全 文 ：生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
第 22卷 第 1期
2010年 1月
Vol. 22, No. 1
Jan., 2010
文章编号 ：1004-0374(2010)01-0064-05
人胚胎干细胞(human embryonic stem cells, HES
细胞)主要来自囊胚内细胞团及受精卵发育至桑椹胚
之前的早期胚胎细胞，或者从胎儿生殖嵴分离得到
的原生殖细胞以及体细胞核转移至去核卵母细胞后
培育出来的全能细胞。HES细胞具有两个显著的特
征：(1 )它具有体外高度自我更新的能力；(2 )它可
被定向诱导分化为体内各种类型的细胞。HES细胞
有着巨大的医学应用前景，它作为全能干细胞，有
可能作为“种子细胞 ”用于细胞替代疗法，即将
HES细胞定向诱导成某一类型的细胞，然后移植到
机体的病变区，以治疗各种难治性疾病，如帕金森
氏病、心肌梗死、糖尿病等[ 1]，极大地推动了再
人羊膜上皮细胞和胚胎干细胞
赖东梅1*， 郭礼和2
（1 上海交通大学附属国际和平妇幼保健院，上海 2 0 00 3 0；2 和泓生物技术（上海）有限公司，上海 2 0 12 0 3）
摘　要：人胚胎干细胞有着巨大的医学应用前景，但人胚胎干细胞要求的生长条件很高，体外很难模
拟其生长的体内环境，因此控制人胚胎干细胞的生长常不理想，而使用鼠胚胎成纤维细胞(MEF)作为滋
养层则存在动物源性污染的问题。该文阐述人羊膜上皮细胞(HAEC)的特点及其作为滋养层培养胚胎干细
胞的现状，并探讨基因组 DNA甲基化修饰在胚胎干细胞分化过程中的作用，为建立更优化的培养系统
提供依据。
关键词：人羊膜上皮细胞；胚胎干细胞；表观修饰
中图分类号：Q 81 3　　文献标识码：A
Human amniotic epithelial cells and embryonic stem cells
LAI Dong-mei1*, GUO Li-he2
(1 The International Peace Maternity and Child Health Hospital, Shanghai Jiao Tong University, Shanghai 200030,
China; 2 Hehong (Shanghai) Biotechnology Ltd, Shanghai 201203, China)
Abstract: Human embryonic stem cells have great prospects for medical applications, but the growth of human
embryonic stem cells requires high quality of culturing conditions in vitro and it is difficult to simulate in vivo
environment, therefore the control of human embryonic stem cells’ growth is often not ideal. The use of mouse
embryonic fibroblasts (MEF) as feeder layer exists the problem of pollution of animal pathogens. In this paper,
the characteristics of human amniotic epithelial cells (HAEC) and its use as a feeder layer of embryonic stem
cells are described. The genomic DNA methylation in embryonic stem cell differentiation is also explored.
Optimization and standardization of culture methods is needed for research as well as for clinical purpose.
Key words: human amniotic epithelial cells; embryonic stem cells; epigenetic modification
收稿日期：2009-06-19；修回日期：2009-08-17
基金项目：上海市科委 2007年浦江人才计划资助项目
(07pj4090)
*通讯作者：E-mail:Laidm2003@hotmail.com；Tel：
15900897917
生医学的发展。另外，采用胚胎干细胞研究人胚胎
发育机制、影响因素、药物机理及毒性实验的研究
等皆具有广阔的前景。胚胎干细胞的研究已成为医
学和生物学领域内一个新的前沿领域，对于医学和
生物学的发展具有极其重要的理论意义和应用价
值，但要将其成功地用于临床实践，必须解决的首
要课题是如何保持人胚胎干细胞在体外不断增殖同
6 5第1期 赖东梅，等：人羊膜上皮细胞和胚胎干细胞
