全 文 ：植物科学学报　 ２０１６ꎬ ３４(１): １４３~１５０
Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｊｏｕｒｎａｌ ｈｔｔｐ: / / ｗｗｗ.ｐｌａｎｔｓｃｉｅｎｃｅ.ｃｎ
ＤＯＩ:１０􀆰 １１９１３ / ＰＳＪ􀆰 ２０９５￣０８３７􀆰 ２０１６􀆰 １０１４３
文书生ꎬ 成仿云ꎬ 钟原ꎬ 王新ꎬ 李刘泽木ꎬ 黄弄璋. ‘正午’牡丹微繁殖体系的建立[Ｊ] . 植物科学学报ꎬ ２０１６ꎬ ３４(１): １４３－１５０
Ｗｅｎ ＳＳꎬ Ｃｈｅｎｇ ＦＹꎬ Ｚｈｏｎｇ Ｙꎬ Ｗａｎｇ Ｘꎬ Ｌｉ ＬＺＭꎬ Ｈｕａｎｇ ＮＺ. Ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｆｏｒ ｔｈｅ ｍｉｃｒｏｐｒｏｐａｇａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｒｅｅ ｐｅｏｎｙ (Ｐａｅｏｎｉａ × ｌｅｍｏｉｎｅｉ ‘Ｈｉｇｈ
Ｎｏｏｎ’)[Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｊｏｕｒｎａｌꎬ ２０１６ꎬ ３４(１): １４３－１５０
‘正午’牡丹微繁殖体系的建立
文书生ꎬ 成仿云∗ꎬ 钟 原ꎬ 王 新ꎬ 李刘泽木ꎬ 黄弄璋
(北京林业大学园林学院ꎬ 国家花卉工程技术研究中心ꎬ 北京 １０００８３)
摘　 要: 本研究以‘正午’牡丹腋芽为外植体ꎬ 建立了高效的牡丹微繁殖体系ꎮ 腋芽的初始培养基为 ＷＰＭ ＋
０􀆰 ５ ｍｇ / Ｌ ＢＡ ＋ ０􀆰２ ｍｇ / Ｌ ＧＡ３ꎬ 培养 ５０ ｄ 后ꎬ 一个丛生芽平均可切分为 １３个繁殖体用于增殖培养ꎻ 增殖培养
基为 ＷＰＭ[１６６８ ｍｇ / Ｌ Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４ Ｈ２Ｏ] ＋０􀆰５ ｍｇ / Ｌ ＢＡ＋０􀆰２ ｍｇ / Ｌ ＧＡ３ꎬ 以 ３５ ｄ为一个继代培养周期ꎬ 增
殖率为 ３􀆰０ꎬ 共继代培养 ７次ꎻ 生根培养时ꎬ 先将无根苗在复壮培养基[１ / ２ ＭＳ (２９６ ｍｇ / Ｌ ＣａＣｌ２) ＋０􀆰５ ｇ / Ｌ 活
性炭]上培养 ２０ ｄꎬ 再转入根诱导培养基[１ / ２ ＭＳ (２９６ ｍｇ / Ｌ ＣａＣｌ２) ＋ １􀆰０ ｍｇ / Ｌ 腐胺 ＋ １􀆰０ ｍｇ / Ｌ ＩＢＡ]培养
３０ ｄꎬ 最后转入根形成培养基[１ / ２ ＭＳ (２９６ ｍｇ / Ｌ ＣａＣｌ２) ＋ ４􀆰０ ｇ / Ｌ 活性炭]培养 ２０ ｄꎬ 其生根率达 ７７􀆰２％ꎻ
驯化与移栽基质为珍珠岩 ∶蛭石 ∶草炭土 ＝ １ ∶１ ∶１ꎬ 组培苗移栽成活率高达 ９２􀆰１％ꎮ 这表明以‘正午’牡丹腋芽建
立的微繁殖体系具备规模化商业生产的价值ꎮ
关键词: 腋芽ꎻ 硝酸钙ꎻ 增殖ꎻ 复壮培养ꎻ 生根ꎻ 移栽驯化
中图分类号: Ｑ９４３􀆰１ꎻ Ｓ６８５􀆰１１　 　 　 　 　 文献标识码: Ａ　 　 　 　 　 文章编号: ２０９５￣０８３７(２０１６)０１￣０１４３￣０８
　 　 　 收稿日期: ２０１５￣０８￣２１ꎬ 退修日期: ２０１５￣０９￣２７ꎮ
　 基金项目: “十二五”农村领域国家科技计划课题(２０１２ＢＡＤ０１Ｂ０７０４)ꎮ
Ｔｈｉｓ ｗｏｒｋ ｗａｓ ｓｕｐｐｏｒｔｅｄ ｂｙ ａ ｇｒａｎｔ ｆｒｏｍ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｓｕｐｐｏｒｔ Ｐｒｏｇｒａｍ ｏｆ Ｃｈｉｎａ (２０１２ＢＡＤ０１Ｂ０７０４) .
