免费文献传递   相关文献

Effects of MC-RR on the seed germination and characteristics of physiologyand biochemistry in Trifolium repens seedlings

微囊藻毒素(MC-RR)对白三叶种子萌发及幼苗生理生化特性影响



全 文 :书微囊藻毒素(犕犆-犚犚)对白三叶种子萌发
及幼苗生理生化特性影响
薛延丰1,李慧明1,2,易能1,3,李优琴1,石志琦1
(1.江苏省农业科学院食品质量安全检测研究所,江苏 南京210094;2.南京大学生命科学院,江苏 南京210093;
3.南京农业大学资源与环境资源学院,江苏 南京210095)
摘要:以白三叶种子和幼苗为材料,研究了不同浓度 MC-RR对白三叶种子萌发、抗氧化酶活性变化以及 MC-
RR在白三叶体内积累规律。结果表明,发芽率和发芽势随着处理浓度的增加而降低,在高浓度处理下,与对照相
比显著降低;株高随着 MC-RR处理浓度增加而显著降低,根长和鲜重在低浓度处理下显著增加,在高浓度处理
下显著降低;抗氧化酶活性的变化不尽相同,SOD活性随着处理浓度的增加与对照相比呈先增加后降低而后又增
加的趋势,POD活性随着处理浓度的增加呈先增加后降低的趋势,CAT活性的变化趋势不同于SOD和POD;单位
鲜重白三叶 MC-RR含量随着处理浓度的增加与0.05mg/L处理下的 MC-RR含量相比显著增加,而生物富集
系数的变化趋势则与单位鲜重白三叶 MC-RR含量相反,随着 MC-RR处理浓度的增加而降低。说明随着 MC
-RR处理浓度的增加,白三叶受到的伤害增大。
关键词:藻毒素;白三叶;种子;抗氧化酶
中图分类号:S541+.201;Q945.34  文献标识码:A  文章编号:10045759(2009)06018006
  淡水富营养化使蓝藻爆发成为一个世界性的问题,工业的快速发展加剧了富营养化现象[1,2]。蓝藻爆发不仅
破坏了水生生态,更为严重的是一些种类蓝藻所产生的微囊藻毒素(microcystins,MCs),MCs是由7个氨基酸
组成的环状多肽化合物,具有60多种变体,存在最普通、含量较多、毒性较大的以 MC-LR、MC-RR和 MC-
YR为主[3],是目前发现与乙肝、黄曲霉毒素并列的强致肝癌的三大因子之一。它的产生对动物、甚至人类健康
带来严重危害[4]。1878年,Francis首次报道动物由于饮用含蓝藻的水而死亡的事件以来,MCs导致人类和动物
中毒的事件屡有发生。1996年,巴西Caruaru地区某血液透析中心因使用含藻类毒素污染的水作为透析用水,
导致126名患者出现急性神经毒性和亚急性肝脏毒性症状,其中至少43人死亡[5]。Hamvas等[6]的研究表明
MC-LR能够影响芥菜(犛犻狀犪狆犻狊犪犾犫犪)幼苗侧根的形态发育。MCs明显抑制独行菜(犔犲狆犻犱犻狌犿狊犪狋犻狏狌犿)根的生
长[7]。另外,MCs也影响植物地上部的生长。例如,MC-LR能够使植物叶片失绿并抑制植物地上部的生长,这
可能与 MC-LR影响花青素的合成、光合氧的产生以及光合作用有关[8,9]。淹水植物和自然界中存在的水生植
物都能够从外界吸收 MC-LR,并累积在茎部[10]。苦草(犞犪犾犾犻狊狀犲狉犻犪狀犪狋犪狀狊)幼苗根部能够吸收 MCs,并将部分
MCs转移到地上部;MCs在苦草体内的积累量随处理浓度的增加和处理时间的延长而增加。由此可见,MCs不
但影响植物的生长,而且能够在植物体内积累,积累的 MCs可能对植物造成更为严重的胁迫。而藻毒素通常存
在于藻细胞中,只有其死亡之后才会释放到周围环境中。当施用含有蓝藻的水体进行浇灌时,可能会有大量的藻
