全 文 ：植物学通报 2005, 22 (4): 396~407
Chinese Bulletin of Botany
①国家自然科学基金项目(30270651)和烟台师范学院校基金项目(043302)资助。
②通讯作者。Author for correspondence. E-mail: suhongyan66@126.com
收稿日期: 2004-06-02 接受日期: 2004-07-27 责任编辑: 孙冬花
综述
胚珠发育的分子机理①
1宿红艳② 1王 磊 2张宪省
1(烟台师范学院生命科学学院 烟台 264025) 2(山东农业大学生命科学学院 泰安 271018)
摘要 胚珠是研究器官形态发生和模式建成遗传分子机理的一个理想系统。近年来, 关于胚珠特征
的决定、模式建成、珠被形态建成和胚囊形成等发育事件分子机理的研究取得了重要进展, 初步建立
了胚珠发育的基因调控模型。同时, 离体花器官再生系统为研究激素调控胚珠发育的机理提供了有效
途径。本文对拟南芥(Arabidopsis thaliana)胚珠发育的分子调控机制进行了综述。
关键词 胚珠, 突变体, 基因表达, 激素
The Molecular and Genetic Control of Ovule Morphogenesis
1SU Hong-Yan② 1WANG Lei 2ZHANG Xian-Sheng
1 (College of Life Sciences, Yantai Normal University, Yantai 264025)
2(College of Life Sciences, Shandong Agricultural University, Tai’an 271018)
Abstract The ovule has been used as an excellent model system to study morphogenesis and
organogenesis. Progress has been made in investigating the molecular mechanisms of several
aspects of ovule development, such as identity control, early pattern formation, integument
morphogenesis, and embryo sac development. A genetic network that controls the ovule devel-
opment process is presented. In addition, the in vitro floral regeneration system is useful for
studying the regulation of ovule development by plant hormones. This paper reviews the progress
made in the investigation of ovule development.
Key words Ovule, Mutant, Gene expression, Hormone
胚珠作为雌配子体的载体, 是种子的前身,
在被子植物有性生殖过程中起重要作用。胚
珠的发育过程伴随着显著的形态变化, 并且相
关基因一旦发生突变, 往往造成雌性不育, 该
特点为进行遗传分析提供了极大的方便。
因此, 胚珠的发育为研究器官的形态发生和模
式建成机理提供了一个理想的研究系统
(Gasser et al., 1998; Schneitz et al., 1998b;
Schneitz, 1999; Jiirgens, 2001)。本文将主要
以拟南芥为例对胚珠发育的分子机理做一简
要综述。
1 胚珠的发育
受精前的拟(Arabidopsis thaliana)南芥
3972005 宿红艳等: 胚珠发育的分子机理
胚珠属于倒生胚珠 , 包括珠心、珠被和珠
柄。胚珠原基来自于心皮内侧的胎座分生组
织。原基的前端发育成珠心 , 后端形成珠
柄。内、外两层珠被先后以环状从珠心基部
起始, 向上生长将珠心包围, 仅在顶端留下一
孔, 即珠孔。伴随珠被的生长, 胚囊在珠心内
发育成熟。胚囊的发育过程可分为大孢子发
生和雌配子体发育两个阶段。成熟的胚囊内
含有单倍体的卵细胞和由两个极核融合形成
的中央细胞核, 它们在受精之后分别发育成胚
和胚乳, 而珠被则发育成种皮(Schneitz et al.,
1995)。
借助于光学显微镜和激光共聚焦显微镜
等观察手段, Schneitz等(1995)对处于不同发育
时期的胚珠进行观察, 将胚珠的整个发育过程
分为胚珠发育早期、大孢子发生、雌配子体
发生和受精后发育4个阶段(表1), 并以拟南芥
为例详细描述了每个发育阶段的形态特征, 为
今后对胚珠发育进行系统的分子遗传学分析
奠定了基础。
2 胚珠发育的遗传控制及基因表达
为便于研究分析, 将胚珠的发育过程分为
4个时期: 胚珠原基特征的决定、原基模式的
建成、珠被的形态建成及胚囊的形成
(Schneitz et al., 1995)。人们通过化学诱变、
转座子和T-DNA插入诱变的方法, 已经获得
了一些胚珠发育异常的突变体。同时, 一些
表 1 不同发育时期拟南芥胚珠的形态特征
Table1 Stages of ovule development in Arabidopsis thaliana
胚珠的发育时期 相应的花发育时期
胚囊发育 孢子体组织发育 花发育时期 * 持续时间(小时)*
1. 胚珠的早期发育
1-Ⅰ 胚珠原基起始 4枚长雄蕊中出现小室(时期 8) 24
1-Ⅱ 原基伸长 花瓣原基基部具柄(时期 9) 60
2. 大孢子发生
2-Ⅰ 大孢子母细胞体积增大 花瓣与两枚短雄蕊在同一 12
水平线上(时期 10)
