胚囊中核数目增加。在 ig1突变体胚囊中
形成额外的卵细胞、中央细胞和极核(Evans, 2007);
RBR是调控细胞周期的关键基因之一(Ebel et al. ,
2004), 而 IG1编码一个和AS2同源的含LOB结构域的
核转录调控因子(Evans, 2007)。以上的研究结果表明,
在雌配子体发育过程中, IG在保持适当数目的有丝分裂
周期上起作用。而且, hdd、ig1和 lo2突变体的胚囊
也在核迁移 / 位置及微管组织上有缺陷。这表明 ,
HDD、RBR、IG1和 LO2可能控制多重步骤从而确保
在胚囊形成过程中, 不同的发育事件都会在时空上有序
地发生。除单个基因水平的调控外, 在染色质水平的调
控也是胚囊核分裂的重要途径(Huanca-Mamani et al.,
2005)。
7 控制其它细胞事件的基因
在拟南芥、水稻和玉米中, 其它的一些突变也已经被分
离出来。它们包括 gfa2、gfa3及 gfa7。在这些突变
中, 极核能够正常迁移、相邻排列, 但不能互相融合
(Drews et al., 1998)。表明这些基因产物很可能涉及
极核的融合, 它们的功能可能会为核融合的分子机制提
供信息。
拟南芥突变体 feml和 fem4是大配子发育突变体,
在其胚囊发育中, 细胞化过程受到影响(Drews et al.,
1998)。 在fem1中, 胚囊细胞化之前的核分裂能够正常
进行, 但是其胚囊的细胞化存在缺陷, 导致雌配子体的中
央液泡无法形成或保持。在 fem4中, 含有不正常液泡
的卵细胞和助细胞的异常形态学可以证明, 细胞化受到
了影响。这些数据表明, 液泡及内膜系统在雌配子体发
育中起着重要的作用。
有关影响胚囊细胞分化和功能的基因的报道正在不
断涌现(Pagnussat et al., 2005),如FEM111/AGL80突
变后影响中央细胞核仁和液泡的成熟, 并调控中央细胞
特异基因 DEMETER和 DD46 的表达(Portereinko et
al., 2006)。MYB98突变后使胚囊失去花粉管导向的能
力,该基因在助细胞特异表达(Kasahara et al., 2005)。
GFA2编码一个定位在线粒体的DnaJ蛋白, 是助细胞凋
亡必需的(Christensen et al., 2002)。这些胚囊细胞特
异转录调控因子的克隆, 为了解配子体细胞分化和功能
特化的分子遗传调控网络提供了条件。
8 总结与展望
雌配子体的形成是一个涉及许多基本的细胞生物学过程
的复杂的发育调控过程。我们对雌配子体发育的了解
更多是对事件的细胞学描述, 而在基因对发育过程调控
的分子机理方面却知之甚少。近年来, 拟南芥、水稻
308 植物学通报 24(3) 2007
和玉米等模式植物分子遗传学及影像技术的发展使雌配
子体发育的分子遗传调控机理变得清晰起来。胚囊发
育不同阶段的缺陷突变体和相应基因的分离及分子机理
的认识, 以及基因组学手段的应用(Pagnussat et al.,
2005; Yu et al., 2005), 不仅有助于我们对雌配子体发
育的进一步了解, 还会使我们对植物发育生物学整体的
认识更深一层。 此外, 单倍体配子体发育过程的研究, 对
了解调控细胞基本功能的持家基因, 如APC2、RBR1和
SWA1(Shi et al., 2005)的生物学功能具有重要的意义。
参考文献
董美芳, 胡楠, 尚富德 (2006). 小盐芥大孢子发生和雌配子体发育.
植物学通报 23, 658-664.
刘雪梅, 杨传平 (2005). 东北地区白桦雌配子体的形成与胚胎发育
研究. 植物学通报 22, 147-152.
王福青, 王铭伦, 丛明日, 郑芝荣 (2000). 花生两性细胞发育关系
的研究. 植物学通报 17, 366-371.
Acosta-Garcia G, Vielle-Calzada JP (2004). A classical
arabinogalactan protein is essential for the initiation of female
gametogenesis in Arabidopsis. Plant Cell 16, 2614-2628.
Agashe B, Prasad CK, Siddiqi I (2002). Identification and analy-
sis of DYAD: a gene required for meiotic chromosome
organisation and female meiotic progression in Arabidopsis.
Development 129, 3935-3943.
