免费文献传递   相关文献

Glycobiology in filamentous fungus

丝状真菌糖生物学



全 文 :第23卷 第6期
2011年6月
Vol. 23, No. 6
Jun., 2011
生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
文章编号:1004-0374(2011)06-0541-14
丝状真菌糖生物学
金 城
(中国科学院微生物研究所真菌地衣系统学重点实验室,北京 100101)
摘 要:蛋白质的糖基化修饰是一种保守的真核生物蛋白质翻译后修饰,存在于从酵母到人的所有真核生
物中,赋予了蛋白质功能的多样性。目前对蛋白质糖基化修饰的了解主要来源于对酵母和哺乳动物细胞的
研究,但单细胞真核生物或动物细胞水平的研究,很难反映糖基化修饰在多细胞真核生物的发育分化过程
中的复杂功能。由于丝状真菌是多细胞真核生物,有相对简单的发育分化过程,因而是研究多细胞真核生
物糖基化功能的理想模型之一,在过去 10年中,丝状真菌的糖生物学研究开始受到重视,目前的研究结果
表明糖基化修饰与丝状真菌的生长、发育密切相关。
关键词:糖基化;N-糖基化修饰;O-糖基化修饰;GPI修饰;生物学功能;丝状真菌
中图分类号:Q53; Q949.32 文献标志码:A
Glycobiology in filamentous fungus
JIN Cheng
(Key Laboratory of Systematic Mycology and Lichenology, Institute of Microbiology, Chinese Academy of Sciences,
Beijing 100101, China)
Abstract: Glycosylation is a conserved post-translation modification in all eukaryotes and endues protein with
multiple functions. Our knowledge of glycosylation is mainly come from the investigation of yeast and mammalian
cells, however, these investigations at cellular level can not tell us the complicated function of glycosylation during
development of multi-cellular eukaryotes. Filamentous fungi are multi-cellular eukaryotes with a relative simple life
cycle and therefore are thought to be one of ideal models for glycobiological investigation of multi-cellular
eukaryotes. During last decade, glycobiology in filamentous fungi has drawn more attentions. It has been revealed
that glycosylation in filamentous fungi is involved in their growth and development.
Key words: glycosylation; N-glycosylation; O-glycosylation; GPI anchoring; biological function; filamentous fungi
收稿日期:2010-12-17
基金项目:国家自然科学基金项目(30770485, 31030025,
31011130030)
通信作者:E-mail: jinc@sun.im.ac.cn
1 真菌糖生物学研究现状
糖基化是一种重要的蛋白质翻译后修饰,据估
计哺乳动物细胞基因组中有约 0.5%~1%的基因参
与糖链的合成与代谢,与参与蛋白磷酸化的基因数
量相当,而这些基因如何调控糖链的合成以及糖链
如何发挥功能还是一个有待探索的科学命题。不同
的糖基化修饰可导致蛋白功能的改变,许多疾病就
与糖基化的改变有关。如人的糖基化先天缺损
(congenital defects in glycosylation, CDG)就是由于
N-糖基化缺陷引起的,目前已发现至少 8种不同的
CDG,被归纳为 CDG-I和 CDG-II;其中 CDG-I是
N-糖链合成缺陷,CDG-II是 N-糖链加工缺陷。这
些疾病引起多系统异常,中枢神经异常是主要症
状 [1]。而人的 O-糖基化缺陷则引起一种称为
Walker–Warburg 综合征 (WWS)的单基因遗传病,
表现为严重的先天肌肉营养不良、萎缩,神经元迁
移缺陷和眼球结构异常 [2]。但糖基化如何影响蛋白
质与细胞功能、糖基化缺陷如何导致疾病目前还不
清楚。
生命科学 第23卷542
目前对真核生物蛋白质糖基化机制的认识主要
来源于对酿酒酵母 (Saccharomyces cerevisiae)和哺
乳动物细胞水平的研究。对酿酒酵母这样的单细胞
真核生物或在哺乳动物细胞水平的研究使我们对糖
基化修饰在分子和细胞水平的功能有一定了解;但
这样的研究很难反映糖基化修饰在多细胞真核生物
生长发育过程中的复杂功能。为了解糖基化修饰在
真核生物生长发育中的作用,以线虫、果蝇、小鼠
等模式生物的糖生物学研究已经开展,但由于糖基
化缺陷往往导致胚胎死亡或无明显表型,因而很难
确定某一特定糖链的功能和对生物体的重要性,主
要原因在于高等真核生物的糖基化系统复杂,涉及
的因素非常多。因此,寻找一种相对简单的多细胞
真核模式生物进行糖生物学研究,揭示糖基化修饰
在多细胞真核生物的生长发育过程中的基本功能,
才能以此为基础,深入了解糖基化修饰的复杂功能。
曲霉是一类广泛存在于自然界的多细胞真核生
物,有相对简单的发育分化过程,其生长始于孢子
萌发,通过极性生长的建立形成萌发管并发育为菌
丝,最后菌丝再发育分化成足细胞、形成孢子囊并
形成孢子 (图 1)。曲霉属有 200多个种,一些曲霉种
已被应用于工业发酵和农业生产;另一方面,少数
几种曲霉又能感染动植物,给人类生产生活带来危
害,如烟曲霉 (Aspergillus fumigatus)、黄曲霉 (A.
flavus)、黑曲霉 (A. niger)、构巢曲霉 (A. nidulans)
和土曲霉 (A. terreus)可感染人 (图 2)[3-4],引起曲霉病,
从过敏症状、体表感染到致死性的侵袭性曲霉病
(IA)[5-6]。IA主要发生于接受骨髓和器官移植手术的
患者、采取强细胞毒性化疗的癌症患者以及爱滋病
患者等免疫缺损人群,其发病率高达 50%[7-9]。由于
缺乏有效的诊断与治疗手段,死亡率为 85%左右;
即使在预防性用药的情况下,死亡率仍高达 50%[5]。
其中 90%以上的曲霉感染又是由烟曲霉引起的。正
是由于曲霉是在有益和有害两个方面广泛影响人类
生产和生活的微生物,对曲霉的研究也越来越受关
注。随着多个曲霉种基因组测序工作的完成,系统
开展曲霉生物学研究已成为可能,如烟曲霉基因组
长为 29.4 Mb,编码 9 926个蛋白质,约有 1/3的基因
所编码的蛋白质功能未知 [10]。目前的研究表明,烟
曲霉的致病基因涉及代谢途径、信号转导、细胞壁
合成、色素合成及次生代谢的调控 [11],说明烟曲霉
中与致病性相关的基因极其复杂,并与该菌的代谢
图1 丝状真菌的发育分化过程
金 城:丝状真菌糖生物学第6期 543
能力密切相关。另一方面,由于细胞壁是曲霉生长
发育所必需的结构,不存在于人或动物体内,因而
被认为是理想的药靶。虽然已知其细胞壁含有几丁
质、葡聚糖、半乳甘露聚糖和甘露糖蛋白等多糖 /糖
蛋白,参与合成这些细胞壁多糖 /糖蛋白的酶也都是
糖蛋白 [12-14],如在烟曲霉中合成 β1,3-葡聚糖的
Gel2p就是糖蛋白,敲除 gel2基因可影响烟曲霉的
细胞壁合成和毒力 [15],但糖基化修饰 (包括 N-糖
基化、O-糖基化及 GPI修饰 )如何影响这些蛋白的
转运、定位及细胞壁的合成还不清楚。这些年随着
丝状真菌糖生物学研究的开展,糖基化修饰在多细胞
真核生物生长发育过程中复杂作用开始被揭示,相信
随着研究的深入,这些知识将为有益真菌的利用和有
害真菌的防控提供理论依据。
