全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2013, 49 (3): 247~252 247
收稿 2013-01-11　　修定 2013-01-25
资助 国家自然科学基金重大研究计划项目(90817101和9111-
7006)和湖南农业大学2011年湖南省研究生科研创新项目
(CX2011B291)。
* 通讯作者(E-mail: langtaoxiao@163.com; Tel: 0731-84635261)。
花生开花下针期14C-生长素的运输与分布
彭琼, 李合松, 张顺超, Mohammed H. Kabir, 黄志刚, 萧浪涛*
湖南农业大学植物激素与生长发育湖南省重点实验室, 长沙410128
摘要: 为研究花生开花下针期生长素在植株中的运输与分布规律, 以‘中花4号’花生为试验材料, 以14C-IAA为示踪物, 对花
生不同部位中14C-IAA的分布进行放射自显影定位分析, 并利用液体闪烁计数仪进行定量检测。结果表明: 涂布于花生主
茎顶叶的14C-IAA在处理48 h后向根和茎中的转运量增加, 向下运输的速率约为5 mm∙h-1。通过浸泡处理进入根系的14C-
IAA具有向顶传导的能力, 但在根系中的滞留量较高, 处理24 h时14C-IAA向地上部分转运的能力较强。涂布于果针着生部
位上方茎段的14C-IAA可同时向上、下两个方向运输, 且处理24 h时运输能力较强。带有果针的花在涂布处理72 h后其14C-
IAA主要向下运输; 而尚未形成果针的花涂布处理后其14C-IAA运输至不同部位的含量为: 叶>茎>根。
关键词: 同位素示踪; 14C-IAA; 生长素运输; 开花下针期
Transportation and Distribution of 14C-Labelled Auxin in the Pegging Stage of
Peanut (Arachis hypogaea L.)
PENG Qiong, LI He-Song, ZHANG Shun-Chao, Mohammed H. Kabir, HUANG Zhi-Gang, XIAO Lang-Tao*
Hunan Provincial Key Laboratory of Phytohormones and Growth Development, Hunan Agricultural University, Changsha 410128, China
Abstract: In order to reveal the transportation and distribution of 14C-labelled auxin in different parts at the
pegging stage of peanut, ‘Zhonghua 4’ was used as the experimental material by locally applying 14C-IAA on
top leaves, roots, flowers and stem portions below where pegs were originated, the autoradiographs were
analysed and the radioactivity in the different parts was determined by using a liquid scintillation counter. The
results showed that the 14C-IAA contents in roots and stems were higher than in leaves at 48 h after the
treatment, and the transport rate was approximately 5 mm∙h-1 from top leaves to downwards of stems when top
leaves were treated. In case of root treatment, 14C-IAA had a transportation trend upwards. The accumulation of
14C-IAA in roots was higher than in other parts, moreover the upwards transportation ability of 14C-IAA was
stronger at 24 h after the treatment. Whereas 14C-IAA applied in the stem portions transported both upwards and
downwards simultaneously, and 14C-IAA content was found to be high in roots, stems and leaves after treated
24 h. The transportation of 14C-IAA from flowers with pegs was found mainly downwards after treated for 72 h.
However the highest content of 14C-IAA was found in leaves followed by stems and the lowest was in roots in
case of 14C-IAA transportation from flowers without pegs.