Bajon C, Horlow C, Motamayer JC, Sauvanet A, Robert D
(1999). Megasporogenesis in Arabidopsis thaliana L: an ul-
trastructural study. Sex Plant Reprod 12, 99-119.
Barrell PJ, Grossniklaus U (2005). Confocal microscopy of
whole ovules for analysis of reproductive development: the
elongate1 mutant affects meiosis II. Plant J 43, 309-320.
Bouman F (1984). The ovule. In: Johri BM, ed. Embryology of
Angiosperm. Berlin: Springer-Verlag. pp.123-157.
Canales C, Bhatt AM, Scott R, Dickinson H (2002). EXS, a
putative LRR receptor kinase, regulates male germline cell
number and tapetal identity and promotes seed development in
Arabidopsis. Curr Biol 12, 1718-1727.
Capron A, Serralbo O, Fülöp K, Frugier F, Parmentier Y,
Dong A, Lecureui A, Guerche P, Kondorosi E, Scheres
B, Genschik P (2003). The Arabidopsis anaphase-promoting
complex or cyclosome: molecular and genetic characterization
of the APC2 subunit. Plant Cell 15, 2370-2382.
Christensen CA, King EJ, Jordan JR, Drews GN (1997).
Megagametogenesis in Arabidopsis wild type and the Gf
mutant. Sex Plant Reprod 10, 49-64.
Christensen CA, Gorsich SW, Brown RH, Jones LG, Brown
J, Shaw JM, Drews GN (2002). Mitochondrial GFA2 is re-
quired for synergid cell death in Arabidopsis. Plant Cell 14,
2215-2232.
Couteau F, Belzile F, Horlow C, Grandjean O, Vezon D,
Doutriaux MP (1999). Random chromosome segregation with-
out meiotic arrest in both male and female meiocytes of a dmc1
mutant of Arabidopsis. Plant Cell 11, 1623-1634.
de Boer-de Jeu MJ (1978). Megasporogenesis. A comparative
study of the ultrastructural aspects of megasporogenesis in
Lilium. Actual Bot 125, 176-181.
Drews GN, Lee D, Christensen CA (1998). Genetic control of
female gametophyte development and function. Plant Cell 10,
1-15.
Ebel C, Mariconti L, Gruissem W (2004). Plant retinoblastoma
homologues control nuclear proliferation in the female
gametophyte. Nature 429, 776-780.
Evans MMS (2007). The indeterminate gametophyte1 gene of
maize encodes a LOB domain protein required for embryo sac
and leaf development. Plant Cell 19, 46-52.
Feldmann KA, Coury DA, Christianson ML (1997). Excep-
tional segregation of a selectable marker (KanR) in Arabidopsis
identifies genes important for gametophytic growth and
development. Genetics 147, 1411-1422.
Folsom MW, Cass DD (1990). Embryo sac development in
soybean: cellularization and egg apparatus expansion. Can J
Bot 68, 2135-2147.
Gasser CS, Broadhvest J, Hauser BA (1998). Genetic analy-
sis of ovule development. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol
Biol 49, 1-24.
Golubovskaya I (1989). Meiosis in maize: MEI genes and con-
ception of genetic control of meiosis. Adv Genet 26, 149-92.
Golubovskaya IN, Hamant O, Timofejeva L, Wang CJ, Braun
D, Meeley R, Cande WZ (2006). Alleles of afd1 dissect REC8
functions during meiotic prophase I. J Cell Sci 119, 3306-
3315.
Golubovskaya I, Avalkina NA, Sheridan WF (1992). The ef-
fect of several meiotic mutations on female meiosis in maize.
Dev Genet 13, 411-424.
Golubovskaya I, Grebennikova ZK, Avalkina NA, Sheridan
309杨维才等: 植物雌配子体发育研究进展
WF (1993). The role of AMEIOTIC 1 gene in the initiation of
meiosis and in subsequent meiotic events in maize. Genetics
135, 1151-1166.
Golubovskaya I, Avalkina NA, Sheridan WF (1997). New in-
sight into the role of the maize AMEIOTIC1 locus. Genetics
147, 1339-1350.
Grelon M, Vezon D, Gendrot G, Pelletier G (2001). AtSPO11-
1 is necessary for efficient meiotic recombination in plants.
EMBO J 20, 589-600.
Grini PE, Schnittger A, Schwarz H, Zimmermann I, Schwab
B, Jürgens G, Hülskamp M (1999). Isolation of ethyl
methanesulfonate-induced gametophyt ic mutants in
Arabidopsis thaliana by a segregation distortion assay using
the multimarker chromosome 1. Genetics 151, 849-863.