2-Ⅱ 内珠被起始
2-Ⅲ 外珠被起始, 合点端珠心
细胞分裂
2-Ⅳ 减数分裂 合点端珠心细胞体积增大 花丝开始伸长, 雄蕊变绿 30
(时期 11)
2-Ⅴ 四分体形成 两层珠被不断向上生长
3. 雌配子体形成
3-Ⅰ 珠孔端的 3个大孢子退 珠心和珠柄发生弯曲
化, 单核胚囊形成
3-Ⅱ 二核胚囊 外珠被将珠心和内珠 花瓣与长雄蕊在同一水平线上, 42
被包围, 胚珠开始扭转 花药变黄(时期 12)
3-Ⅲ 液泡出现 胚珠在珠柄上呈 90°
3-Ⅳ 四核胚囊 内珠被将珠心包裹, 内
层细胞开始分化
3-Ⅴ 八核胚囊形成, 并
发生细胞化
3-Ⅵ 中央细胞核融合, 内珠被中开始出现额外
反足细胞退化 细胞层
4. 受精后发育
*. 花发育时期的划分标准参照文献(Müller, 1961; Smyth et al., 1990)
*. Floral landmarks of corresponding floral stages are taken from Müller (1961) and Smyth et al. (1990)
398 22(4)
在胚珠和雌配子体中特异表达的基因也已被
分离出来(Gasser et al., 1998; Schneitz et al.,
1998b; Schneitz, 1999; Jiirgens, 2001)。
2.1 胚珠原基特征的决定
2.1.1 胚珠特征基因 基于对拟南芥和金鱼
草(Antirrhinum majus)的各类花器官突变体的
研究, 人们发现了一系列调控花器官形成的基
因。在此基础上, Coen和Meyerowitz (1991)
提出了花器官发育的“A B C 模型”。该模
型认为, 被子植物四轮花器官的形成是由具有
不同功能的A、B和C 3类基因控制的, 每类
基因均在相邻两轮花器官中起作用。序列分
析结果表明 , 大多数花器官特征基因属于
MADS (MCM1、AGAMOUS、DEFICEENS
和SRF)box家族(Yanofsky et al., 1990; Coen
and Meyerowitz, 1991)。
从进化的角度讲, 胚珠作为独立的花器官,
其出现早于心皮(Herr, 1995)。因此, 人们推测
胚珠的特征同样是由MADS box基因控制, 实
验结果证实了这一推测。目前, 已经鉴定出
的胚珠特征基因有矮牵牛(Petunia hybrida)的
FLORAL BINDING PROTEIN7/11(FBP7/11)、
拟南芥的 SEEDSTICK(STK)、SHATTER-
PROOF1/2 (SHP1/SHP2 )、百合(Li l ium
longiflorum)的LMADS2与风信子(Hyacinthus
orientalis)的HoMADS1, 它们所编码的蛋白均
含有非常保守的 M A D S b o x 功能结构域
(Angenent et al., 1995; Colombo et al., 1995;
Tzeng et al. , 2002; Favaro et al. , 2003;
Pinyopich et al., 2003; Xu et al., 2004)。
FBP7/11 FBP7/11是由 Angenent等
(1995)通过筛选 cDNA 文库分离到的 2 个
MADS box基因, 两者同源性高达 90%。原
位杂交结果表明, FBP7/11最初在胎座中表达,
之后, 集中在胚珠原基及随后分化的珠柄和珠
被中表达, 而在成熟的胚珠中仅在内珠被内层
细胞中有高水平的表达。将 FBP11接在 35S
启动子下游, 转化矮牵牛。在一些转基因植
株中, FBP7/11的表达因共抑制而降低, 从而
导致胚珠突变为花柱状的结构。在另一些转
基因植株中, FBP11过量表达, 结果在萼片近
轴面有异位胚珠的产生, 并且产生胚珠部位的
表皮已分化为胎座组织。此外, 在花瓣筒的
外侧也着生有异位胚珠。以上这些结果均表
明在矮牵牛中, 胚珠的形态建成是由MADS
box基因FBP7/11决定的。为此, Colombo等
(1995)将“ABC模型”延伸为“ABCD模
型”, FBP7和 FBP11属于 D类基因, 决定胚
珠的特征。
AGAMOUS AGAMOUS(AG)是最早被分
离出的C类花器官特征基因之一, 在拟南芥的
雄蕊和心皮形成过程中起主要作用(Bowman
et al., 1991; Mizukami and Ma, 1992)。原位
杂交结果显示, 在花芽形成的早期, AG在雄蕊
和心皮中特异表达, 而在发育后期, 其转录产
物则集中在胎座组织及随之产生的胚珠中
(Bowman et al., 1991)。在AG过量表达的突
变体中, 除花瓣变短、缺失或雄蕊化之外, 第
一轮花器官亦发育异常, 表现心皮的特征。
有的强突变体的第一轮花器官上还着生有异
位的胚珠。由此推测, AG也参与了胚珠形成
及模式建成过程(Mizukami and Ma, 1992)。由
于在AG功能失活的突变体中, 雄蕊和心皮完
全被花瓣和萼片取代, 因此人们无法利用突变
体 ag研究AG基因在胚珠发育过程中所起的
作用。突变体 ap2的表型与上述 AG过量表
达的突变体表型基本一致, 即在第一轮花器官
上也着生有异位的胚珠, 其中少数异位胚珠发
育成了心皮状结构。如果将突变体 ap2中的
AG基因敲除, 尽管胚珠转变为心皮状结构的
比率会由40%上升至55%, 但在第一轮花器官
上仍可观察到异位胚珠的产生, 由此说明AG
对于胚珠的形成并不是必需的(Western and
Haughn, 1999)。
STK AGL11(即STK)是拟南芥中FBP7/
11的同源基因, 在决定拟南芥胚珠特征中起重
3992005 宿红艳等: 胚珠发育的分子机理
要作用。在一些 35S::STK转基因植株中, 第
一轮花器官上着生有异位的胚珠状结构, 说明
STK与FBP7/11类似, 其过量表达亦导致异位