　 作者简介: 文书生(１９８８－)ꎬ 女ꎬ 博士研究生ꎬ 研究方向为花卉生物技术(Ｅ￣ｍａｉｌ: ｓｈｕｓｈｅｎｇ０５０７＠１２６􀆰 ｃｏｍ)ꎮ
　 ∗通讯作者(Ａｕｔｈｏｒ ｆｏｒ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｅｎｃｅ􀆰 Ｅ￣ｍａｉｌ: ｃｈｅｎｇｆｙ８＠２６３􀆰 ｎｅｔ)ꎮ
Ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｆｏｒ ｔｈｅ Ｍｉｃｒｏｐｒｏｐａｇａｔｉｏｎ ｏｆ Ｔｒｅｅ Ｐｅｏｎｙ
(Ｐａｅｏｎｉａ × ｌｅｍｏｉｎｅｉ ‘Ｈｉｇｈ Ｎｏｏｎ’)
ＷＥＮ Ｓｈｕ￣Ｓｈｅｎｇꎬ ＣＨＥＮＧ Ｆａｎｇ￣Ｙｕｎ∗ꎬ ＺＨＯＮＧ Ｙｕａｎꎬ ＷＡＮＧ Ｘｉｎꎬ
ＬＩ Ｌｉｕ￣Ｚｅｍｕꎬ ＨＵＡＮＧ Ｎｏｎｇ￣Ｚｈａｎｇ
(Ｃｏｌｌｅｇｅ ｏｆ Ｌａｎｄｓｃａｐｅ Ａｒｃｈｉｔｅｃｔｕｒｅꎬ Ｂｅｉｊｉｎｇ Ｆｏｒｅｓｔｒｙ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙꎬ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ｆｌｏｗｅｒ Ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ
Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｃｅｎｔｅｒꎬ Ｂｅｉｊｉｎｇ １０００８３ꎬ Ｃｈｉｎａ)
Ａｂｓｔｒａｃｔ: Ａｎ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｍｉｃｒｏｐｒｏｐａｇａｔｉｏｎ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｗａｓ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｆｏｒ Ｐａｅｏｎｉａ × ｌｅｍｏｉｎｅｉ ‘Ｈｉｇｈ
Ｎｏｏｎ’ ｕｓｉｎｇ ａｘｉｌｌａｒｙ ｂｕｄｓ ａｓ ｅｘｐｌａｎｔｓ. Ｄｕｒｉｎｇ ｉｎｉｔｉａｔｉｏｎꎬ １３ ｐｒｏｐａｇｕｌｅｓ ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ａｆｔｅｒ
５０ ｄ ｏｆ ｃｕｌｔｕｒｅ ｗｉｔｈ ＷＰＭ ＋ ０􀆰５ ｍｇ / Ｌ ＢＡ ＋ ０􀆰２ ｍｇ / Ｌ ＧＡ３ . Ｄｕｒｉｎｇ ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｉｏｎꎬ ｔｈｒｅｅ ｓｈｏｏｔｓ
ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ａｆｔｅｒ ３５ ｄ ｏｆ ｃｕｌｔｕｒｅ ｗｉｔｈ ＷＰＭ[１６６８ ｍｇ / Ｌ Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４ Ｈ２Ｏ] ＋ ０􀆰５ ｍｇ / Ｌ
ＢＡ ＋ ０􀆰２ ｍｇ / Ｌ ＧＡ３ꎬ ａｎｄ ｓｅｖｅｎ ｓｕｂｃｕｌｔｕｒｅｓ ｗｅｒｅ ｃａｒｒｉｅｄ ｏｕｔ. Ｆｏｒ ｏｐｔｉｍａｌ ｒｏｏｔｉｎｇꎬ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔｓ
ｗｅｒｅ ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｗｉｔｈ １ / ２ ＭＳ (２９６ ｍｇ / Ｌ ＣａＣｌ２) ＋ ０􀆰５ ｇ / Ｌ ａｃｔｉｖａｔｅｄ ｃｈａｒｃｏａｌ ｆｏｒ ２０ ｄꎬ ｔｈｅｎ １ / ２
ＭＳ (２９６ ｍｇ / Ｌ ＣａＣｌ２) ＋ １􀆰０ ｍｇ / Ｌ ｐｕｔｒｅｓｃｉｎｅ ＋ １􀆰０ ｍｇ / Ｌ ＩＢＡ ｆｏｒ ３０ ｄ ｆｏｒ ｒｏｏｔ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎꎬ ａｎｄ
ｆｉｎａｌｌｙ １ / ２ ＭＳ (２９６ ｍｇ / Ｌ ＣａＣｌ２) ＋ ４􀆰０ ｇ / Ｌ ａｃｔｉｖａｔｅｄ ｃｈａｒｃｏａｌ ｆｏｒ ２０ ｄ ｆｏｒ ｒｏｏｔ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ.
Ｔｈｅ ｒｏｏｔｉｎｇ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔｓ ｗａｓ ７７􀆰２％. Ｄｕｒｉｎｇ ａｃｃｌｉｍａｔｉｚａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｒｏｏｔｅｄ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ
ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｐｏｔｓ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ａ ｍｉｘ ｏｆ ｖｅｒｍｉｃｕｌｉｔｅ / ｐｅａｔ / ｐｅｒｌｉｔｅ (１ ∶１ ∶１ Ｖ / Ｖ / Ｖ) ｓｕｂｓｔｒａｔｅꎬ