毒素释放到土壤中[9]。
白三叶(犜狉犻狅犳犾犻狌犿狉犲狆犲狀狊)为豆科三叶草属多年生牧草,主根短,侧根发达,有根瘤固氮,可大量固定空气中
的氮素,耐践踏[11],是优质豆科牧草,茎叶细软,叶量丰富,粗蛋白含量高,粗纤维含量低,既可放养牲畜,又可饲
喂草食性鱼类[12,13],同时是目前世界上许多国家人工草地中重要的豆科牧草[14]。但有关藻毒素对白三叶生长的
影响及在其体内积累的研究尚未见报道。为使白三叶能更好地服务于人类,本研究以白三叶草为研究对象,以
180-185
2009年12月
   草 业 学 报   
   ACTAPRATACULTURAESINICA   
第18卷 第6期
Vol.18,No.6
 收稿日期:20090430;改回日期:20090531
基金项目:973预研项目(2008CB117001)资助。
作者简介:薛延丰(1978),男,河南孟州人,博士。Email:xueyanfeng@jaas.ac.cn
通讯作者。
RR为标准对白三叶在不同浓度藻毒素处理下对其种子萌发和幼苗生长及生理代谢进行了初步探索,同时并用
液相色谱/质谱联用法(LC/MS法)测定 MC-RR在白三叶幼苗体内的积累浓度,以期为含有 MCs的水体安全
使用进行评估。
1 材料与方法
1.1 材料和处理
试验材料为白三叶;藻毒素标准样 MC-RR购自Sigma公司;干藻粉购自中国科学研究院武汉水生生物研
究所,-20℃冷藏备用。该试验在江苏省农业科学院培苗室进行,时间为2008年8-12月。
1.1.1 藻毒素提取和测定 藻毒素粗提液按下列步骤提取:称取0.2g干藻粉加入到80%甲醇中(×16管),超
声1h破碎藻细胞,离心去沉淀(12000r/min,12min,4℃),旋转蒸发去除甲醇,调节pH=2~4并离心(12000
r/min,12min,4℃)去除杂质蛋白,过0.2μm滤膜,调节pH=7.0,121℃灭菌15min,用蒸馏水定容藻毒素至80
mL。将藻毒素粗提液过SepPakC18柱。操作步骤如下:5mL甲醇润洗、5mL单蒸水润洗、上样、2mL单蒸水
洗脱、2mL20%甲醇洗脱,最后用2mL70%甲醇洗脱收集 MCs。用LC/MS法测定 MC-RR含量。液质联用
仪型号:液相HP1200,质谱6410,TripleQuad。LC/MS液质条件参考Cong等[15]的方法。经测定用干藻粉提取
的藻毒素粗提液换算成 MC-RR,其浓度为10mg/L。
提取白三叶幼苗体内藻毒素方法如下:称取0.5~1.0g左右整株幼苗,并用蒸馏水洗涤几次以除去表面的
MCs,然后用滤纸吸干表面水分,用2mL80% 甲醇研磨后超声破碎,下面步骤参考藻毒素粗提液提取方法进行。
1.1.2 发芽试验与处理 发芽试验方法参考GB29302001《牧草种子检验规程》[16]进行。白三叶种子用0.3%
的H2O2 消毒后,用蒸馏水洗净,然后挑选均一、形态正常的种子置于铺3层滤纸的培养皿(直径15cm)中,每皿
100粒,设置3个重复。MC-RR处理浓度分别为:0.05,0.10,0.50,1.00和5.00mg/L,以蒸馏水作为对照
(CK)。发芽后光照时间12h,温度(19±1)℃。第1天向各培养皿中加入15mL不同浓度的藻毒素和蒸馏水,
使滤纸完全浸湿,每日补充等量蒸发掉的溶液以保持滤纸湿润。处理7d后,将其收获,用于生理生化指标测定。
1.2 测定方法
1.2.1 发芽率、鲜重、干重、株高和根长测定 分别在第4和7天统计发芽种子数并计算发芽率和发芽势。计算
公式如下:发芽率(%)=(第7天发芽种子粒数/供试种子数)×100;发芽势(%)=(第4天发芽种子粒数/供试种
子总数)×100。试验结束后,每皿随机挑取6棵生长状况较一致的幼苗测量其株高、根长和鲜重,并将每株幼苗
