全 文 ：林业科学研究 ２０１５，２８（６）：８７１ ８７６
ＦｏｒｅｓｔＲｅｓｅａｒｃｈ
文章编号：１００１１４９８（２０１５）０６０８７１０６
超量表达 ＦＢＬ１对８４Ｋ杨根系和生长量影响研究
舒文波１，２，赵树堂２，章晶晶２，周艺华１，卢孟柱１，２
（１．南京林业大学南方现代林业协同创新中心，江苏 南京 ２１００３７；
２．林木遗传育种国家重点实验室，中国林业科学研究院林业研究所，北京 １０００９１）
收稿日期：２０１５０６１５
基金项目：国家重点基础研究发展计划（“９７３”计划）“形成层干细胞维持、分化以及次生木质部发育的调控机制”（２０１２ＣＢ１１４５００）
作者简介：舒文波（１９７９—），男，在读博士，主要研究方向：林木遗传育种。Ｅｍａｉｌ：ｗｅｎｂｏｓｈｕ＠ｙｅａｈ．ｎｅｔ
通讯作者：（１９７６—），男，博士，助理研究员，主要研究方向：林木遗传育种。Ｅｍａｉｌ：Ｚｈａｏｓｔ３１８＠１６３．ｃｏｍ
摘要：生长素及其信号转导系统对植物的生长发育具有重要的影响。本研究从银腺杨‘８４Ｋ’（Ｐｏｐｕｌｕｓａｌｂａ×Ｐ．
ｇｌａｎｄｕｌｏｓａｃｌ．‘８４Ｋ’）中分离了生长素受体基因ＰｔｒＦＢＬ１，利用ＰＭＤＣ３２构建了 ＰＭＤＣ３２ＰｔｒＦＢＬ１超量表达载体，并
通过遗传转化获得了超量表达植株１７个。对温室定植的３个转基因株系和对照植株的根系、生长量和光合指标等
性状分析结果显示：转基因株系总根长和总根面积达到显著或极显著差异，而根系干质量、平均不定根系长度、平均
不定根直径差异不显著；株高、平均节间长、地径和高径比皆高于对照，且大多数转基因株系达到显著差异；除气孔
限制值（Ｌｓ）低于对照外，气孔导度（Ｃｄ）、水分利用效率（ＷＵＥ）、光能利用效率（ＬＵＥ）和叶绿素相对含量皆高于对
照，且大多数转基因株系达到显著或极显著差异。以上结果表明，可能是 ＦＢＬ１超表达增加了转基因株系根系面
积，提高了水分和养分的吸收利用，进而导致转基因株系光能吸收和转化效率提高，引起转基因株系生长加快。
关键词：超量表达；ＦＢＬ１；８４Ｋ杨；根系；生长量
中图分类号：Ｓ７１８．４６ 文献标识码：Ａ
ＯｖｅｒｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇＦＢＬ１ＲｅｃｅｐｔｏｒＬｅｄｔｏＲｏｏｔＦｏｒｍａｔｉｏｎａｎｄＧｒｏｗｔｈｏｆ
Ｐｏｐｕｌｕｓａｌｂａ×Ｐ．ｇｌａｎｄｕｌｏｓａｃｌ．‘８４Ｋ’
ＳＨＵＷｅｎｂｏ１，２，ＺＨＡＯＳｈｕｔａｎｇ２，ＺＨＡＮＧＪｉｎｇｊｉｎｇ２，ＺＨＯＵＹｉｈｕａ１，ＬＵＭｅｎｇｚｈｕ１，２
（１．ＣｏＩｎｎｏｖａｔｉｏｎＣｅｎｔｅｒｆｏｒＳｕｓｔａｉｎａｂｌｅＦｏｒｅｓｔｒｙｉｎＳｏｕｔｈｅｒｎＣｈｉｎａ，ＮａｎｊｉｎｇＦｏｒｅｓｔｒｙＵｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｎａｎｊｉｎｇ ２１００３７，Ｊｉａｎｇｓｕ，Ｃｈｉｎａ；
２．ＳｔａｔｅＫｅｙＬａｂｏｒａｔｏｒｙｏｆＴｒｅｅＧｅｎｅｔｉｃｓａｎｄＢｒｅｅｄｉｎｇ，ＲｅｓｅａｒｃｈＩｎｓｔｉｔｕｔｅｏｆＦｏｒｅｓｔｒｙ，ＣｈｉｎｅｓｅＡｃａｄｅｍｙｏｆＦｏｒｅｓｔｒｙ，Ｂｅｉｊｉｎｇ １０００９１，Ｃｈｉｎａ）
Ａｂｓｔｒａｃｔ：ＰｏｐｌａｒｉｓｏｎｅｏｆｔｈｅｍａｊｏｒｆａｓｔｇｒｏｗｉｎｇｔｒｅｅｓｐｅｃｉｅｓｉｎＣｈｉｎａ，ｂｕｔｌｉｔｌｅｗａｓｋｎｏｗｎａｂｏｕｔｔｈｅｅｆｅｃｔｏｆａｕｘｉｎ
ｏｎｆａｓｔｇｒｏｗｔｈａｎｄｓｅｃｏｎｄａｒｙｇｒｏｗｔｈｏｆｐｏｐｌａｒｐｌａｎｔｓ．Ｉｎｔｈｉｓｓｔｕｄｙ，ＰｔｒＦＢＬ１ｆｏｒａｕｘｉｎｒｅｃｅｐｔｏｒｇｅｎｅｗａｓｃｌｏｎｅｄｉｎ
ｐｏｐｌａｒ，ｔｈｅｏｖｅｒｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎｖｅｃｔｏｒｏｆＰＭＤＣ３２ＰｔｒＦＢＬ１ｂａｓｅｄｏｎＰＭＤＣ３２ｗａｓｃｏｎｓｔｒｕｃｔｅｄａｎｄ１７ＰｔｒＦＢＬ１ｏｖｅｒ
ｅｘｐｒｅｓｓｅｄｐｌａｎｔｓｏｆＰ．ａｌｂａ×Ｐ．ｇｌａｎｄｕｌｏｓａｃｌ．‘８４Ｋ’ｗｅｒｅｏｂｔａｉｎｅｄ．Ｔｈｅｒｏｏｔ，ｇｒｏｗｔｈａｎｄｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃｉｎｄｅ
