全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2013, 49 (11): 1160~11671160
收稿 2013-07-23　　修定 2013-08-27
资助 “973”计划前期研究专项(2012CB722204)。
* 通讯作者(E-mail: zfcxju@gmail.com; Tel: 0991-8583517)。
植物色氨酸-天冬氨酸重复序列蛋白响应逆境胁迫的调控作用
吴艳玲, 曾幼玲, 张富春*
新疆大学生命科学与技术学院, 新疆生物资源基因工程重点实验室, 乌鲁木齐830046
摘要: 干旱、盐渍、低温等逆境胁迫会严重影响植物的正常生长发育, 导致植物的许多响应基因被诱导表达, 其蛋白质产
物能够保护植物免受胁迫的伤害。色氨酸-天冬氨酸重复序列蛋白(WD40蛋白)在植物中广泛存在, 参与植物体内众多代谢
反应的调控, 如花的发育、开花、花青素的生物合成、激素响应、渗透胁迫等。WD40蛋白含有40~60个氨基酸的保守的
WD重复序列, 其C末端为色氨酸-天冬氨酸(Trp-Asp, WD), 形成一个β螺旋桨(β-propeller)结构, 通过调节多蛋白复合体的组
装而影响蛋白质与蛋白质、蛋白质与DNA间的相互作用。本文综述植物WD40蛋白响应逆境胁迫的调控作用。
关键词: 植物色氨酸-天冬氨酸重复序列蛋白; 结构特征; 胁迫响应; 调控作用
The Regulation of Trp-Asp Repeat Sequence Protein (WD40) in Plants Re-
sponse to Stress
WU Yan-Ling , ZENG You-Ling , ZHANG Fu-Chun*
Xinjiang Key Laboratory of Biological Resources and Genetic Engineering, College of Life Science and Technology, Xin-
jiang University, Urumqi 830046, China
Abstract: The abiotic stresses such as drought, salinity and low temperature can affect the normal growth and
development of plants. Meanwhile, many of the plant responsive genes could be induced to express the func-
tional proteins which protect plants from damage of abiotic stresses. WD40 is a Trp-Asp repeat sequence pro-
tein, which widely present in plants and involves in the regulation of many metabolisms, such as flower devel-
opment, flowering, anthocyanin biosynthesis, hormone response and osmotic stress and so on. The WD40
protein contains conserved repeat sequence of approximately 40–60 amino acids, and its C-terminal ends up
with Trp-Asp (WD), forming β-propeller which regulates the assembly of multi-protein complexes that affect
the protein-protein and protein-DNA interactions. This review mainly discuss the regulation function of WD40
protein in plant metabolism against stresses.
Key words: plant WD40 protein; structure characteristics; stress response; regulation
干旱、盐渍、低温等逆境严重影响植物的正
常生长发育, 尤其是干旱和土壤盐渍化, 影响到全
球十分之一的耕地, 导致主要农作物产量大幅度
减产。干旱和盐渍导致植物组织渗透胁迫, 从而
使植物脱水, 其伤害主要表现在植物各部位间水
分重新分配、膜损伤、光合作用减弱、渗透势下
降等方面。植物应答这些逆境胁迫是一个很复杂
的现象, 因为胁迫可能发生在植物生长发育的多
个阶段, 而且往往一个或更多的胁迫可能同时存
在(Chinnusamy等2004)。在植物遭遇胁迫时许多
基因被诱导表达, 一般而言, 胁迫诱导的基因产物
分为两类: 一是功能蛋白, 直接保护植物免遭环境
胁迫, 如合成渗透保护剂LEA蛋白, LEA类蛋白是
高度亲水性蛋白, 在脱水的细胞中可以保持水分
从而保护生物大分子(Chakrabortee等2007); 吸收
和转运水的水通道蛋白(Jang等2004)等; 二是调节
蛋白, 在胁迫应答过程中调控基因表达和信号转
导的转录因子(Gibson 2009), 如蛋白激酶和磷酸
酶, 通过磷酸化和去磷酸化调节转录因子的活性,
从而调控响应胁迫基因的表达, 以及阻滞/激活相
关的信号通路。
色氨酸-天冬氨酸重复序列蛋白(Trp-Asp re-
peat sequence protein, WD40)是指一类含有WD重