75℃烘干至恒重,然后测其干重。
1.2.2 抗氧化酶活性测定 酶的提取参照Xue等[17]的方法,取幼苗根上部分0.5~1.0g,加入5mL预冷的
0.05mol/LpH=7.8磷酸缓冲液,在冰浴上研磨成浆,4℃下10000r/min离心20min,上清液即为酶液。超氧
化物歧化酶(superoxidedismutase,SOD)活性的测定采用氮蓝四唑(nitrobluetetrazolium,NBT)光化还原法测
定[18],以抑制NBT光化学还原的50%为1U。过氧化物酶(peroxidase,POD)活性采用愈创木酚法测定[19],过
氧化氢酶(catalase,CAT)活性采用过氧化氢法测定[10]。蛋白质含量采用考马斯亮蓝法[18]。
1.2.3 幼苗体内藻毒素提取和测定 称取0.5~1.0g左右整株幼苗,并用蒸馏水洗涤4次,以除去表面的MC,
然后用滤纸吸干表面水分,用2mL80%甲醇研磨后超声破碎,下面步骤参考1.1.1进行。生物富集系数
(bioconcentrationfactor,BCF)是描述化学物质在生物体内累积趋势的重要指标,以单位鲜重幼苗体内积累的
MC浓度与 MC处理浓度之比计算富集系数[20]。
1.3 统计分析
运用Excel和SPSS生物统计软件进行相关数据分析。
2 结果与分析
2.1 MC-RR对白三叶种子萌发和幼苗生长的影响
白三叶种子在不同浓度 MC-RR处理下表现不同(表1)。发芽率和发芽势随着 MC-RR处理浓度的增加
均表现出逐渐降低的趋势,当 MC-RR浓度小于1.0mg/L时,发芽率和发芽势虽然有所降低但与对照相比差
异不显著,当 MC-RR浓度为1.0和5.0mg/L时,发芽率和发芽势分别是对照的94.5%,91.0%和92.5%,
181第18卷第6期 草业学报2009年
表1 不同浓度 犕犆-犚犚对白三叶发芽率、株高、根长和生物量的影响
犜犪犫犾犲1 犈犳犳犲犮狋狊狅犳犱犻犳犳犲狉犲狀狋犮狅狀犮犲狀狋狉犪狋犻狅狀狊狅犳犕犆-犚犚狅狀犵犲狉犿犻狀犪狋犻狅狀狆犲狉犮犲狀狋犪犵犲,
狊犲犲犱犾犻狀犵犺犲犻犵犺狋,狉狅狅狋犾犲狀犵狋犺犪狀犱犫犻狅犿犪狊狊犻狀犜.狉犲狆犲狀狊
MC-RR浓度
ConcentrationofMC-RR
(mg/L)
发芽率
Germinationpercentage
(%)
发芽势
Germinatingviability
(%)
株高
Shootheight
(cm)
根长
Rootlength
(cm)
鲜重
Freshweight
(mg)
0 96.33±2.08a 88.67±1.53a 0.86±0.03a 2.06±0.20ab 6.53±0.66a
0.05 94.67±1.53ab 86.00±1.00ab 0.72±0.08bc 2.39±0.01a 6.27±0.31a
0.1 93.33±2.31ab 86.67±3.06a 0.78±0.15ab 2.48±0.26a 6.91±0.15a
0.5 93.00±2.65ab 84.33±3.06ab 0.70±0.04bc 1.98±0.07b 6.88±0.83a
1 91.00±2.00bc 82.00±1.73bc 0.62±0.02cd 1.33±0.20c 5.71±0.59ab
5 87.67±2.31c 78.67±3.51c 0.54±0.07d 0.51±0.15d 4.65±1.13b
 注:同列不同小写字母表示差异显著(犘<0.05),下同。
 Note:Thedifferentlettersinthesamecolumnmeanthesignificantdifferenceat犘<0.05,thesamebelow.