2 丝状真菌糖生物学研究进展
近年来对丝状真菌烟曲霉的研究显示,其糖基
化修饰不同于酵母,与哺乳动物细胞类似,并且已
进化出 N-糖链依赖的蛋白质折叠质量控制体系,
提示烟曲霉的糖基化系统在进化上比酵母更接近于
哺乳动物细胞;蛋白质糖基化修饰不仅是烟曲霉细
胞壁合成所必需的,而且还影响烟曲霉的细胞周期、
极性生长、形态发生、热适应性及毒力等。
2.1 丝状真菌糖蛋白的糖链结构
与酵母类似,在曲霉中蛋白质的糖基化修饰主
要有 3种类型,即 N-糖基化、O-糖基化和 GPI修
饰。在酿酒酵母中,当 N-糖链末端的一个甘露糖
(Mannose, Man)被水解后形成 GlcNAc2Man8,并不
进行进一步的甘露糖水解,而是在甘露糖基转移酶
的作用下加上更多的甘露糖,最后形成高甘露糖型
糖链。对烟曲霉的分泌糖蛋白 ChiB1的研究发现,
成熟的 ChiB1上有一条 N-糖链 [16](图 3),其结构为
Asn-GlcNAc2Man6、Asn-GlcNAc2Man 和 Asn-
GlcNAc2,其中主要糖型为 Asn-GlcNAc2Man6
[17-18]。
斋藤曲霉 (A. saitoi)和里氏木霉 (Trichoderma reesei)
中 N-糖链 14糖前体在葡萄糖苷酶和甘露糖苷酶的
图2 过去30年真菌感染的流行病学研究结果[3-4]
右下角方框内为根据电子密度解析的N糖基化修饰的第一个
GlcNAc残基。
图3 烟曲霉分泌糖蛋白ChiB1的晶体结构
生命科学 第23卷544
作用下,生成Man5GlcNAc2的核心结构
[19-20]。这些
结果显示丝状真菌 N-糖链合成过程更接近于高等
真核细胞,而非酵母。
哺乳动物和植物糖蛋白的 O-糖链包含木糖、
岩藻糖、N-乙酰半乳糖、N-乙酰葡萄糖、葡萄糖、
甘露糖和半乳糖,此外,还有 O-甘露糖基化修饰。
而在真菌的 O-糖基化修饰只有 O-甘露糖基化,
图 4所列为目前已研究过的几种真菌的 O-糖链结
构 [21]。其中烟曲霉的 O-糖链结构较短,分泌蛋白
上的 O-糖链修饰只有一个与丝氨酸或苏氨酸连接
的甘露糖残基 [22];但在细胞壁中还有半乳甘露聚糖
(GM)的结构,其末端为半乳呋喃糖,当曲霉感染时,
血液和体液 (尿液、脑脊液、腹水、胸水等 )中的
GM会显著增高,因而 GM已被用于曲霉感染的早
期诊断 [23],但烟曲霉合成 GM的途径还不清楚。
2.2 糖基化修饰对真菌的重要性
真核生物的活化始于Man-6-P的生成,可以在
已糖激酶的Man作用下将甘露糖磷酸化,也可以
在磷酸甘露糖焦异构酶 (PMI)的催化下将 Fru-6-P
转化为Man-6-P,并且 PMI是连接糖酵解与蛋白质
糖基化的关键蛋白。随后Man-6-P被转化为Man-
1-P,最后生成 GDP-Man。人的 PMI缺陷时会导致
Ib型糖缺损糖蛋白综合征 (carbohydrate-deficient
glycoprotein syndrome type Ib,CDG-Ib, OMIM
602579),其临床症状与异常糖基化可通过服用甘
露糖得以纠正 [24]。而甘露糖对 CDG-Ib病人是有益
的,但对蜜蜂却是致死的,高浓度的甘露糖还会导
致老鼠胚胎中期畸形 [25-30]。这种细胞毒性主要是由
于Man-6-P的积累,不能进入糖酵解,从而导致甘
露糖进入脱磷酸与磷酸化的循环,消耗大量的
ATP。
由于甘露糖是真菌细胞壁与糖蛋白的主要组
分,因此对其活化途径的研究也比较受关注。酿酒
酵母、白色念珠菌 (Candida albicans)、构巢曲霉
(Aspergillus nidulans) 和新型隐球菌 (Cryptococcus
neoformans)的 PMI已有研究报道 [31-35]。酿酒酵母
PMI 的编码基因 PMI40缺失是致死的,除非在培养
基中加甘露糖 [35-36];但突变株在高Man 浓度时生
长明显受抑制,通过生化与基因组水平的研究发现,
过量的甘露糖会导致细胞内Man-6-P的积累 , 从而
抑制磷酸葡萄糖异构酶 (phosphoglucose isomerase,
PGI)的活性,并阻遏糖酵解、蛋白质合成及细胞壁
图4 几种真菌中的O-糖链结构[21]
金 城:丝状真菌糖生物学第6期 545
合成 [37]。构巢曲霉的 manA1突变株表现出菌丝顶
端的异常膨大,并最终停止生长 [38];破坏新型隐球
菌的 PMI后可引起荚膜形成能力下降、多糖分泌减
少、形态异常和毒力下降 [34]。烟曲霉 pmi1基因被
敲除后,突变株只能在补充外源甘露糖的情况下生
长。补充低浓度外源Man时,突变株蛋白质糖基
化修饰不足,细胞壁 α-葡聚糖含量减少,菌丝顶
端及部分基细胞 (basal cell)膨大呈球状并死亡;补
充高浓度外源甘露糖时,突变株表观上生长正常,
蛋白质糖基化修饰也未受影响,但细胞壁 α-葡聚
糖含量也减少,突变株形态发生变化,细胞核有丝
分裂加快。生化与代谢流分析发现,外源补充的高
浓度或低浓度甘露糖均导致Man-6-P在突变株中积
累并产生细胞毒性。说明 Pmi1蛋白在能量代谢和
细胞壁合成之间起关键的调控作用,而且其底物亲
和力与动物或人的同源蛋白不同,有可能成为一个
新的药物靶分子 [39]。
酿酒酵母与白色念珠菌的 GDP-Man焦磷酸酸
酶 (GMPP)是存活所必需的 [40-41];在这两种酵母中
删除 GMPP会导致多种表型,包括细胞裂解、细胞
不分裂、出芽与菌丝生长期的缺陷、絮凝状丛生及
细胞壁缺陷 [42]。对烟曲霉的研究显示,srb1基因也
是必需基因,当 srb1基因表达下调时烟曲霉发生菌
丝自溶、细胞壁缺陷,同时孢子萌发加快、形成孢
子的能力下降;但细胞仍具有极性生长和形成分隔
的能力 [43]。
尽管不同真菌中,甘露糖活化过程发生缺陷时
所引起的表型并不相同,但目前的研究结果明确了
甘露糖对烟曲霉细胞壁完整性、形态发生和存活的
重要性。
2.3 N-糖基化修饰的功能
与所有其它真核生物一样,真菌蛋白质在内质
网 (ER)中合成时会被N-糖链前体Glc3Man9GlcNAc2
修饰,与蛋白共价连接的 N-糖链前体在 ER中被进
一步加工为Man8GlcNAc2糖型后,糖蛋白被转运到
高尔基体 (Golgi)。N-糖链在 ER中的加工始于葡萄
糖苷酶 I的作用,将末端的葡萄糖切掉。葡萄糖苷
酶 I缺陷是一种严重的人类遗传疾病,表现为严重
新生儿张力减退和畸形 [44]。随后 N-糖链会被继续
剪切,哺乳动物细胞中 N-糖链在 ER内的剪切加
工是保证糖蛋白折叠质量控制的重要机制之一,该
质量控制体系由钙粘蛋白 (calnexin)、钙网蛋白
(calreticulin)、UDP-葡萄糖:糖蛋白葡萄糖基转移
酶 (UDP-glucose: glycoprotein glucosyltransferase,
GT)和葡萄糖苷酶 II(glucosidase II)构成,是哺乳
动物细胞存活所必需的 [45-47]。与此不同的是,酵母
细胞缺乏钙粘蛋白和 GT组成的质量控制系统,仅
有甘露糖苷酶 I-依赖的 ERAD系统 [48-49],但推测 N-
糖链 -依赖的糖蛋白质量控制体系存在于一些丝状
真菌中 [50]。
对酵母葡萄糖苷酶 I (Cwh1p)的研究表明,当
CWH41基因突变时会引起 Kre6p的不稳定,从而
导致细胞壁 β-l, 6-葡聚糖合成的缺陷 [51-54]。最近对
烟曲霉的研究表明,其 cwh41基因负责 N-糖链前
体在 ER中加工的第一步,该基因缺失后 N-糖链
加工被阻断,突变株中糖蛋白的 N-糖链未经加工,
仍为 Glc3Man9GlcNAc2,虽有一部分能分泌到细胞
外,但还有一部分在胞内积累并被降解;突变株的
细胞壁发生缺陷、极性生长异常,Rho-type GTPase
和 CDC42的表达显著上调 [18]。蛋白质组学分析发
现突变株中的钙粘蛋白与 Lhslp(Hsp70分子伴侣 )、
泛素介导的蛋白质降解相关蛋白表达上调,说明突
变株的 ER中有未折叠蛋白的积累并导致 ER-
stress;同时与肌动蛋白细胞骨架重排相关的蛋白不
表达或表达下调,细胞生物学分析证明突变株丧失
了肌动蛋白细胞骨架重排的能力 [55]。推测其可能的
机制为:N-糖基化修饰是烟曲霉蛋白质正确折叠、
转运和发挥功能所必需的,N-糖基化修饰的缺陷使
细胞壁合成相关的某些蛋白不能正常行使功能,从
而导致细胞壁合成缺陷,并激活了 Rho-type
GTPase/CDC42信号通路以弥补细胞壁缺陷,同时
CDC42的激活又导致细胞骨架重排异常并影响与此
相关的极性生长和形态发生过程 (图 5)。虽然该假