复序列结构域的蛋白, 通过调节多蛋白复合体的
组装而影响蛋白质与蛋白质的相互作用。许多研
究表明WD40蛋白在蛋白质复合物形成过程中提
吴艳玲等: 植物色氨酸-天冬氨酸重复序列蛋白响应逆境胁迫的调控作用 1161
供支架, 调节蛋白间的相互识别。WD40蛋白在真
核生物中非常保守, 然而由于其WD重复序列数量
和其周边序列的差异, 使得WD40蛋白功能具有明
显的多样性, 因此, WD40蛋白在细胞信号转导、
蛋白质运输、细胞骨架的动态组装、核内物质输
出、RNA的加工以及染色质的修饰及转录等不同
的生物化学过程中扮演着重要角色。不仅如此,
WD40蛋白还参与各种细胞及机体的生命过程, 如
细胞分裂、胞浆移动、细胞凋亡(Xu和Min 2011),
光信号的接收与转导、细胞运动、开花时间、花
的发育以及分生组织的形成 (杨红玉和张学琴
2008)等。植物中的WD40蛋白报道较少, 有蛋白
激酶C受体(Choi等2000)、CULLiN4-E3泛素连接
酶(Zhu等2008)和COP1 (Holm等2001)等, 主要是在
模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 越来越
多地发现WD40蛋白主要调节植物的发育过程, 如
花的发育, 开花, 花青素的生物合成(An等2012), 分
生组织, 花粉发育和配子等。而近年来, 发现植物
WD40蛋白也协调下游事件如泛素化和组蛋白甲
基化, 在植物许多生长进程和应答逆境胁迫方面
发挥着重要作用。
1 WD40蛋白结构及其作用机制
如图1-A所示, WD40蛋白含有40~60个氨基酸
的保守重复序列, 该重复序列N端由含有11~24个
氨基酸残基的甘氨酸-组氨酸(Gly-His, GH)二肽组
成, 色氨酸-天冬氨酸(Trp-Asp, WD)位于C末端, 因
此称WD重复序列(Smith等1999), 可表示为｛X6~94-
[GH-X23~41-WD]｝4~16, 而含有此种重复序列的蛋白
称作WD40蛋白。如图1-B所示, 一个WD重复序列
结构域包含7个此重复序列, 形成一个高度稳定的
β螺旋桨(β-propeller)结构, 7个螺旋桨片层与7个
WD重复序列相对应, 每个片层由1个重复序列折
叠成4股反向平行的β折叠片组成(Lambright等
1996)。Chothia等(1997)发现, 1个完整的β螺旋桨
结构至少需要4个重复的WD重复序列, 虽然每个
WD重复序列对应于4个β链, 但并不完全对应每个
片层, 而是只包含一个片层的一股链和下一个片
层的三股链。因此, WD40蛋白最后的片层需要N-
末端残基, 以完成其β片层闭合环, 这种重叠结构
对W D 4 0蛋白的折叠和稳定性是非常重要的
(Chothia等1997)。在一个典型的WD40蛋白中,
WD重复序列由串联的几个重复单元构成, 并形成
一个较高级功能结构, 重复序列的这种功能结构
使蛋白具有特异性(Mishra等2012b)。
WD40蛋白是一个结构多样、功能各异的蛋
白家族, 通常具有两个共同特征: 一是其WD重复
序列结构域折叠成β-螺旋桨结构, 二是作为参与多
蛋白复合体的可逆组装但不具任何催化活性的平
台, 它们主要是在真核生物的蛋白质-蛋白质复合
物形成过程中起作用(Gibson 2009)。Madrona和
Wilson (2004)发现, 存在于真核生物的WD40蛋白
占总蛋白质的1%~2%, 虽然WD40蛋白在一些低等
生物如弯曲高温单孢菌或蓝藻(Janda等1996; Grig-
orieva和Shestakov 1982)中也有发现, 但远远不及
真核生物丰富。在人类基因组中已经预测出有
349个WD40蛋白(Letunic等2009), 在植物中像拟南
芥、水稻以及谷子(Setaria italica)中已公认的
WD40蛋白超过200个(Ouyang等2012)。
图1 WD40蛋白结构
Fig.1 The structure of WD40 protein
参考Mishra等(2012b)、Lambright等(1996)文献并作修改。A: WD40蛋白包含44~60个氨基酸残基的重复序列, 每个重复序列其N末端
为GH, C末端为WD。＊表示的是分子表面的亲水性氨基酸。B: β螺旋桨结构。
植物生理学报1162
WD重复序列结构域是一个包含约300个氨基
酸的大结构域, 是真核生物十大最丰富的结构域
类型之一 , 其他的包括锌指结构、RNA识别序
列、泛素化90 (RiNG-指结构域)和免疫球蛋白
等。其表面有3个明显的作用位点: 即顶部(连接D
链和A链的环)、底部及环绕区(Stirnimann等2010),
而WD40蛋白绝大多数的作用位点在顶端域。蛋
白之间、蛋白多肽间的相互作用涉及β螺旋体中
央通道的入口部位, 与其相对应的是大多数作用
体(包括小分子)结合的β螺旋体超折叠“超位点”
(Russell等1998)。有时β螺旋体延伸的N-或C-末端
还包裹着中央通道的入口部位, 而蛋白质间的相
互作用并不涉及其通道核心。
WD40蛋白作为支架, 调节蛋白质复合物间的
相互作用在于WD重复序列能够提供一个或多个
与其他蛋白质结合的位点, 增强蛋白质之间的相
互作用。含有7个WD重复序列的G蛋白的β亚基与
其偶联的膜受体蛋白协同作用, 以转导细胞对胞
外信号的应答, 如腺苷酸环化酶(AC)、磷脂酶C
(PLC)、磷酸酶和离子通道蛋白等。WD40蛋白还
是许多蛋白质复合体的组成部分, 含有一些结构
域, 如SET结构域、锌指结构、激酶结构域等。
WD重复序列还可以作为蛋白质的大型互动平台,
是最适合细胞内生物大分子相互作用网络的枢
纽。在WD重复序列介导其他蛋白相互作用时, 可
以借助其他的结构域从而促进蛋白质间、蛋白
