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植物花粉壁的发育



全 文 :植物生理学通讯 第 43卷 第 3期,2007年 6月588
植物花粉壁的发育
石晶,梁婉琪,张大兵 *
上海交通大学生命科学技术学院,上海 200240
Pollen Wall Development in Plant
SHI Jing, LIANG Wan-Qi, ZHANG Da-Bing*
School of Life Science and Biotechnology, Shanghai Jiaotong University, Shanghai 200240, China
提要:文章介绍植物花粉壁形成机制及其细胞生物学功能和与其相关基因的研究进展。
关键词:花粉;花粉壁;孢粉素;绒毡层;乌氏体
收稿 2007-03-22 修定 2007-05-17
资助 国家“9 7 3”项目(2 0 06 CB1 0 1 70 0 )和国家自然科学
基金(3 06 0 0 0 31 )。
* 通讯作者(E-mail:zhangdb@sjtu .edu.cn;Tel:021-
3 4 2 0 5 0 7 3;Fa x:0 2 1 -3 4 2 0 4 8 6 9 )。
植物花粉壁在植物花粉发育和受精过程中起
着作用。在小孢子发育阶段,花粉壁是保证小孢
子内部结构完整的基础,没有花粉壁小孢子内物
质即会渗漏,从而引起小孢子的败育(Ma 2005)。
在干燥状态下花粉成熟后,由于花粉壁的理化性
质相当稳定,花粉粒中易受光、热和空气破坏的
物质可得到保护,花粉可免受病菌的侵害(Meuter-
Gerhards 等 1999)。花粉壁中含油层的物质在花粉
与雌蕊组织之间“识别”( recognize)或“拒绝”
(reject)的过程中起作用,这种作用主要是通过花
粉壁上的蛋白质和柱头乳突细胞表面的蛋白质之间
相互作用实现的(Zinkl 等 1999)。
花粉壁的作用广泛,花粉壁是如何形成的
呢?花粉壁形成过程中的分子机制是什么?花粉壁
还有哪些不清楚的功能?都是人们关心的问题。
迄今花粉壁的形成和一些与其相关基因的研究已经
有一定的进展,现就此作介绍。
1 花粉壁的结构和组成
花粉的特征主要反映在花粉壁结构、花粉表
面纹饰、花粉大小和形状、萌发器官特征等。植
物花粉壁结构多样,有物种特异性,一般认为花
粉壁的结构可划分为孢粉素构成的花粉外壁(exine)
和果胶质、纤维素构成的花粉内壁(intine)。从图
1可见,花粉外壁又可分为外壁外层(sexine)和外
壁内层(nexine),外壁外层由柱状层(bacula)和覆盖
层(teclum)构成。其中覆盖层、柱状层和外壁内
层形态特征往往变异较大,是花粉壁结构特征中
最有代表性的部分(Stanley和 Linskens 1974)。
孢粉素(sporopollenin)是构成植物花粉外壁的
主要成分,它是一种难于分解的物质,具有耐
热、抗氧化和抗强酸碱的特性,不溶于有机酸、
无机酸、无机盐和脂溶剂等(Osthoff和Wiermann
1987)。由于有孢粉素,所以花粉外壁非常牢固,
如有的花粉形成化石在地层经数万年后仍具有活
性,并能萌发,说明孢粉素在保护花粉外壁过程
中的作用之大。有的研究表明,孢粉素的主要成
分是聚合的酚类物质和长链脂肪酸衍生物(Ahlers
等1999)。在花粉孢粉素表面缝隙中还覆盖着一层
较厚的疏水性脂类和蛋白质物质,通常称之为含
油层(tryphine)。含油层主要是由脂肪酸和长链脂
肪酸衍生物(如酯、挥发性脂类复合物以及各种蛋
白质)组成。此外,在花粉表面还沉积着一层由
花药绒毡层分泌产生的花粉鞘物质,它主要是由
一些糖类、脂类、蛋白质和小分子物质组成(陈
绍荣和杨弘远 2000)。构成孢粉素、含油层和花
粉鞘的这些脂类复合物在正常的花粉发育过程中以
图 1 花粉壁结构模式
植物生理学通讯 第 43卷 第 3期,2007年 6月 589