88.7%,与对照相比差异显著。株高与对照相比,随
图1 不同浓度 犕犆-犚犚对白三叶幼苗犛犗犇(犃)、
犘犗犇(犅)和犆犃犜(犆)活性的影响
犉犻犵.1 犈犳犳犲犮狋狊狅犳犕犆-犚犚狅狀狋犺犲犪犫犻犾犻狋狔狅犳犛犗犇(犃),
犘犗犇(犅)犪狀犱犆犃犜(犆)狅犳犜.狉犲狆犲狀狊狊犲犲犱犾犻狀犵狊
着 MC-RR处理浓度的增加而显著降低,当 MC-
RR浓度为1.0和5.0mg/L时,株高仅为对照的
72.4%和62.8%;根长和鲜重的变化趋势与株高不
同,在低浓度处理下根长和鲜重随着处理浓度的增加
而增加,当 MC-RR浓度为0.05和0.10mg/L时,
根长分别为对照的1.16和1.21倍,差异显著,虽然有
所增加但与对照相比差异不显著,在高浓度处理下,根
长和鲜重与对照相比显著降低,当 MC-RR浓度为
5.0mg/L 时,根长和鲜重仅为对照的 24.9% 和
71.3%。
2.2 MC-RR对白三叶幼苗体内抗氧化酶活性的影响
SOD、POD和CAT三种抗氧化酶活性随着 MC
-RR处理浓度的增加变化不同(图1)。SOD活性
(图1A)随着 MC-RR浓度的增加与对照相比呈先增
加后降低而后又增加的趋势,在低浓度(MC-RR浓
度为0.05mg/L)处理下,SOD活性与对照相比显著增
加,是对照的1.16倍,当 MC-RR浓度为0.10mg/L
时,SOD活性虽然有所增加但与对照相比差异不显
著,随着 MC-RR处理浓度的增加,SOD活性与对照
相比显著增加,当 MC-RR浓度为5.0mg/L时,
SOD活性是对照的1.40倍;POD活性(图1B)随着
MC-RR处理浓度的增加呈先增加而后降低的趋势,
当 MC-RR浓度为0.05mg/L时,POD活性虽然有
所增加但与对照相比差异不显著,随着处理浓度的增
加,POD活性显著增加,当 MC-RR浓度为1.0mg/L
时,POD活性是对照的5.37倍,当 MC-RR浓度为
281 ACTAPRATACULTURAESINICA(2009) Vol.18,No.6
5.0mg/L时,POD活性虽然有所降低但显著大于对照,是对照的3.77倍;CAT活性(图1C)随着 MC-RR处理
浓度增加的变化趋势不同于SOD和POD,在低浓度(MC-RR浓度为0.05mg/L)处理下,CAT活性与对照相
比显著增加,是对照的1.27倍,当MC-RR浓度为0.10mg/L时,CAT活性虽然有所增加但与对照相比差异不
显著,随着MC-RR处理浓度的增加,CAT活性变化呈先增加后降低的趋势,当MC-RR浓度为5.0mg/L时,
CAT活性是对照的84.6%,显著降低。
2.3 MC-RR在白三叶体内的积累
  单位鲜重白三叶 MC-RR含量随着 MC-RR处
理浓度的增加而增加(表2),当 MC-RR浓度为0.05
mg/L时,MC-RR含量为0.082mg/kg,随着处理浓
度的增加,单位鲜重白三叶 MC-RR含量与0.05
mg/L处理下的 MC-RR含量相比显著增加,分别是
0.05mg/L处理下 MC-RR含量的1.54,1.92,2.34
和7.12倍,当在最高浓度5.0mg/LMC-RR处理
下,白三叶体内 MC-RR含量为0.582mg/kg。而生
物富集系数的变化趋势则与单位鲜重白三叶 MC-
RR含量相反,生物富集系数随着 MC-RR处理浓度
的增加而降低,当 MC-RR浓度为0.05mg/L时,其
生物富集系数为1.63,随着处理浓度的增加,生物富
集系数与0.05mg/L处理下的生物富集系数相比显著
表2 犕犆-犚犚在白三叶幼苗体内的含量及生物富集系数
犜犪犫犾犲2 犆狅狀狋犲狀狋犪狀犱犫犻狅犮狅狀犮犲狀狋狉犪狋犻狅狀犳犪犮狋狅狉
狅犳犕犆-犚犚犻狀犜.狉犲狆犲狀狊狊犲犲犱犾犻狀犵狊
MC-RR浓度
Concentrationof
MC-RR(mg/L)
MC-RR含量
ContentofMC-RR
(mg/kgFW)
生物富集系数
Bioconcentration
factor(BFC)
0 0 0
0.05 0.082±0.025e 1.63±0.51a
0.10 0.126±0.017d 1.26±0.17b