ａｎｄ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｗａｓ ９２􀆰１％. Ｔｈｅ ｍｉｃｒｏｐｒｏｐａｇａｔｉｏｎ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｆｏｒ Ｐａｅｏｎｉａ × ｌｅｍｏｉｎｅｉ ‘Ｈｉｇｈ
Ｎｏｏｎ’ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｅｄ ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ ｉｓ ｖａｌｕａｂｌｅ ｆｏｒ ｃｏｍｍｅｒｃｉａｌ ｕｓｅ.
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ: Ａｘｉｌｌａｒｙ ｂｕｄｓꎻ Ｃａ(ＮＯ３ ) ２􀅰４Ｈ２Ｏꎻ Ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｉｏｎꎻ Ｒｅｊｕｖｅｎａｔｉｏｎ ｃｕｌｔｕｒｅꎻ Ｒｏｏｔｉｎｇꎻ
Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ ａｎｄ ａｃｃｌｉｍａｔｉｚａｔｉｏｎ
　 　 牡丹(Ｐａｅｏｎｉａ ｓｅｃｔ. Ｍｏｕｔａｎ)是中国传统名花
和重要的药用植物ꎬ 近期又被视为优质油料作物资
源[１]ꎬ 拥有巨大的市场潜力ꎮ 牡丹以播种、 分株
和嫁接繁殖为主ꎬ 但因繁殖系数低、 周期长ꎬ 无法
满足商品苗规模化、 规范化生产的需求[２]ꎮ 微繁
殖即植物的离体无性繁殖技术ꎬ 可在短期内大量繁
殖苗木ꎬ 并且克服了传统繁殖方法的缺陷ꎬ 故利用
微繁殖进行种苗生产是观赏植物产业发展的必然趋
势[３]ꎮ 牡丹的微繁殖研究始于 １９８４年[４]ꎬ 之后随
着国内外报道的日益增多ꎬ 已有报道利用鳞芽外植
体获得丛生芽ꎬ 并在丛生芽增殖后生根培养获得植
株[５－１５]ꎮ 但牡丹微繁殖技术受到品种、 外植体类
型、 培养条件等诸多因素限制ꎬ 尚未被应用于牡丹
的规模化生产[１６]ꎮ
‘正午’(Ｐａｅｏｎｉａ × ｌｅｍｏｉｎｅｉ ‘Ｈｉｇｈ Ｎｏｏｎ’)是
由美国 Ｓａｕｎｄｅｒｓ教授培育的一个牡丹革质花盘亚
组与肉质花盘亚组间的远缘杂交品种[１７]ꎬ 其花为
黄色ꎬ 呈荷花型ꎬ 花香浓郁ꎬ 花瓣质硬、 层次清
晰ꎬ 基部具明显紫红色斑ꎮ 该品种观赏价值高、 适
应性强、 成花率高且一年可多次开花 (图版Ⅰ:
１)ꎬ 在园林绿化、 盆花与切花生产中有巨大的应
用前景ꎮ 笔者所在课题组于 ２００７ 年以‘正午’牡
丹腋芽为外植体ꎬ 建立了以 ＷＰＭ(Ｗｏｏｄｙ Ｐｌａｎｔ
Ｍｅｄｉｕｍ)为基本培养基ꎬ 附加 ０􀆰５ ｍｇ / Ｌ ＢＡ 和
０􀆰 ２ ｍｇ / Ｌ ＧＡ３进行增殖培养的方法ꎬ 但发现其增
殖率 (茎长 ≥ １􀆰０ ｃｍ 的芽数) 低于 ２􀆰０ [１２] ꎻ
２０１０ 年以 １ / ２ ＭＳ (２９６ ｍｇ / Ｌ ＣａＣｌ２)为基本培
养基优化了‘正午’的微繁殖体系ꎬ 发现添加腐胺
对试管苗生根具有显著的促进作用ꎬ 但生根率较
低(仅为 ５０􀆰０％)ꎬ 且生根质量差(试管苗基部形
成较多愈伤组织)ꎬ 移栽成活率低(６８􀆰９％) [１４] ꎮ
针对目前‘正午’微繁殖体系中存在的增殖率低、
生根难和移栽成活率低的问题ꎬ 本研究拟以其腋
芽为外植体ꎬ 进一步通过培养基成分改良、 添加
生长调节剂和复壮培养等ꎬ 优化、 建立高效的
‘正午’微繁殖体系ꎬ 为该品种的规模化生产提供
技术支撑ꎬ 并为其它牡丹品种的微繁殖技术研发
提供借鉴ꎮ
１　 材料与方法
１􀆰 １　 初代培养
于 ２００９ 年 ３ 月下旬ꎬ 自北京林业大学鹫峰
国家森林公园牡丹研究基地采集‘正午’牡丹腋
芽ꎮ 选择健壮、 无病虫害的母株ꎬ 切取其饱满腋
芽ꎬ 并按照邱金梅[１４]的方法进行消毒和初代培养ꎮ
培养基为 ＷＰＭ ＋ ０􀆰５ ｍｇ / Ｌ ＢＡ ＋ ０􀆰２ ｍｇ / Ｌ ＧＡ３＋
３０􀆰０ ｇ / Ｌ蔗糖＋６􀆰０ ｇ / Ｌ琼脂ꎬ ｐＨ ５􀆰８ꎻ 培养温度
为(２５ ± １)℃ꎬ 光照强度 ３２􀆰４ μｍｏｌ􀅰ｍ－２􀅰ｓ－１(荧光
灯)ꎬ 光周期: １４ ｈ光照 / １０ ｈ黑暗ꎮ
以下增殖培养、 生根及复壮培养中ꎬ 若无特殊
说明ꎬ 其蔗糖浓度、 琼脂浓度、 ｐＨ 值和培养条件
均与初代培养相同ꎮ
１􀆰 ２　 增殖培养
初代培养 ５０ ｄ 后ꎬ 切取外植体上茎长≥１􀆰０ ｃｍ
的健壮腋芽进行增殖培养ꎮ 由于李萍[１２]研究发现ꎬ
提高培养基中 ＮＨ４ＮＯ３浓度导致 ＮＯ
－
３ ￣Ｎ / ＮＨ
＋
４ ￣Ｎ
比值下降ꎬ 不利于‘正午’试管苗的增殖和生长ꎬ 因此
本研究尝试通过降低ＷＰＭ中 ＮＨ４ＮＯ３浓度(４００ ｍｇ/
Ｌ)和提高 Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４ Ｈ２Ｏ 浓度(５５６ ｍｇ / Ｌ)以
促进其增殖和生长ꎮ 增殖培养基成分同初代培养ꎬ
但调节 ＷＰＭ 中 Ｃａ (ＮＯ３ ) ２􀅰４ Ｈ２ Ｏ 浓度 (５５６、
１１１２、 １６６８、 ２２２４、 ２７８０ ｍｇ / Ｌ)与 ＮＨ４ＮＯ３浓度
(１００、 ２００、 ４００ ｍｇ / Ｌ)ꎬ 共 １５ 个浓度组合ꎬ 每
个处理(组合)重复 ３次ꎬ 每次重复 １８个芽ꎮ 培养
３５ ｄ 后ꎬ 统计增殖率(茎长 ≥ １􀆰０ ｃｍ 的芽数)、
茎长、 单株叶片数和芽的质量等级ꎮ
１􀆰 ３　 生根培养和驯化移栽
１􀆰 ３􀆰 １　 ＩＢＡ浓度和诱导时间对生根的影响
(１)根诱导培养: 将无根试管苗接入培养基
[１ / ２ ＭＳ (２９６ ｍｇ / Ｌ ＣａＣｌ２) ＋ＩＢＡ(１、 ３、 ５、 ７、
