全 文 ：植物生理学报 Plant Physiology Journal 2016, 52 (4): 471–478　　doi: 10.13592/j.cnki.ppj.2016.0071 471
收稿 2016-02-25　　修定 2016-03-22
资助 中央高校基本科研业务费专项资金项目(XDJK2012C088)
和贵州省功能材料与资源化学特色重点实验室开放基金
项目。
* 通讯作者(E-mail: jwcsm@swu.edu.cn)。
植物生长物质对白英毛状根生长及薯蓣皂苷元含量的影响
董瑜1, 陈宇1, 张楷燕1, 孙一铭1, 张来2, 孙敏1,*
1西南大学生命科学学院, 三峡库区生态环境教育部重点实验室, 重庆400715; 2安顺学院, 贵州省教育厅功能材料与资源化
学特色重点实验室, 贵州安顺561000
摘要: 利用含pRiA4质粒的农杆菌C58C1浸染白英叶片获得能在无植物生长物质培养基上自主生长的毛状根单克隆系, 且
毛状根中薯蓣皂苷元含量高于野生型白英植株。在液体培养基中添加不同浓度的6-苄氨基腺嘌呤(6-BA)、萘乙酸(NAA)
或6-BA与NAA的结合处理白英毛状根, 观察其对毛状根生长的影响, 并利用高效液相色谱法(HPLC)测定毛状根中薯蓣皂
苷元含量。结果表明, 6-BA抑制白英毛状根的生长, 且随6-BA浓度增加, 抑制作用越明显, 6-BA能增加白英毛状根每克干
物质中薯蓣皂苷元的含量, 但降低培养瓶中毛状根薯蓣皂苷元总量。NAA对毛状根的生长有促进作用, 其中, 经0.5 mg·L-1
NAA处理的毛状根在培养30 d时干重达到同期对照的1.76倍。虽然NAA降低每克干物质中薯蓣皂苷元含量, 但提高培养
瓶中毛状根薯蓣皂苷元总量, 薯蓣皂苷元总量最高可达0.97 mg (DW)·瓶-1, 是对照整个培养过程中最大值的1.37倍。6-BA
与0.5 mg·L-1 NAA的结合抑制白英毛状根的生长, 同时降低每克干物质中薯蓣皂苷元的含量。
关键词: 白英; 毛状根; 植物生长物质; 薯蓣皂苷元; HPLC
白英(Solanum lyratum)是茄科(Solanaceae)茄
属植物的全草, 又名白毛藤, 多年生蔓性草本。白
英含有多种化学成分, 主要有甾体皂苷类、甾体
生物碱类、有机酸等化合物, 其全草具有清热解
毒、祛风除湿、抗癌等功效(孙立新等2006; Sun等
2006, 2011; 王文昌等2011)。白英中的主要药用成
分为薯蓣皂苷元(diosgenin), 是用于合成各种避孕
药和甾体激素类药物的主要基础原料, 它除了主
要的抗肿瘤作用之外 , 还具有肝脏保护、调血
脂、抗氧化、促进骨骼形成和消炎等药理活性(何
焱等2013)。
毛状根的产生是由发根农杆菌(Agrobacterium
rhizogenes)的Ri质粒的T-DNA片段在植物基因组
中整合表达的结果。利用发根农杆菌诱导植物外
植体能获得在无生长物质培养基上自主生长、遗
传稳定、多分支且次生代谢产物含量高于野生植
株的毛状根系。在此基础上, 为进一步扩大毛状
根生长量以及提高毛状根在一定培养时间内其主
要药用成分的积累, 适当的添加植物生长物质对
毛状根的生长及毛状根中次生代谢产物的合成具
有一定的影响, 且植物生长物质的种类及浓度不
同, 影响也不同(Meyer和Vanstanden 1995; 于荣敏
等2006; 施和平等2006; 齐香君2009; 房翠萍等
2011; 徐大卫2012; 何含杰2014; 王瑜2014)。本实
验研究了细胞分裂素6-BA、生长素NAA, 以及
6-BA和NAA的组合对白英毛状根生长和薯蓣皂苷
元含量的影响, 以求找到能有效提高白英毛状根
生长量和薯蓣皂苷元含量的植物生长物质培养条
件, 为扩大化生产奠定基础。
材料与方法
1 材料、试剂与仪器
1.1 材料
农杆菌C58C1菌株, 是根癌农杆菌经“解除武
装(disarmed)”改造后, 保留Helper质粒, 导入pRiA4
质粒而成的发根农杆菌, 改造后的C58C1失去使植
物长冠瘤组织的能力。菌株由西南大学廖志华教
授提供。
白英(Solanum lyratum Thunb.)种子采自西南
