全 文 ：作物学报 ACTA AGRONOMICA SINICA 2013, 39(6): 1045−1053 http://www.chinacrops.org/zwxb/
ISSN 0496-3490; CODEN TSHPA9 E-mail: xbzw@chinajournal.net.cn

本研究由国家现代农业产业技术体系建设专项 (CARS-14-07B), 国家自然科学基金项目 (31101177)和山东省自然科学基金项目
(ZR2011CQ027)资助。
* 通讯作者(Corresponding author): 万勇善, E-mail: yswan@sdau.edu.cn, Tel: +86 (0)538 8241540
第一作者联系方式: E-mail: saqsshh@sdau.edu.cn **同等贡献(Contributed equally to this work)
Received(收稿日期): 2012-07-06; Accepted(接受日期): 2013-01-15; Published online(网络出版日期): 2013-02-19.
URL: http://www.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20130219.1020.007.html
DOI: 10.3724/SP.J.1006.2013.01045
花生干旱胁迫响应基因的数字表达谱分析
孙爱清 1,** 张杰道 2,** 万勇善 1,* 刘风珍 1 张 昆 1 孙 利 1
1 山东农业大学农学院 / 作物生物学国家重点实验室 / 山东省作物生物学重点实验室, 山东泰安 271018; 2 山东农业大学生命科学
学院, 山东泰安 271018
摘 要: 以抗旱性强的花生品种丰花 5号为材料, 利用 Solexa高通量测序技术对 15% PEG处理后的花生叶片 cDNA
文库进行差异基因表达谱分析。结果表明, 转录组基因表达表现出高度的不均一性和冗余性, 低于 10 个拷贝的标签
占总标签种类的 73.1%, 但其表达量只占总标签表达量的 9.0%。根据已知序列信息鉴定出 935 个差异表达基因, 其
中 64.5%下调表达。基因功能分析表明, 差异表达基因广泛涉及糖、蛋白、核酸和脂类等生物大分子代谢、能量代谢
以及次生代谢过程。在花生干旱响应基因表达谱分析中, 发现 9 个类黄酮代谢相关基因在干旱胁迫下显著上调表达,
其中 4个编码类黄酮合成酶类, 3个编码甲基转移酶, 2个编码 MYB转录因子。通过半定量 RT-PCR对花生苯丙氨酸
解氨酶基因(AhPAL)表达分析表明, 15%PEG干旱胁迫 6 h诱导该基因显著表达。推测类黄酮代谢在花生干旱胁迫响
应中起重要作用。
关键词: 花生; 干旱; 高通量测序; 基因表达谱
In silico Expression Profile of Genes in Response to Drought in Peanut
SUN Ai-Qing1,**, ZHANG Jie-Dao2,**, WAN Yong-Shan1,*, LIU Feng-Zhen1, ZHANG Kun1, and SUN Li1
1 State Key Laboratory of Crop Biology / Shandong Key Laboratory of Crop Biology / College of Agriculture, Shandong Agricultural University,
Tai’an 271018, China; 2 College of Life Sciences, Shandong Agricultural University, Tai’an 271018, China
Abstract: Drought, one of the most important abiotic stresses, usually causes adverse effects on the productivity and quality of
crops. In this study, a drought-resistant variety Fenghua 5 was used to analyse leaf cDNA library of peanut treated with 15% PEG
by Solexa high-throughput technology, and detect the differentially expressed genes under drought stress. The results of Solexa
sequencing indicated the gene expression in peanut transcriptome presented strong nonhomogeneity and redundancy. The se-
quenced tags less than 10 copies accounted for 73.1% of the total tag types, however its expression level only accounted for 9.0%
of the total. A total of 935 differentially expressed genes were screened out based on the reference tags, of which 64.5% were
down-regulated. These differentially expressed genes were involved in metabolisms of carbohydrate, protein, nucleic acid, lipid
and energy, and secondary metabolism. Gene expression analysis of peanut also showed that nine transcripts related to flavonoid
metabolism significantly up-regulated under drought stress, including four encoding flavonoid biosynthesis enzymes, three en-
coding methyltransferase and two encoding MYB transcription factor. The gene expression analysis using semi-quantitative
RT-PCR assays indicated that AhPAL was induced significantly by 15% PEG treatment for 6 h. The result showed that flavonoid
metabolism might play an important role in peanut responding to drought stress.