９ ｍｇ / Ｌ)＋１􀆰０ ｍｇ / Ｌ 腐胺]中ꎬ 培养 １０、 ２０、 ３０ ｄ
后转入根形成培养基ꎮ 培养条件: 先将试管苗置于
４℃冰箱冷处理 ８ ｄꎬ 再置于(２４ ±１)℃的条件下暗
培养ꎮ
(２)根形成培养: 将根诱导培养各处理的试管
苗转入培养基[１/ ２ ＭＳ(２９６ ｍｇ/ Ｌ ＣａＣｌ２)＋４􀆰０ ｇ / Ｌ
４４１ 植 物 科 学 学 报 第 ３４卷　
活性炭]中培养 ２０ ｄ 以促进根的伸长ꎮ 培养条件
同初代培养ꎮ
１􀆰 ３􀆰 ２　 复壮培养对生根和驯化移栽的影响
将无根试管苗接入复壮培养基[１/ ２ ＭＳ (２９６ ｍｇ/
Ｌ ＣａＣｌ２)＋０􀆰５ ｇ / Ｌ 活性炭]中培养不同时间(０、
２０、 ３０、 ４０ ｄ)后ꎬ 采用最佳生根处理进行生根
培养ꎬ 然后将生根苗置于 ４℃冰箱暗处理 ３０ ｄ 以
解除休眠[１８ꎬ１９] ꎻ 再转至室温下瓶内炼苗 １ 周ꎻ 最
后将生根试管苗移栽于塑料花盆(长 ×宽 ×高 ＝
８ ｃｍ × ８ ｃｍ × ９ ｃｍ)中ꎬ 移栽基质为经 １２１℃高
压灭菌 ４０ ｍｉｎ的珍珠岩: 蛭石: 草炭土 ＝ １∶１∶１ꎮ
移栽苗在人工气候室培养 ２周后转入温室进行正常
的水肥管理[２０]ꎮ 人工气候室的培养条件: 温度
(２０ ± １)℃ꎬ 湿度由 ９０％逐渐下降为 ７０％ꎬ 光照
强度 ３２􀆰４ μｍｏｌ􀅰ｍ－２􀅰ｓ－１ꎬ 光照周期: １４ ｈ 光照 /
１０ ｈ黑暗ꎮ
生根苗移栽前ꎬ 统计其生根率、 根数、 根长和
基部愈伤组织等级ꎻ 移栽 ６０ ｄ 后ꎬ 统计移栽成活
率ꎮ 其中ꎬ 生根试验的每个处理设 ３次重复ꎬ 每次
重复 ５０株试管苗ꎻ 移栽试验的每个处理设 ３ 次重
复ꎬ 每次重复 ２５株试管苗ꎮ
１􀆰 ４　 数据处理
采用 ＳＰＳＳ １８􀆰０ 软件对实验数据进行 Ｏｎｅ￣
Ｗａｙ ＡＮＯＶＡ分析ꎬ 并利用 ＬＳＤ 法检验差异显著
性(Ｐ ≤ ０􀆰０５)ꎬ 其中生根率和移栽成活率采用反
正弦转换后再进行上述分析检验ꎮ
２　 结果与分析
２􀆰 １　 初代培养
将已消毒灭菌的‘正午’腋芽接入初始培养基ꎬ
２ ｄ后外植体开始膨大、 伸长ꎬ 腋芽萌发ꎻ １０ ｄ 后
１个鳞芽可形成 ４ ~ ６个新梢ꎻ 继续培养发现ꎬ 新
梢逐渐伸长、 展叶ꎬ 在新稍的叶腋里又出现了新的
子代腋芽ꎬ 并逐渐增多ꎬ ５０ ｄ 后呈丛生状态(图版
Ⅰ: ２)ꎮ 切取芽丛上茎长≥ １􀆰０ ｃｍ 的健壮新稍ꎬ 并
将剩余芽丛以茎节为单位切分成小芽丛ꎬ 一个芽丛
平均可切分成约１３个繁殖体(包括≥１􀆰０ ｃｍ的新稍
与包含许多小芽的芽丛)用于增殖培养(图版Ⅰ: ３)ꎮ
２􀆰 ２　 增殖培养
将初代培养获得的健壮新稍(茎长 ≥ １􀆰０ ｃｍ)
接入增殖培养基[ＷＰＭ ＋ ０􀆰５ ｍｇ / Ｌ ＢＡ ＋ ０􀆰２ ｍｇ /
Ｌ ＧＡ３]进行第 １ 次继代培养(３５ ｄ)ꎬ 发现 ＮＨ４
ＮＯ３和 Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４ Ｈ２Ｏ 的浓度组合对试管苗的
增殖和生长存在显著影响(表 １)ꎮ 增殖率与 ＮＨ４
ＮＯ３和 Ｃａ(ＮＯ３ ) ２􀅰４ Ｈ２Ｏ 浓度皆呈正相关ꎬ 当
ＮＨ４ＮＯ３浓度为 ４００ ｍｇ / Ｌ、 Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４ Ｈ２Ｏ 浓
度为 １６６８ ~ ２７８０ ｍｇ / Ｌ 时ꎬ 增殖率高达 ２􀆰９ ~
３􀆰 ６ꎬ 但 ２２２４、 ２７８０ ｍｇ / Ｌ Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４ Ｈ２Ｏ 处
理获得的子代腋芽质量较差(＋＋) (图版Ⅰ: ４)ꎮ
因此ꎬ ４００ ｍｇ/ Ｌ ＮＨ４ ＮＯ３和１６６８ ｍｇ/ Ｌ Ｃａ (ＮＯ３)２
􀅰４ Ｈ２Ｏ为最佳处理组合ꎬ 其增殖率为 ３􀆰 ０ꎬ 新梢
平均茎长 １􀆰７ ｃｍꎬ 单株叶片数 ９􀆰８ꎬ 且子代腋芽质
量较好(＋＋＋)(图版Ⅰ: ４)ꎮ
第 １次继代培养后ꎬ ‘正午’试管苗于培养基
[ＷＰＭ (１６６８ ｍｇ / Ｌ Ｃａ(ＮＯ３)２􀅰４ Ｈ２Ｏ) ＋ ０􀆰５ ｍｇ /
Ｌ ＢＡ ＋ ０􀆰２ ｍｇ / Ｌ ＧＡ３]继续增殖培养(继代周期
３５ ｄ)ꎬ １ ~ ７次继代(２４５ ｄ)的试管苗生长健壮ꎬ
增殖率为 ３ ~ ４ꎬ 但随后试管苗长势减弱ꎮ 故在此
增殖培养条件下ꎬ 试管苗只能连续增殖培养 ７代ꎮ
２􀆰 ３　 生根培养和驯化移栽
２􀆰 ３􀆰 １　 ＩＢＡ浓度和诱导时间对试管苗生根的影响
切取健壮单株(茎长 ≥ １ ｃｍ)转至生根培养基
培养ꎬ 发现 ＩＢＡ 浓度和诱导时间对‘正午’试管苗
生根存在显著影响(表 ２)ꎮ 根诱导培养 １０ ｄ 时ꎬ
ＩＢＡ各处理的生根率仅为 ２６％ ~ ３７％ꎻ 根诱导培
养 ２０ ~ ３０ ｄ 时ꎬ 低浓度 ＩＢＡ处理(１􀆰０ ~ ３􀆰０ ｍｇ /
Ｌ)有利于试管苗的生根ꎬ 其生根率为 ４７％ ~
６０％ꎻ 高浓度 ＩＢＡ 处理(５􀆰０ ~ ９􀆰０ ｍｇ / Ｌ)不仅降
低了生根率(４１％ ~ ５０％)ꎬ 还加剧了试管苗基部
愈伤组织的形成ꎮ 因此ꎬ １􀆰０ ~ ３􀆰０ ｍｇ / Ｌ ＩＢＡ 诱
导 ２０ ~ ３０ ｄ 时有利于提高‘正午’试管苗的生根
率ꎬ 但 ３􀆰０ ｍｇ / Ｌ ＩＢＡ诱导 ２０ ~ ３０ ｄ 时试管苗基
部产生轻微愈伤组织(级别 ２ꎬ 表 ２)ꎬ １􀆰０ ｍｇ / Ｌ
ＩＢＡ诱导 ２０ ｄ 时试管苗根数较少(平均根数为 １􀆰１
条)ꎬ 这两种情况均不利于后期移栽成活ꎮ 综合考