ｘｅｓｏｆ３ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃｌｉｎｅｓａｎｄｔｈｅｃｏｎｔｒｏｌｗｅｒｅａｎａｌｙｚｅｄ．Ｔｈｅｒｅｓｕｌｔｓｓｈｏｗｅｄｔｈａｔｔｈｅｔｏｔａｌｒｏｏｔｌｅｎｇｔｈａｎｄｔｏｔａｌｒｏｏｔａｒ
ｅａｏｆｔｒａｎｓｇｅｎｉｃｌｉｎｅｓｗｅｒｅｈｉｇｈｅｒｔｈａｎｔｈｏｓｅｏｆｔｈｅｎｏｎｔｒａｎｓｇｅｎｉｃｃｏｎｔｒｏｌｌｉｎｅｓ，ａｎｄｔｈｅｄｉｆｅｒｅｎｃｅｓｗｅｒｅａｌｓｉｇｎｉｆｉ
ｃａｎｔｏｒｅｘｔｒｅｍｅｌｙｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ．Ｏｎｔｈｅｏｔｈｅｒｈａｎｄ，ｔｈｅｍｅａｎａｄｖｅｎｔｉｔｉｏｕｓｒｏｏｔｌｅｎｇｔｈ，ｍｅａｎａｄｖｅｎｔｉｔｉｏｕｓｒｏｏｔｄｉａｍｅｔｅｒ
ａｎｄｒｏｏｔｂｉｏｍａｓｓｗｅｒｅｎｏｔｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ．Ｔｈｅｐｌａｎｔｈｅｉｇｈｔ，ａｖｅｒａｇｅｉｎｔｅｒｎｏｄｅｌｅｎｇｔｈ，ａｖｅｒａｇｅｉｎｔｅｒｎｏｄｅｄｉａｍｅｔｅｒａｎｄ
ｒａｔｉｏｏｆｈｅｉｇｈｔａｎｄｄｉａｍｅｔｅｒｗｅｒｅｈｉｇｈｅｒｔｈａｎｔｈｅｓｅｏｆｔｈｅｃｏｎｔｒｏｌｌｉｎｅｓ．Ｉｎａｄｄｉｔｉｏｎｔｏｌｏｗｅｒｌｉｍｉｔａｔｉｏｎｏｆｓｔｏｍａ
（Ｌｓ），ａｌｔｈｅｏｔｈｅｒｉｎｄｅｘｅｓ，ｉ．ｅ．ｔｈｅｓｔｏｍａｔａｌｃｏｎｄｕｃｔａｎｃｅ（Ｃｄ），ｗａｔｅｒｕｓｅｅｆｉｃｉｅｎｃｙ（ＷＵＥ），ｌｉｇｈｔｕｓｅｅｆｉｃｉｅｎ
ｃｙ（ＬＵＥ）ａｎｄｒｅｌａｔｉｖｅｃｏｎｔｅｎｔｓｏｆｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｗｅｒｅｈｉｇｈｅｒｔｈａｎｔｈｏｓｅｏｆｔｈｅｃｏｎｔｒｏｌｓ，ａｎｄｔｈｅｄｉｆｅｒｅｎｃｅｓｆｒｏｍｍｏｓｔ
ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃｌｉｎｅｓｒｅａｃｈｅｄｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｏｒｅｘｔｒｅｍｅｌｙｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｅｖｅｌｓ．Ｔｈｅｔｒａｎｓｇｅｎｉｃｌｉｎｅｓｉｎｃｒｅａｓｅｄｔｈｅｒｏｏｔａｒｅａｓ，ａｎｄ
ｈａｄｓｔｒｏｎｇｅｒｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃｅｆｉｃｉｅｎｃｙａｎｄｒａｔｅｏｆｗａｔｅｒｃｏｎｓｕｍｐｔｉｏｎ，ａｎｄｐｒｏｍｏｔｅｄｂｉｏｍａｓｓａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎｏｎ
林 业 科 学 研 究 第２８卷
ｇｒｏｕｎｄ，ｔｈｕｓｈａｄｔｈｅａｃｃｅｌｅｒａｔｅｄｓｐｅｅｄｏｆｇｒｏｗｔｈ．Ｔｈｅｒｅｆｏｒｅ，ｔｈｅＰｔｒＦＢＬ１ｇｅｎｅｈａｓｔｈｅｐｏｔｅｎｔｉａｌｔｏｂｅｍａｎｉｐｕｌａｔｅｄ
ｔｏｉｍｐｒｏｖｅｔｈｅｇｒｏｗｔｈ．
Ｋｅｙｗｏｒｄｓ：ｏｖｅｒｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ；ＦＢＬ１；Ｐｏｐｕｌｕｓａｌｂａ×Ｐｏｐｕｌｕｓｇｌａｎｄｕｌｏｓａｃｌ．‘８４Ｋ’；ｒｏｏｔｆｏｒｍａｔｉｏｎ；ｇｒｏｗｔｈ
生长素（ａｕｘｉｎ）作为植物生长发育调控和逆境
响应唯一具有极性运输特性的激素［１］，在茎尖或根
尖分生组织和幼嫩组织合成后，通过在韧皮部长距
离运输及细胞间的极性运输到达作用位点，然后通
过生长素信号转导途径发挥其生物学功能，进而调
控植物生长发育的各个方面，如胚胎发育、器官形态
建成、不定根发生和茎的发育等［２］。
生长素信号转导途径包括信号感知、转导及基
因响应等。生长素受体作为生长素信号转导的起
始，对植物生长发育具有重要调控作用。目前在植
