全 文 :植物生理学通讯 第42卷 第1期,2006年2月 127
TDZ 对植物体细胞胚胎发生的作用
陈云凤 张春荣 黄霞 黄学林*
中山大学生命科学学院,广州 510275
Effect of TDZ on Somatic Embryogenesis of Plant
CHEN Yun-Feng, ZHANG Chun-Rong, HUANG Xia, HUANG Xue-Lin*
School of Life Sciences, Zhongshan University, Guangzhou 510275, China
提要 介绍了TDZ在植物体细胞胚胎发生中的作用及其可能的作用机制的研究进展。
关键词 thidiazuron (TDE); 体细胞胚胎发生; 组织培养
收稿 2005-02-24 修定 2005-12-03
资助 2002年度教育部高等学校博士点基金项目(20020558040)。
*通讯作者(E-mail: ls17@zsu.edu.cn, Tel: 020-84110797)。
植物体细胞胚胎发生(以下简称体胚发生)是植
物体细胞表达全能性、进行植株再生的重要途径
之一,也是植物发育早期阶段研究的一个有效的
研究模式。尽管从不同植物的培养系统,特别是
在胡萝卜、菊苣、苜蓿、针叶树的实验体系中,
所获得的体细胞胚胎发生相关的信息数量大大增
加, 但我们对于体胚发生,特别是它的早期的调
控机制的本质,还知之甚少(Feher 等 2003)。很
多实验都证明,在体胚发生的早期阶段,植物生
长调节物质的作用很重要(Jiménez 和 Bangerth
2001), 阐明它们在体胚发生中的作用机制有利于
我们认识体胚发生的本质。
苯基噻二唑脲(thidiazuron,TDZ)是一种人工
合成的苯基脲类化合物,化学名称为N-苯基-N-
噻二唑-5-脲(N-phenyl-N- 1, 2, 3-thiadiazol-5-ylurea)
(图 1),最初用作棉花的脱叶剂(Arndt等 1976)。
自 1982年 Mok等发现 TDZ有很强的细胞分裂素活
性以来,TDZ 广泛应用于植物组织培养中,并已
有大量的研究报道(Victor 等 1996;Murthy 等
1998;周俊彦和郭扶兴 1990;杨业正 1991;徐
晓峰和黄学林2003),许多难于再生植株的植物采
用 T D Z 可成功地获得体细胞胚及再生植株
(Chengalrayan等1997;Xie 等 2001)。
TDZ对植物体胚发生的作用因植物种类而异,
它对体胚发生有促进或抑制作用,甚至对同一种
植物不同栽培种的体胚发生,有的是促进,有的
则是抑制,如棉花(张宝红和李秀兰1995a, b)、苜
蓿(黄学林等1994;Iantcheva等 1999)。本文介
绍 TDZ 在植物体胚发生中的作用及其可能的作用
机 制 。
1 TDZ对体胚发生的作用
1.1 促进体胚发生 TDZ对大多数植物的体胚发生
有促进作用(表 1),如烟草、花生、天竺葵、鹰
嘴豆、印度楝树、兰花、黄瓜、大豆、黑胡
桃、粗皮桉等,而且 T D Z 对体胚的诱导率常高
于其他植物生长调节物质,其中以花生、兰花、
天竺葵的研究最多。
TDZ 既可以在愈伤组织诱导阶段起作用,也
可以在体胚诱导、发育或萌发阶段起作用。在间
接体胚发生过程中,通常在愈伤组织诱导阶段加
T D Z ,如花生、兰花、天竺葵、大豆、黄瓜、
棉花、葡萄等(林荣双等 2002;Chen 和 Chang
2000;Murthy 等 1998;赵桂兰等 1998;Ashok
等 2003;徐华松等1996)。在直接体胚发生过程
中,通常在体胚诱导阶段加 T D Z ,如花生、兰
花、天竺葵、桉树、黄瓜、烟草、西洋梨、
百合等(Murch 和 Saxena 1999;Chen 和 Chang
2001;Hutchinson等1997b;Tibok等1995;Akula
等2003;徐晓峰和黄学林2003;孙清荣等 2003;
Nhut 等 2002)。有的植物甚至在种子萌发阶段就
加 T D Z ,也能影响其外植体的体胚发生,如花
生、印度楝树、白蜡、鹰嘴豆(徐华松等 1996;
专题介绍 Special Topics
植物生理学通讯 第42卷 第1期,2006年2月128
Murthy和Saxena 1998)。 一般先再生根的体胚是
较难转换成植株的,在花生体胚发育阶段,有人
曾用7种生长调节物质进行处理,发现22.7 mmol·L-1
TDZ 对具根的体胚长出芽端再生成植株的促进作
用最大(Chengalrayan 等1997)。
TDZ 对体胚发生的促进作用与浓度和处理时
间有关。如在天竺葵体胚诱导期间用10 mmol·L-1
TDZ 处理 3 d,体胚发生率最高;TDZ 浓度高于
20 mmol·L-1或处理时间长于3 d都会严重地抑制体
胚发生(Hutchinson和Saxena 1996a)。在印度楝树