胚珠的产生。但与FBP7/11过量表达的转基
因植物的表型相比, 35S::STK的第一轮花器官
具有更为显著的心皮特征, 即在其顶端还具有
心皮状的乳突细胞, 表明在拟南芥中, 异位胚
珠的发生与心皮的形成是密不可分的
(Rounsley et al.,1995; Favaro et al., 2003)。
为了更全面的揭示 STK的生物学功能,
Pinyopich等(2003)利用T-DNA插入的方法获
得了STK的功能缺失突变体。研究发现, STK
功能失活影响了珠柄离区细胞的分化, 因此, 果
实成熟之后, 种子无法从此部位正常脱落。
这与STK 集中在成熟胚珠的珠柄中表达是一
致的。以上结果说明, 一方面 STK在胚珠特
征的决定、珠柄的正常生长及种子发育过程
中均发挥重要的作用; 另一方面, STK功能缺
失后, 胚珠的发生仍能起始, 推测可能存在与
STK功能重叠的其他基因(Pinyopich et al.,
2003)。
SHP1/SHP2 SHP1/SHP2(即 AGL1/
AGL5)是在拟南芥心皮和胚珠中特异表达的
MADS box基因, 其异位表达与AG过量表达
所产生的效应是类似的(Ma et al . , 1991;
Flanagan et al., 1996; Liljegren et al., 2000)。
出人意料的是, 尽管在雄蕊中检测不到SHP1/
SHP2的表达, 但其组成型表达足可以补偿AG
所具有的启动雄蕊发育的功能。对于基因之
间的这种功能重叠机制, 目前的一种解释是
SHP1/2与AG可能起源于1个共同的基因, 尽
管它们的表达模式发生了差异, 但仍保留了类
似的功能(Pinyopich et al., 2003)。
如上所述, SHP1/SHP2亦在胚珠中特异表
达, 并且其编码的氨基酸序列与D类基因也具
有高度的同源性, 那么它们在胚珠发育过程中
担当什么样的角色呢？研究发现, 双突变体
shp1 shp2胚珠的发育未出现异常; 而三突变
体shp1 shp2 stk的一些胚珠发育受到抑制, 另
一些却被心皮状或叶状的结构取代, 其表型比
其中的任一个单基因突变体表型均显著。此
结果表明, STK与 SHP1/2在决定胚珠特征方
面存在功能重叠(Favaro et al., 2003; Pinyopich
et al., 2003)。
综上所述, 在拟南芥中, AG、STK 和
SHP1/2共同参与了胚珠发育过程, 并且在此
过程中这 4个基因存在功能重叠。所不同的
是, AG在雄蕊和心皮中均表达, SHP1/2只在
心皮中表达, 而 STK的 mRNA则集中在胎座
组织及胚珠中(Pinyopich et al., 2003)。那么,
在控制胚珠发育过程中AG、STK与 SHP1/2
是如何协同作用的呢？已有的研究结果表明,
MADS-box基因之间往往以蛋白质复合体的
形式调控花器官的发育, 而这种复合体的形成
需要一类称为 SEPs的MADS box蛋白参与
(Pelaz et al., 2000)。Favaro等(2003)利用酵
母双杂交和三杂交实验证实, AG、STK与
SHP1/2同样是在SEPs桥梁的作用下形成了蛋
白复合体, 参与胚珠的正常发育过程, 并且它
们之间的作用强度是有差异的, 其中AG-SEP3-
STK或AG-SEP3-SHP之间的作用比较稳固。
这样, 对于STK与SHP1/2在启动胚珠特征上
功能重叠这一现象, 便可作出比较合理的解
释。例如, SHP1/2功能缺失后, AG-SEP3-STK
复合体仍可以形成, 因此双突变体 shp1 shp2
的胚珠未表现异常。此外, SEP1/ sep1 sep2
sep3、 SEP2/ sep1 sep2 sep3 、SEP3/ sep1
sep2 sep3与 sep1 sep2 sep3的表型比较分析
结果进一步证实, SEPs的功能对胚珠的发育是
必需的, 其中 SEP3对启动胚珠发生最有效
(Favaro et al., 2003)。
HoMADS1 HoMADS1基因为在风信子
胚珠中特异表达的 1个MADS box基因。序
列的同源性分析及功能分析均表明, 该基因为
FBP11和 STK的同源基因。HoMADS1在风
信子花器官再生系统中的表达模式表明, 离体
400 22(4)
培养条件下, 降低生长素和细胞分裂素浓度诱
导的 HoMADS1表达对于启动胚珠发生是必
需的(Xu et al., 2004)。
除以上所述的D类MADS box基因之外,
其他植物中的一些候选D类基因也被分离出
来, 如玉米(Zea mays)的 ZAG2和 ZMM1、水
稻(Oryza sativa)的OsMADS13等。它们的氨
基酸序列以及表达模式与已确定的D类基因
都基本一致, 但目前对于其在胚珠发育过程中
的作用尚缺乏相应突变体的遗传分析和进一
步的基因功能分析(Schmidt et al., 1993; Lopez-
Dee et al., 1999; Tzeng et al., 2002)。
2.2 原基的模式建成
模式建成指器官原基形成过程中细胞的
区域化和功能分化。如图 1所示, 沿远端 -近
端轴(D-P)方向可将胚珠原基划分为3个区: 珠
心区、合点区和珠柄区。顶部是具有大孢子
母细胞的珠心, 中部是合点区, 从它的侧面产
生 2层珠被, 而具有维管束的珠柄则位于基
部。这种D-P轴(distal-proximal axis)模式在
胚珠发育的早期1-Ⅱ就已经建立, 并且在进化
过程中高度保守 , 普遍存在于种子植物中
(Schneitz et al., 1995)。
突变体的筛选及分子遗传学分析为揭示
其分子机制提供了一条有效途径。Robins-
on-Beers等(1992)发现一个由胚珠发育异常而
引起雌性不育的拟南芥突变体, 命名为 bell1
(bel1)。在胚珠发育时期 2-Ⅱ, bel1表现为内
珠被不能发生, 外珠被起始后不久便发育成项