质-DNA间的相互作用, 使更多的蛋白质复合体组
装。此外, WD重复序列之间也可进行相互作用,
如G蛋白的βγ能与蛋白激酶C受体通过WD重复序
列结构域介导相互作用(Dell等2002), Mishra等
(2012a)通过分子对接分析发现, 谷子中的SiWD40
蛋白β螺旋桨结构参与同SiCULLiN4的相互作
用。显然WD重复序列不仅参与蛋白之间的相互
作用, 还涉及蛋白质-DNA间的相互作用, 如DDB1
和DDB2 (UV-damaged DNA binding protein)蛋白
分别含有3个和1个WD重复序列结构域, DDB2的
WD重复序列结构域通过螺旋-转角-螺旋模体与
DDB1凹处的V-裂缝形成DDB1-DDB2异物二聚体
识别UV-诱导的DNA损伤。DNA跨越DDB2β-螺
旋桨整个顶部表面的正电荷区, 几个DDB2残基与
DNA磷酸二酯骨架相互作用, 其顶部表面的3个残
基的发夹结构区分损伤和无损伤的DNA链, 从而
防止未受损的DNA结合DDB2 (Scrima等2008)。
酵母双杂交(Yu等2008)和质谱分析/串联亲和
纯化(即多蛋白复合物)实验(Collins等2007)证明,
这些WD重复序列蛋白能介导高水平的相互作
用。值得注意的是, MS/TAP数据收集到的含有
WD重复序列结构域的复合物的数量远超过酵母
双杂交收集的数量, 这表明WD40蛋白可作为更大
的复合组件支架。
2 WD40蛋白调控植物逆境胁迫的相关机制
2.1 通过信号通路间的交叉整合
最早发现的WD40蛋白是牛的β转导亚基
(Lambright等1996), 它是异三聚体蛋白转导复合
物-GTP酶(G蛋白)的一个亚基。G蛋白由不同的3
个亚基构成: α (Gα)、β (Gβ)和γ (Gγ), Gβγ复合体
晶体结构显示Gβ亚基含有一个7片的β螺旋浆结
构。除了其WD重复序列区域, Gβ具有独特的N-末
端结构域, 为α-螺旋结构, 此区域形成一个螺旋线
圈与Gγ亚基或Gγ状的图案紧密结合。近年来, G
蛋白及GPCR在多种植物中被证实存在, 并参与
光、激素对植物的生理效应、跨膜离子运输、气
孔运动等细胞信号转导过程, 此外, 已证明在植物
非生物胁迫中扮演重要作用 (Misra等2007)。
Yadav和Tuteja (2011)发现水稻(Oryza sativa L.)在
高盐处理下1 h后OsGPCR表达显著上调。由于植
物在严重的胁迫下可能要求即时的细胞应答, 而
转录调控也许对于植物适应胁迫并恢复是很有效
的, 因此在高盐、ABA和干旱胁迫下, OsGPCR参
与早期的细胞应答信号并可能通过G蛋白信号通
路进行转录调控。G蛋白信号通路开始于GPCR识
别细胞外的信号, 然后传递给G蛋白复合物, 促进
GDP生成GTP与Gα相连, 随之G蛋白复合体解离成
Gα-GTP和Gβγ, Gα-GTP结合, 并激活蛋白效应器
产生第二信使cGMP、iP3和DAG等, 然后激活下游
信号级联。植物逆境胁迫信号与膜受体结合后激
发产生第二信使, 参与的第二信使主要有Ca2＋、
iP3及磷脂酸(PA)。这两个信号通路通过第二信使
联系在一起, 从而使G蛋白能够调节植物逆境胁迫
信号。
肌醇信号通路在真核生物的许多不同生长发
育及生理过程中发挥重要作用。在植物中, 肌醇
吴艳玲等: 植物色氨酸-天冬氨酸重复序列蛋白响应逆境胁迫的调控作用 1163
可响应脱落酸(Lee等2007)、盐胁迫(Takahashi等
2001)和病原体(Andersson等2006)等环境变化。该
通路产生的第二信使为1,4,5-三磷酸肌醇(insP3),
肌醇5-磷酸转移酶(5PTases)能水解1,4,5-三磷酸肌
醇的磷酸根使其降解。拟南芥基因组有1 5个
5PTases, 其中4个其N-末端包含4~6个WD重复域,
即5PTase12、5PTase13、5PTase14及FRA3 (Zhong
和Ye 2004), 5PTase1或是5PTase2异位表达通过增
加对insP3的水解作用降低ABA信号(Burnette等
2003)。Ananieva等(2008)发现拟南芥5PTases13能
通过其WD重复序列结构域与SnRK1 (sucrose
nonfermenting-1-related kinase)相互作用并调节其
活性, 植物SnRK1是植物代谢反应、胁迫和生长发
育信号的整合中心, 因此5PTases能参与植物胁迫
信号的调节。
蛋白激酶C受体(receptor for activated C kinase1,
RACK1)是WD40蛋白超家族成员之一, 它作为一
种含有β-螺旋桨结构的支架蛋白(scaffold protein)
在细胞信号转导途径中扮演着重要角色, 广泛参
与植物生长发育过程的调节(Nilsson等2004), 其氨
基酸序列与Gβ高度相似, 包括7个WD重复序列。
首个植物RACK1在烟草(Nicotiana tabacum) BY-2
细胞系中获得(ishida等1996)。此后, 在水稻、紫
花苜蓿(Medicago sativa)、油菜(Brassica cam-
pestris)、拟南芥和蕃茄(Lycopersicon esculentum)
等植物中陆续发现。Chen等(2006)在拟南芥中发
现, RACK1的功能缺失既影响了幼苗发育又影响
了成年苗的生长 , 包括胚轴、子叶和花芽的产
生。AtRACK1a突变体显示它在种子萌发中减少对
赤霉素和油菜素内酯的敏感性; 在种子萌发和苗
的发育早期对脱落酸具有超敏性; 并且减低了对
外施生长素的敏感性。这些结果显示RACK1对植
物的生长和发育有重要调节作用。李大红等
(2008)报道了通过RNA干涉抑制水稻RACK1表达,
水稻的抗旱能力显著增强, 其膜的过氧化物酶减
低而超氧化物歧化酶的活性显著增高 , 表明