种子萌发时用TDZ处理,发现TDZ低于10 mmol·L-1
能促进直接体胚发生,大于20 mmol·L-1能促进间
接体胚发生(Murthy等 1998)。用 TDZ处理非洲紫
罗兰雄蕊时,发现低于2.5 mmol·L-1 的 TDZ 促进
芽器官发生,高浓度(5~10 mmol·L-1)的 TDZ 促进
体胚发生(Mithila等2003)。TDZ对成熟的香蕉体
胚的萌发有明显的促进作用,但使用的浓度偏高
时玻璃化现象也相应增加(魏岳荣2005)。
1.2 抑制体胚发生 TDZ也可抑制某些植物的体胚
发生,如苜蓿、橄榄、棕榈、棉花等(表 1),这
些植物大多数是间接体胚发生。在晋南苜蓿(黄学
林等1994)、亚洲棉‘石系亚1号’和陆地棉‘珂
201号’(张宝红和李秀兰1995a, b)的愈伤组织诱
导阶段加入 TDZ 后,愈伤组织诱导受到促进,但
体胚发生受抑。
2 TDZ对体胚发生的作用机制
许多报道认为,在植物体胚发生过程中,
TDZ 通过调节内源植物激素或相关的酶活性,或
者通过胁迫诱导起作用,它还能调整细胞膜结
构、能量水平、营养吸收和同化作用(Victor 等
1996;Hutchinson和Saxena 1996a,b;Hutchinson
等1997a, b)。
2.1 调节植物内源激素 有研究表明,TDZ与不同
激素的配合,对诱导体胚发生的差异很大(Chen
和Chang 2001)。Visser等(1992)首先发现TDZ可
以代替IAA 和 6-BA 诱导天竺葵下胚轴的体胚发
生,这说明TDZ 具有 IAA 和 6-BA 双重作用功能。
他们还发现 TDZ 能替代生长素和细胞分裂素促进
许多植物的体胚发生,并且比这些植物激素诱导
体胚发生的速度更快(徐晓峰和黄学林 20 0 3 )。
TDZ 能使花生子叶外植体中内源生长素和细胞分
裂素增加(Murthy 等 1998)。 有的实验还证明,
TDZ 可诱导细胞分裂素的生物合成,并可抑制内
源生长素的降解(Thomas和Katterman 1986)。以
前认为难以诱导体胚发生的多种植物,TDZ 都可
诱导体胚发生而再生植株(Mu r t h y 和 Sa x e n a
1998)。因此认为 TDZ 对体胚发生的作用与其他
生长调节物质有密切关系。
2.1.1 影响细胞分裂素的作用 从TDZ结构(图1)
上看,它完全不同于腺嘌呤型细胞分裂素,其分
子结构中有苯基和噻二唑 2 个功能基团,如果改
变它们中的任何一个,TDZ 的活性都会下降,说
明 TDZ 的作用依赖于其本身的完整分子结构,而
不是其代谢物(Mok 等 1982)。另外,对称型的
N,N-2-噻重氮也是具有类似于细胞分裂素活性的
化合物,这说明在 TDZ 诱导的反应中这两个环状
结构有相互促进的作用(Mok 等 1982)。
TDZ 能增强组织中催化细胞分裂素核苷酸向
细胞分裂素核苷转变的酶的活性,也可抑制细胞
分裂素氧化酶对内源玉米素类物质的分解作用,
这也许是TDZ能促进体胚发生的原因之一(Mok 等
1982)。 TDZ 在促进花生体胚发生过程中,能引
起腺嘌呤、腺苷、玉米素和二氢玉米素物质的积
累(Victor 等1996)而减少异戊烯腺嘌呤含量,这
是 TDZ 抑制细胞分裂素氧化酶活性而引起的。加
入腺嘌呤磷酸核糖基转移酶(adenine phosphoribosyl
transferase,APRT)的活性抑制剂二氨基嘌呤
(diaminopurine,DAP),可减少腺嘌呤、玉米素
和二氢玉米素,而增加异戊烯腺嘌呤的含量,从
而抑制TDZ 对体胚发生的诱导(Murthy 和 Saxena
1998;Hutchinson 和 Saxena 1996a;陈肖英等
2003)。在这些作用中,TDZ 可能是通过诱导内
源细胞分裂素的积累而诱导体胚发生。T D Z 和
DAP的作用位点如图2所示(Victor等 1996)。
已发现TDZ和6-BA都可以识别从绿豆黄化苗
图1 TDZ分子结构式
植物生理学通讯 第42卷 第1期,2006年2月 129
表1 TDZ对植物体胚发生的作用
植物种类 外植体种类 体胚发 TDZ处理阶段 对体胚发生的影响 文献 生方式
花生(Arachis hypogaea) 幼叶、胚轴 间接 愈伤组织诱导 促进体胚发生 林荣双等 2002
子叶、胚轴 直接 体胚诱导 促进体胚发生 Murch 和 Saxena 1999
下胚轴 直接 种子萌发 促进体胚发生 Victor等1996
成熟胚的小叶 直接 体胚发育 促进体胚发育 Chengalrayan等 1997
兰花(Oncidium Gower Ramesy) 花柄、叶 直接 体胚诱导 促进体胚诱导, 抑制体 Chen 和 Chang 2001
胚萌发
花柄、根、根状茎、 间接 愈伤组织诱导 促进体胚诱导和萌发 Xie 等 2001
幼叶