圈状结构, 在胚珠发育后期, 转变为心皮状结
构。此外, bel1 胚珠中的大孢子母细胞可以
进行减数分裂, 但不能形成正常的胚囊(Ray et
al., 1994)。BEL1基因是利用 T-DNA标签法
分离到的, 从核苷酸序列上推断其编码的蛋白
是一类定位于细胞核内的转录因子。通过序
列比较进一步发现,该转录因子与 ARABID-
OPSIS THALIANA HOMEOBOX1(ATH1)同源
性最高。因此推测, BEL1与ATH1同属一类
新的 homeodomain蛋白家族。此外, 它与
KN1-like也有一定同源性, 但是缺乏此类蛋白
所具有的典型 ELK 功能域(Reiser e t a l . ,
1995)。
图 1 拟南芥(Arabidopsis thaliana)胚珠远端 -近端轴模式建成示意图
A. 沿远端 -近端轴(D-P)方向可将胚珠原基划分为 3个区: 远端区、中部区和近端区; B. 远端区细胞
进行分裂、分化形成具有四分体的珠心, 中部区侧面的细胞产生珠被, 而位于近端区的细胞则形成具
有维管束的珠柄。图中省略了背腹面的不对称生长; C. 未受精的成熟胚珠; 缩写: D. 远端区; C. 中部
区; P. 近端区; nu. 珠心; ch. 合点; fu. 珠柄
Fig. 1 A scheme depicting the postulated proximal-distal pattern elements
A. The ovule primordium is subdivided into at least three elements along the distal-proximal axis; B. The
distal element gives rise to the nucellus with a tetrad. The central domain produces the chalaza with the
two integuments and the proximal elements generates the funiculus, which eventually contains the vascu-
lar strand. The beginning curvature of the ovule is omitted at the stage; C. A mature ovule without being
fertilized. Abbreviations: D. Distal pattern element; C. Central pattern element; P. Proximal pattern
element; nu. Nucellus; ch. Chalaza; fu. Funiculus
4012005 宿红艳等: 胚珠发育的分子机理
原位杂交结果表明 , 在野生型胚珠中,
BEL1 最初在整个胚珠原基中表达, 之后其
mRNA 集中在介于珠心和珠柄的合点区及随之
从合点区产生的珠被中。根据 BEL1在胚珠
中的表达模式, 并结合突变体bel1的表型, 推
断在珠被发生之前, 胚珠原基的细胞沿D-P轴
已经发生分化为3个区域: 珠心区、合点区和
珠柄区。BEL1作为合点区的标记基因, 为证
明该区的存在提供了分子生物学证据(Reiser
et al., 1995)。
对于内、外两层珠被的起源问题一直存
在争议。从进化的角度来看, 外珠被可能是
由苞叶衍化而来, 其发生晚于内珠被。因此,
目前人们普遍认为内珠被和外珠被的发育是
两个相对独立的过程。如上文所述, BEL1基
因功能缺失后, 内珠被不能发生, 而外珠被仍
然可以起始, 尽管形态发生了改变。内、外
珠被在突变体bel1中的这种不同表现支持了
内外珠被不同起源的观点( R e i s e r e t a l . ,
1995)。
在突变体 bel1中, 不仅内、外珠被的发
育被抑制, 雌配子体的发育也受到影响。但
原位杂交结果显示, 在大孢子母细胞、功能
大孢子和雌配子体中均未检测到 BEL1的转
录, 说明BEL1对雌配子体发育的作用是间接
的。同时也说明, 珠被和雌配子体的形成是
密不可分的两个发育过程, 珠被所提供的发育
信号、营养和机械支持对于雌配子体的正常
发育都是必需的(Reiser et al., 1995)。
2.3 珠被发育的遗传控制
珠被原基从合点区侧面发生之后, 细胞沿
垂周方向进行分裂并伴随细胞伸长, 从而使珠
被不断生长。人们以拟南芥为材料, 通过筛
选和分析突变体的方法, 已经分离到一系列与
珠被发育有关的基因(Gasser et al. , 1998;
Grossniklaus and Schneitz, 1998; Schneitz et
al., 1998b; Schneitz, 1999)。这些基因被大致
分为两类: 一类是控制珠被早期发育的基因, 如
HUELLENLOS (HLL )、AINTEGUMENT
(ANT)、NOZZLE(NZZ)和INNER NO NOUTER
(INO)等; 另一类是控制珠被后期发育的基因,
如 S H O R T I N T E G U M E N T 1 ( S I N 1 )、
SUPERMAN(SUP)、STRUBBELIG(SUB)和
TSO1等(Schneitz, 1999)。
2.3.1 珠被发生的遗传控制 ANT Elliott等
(1996)和Klucher等(1996)同时报道了突变体
aintegument(ant)的筛选分析及ANT基因的克
隆。强突变体ant中, 在即将产生珠被位置的
表皮细胞可以进行平周分裂, 但形成一小的突
起后便停止发育。弱突变体 ant的珠被可以
发生, 但与野生型相比, 其珠被既短又小。解
剖学观察发现, 突变体ant的雌配子体停留在
四分体阶段(Schneitz et al., 1997)。ANT基因
