全 文 ：园 艺 学 报 2013，40（9）：1710–1718 http: // www. ahs. ac. cn
Acta Horticulturae Sinica E-mail: yuanyixuebao@126.com
收稿日期：2013–06–17；修回日期：2013–08–05
基金项目：国家‘863’课题（2012AA100202）；国家自然科学基金项目（31171964）；国家教育部高校博士点基金项目（20101302110001）；
河北省青年科学基金项目（C2010000738）
* 通信作者 Author for correspondence（E-mail：shensx@hebau.edu.cn；Tel：0312-7521286）
FISH 技术在芸薹属作物基因组研究中的应用进
展
轩淑欣 1，冯大领 2，李岩宾 1，赵玉靖 1，张成合 1，申书兴 1,*
（1 河北农业大学园艺学院，河北保定 071000；2河北农业大学生命科学学院，河北保定 071000）
摘 要：FISH 技术是进行基因和重复 DNA 序列在染色体上可视化作图的精确有效方法，已广泛应
用于特异核苷酸序列的物理作图、基因组或染色体的识别、DNA 序列的定量分析以及着丝粒、染色质空
间结构分析等方面。综述了 FISH 技术在芸薹属作物基因组研究中的重要进展，并讨论了其应用前景。
关键词：芸薹属作物；荧光原位杂交；细胞遗传学；染色体涂染；伸展 DNA 纤维
中图分类号：S 63 文献标志码：A 文章编号：0513-353X（2013）09-1710-09

Recent Advances in Brassica Genome Research by Fluorescence in situ
Hybridization（FISH）
XUAN Shu-xin1，FENG Da-ling2，LI Yan-bin1，ZHAO Yu-jing1，ZHANG Cheng-he1，and SHEN
Shu-xing1,*
（1College of Horticulture，Agricultural University of Hebei，Baoding，Heibei 071000，China；2College of Life Science，
Agricultural University of Hebei，Baoding，Heibei 071000，China）
Abstract：Fluorescence in situ hybridization（FISH）is an effective and accurate method to visualize
the localization of genes and repetitive DNA sequences on chromosomes. This technique has been widely
used for physical mapping of unique nucleotide sequences on specific chromosome regions，for identifying
the specific genomes and chromosomes，for mearuring the size of various DNA molecules，and for
revealing the spatial organization of the centromere and heterochromatin or euchromatin of different
chromosomes. The present review mainly described the recent advances in Brassica genome research by
fluorescence in situ hybridization and discussed its future applications in Brassica crops.
Key words：Brassica crops；flourescence in situ hybridization（FISH）；cytogenetics；genome；
chromosome painting（CCP）；extend DNA fibers（EDFs）

芸薹属（Brassica）包括白菜（B. rapa，2n = 2x = 20，AA）、甘蓝（B. oleracea，2n = 2x = 18，
CC）、黑芥（B. nigra，2n = 2x = 16，BB）3 个二倍体种和甘蓝型油菜（B. napus，2n = 4x = 38，AACC）、
芥菜（B. juncea，2n = 4x = 36，AABB）、埃塞俄比亚芥（B. carinata，2n = 4x = 34，BBCC）3 个复
合二倍体种，其中许多是重要的蔬菜、油料和饲料作物，或为某些调味品及抗癌化合物的重要来源

9 期 轩淑欣等：FISH 技术在芸薹属作物基因组研究上的应用进展 1711

（Labana & Gupta，1993；Fahey & Talalay，1995；Razis & Noor，2013）。关于芸薹属作物的细胞遗
传学研究开始于 20 世纪初（Takamine，1916；Karpechenko，1922），至今已有近 100 年的历史，然
而该领域在新技术以及基因组资源（如 BAC 文库、遗传图谱、测序数据等）出现之前曾一度停滞
不前。荧光原位杂交技术（fluorescence in situ hybridization，FISH）的建立和发展促使芸薹属植物
细胞遗传学研究进入一个新阶段。
荧光原位杂交技术是在染色体或细胞核上可视化定位核苷酸序列的一种非常有效的方法。其原
理是将标记的核苷酸序列作为信号分子与载玻片上互补的 DNA 或 RNA 序列直接杂交和检测。由于
FISH 技术程序简单，灵敏度高，对比明显，可同时检测多个探针，具有立体分析的多功能性，其迅
速成为原位杂交的主流技术，已被广泛应用在许多植物的重要性状和基因组研究中（de Jong，2003；
Jiang & Gill，2006；Lysak et al.，2007；Xiong et al.，2010；Iovene et al.，2011；Figueroa & Bass，