虑试管苗的生根率和生根质量ꎬ 确定 １􀆰０ ｍｇ / Ｌ
ＩＢＡ诱导 ３０ ｄ 为最佳处理ꎬ 其生根率为 ５３􀆰１％ꎬ
平均根数 ２􀆰６ 条ꎬ 平均根长 １􀆰７ ｃｍꎬ 且试管苗基
部愈伤组织极少(级别 １ꎬ 表 ２)ꎮ
２􀆰 ３􀆰 ２　 复壮培养对生根和驯化移栽的影响
生根前进行复壮培养有利于提高‘正午’试管
苗的生根率和移栽成活率(表 ３)ꎮ 复壮培养 ２０ ｄ
为最佳处理ꎬ 其生根率 (７７􀆰２％)和移栽成活率
(９２􀆰１％)皆显著高于对照组ꎬ 且生根质量较好ꎬ 每
５４１　 第 １期　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 文书生等: ‘正午’牡丹微繁殖体系的建立
表 １　 ＮＨ４ＮＯ３和 Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４ Ｈ２Ｏ浓度对‘正午’牡丹试管苗增殖和生长的影响
Ｔａｂｌｅ １　 Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ＮＨ４ＮＯ３ ａｎｄ Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４ Ｈ２Ｏ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｎ ｔｈｅ ｉｎ ｖｉｔｒｏ
ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ Ｐａｅｏｎｉａ × ｌｅｍｏｉｎｅｉ ‘Ｈｉｇｈ Ｎｏｏｎ’
ＮＨ４ＮＯ３
(ｍｇ / Ｌ)
Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰
４ Ｈ２Ｏ
(ｍｇ / Ｌ)
增殖率 (ｎ)
Ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｉｏｎ ｒａｔｅ
平均茎长 (ｃｍ)
Ｓｔｅｍ ｌｅｎｇｔｈ
单株叶片数 (ｎ)
Ｌｅａｆ ｎｕｍｂｅｒ
芽的质量等级
Ｑｕａｌｉｔｙ ｌｅｖｅｌ
ｏｆ ｓｈｏｏｔｓ
１００
５５６ １.４ ± ０.１ ｈ ０.９ ± ０.１ ｄ ２.８ ± ０.６ ｆ ＋
１１１２ １.４ ± ０.１ ｈ １.２ ± ０.１ ｃｄ ３.７ ± ０.９ ｆ ＋
１６６８ １.７ ± ０.１ ｆｇｈ １.３ ± ０.２ ｂｃ ５.８ ± ０.９ ｅ ＋＋
２２２４ １.７ ± ０.２ ｇｈ １.４ ± ０.１ ｂｃ ６.５ ± １.１ ｅ ＋＋
２７８０ ２.０ ± ０.３ ｅｆｇ １.６ ± ０.３ ａｂ ６.６ ± ０.７ ｅ ＋＋
２００
５５６ １.８ ± ０.２ ｇｈ １.３ ± ０.１ ｃ ３.２ ± ０.９ ｆ ＋
１１１２ ２.４ ± ０.４ ｃｄｅ １.５ ± ０.２ ｂ ７.３ ± １.４ ｄｅ ＋＋
１６６８ ２.６ ± ０.３ ｃｄ １.７ ± ０.１ ａｂ ８.３ ± １.３ ｃｄ ＋＋
２２２４ ２.９ ± ０.３ ｂｃ １.８ ± ０.３ ａ ８.７ ± １.５ ｂｃｄ ＋＋
２７８０ ３.１ ± ０.５ ｂ １.９ ± ０.３ ａ ８.７ ± １.５ ｂｃｄ ＋＋
４００
５５６ １.７ ± ０.２ ｇｈ １.４ ± ０.２ ｂｃ ３.６ ± ０.５ ｆ ＋＋
１１１２ ２.３ ± ０.３ ｄｅｆ １.６ ± ０.２ ａｂ ７.１ ± ０.６ ｄｅ ＋＋＋
１６６８ ３.０ ± ０.１ ｂ １.７ ± ０.２ ａｂ ９.８ ± ０.９ ａｂｃ ＋＋＋
２２２４ ３.２ ± ０.２ ａｂ １.８ ± ０.３ ａｂ １０.２ ± １.２ ａｂ ＋＋
２７８０ ３.６ ± ０.４ ａ １.８ ± ０.２ ａｂ １１.４ ± ２.４ ａ ＋＋
　 　 注: 表中数据为 Ｍ ± ＳＤꎬ同列不同小写字母表示在 Ｐ ≤ ０.０５水平上差异显著(下同)ꎮ ＋＋＋ꎬ茎深绿、粗壮ꎬ叶片伸展ꎻ ＋＋ꎬ茎中绿、健
壮ꎬ 叶片细长ꎻ ＋ꎬ 茎浅绿、 细弱ꎬ 叶片细小ꎮ
Ｎｏｔｅｓ: Ｄａｔａ ｉｎ ｔｈｅ ｔａｂｌｅ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔ ｍｅａｎ ± ｓｔａｎｄａｒｄ ｄｅｖｉａｔｉｏｎꎬ ａｎｄ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｎｏｒｍａｌ ｌｅｔｔｅｒｓ ｉｎ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｃｏｌｕｍｎ ｉｎｄｉｃａｔｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ ａｔ ｔｈｅ Ｐ≤０.０５ ｌｅｖｅｌ. Ｓａｍｅ ｂｅｌｏｗ. ＋＋＋ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ ｓｔｒｏｎｇꎬ ｔｈｉｃｋꎬ ｄａｒｋ ｇｒｅｅｎ ｓｔｅｍ ｗｉｔｈ ｅｘｐａｎｄｅｄ ｌｅａｖｅｓꎻ ＋＋ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ
ｓｔｒｏｎｇꎬ ｇｒｅｅｎ ｓｔｅｍ ｗｉｔｈ ｓｌｅｎｄｅｒ ｌｅａｖｅｓꎻ ＋ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ ｔｈｉｎ ｓｔｅｍ ｗｉｔｈ ｓｍａｌｌ ａｎｄ ｓｌｅｎｄｅｒ ｌｅａｖｅｓ.