说的分子细节还需要进一步补充与验证,但毫无疑
问,目前的研究结果已证明 N-糖基化在 ER中的
加工不仅与烟曲霉细胞壁合成相关,而且还与细胞
极性生长、形态发生直接相关;另外,也首次明确
了丝状真菌已进化出了类似于哺乳动物细胞的 N-
糖链依赖的蛋白质折叠质量控制体系 (图6),说明N-
糖链 -依赖的糖蛋白折叠质量控制体系在真核生物
进化的早期已经出现 (图 7),可能是在地球真核生
物从单细胞生物进化到多细胞生物的重要里程碑事
件。
N-糖链上的最后一个葡萄糖被葡萄糖苷酶 II
切除后,会在多种 α1, 2-甘露糖苷酶的作用下切掉
1个或更多的 α1, 2-连接的甘露糖残基。在哺乳动
物细胞中Man9GlcNAc2 被 ER和高尔基 α-甘露糖苷
酶加工为Man5GlcNAc2,成为复合型、杂合型与高
生命科学 第23卷546
甘露糖型的前体 [56]。但在酿酒酵母中,Man9GlcNAc2
被特异的 α1, 2-甘露糖苷酶剪切为Man8GlcNAc2,
该结构在高尔基体中被继续添加Man形成由多达
200个甘露糖残基构成的高甘露糖型 [57-58];而在丝
状真菌烟曲霉、斋藤曲霉、里氏木霉和构巢曲霉中,
成熟糖蛋白N-糖链仅含 5-6个甘露糖残基 (Man5-6
GlcNAc2),提示其 N-糖链能在高尔基体中进行进
一步加工 [17-20,59],说明丝状真菌与酿酒酵母有显著
不同,可能更类似于高等真核生物。
虽然已有几种真菌的高尔基体 α-甘露糖苷酶
图6 烟曲霉糖蛋白折叠质量控制体系(根据本实验室的研究结果绘制[18,55])
推测某些细胞壁合成所需的酶(如葡聚糖合成酶glucan synthase)或细胞表面的感应分子(sensor)是糖蛋白,N-糖基化修饰可能
是这些糖蛋白的折叠、转运及功能所需要的。当N-糖基化修饰发生缺陷时(如cwh41基因缺失),导致细胞壁合成所需的酶不
能正确折叠并行使功能,这些未正确折叠的蛋白可能被蛋白酶体降解,导致细胞壁发生缺陷;该缺陷经细胞表面感应分子感
应后,通过Rsr1-CDC42-Rho1-MpkA途径激活细胞壁合成相关基因的表达以补偿细胞壁缺陷;同时,CDC42也是肌动蛋白细
胞骨架调控的上游信号分子,CDC42的激活可能是糖基化突变株形态发生异常的原因之一。
图5 N-糖基化修饰影响烟曲霉细胞壁合成与形态发生的假说(根据本实验室的研究结果绘制[18,55])
金 城:丝状真菌糖生物学第6期 547
基因被克隆和研究 [59-63],但只有烟曲霉高尔基体 α-
甘露糖苷酶的生理功能得以揭示 [17]。烟曲霉 msdS
基因编码的高尔基体 α- 甘露糖苷酶负责将
Man8GlcNAc2加工为Man6GlcNAc2,然后成熟糖蛋
白被转运到细胞膜、细胞壁或被分泌到细胞外。该
基因被敲除后,N-糖链不能被加工为成熟糖蛋白的
用烟曲霉钙黏蛋白(calnexin)和UDP-葡萄糖:糖蛋白葡萄糖基转移酶(GT)蛋白质序列与NCBI数据的序列进行多序列比较,根
据多序列比对结果作图。烟曲霉的序列位于图中黄色标记的子囊菌分支。
图7 糖蛋白折叠质量控制体系中钙粘蛋白(calnexin)与葡萄糖基转移酶(GT)的进化分析
生命科学 第23卷548
糖型,突变株细胞壁多糖组分减少、形成孢子的能
力下降,并且在孢子萌发、菌丝生长及孢子形成时
期,突变株表现出极性建立、极性维持及细胞分隔
异常,说明 N-糖链在 Golgi中的加工也与细胞壁
合成及形态发生密切相关 [17]。
在哺乳动物细胞中的 N-糖链由胞浆 α-甘露糖
苷酶 IIC (Man2C1p) 降解,在酿酒酵母和构巢曲霉
中则由液泡 α-甘露糖苷酶 IIC (Ams1p) 负责 [64-68]。
人的 Man2C1缺损会导致 α-甘露糖贮积症,表现
为严重的神经发育障碍等;小鼠Man2C1p与 ER中
错误折叠蛋白转运到胞浆后的寡糖降解相关 [64,69-70];
酿酒酵母 Ams1p的作用是帮助细胞在营养胁迫时
进行大分子的再循环利用,有趣的是,Ams1p在胞
浆中合成后,会通过胞浆 -液泡分拣途径 (cytosol-
to-vacuole targeting,Cvt)转位到液泡中 [71],提示酿
酒酵母 Ams1p与其哺乳动物同源蛋白有相同的功
能,但酿酒酵母 Ams1p只参与寡糖的再生循环或
利用,与 N-糖链加工无关。虽然构巢曲霉的同源 α-
甘露糖苷酶 IIC的功能还不清楚,但推测该蛋白也
与寡糖代谢相关 [67]。酿酒酵母和构巢曲霉的 α-甘
露糖苷酶 IIC对正常的细胞功能不是必需的,因为
破坏该基因后,突变株并未表现出任何可观察的生
长或形态变化 [65-67]。由烟曲霉 ams1基因编码的 α-
甘露糖苷酶 IIC也是负责 N-糖链的降解, ams1基
因的缺失虽不影响细胞壁完整性,却会导致细胞壁
糖蛋白的过度甘露糖基化,突变株细胞膨大、细胞
中有更多的细胞核,形成孢子的能力下降、细胞极
性生长与细胞分隔异常,说明烟曲霉与哺乳动物细
胞类似,其糖蛋白 N-糖链的降解缺陷也会影响细
胞的功能 [72],尽管其影响细胞功能的机制还不清楚,
但烟曲霉 ams1基因缺失突变株有可能成为揭示人
类遗传病 α-甘露糖贮积症分子机制的一个简单模
型。
2.4 O-糖基化修饰的功能
O-甘露糖基化也是一种从真菌到人类都保守
的蛋白质修饰, O-甘露糖基化修饰由蛋白质 O-甘
露糖基转移酶 (PMT)家族催化完成 [73-74]。酿酒酵母
的 O-甘露糖基化修饰糖链较短,一般只含有 1~2
个甘露糖残基,哺乳动物的 O-甘露糖基化是在内
层 O-连接的 Man上再加上 1个 GlcNAc,然后再
延伸加上不同的糖 [75]。
对酿酒酵母、白色念珠菌、裂殖酵母和新型隐
球菌蛋白质O-糖基化的遗传分析研究已开展 [73,75-78]。
酿酒酵母的 PMT家族有 7个成员 (ScPmt1~7p)[79-80],
根据它们的同源性被分为 3亚家族: Pmt1/5/7、
Pmt2/3/6 和 Pmt4;ScPmt1p、ScPmt2p 或 ScPmt4p
分别有其特异的蛋白底物 [81-82]。pmt1单基因突变株
在某些培养基上不能厌氧生长 [83], pmt1, 2, 3-三基
因突变株只能在渗透压稳定培养基上生长,而
pmt1, 2, 4-与 pmt2, 3, 4-三基因突变株不能存活,
说明 PMT的活性对酿酒酵母是必需的 [80]。白色念
珠菌有 5个 pmt基因,pmt1突变株可以存活,但在
某些培养基上丧失了由酵母生长型转化为菌丝生长
型的细胞分化能力,突变株对氨基糖苷类抗生素及
其它细胞壁合成干扰剂敏感性增加,毒力减弱 [84];
pmt1,4-双基因突变株则不能存活。裂殖酵母只有 3
个 pmt基因,分别为 oma1+、oma2+和 oma4+。删
除 oma2+以及同时删除 oma1+和 oma4+都是致死的;
oma1D和 oma4D单基因突变株都能存活,突变株
表现出细胞壁与分隔形成异常,从而严重影响细胞
形态与细胞 -细胞分离 [78];新型隐球菌的 Pmt4则
是其形态发生和毒力所必需的 [77]。
在丝状真菌中,仅构巢曲霉和 A. awamori的
PMT2亚家族成员 pmtA被研究 [85-86](图 8)[87]。最近
发现烟曲霉也只有 3个 PMT家族成员,分别属于 3
个不同的亚家族。当 pmt1基因被敲除后,突变株
的蛋白质 O-甘露糖基化修饰减少了 60%,突变株
在 37℃时能生长正常,毒力未受影响;但在 42℃
或 50℃时表现出严重的细胞壁缺陷、生长受抑制并
丧失形成孢子的能力,说明 pmt1基因是烟曲霉细
胞壁完整性及热适应性所必需的 [22];同时,pmt1
也是目前发现的与烟曲霉的热耐受能力相关的 3个
基因之一。与 pmt1不同的是,pmt2基因表达的下
调可导致烟曲霉生长变慢、孢子萌发滞后、形成孢
子的能力下降,细胞壁发生缺陷、细胞周期改变、
形态发生异常,但并未表现出温度敏感表型,提示
pmt1和 pmt2虽然编码的是同功酶,但它们细胞内
所担负的功能截然不同 [88]。
与酿酒酵母相比,多细胞真核生物如人、小鼠
和果蝇的 PMT家族成员更少 [89-91]。果蝇只有 2个
PMT家族成员,小鼠和人也只有 2个 PMT家族成员
(POMT1和 POMT2)。人 POMT1突变引起Walker–
Warburg综合征 (WWS),表现为严重的先天性肌肉
发育不良、神经迁移缺陷和眼球结构异常 [2]。删除
小鼠的WWS基因 Pomt1则导致胚胎死亡 [92],果蝇
的 PMT同源蛋白突变后会改变肌肉结构和成虫表
皮的排列 [90,93]。
不难看出,O-甘露糖基化修饰对单细胞和多