编码的蛋白质具有AP2家族的典型特征, 包含
2个由60~70个氨基酸组成高度保守的AP2功
能域。目前, 已有实验结果证实ANT可以通
过2个AP2功能域与特定DNA序列结合(Nole-
Wilson and Krizek, 2000)。
与BEL1基因的表达模式类似, 在胚珠发
育时期 1, ANT 在整个胚珠原基中均有高水平
的转录, 直到时期 2-Ⅱ, 则集中在合点区及随
后产生的内、外 2层珠被中表达。然而, 在
ANT胚珠的合点区仍可检测到合点区标记基
因BEL1的表达, 并且在ANT胚珠发育至时期
1-Ⅱ, 分别位于珠心区、合点区和珠柄区的表
皮细胞已呈现出不同的形态和排列特征, 说明
ANT 功能缺失并未影响 D-P 轴模式的建立
(Baker et al., 1997)。
除在珠被形成过程中发挥重要作用之外,
ANT基因在胚珠分生组织形成过程中也起关
键作用。一方面与分生组织特征基因STM协
同作用维持心皮原基的生长; 另一方面启动胎
座的生长和胚珠原基的产生(Skinner et al.,
2004)。
HLL 突变体 huellenlos(hll)与突变体
ant表型相似, 具体表现为 2层珠被发生后不
402 22(4)
久便停止发育(时期2-Ⅱ), 胚囊的发育停留在
时期2-Ⅴ, 即四分体时期, 珠柄变短, 并且未观
察到成熟维管束的存在。此外, 在个别突变
体 hll的发育后期(时期 3-Ⅴ), 珠心、合点及
珠柄呈现出不同程度的细胞死亡。其中珠心
细胞表现最为严重, 其次是合点区的细胞, 此
现象在其他胚珠发育异常的突变体中尚未观
察到。由此推测, HLL参与了胚珠发育过程中
细胞死亡的时空控制过程。对这种现象的另
一种解释是HLL功能失活导致珠柄发育异常,
进一步引起了异位细胞及组织的退化死亡
(Schneitz et al., 1998b)。
与单突变体相比, 双突变体 ant hll的胚
珠沿D-P轴明显变短, 分化合点和珠柄的位置
被一直径宽于珠心的亚珠心细胞簇(sub-nucel-
lar cell cluster)取代。该结构虽不具有合点和
珠柄的形态特征, 但在时期 1-Ⅱ至时期 2-Ⅰ
时, 整个结构或者其基部可以检测到BEL1的
表达, 说明该结构具有或部分具有合点区的性
质, HLL /ANT功能失活导致合点区和珠柄区的
建成分别受到部分或完全抑制, 这亦为胚珠原
基中D-P轴模式的存在提供了一个分子生物
学证据。由此, Schneitz等(1998a)认为, 野生
型胚珠原基沿D-P轴划分的珠心区、合点区
和珠柄区是从远端到近端依次建成的, 而且这
3个区的建成是相对独立的过程。这与所观
察到的胚珠发育过程是一致的(表1), 如珠心中
大孢子母细胞在珠被和珠柄发育之前体积已
增大(时期2-Ⅰ)(Schneitz et al., 1995)。
INO 背-腹极性的建立是胚珠发育过程
中的一个重要方面。靠近心皮顶端的一侧为
近轴面即腹面, 而靠近心皮基部的一侧为远轴
面即背面。当胚珠发育至时期 2-Ⅲ时, 与内
珠被不同, 外珠被从胚珠的远轴面发生, 并且
该部位细胞分裂的速度远远高于近轴面。此
外, 珠柄也向远轴面方向发生弯曲, 因此整个
胚珠由辐射对称转变为两侧对称。Baker等
(1997)利用化学诱变的方法筛选到一背、腹
极性丧失的突变体 inner no outer(ino)。ino
表现为外珠被不能从胚珠原基的远轴面发生,
而在相对一侧即近轴面却出现一突起, 但只进
行了几次分裂便停止发育。
INO基因编码的蛋白质包含 1个 Cys2-
Cys2 锌指结构域和1个HMG-like(high mobil-
ity group)结构域, 这是YABBY基因家族典型
的特征 , 该家族成员如 F I L A M E N T O U S
FLOWER(FIL)、YABBY2(YAB2)和 YABBY3
(YAB3)编码的蛋白质是一类转录因子, 参与了
多种器官远轴面特征的建立(Siegfried et al.,
1999)。原位杂交结果显示出, INO mRNA最
初在胚珠原基的远轴面即外珠被发生位置处
的表皮细胞中积累, 到时期2-Ⅲ时, 特异地在
外珠被中积累。以上序列分析和杂交结果说
明, INO属于YABBY家族, 在胚珠远轴面特征
的决定过程中起重要作用(Villanueva et al.,
1999)。
在突变体 ant、hll与 bel1 背景下, INO
表达的范围均得到不同程度的扩大。除胚珠
的远轴面之外, 在珠心、合点或珠柄中也检
测到 INO mRNA的积累, 说明, ANT、HLL与
BEL1是 INO的上位基因, 抑制 INO在胚珠近
轴面之外的区域中表达。此外, 这些研究结
果还表明, 胚珠的远-近轴模式与背-腹轴模式
建成是两个相互关联的过程(Villanueva et al.,
1999)。
ATS拟南芥野生型胚珠的内、外珠被分
别由2~3层细胞组成, 其中内珠被的最内层细
胞分化为珠被绒毡层, 外珠被的外层细胞形成
柱状细胞。然而, 在突变体 al tered tes ta
shape(ats)中, 内、外 2层珠被则融合为 1个
由 3层细胞组成的珠被状结构, 该结构具有
内、外珠被的特征。对此现象的一种解释是
ATS突变之后, 2层珠被之间不能形成凹沟, 从
而使二者融合在一起, 但在这一复合结构中, 每
层细胞仍然保持它们原来的特征。此外, 突
变体ats的胚囊未发现异常, 说明该基因突变
4032005 宿红艳等: 胚珠发育的分子机理
不影响胚囊的正常发育(Gasser et al., 1998)。
2.3.2 珠被形态建成的遗传控制 SUP or
FLO10 突变体 superman(sup)的外珠被近
轴面和远轴面同步生长, 从而导致成熟胚珠
为辐射对称。进一步研究发现, 这是由远轴
面细胞分裂和伸长加快引起的, 说明SUP能
抑制外珠被远轴面的生长(Gaiser et a l . ,