时又维持着不分化状态，即自我更新。在实际应用
过程中由于HES细胞要求的生长条件很高，体外很
难模拟 HES细胞生长的体内环境，因此控制人 HES
细胞的生长常不理想。研究表明，HES细胞在自我
更新的同时，受到细胞生长环境和内源性调节因子
的影响，包括体外培养系统、生长因子、细胞因
子、细胞信号转导途径、转录因子以及表观修饰调
节因子等[2] 。
1　人胚胎干细胞体外培养的研究现况
胚胎干细胞体外培养必须满足两个基本条件，
即在促进细胞分裂增殖的同时抑制细胞的分化。滋
养层细胞可满足上述条件。常用的滋养层细胞有小
鼠胚胎成纤维细胞(murine embryonic fibroblasts，
MEF)和永久细胞系 STO细胞等。经 γ射线照射或
丝裂霉素 C等处理后，这些细胞虽失去分裂能力，
但仍可生存并有同化培养液的能力。使用MEF作为
滋养层培养HES细胞是最早和最常用的方法[3]，目
前维持HES细胞的自我更新常常需要MEF作为滋养
层的存在。MEF促增殖作用主要是由于能分泌成纤
维细胞生长因子(fibroblast growth factor, FGF)等促
有丝分裂因子，同时营造类似于体内移植时的培养
环境，使细胞的贴壁过程与胚胎在体内的附着过程
相似，内细胞团快速增殖，而分化抑制作用则是由
于能分泌白血病抑制因子(leukemia inhibitory factor,
LIF)等细胞分化抑制因子[4]。然而，使用MEF培养
HES细胞有以下几方面的不足：(1)培养和扩增HES
细胞时，MEF可能将动物病原通过培养系统传播给
HES细胞；(2)需要制备大量的MEF，因为MEF生
命期有限，不能在体外长期传代，且其产生促增生
因子和抑制分化因子的能力会随着传代时间的延长
而减弱甚至丧失；(3)不易获得纯的HES细胞作为生
化和分子生物学方面的分析；(4)死亡的MEF染色
体释放可能会引起HES细胞的突变及影响正常核型
的保持。为了避免使用MEF带来的问题，多位学
者建立了以人来源的胚胎或成体细胞作为滋养层的
的培养系统，分别用人胚胎成纤维细胞或成体输卵
管上皮细胞、人骨髓基质细胞、人包皮细胞、人
胎盘成纤维细胞代替MEF作为饲养层，均可以维持
HES细胞长期未分化的增殖状态[5-8]。然而，以人
滋养层为基础的培养系统仍然需要滋养层细胞和
HES细胞的同时生长，人体组织由于来源困难，无
法满足 HES细胞体外培养和扩增的需要。安世民
等[9]采用人胚胎干细胞在免疫缺陷小鼠体内形成畸胎
瘤后分离间充质细胞作为滋养层培养HES，但其仍
然不能解决动物源性污染的问题。目前，有学者采
用添加各种生长因子的方法来培养 HES[10]。因此，
建立无动物来源成分滋养层的培养系统对大规模培
养HES细胞具有重要的临床应用价值。
2　以人羊膜细胞为滋养层培养胚胎干细胞
羊膜(amnion)，也称作胎膜，位于胎盘的最内
层，构成胚胎羊水腔的内壁，为半透明的薄膜，有
韧性，无神经、血管、淋巴管，羊膜提供胚胎生
长发育的环境。羊膜厚度仅为 0.02~0.5 mm。羊膜
主要可分为上皮层、基底层、致密层、纤维母细
胞层和海绵层五部分。其中上皮层为单层上皮细胞
(amniotic epithetical cells，AEC)，羊膜上皮面高度
皱褶，整张羊膜展开可达到 2 m2，有约 2亿细胞。
自 20世纪开始，人们就发现羊膜在烧伤、溃
疡等皮肤损伤治疗以及外科伤口愈合过程中是一种
非常优良的外科辅助物并且广泛应用，其中，羊膜
作为移植物构建人工阴道是妇科医生所熟知的。那
么为何羊膜组织在医学中能广泛应用，并取得良好
的效果，这是因为羊膜组织具有以下独特的性质：
(1)羊膜缺乏负责激活免疫反应的表面抗原的表达；
(2)羊膜细胞能够表达多种活性因子：生长因子系列
E G F、K G F、H G F、b F G F 等；神经因子系列
BDNF、NT-3、NGF；神经递质受体系列组胺、
五羟色胺、神经紧张素和生长激素抑制素等；抗血
管生成和抗炎症因子等；(3)羊膜基质是天然的细胞
外基质，能促进细胞的生长、发育，并改善微环
境；(4)羊膜是早期的胚胎产物，不是肿瘤来源的组
织，伴随胎儿的出生而被遗弃，对它的利用没有任
何伦理学的问题。这些优点都使得羊膜成为一个良
好的生物学材料。最近的研究发现羊膜上皮细胞也
是一种具有分化潜能的干细胞[11]，因此，羊膜更是
成为一个令人欣喜的研究对象。
人羊膜细胞(human amniotic cell，HAE)主要由
表面外胚层的羊膜上皮细胞(human amniotic epithelia
cell, HAEC)和基质中少量的中胚层细胞构成，是与
发育中胎儿联系紧密的胚胎发育的早期产物。
Miyamoto等[8]和 Ito等[12]采用HAEC以及从胎盘中分
离的绒毛膜细胞成功培养猿胚胎干细胞系 CMK6，
能维持其未分化的功能。Chen等[13]发现HAEC能作
为滋养层细胞培养并扩增角膜缘干细胞。我们课题
6 6 生命科学 第22卷
组进行人羊膜细胞为滋养层培养小鼠胚胎干细胞的
实验研究，发现与MEF传统滋养层系统相比较，
H A E C 在体外仅能扩增 3 ~ 5 代，生长速度缓慢