RACK1蛋白对水稻的耐旱能力具有调控作用, 并
且这种调控作用很大程度与植物的氧化还原系统
有关。前人研究表明, 拟南芥G蛋白可能与植物的
干旱胁迫信号转导有关(Wang等2001), 由于RACK1
和Gβ亚基具有相似的WD重复序列, 从拟南芥筛选
的RACK1a突变体具有较高的抗旱性, 暗示RACK1
蛋白参与植物逆境胁迫信号转导过程。
2.2 通过组蛋白的修饰
植物生长发育和胁迫环境下驱动的基因表达
往往取决于核小体组蛋白翻译后的修饰, 有时是
DNA甲基化。大量的研究表明, 这些DNA和组蛋
白修饰在基因表达和胁迫环境下植物的生长发育
中发挥了关键作用。染色体组蛋白修饰是真核细
胞基因调控的重要组成部分, 如组蛋白乙酰化, 磷
酸化或泛素化增强转录(Sridhar等2007; Zhang等
2007), 而去乙酰化抑制基因表达, 其中还有一些
WD40蛋白以及其他的组分参与此过程。Zhu等
(2008)报道了拟南芥的一种WD40蛋白——HOS15
(高表达渗透胁迫响应基因15), 与人的类β转导蛋
白(TBL)有很高的相似性, 此蛋白通过染色体组蛋
白去乙酰化对于与非生物胁迫耐受性相关基因的
抑制至关重要。HOS15定位于核内并与组蛋白H4
特异性结合。用ABA和非生物胁迫(低温和渗透)
处理可增加HOS15表达水平以及hos15植株的许多
胁迫应答基因上调, 特别是hos15植株在低温胁迫
下表现出高度的敏感性且组蛋白乙酰化水平更
高。因此, 通过HOS15的染色质重建显示该基因
在植物耐胁迫中的相关作用(Zhu等2008)。
2.3 通过泛素化途径
DWD (结合DDB1的WD40蛋白)是一类连接
DDB1 (UV-damaged DNA binding protein 1)与
CULLiN4相互作用的WD40蛋白称为“DWD盒”,
含有16个保守氨基酸, 其中4个高度保守: Asp (Glu)
7、Trp (Tyr) 13、Asp (Glu) 14和Arg (Lys) 16, 其中
Arg16对DWD功能最为重要, 它的突变可使DWD
不能与DDB1相结合(Angers等2006)。数据库预测
在人类基因组中多达90种DWD蛋白, 同样在裂殖
酵母中33种DWD蛋白已经被预测, 线虫36、果蝇
75、水稻78、拟南芥85以及谷子82种(Lee等2008;
Lee和Zhou 2007)。DDB复合物是首个被认定为关
于DNA损伤修复的异物二聚体, 包括127 kDa的
DDB1和48 kDa的DDB2。在真核生物中DDB1是
以CUL4 (CULLiN4)蛋白为骨架的E3泛素-蛋白连
接酶复合体的接头蛋白 , 通过与底物受体亚基
DCAF1相互作用介导各自特定的蛋白底物泛素化
并通过26S蛋白酶体将其降解, 从而参与调控多种
植物生理学报1164
生物学过程(Biederman和Hellmann 2011)。DWD
蛋白已报道它是作为CULLiN4-RiNG E3泛素连接
酶复合物(CULLiN4-RiNG ubiquitin E3 ligase,
CRL4)的底物受体(Lee和Zhou 2007)。Zhang等
(2008)报道DCAF1可作为CUL4-E3泛素连接酶的
底物受体, 但其WD重复序列并不完整, 只有一个
WDxR, 说明拟南芥除85个DWD外, 还有约34个
WDxR蛋白可能也作为CUL4-E3泛素连接酶的底
物受体。CRL是一个巨大的亚科CUL4的E3泛素
连接酶, 它有3个核心亚基: CULLiN4 (CUL4)、
RiNG/BOX1 (招募E2泛素酶)和DDB1 (Lee和Zhou
2007)。
ABA是一种胁迫激素, 植物在逆境胁迫时, 内
源脱落酸迅速增加, 随之诱导气孔关闭, 保持组织
内的水分平衡, 抑制植物生长等增加植物的抗逆
性(Zhu 2002)。现已在植物中发现有两种ABA依
赖的调节通路。一是bZiP/ABRE系统, ABRE是
ABA-应答基因的一个顺式作用元件, 它能与各种
包含亮氨酸拉链的转录因子相结合(Uno等2000;
C h o i等2 0 0 0 )。二是M Y C / M Y B转录因子如
AtMYC2和AtMYB2结合RD22启动子(Shinozaki和
Yamaguchi-Shinozaki 2000)。ABi5作为一种基本
的亮氨酸拉链转录激活子在ABA信号通路中发挥
重要作用, 如抑制种子萌发, 发芽后生长延滞等,
而且它的表达被泛素依赖的蛋白酶所调节(Finkel-
stein和Lynch 2000)。Lee等(2008)在拟南芥中发现
了一种对ABA高度敏感的DWD蛋白——DWA
(DWD hypersensitive to ABA), 目前共发现3种:
DWA1、DWA2和DWA3。通过酵母双杂交和免疫
共沉淀技术证明DWA与DDB1以及DDB1和CUL4
相互作用 , 表明能够形成CUL4复合体。一些
T-DNA突变植株经ABA处理后ABA应答基因超高
诱导, 并且ABA应答转录因子ABi5和MYC2在植
物中高水平积累。与DWA1和DWA2不同的是,
DWA3不能与ABi5相互作用, 而DWA1、DWA2可
以。此外, 与野生植株相比, dwa突变株的ABi5降
解较慢(Lee等2010a)。CUL4的减少显著影响植株
对ABA的敏感性及ABi5水平, 因此DWA可能作为
CRL4连接酶的底物受体, 介导ABA信号通路中的
ABi5蛋白降解从而达到负调控作用(Lee等2011)
(图2)。酵母双杂交结果表明, DWA1和DWA2能够
直接作用, 而免疫共沉淀的结果显示DWA3并不能
与DWA1或DWA2相互作用, 但是dwa3植株与dwa1
和dwa2植株一样都对ABA表现出高度敏感, 这可
能是DWA3独立于DWA1和DWA2单独在ABA信号