1995)。在 sup胚珠中 INO基因的表达由外
珠被的远轴面扩展到近轴面, 因此, SUP可能
通过抑制INO在外珠被远轴面的表达控制了
背 - 腹轴的形态建成(Vi l lanueva e t a l . ,
1999)。
此外, SUP对于确立第3、4轮花器官的
位置界限也起重要作用。SUP功能缺失会
导致雄蕊数目增多和心皮减少, 与AP3组成
型表达的表型相似。因此人们推测, SUP的
这种作用是通过抑制AP3在第4轮花器官中
的表达而实现的(Bowman et al., 1992)。而
双突变体 sup/ap3 与单突变体 sup胚珠的表
型基本一致, 说明AP3的作用对于维持sup胚
珠的表型不是必需的, SUP是通过两条不同
的途径调控AP3和 INO的表达, 进而影响花
器官的早期和晚期发育(Gaiser et al., 1995)。
SIN1 在 short integument1(sin1)突变
体中, 外珠被细胞可以进行正常的分裂, 但不
能正常伸长。这一结果表明, 在珠被发育过
程中细胞分裂和细胞伸长是由相对独立的不
同遗传因子控制的(Lang et al., 1994)。
2.4 胚囊的发育
近年来, 人们利用T-DNA插入和转座子
标签法筛选到一些雌配子体发育异常的突变
体。通常情况下, 这些突变体表现为不能产
生有功能的胚囊。此外, e n h a n c e r - t r a p
screens和筛选cDNA等方法为分离雌配子体
特异基因提供了有效的途径 ( S c h n e i t z ,
1999)。
目前, 已分离到的调控胚囊发育的基因
包括: 拟南芥中的 GAMETOPHYTIC FAC-
TOR(GFA)和 FEMALE GAMETOPHYTE
(FEM)基因簇, Gf、PROLIFERA (PRL )、
ANDARTA(ADA)、TISTRYA(TYA)和HADAD
(HDD); 玉米中的LETHAL OVULE2(LO2)和
INDETERMINATE GAMETOPHYTE1(IG1)。
这些基因功能失活能导致雌配子体的发育停
滞在不同阶段。例如 fem2或 ada的胚囊发
育至单核期便停止, hdd、prl和 lo2的胚囊
分别停滞在二核、四核和八核期。而GFA2
和 FEM4 则主要影响胚囊的后期发育, 如
gfa2表现为中央细胞中的两极核不能融合,
fem4的卵细胞和助细胞不能正常分化(Sch-
neitz, 1999)。
如上文所述, 珠被和雌配子体的形成是
密不可分的两个发育过程, 有些控制珠被发
育的基因突变之后也影响了胚囊的发育, 如
ant和bel1的雌配子体败育, sin1胚珠的大孢
子异常。实验还表明, 单突变体 ats和 ino的
珠心周围只有1层珠被包被, 但仍能产生有功
能的胚囊, 而在双突变体 ats ino中 2层珠被
同时缺失, 裸露的珠心则不能产生胚囊, 说明
至少1层珠被的存在是维持胚囊正常发育所
必需的(Gasser et al., 1998)。
3 胚珠发育的基因调控模型
在前人工作的基础上, Schneitz等(1998b)
提出了胚珠发育的基因调控模式(图 2)。根
据该模型, 胚珠发育的过程包括胚珠原基特
征的决定、原基的生长、模式建成和形态
建成等几个方面。胚珠原基在胚珠特征基
因的作用下形成。随后, 远端 -近端轴向和
径向模式逐渐建立。内、外珠被的发育是
两个相对独立的过程, 珠被生长过程中细胞
分裂和细胞伸长亦是由不同的遗传因子控
制。伴随珠被不断生长, 位于珠心区的细胞
逐渐发育为成熟的胚囊(Schnei tz e t a l . ,
1998b)。
404 22(4)
4 激素对胚珠发育过程的调控
激素作为重要的调节物质, 参与了植物
生长发育的许多过程, 胚珠的发育同样受到
激素的调节。在蝴蝶兰(Phalaenopsis spp.)
中, 授粉通过诱导雌蕊中乙烯合成酶和ACC
氧化酶基因的表达促进了乙烯的合成, 而雌
蕊中乙烯浓度的升高进而启动了胚珠的发育
(O’Neill et al., 1993; Zhang and O’Neill, 1993;
Nadeau et al., 1993)。然而, 迄今为止人们
对于激素调节胚珠发育的分子机理了解甚
少。这主要是由于自然条件下各类花器官
的发育在种类、时间和空间上呈高度复合
状态, 并且植物体内存在多种激素, 从而给研
究工作带来一定困难。Lu等(1988)报道, 以
花粉粒处于二胞晚期的风信子花被片作为外
植体 , 在含有 2 m g . L-1 6 - B A P ( N 6 -
benzylaminopurine)和 0.1 mg.L-1 2,4-D
(dichlorophenoxyacetic acid)的培养基上培养
一段时间后, 可以诱导再生花芽的产生, 如果
保持高浓度激素不变, 从再生花芽的中心部
位会连续不断地分化出新的花被片, 而将再
生花芽转移到含有6-BA 0.2 mg.L-1和2,4-D
0.01 mg.L-1的MS 培养基上则诱导胚珠的分
化。表明离体条件下, 降低生长素和细胞分
裂素浓度能诱导胚珠的产生。风信子离体
图 2 胚珠发育的遗传调控模型
黑体字表示胚珠发育过程中的重要阶段, 无间断箭头表示胚珠发育过程, 间断箭头表示胚珠发育的主
要过程是相互关联的, 括号内的基因表示其功能尚未确定
Fig. 2 Flowchart outlining salient process and known genes involved in the ovule developmental
pathaway (Schneitz et al., 1998b)
Main stages of ovule development are marked in bold. Unbroken arrows indicate the process of ovule development.