Key words: isotopic tracing; 14C-IAA; auxin transport; pegging stage
生长素(IAA)是最早发现的、在植物中唯一
具有极性运输特性的植物激素, 主要合成于具有
分生能力的茎尖、幼叶和根等组织器官中(Ljung
等2001), 在调节植物从胚胎发生到成熟的生长进
程中起着决定性作用(Vanneste和Friml 2009)。
生长素在植物体内主要通过极性和非极性两
种运输方式从合成部位运往其他的组织细胞中。
植物体胚的发育、顶端分生组织的形成以及叶、
根的发生等发育过程均受到生长素流的控制
(Teale等2006; 李林川和瞿礼嘉2006)。成熟叶片中
合成的生长素通过韧皮部进行非极性运输, 而极
性运输方式使生长素在植株体内形成以器官顶端
为中心的浓度梯度, 并维持植物不同组织中的生
长素浓度差, 特异性地调控植物器官发生、发育
研究报告 Original Papers
植物生理学报248
和向性反应等生理过程(李俊华和种康2006)。双
子叶植物顶端组织输出的生长素通过茎向根部移
动, 移动的方式具有缓慢、极性运输等特征(Gold-
smith 1977; Morris 2000)。近年来, 单克隆抗体的
免疫定位技术(Moctezuma和Feldman 1999)、人工
合成的生长素特异性诱导启动子DR5 (Aloni等
2006; Dubrovsky等2008)及同位素示踪技术(Liu等
2010; 冯晓黎2005)等都被应用于IAA运输的研
究。通过将PIN和AUX1/LAX等生长素运输蛋白基
因与GUS和GFP等报告基因融合也可以揭示IAA
在茎尖和根尖等部位的流动情况(Prusinkiewicza等
2009; Petersson等2009)。
花生(Arachis hypogaea L.)具有独特的地上开
花、地下结果的遗传特性。花生的开花下针期是
花生营养生长向生殖生长转变的关键时期, 也是
植株体内生长素运输和分布变化最显著的时期(冯
啟理和潘瑞炽1989)。此时形成的花生果针(子房
与子房柄)具有与根相似的向地性, 而植物的向地
性反应正是由生长素的不对称分布引起的。因此,
探讨花生开花下针期植株体内生长素的运输与分
布对研究植物中生长素运输及其在荚果发育中的
作用具有参考价值。本文以‘中花4号’花生为试验
材料, 利用标记合成的14C-IAA, 采用放射性自显影
及液体闪烁测定技术, 对花生开花下针期植株体
内14C-IAA的吸收、运输和分布规律进行研究, 从
而为揭示花生花针期生长素的运输特性以及利用
PIN和AUX/LAX等IAA运输蛋白的进一步研究提
供一定的植株水平的试验依据。
材料与方法
1 试验材料
供试材料为‘中花4号’花生(Arachis hypogaea
L.), 由湖南农业大学旱作研究所李林教授提供。
2 供试仪器和试剂
TRI-CARB 2100TR液体闪烁计数仪(美国
Packard公司), 用于14C-IAA示踪剂的检测。14C-
IAA制剂产自Sigma公司 , 其比放射性活度为
0.95×37×106 kBq∙L-1。常规药品: 2,5-二苯基恶唑
(PPO)、1,4-双-[2-(5-苯基恶唑)]-苯(POPOP)、乙
醇胺、萘、乙二醇乙醚、1,4-二氧六环均产自国
药集团化学试剂有限公司。放射自显影胶片来源
于上海逍鹏生物科技有限公司。
3 试验方法
以开花下针期的盆栽花生植株为试验材料,
利用14C-IAA分别对花生植株的主茎顶叶、根部、
果针着生部位上方的茎段及花器官进行同位素示
踪剂的标记, 处理一定时间后取样并进行放射自
显影及放射性活度测定。所测结果采用Microsoft
Excel 2003作图, 采用唐启义DPS v7.05数据分析系
统进行统计分析。
3.1 植株主茎顶叶的14C-IAA标记
利用小毛笔对主茎顶叶均匀涂布1%的Triton
X-100溶液后, 采用微量进样器将示踪剂饲喂到植
株主茎顶叶, 所引入的14C-IAA放射性活度为74
kBq, 在处理部位的下方涂布一圈凡士林, 以避免
对植株其他部位造成放射性污染, 分别于处理后
的24和48 h取样, 随即用水洗净其表面所粘附的示
踪剂, 用吸水纸吸去残余水分, 将花生植株平铺在
具有多层吸水纸的标本夹中, 于60 ℃干燥箱中烘