Grossniklaus U, Moore J, Gagliano W (1995). Analysis of
Arabidopsis ovule development and megagametogenesis us-
ing enhancer detection. In: Signaling in Plant Development. Cold
Spring Harbor NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press. pp.
138-138.
Grossniklaus U, Schneitz K (1998). The molecular and genetic
basis of ovule and megagametophyte development. Semin Cell
Dev Biol 9, 227-238.
Hamant O, Ma H, Cande WZ (2006). Genetics of meiotic
prophase I in plants. Annu Rev Plant Biol 57, 267-302.
Howden R, Park SK, Moore JM, Orme J, Grossniklaus U
(1998). Selection of T-DNA-tagged male and female gameto-
phytic mutants by segregation distortion in Arabidopsis. Ge-
netics 149, 620-631.
Huanca-Mamani W, Garcia-Aguilar M, Leon-Martinez G,
Grossniklaus U, Vielle-Calzada JP (2005). CHR11, a chro-
matin-remodeling factor essential for nuclear proliferation dur-
ing female gametogenesis in Arabidopsis thaliana. Proc Natl
Acad Sci USA 102, 17231-17236.
Huang BQ, Russell SD (1992). Female germ unit: organization,
reconstruction and isolation. Int Rev Cytol 140, 233-293.
Ito M, Takegami MH (1982). Commitment of mitotic cells to
meiosis during G2 phase of premeiosis. Plant Cell Physiol 23,
943-952.
Ito T, Wellmer F, Yu H, Das P, Ito N, Alves-Ferreira M,
Riechmann JL, Meyerowitz EM (2004). The homeotic pro-
tein AGAMOUS controls microsporogenesis by regulation of
SPOROCYTELESS. Nature 430, 356-360.
Kasahara RD, Portereiko MF, Sandaklie-Nikolova L, Rabiger
DS, Drews GN (2005). MYB98 is required for pollen tube
guidance and synergid cell differentiation in Arabidopsis. Plant
Cell 17, 2981-2992.
Kwee HS, Sundaresan V (2003). The NOMEGA gene required
for female gametophyte development encodes the putative
APC6/CDC16 component of the anaphase promoting complex
in Arabidopsis. Plant J 36, 853-866.
Mercier R, Vezon D, Bullier E, Motamayor JC, Sellier A,
Lefevre F, Pelletier G, Horlow C (2001). SWITCH1 (SWI1):
a novel protein required for the establishment of sister chro-
matid cohesion and for bivalent formation at meiosis. Genes
Dev 15,1859-1871.
Moore JM, Vielle Calzada JP, Gagliano W, Grossniklaus U
(1997). Genetic characterization of hadad, a mutant disrupt-
ing female gametogenesis in Arabidopsis thaliana. Cold Spring
Harb Symp Quant Biol 62, 35-47.
Motamayor JC, Vezon D, Bajon C, Sauvanet A, Grandjean
O, Marchand M, Bechtold N, Pelletier G, Horlow C (2000).
Switch (swi1), an Arabidopsis thaliana mutant affected in the
female meiotic switch. Sex Plant Reprod 12, 209-218.
Nonomura KI, Miyoshi K, Eiguchi M, Suzuki T, Miyao A,
Hirochika H, Kurata N (2003). The MSP1 gene is necessary
to restrict the number of cells entering into male and female
sporogenesis and to initiate anther wall formation in rice. Plant
Cell 15, 1728-1739.
Portereinko MF, Lloyd A, Steffen JG, Punwani JA, Otsuga
D, Drews GN (2006). AGL80 is required for central cell and
endosperm development in Arabidopsis. Plant Cell 18, 1862-1872.
Pagnussat GC, Yu HJ, Ngo QA, Rajani S, Mayalagu S, Johnson
CS, Capron A, Xie LF, Ye D, Sundaresan V (2005). Genetic
and molecular identification of genes required for female ga-
metophyte development and function in Arabidopsis. Devel-
opment 132, 603-614.
Rhoades MM (1956). Genic control of chromosomal behaviour.
Maize Genet Coop News Lett 30, 38-48.
Rodkiewicz B (1970). Callose in cell walls during megasporo-
genesis in angiosperms. Planta 90, 39-47.
Schiefthaler U, Balasubramanian S, Sieber P, Chevalier D,
Wisman E, Schneitz K (1999). Molecular analysis of
NOZZLE, a novel gene involved in pattern formation and early
sporogenesis during sex organ development in Arabidopsis
thaliana. Proc Natl Acad Sci USA 96, 11664-11669.