物中发现有 ３类生长素受体：ＡＢＰ１（ＡｕｘｉｎＢｉｎｄｉｎｇ
Ｐｒｏｔｅｉｎ１）、ＴＩＲ１／ＡＦＢｓ（ＴｒａｎｓｐｏｒｔＩｎｈｉｂｉｔｏｒＲｅｓｉｓｔ
ａｎｔ１／ＡｕｘｉｎＳｉｇｎａｌｉｎｇＦｂｏｘ）及 ＳＫＰ２Ａ（ＳｐｈａｓｅＫｉ
ｎａｓｅＡｓｓｏｃｉａｔｅｄＰｒｏｔｅｉｎ２ａ）［２］。生长素响应基因的
转录调控主要是通过 ＴＩＲ１／ＡＦＢｓ信号途径实现的，
该途径包括生长素受体 ＴＩＲ１／ＡＦＢ、转录抑制子
Ａｕｘ／ＩＡＡ、生长素响应因子ＡＲＦ等基因家族。ＴＩＲ１／
ＡＦＢ属富含亮氨酸重复序列（ＬＲＲｓ）的 Ｆｂｏｘ蛋白，
与泛素化蛋白质降解途径有关，在低生长素浓度时，
Ａｕｘ／ＩＡＡ与ＡＲＦｓ结合，阻遏了生长素响应基因的
转录；当生长素浓度增高时，生长素就会起到“分子
胶”的作用，使Ａｕｘ／ＩＡＡ与ＳＣＦＴＩＲ１结合在一起，形成
ＳＣＦＴＩＲ１生长素Ａｕｘ／ＩＡＡ复合体；从而使 Ａｕｘ／ＩＡＡ
被泛素化并被 ２６Ｓ蛋白酶体降解，ＡＲＦｓ被释放出
来，与ＡｕｘＲＥ结合，转录激活或抑制生长素响应基
因的表达，产生ＩＡＡ效应［３］。因此，ＴＩＲ１／ＡＦＢｓ与生
长素结合是生长素信号转导的关键步骤［４］。研究证
实，在拟南芥中 ＴＩＲ１存在着一个基因家族，且还有
５个ＡＦＢ（ａｕｘｉｎｓｉｇｎａｌｉｎｇＦｂｏｘｐｒｏｔｅｉｎ）蛋白（ＡＦＢ１、
ＡＦＢ２、ＡＦＢ３、ＡＦＢ４和ＡＦＢ５）存在［５］。ＴＩＲ１与ＡＦＢ２
是生长素信号正调节子［６］，而 ＡＦＢ４对 ＴＩＲ１和
ＡＦＢ２具有上位性，是一个负调节子［７］。在幼苗生长
发育期，ＴＩＲ１与ＡＦＢ２比其他类似基因具有更重要
的角色；而在生根期，比 ＡＦＢ１或 ＡＦＢ３具有较重要
的角色［６］，在拟南芥中突变ＴＩＲ１后显著减少了侧根
数量［８］。虽然在拟南芥、番茄［９］和水稻［１０］等植物中
ＴＩＲ１基因家族的功能已有了深入的研究，但木本植
物具有多年生、木材形成等特性，ＴＩＲ１基因家族如
何在这些过程中发挥作用等相关信息知之甚少。本
研究从银腺杨‘８４Ｋ’（Ｐ．ａｌｂａ×Ｐ．ｇｌａｎｄｕｌｏｓａｃｌ．
‘８４Ｋ’）中分离了拟南芥ＴＩＲ１同源基因ＰｔｒＦＢＬ１，通
过遗传转化获得超量表达转基因植株，并对转基因
植株的表型进行分析，为了解生长素信号系统调控
杨树不定根形成和生长发育奠定基础。
１ 材料与方法
１．１ 材料
银腺杨‘８４Ｋ’无菌苗为林木遗传育种国家重点
实验室（中国林业科学研究院）保存并扩繁；大肠杆
菌ＤＨ５α、农杆菌ＧＶ３１０１菌种及ｐＤＮＯＲ２２２．１质粒
均由本实验室保存；限制性内切酶及 ＤＮＡ连接酶购
自ＮＥＢ公司；ＤＮＡ凝胶回收试剂盒、质粒提取试剂
盒购自 ＡｘｙＧｅｎ公司；ｐＧＥＭ２ＴＥａｓｙ载体购自 Ｐｒｏ
ｍｅｇａ公司；ＴａｑＤＮＡ聚合酶购自 ＴａＫａＲａ公司；ＲＮＡ
提取、反转录、定量ＰＣＲ以及其它试剂购自Ｓｉｇｍａ公
司；ＰＣＲ引物合成和测序由英潍捷基生物公司完成。
１．２ 方法
１．２．１ 质粒和载体构建 本研究利用拟南芥 ＴＩＲ１
基因序列在毛果杨（Ｐ．ｔｒｉｃｈｏｃａｒｐａ）基因组数据库
（ｈｔｐ：／／ｐｈｙｔｏｚｏｍｅ．ｊｇｉ．ｄｏｅ．ｇｏｖ／ｐｚ／ｐｏｒｔａｌ．ｈｔｍｌ）进行
比对，得到毛果杨同源基因 ＰｔｒＦＢＬ１序列，根据该序
列设计基因特异的 ＰＣＲ引物（表１），通过 ＲＴＰＣＲ
方法从银腺杨‘８４Ｋ’ｃＤＮＡ中分离得到 ＰｔｒＦＢＬ１基
因，克隆到载体ｐＤＮＯＲ２２２．１上，经测序后亚克隆至
超量表达载体 ＰＭＤＣ３２，构建３５Ｓ：：ＰｔｒＦＢＬ１超表达
载体并电击转化到农杆菌ＧＶ３１０１，利用农杆菌介导
的叶盘法转化‘８４Ｋ’杨。
表１ 克隆ＰｔｒＦＢＬ１基因和实时定量ＰＣＲ分析
所用的引物
引物名称 引物序列（５’３’）
ＰｔｒＦＢＬ１Ｆ ＧＣＣＴＣＴＴＣＴＴＴＣＡＡＧＧＡＴＣＧ
ＰｔｒＦＢＬ１Ｒ ＴＣＡＡＧＡＡＡＡＣＣＴＴＧＡＣＡＣＡＧＡＡＴＣ
ＰｔｒＦＢＬ１ＲＴＦ ＣＡＣＣＡＴＧＴＧＴＴＧＴＣＴＧＧＧＴＧ
ＰｔＦＢＬ１ＲＴＲ ＴＴＣＴＧＡＣＣＣＡＧＣＡＧＣＴＴＡＣＡ
ＰｔｒＵＢＱＦ ＧＴＴＧＡＴＴＴＴＴＧＣＴＧＧＧＡＡＧＣ
ＰｔｒＵＢＱＲ ＧＡＴＣＴＴＧＧＣＣＴＴＣＡＣＧＴＴＧＴ
１．２．２ 植物材料培养和遗传转化 遗传转化外植