至恒重, 之后固定于纸板上, 在暗室条件下置于放
有X光胶片的暗匣中开始曝光, 30 d (经预备试验
后确定的理想曝光时间)后将底片冲洗获得放射自
显影片, 观察分析14C-IAA在花生植株中的运输与
分布。将放射性的植株标本按根、茎、叶等部位
进行分样、称重、粉碎, 采用密闭燃烧法制备其
液体闪烁测量样品, 利用TRI-CARB 2100TR液体
闪烁计数仪测定样品的放射性, 并作淬灭校正和
本底扣除 , 计数重复 3次 , 所测得的比活度
[kBq∙mg-1 (干样)]乘以各部位的干物质重量(mg)即
得到各部位的放射性活度(kBq), 用以作为14C-IAA
在各部位的分布量。
3.2 果针着生部位上方茎段的14C-IAA标记
利用小毛笔在花生侧枝果针着生部位上方的
茎段上均匀的涂布1% Triton X-100溶液后, 采用微
量进样器将示踪剂饲喂到果针着生部位上方的茎
段上, 所引入的14C-IAA放射性活度为37 kBq, 分别
于处理后的24和48 h取样, 进行放射自显影及放射
性活度测定, 具体方法见3.1节。
3.3 花生根部的14C-IAA标记
采用浸泡法从根部引入14C-IAA的放射性活
度为74 kBq, 分别于处理24和48 h后取样, 进行放
射自显影及放射性活度测定, 具体方法见3.1节。
3.4 花生花器官的14C-IAA标记
采用微量进样器将14C-IAA示踪剂饲喂到带
彭琼等: 花生开花下针期14C-生长素的运输与分布 249
有果针的花和尚未形成果针的花上, 所引入的14C-
IAA放射性活度为37 kBq, 72 h后取样并进行放射
自显影及放射性活度的测定, 具体方法见3.1节。
实验结果
1 花生植株中14C-IAA的运输
1.1 花生主茎顶叶涂布处理后14C-IAA的运输
利用14C-IAA标记处理花生主茎顶叶24 h后,
自显影片中除主茎顶叶外的其他部位基本上没有
显影, 表明14C-IAA向下运输的量极少(图1-A)。而
处理48 h后14C-IAA在植株体内主要从涂布部位向
下进行运输。通过测量花生植株标本以及自显影
片中14C-IAA移动的距离, 推算出14C-IAA在花生中
的运输速度约为5 mm∙h-1 (图1-B)。
1.2 根部浸泡处理后14C-IAA的运输
利用14C-IAA溶液对花生植株的根部进行浸
泡处理后, 外施的标记生长素向上运输的能力并
没有随着处理时间的延长而增强。从自显影片可
以看出, 浸泡处理48 h后进入根系的14C-IAA量高
于处理后的24 h (图1-C、D)。根系浸泡处理后, 花
生植株地上部分的茎和叶中均有IAA的积累, 说明
花生植株根部浸泡处理一定时间后14C-IAA具有向
顶传导的能力。
1.3 果针着生部位上方的茎段涂布处理后14C-IAA
的运输
涂布于花生果针着生部位上方茎段的 14C-
IAA既可以向果针上部的茎、叶方向运输, 又可以
向果针及根部的方向运输, 且运输能力与处理时
间相关。处理24 h时, 外施的标记生长素通过侧枝
维管组织的运输能力明显高于处理48 h时(图1-E、
F)。果针着生部位上方茎段处理24 h后, 在未被直
接处理的上部叶片中14C-IAA表现为从叶片中心部
位的叶脉向叶片边缘传导和分布的趋势(图1-E)。
1.4 花器官涂布处理后14C-IAA的运输
采用涂布法对带有果针的花(图1-G)和尚未形
成果针的花(图1-H)进行14C-IAA处理。带有果针
的花器官在处理72 h后, 外源标记的生长素向下运
输, 主要分布于涂布部位就近的叶片及向下生长
的果针中, 并有小部分14C-IAA通过维管束进入根
部。而尚未形成果针的花器官在处理72 h后, 14C-
IAA主要向上运输至叶片中, 少部分进入根部。
2 花生植株中14C-IAA的动态分布
2.1 主茎顶叶涂布处理后14C-IAA的动态分布
将14C-IAA示踪剂均匀的涂布于主茎顶叶上,
处理24和48 h后对植株的根、茎、叶3个部位中
14C-IAA含量进行测定, 其结果见表1。根、茎、叶
中14C-IAA含量在处理24和48 h时均具有显著差
异。与处理24 h相比, 处理48 h后花生植株中14C-
IAA的总吸收量增加, 根和茎中14C-IAA的分配比
例也增加, 但叶中14C-IAA的分配比例降低。表明