Broken arrows mark the interplay of the main ovule processes. Genes in parentheses indicate uncertainty about
the gene function
4052005 宿红艳等: 胚珠发育的分子机理
实验系统将花器官分化的复杂过程成功地简
化为单类器官的发生, 初步建立起激素与花
芽和单类花器官对应关系, 为研究激素调节
花发育的分子机理提供了方便。我们已从
风信子中分离出 HAG1、HAP2、HPI 和
HoMADS1等花器官特征决定基因。进一步
研究工作揭示, 在离体条件下, 高浓度外源激
素通过激活HAG1的表达促进了花芽再生和
花器官的分化, 而胚珠特征基因 HoMADS1
的表达则受到低浓度激素的诱导(Li et al.,
2002; Xu et al., 2004)。研究工作为理解激
素控制胚珠发育的机理提供了重要的资料。
5 结语
胚珠虽然结构简单, 但其发生及形态建
成过程体现了植物个体发育的核心过程, 即
顶端生长加侧生器官的持续生长(白书农,
2003)。例如, 在胚珠原基即将产生的部位可
以同时检测到 STM、CUC2和SPT等分生组
织特征基因及 REV等近轴面特征基因的表
参 考 文 献
达, 二者这种平行表达的现象在腋生分生组
织形成过程中也能观察到, 说明胚珠和腋芽
的形成机制类似。由此, 人们认为胚珠可以
看作一个具有生殖能力的腋芽, 而外珠被则
是从腋芽上进一步产生的侧生器官(Skinner
et al., 2004)。因此, 研究胚珠发育可以揭示
许多具有普遍意义的发育机制。近年来, 通
过对模式植物拟南芥的分子遗传分析, 胚珠
发育的基因调控网络已初步建立。但一些
重要调控基因, 特别是影响植物早期发育的
基因如 STM等在胚珠发育过程中的功能尚
未完全揭示。胚珠特异启动子、RNA干涉
技术的应用以及突变体库的构建将有助于确
定这些基因的功能。此外, 可以通过对双突
变体及三突变体的分析, 研究各基因之间的
相互作用, 是上位作用、相互拮抗还是存在
功能重叠？并利用酵母杂交等方法从分子水
平上揭示基因间的相互作用。同时, 离体花
器官再生系统为进一步研究激素调控胚珠发
育的作用机理提供了一条有效的途径。
白书农 (2003) 植物发育生物学(第一版). 北京大学
出版社, 北京, pp. 28-33
Angenent GC, Franken J, Busscher M, van Dijken A,
van Went JL, Dons HJM, van Tunen AJ (1995) A
novel class of MADS box genes is involved in
ovule development in petunia. The Plant Cell, 7:
1569-1582
Baker SC, Robinson-Beers K, Villanueva JM, Gaiser
JC, Gasser CS (1997) Interactions among genes
regulating ovule development in Arabidopsis
thaliana. Genetics, 145: 1109-1124
Bowman JL, Drews GN, Meyerowitz EM (1991)
Expression of the Arabidopsis floral homeotic
gene AGAMOUS is restricted to specific cell types
late in flower development. The Plant Cell , 3:
749-758
Bowman JL, Sakai H, Jack T, Weigel D, Mayer U,
Meyerowitz EM (1992) SUPERMAN, a regulator
o f f l o r a l h o m e o t i c g e n e s i n A r a b i d o p s i s .
Development , 114: 599-615
Coen ES, Meyerowitz EM (1991) The war of the
whorls: genetic interactions controlling flower
development. Nature, 353: 31-37
Colombo L, Franken J, Koetje E, van Went J, Dons
HJM, Angenent GC, van Tunen AJ (1995) The
petunia MADS box gene FBP11determines ovule
identity. The Plant Cell, 7: 1859-1868
Elliott RC, Betzner AS, Huttner E, Oakes MP, Tucker
WQJ , Gerentes D, Perez P, Smyth DR (1996)
AINTEGUMENTA, an APETALA2-like gene of
Arabidopsis with pleiotropic roles in ovule devel-
opment floral organ growth. The Plant Cell , 8:
155-168
Favaro R, Battaglia R, Kooiker M, Borghi L, Ditta
406 22(4)
G, Yanofsky MF, Kater MM, Colombo L (2003)
MADS-box protein complexes control carpel and
ovule development in Arabidopsis. The Plant Cell,
15: 2603-2611
Flanagan CA, Hu Y, Ma H (1996) Specific expres-
sion of the AGL1 MADS-box gene suggests regula-
tory functions in Arabidopsis gynoecium and ovule
development. The Plant Journal, 10: 343-353
Gaiser JC, Robinson-Beers K, Gasser CS (1995) The
Arabidopsis SUPERMAN gene mediates asymmet-
ric growth of the outer integument of ovules. The
Plant Cell, 7: 333-345
Gasser CS, Broadhvest J, Hauser BA (1998) Genetic
analysis of ovule development. Annual Review of
Plant Physiology and Plant Molecular Biology,
49: 1-24
Grossniklaus U, Schneitz K (1998) The molecular
and genetic basis of ovule and megagametophyte
development. Seminars in Cell and Developmen-
tal Biology, 9: 227-238
Herr JM (1995) The origin of the ovule. American
Journal of Botany, 82: 547-564
Ji i rgens G (2001) New embo member’s review:
a pical-basal pattern formation in Arabidopsis
embryogenesis. The EMBO Journal , 20: 3609-
3616
Klucher KM, Chow H, Reiser L, Fischer RL (1996)
The AINTEGUMENTA gene of Arabidopsis re-
quired for ovule and female gametophyte devel-
opment is related to the floral homeotic gene
APETALA2. The Plant Cell, 8: 137-153
Lang JD, Ray S, Ray A (1994) sin1, a mutation af-
fecting female fertility in Arabidopsis, interacts
with mod1, its recessive modifier. Genetics, 137:
1101-1110
Li QZ, Li XG, Bai SN, Lu WL, Zhang XS (2002)
Isolation of HAG1 and its regulation by plant hor-
mones during in vitro floral organogenesis in
Hyacinthus orientalis L. Planta, 215: 533-540
Liljegren SJ, Ditta GS, Eshed Y, Savidge B, Bowman
JL , Yanofsky MF (2000) SHATTERPROOF
MADS-box genes con t ro l seed d i spersa l in
Arabidopsis. Nature, 404: 766-770
Lopez-Dee ZP, Wittich P, Enrico Pe M, Rigola D,
Del Buono I, Gorla MS, Kater MM, Columbo L
(1999). OsMADS13, a novel rice MADS-box gene
expressed during ovule development. Developmen-
tal Genetics, 25: 237-244
Lu WL, Enomoto K, Fukunaga Y, Kuo C (1988)
Regeneration of tepals, stamens and ovules in ex-
plants from perianth of Hyacinthus orientalis L.
Planta , 175: 478-484
Ma H, Yanofsky MF, Meyerowitz EM (1991) AGL1-
AGL6, an Arabidopsis gene family with similarity
to floral homeotic and transcriptin factor genes.