及花粉粒与柱头的识别作用中是必需的(Dickinson
等 2000;Mariani和Wolters-Arts 2000)。
2 花粉壁形成过程
植物花药中的小孢子需要经历小孢子母细
胞、减数分裂、有丝分裂等过程而发育成为成熟
的花粉粒。花粉外壁的形成从图 2可见,起始于
花粉发育的四分体时期,在这个时期,小孢子为
胼胝质包裹,随着胼胝质壁的溶解,小孢子从四
分体中释放出来,刚产生出来的自由小孢子完全
看不到完整的壁结构,就像一个裸细胞。但实际
上这个时期已经出现少量孢粉素前体物质沉积在小
孢子表面,它为尔后小孢子壁的发育提供一种沉
积模式。小孢子发育早期,在其表面形成光学显
微镜下不能辨认的细带状初生壁,随后孢粉素不
断在初生壁上聚集(Paxson-Sowders等 1997)。小
孢子形成中期,外壁物质快速在小孢子表面聚
合,小孢子质膜外侧形成 3条宽窄不等的电子致
密带,从而构成光学显微镜下可见的外壁结构。
随着小孢子壁的进一步发育,中间电子致密带变
细,两侧的带明显变宽,形成完整的花粉外壁。
至此,花粉外壁发育即基本完成,即由两边较宽
的电子致密带(覆盖层、外壁内层)和中间的透明
带(柱状层)组成,并且此时花粉的萌发孔也十分
明显。在小孢子发育晚期,外壁没有明显的形态
变化,但组成花粉壁物质孢粉素的沉积更加致
密。至二胞花粉早期,花粉外壁的覆盖层、柱
状层、外壁内层,由表及里,层次分明,花粉
外壁已完全形成。此时,在花粉外壁内侧,质
膜出现波浪型弯曲, 在质膜和外壁之间逐渐积累
内壁物质, 花粉内壁开始发育。二胞花粉晚期,
花粉内壁基本上发育完成。至此,花粉壁结构完
全形成。
图 2 花粉壁形成过程示意
3 绒毡层在花粉外壁发育过程中的作用
高等植物花粉及其花粉壁的发育与绒毡层分
泌功能密不可分,绒毡层不仅为花粉发育提供所
需要的营养物质,同时可分泌胼胝质酶,影响四
分体时期小孢子从四分体中释放出来,还可通过
分泌花粉鞘等物质控制花粉壁结构的建成。已有
的研究表明,花粉外壁的合成是绒毡层和小孢子
共同参与的结果,小孢子可建立起一个称为初生
外壁的表面模板系统,决定外壁的沉积模式
(Heslop-Harrison 1971;Rowley和 Skvarla 1975),
绒毡层细胞适时的分泌孢粉素等前体物质,这些
物质在外壁模板系统中聚合,逐渐形成花粉外壁
(Bedinger 1992)。随着小孢子的空泡化,绒毡层
细胞逐渐死亡,其分解物填入花粉壁,形成一层
由脂类、蛋白质、色素等组成的花粉包被(Scott
1994)。绒毡层细胞功能的异常,将会直接或间
接影响花粉外壁的形成,引起花粉败育。
在花粉发育过程中,绒毡层可以为小孢子的
发育提供营养物质。据报道,在绒毡层中存在着
一种叫乌氏体(ubisch body)的细胞器,参与绒毡
层壁的降解、花粉外壁的形成、识别蛋白的转运
等,乌氏体的转运作用主要表现为运输花粉鞘物
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质、孢粉素、酶等(Wang等 2003)。乌氏体是单
胞花粉发育早期在绒毡层的内切向壁上形成的一些
电子密度较液泡略深的球形小泡,绝大多数乌氏
体是以单个形式存在的,也有 2~3个聚在一起较
均匀地分布于整个药室腔的内表面。由图 3 可
见,乌氏体是一种不对称的结构,中央为来源于
前乌氏体的乌氏体芯,外被厚薄不均匀的高电子
密度的孢粉素物质,这些孢粉素在靠药室腔一侧
积累较厚,在靠绒毡层一侧积累较薄。已经发
现,水稻(Oryza sativa)和小麦(Triticum aestivum)
中的 RAFTIN1基因可在花药绒毡层中特异表达,
主要存在于乌氏体中,RAFTIN1基因突变后阻碍
了正常的孢粉素聚合和花粉外壁发育,显示花粉
发育过程中绒毡层分泌的孢粉素一类营养物质由乌
氏体传递给小孢子,随后孢粉素再在花粉壁上聚
合,从而形成正常的花粉壁结构。
图 3 绒毡层上的乌氏体结构