处理48 h后主茎顶叶中施入的14C-IAA在叶中的滞
留量较少, 向根和茎中的转运量增加。
表1 主茎顶叶及根部处理后14C-IAA在花生植株中的放射
性活度及分配比例
Table 1 Radioactivity and its distribution proportion locally
treated with 14C-IAA on top leaves and roots
处理时间/h
处理部位
测定 24 48
部位 放射性 比例/ 放射性 比例/
活度/kBq % 活度/kBq %
主茎顶叶 根 0.15c 4.10 0.51c 12.50
茎 0.56b 15.30 0.95b 23.28
叶 2.95a 80.60 2.62a 64.22
根 根 1.45a 93.75 2.97a 95.51
茎 0.06b 3.59 0.09b 2.85
叶 0.04b 2.66 0.05b 1.64
　　同一处理部位不同测定部位之间数字旁不同小写字母表示
5%水平的差异显著性。下表同此。
2.2 根部浸泡处理后14C-IAA的动态分布
将花生植株的根部置于含有14C-IAA示踪剂
的溶液中分别浸泡24和48 h后进行根、茎、叶中
14C-IAA含量的测定(表1)。试验结果表明, 处理24
和48 h后根部所吸收14C-IAA中的绝大部分仍滞留
在根中, 其比例分别为93.75%和95.51%, 而转运至
茎和叶中14C-IAA比例很小。与根系浸泡处理24 h
相比, 处理48 h后花生植株中14C-IAA的总吸收量
较高, 且滞留于根系中的14C-IAA所占的吸收比例
也较大, 而运输至茎、叶中14C-IAA的吸收比例却
相对较小, 说明根部浸泡48 h处理的花生根系向地
上部分转运14C-IAA的能力是有限的。
2.3 果针着生部位上方的茎段涂布处理后14C-IAA
的动态分布
将14C-IAA均匀的涂布于侧枝果针着生部位
植物生理学报250
图1 14C-IAA处理花生植株后的标本和自显影图
Fig.1 The plant samples and their autoradiographs for peanut plants locally treated with 14C-IAA
A、B分别为14C-IAA处理主茎顶叶24和48 h; C、D分别为14C-IAA处理根部24和48 h; E、F分别为14C-IAA处理果针着生部位上方的茎
段24和48 h; G、H分别为14C-IAA处理带有果针和尚未形成果针的花器官72 h。每张图片的左侧代表植物标本, 右侧代表自显影片, 箭头代
表标记部位。
彭琼等: 花生开花下针期14C-生长素的运输与分布 251
上方的茎段上, 处理24和48 h后进行根、茎、叶及
标记部位中14C-IAA含量的测定。从表2可知随处
理时间的延长, 花生植株中14C-IAA总吸收量增加,
标记部位中14C-IAA的分配比例也依次增加, 但处
理48 h后根、茎、叶中14C-IAA的分配比例低于处
理24 h各部位中14C-IAA的分配比例。这说明处理
48 h时较多的14C-IAA滞留在标记部位没有输出。
处理24 h时植株根、茎、叶中14C-IAA的分配比例
较大, 表明涂布于侧枝果针上方茎段24 h时14C-
IAA向地上部分和地下部位的运输能力较强。
讨　　论
本研究采用14C-IAA示踪技术对花生开花下
针期IAA的运输及分布进行了初步定位和定量分
析。结果表明涂布于花生主茎顶叶的14C-IAA主要
通过维管组织从涂布部位往根系方向运输, 运输
速率约为5 mm∙h-1。Morris和Thomas (1978)、
Rowntree和Morris (1979)将14C-IAA施用到豌豆苗
顶芽后, 只有少量14C-IAA通过缓慢的极性运输系
统从茎运输到根部。施用于植物茎端的生长素在
维管形成层及其分化的薄壁细胞中只能通过极性
慢速运输途径进行, 与同化物的运输无关, 并且还
受到运输抑制剂NPA等的抑制(Rashotte等2000)。
这种运输方式需要消耗能量, 运输速度为0.3~1.5
cm∙h-1 (Hollis和Tepper 1971; Morris等1973), 因此可
以推测本研究中涂布于花生主茎顶叶的14C-IAA的
运输方式是极性的慢速运输。