金 城:丝状真菌糖生物学第6期 549
细胞真核生物均具有重要的作用,对多个真菌物种
的 PMT家族成员进行了遗传与功能分析表明,
PMT活性对真菌的生长及细胞壁合成至关重要,还
能影响起形态发生。深入研究真菌 O-甘露糖基化
修饰的作用与调控机制无疑将最终揭示 O-甘露糖
基化修饰的生物学功能和人类疾病的分子机制。
2.5 GPI修饰的功能
细胞表面蛋白可通过 GPI锚固定在细胞膜上,
如细胞表面的酶、受体和黏附分子。GPI修饰对哺
乳动物细胞不是必需的,因为目前已成功建立了几
个 GPI缺陷的细胞系 [94];但一种获得性造血干细
胞 GPI缺陷会导致阵发性夜间血红蛋白尿症 [95],这
是一种罕见但却非常严重的人类疾病。GPI 锚的合
成对酿酒酵母是必需的 [96],酿酒酵母中许多 GPI-
锚定蛋白与形态发生和细胞壁合成相关,根据其定
位可将这些蛋白的功能分为两类 [97]:一类是 GPI-
甘露糖蛋白,与细胞壁 β-1,6-葡聚糖共价连接,在
丝状生长、有性配殖、絮凝或与胞外基质黏附是发
挥作用 [98-104];另一类 GPI蛋白则是细胞膜上与细
胞壁修饰及细胞形态相关的酶,如 β-葡聚糖酶和 β-
葡聚糖转移酶 [105-108]。
GPI锚的核心结构由脂、肌醇、葡萄糖胺、甘
露糖和磷酸乙醇胺组成,最终蛋白质通过酰胺键与
GPI锚连接。尽管 GPI锚上的甘露糖残基的数目及
侧链位置因物种的不同而变化,但在原生动物、酿
酒酵母、植物和哺乳动物中,其核心结构均为 EtN-
Man3GlcN-PI。GPI的合成在 ER中完成,是一个由
约 20蛋白协同作用完成的多步骤反应 [109]。其合成
的第一步是将 GlcNAc从 UDP-GlcNAc转移到磷脂
酰肌醇 (PI)上,该反应由糖基磷脂酰肌醇 -N-乙酰 -
葡萄糖胺转移酶 (glycosylphosphatidylinositol-N-acetyl-
glucosaminyltransferase, GPI-GnT)复合物催化。哺乳
动物的 GPI-GnT复合物由 7个蛋白组成,包括
PIG-A、PIG-H、PIG-C、PIG-P、GPI1、PIG-Y 和
DPM2[110],其中 6个蛋白 (除 DPM2外 )存在于酿
酒酵母中,分别为 Gpi3p、Gpi15p、Gpi2p、Gpi19p、
图8 a) 酿酒酵母的O-甘露糖基化;b) 不同物种的PMT(引自Lehle 等[87])
生命科学 第23卷550
Gpi1p和Eri1p[102]。PIG-A/Gpi3p被认为是催化亚基 [109],
酿酒酵母 gpi3突变株表现为 GlcNAc-PI 合成的缺陷
及温度敏感的生长表型 [96]。
对烟曲霉的研究发现,其细胞表面至少有 9种
GPI锚定蛋白,其 GPI锚有 5个甘露糖残基,并且
前 3个Man残基上有磷酸乙醇胺修饰 [111-112],但对
其合成机制还不清楚。对烟曲霉 pig-a基因的研究
表明,其编码的蛋白负责催化 GPI合成的第一步反
应;敲除 pig-a基因后,突变株虽能存活,但 GPI
蛋白完全缺失,突变株生长受抑制、细胞膨大、裂
解增加,细胞壁发生缺陷并出现双层细胞壁的现象,
对突变株的分泌蛋白质组分析发现 2个与毒力相关
的蛋白缺失,在小鼠感染模型中突变株的毒力显著
减弱 [113]。这些结果说明,尽管 pig-a 突变株有严重
的生长和细胞壁缺陷,但却能存活,这与迄今为止
单细胞真菌的研究结果截然不同;由于在酵母和小
鼠中敲除 pig-a的同源基因均导致致死表型,烟曲
霉 pig-a基因突变株为了解 GPI修饰的功能及调控
机制提供了可能。
3 结语与展望
兴起于 20世纪 80年代的糖生物研究,经过全
世界科学家30年的不懈努力,目前已取得巨大进展,
糖链的生物学功能正被不断揭示,已有证据表明,
糖链参与几乎所有真核生物的每一生命过程,其功
能是复杂而多样的。在分子内,糖蛋白糖链影响蛋
白质的折叠、溶解度、半衰期、抗原性及生物活性等;
在分子间,糖链通过与蛋白质的相互作用来介导细
胞的专一性识别和调控生命过程,在受精、发生、
发育、分化、神经系统、免疫系统恒态的维持方面,
以及在炎症及自身免疫疾病、老化、癌细胞异常增
殖及转移、病原体感染、植物与病原菌相互作用等
过程中都涉及糖链的参与,糖链在这些生命和疾病
过程中起特异性的识别和介导作用。但由于糖链本
身结构的复杂性与功能的多样性,目前糖链在高等
真核生物的发育分化过程中的生物学作用还不清
楚。
随着多种模式生物和人类基因组测序工作的完
成,揭示人类基因组中基因的功能已成为当前生命
科学研究的重大主题,标志着后基因组时代的来临。
在后基因组时代生命科学研究所面临的最大挑战是
基因功能的阐明。人类基因组中只有约 3万个基因,
远远低于传统上认为的 10万个基因的数目,而 3
万个基因本身所携带的信息又是如何构成人体这样
一个异常复杂的动态系统的呢?人类从一个受精卵
细胞发育成为一个约 40兆 ~50兆个细胞集团的个
体,不仅要经历受精卵细胞的分裂增殖和有规律的
细胞分化、分化细胞的合理立体配置和组织形成等
一系列发育过程,还必须通过组织之间的相互控制
来维持生命活动的动态过程,这些都涉及细胞间的
识别、调控。蛋白质的糖基化修饰无疑赋予了由 3
万个基因所编码蛋白的功能的多样性,阐明糖链在
这一系列复杂的发育分化过程中的功能将是今后相
当长一个时期生命科学研究所面临的巨大挑战。
基因组学和蛋白质组学的快速发展,给糖生物
学的研究带来了机遇,以线虫、果蝇、小鼠为模式
生物的糖生物学研究也取得了很大进展,但在这些
相对复杂的高等真核生物系统中,糖链参与几乎每
一生物过程,往往很难确定具体糖链的生物学功能,
究其原因仍然在于我们对糖链的基本生物学功能缺
乏了解。蛋白质的糖基化修饰是什么时候开始进化
出来的?它的基本生物学功能是什么?它是如何影
响生物的发育分化的?只有阐明了这些基本的科
学,才有可能真正揭示糖基化修饰在发育分化以及
疾病过程中的复杂功能与调控机制。
正是由于上述原因,过去 10年中丝状真菌糖
生物学研究逐渐受到重视,并已取得较大进展。目
前的研究结果显示,虽然丝状真菌是低等真核生物,
但其蛋白质糖基化修饰更接近于哺乳动物细胞,而
与单细胞的酿酒酵母有显著的不同,这些结果说明
以酿酒酵母为模式生物的糖生物学研究不能替代对
更高等真菌的研究。以蛋白质的 N-糖基化修饰为
例,其进化的起源可能是单细胞酵母,以保证细胞
壁合成;随后进化出更复杂的 N-糖链加工与 N-糖
链依赖的蛋白质折叠质量控制体系,其基本的生物
学功能可能是,保证多细胞真核生物在以极性生长
为特征的形态发生过程中细胞壁的合成与精确的动
态调控。当然要证实这种推测,还需要进行大量的
研究,以从分子机制上揭示 N-糖基化修饰影响真
菌细胞壁合成、极性生长及形态发生的分子机制。
相信随着丝状真菌糖生物学研究的不断深入,人们
将能真正从进化上、从分子水平理解蛋白质糖基化
修饰的基本生物学功能及调控机制,从而为揭示糖
基化在高等真核生物中的作用奠定基础。另一方面,
人类遗传糖基化先天缺损 (CDG)主要是影响神经与
肌肉发育,目前对真菌研究结果表明,白质糖基化
修饰的缺陷主要影响细胞的极性生长,而极性生长
也正是神经细胞与肌肉细胞生长的最重要特征,那
金 城:丝状真菌糖生物学第6期 551
么是否在 CDG中糖基化缺陷也是主要影响细胞的
极性生长呢?又是如何影响的呢?开展丝状真菌糖
生物学无疑将有助于这些问题的回答,从而最终阐
明这类人类遗传疾病的分子机理。
如本文所述,目前丝状真菌蛋白质糖基化修饰
的基本生物合成途径已经比较清楚,但也还有许多
细节不清楚,如对 N-糖基化前体的合成、N-糖链
加工与质量控制的分子细节及 GPI的合成与侧链修
饰就完不完全了解,还需要开展大量深入的研究;
在功能研究方面,虽然已经明确糖基化参与真菌的
细胞壁合成、极性生长、形态发生、细胞功能等,
但其分子机理还不清楚,今后的发展趋势将是在此
基础上通过遗传、生化、细胞生物学、组学等研究
手段去深入研究,寻找受糖基化影响的关键功能糖
蛋白,阐明其信号传递与调控途径,从而真正从分
子水平上揭示蛋白质糖基化修饰在多细胞真核生物
的发育分化过程中的基本生物学作用及调控机制。
可以预见,随着丝状真菌糖生物学研究的深入
开展,不仅有助于深化我们对糖基化功能的认识,
使我们从糖生物学的角度深化对生命本质的理解,
而且还能为真菌资源的利用与真菌病害的防治提供
理论基础。
[参 考 文 献]
[1] 金城. 糖生物学 — 破解基因组功能的必由之路. 中国
科学院研究生院学报, 2001, 18: 66-75