Genes & Development, 5: 484-495
Mizukami Y, Ma H (1992) Ectopic expression of
the floral homeotic gene AGAMOUS in transgenic
Arabidopsis plants alters floral organ identity. Cell,
71: 119-131
Müller A (1961) Zur charakterisierung der Blüten
und infloreszenzen von Arabidopsis thaliana (L.)
Heynth. Kulturpflanze, 9: 364-393
Nadeau JA, Zhang XS, Nair H, O’Neill SD (1993)
T e m p o r a l a n d s p a t i a l r e g u l a t i o n o f 1 -
aminocylopropane-1-carboxylate oxidase in the
pollination-induced senescence of orchid flowers.
Plant Physiology, 103: 31-39
Nole-Wilson S, Krizek BA (2000) DNA binding prop-
erties of the Arabidopsis floral development pro-
tein AINTEGUMENTA. Nucleic Acid Research,
28: 4076-4082
O’Neill SD, Nadeau JA, Zhang XS, Bui AQ, Halevy
AH (1993) Interorgan regulation of ethylene bio-
synthetic genes by pollination. The Plant Cell, 5:
419-432
Pelaz S, Ditta G , Baumann E, Wisman E, Yanofsky
MF (2000) B and C floral organ identity functions
require SEPALLATA MADS-box genes. Nature ,
405: 200-203
Pinyopich A, Ditta GS, Savidge B, Liljegren SJ,
Baumann E, Wisman E, Yanofsky MF (2003) As-
sessing the redundancy of MADS-box genes during
carpel and ovule development. Nature, 424: 85-
88
Ray A, Robinson-Beers K, Ray S, Baker SC, Lang JD,
4072005 宿红艳等: 胚珠发育的分子机理
P r e u s s D , M i l l i g a n S B , G a s s e r C S ( 1 9 9 4 )
Arabidopsis floral homeotic gene BELL (BEL1)
controls ovule development through negative regu-
lation of AGAMOUS gene (AG). Proceedings of
the National Academy of Sciences of USA , 91:
5761-5765
Reiser L, Modrusan Z, Margossian L, Samach A, Ohad
N, Haughn GW, Fischer RL (1995) The BELL1
gene encodes a homeodomain protein involved in
pa t te rn format ion in the Arab idops i s ovule
primordium. Cell, 83: 735-742
Robinson-Beers K, Pruitt RE, Gasser CS (1992) Ovule
development in wild-type Arabidopsis and two
female-sterile mutants. The Plant Cell, 4: 1237-
1249
Rounsley SD, Ditta GS, Yanofsky MF (1995) Di-
verse roles for MADS box genes in Arabidopsis
development. The Plant Cell, 7: 1259-1269
Schmidt RJ, Veit B, Mandel MA, Mena M, Hake S,
Yanofsky MF (1993) Identification and molecu-
lar characterization of ZAG1, the maize homolog
of Arabidopsis floral homeotic gene AGAMOUS.
The Plant Cell, 5: 729-737
Schneitz K (1999) The molecular and genetic con-
trol of ovule development. Current Opinion in
Plant Biology, 2: 13-17
Schneitz K, Baker SC, Gasser CS, Redweik A (1998a)
Pat te rn format ion and growth dur ing f lora l
organogenesis, HUELLENLOS and AINTEGU-
MENTA are required for the formation of the proxi-
mal region of the ovule primordium in Arabidopsis
thaliana . Development , 125: 2555-2563
Schneitz K, Balasubramanian S, Schiefthaler U
(1998b) Organogenesis in plants: the molecular
and genetic control of ovule development. Trends
in Plant Science, 3: 468-472
Schneitz K, Hülskamp M, Kopczak SD, Pruitt RE
(1997) Dissection of sexual organ ontogenesis: a
g e n e t i c a n a l y s i s o f o v u l e d e v e l o p m e n t i n
Arabidopsis thaliana. Development, 124: 1367-
1376
Schneitz K, Hülskamp M, Pruitt RE (1995) Wild-
type ovule development in Arabidopsis thaliana .
A light microscope study of cleared whole-mout
tissue. The Plant Journal, 7: 731-749
Skinner DJ, Hill TA, Gasser CS (2004) Regulation of
ovule development. The Plant Cell, 16: S32-S45
Siegfried KR, Eshed Y, Baum SF, Otsuga D, Drews
GN, Bowman JL (1999) Members of the YABBY
gene family specify abaxial cell fate in Arabidopsis.
Development , 126: 4117-4128
Smyth DR, Bowman JL, Meyerowitz EM (1990)
Early flower development in Arabidopsis. The
Plant Cell, 2: 755-767
Tzeng TY, Chen HY, Yang CH (2002) Ectopic ex-
pression of carpel-specific MADS Box genes from
lily and lisianthus causes similar homeotic con-
version of sepal and petal in Arabidopsis. Plant
Physiology, 130: 1827-1836
Villanueva JM, Broadhvest J, Hauser BA, Meister
RJ, Schneitz K, Gasser CS (1999) INNER NO
OUTER regulates abaxial-adaxial patterning in
Arabidopsis ovules. Genes & Development, 13:
3160-3169
Western TL, Haughn GW (1999) BELL1 and AGA-
MOUS genes promote ovule identity in Arabidopsis
thaliana. The Plant Journal, 18: 329-336
Xu HY, Li XG, Li QZ, Bai SN, Lu WL, Zhang XS
(2004) Characterization of HoMADS1 and its in-
duction by plant hormones during in vitro ovule
development in Hyacinthus orientalis L. Plant
Molecular Biology, 55: 209-220
Yanofsky MF, Ma H, Bowman JL, Drews GN,
Feldmann KA, Meyerowitz EM (1990) The pro-
tein encoded by the Arabidopsis homeotic gene
AGAMOUS resembles transcription factors. Nature,
346: 35-39
Zhang XS, O’Neill SD (1993) Ovary and gameto-
phyte development are coordinately regulated by
auxin and ethylene following pollination. The
Plant Cell, 5: 403-418