大学校园内, 经西南大学生命科学学院邓洪平教
授鉴定为白英种子, 于4°C冰箱内保存。
1.2 试剂
实验所用试剂中, 用于处理实验和物质提取
的6-苄氨基嘌呤(6-benzylaminopurine, 6-BA)、萘
乙酸(α-naphthaleneacetic, NAA)、盐酸、甲醇、乙
醇、石油醚均为分析纯, 用于高效液相色谱检测
的甲醇、乙腈为色谱纯; 薯蓣皂苷元标准品购于
成都曼思特生物科技有限公司(HPLC检测纯度
≥99.99%)。
植物生理学报472
1.3 仪器
实验所用仪器有GXZ型智能光照培养箱(宁
波东南仪器公司)、培英大容量全温振荡器(太仓
实验设备厂)、CS101-3ABY电热鼓风干燥箱(重庆
永生实验仪器公司)、SHZ-III型循环水真空泵(上
海亚荣生化仪器厂)、旋转蒸发器RE-52AA (上海
亚荣生化仪器厂)、岛津LC-20AD自动进样高效液
相色谱仪(日本)和Symmetry-C18色谱柱(4.6 mm×
150 mm, 5 μm)。
2 方法
2.1 无菌苗的获得
白英种子用40°C水浸泡1 h, 自来水常温浸泡
24 h解除休眠。75%酒精消毒30 s, 无菌水冲洗3次,
升汞消毒10 min, 无菌水冲洗4次, 接种于MS培养
基中25°C暗培养至萌发(张鸿等2012), 萌发后转移
至光照培养箱内25°C, 光强40 µmol·m-2·s-1, 光照时
间12 h·d-1, 获得白英无菌苗待用。
2.2 菌种的活化
从–80°C超低温冰箱中取保存的C58C1菌株
200 μL, 加入25 mL YEP (附加利福平40 mg·L-1)液
体培养基中, 200 r·min-1、27°C振荡培养24 h, 复苏
菌体。在50 mL YEP (附加利福平40 mg·L-1)液体
培养基中加入100 μL上述复苏菌液, 200 r·min-1振
荡培养10 h , 加入乙酰丁香酮至终浓度为100
μmol·L-1, 相同条件下继续振荡培养2 h左右。将上
述50 mL的菌液分装于无菌离心管内, 4 000 r·min-1
离心10 min, 弃上清液, 菌体用等体积MS液体培养
基(附加100 μmol·L-1乙酰丁香酮)悬浮培养, 继续活
化30 min左右作为浸染液用于转化白英外植体(张
显强等2012)。
2.3 白英毛状根的诱导与培养
将白英无菌苗叶片切成0.5~1 cm2的小块, 用
无菌针扎出一些伤口, 放入已活化好的菌液中, 200
r·min-1、27°C振荡10 min后, 用无菌吸水纸吸干多
余菌液, 接种于附加100 μmol·L-1乙酰丁香酮的MS
固体培养基中, 27°C黑暗共培养3~4 d至叶片周围
有菌斑出现时, 取出叶片, 无菌水洗涤2次, 用无菌
吸水纸吸干水分后转入附加500 mg·L-1头孢噻肟钠
的MS培养基上进行光照培养, 每7 d更换一次培养
基, 直至毛状根长出。当毛状根长至2~3 cm时, 剪
下不同单克隆接种于附加500 mg·L-1头孢噻肟钠的
1/2MS培养基上进行除菌培养, 每7 d剪取根尖继代
培养, 继代5~6次后, 将毛状根转接至YEP琼脂培养
基上暗培养7 d, 以确定毛状根无农杆菌污染后, 接
种于1/2MS液体培养基中, 110 r·min-1、27°C黑暗
振荡培养。培养30 d左右收获毛状根进行分子检
测后, 选取分支较多且性状稳定的阳性毛状根单
克隆进行扩大培养, 供后续实验使用。
2.4 白英毛状根中rolB基因的分子检测
分别取不同单克隆系的毛状根, 试剂盒提取
DNA。采用PCR扩增的方法检测毛状根基因组中
的rolB基因, rolB基因正向引物为5′-GCTCTTG-
CAGTGCTAGATTT-3′, 反向引物为5′-GAAGGTG-
CAAGCTACCTCTC-3′。PCR反应体系为25 μL, 依
次加入DNA模板1 μL、正反引物各0.5 μL、ddH2O
10.5 μL和GoTaq® Green Master Mix 12.5 μL。发根
农杆菌C58C1作为阳性对照。PCR扩增条件: 94°C
预变性5 min; 94°C变性45 s, 55°C退火20 s, 72°C延