[2] Beltran-Valero de Bernabe D, Currier S, Steinbrecher A,
et al. Mutations in the O-mannosyltransferase gene
POMT1 give rise to the severe neuronal migration
disorder Walker–Warburg syndrome. Am J Hum Genet,
2002, 71: 1033-43
[3] Paller MA, Diekema DJ, Jones RN, et al. Trends in
antifungal susceptibility of Candida spp. isolated from
pediatric and adult patients with bloodstream infections:
SENTRY Antimicrobial Surveillance Program, 1997 to
2000. J Clin Microbiol, 2002, 40(3):852-6
[4] Chamilos G, Luna M, Lewis RE, et al. Invasive fungal
infections in patients with hematologic malignancies in a
tertiary care cancer center: an autopsy study over a 15-year
period (1989-2003). Haematologica, 2006, 91(7):986-9
[5] Bodey GP, Varitivarian S. Aspergillosis. Eur J Clin Micro-
biol Infect Dis, 1989, 8: 413-37
[6] Denning DW. Invasive aspergillosis. Clin Infect Dis,
1998, 26:781-803
[7] Wald A, Leisenring W, van Burik JA, et al. Epidemiology
of Aspergillus infections in a large cohort of patients
undergoing bone marrow transplantation. J Infect Dis,
1997, 175: 1459-66
[8] Bodey G, Bueltmann B, Duguid W, et al. Fungal infections
in cancer patients: an international autopsy suevey. Eur J
Clin Microbiol Infect Dis, 1992, 11: 99-109
[9] Minamoto GY, Barlam TF, Vander Els NJ. Invasive
aspergillosis in patients with AIDs. Clin Infect Dis, 1992,
14: 66-74
[10] Rementeria A, López-Molina N, Ludwig A, et al. Genes
and molecules involved in Aspergillus fumigatus
virulence. Rev Iberoam Micol, 2005, 22: 1-23
[11] Nierman WC, Pain A, Anderson MJ, et al. Genomic
sequence of the pathogenic and allergenic filamentous
fungus Aspergillus fumigatus. Nature, 2005, 438: 1151-6
[12] De Groot PW, Ram AF, Klis FM. Features and functions
of covalently linked proteins in fungal cell walls. Fungal
Genet Biol, 2005, 42: 657-75
[13] Fontaine T, Simenel C, Dubreucq G, et al. Molecular
organization of the alkali-insoluble fraction of Aspergillus
fumigatus cell wall. J Biol Chem, 2000, 275: 27594-607
[14] Latgé J-P, Mouyna I, Tekaia F, et al. Specific molecular
features in the organization and biosynthesis of the cell
wall of Aspergillus fumigatus. Med Mycol, 2005, 43: S15-
22
[15] Mouyna I, Morelle W, Vai M, et al. Deletion of GEL2 en-
coding for a β(1-3) glucanosyltransferase affects morpho-
genesis and virulence in Aspergillus fumigatus. Mol
Microbiol, 2005, 56: 1675-88
[16] Hu H, Wang G, Yang H, et al. Crystallization and preliminary
crystallographic analysis of a native chitinase from the
fungal pathogen Aspergillus fumigatus YJ-407. Acta
Crystallogr D Biol Crystallogr, 2004, 60(Pt 5): 939-40
[17] Li Y, Zhang L, Wang D, et al. Deletion of the msdS gene
induces abnormal polarity and septation in Aspergillus
fumigatus. Microbiol-SGM, 2008, 154: 1960-72
[18] Zhang L, Zhou H, Ouyang H, et al. Afcwh41 is required
for cell wall synthesis, conidiation, and polarity in
Aspergillus fumigatus. FEMS Microbiol Lett, 2008, 289:
155-66
[19] Chiba Y, Yamagata Y, Iijima S, et al. The carbohydrate
moiety of the acid carboxypeptidase from Aspergillus
saitoi. Curr Microbiol, 1993, 27: 281-8
[20] Maras M, De Bruyn A, Schraml J, et al. Structural
characterization of N-linked oligosaccharides from
cellobiohydrolase I secreted by the filamentous fungus
Trichoderma reesei RUTC 30. Eur J Biochem, 1997, 245:
617-25
[21] Goto M. Protein O-glycosylation in fungi: diverse
structures and multiple functions. Biosci Biotechnol
Biochem, 2007, 71 (6): 1415-27
[22] Zhuo H, Hu H, Zhang L, et al. Protein O-mannosy-
ltransferase 1 (AfPmt1p) in Aspergillus fumigatus is
crucial for cell wall integrity and conidia morphology
especially at an elevated temperature. Eukaryotic Cell,
2007, 6: 2260-68