兰花(Cymbidium ensifolium) 原胚体 间接 愈伤组织诱导 促进愈伤组织诱导和增殖 Huan 等 2004
假鳞茎、根状茎、根 间接 愈伤组织诱导 促进愈伤组织诱导, Chang 和 Chang 1998
体胚诱导 促进体胚诱导
兰花(Doritaenopsis New candy) 根尖 间接 愈伤组织诱导 促进诱导原胚体结构产生 Park 等 2003
兰花(Phalaenopsis amabilis) 原胚体 直接 体胚诱导 促进体胚发生 Ishii 等 1998;Chen 和
Chang 2003
天竺葵(Pelargomium×hortorum) 子叶 间接 愈伤组织诱导 促进体胚发生 Murthy 等 1998
下胚轴 直接 体胚诱导 促进体胚发生 Hutchinson和Saxena 1996a
桉树(Eucalyptus urophylla) 下胚轴 直接 体胚诱导 促进心型胚发生 Tibok 等 1995
粗皮桉(E. pellita) 下胚轴 间接 体胚诱导 促进体胚发生 Xie 等 2001
木豆(Cajanus cajan) 子叶节 直接 体胚诱导 促进体胚发生 Singh等 2003
大豆(Glycine max) 花药 间接 愈伤组织诱导、促进体胚诱导和发育 赵桂兰等 1998
体胚诱导、发育
黄瓜(Cucumis sativus) 花药 间接 愈伤组织诱导 促进愈伤组织诱导 Ashok 等 2003
直接 体胚诱导 促进体胚发生
烟草(Nicotiana tabacum) 叶圆盘 直接 体胚诱导 促进体胚诱导、发育、 徐晓峰和黄学林2003
植株再生
西洋梨(Pyrus communis) 幼叶 直接 体胚诱导、发育 促进体胚发生 Nhut 等 2002
乌蔹莓(Cayratia japonica) 幼花序 间接 愈伤组织诱导、促进体胚发生 Zhou 等 1994
体胚诱导
百合(Lilium longiflorum) 假球茎 直接 体胚诱导、增殖 促进胚状结构产生及 Nhut 等 2002
其增殖
陆地棉‘鲁棉 6 号’ 下胚轴、子叶 间接 愈伤组织诱导 促进愈伤组织诱导, 张宝红和李秀兰1995a
(Gossypium hirsutum) 促进体胚发育
二倍体野生苜蓿(Medicago spp) 顶端分生区 直接 体胚诱导 促进体胚发生 Iantcheva等1999
印度楝树(Azadirachta indica) 成熟种子 直接 种子萌发 促进体胚发生 Murthy和 Saxena 1998
间接
叶 间接 愈伤组织诱导 促进体胚发生 Akula 等 2003
可可(Theobroma cacao) 雄蕊 间接 愈伤组织诱导 促进体胚发生 Li等 1998
非洲紫罗兰(Saintpaulia ionantha) 叶、叶柄 直接 体胚诱导 促进体胚发生 Mithila等2003
黄连木(Pistacia vera) 叶 间接 愈伤组织诱导 促进体胚发生 Üniversitesi等2000
甜菜(Beta vulgaris) 幼苗 间接 愈伤组织诱导 促进体胚发生 Zhang 等 2001
香蕉(Musa spp.) 雄花序 间接 种子萌发 促进体胚发生 魏岳荣 2005
鹰嘴豆(Cicer arietinum) 幼苗 直接 种子萌发 促进体胚发生 徐华松等 1996
白蜡(Fraxinus americana) 子叶、胚轴 间接 种子萌发 促进体胚发生 徐华松等 1996
葡萄(Vitis vinifera) 叶 间接 愈伤组织诱导 促进体胚诱导、发育 徐华松等 1996
晋南苜蓿(Medicago sativa) 叶柄 间接 愈伤组织诱导 促进愈伤组织诱导, 黄学林等 1994
抑制体胚发生
亚洲棉‘石系亚 1 号’ 下胚轴、子叶 间接 愈伤组织诱导 促进愈伤组织诱导, 张宝红和李秀兰1995a
(Gossypium arboreum) 抑制体胚发生
陆地棉‘珂 2 0 1 ’ 下胚轴 间接 愈伤组织诱导 促进愈伤组织诱导, 张宝红和李秀兰1995b
(Gossypium hirsutum) 抑制体胚发生
油棕榈(Elaeis guineensis) 胚 间接 体胚诱导 抑制体胚发生 Rajesh等2003
锯齿棕榈(Serenoa repens) 未成熟胚 直接 体胚发育 降低体胚萌发率,促 Gallo-Meagher和Green 2002
进体胚产生根
橄榄(阿列布) (Olea europea) 根 间接 体胚诱导 抑制体胚发生 Shibli等2001
植物生理学通讯 第42卷 第1期,2006年2月130
中所分离的细胞分裂素特异性结合蛋白(cytokinin-
specific binding protein,CSBP) (Nagata等1993),
而且 TDZ 与 CSBP 的结合能力高于 6-BA。这说明
TDZ 的细胞分裂素活性高于嘌呤型细胞分裂素。
此外,TDZ 也有与 6-BA 不同的独特作用,如用