表 ２　 ＩＢＡ浓度和诱导时间对‘正午’牡丹试管苗生根的影响
Ｔａｂｌｅ ２　 Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ＩＢＡ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｒｏｏｔ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｄｕｒａｔｉｏｎ ｏｎ ｔｈｅ
ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｒｏｏｔｉｎｇ ｏｆ Ｐａｅｏｎｉａ × ｌｅｍｏｉｎｅｉ ‘Ｈｉｇｈ Ｎｏｏｎ’
ＩＢＡ
(ｍｇ / Ｌ)
诱导时间 (ｄ)
Ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ
ｄｕｒａｔｉｏｎ
生根率 (％)
Ｒｏｏｔｉｎｇ
ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ
平均根数
Ｒｏｏｔ ｎｕｍｂｅｒ
平均根长 (ｃｍ)
Ｒｏｏｔ ｌｅｎｇｔｈ
基部愈伤
组织等级
Ｃａｌｌｕｓ ｆｏｒｍａｔｉｏｎ
１.０
１０ ２６.５ ± １.３ ｆ １.０ ± ０.０ ｆ １.４ ± ０.２ ｄ １
２０ ４７.５ ± ３.５ ｂｃ １.１ ± ０.１ ｆ １.５ ± ０.２ ｃｄ １
３０ ５３.１ ± ４.４ ｂ ２.６ ± ０.１ ｂ １.７ ± ０.２ ｂｃｄ １
３.０
１０ ３３.２ ± ０.７ ｅｆ １.０ ± ０.０ ｆ １.６ ± ０.３ ｂｃｄ １
２０ ４７.６ ± ４.１ ｂｃ １.４ ± ０.１ ｅｆ １.７ ± ０.３ ｂｃｄ ２
３０ ６０.９ ± １.８ ａ ３.２ ± ０.２ ａ ２.３ ± ０.４ ａ ２
５.０
１０ ３３.４ ± ４.７ ｅ １.２ ± ０.２ ｆ １.７ ± ０.１ ｂｃｄ １
２０ ４１.５ ± ２.１ ｃｄ １.６ ± ０.１ ｄｅ １.６ ± ０.１ ｂｃｄ ２
３０ ４７.２ ± ２.３ ｂｃ ２.２ ± ０.３ ｂｃ １.７ ± ０.０ ｂｃｄ ３
７.０
１０ ３７.２ ± ０.３ ｄｅ １.３ ± ０.４ ｅｆ １.５ ± ０.０ ｃｄ ２
２０ ４１.３ ± ４.６ ｃｄ ２.２ ± ０.２ ｃ ２.０ ± ０.２ ａｃ ３
３０ ５０.６ ± ３.５ ｂ ２.８ ± ０.１ ａｂ ２.２ ± ０.４ ａｂ ３
９.０
１０ ３７.６ ± ４.５ ｄｅ １.８ ± ０.３ ｃｄ １.５ ± ０.３ ｃｄ ２
２０ ４２.５ ± １.９ ｃｄ １.７ ± ０.１ ｄｅ １.９ ± ０.２ ａｂｃ ３
３０ ４２.９ ± ３.１ ｃｄ １.３ ± ０.１ ｅｆ １.５ ± ０.４ ｃｄ ３
　 　 注: １. 愈伤组织极少ꎻ ２. 基部膨大ꎬ 有少数愈伤组织出现ꎻ ３. 基部严重愈伤化ꎬ 根从愈伤组织发出ꎮ 下同ꎮ
Ｎｏｔｅｓ: １ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ ｎｅａｒｌｙ ｎｏ ｃａｌｌｕｓꎬ ２ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ ｓｍａｌｌ ｃａｌｌｕｓꎬ ａｎｄ ３ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ ｌａｒｇｅ ｃａｌｌｕｓ. Ｓａｍｅ ｂｅｌｏｗ.
６４１ 植 物 科 学 学 报 第 ３４卷　
表 ３　 复壮培养对‘正午’牡丹试管苗生根和驯化移栽的影响
Ｔａｂｌｅ ３　 Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｒｅｊｕｖｅｎａｔｉｏｎ ｃｕｌｔｕｒｅ ｏｎ ｔｈｅ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｒｏｏｔｉｎｇ ａｎｄ ａｃｃｌｉｍａｔｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ Ｐａｅｏｎｉａ × ｌｅｍｏｉｎｅｉ ‘Ｈｉｇｈ Ｎｏｏｎ’
复壮培养天数 (ｄ)
Ｒｅｊｕｖｅｎａｔｉｏｎ
ｃｕｌｔｕｒｅ
生根率 (％)
Ｒｏｏｔｉｎｇ
ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ
平均根数
Ｒｏｏｔ ｎｕｍｂｅｒ
平均根长 (ｃｍ)
Ｒｏｏｔ ｌｅｎｇｔｈ
基部愈伤
组织等级
Ｃａｌｌｕｓ
ｆｏｒｍａｔｉｏｎ
移栽成活率(％)
Ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ
０ (对照) ５４.０ ± ０.９ ｂ ２.３ ± ０.３ ｂｃ ３.４ ± １.２ ａ １ ６５.３ ± ２.３ ｃ
２０ ７７.２ ± ８.７ ａ ２.８ ± ０.２ ａ ３.０ ± ０.７ ａ １ ９２.１ ± ６.１ ａ
３０ ６５.０ ± ９.４ ａｂ ２.２ ± ０.１ ｃ ２.７ ± １.０ ａ １ ９０.７ ± ４.６ ａｂ
４０ ５９.５ ± ６.０ ｂ ２.６ ± ０.３ ａｂ ２.６ ± １.０ ａ １ ８４.０ ± ６.９ ｂ
株试管苗的平均根数为 ２􀆰８条ꎬ 平均根长 ３􀆰０ ｃｍꎬ
基部愈伤组织极少(图版Ⅰ: ５、 ６)ꎻ 试管苗移栽
后可以正常生长、 开花(图版Ⅰ: ７、 ８)ꎮ 但进一
步延长复壮培养时间(３０ ~ ４０ ｄ)ꎬ ‘正午’试管苗
的生根率和移栽成活率逐渐下降ꎮ
３　 讨论
基于笔者课题组的前期研究基础[１２－１４]ꎬ 本研
究从植物微繁殖的 ４ 个阶段(初代培养、 增殖、 生
根与移栽)分别展开研究[２１]ꎬ 并解决了‘正午’牡
丹微繁殖中增殖率低、 生根难和移栽成活率低的问
题ꎬ 优化建立了 ‘正午’牡丹的微繁殖技术体系ꎮ
在无菌培养阶段ꎬ 孔祥生和张妙霞[７]认为早春的
腋芽是最适宜牡丹微繁殖的外植体ꎬ 故本研究以早
春取材的‘正午’腋芽为外植体ꎬ 启动培养 ５０ ｄ
后ꎬ 一个腋芽可切分成约 １３ 个繁殖体用于增殖
培养ꎮ
在牡丹微繁殖的增殖培养阶段ꎬ 大量文献报道
主要集中于植物生长调节剂的筛选上[１６]ꎬ 而本研