[23] Morelle W, Bernard M, Debeaupuis JP, et al. Galactomanno-
proteins of Aspergillus fumigatus. Eukaryotic Cell, 2005,
4: 1308-16
[24] Davis JA, Wu XH, Wang L, et al. Molecular cloning, gene
organization, and expression of mouse Mpi encoding
phosphomannose isomerase. Glycobiology, 2002, 12: 435-
生命科学 第23卷552
42
[25] Sols A, Cadenas E, Alvarado F. Enzymatic basis of
mannose toxicity in honey bees. Science, 1960, 131: 297-
98
[26] de la Fuente M, Penas PF, Sols A. Mechanism of mannose
toxicity. Biochem Biophys Res Commun, 1986, 140: 51-5
[27] Freinkel N, Lewis NJ, Akazawa S, et al. The honeybee
syndrome - implications of the teratogenicity of mannose
in rat-embryo culture. N Engl J Med, 1984, 310: 223-30
[28] Moore DC, Stanisstreet M, Beck F, et al. The effects of
mannose on rat embryos grown in vitro. Life Sci, 1987,
41: 1885-93
[29] Buchanan T, Freinkel N, Lewis NJ, et al. Fuel-mediated
teratogenesis. Use of D-mannose to modify organogenesis
in the rat embryo in vivo. J Clin Invest, 1985, 75: 1927-34
[30] DeRossi C, Bode L, Eklund EA, et al. Ablation of mouse
phosphomannose isomerase (Mpi) causes mannose
6-phosphate accumulation, toxicity, and embryonic
lethality. J Biol Chem, 2006, 281: 5916-27
[31] Wells TN, Coulin F, Payton MA, et al. Phosphomannose
isomerase from Saccharomyces cerevisiae contains two
inhibitory metal ion binding sites. Biochemistry, 1993, 32:
1294-301
[32] Coulin F, Magnenat E, Proudfoot AE, et al. Identification
of Cys-150 in the active site of phosphomannose
isomerase from Candida albicans. Biochemistry, 1993,
32: 14139-44
[33] Smith DJ, Payton MA. Hyphal tip extension in Aspergillus
nidulans requires the manA gene, which encodes
phosphomannose isomerase. Mol Cell Biol, 1994, 14:
6030-38
[34] Wills EA, Roberts IS, Del Poeta M, et al. Identification
and characterization of the Cryptococcus neoformans
phosphomannose isomerase-encoding gene, MAN1, and
its impact on pathogenicity. Mol Microbiol, 2001, 40:
610-20
[35] Smith DJ, Proudfoot A, Friedli L, et al. PMI40, an intron-
containing gene required for early steps in yeast
mannosylation. Mol Cell Biol, 1992, 12: 2924-30
[36] Payton MA, Rheinnecker M, Klig LS, et al. A novel
Saccharomyces cerevisiae secretory mutant possesses a
thermolabile phosphomannose isomerase. J Bacteriol,
1991, 173: 2006-10
[37] Pitkänen JP, Törmä A, Alff S, et al. Excess mannose limits
the growth of phosphomannose isomerase PMI40 deletion
strain of Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem, 2004,
279: 55737-43
[38] Upadhyay S, Shaw BD. A phosphoglucose isomerase
mutant in Aspergillus nidulans is defective in hyphal
polarity and conidiation. Fungal Genet Biol, 2006, 43:
739-51
[39] Fang W, Yu X, Wang B, et al. Characterization of the
Aspergillus fumigatus phosphomannose isomerase Pmi1
and its impact on cell wall synthesis and morphogenesis.
Microbiol-SGM, 2009, 155: 3281-93
[40] Hashimoto H, Sakakibara A, Yamasaki M, et al.
Saccharomyces cerevisiae VIG9 encodes GDP-mannose
pyrophosphorylase, which is essential for protein
glycosylation. J Biol Chem, 1997, 272: 16308-14
[41] Warit S, Walmsley RM, Stateva LI. Cloning and
sequencing of the Candida albicans homologue of SRB1/
PSA1/VIG9, the essential gene encoding GDP-mannose
pyrophosphorylase in Saccharomyces cerevisiae. Microbiol,
1998: 144 ( Pt 9): 2417-26
[42] Warit S, Zhang N, Short A, et al. Glycosylation deficiency
phenotypes resulting from depletion of GDP-mannose
pyrophosphorylase in two yeast species. Mol Microbiol,
2000, 36: 1156-66
[43] Jiang H, Ouyang H, Zhou H, et al. GDP-mannose
pyrophosphorylase is essential for cell wall integrity,
morphogenesis and viability of Aspergillus fumigatus.