通路中发挥负调控作用。
2.4 通过基因转录调控
植物中有一种盐胁迫应答的W D 4 0蛋白
(SRWD), 含有5个WD重复序列。目前SRWD在水
稻、拟南芥、玉米、大麦和苜蓿均有发现, 但不
存在于真菌和动物中。SRWD基因在进化过程中
功能发生了明显的分化, 有5个家族成员, 分别为:
SRWD1、SRWD2、SRWD3、SRWD4和SRWD5。
根据其进化关系, 植物SRWD蛋白分为4种类型: Gi
型、Gii型、Giii型和GiV型。通过iRGSP对每个
SRWD染色体定位, 发现一些SRWD聚集在相同的
染色体上, 如水稻的SRWD1和SRWD4均位于8号染
色体上, 还有一些SRWD成簇存在, 如AtSRWD1~
AtSRWD3。Huang等(2008)发现水稻在盐胁迫下的
基因芯片显示SRWD高水平表达, 并且这些基因对
盐胁迫的应答具有组织特异性, SRWD1~SRWD4均
在柱头、子房、悬浮细胞、芽、根、花药、胚
图2 植物的泛素蛋白酶体途径和基于CULLiN4-E3连接酶
降解ABi5示意图
Fig.2 The diagram of plant ubiquitin-proteasome pathway and
based CULLiN4-E3 ligase to degradate ABi5
参考Biedermann和Hellmann (2011)文献并做修改。CULLiN4-
E3连接酶的RiNG/BOX1招募E2泛素酶, DWA与DDB1、DDB1和
CUL4以及DWA和ABi5皆相互作用, 从而使ABi5泛素化, 被26S蛋
白酶体识别而降解, 负调控ABA信号通路。
吴艳玲等: 植物色氨酸-天冬氨酸重复序列蛋白响应逆境胁迫的调控作用 1165
胎、胚乳和种子等9个组织或器官中表达, 其中以
胚乳的表达量最高 , 而S RW D 5只在胚胎表达
(Huang等2008)。启动子分析表明 , 所有水稻
SRWD基因启动子区均有许多胁迫相关的顺式作
用元件如ABRE、MYBCORE、DRE、MYCA-
TRD22、EPFBE、RSRE以及W-box, 但这些顺式
作用元件并不是在每个SRWD中均有, 比如水稻
SRWD1~SRWD4有DRE, 而RSRE和EPFBE只存在
于SRWD3和SRWD5 (Huang等2008)。
BnWD40 (油菜盐反应WD40), 包含8个WD重
复序列, 该基因在盐胁迫条件下能够高水平表达,
在其他类似的非生物胁迫下也是上调的, 如脱落
酸、水杨酸、茉莉酸甲酯等 (Lee等2010b)。
Mishra等(2012a)在谷子中发现与SRWD同源的
WD40蛋白, 在不同的非生物胁迫下如干旱、高
盐、ABA处理下明显上调。分析SiWD40的启动
子表明存在许多顺式作用元件, 包括两个脱水应答
元件(DRE), 能够与含有DNA结合域的胁迫应答
SiAP2蛋白特异性相互作用, 从而调节环境胁迫时
SiWD40的表达(Mishra等2012a)。
3 结语
总之, 植物中广泛存在着WD40蛋白, WD40蛋
白含有40~60个氨基酸的保守的WD重复序列, 是
一个结构多样、功能各异的蛋白家族, 参与植物
体内众多代谢反应的调控。WD40蛋白作为支架,
能够调节蛋白质复合物间的相互作用, 进而增强
蛋白质之间的互作效应。近年来, 越来越多的研
究报道了植物WD40蛋白在高盐、干旱和低温等
逆境条件下调控植物生长发育方面所起的重要作
用。例如, WD40蛋白通过信号通路间的交叉整合
调节植物逆境胁迫信号, WD40蛋白能够通过染色
体组蛋白去乙酰化激活或抑制基因的表达, 参与
非生物胁迫的调控, 也能够通过泛素化途径以及
基因转录调控逆境胁迫。虽然目前仍有许多植物
WD40蛋白的分子调控机理还不清楚, 但随着对植
物WD40蛋白结构和功能研究的深入, 参与逆境胁
迫各种信号通路中植物WD40蛋白功能的不断明
确, 相信未来会阐明植物WD40蛋白响应逆境胁迫
的调控机理。
参考文献
李大红, 刘卉, 杨艳丽, 甄萍萍, 梁建生(2008). RNA干涉下调
RACK1基因表达增强水稻抗旱能力. 中国水稻科学, 22 (5):
447~453
杨红玉, 张学琴(2008). 拟南芥WD40蛋白. 植物生理学通讯, 44 (5):
1025~1033
An XH, Tian Y, Chen KQ, Wang XF, Hao YJ (2012). The apple
WD40 protein MdTTG1 interacts with bHLH but not MYB pro-
teins to regulate anthocyanin accumulation. J Plant Physiol, 169:
710~717
Ananieva EA, Gillaspy GE, Ely A, Burnette RN, Les Erickson F
(2008). interaction of the WD40 domain of a myoinositol poly-
phosphate 5-phosphatase with SnRK1 links inositol, sugar, and
stress signaling. Plant Physiol, 148: 1868~1882
Andersson MX, Kourtchenko O, Dangl JL, Mackey D, Ellerstrom
M (2006). Phospholipase-dependent signalling during the Avr-
Rpm1- and AvrRpt2-induced disease resistance responses in
Arabidopsis thaliana. Plant J, 47: 947~959