2012；Szinay et al.，2012）。FISH 作为一项可视化方法，其发展在分子细胞遗传学研究中具有重要
的里程碑意义。本文综述并讨论了该方法在芸薹属作物研究上的应用和前景。
1 芸薹属作物核糖体 RNA 基因的荧光原位杂交检测
核糖体 RNA 基因（rDNA）在基因组中具有高拷贝数和串联重复的特性，是迄今在植物中应用
最广泛的 FISH 标记探针。rDNA-FISH 技术使得芸薹属作物等具有小染色体物种的分子细胞遗传学
研究有了显著进展。
1993 年，Maluszynska 和 Heslop-Harrison（1993）第一次将 45S rDNA 作为 FISH 标记成功应用
到芸薹属植物染色体，分析了 45S rDNA 在芸薹属 6 个种基因组中的位点数和分布。随后，许多研
究者使用 FISH 技术进行了 45S rDNA 和 5S rDNA 的染色体定位，如甘蓝 9 对染色体中的 3 对、白
菜 10 对染色体中的 6 对、黑芥 8 对染色体中的 4 对、甘蓝型油菜 19 对染色体中的 9 对、芥菜 18
对染色体中的 10 对，被精确识别（Fukui et al.，1998；Hasterok et al.，2001，2006；Kulak et al.，2002；
Snowdon et al.，2002；Ziolkowski & Sadowski，2002；Koo et al.，2004；Ali et al.，2005；轩淑欣 等，
2007），并建立了携带 rDNA 位点的染色体核型模式图（Hasterok et al.，2001），显示出了比传统显
带技术高得多的分辨能力（Hasterok et al.，2006）。
通过 FISH 技术对 rDNA 在芸薹属物种进行染色体作图，不仅对芸薹属物种染色体结构有了更
深入的认识，而且也认识到 rDNA 位点在不同物种中的数量具有可变性（Hasterok et al.，2006），初
步推测其可能是因为物种在进化过程中染色体或核糖体 RNA 基因交换或易位所致。随着流式细胞
仪在整套染色体悬浮液中进行染色体分拣的应用，rDNA 和着丝粒 DNA 也被用作 FISH 探针标记大
麦和黑麦染色体悬浮液中的特异染色体（Ma et al.，2005），这表明 rDNA-FISH 方法在染色体的筛
选和分拣上有很大的应用前景。
2 通过重复序列 FISH 揭示芸薹属基因组结构特异性
串联（卫星）重复序列和转座子构成了植物基因组 DNA 的大部分，对维持染色体结构十分重
要。在芸薹属基因组中，串联重复主要分布于染色体的异染色质区，包括着丝点、近着丝点以及端
粒区，而转座子片段也主要集中在这些区域，少量分布在大块常染色质的染色体臂。FISH 技术是鉴
定芸薹属各类重复序列在基因组广泛分布模式的有用工具。
植物着丝点包含多种反转录转座子和 100 ~ 200 bp 短基元卫星重复。着丝点卫星序列在基因组
中进化快速。除核糖体 RNA 基因外，CentBr1 和 CentBr2 是两个在白菜上较早被鉴定的串联重复，
1712 园 艺 学 报 40 卷
包含着 176 bp 的卫星重复基元（Lim et al.，2005，2007），FISH 分析表明二者分别位于白菜的 8 对
和 2 对染色体的近着丝点处（Lim et al.，2005）。CentBr1 和 CentBr2 在甘蓝上也被发现，前者位于
所有的染色体，后者至少位于 5 对染色体，但在黑芥的基因组中均未被检测到；在埃塞俄比亚芥、
芥菜和甘蓝型油菜 3 个复合二倍体中也仅在其供体 A 和 C 基因组的染色体上被检测到（Lim et al.，
2007）。在黑芥上，Schelfhout 等（2004）发现 1 个 329 bp 的串联重复特异定位在 B 基因组染色体
着丝粒区，并进一步证实该串联重复在芥菜上也只位于 16 条 B 染色体。着丝点卫星序列的基因组
特异性进一步揭示了 A 和 C 基因组相对于 B 基因组有更近的亲缘关系。
FISH 研究也揭示了不同种类的反转录转座子对染色体组织有重要作用。Ty1-copia-type 和
Ty3-gypsy-type 是广泛存在于植物基因组中的反转录转座子元件，其存在有助于产生物种基因组大小
的极大变异。芸薹属着丝粒反转录转座子（centromere retrotransposon of Brassica，CRBs）是该属 6
个种所有染色体着丝粒的主要组成之一。Alix 等（2005）分析了 2 个 Ty1-copia-type 和 1 个
Ty3-gypsy-type 反转录转座子在甘蓝基因组中的分布，其中 1 个 Ty1-copia 探针沿着染色体全长有一
些间质性聚集杂交，而另一个 Ty1-copia 片段和 Ty3-gypsy 探针及 1 个 Athila-like gypsy 片段沿着整
个染色体杂交，并在近着丝点区域产生强烈的杂交信号。白菜近着丝粒反转录转座子（peri-centromere
retrotransposon of Brassica rapa，PCRBr）的 Ty3-gypsy-type 片段定位在白菜 3 对染色体上，是 A 基
因组特异的，在 B 和 C 基因组中缺失；但在 3 个异源四倍体中，PCRBr 探针被杂交到 B 和 C 基因
组染色体上（Lim et al.，2007）。Bot1 是在甘蓝基因组内特异扩增的转座子，在白菜基因组中没有
扩增；在甘蓝型油菜基因组中，Bot1 作为 FISH 探针标记了 C 基因组的 18 条染色体，但与白菜来源
的染色体亦有较弱的杂交信号（Alix et al.，2008）。目前甘蓝 1 个包含 Bot1 的 BAC 克隆被标记为
FISH 探针广泛应用于 A、C 基因组的区分研究中（Leflon et al.，2006；Nicolas et al.，2009；Szadkowski
et al.，2011）。
相对于近着丝粒区域，芸薹属作物染色体末端端粒部分的研究较少。除了拟南芥类型的端粒序
列，只有 dos Santos 等（2007）从甘蓝基因组中分离了 1 个端粒类似重复（克隆 pBo1.6），FISH 结
果表明该重复定位在甘蓝所有染色体端粒和/或亚端粒的间隙区域，是 C 基因组特异的，在白菜染色
体上没有检测到杂交信号；但在甘蓝型油菜中克隆 pBo1.6 标记了 C 基因组的所有染色体和 A 基因
组的 6 条染色体。