伸30 s, 30个循环; 72°C延伸10 min。扩增产物于
120 V、90 mA下进行0.1%琼脂糖凝胶电泳后于凝
胶成像系统中拍照保存。
2.5 外源植物生长物质处理实验
将继代培养20 d的生长旺盛的新鲜白英毛状
根约0.30 g (干重0.018 g)接种至添加不同质量浓度
的6-BA、NAA和6-BA+0.5 mg·L-1 NAA组合的
1/2MS液体培养基中, 其中6-BA、NAA质量浓度
梯度均为0.1、0.5、1.0和2.0 mg·L-1, 每个100 mL
锥形瓶中分装培养基50 mL, pH 5.80~5.85, 于110
r·min-1、27°C黑暗振荡培养, 每个浓度处理设置3
个重复。对照组为不添加任何植物生长物质的相
同培养条件下的白英毛状根。
2.6 白英毛状根生物量测定
在30 d的培养过程中, 每5 d随机抽取不同生
长物质及其浓度处理的毛状根各3瓶, 用蒸馏水洗
去培养物上的培养基, 并用吸水纸吸干水分后测
定毛状根的鲜重。将称量鲜重后的毛状根于60°C
恒温烘箱中烘干至恒重, 测定干重后供薯蓣皂苷
元的提取和测定。
2.7 白英毛状根中薯蓣皂苷元含量的测定
2.7.1 薯蓣皂苷元的提取
精密称取毛状根粉末0.05 g, 置于250 mL锥形
瓶中, 加入水13 mL, 甲醇70 mL, 再加浓盐酸溶液17
mL, 水浴加热回流3 h, 室温放置冷却后抽滤, 取滤
液, 用石油醚(60~90°C)萃取3次, 每次30 mL, 取石油
董瑜等: 植物生长物质对白英毛状根生长及薯蓣皂苷元含量的影响 473
醚层, 收集合并石油醚, 旋转蒸干后用甲醇溶解并
定容至10 mL, 经0.45 μm微孔滤膜过滤, 用于HPLC
测定(孙立新等2007; 周浓等2010; 林世和等2012)。
2.7.2 色谱条件
采用Symmetry-C18色谱柱(4.6 mm×150 mm, 5
μm), 流动相A为乙腈, 流动相B为超纯水, 体积比
为93:7, 进样量20 μL, 流速1.0 mL·min-1, 柱温30°C,
检测波长210 nm (孙立新等2007; 林世和等2012)。
2.7.3 薯蓣皂苷元标准品配置及标准曲线的制作
准确称取薯蓣皂苷元标准品3 mg, 用甲醇配
置成1 mg·mL-1的标准品母液, 用甲醇稀释, 配置
0.1、0.25、0.5、0.75和1 mg·mL-1的标准品溶液,
按上述色谱条件测定相应的峰面积, 以进样体积
和峰面积之间的关系, 得到薯蓣皂苷元测定标准
曲线方程为Y=6970.9X–84377, R2=0.9998, X为进样
体积, Y为峰面积。
实验结果
1 白英毛状根的诱导与培养
白英叶片经C58C1浸染共培养4 d后, 光照培养
10 d左右开始有毛状根长出。毛状根表现出无向地
性, 生长迅速, 分枝多且密被根毛。当毛状根长至
3~4 cm时切下, 接种到加有头孢噻肟钠的MS固体培
养基中培养。待除菌彻底后, 将毛状根转入1/2MS
液体培养基中振荡暗培养, 毛状根生长迅速。
2 白英毛状根中rolB基因的分子检测
以野生型白英基因组作为阴性对照, 发根农
杆菌C58C1作为阳性对照, 检测白英毛状根系中的
rolB基因。检测结果(图1)表明, 在检测的11个毛状
根单克隆系中, 有2个单克隆未检测到rolB基因, 其
他9个均检测到rolB基因的存在。选取分支较多且
性状稳定的阳性毛状根单克隆进行扩大培养。
3 6-BA对白英毛状根生长的影响
白英毛状根在含不同浓度6-BA的培养基中培
养25 d的生长情况如图2, 与对照相比, 6-BA明显抑
制白英毛状根的生长, 且随6-BA浓度升高, 抑制作
用越明显。随着培养时间的增加, 毛状根逐渐褐
化, 生长速度减慢, 并出现少量愈伤组织。培养至
30 d时, 经6-BA处理的毛状根干重为同期对照生物
量的47.6%~66.9% (图3)。这表明6-BA会抑制白英
毛状根的生长。
4 6-BA对白英毛状根薯蓣皂苷元含量的影响
6-BA对白英毛状根中薯蓣皂苷元含量的影响
见图4, 对照与不同浓度6-BA处理的白英毛状根中
薯蓣皂苷元含量均有先上升后下降的趋势。在培
养至25 d时, 白英毛状根中薯蓣皂苷元含量达到最