究通过调整培养基成分实现了促进增殖的目的ꎮ
ＷＰＭ培养基是木本植物组织培养的专用培养
基[２２]ꎬ 其中 Ｃａ２＋以 ＣａＣｌ２和 Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４Ｈ２Ｏ 两
种形式存在ꎮ 在李萍[１２]筛选的牡丹培养基的基础
上ꎬ 我们以 ＷＰＭ 为基本培养基并附加 ０􀆰５ ｍｇ / Ｌ
ＢＡ和 ０􀆰２ ｍｇ / Ｌ ＧＡ３ꎬ 发现提高ＷＰＭ培养基中的
Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４Ｈ２Ｏ 浓度至 １６６８ ｍｇ / Ｌꎬ ‘正午’试
管苗的增殖率可达到 ３􀆰０ꎬ 且子代腋芽较为粗壮ꎮ
在牡丹[６]和薰衣草[２３]的组织培养中发现ꎬ 将 ＭＳ
培养基中 ＣａＣｌ２浓度加倍可有效减轻试管苗的玻璃
化和茎尖坏死现象ꎻ Ｌｉ 等[２４]研究发现ꎬ 提高 ＭＳ
培养基中 ＮＯ－３－Ｎ / ＮＨ
＋
４－Ｎ 的比值可促进牡丹试管
苗的增殖和生长ꎻ 本研究中 Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４Ｈ２Ｏ 浓
度的提高导致 Ｃａ２＋浓度和 ＮＯ－３－Ｎ / ＮＨ
＋
４－Ｎ 的比值
同时上升ꎬ 从而显著促进了‘正午’试管苗的增殖
和生长ꎮ 因此ꎬ 以 ＷＰＭ为基本培养基并提高其中
Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４Ｈ２Ｏ浓度ꎬ 可能是除筛选生长调节剂
以外提高牡丹试管苗增殖率的另一有效途径ꎮ
生根和移栽是牡丹微繁殖技术的两大难题ꎬ 主
要表现为生根率低ꎬ 甚至有些品种尚未获得生根
苗ꎻ 其次ꎬ 生根质量差ꎬ 根茎连接处形成大量愈伤
组织ꎬ 使根茎间形成离层阻碍养分和水分的吸收ꎬ
导致移栽成活率低ꎬ 且移栽后愈伤组织极易腐烂ꎬ
从而导致植株死亡[１６]ꎮ 很多研究认为ꎬ 植物生长
调节剂对牡丹试管苗生根起着关键作用ꎬ 与 ＮＡＡ、
ＩＡＡ相比ꎬ ＩＢＡ诱导生根效果最佳ꎬ 但不同品种的
最佳处理浓度存在差异[４ꎬ７ꎬ１１ꎬ１５ꎬ２５]ꎮ １ / ２ ＭＳ是植物
生根培养的常用培养基[１６ꎬ２６ꎬ２７]ꎬ 本研究以 １ / ２ ＭＳ
(２９６ ｍｇ / Ｌ ＣａＣｌ２)为基本生根培养基发现ꎬ 低浓
度 ＩＢＡ的长时间诱导有利于‘正午’牡丹试管苗生
根ꎬ １􀆰０ ｍｇ / Ｌ ＩＢＡ且诱导 ３０ ｄ时为最佳生根组合
(生根率为 ５３􀆰１％ꎬ 每株试管苗的平均根数为 ２􀆰６
条、 平均根长 １􀆰７ ｃｍꎬ 且试管苗基部愈伤组织极
少)ꎮ 在蓝莓[２８] 、 枸杞[２９]和杨树[３０]等木本植物
的试管苗生根研究中ꎬ 在含有较高浓度的细胞分
裂素的增殖培养阶段后就进行低浓度细胞分裂素
或不含细胞分裂素的复壮培养ꎬ 可以改变试管苗
内源激素水平的平衡ꎬ 从而有利于后期的生根和
移栽ꎮ 我们在生根培养前将试管苗于培养基[１ / ２
ＭＳ ＋ ０􀆰５ ｇ / Ｌ 活性炭]上复壮培养 ２０ ｄꎬ 与对照
组相比ꎬ 其生根率由 ５４􀆰０％提高到 ７７􀆰２％ꎬ 移栽
成活率由 ６５􀆰３％提高到 ９２􀆰１％ꎬ 显著高于邱金
梅[１４]对该品种的前期研究结果 (生根率 ５０􀆰０％ꎬ
移栽成活率 ６８􀆰９％)ꎮ 这说明生根前进行复壮培养
可大幅提高牡丹试管苗的生根率和移栽成活率ꎬ 故
建议在牡丹微繁殖体系中使用ꎮ
生产效率决定了微繁殖技术的产业化应用价
７４１　 第 １期　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 文书生等: ‘正午’牡丹微繁殖体系的建立
值ꎬ 根据 Ｋａｕｒ 和 Ｓａｎｄｈｕ[３１]在甘蔗微繁殖产业化
生产中建立的方法ꎬ 对本研究优化建立的‘正午’
微繁殖体系进行生产效率评估ꎮ 假设外植体个数
Ａ ＝ １ꎬ 接种污染率为 ０ꎬ 启动培养后一个外植体
获得 Ｙ 个繁殖体: Ｙ ＝ １３ (启动培养 ５０ ｄ )ꎬ 增
殖率 Ｚ ＝ ３ (继代周期 ３５ ｄ )ꎬ 继代次数 ｎ ＝ ７ꎬ
生根率 Ｓ ＝ ７７􀆰２％ (７０ ｄ)ꎬ 培养污染率 Ｗ ＝
３􀆰０％ꎬ 移栽成活率 Ｕ ＝ ９２􀆰１％ (９０ ｄ)ꎬ 则采用该
技术对 １个鳞芽培养 ４５５ ｄ (１５ 个月)的试管苗产
量: Ａ􀅰Ｙ􀅰Ｚ ｎ􀅰Ｓ􀅰(１－Ｗ )􀅰Ｕ ＝ １ × １３ × ３７ ×
７７􀆰２％ × (１－３％)× ９２􀆰１％ ＝ １９６０８株ꎮ 因此ꎬ 按
照本研究优化建立的‘正午’牡丹微繁殖体系能够
实现其种苗的快速大量繁殖ꎬ 并将为牡丹种苗生产
提供新途径ꎬ 这对于牡丹产业化发展具有重要意义
与推广前景ꎮ
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８４１ 植 物 科 学 学 报 第 ３４卷　
ｂｙ ｃｈｉｌｌｉｎｇ ｉｓ ｃｏｒｒｅｌａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎｓ ｏｆ ａｂｓｃｉｓｉｃ ａｃｉｄꎬ
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ｇａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｏｕｎｔａｉｎ ｌａｕｒｅｌꎬ Ｋａｌｍｉａ ｌａｔｉｆｏｌｉａꎬ ｂｙ ｕｓｅ ｏｆ ｓｈｏｏｔ￣
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[２３] 　 Ｍａｃｈａｄｏ ＭＰꎬ ｄａ Ｓｉｌｖａ ＡＬＬꎬ Ｂｉａｓｉ ＬＡꎬ Ｄｅｓｃｈａｍｐｓ Ｃꎬ
Ｂｅｓｐａｌｈｏｋ Ｆｉｌｈｏ ＪＣꎬ Ｚａｎｅｔｔｅ Ｆ. Ｉｎｆｌｕｅｎｃｅ ｏｆ ｃａｌｃｉｕｍ ｃｏｎ￣
ｔｅｎｔ ｏｆ ｔｉｓｓｕｅ ｏｎ ｈｙｐｅｒｈｙｄｒｉｃｉｔｙ ａｎｄ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐ ｎｅｃｒｏｓｉｓ ｏｆ ｉｎ
ｖｉｔｒｏ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｅｄ ｓｈｏｏｔｓ ｏｆ Ｌａｖａｎｄｕｌａ ａｎｇｕｓｔｉｆｏｌｉａ Ｍｉｌｌ.