Angers S, Li T, Yi X, MacCoss MJ, Moon RT, Zheng N (2006). Mo-
lecular architecture and assembly of the DDB1-CUL4A ubiquitin
ligase machinery. Nature, 443 (7111): 590~593
Biedermann S, Hellmann H (2011). WD40 and CUL4-based E3 ligas-
es: lubricating all aspects of life. Trends Plant Sci, 16 (1): 38~46
Burnette RN, Gunesekera BM, Gillaspy GE (2003). An Arabidopsis
inositol 5-phosphatase gain-of-function alters abscisic acid sig-
naling. Plant Physiol, 132: 1011~1019
Chakrabortee S, Boschetti C, Walton LJ, Sarkar S, Rubinsztein
DC, Tunnacliffe A (2007). Hydrophilic protein associated
with desiccation tolerance exhibits broad protein stabilization
function. Proc Natl Acad Sci USA, 104 (46): 18073~18078
Chen JG, Ullah H, Temple B, Liang J, Guo J, Alonso JM, Ecker
JR, Jones AM (2006). RACK1 mediates multiple hormone
responsiveness and developmental processes in Arabidopsis. J
Exp Bot, 57 (11): 2697~2708
Chinnusamy V, Schumaker K, Zhu JK (2004). Molecular genetic
perspectives on cross-talk and specificity in abiotic stress
signalling in plants. J Exp Bot, 55 (395): 225~236
Choi H, Hong J, Ha J, Kang J, Kim SY (2000). ABFs, a family of
ABA-responsive element binding factors. J Biol Chem, 275 (3):
1723~1730
Chothia C, Hubbard T, Brenner S, Barns H, Murzin A (1997). Protein
folds in the all-beta and all-alpha classes. Annu Rev Biophys
Biomol Struct, 26: 597~627
Collins SR, Kemmeren P, Zhaog XC, Greenblatth JF, Spencerg F,
Holstegee FCP, Weissman JS, Krogan NJ (2007). Toward a com-
prehensive atlas of the physical interactome of Saccharomyces
cerevisiae. Mol Cell Proteomics, 6 (3): 439~450
Dell EJ, Connor J, Chen S, Stebbins EG, Skiba NP, Mochly-Rosen D,
Hamm HE (2002). The betagamma subunit of heterotrimeric G
proteins interacts with RACK1 and two other WD repeat pro-
teins. J Biol Chem, 277 (51): 49888~49895
Finkelstein RR, Lynch TJ (2000). The Arabidopsis abscisic acid re-
sponse gene ABI5 encodes a basic leucine zipper transcription
factor. Plant Cell, 12: 599~609
Gibson TJ (2009). Cell regulation: determined to signal discrete coop-
eration. Trends Biochem Sci, 34 (10): 471~482
Grigorieva G, Shestakov S (1982). Transfomation in the cyanobac-
植物生理学报1166
terium Synechocystis sp. 6803. FEMS Microbiol Lett, 13 (4):
367~370
Holm M, Hardtke CS, Gaudet R, Deng XW (2001). identification
of a structural motif that confers specific interaction with the
WD40 repeat domain of Arabidopsis COP1. EMBO J, 20 (1-2):
118~127
Huang J, Wang MM, Bao YM, Sun SJ, Pan LJ, Zhang HS (2008).