大值 , 对照毛状根中薯蓣皂苷元含量约为4.47
mg·g-1 (DW) (图4-A), 同期经0.1、0.5、1.0和2.0
mg·L-1 6-BA处理的毛状根中薯蓣皂苷元含量分别
约为4.50、4.69、5.19和4.75 mg·g-1 (DW)。这表明,
随培养时间的增加, 6-BA可提高白英毛状根每克
图1 白英毛状根rolB基因的PCR检测
Fig.1 PCR detection of rolB gene in hairy roots of S. lyratum
M: DL 2000 DNA Marker; +: 阳性对照为C58C1菌株; –: 阴性
对照为野生型白英; 1~11: 不同的白英毛状根单克隆。
图2 白英毛状根在含不同浓度6-BA的培养基中培养25 d
Fig.2 S. lyratum hairy roots cultured in medium containing different concentrations of 6-BA for 25 days
A: 对照; B: 6-BA 0.1 mg·L-1; C: 6-BA 0.5 mg·L-1; D: 6-BA 1.0 mg·L-1; E: 6-BA 2.0 mg·L-1。
植物生理学报474
干物质中薯蓣皂苷元的含量。但以每个培养瓶中
白英毛状根薯蓣皂苷元总量来看, 培养至25 d时,
对照每个培养瓶中毛状根的薯蓣皂苷元总量约为
0.71 mg (DW), 而经不同浓度6-BA处理的培养瓶
中毛状根薯蓣皂苷元的总量为同期对照的53.1%~
82.8% (图4-B)。表明6-BA会降低每个培养瓶中白
英毛状根薯蓣皂苷元总量。
5 NAA对白英毛状根生长的影响
图5为白英毛状根在含不同浓度NAA的培养
基中培养25 d的生长情况。从图5可以看出, 低浓
度NAA促进毛状根侧根分支的产生, 从而提高毛
状根的生物量, 而高浓度的NAA使得毛状根愈伤
化。当培养至30 d时, 0.5 mg·L-1 NAA处理的毛状
根干重达到0.30 g, 为同期对照的1.76倍(图6)。表
明适当低浓度的NAA可以促进白英毛状根的生长,
主要表现在促进毛状根分支的增多。
6 NAA对白英毛状根薯蓣皂苷元含量的影响
对照毛状根在25 d时达到最大值, 毛状根每克
干物质中薯蓣皂苷元含量约为4.47 mg (图7-A)。
与对照相比, 除培养至15 d和20 d时, 经NAA处理
的毛状根每克干 物质中薯蓣皂苷元含量稍高于同
期对照外, NAA均降低了白英毛状根每克干物质
中薯蓣皂苷元的含量。但以每个培养瓶中白英毛
状根薯蓣皂苷元总量来看, 经NAA处理的毛状根
薯蓣皂苷元含量在设置的培养时间内一直处于上
升或平缓增加趋势, 无下降趋势(图7-B)。培养至30
d时, 经0.1、0.5、1.0和2.0 mg·L-1 NAA处理的培养
瓶中毛状根的薯蓣皂苷元总量分别约为0.65、
0.97、0.55和0.62 mg (DW)·瓶-1, 分别为同期对照的
1.18、1.76、1.00和1.12倍, 同时经0.5 mg·L-1 NAA处
理的培养瓶中毛状根的薯蓣皂苷元总量最高达0.97
图4 6-BA对白英毛状根薯蓣皂苷元含量的影响
Fig.4 Effects of 6-BA on the contents of diosgenin in
S. lyratum hairy roots
图5 白英毛状根在含不同浓度NAA的培养基中培养25 d
Fig.5 S. lyratum hairy roots cultured in medium containing different concentrations of NAA for 25 days
A: 对照; B: NAA 0.1 mg·L-1; C: NAA 0.5 mg·L-1; D: NAA 1.0 mg·L-1; E: NAA 2.0 mg·L-1。
图3 6-BA对白英毛状根生长的影响
Fig.3 Effects of 6-BA on the growth of S. lyratum hairy roots
董瑜等: 植物生长物质对白英毛状根生长及薯蓣皂苷元含量的影响 475