0.50 0.157±0.023c 0.31±0.05c
1.0 0.196±0.056b 0.20±0.06d
5.0 0.582±0.145a 0.12±0.03e
降低,分别是0.05mg/L处理下MC-RR含量的77.2%,19.3%,12.0%和7.1%,当在最高浓度5.0mg/LMC
-RR处理下,白三叶的富集系数为0.12。这说明富集系数与单位鲜重的含量并不成正相关,不随着处理浓度的
增加而增加。
3 讨论
种子萌发是植物生命开始的重要事件,也是植物最早接受环境胁迫的阶段。本试验结果表明,发芽率和发芽
势随着 MC-RR处理浓度的增加均表现出逐渐降低的趋势(表1),在高浓度处理条件下,与对照相比均显著降
低。种子萌发后,幼苗处在含藻毒素的培养液中,株高、根长和鲜重受到不同程度的影响,Pflugmacher[8]研究表
明 MC抑制植物生长和光合氧的产生,使叶片失绿。Gehringer等[7]研究发现,用1μg/mL的 MC处理独行菜明
显抑制根的生长,用10μg/mL的 MC处理时,整个植株的生长受到抑制。本试验发现,株高随着 MC-RR处理
浓度的增加而显著降低;根长和鲜重在低浓度处理下随着处理浓度的增加而增加,在高浓度处理下,与对照相比
显著降低。
在正常情况下,植物体内SOD、POD和CAT等清除活性氧的酶类活性较强,可及时清除植物受环境胁迫时
产生的过量活性氧,从而使活性氧的产生和清除保持一种动态平衡[21,22]。当植物遭受环境胁迫时,可通过 Me
hler反应产生大量活性氧。活性氧可使酶失活,膜脂被氧化,核酸缺失,甚至引起突变。SOD的功能是将超氧阴
离子自由基O2·-歧化为H2O2,POD和CAT能够进一步把 H2O2 降解成无毒的 H2O和O2[23,24]。同时发现当
植物体遭受 MC-RR胁迫时,其细胞内活性氧含量的改变而引起抗氧化酶活性的改变[25]。本研究结果显示,3
种抗氧化酶活性随着处理 MC-RR浓度的改变而改变。白三叶幼苗体内SOD和CAT活性在低浓度 MC-RR
处理下活性增加,随着处理浓度的增加SOD活性呈先降低而后增加,CAT活性先降低后增加而后降低,POD活
性随着处理浓度的增加呈先增加后降低的趋势。这与Chen等[26]的报道相似。这些发现一方面说明了藻毒素除
了毒素成分之外,还可以引起氧化胁迫,同时也阐明了氧化胁迫所造成的有害影响。
藻毒素在富营养化水体中的成分较为复杂,已发现的异构体多达60多种,其中存在较多、毒性较大的是
-LR、-RR和-YR[3]。Pflugmacher等[27]和Yin等[10]研究发现,当外部藻毒素浓度为0.5μg/mL时,淹水植
物和自然界中存在的水生植物能够从外界吸收 MC,累积在茎部,且积累量随处理浓度的增加和处理时间的延长
381第18卷第6期 草业学报2009年
而增加。本研究以 MC-RR为标准对白三叶进行了研究,结果显示,MC-RR可被白三叶幼苗吸收和积累,且
随着 MC处理浓度增加,单位鲜重白三叶体内 MC-RR含量显著增加,但是BCF随着处理浓度的增加而显著降
低。这说明了白三叶由于能够吸收 MC-RR,从而导致了生长受到抑制[21]。同时说明了藻毒素对植物的毒害作
用可能与其在植物体内的积累有关,如果藻毒素被可食性植物吸收对动物和人类的健康存在着潜在的威胁。
参考文献:
[1] CrushJR,BriggsLR,SprosenJM,犲狋犪犾.Effectofirrigationwithlakewatercontainingmicrocystinsonmicrocystincontent
andgrowthofryegrass,clover,rape,andlettuce[J].EnvironmentalToxicology,2008,23(2):246252.
[2] LeoJC,GeracitanoLA,MonserratJM,犲狋犪犾.Microcystininducedoxidativestressin犔犪犲狅狀犲狉犲犻狊犪犮狌狋犪(Polychaeta,Nerei
didae)[J].MarineEnvironmentalResearch,2008,66:9294.