Microbiol, 2008, 154: 2730-39
[44] de Praeter CM, Gerwig GJ, Bause E, et al. A novel
disorder caused by defective biosynthesis of N-linked
oligosaccharides due to glucosidase I deficiency. Am J
Hum Genet, 2000, 66: 1744-56
[45] Mesaeli N, Nakamura K, Zvaritch E, et al. Calreticulin is
essential for cardiac development. J Cell Biol, 1999, 144:
857-68
[46] Helenius A, Aebi M. Roles of N-linked glycans in the
endoplasmic reticulum. Ann Rev Biochem, 2004, 73:
1019-49
[47] Ruddock LW, Molinari M. N-glycan processing in ER
quality control. J Cell Sci, 2006, 119: 4373-80
[48] Parodi AJ. Protein glucosylation and its role in protein
folding. Ann Rev Biochem, 2000, 69: 69-93
[49] Jakob CA, Burda P, Roth J & Aebi M (1998) Degradation
of misfolded endoplasmic reticulum glycoproteins in
Saccharomyces cerevisiae is determined by a specific
oligosaccharide structure. J Cell Biol 142: 1223-33.
[50] Banerjee S, Vishwanath P, Cui J, et al. The evolution of
N-glycan-dependent endoplasmic reticulum quality
control factors for glycoprotein folding and degradation.
Proc Natl Acad Sci USA, 2007, 104(28): 11676-81
[51] Romero PA, Dijkgraaf GJP, Shahinian S, et al. The yeast
CWH41 gene encodes glucosidase. Glycobiol, 1997, 7:
997-1004
[52] Ram AF, Wolters A, Ten Hoopen R, et al. A new approach
for isolating cell wall mutants in Saccharomyces
cerevisiae by screening for hypersensitivity to calcofluor
white. Yeast, 1994, 10: 1019-30
[53] Jiang B, Sheraton J, Ram AFJ, et al. CWH41 encodes a
novel endoplasmic reticulum membrane N-glycoprotein
involved in β1, 6-glucan assembly. J Bacteriol, 1996, 178:
1162-71
[54] Abeijon C, Chen LY. The role of glucosidase I (Cwh41p)
in the biosynthesis of cell wall β-1,6-glucan is indirect.
Mol Biol Cell, 1998, 9: 2729-38
[55] Zhang L, Feng D, Fang W, et al. Comparative proteome
analysis of the Aspergillus fumigatus mutant deficient of
glucosidase I (AfCwh41). Microbiol, 2009, 155: 2157-67
[56] Kornfeld R, Kornfeld S. Assembly of asparagine-linked
oligosaccharides. Annu Rev Biochem, 1985, 54: 631-64
[57] Kukuruzinska MA, Bergh ML, Jackson BJ. Protein
金 城:丝状真菌糖生物学第6期 553
glycosylation in yeast. Annu Rev Biochem, 1987, 56: 915-
44
[58] Tanner W, Lehle L. Protein glycosylation in yeast.
Biochim Biophys Acta, 1987, 906: 81-99
[59] Eades CJ, Hintz WE. Characterization of the class I alpha-
mannosidase gene family in the filamentous fungus
Aspergillus nidulans. Gene, 2000, 255: 25-34
[60] Yoshida T, Inoue T, Ichishima E. 1, 2-α-D-mannosidase
from Penicillium citrinum: molecular and enzymic
properties of two isoenzymes. Biochem J, 1993, 290 (Pt
2): 349-54
[61] Ichishima E, Taya N, Ikeguchi M, et al. Molecular and
enzymic properties of recombinant 1, 2-α-mannosidase
from Aspergillus saitoi overexpressed in Aspergillus
oryzae cells. Biochem J, 1999, 339 (Pt 3): 589-97
[62] Akao T, Yamaguchi M, Yahara A, et al. Cloning and
expression of 1, 2-alpha-mannosidase gene (fmanIB) from
filamentous fungus Aspergillus oryzae: in vivo visualization
of the FmanIBp-GFP fusion protein. Biosci Biotechnol
Biochem, 2006, 70: 471-9
[63] Maras M, Callewaert N, Piens K, et al. Molecular cloning
and enzymatic characterization of a Trichoderma reesei 1,
2-α-D-mannosidase. J Biotechnol, 2000, 77 : 255-63
[64] Bischoff J, Moreman K, Lodish HF. Isolation, characterization
and expression of cDNA encoding a rat liver endoplasmic
reticulum α-mannosidase. J Biol Chem, 1990, 28: 17110-7
[65] Yoshihisa T, Anraku Y. Nucleotide sequence of AMS1, the
structure gene of vacuolar α-mannosidase of Saccharomyces
cerevisiae. Biochem Biophys Res Commun, 1989, 163:
908-915
[66] Yoshihisa T, Anraku Y. A novel pathway of import of
alpha-mannosidase, a marker enzyme of vacuolar
membrane, in Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem,
1990, 265: 22418-25
[67] Eades CJ, Gilbert A-M, Goodman CD, et al. Identification
and analysis of a Class 2 α-mannosidase from Aspergillus
nidulans. Glycobiol, 1998, 8: 17-33
[68] Costanzi E, Balducci C, Cacan R, et al. Cloning and
expression of mouse cytosolic α-mannosidase (Man2c1).
Biochim Biophys Acta, 2006, 1760: 1580-86
[69] Duvet S, Labiau O, Mir AM, et al. Cytosolic deglycosylation
process of newly synthesized glycoproteins generates
oligomannosides possessing one GlcNAc residue at the
reducing end. Biochem J, 1998, 335: 389-96
[70] Grard T, Herman V, Saint-Pol A, et al. Oligomannosides
or oligosaccharide-lipids as potential substrates for rat
liver cytoslic α-D-mannosidase. Biochem J, 1996, 316:
787-92
[71] Hutchins MU, Klionsky DJ. Vacuolar localization of
oligomeric α-mannosidase requires the cytoplasm to
vacuole targeting and autophagy pathway components in
Saccharomyces cerevisiae. J Biol Chem, 2001, 276:
20491-98
[72] Li Y, Fang W, Zhang L, et al. Class IIC α-mannosidase
AfAms1 is required for morphogenesis and cellular
function in Aspergillus fumigatus. Glycobiol, 2009, 19:
624-32
[73] Strahl-Bolsinger S, Scheinost A. Transmembrane topology
of pmt1p, a member of an evolutionarily conserved family
of protein O-mannosyltransferases. J Biol Chem, 1999,
274: 9068-75
[74] Willer T, Valero MC, Tanner W, et al. O-mannosyl
glycans: from yeast to novel associations with human
disease. Curr Opin Struct Biol, 2003, 13: 621-30
[75] Endo T. O-mannosyl glycans in mammals. Biochim
Biophys Acta, 1999, 1437: 273-246
[76] Ernst JF, Prill SK-H. O-glycosylation. Med Mycol, 2001,
39 (Suppl. 1): 67-74
[77] Olson GM, Fox DS, Wang P, et al. Role of protein
O-mannosyltransferase Pmt4 in the morphogenesis and
virulence of Cryptococcus neoformans. Eukaryot Cell,
2006, 6: 222-34
[78] Wil ler T, Brandl M, Sipiczki M, e t a l . Prote in
O-mannosylation is crucial for cell wall integrity, septation
and viability in fission yeast. Mol Microbiol, 2005, 57:
156-70
[79] Strahl-Bolsinger S, Immervoll T, Deutzmann R, et al.