3 利用 GISH 分析芸薹属杂交种和多倍体的基因组组成
基因组特异的重复片段被广泛用于植物细胞遗传和系统发育分析。基因组原位杂交（genome in
situ hybridization，GISH），是 FISH 的一种衍生技术，在植物细胞学和细胞遗传学研究中也是一个
通用的工具。在 GISH 试验中，一个亲本/物种的基因组 DNA（genome DNA，gDNA）被标记做探
针，另一个亲本/物种的过量 gDNA 或丰富的重复 DNA 片段（Cot-1 DNA）做封阻，然后与靶染色
体进行原位杂交；或是两个亲本 gDNA 同时被分别标记，然后杂交，不进行额外的封阻。GISH 能
够直观显示和比较不同材料的染色体或基因组差异，能够分析异源（部分异源）多倍体、种间杂交
种、单倍体、渐渗系以及重组染色体的特征。
芸薹属 3 个重要的物种埃塞俄比亚芥、芥菜和甘蓝型油菜均为异源四倍体，GISH 已被较多地
用于区分这 3 个种和它们衍生物的亲本基因组或单个染色体。3 个亲本基因组 A、B、C 在埃塞俄比
亚芥和芥菜基因组中被鉴定（Snowdon et al.，1997；Hasterok et al.，2005；Maluszynska & Hasterok，
2005；Hong & Li，2007；杨续蕊 等，2013），由于甘蓝（CC）和白菜（AA）较近的亲缘关系，甘
蓝型油菜的供体基因组先前并未被清楚地区分。近来，Howell 等（2008）、Howell 和 Armstrong（2013）
9 期 轩淑欣等：FISH 技术在芸薹属作物基因组研究上的应用进展 1713

使用标记的甘蓝 gDNA 做探针和未标记的过量白菜 gDNA 进行封阻，对甘蓝型油菜的 C 基因组进行
了精确鉴定。许多研究者曾揭示了白菜 gDNA 探针标签具有空间局限性，在白菜和甘蓝染色均只标
记近着丝点区域；与此相反，甘蓝 gDNA 标记则较均匀地分布在 C 基因组染色体（郄丽娟 等，2007；
顾爱侠 等，2008；Howell et al.，2008）。两个基因组探针不同的标记效率表明甘蓝染色体比白菜染
色体包含有较多的、均等分布的基因组特异重复序列。根据甘蓝 gDNA 探针标记的特点，Howell
等（2008）利用甘蓝特异的 BAC 克隆探针进行 FISH，然后顺次进行甘蓝 gDNA 的原位杂交，检测
出了甘蓝型油菜 A7 和 C6 染色体间的 1 个相互易位。
除了芸薹属种内的研究，GISH 也被广泛用于鉴定芸薹属物种与其他十字花科物种的种间杂种
和异附加系，如海甘蓝、白芥、萝卜、诸葛菜等（Wang et al.，2006；Wei et al.，2006；Akaba et al.，
2009；Lim et al.，2012）。但由于包括芸薹属在内的十字花科物种均具有较小的基因组和相对低含量
的基因组特异重复片段（Lysak et al.，2009），GISH 在芸薹属作物细胞遗传学中的应用非常有限。
4 BAC-FISH 在芸薹属作物图谱整合和基因定位中的应用
由于受 FISH 分辨率和灵敏度的限制，单/低拷贝的功能基因序列做探针直接原位杂交进行定位
是很困难甚至是不可行的。随着植物基因组学研究的不断发展，尤其是大片段基因组文库（如 BAC
文库）的构建，根据目的基因或片段已知序列设计特异引物，用以筛选 BAC 文库获得阳性 BAC 克
隆，将小的目的片段转换成 BAC 克隆，以此做探针，极大地提高了 FISH 信号的检出率。目前
BAC-FISH 技术被广泛应用于动植物基因组学研究中，为现代遗传学研究提供了新的方法。
在芸薹属中，甘蓝、白菜和甘蓝型油菜这 3 个物种的 BAC 文库被构建和利用，这些物种染色
体结构的特异性（重复序列主要分布在异染色质区）促进了 BAC-FISH 技术的建立。2 个二倍体物
种的 BAC 克隆已被用于细胞遗传学标记，促进了甘蓝和白菜染色体的鉴定。Howell 等（2002）首
先使用 BAC-FISH 技术，以代表甘蓝 9 条染色体 19 个位点的 22 个探针整合了 C 基因组遗传连锁图
谱和细胞遗传图谱；并使用甘蓝染色体特异的 BAC 克隆进行 FISH，然后顺次进行 GISH 试验，鉴
定了 A7 和 C6 染色体间的相互易位（Howell et al.，2008）。
在白菜基因组计划中，利用 FISH 作图技术，一些特异的 BACs 已定位在相应的染色体上（Yang
et al.，2005，2006b；Lim et al.，2006；Park et al.，2009）。Kim 等（2009）建立了锚定于国际白菜
遗传参考图谱上 SSR 标记的 BACs-FISH 核型。Xiong 等（2010）在白菜上首次使用多色 FISH cocktail
技术，利用 16 个 BAC 克隆的混合探针（cocktail probes）整合了白菜 A7 染色体的遗传图谱、物理
图谱和细胞遗传图谱，并将白菜的 16 个 BAC 探针应用于甘蓝和甘蓝型油菜。Xiong 和 Pires（2011）
利用来自白菜的 BAC 探针构建了白菜和甘蓝的分子细胞遗传核型，鉴别了甘蓝型油菜 A 和 C 基因
组的具体染色体和基因组间染色体的部分同源性。Heneen 等（2012）利用 rDNA、着丝粒重复、白
菜 BAC 克隆、甘蓝染色体特异 BAC 克隆等系列探针，鉴定了白菜—芥蓝单体异附加系的 C 基因组
染色体，并揭示了 C 基因组染色体和连锁群的对应关系以及与 A 基因组染色体的部分同源性。
此外，利用 BAC-FISH 技术也可以进行染色体常染色质和异染色质边界的识别，估测常、异染
色质基因组的大小。Mun 等（2009）通过对 100 多个 BAC 克隆的 FISH 定位分析，揭示了所有富含
基因的 BAC 克隆均位于基因组的常染色质区域，其基因组的大小约为 400 ~ 500 kb · μm-1。
5 利用比较染色体涂染（CCP）揭示芸薹属物种的进化
BAC-FISH 通常是指单个或几个 BAC 克隆的原位杂交，而染色体涂染（chromosome painting，
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CP）常被应用于大染色体区段的可视化作图，如使用重叠的连续序列或非重叠的 BACs 或 BAC
contigs 组成 pools 探针在染色体臂或整个染色体进行 FISH。比较染色体涂染（comparative