[3] 尹黎燕,黄家权,沈强,等.烟草悬浮细胞抗氧化系统对微囊藻毒素的响应[J].中国环境科学,2005,25(5):576580.
[4] McElhineyJ,LawtonAL,LeifertC.Investigationsintotheinhibitoryeffectsofmicrocystinsonplantgrowth,andthetoxici
tyofplanttissuesfolowingexposure[J].Toxicon,2001,39:14111420.
[5] PouriaS,DeAndradeA,BarbosaJ,犲狋犪犾.FatalmicrocystinintoxicationinhaemodialysisunitinCaruaru[J].BrazilianLan
cet,1998,352(2):111117.
[6] HamvasM M,MatheC,MolnarE,犲狋犪犾.MicrocystinLRaltersthegrowth,anthanocyanincontentandsinglestranded
DNaseenzymeactivitiesin犛犻狀犪狆犻狊犪犾犫犪L.seedlings[J].AquaticToxicology,2002,61:19.
[7] GehringerM M,KewadaV,CoatesN,犲狋犪犾.Theuseof犔犲狆犻犱犻狌犿狊犪狋犻狏狌犿inaplantbioassaysystemforthedetectionofmi
crocystinLR[J].Toxicon,2003,41:871876.
[8] PflugmacherS.Possiblealelopathiceffectsofcyanotoxins,withreferencetomicrocystinLR,inaquaticecosystems[J].Envi
ronmentalToxicology,2002,17:407413.
[9] LiuBB,GongYN,XiaoBD,犲狋犪犾.AlaboratorystudyonriskassessmentofmicrocystinRRincropland[J].JournalofEn
vironmentalManagement,2008,86:566574.
[10] YinL,HuangJ,LiD,犲狋犪犾.MicrocystinRRuptakeanditseffectsonthegrowthofsubmergedmacrophyte犞犪犾犾犻狊狀犲狉犻犪狀犪
狋犪狀狊(lour)hara[J].EnvironmentalToxicology,2005,20(3):308313.
[11] 向佐湘,肖润林,王久荣,等.间种白三叶草对亚热带茶园土壤生态系统的影响[J].草业学报,2008,17(1):2935.
[12] 贾麟.白三叶在庆阳市苹果园生态系统中的重要作用[J].草业科学,2005,22(10):8284.
[13] 张芬琴,张华.CdCl2、SNP、CdCl2+SNP对白三叶草种子萌发生理生化的影响[J].草业科学,2006,23(6):3237.
[14] 何忠俊,华珞.氮锌配施对白三叶草根瘤发育、养分状况和超微结构的影响[J].草业学报,2008,17(4):5056.
[15] CongLM,HuangBF,ChenQ,犲狋犪犾.Determinationoftraceamountofmicrocystinsinwatersamplesusingliquidchroma
tographycoupledwithtriplequadrupolemassspectrometry[J].AnalyticaChimicaActa,2006,569:157168.
[16] 王彦荣.牧草种子检验规程[S].国家质量技术监督局,2001.
[17] XueYF,LiuL,LiuZP,犲狋犪犾.ProtectiveroleofCaagainstNaCltoxicityinJerusalemartichokebyupregulationofantioxi
dantenzymes[J].Pedosphere,2008,18(6):766774.
[18] 李合生.植物生理生化实验原理和技术(第一版)[M].北京:高等教育出版社,2000.164165,167169,182184.
[19] 张志良.植物生理学实验指导(第三版)[M].北京:高等教育出版社,2003.121124,274277.
[20] PeuthertA,ChakrabartiS,PflugmacherS.Uptakeofmicrocystins-LRand-LF(cyanobacterialtoxins)inseedlingsof
severalimportantagriculturalplantspeciesandthecorrelationwithcelulardamage(lipidperoxidation)[J].Environmental
Toxicology,2007,22(4):436442.
[21] 薛建国,韩建国,柳小妮,等.NaCl胁迫下苞片对华北驼绒藜种子萌发的影响[J].草业学报,2008,17(6):6065.
[22] 薛延丰,刘兆普.外源钙离子缓解海水胁迫下菊芋光合能力下降的研究[J].草业学报,2007,16(6):7480.