体选用‘８４Ｋ’杨组培苗顶端第３、４个叶片，培养条
件为温度２３ ２５℃、光照１６／８ｈ（白天／黑夜）、光照
２７８
第６期 舒文波，等：超量表达ＦＢＬ１对８４Ｋ杨根系和生长量影响研究
强度５０μｍｏｌ·Ｌ－１·ｍ－２·ｓ－１的条件下培养。含有
超表达３５Ｓ：：ＰｔｒＦＢＬ１的农杆菌在ＯＤ６００＝０．６ ０．８
时侵染‘８４Ｋ’叶盘。感染后的叶盘在不定芽诱导培
养基（ＳＩＭ，ＭｕｒａｓｈｉｇｅＳｋｏｏｇ（ＭＳ））基本培养基添加
０．５ｍｇ·Ｌ－１６ＢＡ和０．０５ｍｇ·Ｌ－１ＮＡＡ上，在温度
为２４±２℃的黑暗条件下共培养３ｄ。共培养后的
叶盘转移至含有３ｍｇ·Ｌ－１ｈｙｇｒｏｍｙｃｉｎＢ（潮霉素）
和２００ｍｇ·Ｌ－１Ｔｉｍｅｎｔｉｎ（特美汀）的ＳＩＭ上，在培养
温度为２３ ２５℃、光照为１６／８ｈ（白天／黑夜）、光照
强度为５０μｍｏｌ·Ｌ－１·ｍ－２·ｓ－１的条件下诱导和筛
选抗性不定芽。经过约一个月的诱导培养，将抗性
不定芽转移至含有３ｍｇ·Ｌ－１ｈｙｇｒｏｍｙｃｉｎＢ和２００
ｍｇ·Ｌ－１Ｔｉｍｅｎｔｉｎ的生根培养基（ＲＩＭ，即１／２ＭＳ基
本培养基添加００５ｍｇ·Ｌ－１ＩＢＡ和０．０２ｍｇ·Ｌ－１
ＮＡＡ）中，直至诱导出不定根。随机选取３个超表达
３５Ｓ：：ＰｔｒＦＢＬ１扦插后生长１个月的转基因株系，以
‘８４Ｋ’杨野生型植株为对照，每个株系至少扩繁３０
株，定植温室。测定超表达３５Ｓ：：ＰｔｒＦＢＬ１对转基因
植株不定根和生长量的影响至少重复３次。
１．２．３ ＲＮＡ提取和 ＲＴＰＣＲ分析 转基因株系和
对照植株分别取３株混合取样，ＲＮＡ提取和反转录
分别按照植物总 ＲＮＡ提取试剂盒（ＲＮｅａｓｙＰｌａｎｔ
Ｋｉｔ）和反转录试剂盒（ＳｕｐｅｒＳｃｒｉｐｔＩＩｆｉｒｓｔｓｔｒａｎｄｓｙｎ
ｔｈｅｓｉｓｓｙｓｔｅｍ）描述的方法进行，定量 ＰＣＲ的引物使
用Ｐｒｉｍｅｒ５软件（ｈｔｐ：／／ｆｒｏｄｏ．ｗｉ．ｍｉｔ．ｅｄｕ／ｐｒｉｍｅｒ３／
ｉｎｐｕｔ．ｈｔｍ）设计（序列见表１）。实时荧光定量 ＰＣＲ
根据 ＳＹＢＲＰｒｅｍｉｘＥｘＴａｑＴＭＩ试剂盒（ＴａＫａＲａ，
Ｄａｌｉａｎ，Ｃｈｉｎａ）和 Ｒｏｃｈｅ４８０实时荧光定量 ＰＣＲ仪
（ＲｏｃｈｅＡｐｐｌｉｅｄＳｃｉｅｎｃｅ）的说明书使用，每样品４次
重复，用ＰｔｒＵＢＱ基因作为内参对照。
１．２．４ 根系、生长量、叶绿素相对含量和光合测定
采用ＷｉｎＲＨＩＺＯ根系分析系统测定温室定植３０ｄ
的转基因和对照株系的根系不同指标值（不定根系
平均直径（ｍｍ）、长度（ｃｍ）、总根系长（ｃｍ）、总根系
面积（ｃｍ２）和根系干质量（ｇ），每个株系至少测定１５
株；转基因和对照株系温室定植１０５ｄ时，测定株高
（ｄｍ）、平均节间长（ｃｍ）和地径（ｍｍ），每个株系至
少测定 １５株；转基因和对照株系温室定植 １２０ｄ
时，采用ＳＹＳ０２植物叶绿素测定仪测定叶绿素相对
含量（ＳＰＡＤ）和Ｌｉ６４００（美国）便携式光合作用仪测
定光合作用指标，每个株系至少测定３株。测定时
选择自顶部向下的第３片、第４片和第５片叶进行
测定，每个叶片测定４组数据。使用 Ｌｉ６４００从８：
００—１２：００测定，仪器自动记录净光合速率（Ｐｎ）、胞
间 ＣＯ２浓度（Ｃｉ）、气孔导度（Ｃｄ）（ｍｏｌ·ｍ
－２·
ｓ－１）、蒸腾速率（Ｔｒ），光合有效辐射（ＰＡＲ）、空气
ＣＯ２浓度（Ｃａ）等数值，利用 Ｌｓ＝１Ｃｉ／Ｃａ计算气孔
限制值（Ｌｓ），利用 ＷＵＥ＝Ｐｎ／Ｔｒ（μｍｏｌ·ｍｍｏｌ－１）进
行计算水分利用效率（ＷＵＥ），利用 ＬＵＥ＝Ｐｎ／ＰＡＲ
进行计算光能利用效率（ＬＵＥ）［１１］。
１．３ 数据统计
应用ＭｉｃｒｏｓｏｆｔＥｘｃｅｌ和ＳＰＳＳ１７．０软件对数据进
行处理，采用配对样本单因素方差分析根系不同指
标间、生长量间、光合指标间和叶绿素相对含量间的
差异，并用 ＬＳＤ法检验差异显著性水平，用相关分
析法检验生长量指标和光合指标间的关联性。
２ 结果与分析
２．１ ＰｔｒＦＢＬ１超表达转基因植株的获得和定量
ＲＴＰＣＲ分析
为研究生长素信号转导对杨树生长发育的影
响，利用农杆菌介导的叶盘法转化‘８４Ｋ’杨，通过抗
性筛选和 ＰＣＲ检测得到１７个独立转基因株系。定
量ＲＴＰＣＲ结果显示，ＰｔｒＦＢＬ１基因１２个组成型表