chromosome painting，CCP）可以进行相关物种的基因组比较，鉴定组间染色体的部分同源性、染
色体重排以及基因含量和基因排序上的相似性（Ziolkowski et al.，2006；Lysak et al.，2010）。
在芸薹属细胞遗传研究中，拟南芥的 BACs 和 BAC contigs 被广泛用于芸薹属物种染色体 FISH，
通过大范围的 CCP 揭示了拟南芥与芸薹属基因组部分同源的染色体区域，促进了芸薹属物种 BACs
的染色体登陆（chromosome landing）和细胞遗传图谱的构建，并从结果分析中获得大量关于核型和
整个基因组进化历程有价值的信息。如，Jackson 等（2000）将拟南芥 2 号染色体上 1 个包含 6 个
BACs 长 431 kb 的 contig 定位在白菜 DNA 纤维（DNA fibers）和 4 ~ 6 条中期染色体上。Ziokowski
和 Sadowski（2002）、Howell 等（2005）在甘蓝上也观察到拟南芥 BAC 克隆与多条染色体有杂交信
号。Lysak 等（2005）发现芸薹属大部分物种拥有 3 个或 6 个拟南芥 contig 部分的同源拷贝。以上
研究表明芸薹属物种在与拟南芥分化后的进化过程中整个基因组发生了三倍化。与进化分析相一致，
拟南芥 BACs 跨物种 FISH 揭示的染色体部分同源，也支持整个十字花科起源于一个共同的六倍体
祖先的观点（Lysak et al.，2005，2007；Ziolkowski et al.，2006）。
6 使用 DNA combing 和 EDFs-FISH 进行定量分析和高分辨率作图
在植物中，FISH 的分辨率在细胞分裂中期染色体仅为 5 ~ 10 Mb，在粗线期染色体为 1.2 Mb，
在间期核为 100 kb（de Jong et al.，1999）。分辨率的大小与染色质浓缩程度、基因组大小、细胞
分裂时期、细胞类型、异染色质化程度有关。两个紧密相连的靶位点序列将在染色体或细胞核中
显示重叠的 FISH 信号。利用高分辨率的 FISH 直观地进行基因作图在基因研究中是一种重要的技
术。
DNA combing 在植物中是一个用于高分辨率测量的有用技术。使用一个已知长度的 BAC 克隆
和一个标准的长度可以将数字化测量的距离转化为 DNA 千碱基对的长度。使用这种方法，在环形
BAC 分子上可以直接测量小到 2 kb 长度的植物 DNA 片段。在芸薹属物种中，自交不亲和性受 1 个
具有多重等位基因的 S 位点调控，该 S 位点长几百 kb，包含几种基因，如 SLG 和 SRK。1 个包含
SLG 和 SRK 基因的 76 kb 的 PAC 克隆片段被用来直接观察 S 位点的基因序列。Suzuki 等（1999）
使用 DNA combing 和 FISH 证明 SLG 和 SRK 荧光信号在克隆上的位置与限制性酶切图谱的位置一
至。
伸展的 DNA 纤维 FISH（FISH on extend DNA fibers，EDFs-FISH）提供了一个比其他 FISH 具
有更高空间分辨能力的方法。该技术几乎是在裸露的 DNA 双链上进行的，分辨率大大提高，可以
达到 2 ~ 3.29 kb，检测的灵敏度提高到可以检测小于 1 kb 的探针。因此可以用来进行定量分析，精
确估计重复序列的拷贝数和靶核苷酸序列的物理长度（Fransz et al.，1996；Jiang & Gill，2006）。
如，利用 EDFs-FISH 技术，王永等（2009）和 Li 等（2012）分别估测了 5S rDNA 在甘蓝基因组和
25S rDNA 在大白菜基因组中的物理长度和拷贝数。Yang 等（2006a）测量了 S 位点相关基因 SRK
和 SPII 相距约为 1 µm，获得了局部最高为 4 kb 的空间分辨率。
EDFs-FISH 技术还可以用于 DNA 序列在染色体上的组装排序。如 Park 等（2005）利用有丝分
裂和减数分裂染色体以及 DNA 纤维通过 FISH 组装了大白菜 BAC contigs，分析了大白菜对应于拟
南芥 4 号染色体 1 个富含基因的 222 kb 片段区域的保守性和微观共线性，揭示了大白菜基因组的三
倍化和染色体重排。
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7 结论
FISH 技术的灵敏度和分辨率自 20 年前被建立以来已经有了很大改善，是当前植物细胞学和生
物学研究的主要技术之一。FISH 技术为芸薹属遗传学和染色体的研究提供了一个强有力的工具，使
其进入了一个新阶段。随着国际芸薹属基因组测序计划的进展，累积的序列数据和功能基因数据分
析逐渐在包括芸薹属物种在内的十字花科植物起源进化以及亲缘关系研究中占据优势（Franzke et
al.，2011；Cheng et al.，2013）。然而，FISH 作为一项直观的可视化作图技术，将依然在芸薹属物
种染色体配对、部分同源重组研究以及依赖于染色体鉴定的育种技术方面有着重要的应用前景。
此外，FISH 灵敏度的改善也正在引领 FISH 技术进入新的阶段，利用 FISH 结合染色质免疫沉
淀和免疫染色检测 DNA–蛋白质互作（Wang et al.，2011；Amoah et al.，2012；Qiu et al.，2012），
利用 3D（three-dimensional）–FISH 技术揭示植物间期核的典型形态、结构和空间组织（Gué et al.，
2006），使用绿色或红色荧光蛋白的荧光技术（如 GFP 和 DsRed）研究植物活体细胞动力学（Ohmido
et al.，2008；Tirichine et al.，2009）。这些技术将对芸薹属植物的遗传学研究和表观遗传学研究提
供巨大帮助。

References
Akaba M，Kaneko Y，Ito Y，Nakata Y，Bang S W，Matsuzawa Y. 2009. Production and characterization of Brassica napus–Raphanus sativus
monosomic addition lines mediated by the synthetic amphidiploid“Raphanobrassica”. Breeding Science，59：109–118.