Keywords: Peanut; Drought; High-throughput sequencing; Gene expression profile
干旱是人类面临的严重生态问题, 据统计, 干
旱胁迫对世界作物产量的影响在诸多自然逆境中占
首位, 其危害相当于其他危害之和[1]。改良作物抗旱
性是应对干旱这一世界性难题的重要途径, 利用现
代分子生物学技术研究植物对水分胁迫的应答机制,
进而揭示其抗旱机理, 对于全面认识植物抗旱性的
遗传基础、发掘抗旱基因、培育抗旱节水作物新品
种具有重要意义。
1046 作 物 学 报 第 39卷

花生(Arachis hypogaea L.)是世界第四大油料作
物, 也是我国最重要的经济作物和油料作物之一。
花生生产的发展对于增加农民收入和保障国家油料
安全具有重要意义。干旱半干旱的丘陵地区是我国
花生的集中产区, 该地区花生生长季节雨量分配不
均, 年度间的波动大, 不同地区或不同年份可出现
前期、中期、后期干旱的情况[2]。干旱成为花生生
产过程中主要的非生物限制因子, 不仅在很大程度
上引起花生产量降低, 也会导致黄曲霉抗性下降引
起黄曲霉素污染增加[3]。保守地估计, 我国花生播种
面积的 70％以上常年受不同程度的干旱威胁, 平均
减产 20%以上[4], 可以认为干旱是我国花生生产上
影响面最大的限制因素。
国内外在干旱对花生生长发育的影响、花生抗
旱性的调控方面进行了较多研究[5-7]。近年来的生理
研究表明, 花生抗旱能力相对较强[8-9], 生产上推广
的栽培品种由于遗传背景的差异, 对干旱的耐受能力
也不同[7,11]。抗旱性是一个多基因控制的数量性状[10],
虽然对花生在干旱条件下的生理生化变化有了比较
广泛的研究[6-8,11-12], 但由于花生目前尚没有完整的
基因组序列, 对完整的转录组信息了解不足, 相关
的分子机制仍然主要来自少数独立基因的研究, 难
以获得系统的生物遗传信息。
目前在转录水平上研究基因表达谱变化的方法
主要有基因芯片和高通量测序 2 种[13]。前者是基于
拟南芥、水稻等已经完成测序的基因组序列信息设
计探针, 通过杂交进行定向表达谱分析; 后者是基
于特定限制酶切位点的测序分析, 不需要知道基因
组序列, 适于研究基因组不明确的物种的基因表达
谱。
根据拟南芥和水稻等其他植物基因组的序列信
息对花生进行芯片表达谱比较分析很难精确获得花
生对干旱响应的真实表达谱信息。高通量测序不依
赖基因组序列信息, 因而成为研究植物胁迫响应基
因差异表达的更好选择, 尽管基因组序列不全给差
异表达标签的注释带来一定困难, 但所获得的表达
谱信息能够真实反映胁迫响应机制。本文以筛选出
的抗旱性强的花生品种丰花 5 号为材料 [14], 利用
Solexa 高通量测序技术对花生干旱处理前后转录水
平上的表达谱变化比较分析, 系统研究花生在转录
水平上的干旱响应, 以获得完整的花生干旱胁迫转
录组信息, 为深入探究花生对干旱逆境的防御机制
奠定基础。
1 材料与方法
1.1 试验材料及处理
选用综合性状优良、抗旱性强的中间型大花生
品种丰花 5 号进行数字基因表达谱分析。Solexa 分
析中主要试剂为 Illumina Gene Expression Sample
Prep Kit 和 Solexa 测序芯片 (flowcell), 仪器为
Illumina Cluster Station和 Illumina Genome Analyzer
系统。取饱满一致的高活力丰花 5号花生种子 30粒,
8次重复, 播种于沙床上, 25℃光照培养 7 d, 将生长
整齐一致的花生幼苗分为 2 组 , 一组加入 15%
PEG6000溶液模拟干旱处理 12 h [15], 另一组正常供
水作为对照。干旱胁迫处理结束后取花生完全展开
叶片、混合, 于 RNA保存液中保存, 用于基因表达
谱分析。
对 25℃正常培养 14 d的丰花 5号花生幼苗进行
15% PEG6000模拟干旱处理, 处理前(0 h)及处理后
1、3、6、9和 12 h分别取幼苗第 1片复叶, 以液氮
速冻后于–80℃保存 , 用于花生苯丙氨酸解氨酶
AhPAL (phenylalanine ammonia-lyase)基因表达丰度