达转基因株系温室生长３０ｄ时苗木顶端组织表达
量显著上升（图１），与对照相比达１０倍以上，从中
随机挑选３个转基因株系（＃６、＃１３和＃１５）和‘８４Ｋ’
对照进行扩繁，移栽至温室中，对其根系发育、生长
量、光合特征等指标进行测定。
注：转基因株系相对表达量计算依据设定‘８４Ｋ’杨对照值为１，图
中为性状均值和标准误
图１ 转基因杨树不同株系相对表达量分析
２．２ ＰｔｒＦＢＬ１超表达促进转基因植株不定根生长
表型观察发现ＰｔｒＦＢＬ１超表达转基因植株根系
发育明显增强（图２），温室定植３０ｄ时‘８４Ｋ’杨３
个转基因株系（＃６、＃１３和＃１５）的不定根系直径和长
度、总根系长、总根系面积、根系干质量分别为０．８３
０．９６ｍｍ、４．３ ５．０ｃｍ、１８７．４７ １９６．１７ｃｍ、
１３７ １５．９ｃｍ２、和０．００５７ ０．０１５４ｇ，而对照植
株分别为０．８２ｍｍ、５．９ｃｍ、１３６．８６ｃｍ、１１．６ｃｍ２和
３７８
林 业 科 学 研 究 第２８卷
００１６５ｇ。结果表明：与对照植株相比，转基因株系
的总根长和总根面积均显著增加，差异达到显著水
平（Ｐ＜０．０５）或极显著水平（Ｐ＜０．０１），而根系干质
量和平均不定根系长度有所降低，不定根直径却有
所增加，但差异皆不显著（Ｐ＞０．０５）（图２）。说明
ＰｔｒＦＢＬ１超表达促进了转基因植株根系的生长，
ＰｔｒＦＢＬ１介导的生长素信号系统可能对杨树根系生
长具有重要的调控作用。
２．３ ＰｔｒＦＢＬ１超表达促进了转基因植株苗高和地
径生长
转基因植株苗高生长明显高于对照植株（图
３Ａ），为了进一步测定超量表达ＰｔｒＦＢＬ１基因对杨树
生长量的影响，本研究对转基因株系温室定植１０５ｄ
时相关生长量指标进行了测定。结果表明：转基因
植株苗高、平均节间长、地径和高径比分别为３．８３
４．１１ｄｍ、２．０４ ２．１３ｃｍ、２．７５ ２．９５ｍｍ和
１３５．３９ １４０．０８（图３Ｂ），而对照植株分别为３．３９
表示显著水平（Ｐ＜０．０５），表示极显著水平（Ｐ＜０．０１）
图２ 转基因杨树根系相关性状分析
ｄｍ、１．８５ｃｍ、２．５９ｍｍ、１３０．８４。方差分析结果表
明，３个不同的转基因株系株高、平均节间长、地径
和高径比皆高于对照植株，且株高３个株系皆达到
显著性水平（Ｐ＜０．０５），而平均节间长、地径和高径
比各２个株系的差异达到显著性水平（Ｐ＜０．０５）。
注：Ａ表示温室种植１０５ｄ转基因杨和对照，Ｂ表示转基因杨生长相关性状值；表示显著水平（Ｐ＜０．０５）；比例尺代表１ｃｍ
图３ 转基因杨树生长量相关性状分析
２．４ ＰｔｒＦＢＬ１超表达转基因株系的光合特征
蒸腾作用把植物生长所需要的水分和养分送至
植物体各部，而光能利用效率是蒸腾作用的动
力［１１］。由图４可知，转基因植株温室定植１２０ｄ时，
３个转基因株系的 Ｃｄ、ＷＵＥ、Ｌｓ、ＬＵＥ和叶绿素相对
含量分别为 ０．５ ０．６３ｍｏｌ·ｍ－２·ｓ－１、０．５９
０６７μｍｏｌ·ｍｍｏｌ－１、０．０８ ０．１０４、０．００１９
００２２和３２．９１３ ３５．２６９ＳＰＡＤ，而对照植株分别
为 ０．４２ｍｏｌ·ｍ－２·ｓ－１、０．５３μｍｏｌ·ｍｍｏｌ－１、
０１０６、０．００１７和３１．０６７ＳＰＡＤ。方差分析表明，３
个不同的转基因株系Ｃｄ、ＬＵＥ和叶绿素相对含量皆
高于对照植株，而ＷＵＥ只有２个转基因株系高于对
照植株，且达到显著差异（Ｐ＜０．０５）或极显著差异
（Ｐ＜０．０１），但Ｌｓ值则低于对照植株，且２个转基因
株达到显著差异（Ｐ＜０．０５）或极显著差异（Ｐ＜
００１）（图４）。苗高、节间长、地径、Ｃｄ、ＷＵＥ、Ｌｓ和
ＬＵＥ值的相关性分析结果（表２）表明，株高除与 Ｌｓ
负相关外，与其他因子皆呈正相关，但均未达到显著
相关，影响程度依次为：Ｃｄ＞ＬＵＥ＞地径 ＞节间长 ＞
ＷＵＥ＞Ｌｓ；节间长与其他因子皆呈正相关，亦未达到
显著相关，影响程度依次为：ＬＵＥ＞ＷＵＥ＞Ｃｄ＞地径
＞株高＞Ｌｓ；地径除与 Ｃｄ负相关外，与其他因子皆
呈正相关，且与ＬＵＥ达到显著相关，而与 Ｌｓ和 ＷＵＥ
达到极显著相关，影响程度依次为：ＷＵＥ＞Ｌｓ＞ＬＵＥ
４７８
第６期 舒文波，等：超量表达ＦＢＬ１对８４Ｋ杨根系和生长量影响研究