Ali H B，Lysak M A，Schubert I. 2005. Chromosomal localization of rDNA in the Brassicaceae. Genome，48：341–346.
Alix K，Joets J，Ryder C D，Moore J，Barker G C，Bailey J P，King G J，Heslop-Harrison J S. 2008. CACTA transposon Bot1 played a major role
in Brassica genome divergence and gene proliferation. Plant J，56：1030–1044.
Alix K，Ryder C，Moore J，King G J，Heslop-Harrison J S. 2005. The genomic organization of retrotransposons in Brassica oleracea. Plant Mol Biol，
59：839–851.
Amoah S，Kurup S，Lopez C M R L，Welham S J，Powers S J，Hopkins C J，Wilkinson M J，King G J. 2012. A hypomethylated population of
Brassica rapa for forward and reverse Epi-genetics. MC Plant Biology，12：193.
Cheng F，Mandáková T，Wu J，Xie Q，Lysak M A，Wang X W. 2013. Decipering the diploid ancestral genome of the mesohexaploid Brassica rapa.
The Plant Cell，25 (5)：1541–1554.
de Jong H. 2003. Visualizing DNA domains and sequences by microscopy：A fifty-year history of molecular cytogenetics. Genome，46：943–946.
de Jong H，Fransz P，Zabel P. 1999. High resolution FISH in plants-techniques and applications. Trends Plant Sci，4：258–263.
dos Santos K G B，Becker H C，Ecke W，Bellin U. 2007. Molecular chararacterisation and chromosomal localisation of a telomere-like repetitive
DNA sequence highly enriched in the C genome of Brassica. Cytogenet Genome Res，119：147–153.
Fahey J，Talalay P. 1995. The role of crucifers in cancer chemoprotection. In：Phytochemicals and Health（Eds.Gustine D L，Florens H E）. American
Society of Plant Physiologists，Rockvill, Md, USA，87–93.
Figueroa D，Bass H W. 2012. Development of pachytene FISH maps for six maize chromosomes and their integration with other maize maps for
insights into genome structure variation. Chromosome Res，20：363–380.
Fransz P，Alonso-Blanco C，Liharska T，Peeters A J M，Zabel P，de Jong H. 1996. High-resolution physical mapping in Arabidopsis thaliana and
tomato by fluorescence in situ hybridization to extended DNA fibers. Plant J，9：421–430.
Franzke A，Lysak M A，Al-Shehbaz I A，Koch M A，Mummenhoff K. 2011. Cabbage family affairs：The evolutionary history of Brassicaceae.
Trends Plant Sci，16：108–116.
Fukui K，Nakayama S，Ohmido N，Yoshiaki H，Yamabe M. 1998. Quantitive karyotyping of three diploid Brassica species by imaging methods and
localization of 45S rDNA loci on the identified chromosomes. Theor Appl Genet，96：325–330.
Gu Ai-xia，Zhao Yu-jing，Qie Li-juan，Xuan Shu-xin，Wang Yan-hua，Shen Shu-xing. 2008. Production and SSR identification and GISH analysis
of interspecific hybrids between diploid Chinese cabbage and tetraploid cabbage. Journal of Plant Genetic Resources，9 (2)：144–150. (in
1716 园 艺 学 报 40 卷
Chinese)
顾爱侠，赵玉靖，郄丽娟，轩淑欣，王彦华，申书兴. 2008. 二倍体大白菜与四倍体结球甘蓝杂种的获得及其 SSR 鉴定与 GISH 分析. 植
物遗传资源学报，9 (2)：144–150.