TDZ 与 6-BA 分别处理花生种子等,TDZ 可诱导
出体胚发生,而 6-BA 则能诱导出苗(Victor 等
1999)。
2.1.2 与生长素的相互作用 在组织培养中,脱分
化和分化是再生植株的必要条件,而生长素则是
两者的关键性因素。生长素是诱导许多植物包括
花生和印度楝树体胚发生的关键物质。但单独使
用TDZ 也可诱导这两种植物的体胚发生(Murch 和
Saxena 1999;Murthy和 Saxena 1998),这表明
TD Z 有类似生长素的作用。另外,在含 TD Z 培
养基上生长的花生幼苗中的b-吲哚基乙胺和色氨
酸含量增加,这说明 TDZ 能刺激生长素的从头合
成;生长素合成抑制剂2-(p-氯苯氧)-2-甲基丙酸
( P I C B ) 可以降低 T D Z 对天竺葵体胚发生
(Hutchinson 和 Saxena 1996a)和花生体胚发生
(Murthy等1998)的诱导率,从而进一步证明了上
述假说的可能性。
生长素极性运输的抑制剂2,3,5-三碘苯甲酸
(triiodobenzoic acid,TIBA)可以减少体胚发生,
但不能降低用 T D Z 处理过的组织中的生长素浓
度,这进一步说明在体胚发生中 TDZ 与生长素是
相互作用的(徐晓峰和黄学林 200 3;Ma l i k 和
Saxena 1992)。
2.1.3 影响乙烯的作用 乙烯对体胚发生既有促进
效应,也有抑制效应(Biddington 1992)。胚性和
非胚性愈伤组织或细胞的乙烯产生能力不同。例
如苜蓿非胚性悬浮培养细胞在接种后出现2个乙烯
生成高峰,第一高峰在接种后立即出现,为应激
乙烯峰,第二乙烯峰在接种后 6 h 出现;而胚性
细胞只出现第一高峰,不产生第二乙烯峰(Cvikrová
等1991)。挪威云杉[Picea abies L. (Karst)]的非胚
性愈伤组织中乙烯合成速率比胚性愈伤组织要快
19~117 倍(Wann 等 1987)。当以 TDZ 替代苜蓿组
织培养中的KT时,在愈伤组织体胚发生能力丧失
的同时,其乙烯生成和苯丙氨酸解氨酶phenylala-
nine ammonialyase,PAL)活性升高;而ACC氧化
酶抑制剂CoCl2在抑制TDZ处理的愈伤组织中乙烯
产生的同时,也可部分地恢复其体胚发生能力,
程度也均受到促进,这显示乙烯可能是通过愈伤
组织的胚性潜能改变而影响体胚发生的(黄学林等
1994)。也已有实验证实,苜蓿愈伤组织的诱导
和体胚的成熟要求乙烯参与(Kepezynski等1992)。
在诱导天竺葵体胚发生时,培养基中添加 TDZ 会
导致培养器皿上部空间中的乙烯水平升高
(Hutchinson 和Saxena 1996b),而氨基乙氧乙烯
甘氨酸(aminoethoxy ethyleneglycine,AVG)可降低
其乙烯含量,且能提高天竺葵胚轴组织培养时的
胚胎反应;外源乙烯或乙烯合成前体1-氨基环丙
烷 -1- 羧酸(ACC),可使胚胎发生反应降低到用
TDZ 诱导的组织培养的相同水平(Hutchinson 和
Saxena 1996b)。
TDZ 还可能有促使植物体内非结合态 IAA 保
持高水平的功能,从而导致乙烯合成增加(张志宏
等 1997)。这一结论尚有待证实。
2.1.4 影响赤霉素的作用 尽管还没有TDZ调节植
物内源赤霉素的相关报道,但是在天竺葵中用
GA3生物合成抑制剂[三唑(triazoles)和 ancymidol]均
能改善 TDZ 诱导的体胚发生(Hu t c h i n s o n 等
1997b)。至于 TDZ 对体胚发生的影响与赤霉素代
谢相关性,仍需要更多而深入的研究。
2.2 对相关酶活性的调节作用 TDZ在细胞内非常
稳定,处理 2~33 d 内仍是未分解的有活性分子
(Mok 和 Mok 1985)。许多研究发现,TDZ 和外源
细胞分裂素类似,可以提高一些植物的酸性磷酸
酶、NADP- 甘油 -3- 磷酸脱氢酶、硝酸还原酶、
过氧化物酶和苯丙氨酸酶的活性(刘亚菊等 2003;
图 2 TDZ和 DAP 抑制嘌呤代谢的作用位点(Victor 等 1996)
植物生理学通讯 第42卷 第1期,2006年2月 131
黄学林等1994)。细胞分裂素氧化酶是使植物体内
细胞分裂素不可逆失活的唯一酶,它催化细胞分
裂素上不饱和类异戊二烯侧链分解而使其彻底失
活。在一些植物的体胚发生过程中,TDZ 抑制细
胞分裂素氧化酶活性(Victor等1996)。
2.3 诱导胁迫反应 TDZ诱导体胚发生的作用机制
与胁迫反应有关。如Murch 和 Saxena (1999)用
TDZ 和脯氨酸、硫代脯氨酸或谷氨酰胺处理花生
种子后,胚形成数量便减少,但胚则增大、变
绿。他们进一步分析体胚发生阶段萌发种子中的
氨基酸含量时,发现脯氨酸含量增加,占干种子
重量的 6%,其它氨基酸含量是未处理的10倍(徐
华松等1996)。这表明,在TDZ 诱导体胚发生时,