＞株高＞地径＞Ｃｄ。
注：表示显著水平（Ｐ＜０．０５），表示极显著水平（Ｐ＜０．０１）
图４ 转基因杨树光合作用相关性状分析结果
表２ 转基因杨树生长和光合性状相关系数
类别 株高 节间长 节间直径 Ｃｄ Ｌｓ ＷＵＥ ＬＵＥ
株高 １
节间长 ０．１０４ １
地径 ０．３１６ ０．１３９ １
Ｃｄ ０．５５８ ０．２２６ －０．００９ １
Ｌｓ －０．０１８ ０．０５６ ０．８０８ －０．３８０ １
ＷＵＥ ０．０８３ ０．２６４ ０．８４６ ０．０５７ ０．８３６１
ＬＵＥ ０．３２０ ０．２７０ ０．７３２ ０．４９１ ０．５６６ ０．８６５ １
注：表示显著水平（Ｐ＜０．０５），表示极显著水平（Ｐ＜０．０１）
３ 结论与讨论
生长素信号途径涉及对生长素信号的感受、转
导和下游响应基因表达。最近，ＴＩＲ１［１２］、ＡＢＰ１［２］、
ＳＫＰＡ２［１３］先后被证明是生长素受体，其中，ＴＩＲ１通
过调控下游生长素响应基因的表达调控植物生长发
育，参与泛素化蛋白质降解途径，通过泛素化 Ａｕｘ／
ＩＡＡ使其被２６Ｓ蛋白酶体降解，进而激活 ＡＲＦｓ，并
调控生长素响应基因的转录。然而，对于树木中起
关键作用的生长素相应受体尚未鉴定，特别是其对
于树木高生长、次生生长的作用尚需进一步的研究。
本研究克隆了杨树 ＴＩＲ１同源基因 ＦＢＬ１，通过
农杆菌介导的转化获得了转 ＦＢＬ１基因的杨树植
株，表达量分析后挑选了基因表达显著上升的转基
因植株进行了表型观察。转基因各株系总根系长和
总根系面积皆显著或极显著高于对照植株，且植株
的株高、平均节间长、地径和高径比均高于对照，说
明ＦＢＬ１基因超表达增强了生长素信号途径，引起
了下游相关基因表达，进而调控了杨树的生长、发
育。生长素在植物主根、侧根、不定根及根毛发育过
程中发挥着重要的作用［１４］。拟南芥 ＴＩＲ１突变体植
株［８］和抑制ＴＩＲ１基因表达［１５］皆能使侧根数量明显
减少，增加抑制生长素信号的ＡＸＲ２／ＩＡＡ７和ＳＨＹ２／
ＩＡＡ３稳定性的突变体根系发育异常［１６］。研究还发
现ＡＲＦ在侧根形成中具有重要作用，其与 Ａｕｘ／ＩＡＡ
不同互作对根的形成产生不同影响［１７］，具体由
ＡＲＦ７和ＡＲＦ１９通过激活ＬＢＤ／ＡＳＬｓ（ＬＢＤ２９／ＡＳＬ１６
和ＬＢＤ１６／ＡＳＬ１８）和 ＥＸＰ１７调节侧根形成［１８］。这
些研究表明ＴＩＲ１通过调控下游的信号系统调节植
物根系发育。许多研究发现，根系大小和形态对植
物获取水分和养分具有重要影响［１１］，因此，ＦＢＬ１基
因对林木根系发育功能的确定，为进一步了解木本
植物根系发育提供了分子基础，且对分子育种改良
难生根林木、加快林木育种进程具有重要意义。
ＴＩＲ１基因对植物干旱也有影响［１９］，但对生长量
的影响还未见报道。本研究中 ＦＢＬ１超表达转基因
植株株高、平均节间长、地径和高径比均高于对照，
说明了ＦＢＬ１对应杨树生长的正调控作用。这种促
进作用可能存在两个原因：一是 ＦＢＬ１可以直接通
过生长素的作用促进茎顶端和侧生分生组织活性，
类似生长素对于植物生长的普遍调控作用；二是高
生长和径向生长是根系作用结果，即转基因植株发
达的根系促进地上部分的生长。地上部分所需的水
分、营养均由根部吸收并通过导管分子向上运输，而
根所需要的维生素、糖等由地上部制造，运送到根部
提供能源和碳源。植物的生长发育是根系与地上部
分相互促进、相互依赖、相互联系的过程［１１］。大多
数转基因株系的 Ｃｄ、ＷＵＥ、ＬＵＥ和叶绿素值高于对
照，可能是由于 ＦＢＬ１基因超表达增加了转基因植
株根系面积，提高了水分和养分的吸收利用，进而导
致转基因株系叶绿素和 ＬＵＥ值增加，提高了植株光
能吸收和转化效率；同时 Ｃｄ值增大，Ｌｓ值降低，增
加了光合速率，提高了蒸腾速率，最终导致转基因植
株生长速度加快。
综上所述，本研究从银腺杨‘８４Ｋ’中分离了
ＰｔｒＦＢＬ１基因并通过遗传转化获得超表达转基因植
株，转基因植株总根系长、总根系面积及地上部分生
长量显著增加，说明 ＦＢＬ１介导的生长素信号转导
系统对木本植物生长发育具有重要的影响，但其调
控机制有待进行深入解析。
参考文献：
［１］ＬａｕＳ，ＳｈａｏＮ，ＢｏｃｋＲ，ｅｔａｌ．Ａｕｘｉｎｓｉｇｎａｌｉｎｇｉｎａｌｇａｌｌｉｎｅａｇｅｓ：