(HAECs不具有端粒酶的活性)。因此，不需要丝裂
霉素的处理，在培养系统中不需添加 LIF，而 LIF
在鼠胚胎干细胞经典的MEF培养系统中是必不可少
的抑制分化的因子[14]。研究还发现在HAEC培养的
鼠 ES 细胞表达 Oct-4、Nanog、Sox-2、Rex、
FGF、TERT等干细胞因子显著高于MEF滋养层上
的 ES细胞。HAECs培养的鼠 ES细胞经 20代以上
传代仍保持自我更新及多向分化的干细胞特性。另
外，我们还发现HAEC还能高表达 LIF，故能解释
为何培养系统中不需再添加 LIF [15]。然而，人羊膜
上皮细胞是否能作为人胚胎干细胞的滋养层细胞还
有待进一步研究。
通常在评价HES培养系统时，主要检测HES的
三大功能特点：(1)自我更新的功能，例如 Oct-4、
Nanog、Sox-2等转录因子的表达；(2)多向分化的
功能，能在免疫缺陷的小鼠体内形成畸胎瘤；(3 )
染色体的稳定性，多次传代后仍保持原有的染色体
稳定状态。虽然不同的培养系统均能成功培养并扩
增人 ES细胞，保持其干细胞自我更新及多向分化
的特征，且未引起染色体等遗传学的改变，但是对
于不同培养系统在影响HES细胞的表观修饰调节上
差异性研究目前甚少[16,17]。
3　基因组DNA甲基化修饰在胚胎干细胞分化
过程中的作用
一般认为，DNA是遗传特异性的载体，基因
组碱基序列决定了细胞行为。然而随着研究的深
入，学者们提出了“表观遗传学”的概念，表观
遗传学是指基于非基因序列改变所致基因表达水平
变化，如DNA甲基化和染色质构象变化等。所谓
DNA甲基化是指在DNA甲基化转移酶的作用下，在
基因组CpG二核苷酸的胞嘧啶5碳位共价键结合一
个甲基基团。它们在控制HES细胞自我更新以及多
向分化中的作用引起了学者们的重视和探索。
胚胎干细胞研究的一个关键目标就是要了解其
在自我复制和分化之间做出的选择是如何确定的，
只有了解了这一点，才能够在体外培养中抑制其分
化，才能利用胚胎干细胞产出的新组织来代替受损
或是有病的器官。目前研究发现，Oct-4和 Nanog
是胚胎干细胞中重要的转录因子，对保持胚胎干细
胞的自我更新(self-renewal) 和多能性(pluripotency)
是必需的[18,19]。Nanog、Oct-4位于细胞全能性调控
网络的顶端，共同调控与全能性和自我更新，以及
分化有关的下游调控基因。Nanog的过度表达足以
维持OcT-3/4的水平，同时Nanog可以独立地阻止
胚胎干细胞向内胚层分化。研究发现在 ES细胞中，
Oct-4、Nanog、Sox2和 Stat3基因呈未甲基化状态，
以允许这些基因的高表达来维持HES自我更新和抑
制分化[20,21]。
Nanog属于ANTP类, NK 家族基因，在人定
位于 12 号染色体12p13.31，大小为7.84 Mb。Nanog
的 cDNA由 2 184个核苷酸组成，包含一个开放阅
读框，编码 305个氨基酸，分为 3个区域：homeo-
domain发挥蛋白之间相互作用及DNA结合的作用；
氨基末端富含丝氨酸和苏氨酸，可能与磷酸化作用
有关；羧基末端包含明显的W 重复序列。Oct-4/
Sox-2复合体和FoxD3分别结合在Nanog转录起点
-180和 -270 bp处，激活Nanog转录[18]。Darr等[22]
研究表明, 在Nanog过表达的情况下，人 ES细胞可
以在无滋养层的条件下保持全能性传代。
Oct-4属于 POU转录因子家族，在全能或多能
干细胞中表达，在人定位于 6号染色体 6p21.31，编
码两种同源异构体。在早期胚胎组织的表达与
Nanog基因相似。Oct-4也是调控HES 细胞自我更
新的重要因子，其靶基因有成纤维细胞生长因子
(FGF-4 )、未分化细胞转录因子 1 (Utf-1)、锌指蛋
白 zfp42/Rex-1等。近年来研究发现 Oct-4、Sox2
协同 c-myc、Klf4可以成功诱导成纤维细胞为类似
于 ES细胞的多能干细胞[23, 24]。在体外，Oct-4只在
未分化的胚胎干细胞(ES 细胞)、胚胎癌细胞(EC细
胞)和胚胎生殖细胞(EG细胞)中表达，当这些细胞
被诱导向体细胞分化时，Oct-4表达下降[25] 。研究
还发现，如采用视黄酸RA诱导人胚胎癌细胞株NT2
分化为神经元和胶质细胞时，可下调NT2的Oct-4
蛋白表达，在用 RA诱导鼠胚胎癌细胞株OTF9-63
分化时，观察到Oct-4基因上游区 1.3 kb DNA甲基
化[26]。Deb-Rinker等[27]进一步研究发现，RA诱导
人胚胎癌细胞株NT2分化时，Nanog和Oct-4的表
达均下调；在 RA诱导第 8天Nanog基因启动子区
(包括OcT-4和 Sox2 DNA结合区)以及Oct-4 5上游
区检测到了连续的甲基化修饰。Freberg等[28]将未分
化人胚胎癌细胞(NCCIT)提取物刺激上皮细胞株
293T细胞 1 h后，观察到刺激后的 293T细胞Oct-4
6 7第1期 赖东梅，等：人羊膜上皮细胞和胚胎干细胞
和 Nanog基因表达上调，Oct-4和 Nanog基因促进