脯氨酸起关键作用。
TDZ 处理整株花生幼苗后,花生幼苗中的矿
质元素锰、铁、铜、钙、镁、钾和 ATP、A D P、
AMP 含量增加(Murch和 Saxena 1997); TDZ处理
整株天竺葵幼苗后,天竺葵根中的蛋白质、脱落
酸和4-氨基丁酸等与胁迫相关的代谢物同时增加
(Murch 等 1997),处理期间 NADPH 与 NADP+ 比
值提高。上述这些物质的变化均属于胁迫生理现
象(Murch 等 1997)。把胡萝卜培养在不含TDZ 等
生长调节物质的培养基中,增补锌、铜或钠可诱
导体胚发生(Kiyosue等1990)。根据以上情况,可
以猜测,在 T D Z 作用下,植物组织中代谢物含
量和矿物质含量相对提高,这些都是外植体对抗
胁迫的反应。由此看来,TDZ 诱导体胚发生可能
是植物克服胁迫的体现(徐晓峰和黄学林2003)。
2.4 影响细胞分化 TDZ对体胚发生的作用与其对
细胞的分化有密切关系。将 TDZ 处理的苜蓿愈伤
组织进行体胚诱导悬浮培养 1 周后,TDZ 处理的
苜蓿愈伤组织难以摇散,始终保持块状细胞团结
构,组织切片等可见到许多不规则的管状分子,
还见到类似于器官发生早期的组织结构(黄学林等
1994;黎茵 2003)。
2.5 影响蛋白质成分 在体胚发生过程中,TDZ也
会影响基因的差异表达,从而影响蛋白质成分的
变化。在苜蓿愈伤组织继代期间,用 T D Z 替代
K T,体胚发生明显受抑制。分析蛋白质结果发
现,TDZ处理的苜蓿愈伤组织中30.8~63.1 kDa的
8种多肽成分发生改变,其中30.8、39.8和 63.1
kDa多肽为 TDZ 处理的愈伤组织所特有(黄学林等
1994;黎茵 2003)。但 TDZ 处理引起的蛋白质组
分变化与愈伤组织胚性之间的关系还有待进一步探
讨。
综上所述,目前虽然人们对 TDZ 影响体胚发
生的作用机制已有了部分解释,但还有许多问题
仍值得深入探讨,尤其是在分子生物学水平上迄
今尚无实验。
参考文献
陈肖英, 叶庆生, 刘伟(2003). TDZ研究进展. 亚热带植物科学,
32: 59~63
黄学林, 李筱菊, 傅家瑞, 劳彩玲(1994). Thidiazuron对苜蓿愈
伤组织的乙烯生成及其体细胞胚胎发生的影响. 植物生理学
报, 20: 367~372
黎茵(2003). 苜蓿体胚发生调控及SYFP491基因的转化(学位论
文). 广州: 中山大学生命科学学院
林荣双, 王庆华, 梁丽琨, 肖显华(2002). TDZ诱导花生幼叶的
不定芽和体细胞胚胎发生. 植物研究, 23: 169~172
刘亚菊, 殷红, 朱四易(2003). 塞二唑苯基脲在平贝母脱分化过
程中引起的生理生化变化. 西北植物学报, 23: 433~437
孙清荣, 刘庆忠, 赵瑞华(2003). 西洋梨叶片直接再生体细胞胚.
园艺学报, 30: 85~86
魏岳荣(2005). 香蕉(Musa spp.)胚性细胞悬浮培养及其超低温
保存和植株再生的研究[学位论文]. 广州: 中山大学生命科
学学院
徐华松, 徐九龙, 黄学林(1996). TDZ在植物组织培养中的作用.
广西植物, 16: 77~80
徐晓峰, 黄学林(2003). TDZ:一种有效的植物生长调节剂. 植
物学通报, 20: 227~237
杨业正(1991). TDZ与植物细胞和组织培养. 贵州农业科学, 6:
43~46
张宝红, 李秀兰(1995a). TDZ (thidiazuron)在棉花组织培养中的
效应. 作物学报, 21: 253~258
张宝红, 李秀兰(1995b). 棉花组织培养中植株再生技术的研究.
西北农业学报, 8: 42~47
张志宏, 景士西, 王关林(1997). TDZ对苹果叶片离体再生不定
芽的效应. 植物生理学通讯, 33: 420~423
赵桂兰, 刘艳芝, 尹爱平(1998). 大豆花药培养中胚状体萌发的
研究. 科学通报, 43: 1512~1516
周俊彦, 郭扶兴(1990). 苯基脲衍生物的细胞分裂素活性. 植物
生理学通讯, 4: 7~13
Akula C, Akula A, Drew R (2003). Somatic embryogenesis in
clonal neem, Azadirachta indica A. Juss. and analysis for in
vitro azadirachtin production. In Vitro Cell Dev Biol-Plant,
39: 304~310
Arndt F, Rusch R, Stilfried HV (1976). SN49537, a new cotton
defoliant. Plant Physiol, 57: 99~104
植物生理学通讯 第42卷 第1期,2006年2月132
Ashok KHG, Murthy HN, Paek KY (2003). Embryogenesis and