ｆａｃｔｏｒｍｙｔｈ？［Ｊ］．Ｔｒｅｎｄｓｉｎｐｌａｎｔｓｃｉｅｎｃｅ，２００９，１４（４）：１８２
－１８８．
［２］Ｓａｌｅｈｉｎ，Ｍ．，Ｂａｇｃｈｉ，Ｒ．，Ｅｓｔｅｌｅ，Ｍ．ＳＣＦＴＩＲ１／ＡＦＢｂａｓｅｄａｕｘｉｎ
ｐｅｒｃｅｐｔｉｏｎ：ｍｅｃｈａｎｉｓｍａｎｄｒｏｌｅｉｎｐｌａｎｔｇｒｏｗｔｈａｎｄｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ
５７８
林 业 科 学 研 究 第２８卷
［Ｊ］．ＴｈｅＰｌａｎｔＣｅｌ，２０１５，２７（１）：９－１９．
［３］ＹｕＨ，ＭｏｓｓＢＬ，ＪａｎｇＳＳ，ｅｔａｌ．ＭｕｔａｔｉｏｎｓｉｎｔｈｅＴＩＲ１ａｕｘｉｎｒｅ
ｃｅｐｔｏｒｔｈａｔｉｎｃｒｅａｓｅａｆｉｎｉｔｙｆｏｒａｕｘｉｎ／ｉｎｄｏｌｅ３ａｃｅｔｉｃａｃｉｄｐｒｏｔｅｉｎｓ
ｒｅｓｕｌｔｉｎａｕｘｉｎｈｙｐｅｒｓｅｎｓｉｔｉｖｉｔｙ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２０１３，１６２
（１）：２９５－３０３．
［４］ＶｉｌａｌｏｂｏｓＬＩＡＣ，ＬｅｅＳ，ＤｅＯｌｉｖｅｉｒａＣ，ｅｔａｌ．Ａｃｏｍｂｉｎａｔｏｒｉａｌ
ＴＩＲ１／ＡＦＢＡｕｘ／ＩＡＡｃｏｒｅｃｅｐｔｏｒｓｙｓｔｅｍｆｏｒｄｉｆｅｒｅｎｔｉａｌｓｅｎｓｉｎｇｏｆ
ａｕｘｉｎ［Ｊ］．ＮａｔｕｒｅＣｈｅｍｉｃａｌＢｉｏｌｏｇｙ，２０１２，８（５）：４７７－４８５．
［５］ＤｈａｒｍａｓｉｒｉＮ，ＤｈａｒｍａｓｉｒｉＳ，ＥｓｔｅｌｅＭ．ＴｈｅＦｂｏｘｐｒｏｔｅｉｎＴＩＲ１ｉｓ
ａｎａｕｘｉｎｒｅｃｅｐｔｏｒ［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ，２００５，４３５：４４１－４４５．
［６］ＰａｒｙＧ，ＣａｌｄｅｒｏｎＶｉｌａｌｏｂｏｓＬ，ＰｒｉｇｇｅＭ，ｅｔａｌ．Ｃｏｍｐｌｅｘｒｅｇｕｌａ
ｔｉｏｎｏｆｔｈｅＴＩＲ１／ＡＦＢｆａｍｉｌｙｏｆａｕｘｉｎｒｅｃｅｐｔｏｒｓ［Ｊ］．Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓｏｆ
ｔｈｅＮａｔｉｏｎａｌＡｃａｄｅｍｙｏｆＳｃｉｅｎｃｅｓ，２００９，１０６：２２５４０－２２５４５．
［７］ＨｕＺ，ＫｅｅｌｉＭＡ，ＰｉｓｉｌＭ，ｅｔａｌ．ＦｂｏｘｐｒｏｔｅｉｎＡＦＢ４ｐｌａｙｓａ
ｃｒｕｃｉａｌｒｏｌｅｉｎｐｌａｎｔｇｒｏｗｔｈ，ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｎｄｉｎｎａｔｅｉｍｍｕｎｉｔｙ［Ｊ］．
Ｃｅｌｒｅｓｅａｒｃｈ，２０１２，２２：７７７－７８１．
［８］ＲｕｅｇｇｅｒＭ，ＤｅｗｅｙＥ，ＧｒａｙＷＭ，ｅｔａｌ．ＴｈｅＴＩＲ１ｐｒｏｔｅｉｎｏｆＡｒａｂｉ
ｄｏｐｓｉｓｆｕｎｃｔｉｏｎｓｉｎａｕｘｉｎｒｅｓｐｏｎｓｅａｎｄｉｓｒｅｌａｔｅｄｔｏｈｕｍａｎＳＫＰ２ａｎｄ
ｙｅａｓｔＧｒ１ｐ［Ｊ］．Ｇｅｎｅｓ＆Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ，１９９８，１２（２）：１９８－２０７．
［９］ＲｅｎＺ，ＬｉＺ，ＭｉａｏＱ，ｅｔａｌ．ＴｈｅａｕｘｉｎｒｅｃｅｐｔｏｒｈｏｍｏｌｏｇｕｅｉｎＳｏｌａ
ｎｕｍｌｙｃｏｐｅｒｓｉｃｕｍｓｔｉｍｕｌａｔｅｓｔｏｍａｔｏｆｒｕｉｔｓｅｔａｎｄｌｅａｆｍｏｒｐｈｏｇｅｎｅｓｉｓ
［Ｊ］．Ｊｏｕｒｎａｌｏｆｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌｂｏｔａｎｙ，２０１１，６２（８）：２８１５－２８２６．
［１０］ＢｉａｎＨ，ＸｉｅＹ，ＧｕｏＦ，ｅｔａｌ．Ｄｉｓｔｉｎｃｔｉｖｅｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎｐａｔｅｒｎｓａｎｄ
ｒｏｌｅｓｏｆｔｈｅｍｉＲＮＡ３９３／ＴＩＲ１ｈｏｍｏｌｏｇｍｏｄｕｌｅｉｎｒｅｇｕｌａｔｉｎｇｆｌａｇｌｅａｆ
ｉｎｃｌｉｎａｔｉｏｎａｎｄｐｒｉｍａｒｙａｎｄｃｒｏｗｎｒｏｏｔｇｒｏｗｔｈｉｎｒｉｃｅ（Ｏｒｙｚａｓａｔｉ