mg (DW)·瓶-1, 高于对照整个培养过程中的最大值
0.71 mg (DW)·瓶-1 (图7-B)。表明低浓度NAA可以
很好的促进每个培养瓶中白英毛状根薯蓣皂苷元
总量的积累。
7 6-BA和NAA结合对白英毛状根生长的影响
不同浓度6-BA与0.5 mg·L-1 NAA组合处理对
白英毛状根生长的影响见图8、9。从图8可以看出,
6-BA与0.5 mg·L-1NAA结合, 抑制毛状根的伸长和
侧根的产生, 使毛状根膨大增粗, 逐渐褐化, 愈伤
化严重。与对照相比, 不同浓度6-BA与0.5 mg·L-1
NAA结合均提高了每个培养瓶中干物质的量(图
9)。培养至25 d时, 0.1 mg·L-1 6-BA和0.5 mg·L-1 NAA
结合处理的毛状根干物质达到0.34 g (DW)·瓶-1, 为对
照整个培养过程中最大值[0.17 g (DW)·瓶-1]的2倍
(图9)。结果表明, 虽然6-BA与0.5 mg·L-1 NAA结
合处理白英毛状根提高了每个培养瓶中的生物量,
但实际上抑制白英毛状根的生长。
8 6-BA和NAA结合对白英毛状根薯蓣皂苷元含量
的影响
图10为6-BA和0.5 mg·L-1 NAA结合对白英毛
状根薯蓣皂苷元含量的影响。从图10可见, 培养
至25 d时, 对照白英毛状根中薯蓣皂苷元含量达到
最大值, 毛状根中薯蓣皂苷元含量约为4.47 mg·g-1
(DW) (图10-A)。与对照相比, 经不同浓度6-BA和
0.5 mg·L-1 NAA结合处理的毛状根每克干物质中
薯蓣皂苷元含量分别为同期对照的64.1%~72.3%
(图10-A)。表明6-BA和0.5 mg·L-1 NAA结合降低
毛状根每克干物质中薯蓣皂苷元的含量。若以每
瓶白英毛状根的薯蓣皂苷元总量来看, 经0.1、
0.5、1.0和2.0 mg·L-1 6-BA和0.5 mg·L-1 NAA处理
的培养瓶中毛状根薯蓣皂苷元的总量在培养至30
图7 NAA对白英毛状根薯蓣皂苷元含量的影响
Fig.7 Effects of NAA on the contents of diosgenin in
S. lyratum hairy roots
图8 白英毛状根在含不同浓度6-BA+0.5 mg·L-1 NAA的培养基中培养25 d
Fig.8 S. lyratum hairy roots cultured in medium containing different concentrations of 6-BA and NAA 0.5 mg·L-1 combination for 25 days
A: 对照; B: 6-BA 0.1 mg·L-1+NAA 0.5 mg·L-1; C: 6-BA 0.5 mg·L-1+NAA 0.5 mg·L-1; D: 6-BA 1.0 mg·L-1+NAA 0.5 mg·L-1; E: 6-BA 2.0
mg·L-1+NAA 0.5 mg·L-1。
图6 NAA对白英毛状根生长的影响
Fig.6 Effects of NAA on the growth of S. lyratum hairy roots
植物生理学报476
d时均达到最大值 , 分别为同期对照的1 .83、
1.87、1.19和1.00倍, 且其中0.1 mg·L-1和0.5 mg·L-1
6-BA与0.5 mg·L-1 NAA结合处理的值分别为1.01
mg (DW)·瓶-1和1.03 mg (DW)·瓶-1, 均高于对照整
个培养过程中的最大值0.71 mg (DW)·瓶-1 (图10-
图10 6-BA和0.5 mg·L-1 NAA结合对白英毛状根薯蓣皂苷
元含量的影响
Fig.10 Effects of 6-BA and NAA 0.5 mg·L-1 combination on
the contents of diosgenin in S. lyratum hairy roots
B)。但结合图8可以看出, 造成这个结果的原因, 是
由于经6-BA和0.5 mg·L-1 NAA结合处理后白英毛
状根膨大、严重愈伤化, 致使每个培养瓶中干物质
总量高于对照, 从而导致添加了不同浓度6-BA与