PMT1, the gene for a key enzyme of protein O-glycosylation
in Saccharomyces cerevisiae. Proc Natl Acad Sci USA,
1993, 90: 8164-8
[80] Gentzsch M, Tanner W. Protein-O-glycosylation in yeast:
protein-specific mannosyltransferases. EMBO J, 1996, 15:
5752-9
[81] Ecker M, Mrsa V, Hagen I, et al. O-mannosylation
precedes and potentially controls the N-glycosylation of a
yeast cell wall glycoprotein. EMBO Rep, 2003, 4: 628-32
[82] Gentzsch M, Tanner W. Protein-O-glycosylation in yeast:
protein-specific mannosyltransferases. Glycobiol, 1997, 7:
481-6
[83] Bourdineaud JP, van der Vaart JM, Donzeau M, et al.
Pmt1 mannosyltransferase is involved in cell wall
incorporation of several proteins in Saccharomyces
cerevisiae. Mol Microbiol, 1998, 27: 85-98
[84] Timpel C, Strahl-Bolsinger S, Ziegelbauer K, aet al.
Mul t ip le funct ions of Pmt1p-media ted pro te in
O-mannosylation in the fungal pathogen Candida
albicans. J Biol Chem, 1998, 273: 20837-46
[85] Oka T, Hamaguchi T, Sameshima Y, et al. Molecular
characterization of protein O-mannosyltransferase and its
involvement in cell-wall synthesis in Aspergillus nidulans.
Microbiol, 2004, 150: 1973-82
[86] Oka T, Sameshima Y, Koga T, et al. Protein O-mannosy-
ltransferase A of Aspergillus awamori is involved in
O-mannosylation of glucoamylase I. Microbiol, 2005,
151: 3657-67
[87] Lehle L, Strahl S, Tanner W. Protein Glycosylation,
conserved from yeast to man: A model organism helps
elucidate congenital human diseases. Angew Chem Int Ed,
2006, 45: 6802-18
[88] Fang W, Ding W, Wang B, et al. Reduced expression of
the O-mannosyltransferase 2 (AfPmt2) leads to deficient
cell wall and abnormal polarity in Aspergillus fumigatus.
Glycobiol, 2010, 20(5): 542-52
[89] Jurado LA, Coloma A, Cruces J. Identification of a human
生命科学 第23卷554
homolog of the Drosophila rotated abdomen gene (POMT1)
encoding a putative protein O-mannosyltransferase, and
assignment to human chromosome 9q34.1. Genomics,
1999, 58: 171-180
[90] Martin-Blanco E, Garcia-Bellido A. Mutations in the
rotated abdomen locus affect muscle development and
reveal an intrinsic asymmetry in Drosophila. Proc Natl
Acad Sci USA, 1996, 93: 6048-52
[91] Wil ler T, Amselgruber W, Deutzmann R, e t a l .
Characterization of POMT2, a novel member of the PMT
protein O-mannosyltransferase family specifically
localized to the acrosome of mammalian spermatids.
Glycobiol, 2002, 12: 771-83
[92] Willer T, Prados B, Falcon-Perez JM, et al. Targeted
disruption of the Walker-Warburg syndrome gene Pomt1
in mouse results in embryonic lethality. Proc Natl Acad
Sci USA, 2004, 101: 14126-31
[93] Ichimiya T, Manya H, Ohmae Y, et al. The twisted
abdomen phenotype of Drosophila POMT1 and POMT2
mutants coincides with their heterophilic protein
O-mannosyltransferase activity. J Biol Chem, 2004, 279:
42638-47
[94] Ohishi K, Inoue N, Maeda Y, et al. Gaa1p and gpi8p are
components of a glycosylphosphatidylinositol (GPI)
transamidase that mediates attachment of GPI to proteins.
Mol Biol Cell, 2000, 11: 1523-33
[95] Takeda J, Miyata T, Kawagoe K, et al. Deficiency of the
GPI anchor caused by a somatic mutation of the PIG-A
gene in paroxysmal nocturnal hemoglobinuria. Cell, 1993,
73: 703-11
[96] Leidich SD, Kostova Z, Latek RR, et al. Temperature-
sensitive yeast GPI anchoring mutants gpi2 and gpi3 are
defective in the syhthesis of N-acetylglucosaminyl
phosphatidylinositol. Cloning of the GPI2 gene. J Biol
Chem, 1995, 270: 13029-35
[97] Bruneau J-M, Magnin T, Tagat E, et al. Proteome analysis
of Aspergillus fumigatus identifies glycosylphosphatidy-
linositol-anchored proteins associated to the cell wall
biosynthesis. Electrophoresis, 2001, 22: 2812-23
[98] Lussier M, White AM, Sheraton J, et al. Large scale
identification of genes involved in cell surface biosynthesis
and architecture in Saccharomyces cerevisiae. Genet, 1997,
147: 435-50
[99] Cormak BP, Ghori N, Falkow S. An adhesin of the yeast
pathogen Candida glabrata mediating adherence to
human epithelial cells. Science, 1999, 285: 578-82
[100] Rodriguez-Penz JM, Cid VJ, Arroyo J, et al. A novel
family of cell wall-related proteins regulated differently
during the yeast life cycle. Mol Cell Biol, 2000, 20: 3245-
55
[101] Guo B, Styles CA, Feng Q, et al. A Saccharomyces gene
family involved in invasive growth, cell-cell adhesion, and
mating. Proc Natl Acad Sci USA, 2000, 97: 12158-63
[102] Newman HA, Romel MJ, Lewis SE, et al. Gpi19, the
Saccharomyces cerevisiae homologue of mammalian
PIG-P, is a subunit of the initial enzyme for glycosylphosphatidyl
inositol anchor biosynthesis. Eukaryotic Cell, 2005, 4:
1801-7
[103] Martinez-Lopez R, Monteoliva L, Diez-Orejas R, et al.
The GPI-anchored protein CaEcm33p is required for cell
wall integrity, morphogenesis and virulence in Candida
albicans. Microbiol, 2004, 150: 3341-54
[104] De Groot PW, Ram AF, Klis FM. Features and functions
of covalently linked proteins in fungal cell walls. Fungal
Genet Biol, 2005, 42: 657-75
[105] Boone C, Sommer SS, Hensel A, et al. Yeast KRE genes
provide evidence for a pathway of cell wall β-glucan
assembly. J Cell Biol, 1990, 110: 1833-43
[106] Boone C, Sdicu AM, Laroche M, et al. Isolation from
Candida albicans of a functional homolog of the
Saccharomyces cerevisiae KRE1 gene, which is involved
in cell wall β-glucan synthesis. J Bacteriol, 1991, 173:
6859-64
[107] Cid V, Duran A, del Rey F, et al. Molecular basis of cell
integrity and morphogenesis in Saccharomyces cerevisiae.
Microbiol Rev, 1995, 59: 345-86
[108] Popolo L, Vai M. The Gas1 glycoprotein, a putative wall
polymer cross-linker. Biochim Biophys Acta, 1999, 1426:
385-400
[109] Eisenhaber B, Maurer-Stroh S, Novatchkova M, et al.
Enzymes and auxiliary factors for GPI lipid anchor
biosynthesis and post-translational transfer to proteins.
BioEssays, 2003, 25: 367-85
[110] Murakami Y, Siripanyaphinyo U, Hong Y, et al. The initial
enzyme for glycosylphosphatidylinositol biosynthesis
requires PIG-Y, a seventh component. Mol Biol cell, 2005,
16: 5236-46
[111] Fontaine T, Magnin T, Melhert A, et al. Structures of the
glycosylphosphatidylinositol membrane anchors from
Aspergillus fumigatus membrane proteins. Glycobiol,
2003, 13: 169-77
[112] Fontaine T, Smith TK, Crossman A, et al. In vitro biosynthesis
of glycosylphosphatidylinositol in Aspergillus fumigatus.
Biochem, 2004, 43: 15267-75
[113] Li H, Zhou H, Luo Y, et al. Glycosylphosphatidylinositol
(GPI)-anchor is required in Aspergillus fumigatus for
morphogenesis and virulence. Mol Microbiol, 2007, 64:
1014-27