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ｖｉｔｒｏ ｒｏｏｔｉｎｇ ｏｆ Ｐａｅｏｎｉａ ｓｕｆｆｒｕｔｉｃｏｓａ Ａｎｄｒ. ｃｖ. ‘Ｍｍｅ ｄｅ
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Ｇａｏ ＪＭꎬ Ｄａｉ ＺＺꎬ Ｙａｎｇ Ｆꎬ Ｚｈａｎｇ ＳＱꎬ Ｃｈｅｎꎬ ＨＬꎬ Ｚｈｅｎｇ
ＪＬꎬ Ｙｉ ＫＸ. Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｓｙｓｔｅｍ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｍｅｎｔ ｏｆ ｄｉｓｅａｓｅ￣
ｒｅｓｉｓｔａｎｔ ａｓｐａｒａｇｕｓ ｖａｒｉｅｔｙ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｊｏｕｒｎａｌꎬ
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ｅｘｐｌａｎｔｓ ｏｆ Ｐｅｒｉｌｌａ ｆｒｕｔｅｓｃｅｎｓ Ｌ. Ｂｒｉｔｔｏｎ[Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅ
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Ｌｉｕ Ｍꎬ Ｓｕ Ｑꎬ Ｌｉｕ ＪＷ. Ｅｘ ｖｉｔｒｏ ｒｏｏｔｉｎｇ ｏｆ Ｐｏｐｕｌｕｓ × ｅｕ￣
ｒａｍｅｒｉｃａｎａ ｃｖ. Ｎｅｖａ ｍｉｃｒｏｓｈｏｏｔｓ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ
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ｇａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｕｇａｒｃａｎｅ (Ｓａｃｃｈａｒｕｍ ｏｆｆｉｃｉｎａｒｕｍ Ｌ.) ｆｒｏｍ ｓｐｉ￣
ｎｄｌｅ ｌｅａｆ ｒｏｌｌ ｓｅｇｍｅｎｔｓ: Ｃｏｓｔ ａｎａｌｙｓｉｓ ｆｏｒ ａｇｒｉ￣ｂｕｓｉｎｅｓｓ
ｉｎｄｕｓｔｒｙ[Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｔｉｓｓ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔꎬ ２０１５ꎬ １２０(１):
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９４１　 第 １期　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 文书生等: ‘正午’牡丹微繁殖体系的建立
文书生等: 图版Ⅰ ＷＥＮ Ｓｈｕ￣Ｓｈｅｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ｐｌａｔｅ Ⅰ
1 2
4 5 6
7 8
3
１. ‘正午’牡丹的成年开花植株ꎻ ２. 对鳞芽外植体进行初代培养 ５０ ｄ时产生的芽丛ꎻ ３. 初代培养 ５０ ｄ 后ꎬ 切取用于增殖培
养的健壮单芽(上排)和小芽丛(下排)ꎻ ４. ＷＰＭ 培养基中 ＮＨ４ＮＯ３浓度不变(４００ ｍｇ / Ｌ)ꎬ Ｃａ(ＮＯ３) ２􀅰４ Ｈ２Ｏ 浓度分别为
５５６、 １１１２、 １６６８、 ２２２４、 ２７８０ ｍｇ / Ｌ(从左到右)ꎬ 且增殖培养 ３５ ｄ时产生的芽丛ꎻ ５. 复壮培养 ２０ ｄ时的试管苗(用于
生根培养)ꎻ ６. 生根培养 ５０ ｄ时的生根苗ꎻ ７. 在温室生长两年的组培苗ꎻ ８. 将组培苗移入大田生长三年后进入开花期ꎮ
１. Ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ ａｄｕｌｔ ｐｌａｎｔ ｏｆ Ｐａｅｏｎｉａ × ｌｅｍｏｉｎｅｉ ‘Ｈｉｇｈ Ｎｏｏｎ’ꎻ ２. Ｓｈｏｏｔ ｃｌｕｓｔｅｒ ｉｎｄｕｃｅｄ ｆｒｏｍ ｅｘｐｌａｎｔ ａｆｔｅｒ ５０ ｄ ｏｆ ｉｎｉｔｉａｌ ｃｕｌ￣
ｔｕｒｅꎻ ３. Ａｆｔｅｒ ５０ ｄ ｏｆ ｉｎｉｔｉａｌ ｃｕｌｔｕｒｅꎬ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｃｌｕｓｔｅｒ ｗａｓ ｄｉｖｉｄｅｄ ｉｎｔｏ ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌ ｓｈｏｏｔｓ (ｕｐｐｅｒ ｒｏｗ) ａｎｄ ｎｏｄａｌ ｐｏｒｔｉｏｎｓ
ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｓｍａｌｌ ａｘｉｌｌａｒｙ ｓｈｏｏｔｓ ( ｌｏｗｅｒ ｒｏｗ)ꎻ ４. Ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ＮＨ４ＮＯ３ ｉｎ ＷＰＭ ｕｎｃｈａｎｇｅｄ (４００ ｍｇ / Ｌ)ꎬ ｔｈｅ
ｓｈｏｏｔ ｃｌｕｓｔｅｒｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｗｉｔｈ ５５６ (ｃｏｎｔｒｏｌ)ꎬ １１１２ꎬ １６６８ꎬ ２２２４ꎬ ｏｒ ２７８０ ｍｇ / Ｌ Ｃａ (ＮＯ３) ２􀅰４ Ｈ２Ｏ ａｆｔｅｒ ３５ ｄ ｏｆ ｍｕｌｔｉｐｌｉｃａ￣
ｔｉｏｎ ｃｕｌｔｕｒｅ ( ｌｅｆｔ ｔｏ ｒｉｇｈｔ)ꎻ ５. Ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ａｆｔｅｒ ２０ ｄ ｏｆ ｒｅｊｕｖｅｎａｔｉｏｎ ｃｕｌｔｕｒｅ (ｕｓｅｄ ａｓ ｒｏｏｔｉｎｇ ｍａｔｅｒｉａｌ)ꎻ ６. Ｒｏｏｔｅｄ
ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ａｆｔｅｒ ５０ ｄ ｏｆ ｒｏｏｔｉｎｇ ｃｕｌｔｕｒｅꎻ ７. Ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｇｒｏｗｎ ｉｎ ｔｈｅ ｇｒｅｅｎｈｏｕｓｅ ｆｏｒ ｔｗｏ ｙｅａｒｓꎻ ８. Ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ ｐｌａｎｔｌｅｔ
ｇｒｏｗｎ ｉｎ ｔｈｅ ｆｉｅｌｄ ｆｏｒ ｔｈｒｅｅ ｙｅａｒｓ.
(责任编辑: 刘艳玲)
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