SRWD: a novel WD40 protein subfamily regulated by salt stress
in rice (Oryza sativa L.). Gene, 424: 71~79
ishida S, Takahashi Y, Nagata T (1996). The mode of expression and
promoter analysis of the arcA gene, an auxin-regulated gene in
tobacco BY-2 cells. Plant Cell Physiol 37 (4): 439~448
Janda L, Tichý P, Spízek J, Petrícek M (1996). A deduced Ther-
momonospora curvata protein containing serine/threonine
protein kinase and WD-repeat domains. J Bacteriol, 178 (5):
1487~1489
Jang JY, Kim DG, Kim YO, Kim JS, Kang H (2004). An expression
analysis of a gene family encoding plasma membrane aquaporins
in response to abiotic stresses in Arabidopsis thaliana. Plant Mol
Biol, 54 (5): 713~725
Lambright DG, Sondek J, Bohm A, Skiba NP, Hamm HE, Sigler PB
(1996). The 2.0 Å crystal structure of a heterotrimeric G protein.
Nature, 379 (6563): 311~319
Lee J, Zhou P (2007). DCAFs, the missing link of the CUL4-DDB1
ubiquitin ligase. Mol Cell, 26 (6): 775~780
Lee JH, Terzaghi W, Deng XW (2011). DWA3, an Arabidopsis DWD
protein, acts as a negative regulator in ABA signal transduction.
Plant Sci, 180: 352~357
Lee JH, Terzaghi W, Gusmaroli G, Charrona JB, Yoon HJ, Chen
H, He YJ, Xiong Y, Deng XW (2008). Characterization of
Arabidopsis and rice DWD proteins and their roles as substrate
receptors for CUL4-RiNG E3 ubiquitin ligases. Plant Cell, 20
(1): 152~167
Lee JH, Yoon HJ, Terzaghi W, Martinez C, Dai M, Li J, Byun MO,
Deng XW (2010a). DWA1 and DWA2, two Arabidopsis DWD
protein components of CUL4-based E3 ligases, act together as
negative regulators in ABA signal transduction. Plant Cell, 22:
1716~1732
Lee S, Lee J, Paek KH, Kwon SY, Cho HS, Kim SJ, Park JM (2010b).
A novel WD40 protein, BnSWD1, is involved in salt stress in
Brassica napus. Plant Biotechnol Rep, 4: 165~172
Lee Y, Kim YW, Jeon BW, Park KY, Suh SJ, Seo J, Kwak JM, Mar-
tinoia E, Hwang i, Lee Y (2007). Phosphatidylinositol 4,5-
bisphosphate is important for stomatal opening. Plant J, 52 (5):
803~816
Letunic i, Doerks T, Bork P (2009). SMART 6: recent updates and
new developments. Nucleic Acids Res, 37: 229~232
Madrona AY, Wilson DK (2004). The structure of Ski8p, a protein
regulation mRNA degradation: implication for WD protein struc-
ture. Protein Sci, 13 (6): 1557~1565
Mishra AK, Puranik S, Bahadur RP, Prasad M (2012a). The DNA-
binding activity of an AP2 protein is involved in transcriptional
regulation of a stress-responsive gene, SiWD40, in foxtail millet.