plant regeneration from anther cultures of Cucumis sativus
L. Sci Hortic, 98: 213~222
Biddington NL (1992). The influence of ethylene in plant tissue
culture. Plant Growth Regul, 11: 173~187
Chang C, Chang WC (1998). Plant regeneration from callus of
Cymbidium ensifolium var. misericors. Plant Cell Rep, 17:
251~255
Chen JT, Chang WC (2000). Efficient plant regeneration through
somatic embryogenesis from callus of Oncidium
(Orchidaceae). Plant Sci, 160: 87~93
Chen JT, Chang WC (2001). Effect of auxin and cytokinins on
direct somatic embryogenesis on leaf expalnt of Oncidium
‘Gower Ramsey’. Plant Growth Regul, 34: 229~232
Chen JT, Chang WC (2003). Induction of repetitive embryogen-
esis from seed-derived protocorms of Phalaenopsis amabilis
var. formosa Shimadzu. In Vitro Cell Dev Biol-Plant, 40:
290~293
Chengalrayan K, Mhaske VB, Hazra S (1997). High-frequency
conversion of abnormal peanut somatic embryos. Plant Cell
Rep, 16: 783~786
Cvikrová M, Meravý L,Macháčková I (1991). Phenylalanine
ammonia-lyase, phenolic acid and ethylene in alfalfa
(Medicago sativa L.) cell cultures in relation to their embryo-
genic ability. Plant Cell Rep, 10: 251~255
Feher A,Pastermak TP, Dudits D (2003). Transition of so-
matic plant cell to an embryogenic state. Plant Cell Tiss Org
Cult, 74: 201~228
Gallo-Meagher M, Green J (2002). Somatic embryogensis and
plant regeneration from immature embryos of saw palmetto,
an important landscape and medicinal plant. Plant Cell Tiss
Org Cult, 68: 253~256
Huan LYT, Takamura T, Tanaka M (2004). Callus formation and
plant regeneration through embryo structures in Cymbidium
orchid. Plant Sci, 166: 1443~1449
Hutchinson MJ, Krisharaj S, Saxena PK (1997a). Inhibitory ef-
fect of GA3 on the development of TDZ-induced somatic
embryogenesis of geranium (Pelargonium × hortorum)
hypocotyles cultures. Plant Cell Rep, 16: 435~438
Hutchinson MJ, Murr DP, Krisharaj S (1997b). Does ethylene
play a role in TDZ-regulated somatic embryogenesis of ge-
ranium (Pelargonium × hortorum) hypocotyles cultures. In
Vitro Cell Deve Biol-Plant, 33: 136~141