0.5 mg·L-1 NAA组合的培养瓶中毛状根总量与每克
干物质中薯蓣皂苷元含量的乘积高于对照。
讨　　论
毛状根具有生长迅速、能在无植物生长物质
的培养基上自主生长、遗传稳定性和次生代谢产
物产量高等特点。本实验获得了能在无植物生长
物质的培养基上自主生长且薯蓣皂苷元含量高于
野生型白英植株的毛状根单克隆系。通过优化培
养条件, 可以有效地提高毛状根的生长量及次生
代谢产物含量, 而影响毛状根培养的因素有很多,
包括光照、温度、培养基种类、植物生长物质、
诱导子等(孙晶等2014)。已有研究表明, 植物生长
物质是毛状根培养过程中影响毛状根生长和次生
代谢产物积累的重要因素之一, 且随植物生长物
质种类和浓度的不同, 影响程度不同, 对于不同的
植物种类及毛状根类型, 植物生长物质对其的影
响也存在差异(Meyer和Van Standen 1995; 于荣敏
等2006; 施和平等2006; 齐香君和郭乐康2009; 房
翠萍等2011; 徐大卫2012; 何含杰和施和平2014;
王瑜2014)。本次实验首次用6-BA和NAA以及
6-BA与NAA的组合对白英毛状根进行诱导培养,
研究了不同种类、不同浓度的外源植物生长物质
以及添加植物生长物质后培养时间的长短对白英
毛状根生长及毛状根中薯蓣皂苷元含量的影响。
发现6-BA抑制白英毛状根的生长, 且抑制作用与
6-BA浓度成正比。6-BA可以增加白英毛状根每克
干物质中薯蓣皂苷元的含量, 但降低每个培养瓶
中毛状根的薯蓣皂苷元总量。NAA能促进白英毛
状根侧根的增多, 其中, 0.5 mg·L-1 NAA能很好地
促进白英毛状根的生长, 经其处理的毛状根生长
量是对照的1.76倍。与对照相比, NAA并不能有效
增加白英毛状根每克干物质中薯蓣皂苷元的含量,
但低浓度NAA能提高每个培养瓶中毛状根的薯蓣
皂苷元总含量, 比对照提高约36.6%。这与徐大卫
(2012)、王瑜(2014)在研究不同因子对植物毛状根
生长及次生代谢产物的影响实验中利用6-BA、
图9 6-BA和0.5 mg·L-1 NAA结合对白英毛状根生长的影响
Fig.9 Effects of 6-BA and NAA 0.5 mg·L-1 combination on
the growth of S. lyratum hairy roots
董瑜等: 植物生长物质对白英毛状根生长及薯蓣皂苷元含量的影响 477
NAA诱导处理毛状根的实验结果基本一致。6-BA
与0.5 mg·L-1 NAA的组合会明显抑制白英毛状根
的正常生长, 同时降低毛状根每克干物质中薯蓣
皂苷元的含量。因此, 在生产中, 我们可以尝试在
培养基中添加0.5 mg·L-1左右低浓度的NAA来提高
白英毛状根的生长量及薯蓣皂苷元的含量。但外
源植物生长物质对毛状根生长及次生代谢产物含
量的调控机制尚不清楚, 目前相关的研究还很少,
其具体机制还有待今后进一步研究。
参考文献
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植物生理学报478
Effects of plant growth substance on growth and diosgenin content of Solanum
lyratum hairy roots
DONG Yu1, CHEN Yu1, ZHANG Kai-Yan1, SUN Yi-Ming1, ZHANG Lai2, SUN Min1,*
1Key Laboratory of Eco-Environments in Three Gorges Reservoir Region, Ministry of Education, School of Life Sciences, South-
west University, Chongqing 400715, China; 2Special and Key Laboratory of Functional Materials and Resource Chemistry of
Guizhou Provincial Education Department, Anshun University, Anshun, Guizhou 561000, China