ｖａ）［Ｊ］．ＮｅｗＰｈｙｔｏｌｏｇｉｓｔ，２０１２，１９６（１）：１４９－１６１．
［１１］甘肖梅．桂林岩溶石山阴香光合生理生态特性研究［Ｄ］．广
西：广西师范大学硕士论文，２０１０．
［１２］ＰｅｅｒＷＡ．Ｆｒｏｍｐｅｒｃｅｐｔｉｏｎｔｏａｔｅｎｕａｔｉｏｎ：ａｕｘｉｎｓｉｇｎａｌｉｎｇａｎｄｒｅ
ｓｐｏｎｓｅｓ［Ｊ］．Ｃｕｒｅｎｔｏｐｉｎｉｏｎｉｎｐｌａｎｔｂｉｏｌｏｇｙ，２０１３，１６（５）：５６１－
５６８．
［１３］ＪｕｒａｄｏＳ，ＤíａｚＴｒｉｖｉｏＳ，ＡｂｒａｈａｍＺ，ｅｔａｌ．ＳＫＰ２Ａ，ａｎＦｂｏｘ
ｐｒｏｔｅｉｎｔｈａｔｒｅｇｕｌａｔｅｓｃｅｌｄｉｖｉｓｉｏｎ，ｉｓｄｅｇｒａｄｅｄｖｉａｔｈｅｕｂｉｑｕｉｔｉｎ
ｐａｔｈｗａｙ［Ｊ］．ＴｈｅＰｌａｎｔＪｏｕｒｎａｌ，２００８，５３（５）：８２８－８４１．
［１４］ＬｊｕｎｇＫ．Ａｕｘｉｎｍｅｔａｂｏｌｉｓｍａｎｄｈｏｍｅｏｓｔａｓｉｓｄｕｒｉｎｇｐｌａｎｔｄｅｖｅｌｏｐ
ｍｅｎｔ［Ｊ］．Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ，２０１３，４０：９４３－９５０．
［１５］ＸｉｅＱ，ＦｒｕｇｉｓＧ，ＣｏｌｇａｎＤ，ｅｔａｌ．ＡｒａｂｉｄｏｐｓｉｓＮＡＣ１ｔｒａｎｓｄｕｃｅｓ
ａｕｘｉｎｓｉｇｎａｌｄｏｗｎｓｔｒｅａｍｏｆＴＩＲ１ｔｏｐｒｏｍｏｔｅｌａｔｅｒａｌｒｏｏｔｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ
［Ｊ］．Ｇｅｎｅｓ＆Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ，２０００，１４（２３）：３０２４－３０３６．
［１６］ＧｕｓｅｍａｎＪＭ，ＨｅｌｍｕｔｈＡ，ＬａｎｃｔｏｔＡ，ｅｔａｌ．Ａｕｘｉｎｉｎｄｕｃｅｄｄｅｇ
ｒａｄａｔｉｏｎｄｙｎａｍｉｃｓｓｅｔｔｈｅｐａｃｅｆｏｒｌａｔｅｒａｌｒｏｏｔｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ［Ｊ］．Ｄｅ
ｖｅｌｏｐｍｅｎｔ，２０１５，１４２（５）：９０５－９０９．
［１７］ＰｉｙａＳ，ＳｈｒｅｓｔｈａＳＫ，ＢｉｎｄｅｒＢ，ｅｔａｌ．Ｐｒｏｔｅｉｎｐｒｏｔｅｉｎｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎ
ａｎｄｇｅｎｅｃｏｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎｍａｐｓｏｆＡＲＦｓａｎｄＡｕｘ／ＩＡＡｓｉｎＡｒａｂｉｄｏｐ
ｓｉｓ［Ｊ］．ＦｒｏｎｔｉｅｒｓｉｎＰｌａｎｔＳｃｉｅｎｃｅ，２０１４，５：１－９．
［１８］ＧｕｐｔａＡ，ＳｉｎｇｈＭ，ＬａｘｍｉＡ．Ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｂｅｔｗｅｅｎｇｌｕｃｏｓｅａｎｄ
ｂｒａｓｓｉｎｏｓｔｅｒｏｉｄｄｕｒｉｎｇｔｈｅｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｏｆｌａｔｅｒａｌｒｏｏｔｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｉｎ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ［Ｊ］．ＰｌａｎｔＰｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２０１５，１６８（１）：３０７－３２０．
［１９］ＸｉａＫ，ＷａｎｇＲ，ＯｕＸ，ｅｔａｌ．ＯｓＴＩＲ１ａｎｄＯｓＡＦＢ２ｄｏｗｎｒｅｇｕｌａ
ｔｉｏｎｖｉａＯｓｍｉＲ３９３ｏｖｅｒｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎｌｅａｄｓｔｏｍｏｒｅｔｉｌｅｒｓ，ｅａｒｌｙｆｌｏｗ
ｅｒｉｎｇａｎｄｌｅｓｓｔｏｌｅｒａｎｃｅｔｏｓａｌｔａｎｄｄｒｏｕｇｈｔｉｎｒｉｃｅ［Ｊ］．ＰＬｏＳＯｎｅ，
２０１２，７（１）：ｅ３００３９．
６７８