Genomics, 100: 252~263
Mishra AK, Puranik S, Prasad M (2012b). Structure and regulatory
networks of WD40 protein in plants. J Plant Biochem Biotech-
nol, 21 (1): 532~539
Misra S, Wu Y, Venkataraman G, Sopory SK, Tuteja N (2007). Het-
erotrimeric G-protein complex and G-protein-coupled receptor
from a legume (Pisum sativum): role in salinity and heat stress
and cross-talk with phospholipase C. Plant J, 51 (4): 656~669
Nilsson J, Sengupta J, Frank J, Nissen P (2004). Regulation of eukary-
otic translation by the RACK1 protein: a platform for signalling
molecules on the ribosome. EMBO Rep, 5 (12): 1137~1141
Ouyang Y, Huang X, Lu Z, Yao J (2012). Genomic survey, expression
profile and co-expression network analysis of OsWD40 family in
rice. BMC Genomics, 13: 100
Russell RB, Sasieni PD, Sternberg MJE (1998). Supersites within
superfolds. Binding site similarity in the absence of homology. J
Mol Biol, 282 (4): 903~918
Scrima A, Konícková R, Czyzewski BK, Kawasaki Y, Jeffrey PD, Gr-
oisman R, Nakatani Y, iwai S, Pavletich NP, Thomä NH (2008).
Structural basis of UV DNA damage recognition by the DDB1-
DDB2 complex. Cell, 135 (7): 1213~1223
Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozaki K (2000). Molecular responses
to dehydration and low temperature: differences and cross-talk
between two stress signaling pathways. Curr Opin Plant Biol, 3
(3): 217~223
Smith TF, Gaitatzes C, Saxena K, Neer EJ (1999). The WD repeat: a
common architecture for diverse functions. Trends Biochem Sci,
24 (5): 181~185
Sridhar VV, Kapoor A, Zhang KL, Zhu J, Zhou T, Hasegawa PM,
Bressan RA, Zhu JK (2007). Control of DNA methylation and
heterochromatic silencing by histone H2B deubiquitination. Na-
ture, 447: 735~738
Stirnimann CU, Petsalaki E, Russell RB, Müller CW (2010). WD40
proteins propel cellular networks. Trends Biochem Sci, 35:
565~574
Takahashi S, Katagiri T, Hirayama T, Yamaguchi-Shinozaki K, Shino-
zaki K (2001). Hyperosmotic stress induces a rapid and transient
increase in inositol 1,4,5-trisphosphate independent of abscisic
acid in Arabidopsis cell culture. Plant Cell Physiol, 42 (2):
214~222
Uno Y, Furihata T, Abe H, Yoshida R, Shinozaki K, Yamaguchi-
Shinozaki K (2000). Arabidopsis basic leucine zipper
transcription factors involved in an abscisic acid-dependent
signal transduction pathway under drought and high-salinity
conditions. Proc Natl Acad Sci USA, 97 (21): 11632~11637
Wang XQ, Ullah H, Jones AM, Assmann SM (2001). G protein regu-
lation of ion channels and abscisic acid signaling in Arabidopsis
guard cell. Science, 292 (5524): 2070~2072
Xu C, Min J (2011). Structure and function of WD40 domain proteins.
Protein Cell, 2 (3): 202~214
Yadav DK, Tuteja N (2011). Rice G-protein coupled receptor (GPCR):
in silico analysis and transcription regulation under abiotic
stress. Plant Signal Behav, 6 (8): 1079~1086
Yu H, Braun P, Yildirim MA, Lemmens i, Venkatesan K, Sahalie J,
Hirozane-Kishikawa T, Gebreab F, Li N, Simonis N et al (2008).
High quality binary protein interaction map of the yeast interac-
tome network. Science, 322 (5898): 104~110
吴艳玲等: 植物色氨酸-天冬氨酸重复序列蛋白响应逆境胁迫的调控作用 1167
Zhang K, Sridhar VV, Zhu J, Kapoor A, Zhu JK (2007). Distinctive
core histone post-translational modification patterns in Arabi-
dopsis thaliana. PLoS ONE, 11: e1210
Zhang Y, Feng S, Chen F, Chen H, Wang J, McCall C, Xiong Y, Deng
XW (2008). Arabidopsis DDB1-CUL4 ASSOCiATED FAC-
TOR1 forms a nuclear E3 ubiquitin ligase with DDB1 and CUL4
that is involved in multiple plant developmental processes. Plant
Cell, 20 (6): 1437~1455
Zhong R, Ye ZH (2004). Molecular and biochemical characterization
of three WD-repeat-domain-containing inositol polyphosphate
5-phosphatases in Arabidopsis thaliana. Plant Cell Physiol, 45
(11): 1720~1728
Zhu J, Jeong JC, Zhu Y, Sokolchik i, Miyazaki S, Zhu JK, Hasegawa
PM, Bohner HJ, Shi H, Yun DJ et al (2008). involvement of
Arabidopsis HOS15 in histone deacetylation and cold tolerance.
Proc Natl Acad Sci USA, 105 (12): 4945~4950
Zhu JK (2002). Salt and drought stress signal transduction in plants.
Annu Rev Plant Biol, 53: 247~273