Abstract: Hairy roots of Solanum lyratum could be obtain by infecting leaf explants with Agrobacterium rhizo-
genes C58C1 harboring pRiA4 plasmid. The hairy roots could grow rapidly on medium without plant growth
substance and contained more diosgenin than the wild S. lyratum. In order to study the effects of plant growth
substance on the growth and diosgenin contents of S. lyratum hairy roots, we cultured the hairy roots with dif-
ferent concentrations of 6-benzylaminopurine (6-BA), α-naphthaleneacetic (NAA) alone or 6-BA in combina-
tion with NAA. The diosgenin of hairy roots were examined by high performance liquid chromatography
(HPLC). The results showed that 6-BA inhibited the growth, and increased the hairy roots per gram of dry mat-
ter contents of diosgenin. But 6-BA decreased the content of total diosgenin. Furthermore, the inhibition was
increased with the concentration of 6-BA. NAA promoted the growth and increased the content of total dios-
genin. The hairy roots cultured with 0.5 mg·L-1 NAA after 30 d, the weight was 1.76 times of control, and the
content of total diosgenin reached 0.97 mg (DW)·flask-1, it’s 1.37 times of maximum value of control. Different
concentrations of 6-BA in combination with 0.5 mg·L-1 NAA could inhibit the growth of hairy roots and de-
crease the content of total diosgenin.
Key words: Solanum lyratum; hairy roots; plant growth substance; diosgenin; HPLC
Received 2016-02-25 Accepted 2016-03-22
This work was supported by the Central University Basic Scientific Research Business Expenses Special Fund Project (Grant No. XDJK2012C088)
and Special and Key Laboratory of Functional Materials and Resource Chemistry of Guizhou Provincial Fund Project.
*Corresponding author (E-mail: jwcsm@swu.edu.cn).