子均出现部分去甲基化，可见Oct-4和 Nanog基因
的表达及甲基化在细胞分化调节中是伴随存在的。
Oct-4和Nanog基因的甲基化还可能与组蛋白修
饰有关。真核细胞的染色质中有一个重要成份：核
小体，核小体主要由四种组蛋白(H2A、H2B、H3
和H4)组成，一个核小体由两个H2A、两个H2B、
两个H3、两个H4组成的八聚体和缠绕于组蛋白的
DNA共同组成。每个组蛋白都有进化上保守的N端
拖尾伸出核小体外。这些拖尾是许多信号转导通路
的靶位点，从而导致转录后修饰。该类修饰包括组
蛋白磷酸化、乙酰化、甲基化、ADP-核糖基化等
过程。尤其是组蛋白乙酰化、甲基化修饰能为相关
调控蛋白提供其在组蛋白上的附着位点，改变染色
质结构和活性。Hattori等[29, 30]比较研究了鼠ES细胞
和滋养层细胞(TS)Oct-4和Nanog基因的表观修饰调
节发现，鼠ES细胞的Oct-4和Nanog基因上游区存
在广泛的组蛋白H3,H4乙酰化，同时组蛋白H3赖
氨酸 4 (H3K4)高水平三甲基化和二甲基化修饰，然
而，组蛋白H3赖氨酸 9 (H3K9)以及组蛋白H3赖氨
酸 27 (H3K27)甲基化水平较低。组蛋白被甲基化的
位点是赖氨酸和精氨酸，赖氨酸可以分别被一、
二、三甲基化；精氨酸只能被一、二甲基化。在
组蛋白H3上，共有5个赖氨酸位点可以被甲基化修
饰。一般来说，组蛋白H3K4的甲基化主要聚集在
活跃转录的启动子区域，组蛋白H3K9的甲基化同
基因的转录抑制及异染色质有关，可见组蛋白修饰
和DNA甲基化可协同调节转录基因的表达。
因此，胚胎干细胞中Oct-4和 Nanog的表达对
保持胚胎干细胞的自我更新和多能性有重要作用，
体外培养系统很可能通过影响其甲基化而调节这些
因子的表达，进一步观察不同培养系统对HES表观
修饰影响具有重要意义。
综上所述，人胚胎干细胞的研究是一个崭新的
领域，有着广阔的研究前景。但是大量推广HES的
应用，目前 HES建系的数目还远远不够，除了伦
理方面的限制外，HES应用的关键问题是: (1)HES
体外培养中动物源性污染；(2)HES建系效率低，已
建立的HES系难以保持未分化；(3)未分化的HES难
以高纯度的定向分化；(4)HES的免疫限制。其中动
物源性污染以及体外培养对胚胎干细胞多向分化潜
能的维持以及定向分化的机理则是该研究中亟待解
决的核心问题。一旦明确HES保持未分化状态的调
控机制，既有助于大量建立新的 HES系，又可在
HES保持未分化的状态下，将无序的自发分化转变
为有序的定向分化，推动HES定向分化相关研究的
深入。人胚胎干细胞体外培养是非常耗时又精密的
工作，与鼠胚胎干细胞相比，由于人胚胎干细胞在
培养过程中存在增殖慢、培养条件和稳定性要求
高、操作难、易污染、冻存复苏率低等问题，因
此建立优化的培养系统，提供大规模培养人胚胎干
细胞的技术是研究、利用人胚胎干细胞的先决条
件。进一步研究不同滋养层对人胚胎干细胞遗传学
的长期影响作用及表观修饰的调节将有利于建立更
优化的培养系统。人胚胎干细胞来源的分化细胞已
能成功应用于动物模型的细胞治疗，但要将这些细
胞用于临床治疗，却有很长的路要走，但无论如
何，胚胎干细胞的研究具有巨大的发展前景，美国
杰龙生物医药公司于 2009年 1月 23日宣布，利用
人胚胎干细胞治疗脊髓损伤患者的试验已获得美国
食品和药物管理局(FDA)批准，这是美国 FDA首次
批准将胚胎干细胞用于人体疾病治疗试验。我国作
为人胚胎干细胞建系资源最为丰富的国家之一，加
快胚胎干细胞的研究步伐，有望使我国人胚胎干细
胞的研究走在世界前沿。
[参　考　文　献]
[1] Odorico JA, Kaufman DS, Thomson JA. Multilineage dif-
ferentiation from human embryonic stem cell lines. Stem
Cells, 2001, 19(3): 193-204
[2] Ding S, Schultz PG. A role for chemistry in stem cell biology.
Nat Biotechnol, 2004, 22 (7): 833-40
[3] Takahama Y, Ochiya T, Sasaki H, et al. Molecular cloning
and functional analysis of cDNA encoding a rat leukemia
inhibitory factor: towards generation of pluripotent rat em-
bryonic stem cells. Oncogene, 1998, 16( 24): 3189-96
[4] Horak V, Flechon JE. Immunocytochemical characteriza-
tion of rabbit and mouse embryonic fibroblasts. Reprod Nutr
Dev, 1998, 38(6): 683-95
[5] Richards M, Fong CY, Chan WK, et al. Human feeders