Schulz P, Jensen WA (1986). Prefertilization ovule develop-
ment in Capsella: the dyad, tetrad, developing megaspore and
two-nucleate gametophyte. Can J Bot 64, 875-884.
Sheridan WF, Avalkina NA, Shamrov II , Batygina TB,
Golubovskaya IN (1996). The MAC1 gene: controlling the
310 植物学通报 24(3) 2007
commitment to the meiotic pathway in maize. Genetics 142,
1009-1020.
Sheridan WF, Golubeva EA, Abrhamova LI, Golubovskaya
IN (1999). The mac1 mutation alters the developmental fate of
the hypodermal cells and their cellular progeny in the mazie
anther. Genetics 153, 933-941.
Shi DQ, Liu J, Xiang YH, Ye D, Sundaresan V, Yang WC (2005).
SLOW WALKER1, essential for gametogenesis in Arabidopsis,
encodes a WD40 protein involved in 18S ribosomal RNA
biogenesis. Plant Cell 17, 2340-2354.
Siddiqi I, Ganesh G, Grossniklaus U, Subbiah V (2000). The
DYAD gene is required for progression through female meio-
sis in Arabidopsis. Development 127, 197-207.
Springer PS, McCombie WR, Sundaresun V, Martienssen
RA (1995). Gene trap tagging of PROLIFERA, and essential
MCM2-3-5-like gene in Arabidopsis. Science 268, 877-880.
Staiger CJ, Cande WZ (1992). AMEIOTIC, a gene that controls
meiotic chromosome and cytoskeleton behavior in maize. Dev
Biol 154, 226-230.
Stern H, Hotta Y (1969). Biochemistry of meiosis. In: Lima-de-
Faria A, ed. Handbook of Molecular Cytology. Amsterdam:
North-Holland. pp. 520-539.
Vizir IY, Anderson ML, Wilson ZA, Mulligan BJ (1994). Isola-
tion of deficiencies in the Arabidopsis genome by r-radiation
of pollen. Genetics 137, 1111-1119.
Vollbrecht E, Hake S (1995). Deficiency analysis of female ga-
metogenesis in maize. Dev Genet 16, 44-63.
Willemse MTM, van Went JL (1984). The female gametophyte.
In: Johri BM, ed. Embryology of Angiosperms. Berlin: Springer-
Verlag. pp.159-196.
Worrall D, Hird DL, Hodge R, Paul W, Draper J, Scott R
(1992). Premature dissolution of the microsporocyte callose
wall causes male sterility in transgneis tobacco. Plant Cell 4,
759-771.
Yang WC, Ye D, Xu J , Sundaresan V (1999) . The
SPOROCYTELESS gene of Arabidopsis is required for initia-
tion of sporogenesis and encodes a novel nuclear protein.
Genes Dev 13, 2108-2117.
Yang WC, Sundaresan V (2000). Genetcis of gametophyte
biogenesis in Arabidopsis. Curr Opin Plant Biol 3, 53-57.
Yu HJ, Hogan P, Sundaresan V (2005). Analysis of the female
gametophyte transcriptome of Arabidopsis by comparative
expression profiling. Plant Physiol 139, 1853-1869.
Zhao DZ, Wang GF, Speal B, Ma H (2002). The EXCESS MI-
CROSPOROCYTE1 gene encodes a putative leucine-rich
repeat receptor protein kinase that controls somatic and re-
productive cell fates in the Arabidopsis anther. Genes Dev 16,
2021-2031.
(责任编辑: 孙冬花)
Research Advances in Plant Female Gametogenesis
Weicai Yang* , Dongqiao Shi
Key Laboratory of Molecular and Developmental Biology, Institute of Genetics and Developmental Biology, Chinese Academy of
Sciences, Beijing 100101, China
Abstract Female gametogenesis in higher plants undergoes various developmental changes, including the de novo formation of
germline cells, the differentiation of the megaspore mother cell, meiosis, megaspore selection, and the development of the embryo
sac. Therefore, the system is excellent for dissecting these fundamental processes at both the genetic and molecular levels. This
review discusses the recent findings about these processes, with a focus on the model plant Arabidopsis.
Key words embryo sac, female gametogenesis, sexual reproduction
Yang WC, Shi DQ (2007). Research advances in plant female gametogenesis. Chin Bull Bot 24, 302-310.
* Author for correspondence. E-mail: wcyang@genetics.ac.cn