Gué M，Sun J S，Boudier T. 2006. Simultaneous localization of MLL，AF4 and ENL genes in interphase nuclei by 3D-FISH：MLL translocation
revisited. BMC Cancer，6：20.
Hasterok R，Jenkins G，Langdon T，Jones R N，Maluszynska J. 2001. Ribosomal DNA is an effective marker of Brassica chromosomes. Theor Appl
Genet，103：486–490.
Hasterok R，Ksiazczyk T，Wolny E，Maluszynska J. 2005. FISH and GISH analysis of Brassica genomes. Acta Biol Cracov Bot，47：185–192.
Hasterok R，Wolny E，Hosiawa M，Kowalczyk M，Kulak-Ksiazczyk S，Ksiazczyk T，Heneen W K，Maluszynska J. 2006. Comparative analysis
of rDNA distribution in chromosomes of various species of Brassicaceae. Annals of Botany，97：205–216.
Heneen W K，Geleta M，Brismar K，Xiong Z Y，Pires J C，Hasterok R，Stoute A I，Scott R J，KingG J，Kurup S. 2012. Seed colour loci，homoeology
and linkage groups of the C genome chromosomes revealed in Brassica rapa–B. oleracea monosomic alien addition lines. Annals of Botany，
109：1227–1242.
Hong X，Li Z Y. 2007. Intra- and intergenomic homology of B-genome chromosomes in trigenomic combinations of the cultivated Brassica species
revealed by GISH analysis. Chromosome Research，15：849–861.
Howell E C，Armstrong S. 2013. Using sequential fluorescence and genomic in situ hybridization（FISH and GISH）to distinguish the A and C
genomes in Brassica napus. Methods Mol Biol，990：25–34.
Howell E C，Armstrong S，Barker G C，Jones G H，King G J，Ryder C D，Kearsey M J. 2005. Physical organization of the major duplication on
Brassica oleracea chromosome O6 revealed through fluorescence in situ hybridization with Arabidopsis and Brassica BAC probes. Genome，
48：1093–1103.
Howell E C，Barker G C，Jones G H，Kearsey M J，King G J，Kop E P，Ryder C D，Teakle G R，Vicente J G，Armstrong S J. 2002. Integration
of the cytogenetic and genetic linkage maps of Brassica oleracea. Genetics，161：1225–1234.
Howell E C，Kearsey M J，Jones G H，King G J，Armstrong S J. 2008. A and C genome distinction and chromosome identification in Brassica napus
by sequential FISH and GISH. Genetics，180：1849–1857.
Iovene M，Cavagnaro P F，Senalik D，Buell C R，Jiang J M，Simon P W. 2011. Comparative FISH mapping of Daucus species（Apiaceae family）.
Chromosome Res，19：493–506.
Jackson S A，Cheng Z K，Wang M L，Goodman H M，Jiang J M. 2000. Comparative fluorescence in situ hybridization mapping of a 431 kb
Arabidopsis thaliana bacterial artificial chromosome contig reveals the role of chromosomal duplications in the expansion of the Brassica rapa
genome. Genetics，156：833–838.
Jiang J，Gill B S. 2006. Current status and the future of fluorescence in situ hybridization（FISH）in plant genome research. Genome，49：1057–1068.
Karpechenko G D. 1922. The number of chromosomes and the genetic correlation of cultivated Cruciferea. Bull Appl Bot Genet Plant Breed，13：3–14.
Kim H，Choi S R，Bae J，Hong C P，Lee S Y，Hossain M J，Van Nguyen D，Jin M，Park B S，Bang J W，Bancroft I，Lim Y P. 2009. Sequenced BAC
anchored reference genetic map that reconciles the ten individual chromosomes of Brassica rapa. BMC Genomics，10：432.
Koo D H，Plaha P，Lim Y P，Hur Y K，Bang J W. 2004. A high-resolution karyotype of Brassica rapa ssp. pekinensis revealed by pachytene ana1ysis
and muhicolor fluorescence in situ hybridization. Theor App1 Genet，109：1346–1352.
Kulak S，Hasterok R，Maluszynska J. 2002. Karyotyping of Brassica amphidiploids using 5S and 25S rDNA as chromosome markers. Hereditas，
136：144–150.
Labana K S，Gupta M L. 1993. Importance and origin// Labana K S，Banga S S，Banga S K. Breeding Oilseed Brassicas. Berlin：Springer-Verlag：
1–20.
Leflon M，Eber F，Letanneur J C，Chelysheva L，Coriton O，Huteau V，Ryder C D，Barker G，Jenczewski E，Chèvre A M. 2006. Pairing and
recombination at meiosis of Brassica rapa（AA）× Brassica napus（AACC）hybrids. Theor Appl Genet，113：1467–1480.
Li J H，Wang Y H，Li X F，Shen S X，Xuan S X. 2012. Study on preparation and detection of Chinese cabbage extended DNA fibers. Agricultural
Science & Techology，13 (3)：517–519.
Lim K B，de Jong H，Yang T J，Park J Y，Kwon S J，Kim J S，Lim M H，Kim J A，Jin M，Jin Y M，Kim S H，Lim Y P，Bang J W，Kim H
9 期 轩淑欣等：FISH 技术在芸薹属作物基因组研究上的应用进展 1717

I，Park B S. 2005. Characterization of rDNAs and tandem repeats in the heterochromatin of Brassica rapa. Molecules and Cells，19 (3)：436–
444.