support prolonged undifferentiated growth of human inner
cell masses and embryonic stem cells. Nat Biotechnol, 2002,
20 (9): 933-6
[6] Cheng L, Hammond H, Ye Z, et al. Human adult marrow
cells support prolonged expansion of human embryonic stem
cells in culture. Stem Cells, 2003, 21(2): 131-42
[7] Meng G, Liu S, Krawetz R, et al. A novel method for gener-
ating xeno-free human feeder cells for human embryonic stem
cell culture. Stem Cells Dev, 2008, 17(3): 413-22
[8] Miyamoto K, Hayashi K, Suzuki T, et al. Human placenta
feeder layers support undifferentiated growth of primate
embryonic stem cells. Stem Cells, 2004, 22 (4): 433-40
6 8 生命科学 第22卷
[9] 安世民,曾桥,滕祥云,等.一种新的人胚胎干细胞自身来源
的培养层支持其体外培养.遗传, 2008, 30(12):1567-73
[10] Richards S, Leavesley D, Topping G, et al. Development of
defined media for the serum-free expansion of primary
keratinocytes and human embryonic stem cells. Tissue Eng
Part C Methods, 2008, 14(3): 221-32
[11] Miki T, Lehmann T, Cai H, et al. Stem cell characteristics of
amniotic epithelial cells. Stem Cells, 2005, 23:1549-59
[12] Ito Y, Kawamorita M, Yamabe T, et al. Chemically fixed
nurse cells for culturing murine or primate embryonic stem
cells. J Biosci Bioeng, 2007, 10(3): 113-21
[13] Chen YT, Li W, Hayashida Y, et al. Human amniotic epithe-
lial cells as novel feeder layers for promoting ex vivo expan-
sion of limbal epithelial progenitor cells. Stem Cells, 2007,
25:1995-2005
[14] He Z, Li JJ, Zhen CH, et al. Effect of leukemia inhibitory
factor on embryonic stem cell differentiation: implications
for supporting neuronal differentiation. Acta Pharmacol Sin,
2006, 27: 80-90
[15] Lai DM, Cheng WW, Liu TJ, et al. Using of human amnion
epithelial cells as feeder layer to support undifferentiated
growth of mouse embryonic stem cells. Cloning Stem Cell,
2009, 11(2): 331-40
[16] Cowan CA, Klimanskaya I, McMahon J, et al. Derivation
of embryonic stem-cell lines from human blastocysts. N
Eng J Med, 2004, 350(13):1353-6
[17] Skottman H, Hovatta O. Culture conditions for human em-
bryonic stem cells. Reproduction, 2006, 132: 691-8
[18] Pan GJ, Li J, Zhou YL, et al. A negative feedback loop of
transcription factors that controls stem cell pluripotency