M s p:小孢子;T e:外壁外层;B a:柱状层;N e:外壁内层;U b:乌氏体;T:绒毡层。
4 花粉壁形成和参与的基因
花粉壁的形成是一个非常复杂的过程,并需
要大量的营养物质如蜡质、脂肪类物质等来支持
孢粉素和含油层的积累。近年来,通过正向和反
向遗传学的方法已分离到一些参与花粉壁形成的关
键基因,如MS1 (MALE STERILITY 1)、MS2
(MALE STERILITY 2)、CER1 (ECERIFERUM)、
DEX1 (Defective in Exine Formation)、NEF1 (No
Exine Formation)、TAA1、FLP1 (Faceless Pol-
len-1)、CALS5 (Callose Synthase 5)、WDA1 (Wax-
Deficient Anther 1)等(图 2)。
CER1基因是拟南芥(Arabidopsis thaliana)中编
码一个膜蛋白,影响花粉发育过程中蜡质和含油
层合成的关键基因。CER1基因主要在拟南芥的
茎和花中高效表达。cer1突变体茎上的蜡质明显
减少,花粉壁上的含油层呈现出颗粒状表面,含
油层中脂滴个体较小,数量增多(Aarts等 1995)。
有人进行生化分析表明,cer1突变体蜡质形成过
程中烷烃、酮和醇的合成途径受阻,所以推测
CER1蛋白可能作为一种酶参与着蜡质合成途径中
长链烷烃的形成(Hannoufa 等 1993;J enks 等
1995)。
拟南芥的DEX1基因是一个控制花粉外壁发
育过程中孢粉素积累的关键基因,该基因在根、
茎、叶、花芽、种子中均有表达。dex1 突变体
主要表现为花粉发育异常,突变体虽然可以形成
正常的花药 4层细胞和胼胝质结构,但花粉外壁
前体物质不能正常形成,孢粉素散乱地积累在外
壁前体表面(Paxson-Sowders等 1997,2001)。
拟南芥的 NEF1基因参与花粉发育过程中脂
类物质的代谢和孢粉素积累。nef1突变体萼片、
花瓣、芯皮、花丝的表型与野生型相比没有区
别,但是 nef1突变体不能形成正常的花粉。形态
分析表明,nef1突变体的小孢子可以正常地进行
减数分裂,但在小孢子发育早期,突变体药室内
看到一些细胞碎片,花粉成熟时期突变中的小孢
子完全破碎。有人进一步观察到,nef1突变体小
孢子壁上的外壁前体物质明显减少,导致孢粉素
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不能正常积累。此外,ne f 1 突变体绒毡层中质
体、脂质体和造油体的数目减少。生化分析结果
表明,nef1突变体的花器官中脂成分明显减少,
这些说明NEF1 基因对花粉壁发育过程中脂类物质
的合成代谢起作用(Ariizumi等 2004)。
拟南芥中MS2基因是另一个参与花粉壁发育
过程中脂肪类物质合成的关键基因,该基因编码
一种脂肪酰基还原酶,包含 2个功能域,分别是
雄性不育功能域与NAD结合 4功能域。MS2基因
主要在花药绒毡层中表达,ms2突变体中花粉外
壁异常形成,雄蕊败育。醋解实验证明,ms2异
常形成的花粉外壁对酸处理非常敏感,处理后
ms2花粉完全破碎。序列分析表明,MS2基因与
加州希门得木中的 FAR基因相似性较高,一致性
达 41.1%,由此推测MS2基因作为一种脂肪酰基
还原酶参与脂肪酸向脂肪醇的转变( A a r t s 等
1997)。在小麦中也分离到与MS2基因功能相似的
TAA1基因,并证明 TAA1基因也参与小麦花粉发
育过程中脂肪醇的合成。TAA1基因在小麦花药绒
毡层中特异表达,基因突变后,突变体花粉中脂
肪醇含量减少,花粉壁结构异常,花粉最终完全
破碎(Wang等 2002)。这说明在单子叶植物和双子
叶植物中脂肪醇对花粉壁的发育十分重要,并且
脂肪酸向脂肪醇的转变存在一种保守的分子机制。
拟南芥的FLP1基因是编码脂类转运蛋白和影
响花粉发育过程中含油层积累的关键基因。突变
体 flp1表现出较为光滑的花粉表面,这种光滑的