Lim K B，Yang T J，Hwang Y J，Park J Y，Kwon S J，Kim J，Choi B S，Lim M H，Jin M，Kim H I，de Jong H，Bancroft I，Lim Y，Park B
S. 2007. Characterization of the centromere and peri-centromere retrotransposons in Brassica rapa and their distribution in related Brassica
species. The Plant Journal，49 (2)：173–183.
Lim S J，Lee S S，Bang J W. 2012. Karyotype and genomic in situ hybridization pattern in × Brassicoraphanus，an intergeneric hybrid between
Brassica campestris ssp. pekinensis and Raphanus sativus. Plant Biotechnol Rep，6：107–112.
Lim Y P，Plaha P，Choi S R，Uhm T，Hong C P，Bang J W，Hur Y K. 2006. Toward unraveling the structure of Brassica rapa genome. Physiol Plant，
126：585–591.
Lysak M A，Cheung K，Kitschke M，Bureš P. 2007. Ancestral chromosomal blocks are triplicated in Brassiceae species with varying chromosome
number and genome size. Plant Physiol，145：402–410.
Lysak M A，Koch M A，Beaulieu J M，Meister A，Leitch I J. 2009. The dynamic ups and downs of genome size evolution in Brassicaceae. Mol Bilo
Evol，26：85–98.
Lysak M A，Koch M A，Pecinka A，Schubert I. 2005. Chromosome triplication found across the tribe Brassiceae. Genome Res，15：516–525.
Lysak M A，Mandáková T，Lacombe E. 2010. Reciprocal and multi-species chromosome BAC painting in crucifers（Brassicaceae）. Cytogenet
Genome Res，129：184–189.
Ma Y，Lee J H，Li L C，Uchiyama S，Ohmido N，Fukui K. 2005. Fluorescent labeling of plant chromosomes in suspension by FISH. Genes Genet
Syst，80：35–39.
Maluszynska J，Hasterok R. 2005. Identification of individual chromosomes and parental genomes in Brassica juncea using GISH and FISH.
Cytogenet Genome Res，109：310–314.
Maluszynska J，Heslop-Harrison J S. 1993. Physical mapping of rDNA loci in Brassica species. Genome，36：774–781.
Mun J H，Kwon S J，Yang T J，Seol Y J，Jin M，Kim J A，Lim M H，Kim J S，Baek S，Choi B S，Yu H J，Kim D S，Kim N，Lim K B，
Lee S I，Hahn J H，LimY P，Bancroft I，Park B S. 2009. Genome-wide comparative analysis of the Brassica rapa gene space reveals genome
shrinkage and differential loss of duplication events after whole genome triplication. Genome Biol，10：doi：10.1186/gb-2009-10-10-r111.
Nicolas S D，Leflon M，Monod H，Eber F，Coriton O，Huteau V，Chevre A M，Jenczewski E. 2009. Genetic regulation of meiotic cross-overs between
related genomes in Brassica napus haploids and hybrids. Plant Cell，21：373–385.
Ohmido N，Wako T，Fukui K. 2008. Nuclear organization analyzed by visualization. The Nucleus，50：473–489.
Park J Y，Koo D H，Hong C P，Lee S J，Jeon J W，Lee S H，Yun P Y，Park B S，Kim H R，Bang J W，Plaha P，Bancroft I，Lim Y P. 2005.
Physical mapping and microsynteny of Brassica rapa ssp. pekinensis genome corresponding to a 222 kbp gene-rich region of Arabidopsis
chromosome 4 and partially duplicated on chromosome 5. Mol Genet Genomics，274：579–588.
Park J Y，Kwon S J，Choi B S，Lim K B，Hwang Y J，Kim J A，Lim Y P，Park B S，Yang T J. 2009. In silico-selection of Brassica rapa organelle
genome-derived BACs using their end sequences and sequence level comparative analysis of the 124 kb mitochondrial genome sequences in the
family Brassicaceae. J Crop Sci Biotech，12 (4) ：207–215.
Qie Li-juan，Shen Shu-xing，Xuan Shu-xin，Wang Yan-hua，Chen Xue-ping，Zhang Cheng-he，Li Xiao-feng，Luo Shuang-xia. 2007. Karyotype
analysis of Chinese cabbage and cabbage by genome in situ hybridization. Acta Horticulturae Sinica，34 (6)：1459–1464. (in Chinese)
郄丽娟，申书兴，轩淑欣，王彦华，陈雪平，张成合，李晓峰，罗双霞. 2007. 大白菜和结球甘蓝基因组原位杂交及核型分析. 园艺学
报，34 (6)：1459–1464
Qiu Z M，Zhang L，Hu Y，He S B，Li L J. 2012. The acetylation level of rDNa in Brassica campestris. J Plant Biol，55：298–302.
Razis A F A，Noor N M. 2013. Cruciferous vegetables：Dietary phytochemicals for cancer prevention. Asian Pacific J Cancer Prev，14 (3)：1565–1570.
Schelfhout C I，Snowdon R，Cowling W A，Wroth I M. 2004. A PCR based B-genome-specific marker in Brassica species. Theor Appl Genet，109
(5)：917–921.
Snowdon R J，Friedrich T，Friedt W，Köhler W. 2002. Identifying the chromosomes of the A- and C-genome diploid Brassica species B. rapa（syn.
Campestris）and B. oleracea in their amphidiploid B. napus. Theor Appl Genet，104：533–538.
Snowdon R J，Köhler W，Friedt W，Köhler A. 1997. Genomic in situ hybridization in Brassica amphidiploids and interspecific hybrids. Theor Appl
1718 园 艺 学 报 40 卷
Genet，95：1320–1324.