Hutchinson MJ, Saxena PK (1996a). Acetylsalicylic acid enhances
and synchronizes thidiazuron-induced somatic embryogen-
esis in geranium (Pelargonium × hortorum Bailey) tissue
cultures. Plant Cell Rep, 15: 512~515
Hutchinson MJ, Saxena PK (1996b). Role of purine metabolism
in thiadiazuron-induced somatic embryogenesis of geranium
(Pelargonium × hortorum) hypocotyl cultures. Physiol Plant,
98: 517~522
Iantcheva A, Vlahova M, Bakalova E, Elliott MC, Atanassov A
(1999). Regeneration of diploid annual medics via direct
somatic embryogenesis promoted by thidiazuron and
benzylaminopurine. Plant Cell Rep, 18: 904~910
Ishii Y, Takamura T, Goi M (1998). Callus induction and somatic
embryogenesis of Phalaenopsis. Plant Cell Rep, 17: 446~450
Jiménez VM, Bangerth F (2001). Endogenous hormone concen-
trations and embryogenic callus development in wheat. Plant
Cell Tiss Org Cult, 67: 37~46
Kepezynski J, Mchersie BD, Brown DCW (1992). Requirement of
ethylene for growth of callus and somatic embryogenesis in
Medicago sativa L. J Exp Bot, 43: 1199~1204
Kiyosue T, Takano K, Kamada H (1990). Induction of somatic
embryogenesis in carrot by heavy metal ions. Can J Bot, 68:
2301~2303
Li ZJ, Traore A, Maximova S, Guiltinan MJ (1998). Somatic
embryogenesis and plant regeneration from floral explants
of cacao (Theobroma cacao L.). In Vitro Cell Dev Biol-
Plant, 34: 293~299
Malik KA, Saxena PK (1992). TDZ induces high-frequency shoot
regeneration in intact seedling of soybean (Pisum sativum),
chickpea (Cicer arietinum) and lentil (Lens culinaris). Aust
Plant Physiol, 19: 731~740
Mithila J, Hall JC, Victor JM, Saxena PK (2003). Thidiazuron
induces shoot organogenesis at low concentrations and so-
matic embryogenesis at high concentrations on leaf and peti-
ole explants of African violet (Saintpaulia ionantha Wendl).
Plant Cell Rep, 21: 408~414
Mok MC, Mok DWS (1985). The metabolism of carbon-14
thidiazuron in callus tissues of Phaseous lunatus. Physiol
Plant, 65:627~632
Mok MC, Mok DWS, Armsstrong DJ (1982). Cytokin activity of
N-phenye-N-1,2,3-thidiazol-5-ylurea (thidiazuron).