表面是由于含油层过多地积累在花粉外壁上,引
起突变体含油层中的脂滴数目增加所导致的。异
常的花粉壁会导致 flp1突变体花粉对酸处理表现
敏感,酸处理后花粉外壁全部破碎。此外,flp1
突变体中茎和角果表面的蜡质明显减少。这些结
果证明,基因 FLP1不仅影响花粉外壁和含油层
的形成,还参与蜡质的合成(Ariizumi等 2003)。
水稻中的WDA1基因是另一个经证明参与花
药表面蜡质合成的基因,WDA1基因在减数分裂
前期的小穗、内稃、外稃、浆片、柱头和花药
中均有表达。电镜观察结果表明,wda1突变体
中花药表皮的蜡质与野生型相比明显减少,突变
体花药中不能形成乌氏体,以致花粉壁发育停
止,花粉逐渐皱缩。序列分析表明,水稻WDA1
基因与拟南芥中 CER1基因的相似性高达 51%,
这一结果说明,无论是在单子叶植物还是在双子
叶植物中,这类基因对花药发育都十分重要,并
且在功能上很保守(Jung等 2006)。
在被子植物花药发育过程中,小孢子母细胞
会产生一种由β-1,3-葡聚糖组成的特殊的细胞壁,
称之为胼胝质层。拟南芥的 CALS5基因是影响胼
胝质形成过程的基因,cals5突变体开花时期较
长,花药皱缩,角果较短,角果中种子数目大
量减少,甚至没有。cals5突变体在花粉发育的
四分体阶段胼胝质层较薄,含油层随机聚集在花
粉上,完全没有花粉外壁的形成,花粉内壁结构
也不能正常形成,只有极少数花粉有活力。这些
结果表明,CALS5基因对胼胝质的合成和花粉内
外壁形成是必不可少的(Dong等 2005)。
拟南芥的MS1基因编码一个含PHD结构的转
录因子,控制花粉外壁和内壁的发育,ms1突变
体中小孢子从四分体中释放出来后,花粉壁结构
不能正常形成,孢粉素不正常地积累在花粉表
面,形成不规则的透明的花粉外壁。此外,ms1
突变体中没有看到花粉内壁的发育(Vizcay-Barrena
和Wilson 2006)。
5 结语
花粉壁发育是一个重要而复杂的生物学过
程,花粉壁可以保护花粉内部营养成分免受外界
环境侵害,花粉壁上的蛋白质在花粉与柱头识别
的过程中发挥作用,所以,深入研究植物花粉壁
的发育过程及其调控机制十分重要。近年来,人
们从细胞生物学、遗传学和分子生物学等方面对
花粉及花粉壁发育进行了大量的研究,并已取得
了不少进展,但在此基础上,对绒毡层与花粉发
育之间的物质交流以及不同物种花粉壁形成的差异
等问题仍然值得深入探究。
参考文献
陈绍荣, 杨弘远(2000). 花粉 -雌蕊的相互作用机制. 植物生理学
通讯, 36 (4): 356~361
Aarts MG, Hodge R, Kalantidis K, Florack D, Wilson ZA, Mulligan
BJ, Stiekema WJ, Scott R, Pereira A (1997). The Arabidopsis
MALE STERILITY 2 protein shares similarity with reduc-
tases in elongation/condensation complexes. Plant J, 12:
615~623
Aarts MG, Keijzer CJ, Stiekema WJ, Pereira A (1995). Molecular
植物生理学通讯 第 43卷 第 3期,2007年 6月592
characterization of the CER1 gene of Arabidopsis involved
in epicuticular wax biosynthesis and pollen fertility. Plant
Cell, 7: 2115~2127
Ahlers H, Thom I, Lambert J, Kuckuk R, Wiermann R (1999). 1H
NMR analysis of sporopollenin from Typha angustifolia.