标记生长素的运输与处理时间相关, 由主茎
顶叶涂布14C-IAA试验发现主茎顶端的14C-IAA在
处理48 h时向下运输的能力较强, 而侧枝上果针着
生部位上方茎段涂布的14C-IAA在处理24 h就能输
出到根、茎和叶中, 这可能是因为涂布于果针着
生部位上方茎段的14C-IAA是经过韧皮部进行的双
向、非极性运输, 此时的运输速率显著地高于极
性运输速率, 因而能在短时间内检测到14C-IAA在
花生植株不同部位中的分布。由根部浸泡处理后
发现, 处理48 h时花生植株中14C-IAA的总吸收量
比处理24 h时有所增加, 且14C-IAA在根中的滞留
量也增加, 但其中只有极少部分进入植株的地上
部分, 表明14C-IAA向地上部分转运的能力较弱。
主茎顶叶和根部处理后14C-IAA在植株内的运输
差异表明14C-IAA在花生中的运输方式主要是向
基运输。
通过在侧枝上果针着生部位上方茎段涂布
14C-IAA的研究结果发现, 14C-IAA既可以向果针上
部的茎、叶方向运输, 又可以向根部方向运输, 且
处理24 h时植株标记部位14C-IAA的滞留量较少,
转移至根、茎、叶中14C-IAA的比例较大, 表明14C-
IAA同时向上、向下运输的能力较强。这一运输
方式与韧皮部中物质运输的方式相似, 但对于花
生韧皮部和木质部中14C-IAA的运输方式还需进一
表2 果针上方的茎段涂布处理后14C-IAA在花生植株中的
放射性活度及分配比例
Table 2 Radioactivity and distribution of 14C-IAA in peanut
plants locally treated on stem portions below where pegs
were originated
处理时间/h
测定部位
24 48
放射性活度/ 比例/ 放射性活度/ 比例/
kBq % kBq %
标记茎部 1.66a 53.08 3.80a 87.25
其他茎部 0.46c 14.83 0.32b 7.37
叶 0.81b 25.95 0.13c 2.93
根 0.19d 6.14 0.11c 2.45

图2 花器官涂布处理后14C-IAA在花生植株体内的分布
Fig.2 Distribution of the radioactivity in peanut plants locally
treated with 14C-IAA on flowers
柱形上不同小写字母表示5%水平的差异显著性。
2.4 花器官涂布处理后14C-IAA的分布特点
以尚未形成果针的花涂布处理72 h后的植株
为测定材料, 进行植株不同部位14C-IAA含量的测
定。结果发现外施的标记生长素在不同部位的含
量为: 叶>茎>根。叶中的14C-IAA含量是茎和根中
14C-IAA含量的1.78和6.03倍(图2)。
植物生理学报252
步研究。尚未形成果针的花器官在经过14C-IAA处
理后, 外施的标记生长素在不同部位的含量为: 叶
>茎>根。这可能是因为在未形成果针的情况下,
生长素主要运往地上部分, 促进地上部分的生长,
用于合成较多的有机物, 从而促进果针生长及荚
果发育。
准确掌握生长素在组织水平的运输与分布对
于深入阐明生长素介导的生长发育过程及调控的
有关机制十分必要和迫切。生长素的极性运输在
很大程度上归功于IAA输出蛋白(PINs) (Krecek等
2009)和IAA输入蛋白(AUX1/LAX) (Robert和Friml
2009; Lee等2011)的作用。IAA运输蛋白介导的极
性运输是植物体发育模式及不同生长反应的基
础。因此在现有研究基础上, 利用PIN-GFP对花生
花针期的IAA运输和分布进行深入研究, 有望实现
花针期生长素在植株组织水平上的精确定位。
参考文献
冯啟理, 潘瑞炽(1989). 花生结荚期间生长素、赤霉素和乙烯的变
化. 植物生理学通讯, (2): 25~28
冯晓黎(2005). 生长素对花药及植物维管发育作用的研究[博士论
文]. 上海: 中国科学院上海生命科学研究院植物生理生态研
究所
李俊华, 种康(2006). 植物生长素极性运输调控机理的研究进展. 植
物学通报, 23 (5): 466~477
李林川, 瞿礼嘉(2006). 生长素对拟南芥叶片发育调控的研究进展.