[23] GiannopotitisCN,RiesSK.Superoxidedismutases[J].PlantPhysiology,1977,59:309314.
[24] CakmakI,MarschnerH.Magnesiumdeficiencyandhighlightintensityenhanceactivitiesofsuperoxidedismutase,ascorbate
peroxidase,andglutathionereductaseinbeanleaves[J].PlantPhysiology,1992,98:12221227.
[25] YinL,HuangJ,LiD,犲狋犪犾.Microcystin-RR-inducedaccumulationofreactiveoxygenspeciesandalterationofantioxidant
481 ACTAPRATACULTURAESINICA(2009) Vol.18,No.6
systemsintobaccoBY2cels[J].Toxicon,2005,42:507512.
[26] ChenJS,DaiJ,GanN,犲狋犪犾.Effectsofmicrocystinsonthegrowthandtheactivityofsuperoxidedismutaseandperoxidase
ofrape(犅狉犪狊狊犻犮犪狀犪狆狌狊L.)andrice(犗狉狔狕犪狊犪狋犻狏犪L.)[J].Toxicon,2004,43:393400.
[27] PflugmacherS,WiegandC,BeattieKA,犲狋犪犾.Uptake,effects,andmetabolismofcyanobacterialtoxinsintheemergent
reedplant犘犺狉犪犵犿犻狋犲狊犪狌狊狋狉犪犾犻狊(Cav.)Trin.exSteud[J].EnvironmentalToxicologyandChemistry,2001,20:846852.
犈犳犳犲犮狋狊狅犳犕犆-犚犚狅狀狋犺犲狊犲犲犱犵犲狉犿犻狀犪狋犻狅狀犪狀犱犮犺犪狉犪犮狋犲狉犻狊狋犻犮狊狅犳狆犺狔狊犻狅犾狅犵狔
犪狀犱犫犻狅犮犺犲犿犻狊狋狉狔犻狀犜狉犻犳狅犾犻狌犿狉犲狆犲狀狊狊犲犲犱犾犻狀犵狊
XUEYanfeng1,LIHuiming1,2,YINeng1,3,LIYouqin1,SHIZhiqi1
(1.InstituteofFoodQualityandSafety,JiangsuAcademyofAgriculturalSciences,Nanjing210014,China;
2.ColegeofLifeScience,NanjingUniversity,Nanjing210093,China;3.ColegeofResources
andEnvironmentalScience,NanjingAgricultureUniversity,Nanjing210095,China)
犃犫狊狋狉犪犮狋:Theseedandseedlingsof犜狉犻犳狅犾犻狌犿狉犲狆犲狀狊weretreatedwithvariousconcentrationsofMC-RR.
TheeffectsofMC-RRontheseedgermination,thechangeofantioxidantenzymesandtheregulationofMC-
RRaccumulationin犜.狉犲狆犲狀狊werestudiedinthispaper.Theresultsshowedthatthegerminationpercentage
andthegerminatingviabilitydecreasedwiththeincreaseofMC-RRconcentration.Whenatthehighercon
centration,thegerminationpercentageandthegerminatingviabilitysignificantlydecreasedcomparedwiththe
control.ShootheightmarkedlyinhibitedwiththerisingofMC-RRconcentration.Rootlengthandfresh
weightsignificantlyincreasedunderthelowerconcentration,whereastheymarkedlyreducedatthehighercon
centration.Thechangesofantioxidantenzymesweredifferenteachother.SODactivityindicatedthetrendof
increase-decrease-increasecomparedwiththecontrol.PODactivityilustratedthatitincreasedfirstlyand
thendecreased.However,thetrendofCATactivitywasdifferentfromSODandPOD.TheMC-RRcontent
of犜.狉犲狆犲狀狊increasedwiththetreatingconcentrationcomparedwiththeconcentrationof0.05mg/L,whereas
bioconcentrationfactor(BCF)decreased.Altheresultssuggestedthattheseedandseedlingsof犜.狉犲狆犲狀狊
wouldbedamagedseriouslywiththeincreaseofMC-RRconcentration.
犓犲狔狑狅狉犱狊:MC-RR;犜狉犻犳狅犾犻狌犿狉犲狆犲狀狊;seed;antioxidantenzyme
581第18卷第6期 草业学报2009年