Phytochemistry, 50: 1095~1098
Ariizumi T, Hatakeyama K, Hinata K, Inatsugi R, Nishida I, Sato
S, Kato T, Tabata S, Toriyama K (2004). Disruption of the
novel plant protein NEF1 affects lipid accumulation in the
plastids of the tapetum and exine formation of pollen, re-
sulting in male sterility in Arabidopsis thaliana. Plant J, 39:
170~181
Ariizumi T, Hatakeyama K, Hinata K, Sato S, Kato T, Tabata S,
Toriyama K (20 03) . A novel male-steri le mu tant of
Arabidopsis thaliana, faceless pollen-1, produces pollen with
a smooth surface and an acetolysis-sensitive exine. Plant
Mol Biol, 53: 107~116
Bedinger P (1992). The remarkable biology of pollen. Plant Cell,
4: 879~887
Dickinson HG, Elleman CJ, Doughty J (2000). Pollen coatings-
chimaeric genetics and new functions. Sex Plant Rep, 12:
302~309
Dong X, Hong Z, Sivaramakrishnan M, Mahfouz M, Verma DP
(2005). Callose synthase (CalS5) is required for exine for-
mation during microgametogenesis and for pollen viability in
Arabidopsis. Plant J, 42: 315~328
Hannoufa A, McNevin J, Lemieux B (1993). Epicuticular waxes of
eceriferum mutant of Arabidopsis thaliana. Phytochemistry,
33: 851~855
Heslop-Harrison J (1971). Wall pattern formation in angiosperm
microsporogenesis. Symp Soc Exp Biol, 25: 277~300
Jenks MA, Tuttle HA, Eigenbrode SD, Feldmann KA (1995).
Leaf epicuticular waxes of the eceriferum mutants in
Arabidopsis. Plant Physiol, 108: 369~377
Jung KH, Han MJ, Lee DY, Lee YS, Schreiber L, Franke R, Faust
A, Yephremov A, Saedler H, Kim YW (2006). Wax-deficient
anther1 is involved in cuticle and wax production in rice
anther walls and is required for pollen development. Plant
Cell, 18: 3015~3032
Ma H (2005). Molecular genetic analyses of microsporogenesis
and microgametogenesis in flowering plants. Annu Rev Plant
Biol, 56: 393~434
Mariani C, Wolters-Arts M (2000). Complex waxes. Plant Cell,
12: 1795~1798
Meuter-Gerhards A, Riegart S, Wiermann R (1999). Studies on
sporopollenin biosynthesis in Cucurbita maxima (DUCH)-
II: the involvement of aliphatic metabolism. J Plant Physiol,
154: 431~436
Osthoff KS, Wiermann R (1987). Phenols as integrated com-
pounds of sporopollenin from Pinus pollen. J Plant Physiol,
131: 5~15
Paxson-Sowders DM, Dodrill CH, Owen HA, Makaroff CA (2001).
DEX1, a novel plant protein, is required for exine pattern
formation during pollen development in Arabidopsis. Plant
Physiol, 127: 1739~1749
Paxson-Sowders DM, Owen HA, Makaroff CA (1997). A compara-
tive ultrastructural analysis of exine pattern development in
wild-type Arabidopsis and a mutant defective in pattern
formation. Protoplasma, 198: 53~65
Rowley JR, Skvarla JJ (1975). The glycocalyx and initiation of exine
spinules on microspores of Canna. Am J Bot, 62: 479~485
Sanders PM, Anhthu QB, Weterings K (1999). Anther develop-
mental defects in Arabidopsis thaliana male-sterile mutants.
Sex Plant Reprod, 11: 297~322
Scott RJ (1994). Pollen exine: the sporopollenin enigma and the
physics of pattern. In: Scott RJ, Stead AD (eds). Molecular and
Cellular Aspects of Plant Reproduction. Cambridge, UK:
Cambridge University Press, 49~81
Stanley RG, Linskens HF (1974). Pollen: Biology, Biochemistry,
Management. New York: Springer-Verlag, 13~28
Vizcay-Barrena G, Wilson ZA (2006). Altered tapetal PCD and
pollen wall development in the Arabidopsis ms1 mutant. J
Exp Bot, 57: 2709~2717
Wang A, Xia Q, Xie W, Datla R, Selvaraj G (2003). The classical
Ubisch bodies carry a sporophytically produced structural
protein (RAFTIN) that is essential for pollen development.
Proc Natl Acad Sci USA, 100: 14487~14492
Wang A, Xia Q, Xie W, Dumonceaux T, Zou J, Datla R, Selvaraj
G (2002). Male gametophyte development in bread wheat
(Triticum aestivum L.): molecular, cellular, and biochemical
analyses of a sporophytic contribution to pollen wall
ontogeny. Plant J, 30: 613~623
Zinkl GM, Zwiebel BI, Grier DG, Preuss D (1999). Pollen-stigma
adhesion in Arabidopsis: a species-specific interaction medi-
a te d by l ip ophi l i c mole cu le s in the pol l en exin e .
Development, 126: 5431~5440