植物学通报, 23 (5): 459~465
Aloni R, Aloni E, Langhans M, Ullrich CI (2006). Role of auxin
in regulating Arabidopsis flower development. Planta, 223:
315~328
Dubrovsky JG, Sauer M, Mendivil SN, Ivanchenko MG, Friml J,
Shishkova S, Celenza J, Benkova E (2008). Auxin acts as a local
morphogenetic trigger to specify lateral root founder cells. Proc
Natl Acad Sci USA, 105 (25): 8790~8794
Goldsmith MHM (1977). The polar transport of auxin. Annu Rev
Plant Physiol, 28: 439~478
Hollis CA, Tepper HB (1971). Auxin transport within intact dormant
and active white ash shoots. Plant Physiol, 48: 146~149
Krecek P, Skupa P, Libus J, Naramoto S, Tejos R, Friml J, Zazimalova
E (2009). The PIN-FORMED (PIN) protein family of auxin
transporters. Genome Biol, 10: 249~260
Lee C, Chronis D, Kenning C, Peret B, Hewezi T, Davis EL, Baum
TJ, Hussey R, Bennett M, Mitchum MG (2011). The novel cyst
nematode effector protein 19C07 interacts with the Arabidopsis
auxin influx transporter LAX3 to control feeding site develop-
ment. Plant Physiol, 155: 866~880
Liu JX, An X, Cheng L, Chen FJ, Bao J, Yuan LX, Zhang FS, Mi GH
(2010). Auxin transport in maize roots in response to localized
nitrate supply. Ann Bot, 106: 1019~1026
Ljung K, Bhalerao RP, Sandberg G (2001). Sites and homeostatic
control of auxin biosynthesis in Arabidopsis during vegetative
growth. Plant J, 28: 465~474
Moctezuma E, Feldman LJ (1999). Auxin redistributes upwards in
graviresponding gynophores of the peanut plant. Planta, 209:
180~186
Morris DA, Kadir GO, Barry AJ (1973). Auxin transport in intact
pea seedlings (Pisum sativum L.): The inhibition of transport by
2,3,5-triidobenzoic acid. Planta, 110: 173~182
Morris DA, Thomas AG (1978). A microautoradiographic study of
auxin transport in the stem of intact pea seedlings (Pisum sati-
vum L.). J Exp Bot, 29: 147~157
Morris DA (2000). Transmembrane auxin carrier systems-dynamic
regulators of polar auxin transport. Plant Growth Regul, 32 (23):
161~172
Petersson S, Johansson A, Kowalczyk M, Makoveychuk A, Wang
J, Moritz T, Grebe M, Benfey P, Sandberg G, Ljung K (2009).
An auxin gradient and maximum in the Arabidopsis root apex
shown by high-resolution cell-specific analysis of IAA distribu-
tion and synthesis. Plant Cell, 21: 1659~1668
Prusinkiewicza P, Crawford S, Smitha RS, Ljung K, Bennett T,
Ongaro V, Leyser O (2009). Control of bud activation by an
auxin transport switch. Proc Natl Acad Sci USA, 106 (41):
17434~17436
Rashotte AM, Brady SR, Reed RC, Ante SJ, Muday GK (2000). Ba-
sipetal auxin transport is required for gravitropism in roots of
Arabidopsis. Plant Physiol, 122: 481~490
Robert HS, Friml J (2009). Auxin and other signals on the move in
plants. Nat Chem Biol, 5 (5): 325~332
Rowntree RA, Morris DA (1979). Accumulation of 14C from exog-
enous labelled auxin in lateral root primordia of intact pea seed-
lings (Pisum sativum L.). Planta, 144: 463~466
Teale WD, Paponov IA, Palme K (2006). Auxin in action: signalling,
transport and the control of plant growth and development. Nat
Rev Mol Cell Biol, 7: 847~859
Vanneste S, Friml J (2009). Auxin: a trigger for change in plant devel-
opment. Cell, 136 (6): 1005~1016