Phytochemistry, 21: 1509~1511
Murch SJ, Krishnaraj S, Saxena PK (1997). Thidiazuron-induced
morphogenesis of Regal geranium (Pelargonium
domesticum): A potential stress response. Physiol Plant,
101: 183~191
Murch SJ, Saxena PK (1997). Modulation of mineral and fatty
acid profiles during TDZ mediated somatic embryogenesis in
peanuts (Arachis hypogaea L.). J Plant Physiol, 151:
358~361
Murch SJ, Saxena PK (1999). The role of proline in thidiazuron-
induced somatic embryogenesis of peanut. In Vitro Cell Dev
Biol-Plant, 5: 102~105
植物生理学通讯 第42卷 第1期,2006年2月 133
Murthy BNS, Murch SJ, Saxena PK (1998). Thidiazuron: a potent
regulator of in vitro plant morphogenesis. In Vitro Cell Dev
Biol-Plant, 34: 267~275
Murthy BNS, Saxena PK (1998). Somatic embryogenesis and
plant regeneration of neem (Azadirachta inidica A. Juss).
Plant Cell Rep, 17: 469~475
Nagata R, Kawachi E, Hashimoto Y (1993). Cytokinin-specific
binding protein in etiolated mung bean seedings. Biochem
Biophys Res Commun, 19: 543~549
Nhut DT, Le BV, Minh NT, Silva JT, Fukai S, Tanaka M, Van
KTT(2002). Somatic embryogenesis through pseudo-bulb-
let transverse thin cell layer of Lilium longiflorum. Plant
Growth Regul, 37: 193~198
Park SY, Murthy HN, Paek KY (2003). Protocorm-like body
induction and subsequent plant regeneration from root tip
cultures of Doritaenopsis. Plant Sci, 164: 919~923
Rajesh MK, Radha E, Karun A, Parthasarathy VA (2003). Plant
regeneration from embryo-derived callus of oil palm—the
effect of exogenous polyamines. Plant Cell Tiss Org Cult,
75: 41~47
Shibli RA, Shatnawi M, Abu-Elin, Al-Juboory KH (2001). Somatic
embryogenesis and plant recovery from callus of ‘Nabali’
Olive (Olea europea L.). Sci Hortic, 88: 243~256
Singh ND, Sahoo L, Sarin NK, Jaiwal PK (2003). The effect of
TDZ on organogenesis and somatic embryogenesis in
pigeonpea (Cajanus cajan L. Millsp). Plant Sci, 164:
341~347
Thomas JC, Katterman FR (1986). Cytokinin activity induced
by thidiazuron. Plant Physiol, 81: 681~683
Tibok A, Blackhall NW, Power JB, Davey MR (1995). Optimized
plant regeneration from callus derived from seedling hypoco-
tyls of Eucalyptus urophylla. Plant Sci, 110: 139~145
Üniversitesi D, Fakültesi FE, Bölümü B, Turkey D (2000). Histol-
ogy of somatic embryogenesis in cultured leaf explants of
pistachio (Pistacia vera L). Turk J Bot, 24: 91~95
Victor JMR,Murch SJ, KrishnaRaj S, Saxena PK (1999). So-
matic embryogenesis and organogenesis in peanut: the role of
thidiazuron and N6-benzylaminopurine in the induction of
plant morphogenesis. Plant Growth Regul, 28: 9~15
Victor JMR, Murthy BNS, Murch SJ, Saxena PK (1996). Role of
endogenous purine metabolism in thidiazuron-induced so-
matic embryogenesis of peanut (Arachis hypogaea L.). Plant
Growth Regul, 28: 41~47
Visser C, Quresni JA, Gill R, Saxena PK (1992). Morphoregulatory
role of TDZ. Subsitution of auxin and cytokin requirement
for the induction of somatic embryogenesis in geranium
hypocotyls cultures. Plant Physiol, 99: 1704~1707
Wann SR, Johnson MA, Noland TL, Carlson JA (1987). Bio-
chemical differences between embryogenic and
nonembryogenic cells of Pices abies (L.) Karsk. Plant Cell
Rep, 6: 39~44
Xie XM, Chen XY, Han LB (2001). Plant regeneration in Euca-
lyptus pellita. Forestry Studies China, 3: 7~14
Zhang CL, Chen DF, Elliott MC, Slater A (2001). Thidiazuron-
induced organogenesis and somatic embryogenesis in sugar
beet (Beta vulgaris L.). In Vitro Cell Deve Biol-Plant, 37:
305~310
Zhou JY, Ma H, Guo FX (1994). Effect of thidiazuron on somatic
embryogenesis of Cayratia japonica. Plant Cell Tiss Org
Cult, 36: 73~79