and self-renewal. FASEB J, 2006, 20(10):1730-2
[19] LohYH, Wu Q, ChewJL, etal. The Oct4 and Nanog tran-
scription network regulates pluripotency in mouse embry-
onic stem cells. Nat Genet, 2006, 38(4):431-40
[20] Imamura M, Miura K, Iwabuchi K, et al. Transcriptional
repression and DNA hypermethylation of a small set of ES
cell marker genes in male germline stem cells. BMC Dev Biol,
2006, 21:26-34
[21] Fouse SD, Shen Y, Pellegrini M, et al. Promoter CpG me-
thylation contributes to ES cell gene regulation in parallel
with Oct4/Nanog, PcG complex, and histone H3 K4/K27
trimethylation. Cell Stem Cell, 2008, 2(2):160-9
[22] Darr H, Mayshar Y, Benvenisty N. Overexpression of
NANOG in human ES cells enables feeder-free growth while
inducing primitive ectoderm features. Development, 2006,
133(6):1193-201
[23] Takahashi K, Yamanaka S. Induction of pluripotent stem
cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by
defined factors. Cell, 2006, 126: 663-76
[24] Maherali N, Sridharan R, Xie W, et al. Directly reprogrammed
fibroblasts show global epigenetic remodeling and wide-
spread tissue contribution. Cell Stem Cell, 2007, 1(1): 55-70
[25] Dent EW, Kwiatkowski AV, Mebane LM, et al. Filopodia
are required for cortical neurite initiation. Nat Cell Biol, 2007,
9(12): 1347-59
[26] Rosfjord E, Rizzino A. The octamer motif present in the
Rex-1 promoter binds Oct-1 and Oct-3 expressed by EC
cells and ES cells. Biochem Biophys Res Commun, 1994, 203:
1795-802
[27] Deb-Rinker P, Ly D, Jezierski A, et al. Sequential DNA
methylation of the Nanog and Oct-4 upstream regions in
human NT2 cells during neuronal differentiation. J Biol Chem,
2005, 280 (8):6257-60
[28] Freberg CT, Dahl JA, Timoskainen S, et al. Epigenetic re-
programming of OCT4 and NANOG regulatory regions by
embryonal carcinoma cell extract. Mol Biol Cell, 2007, 18
(5):1543-53
[29] Hattori N, Nishino K, Ko YG, et al. Epigenetic control of
mouse Oct-4 gene expression in embryonic stem cells and
trophoblast stem cells. J Biol Chem, 2004, 279(17):17063-
9
[30] Hattori N, Imao Y, Nishino K, et al. Epigenetic regulation of
Nanog gene in embryonic stem and trophoblast stem cells.
Genes Cells, 2007, 12(3):387-96