Suzuki G，Kai N，Hirose T，Fukui K，Nishio T，Takayama S，Isogai A，Watanabe M，Hinata K. 1999. Genomic organization of the S locus：
Identification and characterization of genes in SLG/SRK region of S9 haplotype of Brassica campestris（syn. Rapa）. Genetics，153：391–400.
Szadkowski E，Eber F，Huteau V，Lode M，Coriton O，Jenczewski E，Chevre A M. 2011. Polyploid formation pathways have an impact on genetic
rearrangements in resynthesized Brassica napus. New Phytol，191：884–894.
Szinay D，Wijnker E，ven den Berg R，Visser R G F，de Jong H，Bai Y L. 2012. Chromosome evolution in Solanum traced by cross-species
BAC-FISH. New Phytologist，195 (3)：688–698.
Takamine N. 1916. Über die ruhenden und die präsynaptischen Phasen der Reduktionsteilung. Bot Mag，30：293–303.
Tirichine L，Andrey P，Biot E，Maurin Y，Gaudin V. 2009. 3D fluorescent in situ hybridization using Arabidopsis leaf cryosections and isolated
nuclei. Plant Methods，5：11.
Wang G X，He Q Y，Liu F，Cheng Z K，Talbert P B，Jin W W. 2011. Characterization of CENH3 proteins and centromere-associatied DNA
sequences in diploid and allotetraploid Brassica species. Chromosoma，120：353–365.
Wang Y P，Sonntag K，Rudloff E，Wehling P，Snowdon R J. 2006. GISH analysis of disomic Brassica napus–Crambe abyssinica chromosome
addition lines produced by microspore culture from monosomic addition lines. Plant Cell Rep，25：35–40.
Wang Yong，Zhu Li-quan，Rong Xiao-ying，Chen Xiao-dan，Tang Zhang-lin，Wang Xiao-jia. 2009. Study on high–resolution 5S rDNA-FISH of
Brassica oleracea chromosome 2. Scientia Agricultura Sinica，42 (12)：4294–4300. (in Chinese)
王 永，朱利泉，荣小营，陈晓丹，唐章林，王小佳. 2009. 甘蓝 2 号染色体的高分辨率 5S rDNA 荧光原位杂交. 中国农业科学，42 (12)：
4294–4300.
Wei W H，Zhang S F，Li J，Wang L J，Chen B，Fang X P，Wang Z，Luo L X. 2006. Analysis of F1 hybrid and BC1 monosomic alien addition line
plants from Brassica oleracea × Sinapis alba by GISH. Chinese Science Buuletin，51 (23)：2872–2877.
Xiong Z，Kim J S，Pires J C. 2010. Integration of genetic，physical，and cytogenetic maps for Brassica rapa chromosomes A7. Cytogenet Genome
Res，129：190–198.
Xiong Z，Pires J C. 2011. Karyotype and identification of all homoeologous chromosomes of allopolyploid Brassica napus and its diploid progenitors.
Genetics，187：37–49
Xuan Shu-xin，Shen Shu-xing，Zhao Jian-jun，Zhang Cheng-he，Chen Xue-ping，Qie Li-juan. 2007. Location of 25S rDNA and 5S rDNA in Chinese
cabbage-pe-tsai metaphase chromosome. Scientia Agricultura Sinica，40 (4)：782–787. (in Chinese)
轩淑欣，申书兴，赵建军，张成合，陈雪平，郄丽娟. 2007. 25S rDNA 和 5S rDNA 在大白菜中期染色体上的 FISH 定位. 中国农业科学，
40 (4)：782–787.
Yang K，Qi H Y，Zhu L Q，Wang X J. 2006a. Localization of S genes on extended DNA fibers（EDFs）in Brassica oleracea by high-resolution FISH.
Acta Genetica Sinica，33 (3)：277–284.
Yang T J，Kim J S，Kwon S J，Lim K B，Choi B S，Kim J A，Jin M，Park J Y，Lim M H，Kim H I，Lim Y P，Kang J J，Hong J H，Kim C
B，Bhak J，Bancroft I，Park B S. 2006b. Sequence-level analysis of the diploidization process in the triplicated FLOWERING LOCUS C region
of Brassica rapa. Plant Cell，18：1339– 1347.
Yang T J，Kim J S，Lim K B，Kwon S J，Kim J A，Jin M，Young J P，Lim M H，Kim H I，Kim S H，Lim Y P，Park B S. 2005. The Korea
Brassica genome project：A glimpse of the Brassica genome based on comparative genome analysis with Arabidopsis. Compar Funct Genom，
6：138–146.
Yang Xu-rui，Li Qin-fei，Ge Xian-hong，Li Zai-yun，Qian Wei. 2013. GISH analysis of interspecific hybrid between Brassica juncea and B. carinata.
Journal of Plant Genetic Resources，14 (2)：329–333.（in Chinese）
杨续蕊，李勤菲，葛贤宏，李再云，钱 伟. 2013. 芥菜型油菜与埃塞俄比亚芥杂种基因组原位杂交分析. 植物遗传资源学报，14 (2)：
329–333.
Ziolkowski P A，Kaczmarek M，Babula D，Sadowski J. 2006. Genome evolution in Arabidopsis/Brassica：conservationand divergence of ancient
reaaranged segements and their breakpoints. Plant J，63–74.
Ziolkowski P A，Sadowski J. 2002. FISH-mapping of rDNAs and Arabidopsis BACs on pachytene complements of selected Brassicas. Genome，45：
189–197.