的半定量 RT-PCR分析。
1.2 花生叶片 RNA提取及反转录
以 TRIzol法提取 6 µg叶片总 RNA, 利用 Oligo
(dT)磁珠吸附纯化 mRNA, 并以 Oligo (dT)引导反转
录合成双链 cDNA。
1.3 花生叶片干旱 Solexa表达谱分析
用 Nla III 酶切双链 cDNA (识别并切断 cDNA
上的 CATG 位点), 利用磁珠沉淀纯化带有 3端的
cDNA 片段 , 将其 5末端连接 Illumina 接头 1。
Illumina接头 1与 CATG位点的结合处是 Mme I的
识别位点, Mme I 是一种识别位点与酶切位点分离
的内切酶, 酶切 CATG位点下游 17 bp处, 这样就产
生了带有接头 1 的 Tag。通过磁珠沉淀去除 3片段
后, 在 Tag 3末端连接 Illumina接头 2, 从而获得两
端连有不同接头序列的 21 bp标签文库。经过 15个
循环的 PCR线性扩增后, 通过 6% TBE聚丙烯酰胺
凝胶电泳纯化 85 碱基条带, 解链后, 单链分子被加
到 Solexa 测序芯片上并固定, 每条分子经过原位扩
增成为一个单分子簇(cluster)测序模板, 加入 4色荧
光标记的 4 种核苷酸 , 采用边合成边测序法 (se-
quencing by synthesis, SBS)测序, Read的测序读长
为 35 bp。根据 Solexa高通量测序分析的要求, 去除
接头、空载、低质量标签、长度过小过大的标签序
列和拷贝数为 1 的标签(可能是测序错误), 获得去
第 6期 孙爱清等: 花生干旱胁迫响应基因的数字表达谱分析 1047


除杂质的 Clean Tags。对原始 Clean Tags数做标准
化处理(每个基因包含的原始 Clean Tags 数/该样本
中总 Clean Tags 数×1 000 000), 获得标准化的基因
表达量 TPM (transcript per million clean tags)。
1.4 生物信息学分析
参照 Audic 等[16]报道的数字化基因表达谱差异
基因检测方法筛选差异表达基因。利用 Cluster软件,
以欧氏距离作为距离矩阵的计算公式, 对差异表达
基因进行等级聚类分析。参考基因来自数据库
ftp://ftp.ncbi.nih.gov/repository/UniGene/Arachis_hyp
ogea/Ahy.seq.uniq.gz和 ftp://ftp.plantgdb.org/download/
PUT/Arachis_hypogaea/current_version/Arachis_hypo
gaea.mRNA.PUT.fasta.bz2。
1.5 AhPAL基因的表达分析
根据花生 PAL 基因序列(GU477587)设计引物,
PAL210/F 5′-GACCTTGTTCCATTATCATACATTG-3′,
PAL462/R 5′-CAGTAAGAGGCCATGGCGATTTC-
3′。以花生肌动蛋白解聚合因子(actin-depolymerizing
factor, ADF)作为内参基因, 根据 GenBank中基因序
列(DQ320313)设计引物 Adf49/F 5′-GAATGGCAG
TCCATGATGACTG-3′, Adf423/R 5′-CGAGATCCA
TCTCAGTAGGATC-3′。利用 PCR扩增调整内参一
致, AhADF和 AhPAL PCR反应循环数均为 32。
2 结果与分析
2.1 测序质量分析
测序饱和度分析是检验随着测序量的增加, 检
测到的基因是否随之上升。当测序量达到 30 M以上
时, 检测到的基因数目趋于饱和(图 1)。本研究中花
生表达谱测序量达到 120 M, 对标签的检测覆盖完
全能够达到饱和。对照和干旱处理 Clean Tag比对统
计表明, 只有占种类 0.24%的 mRNA 出现错配, 占
总量的 0.16%, 说明测序结果比较稳定。由于选用花
生品种基因组和参考基因来源基因组的序列差异 ,
参考标签只能注释 60%的测序标签。

图 1 花生 Solexa 测序饱和度分析
Fig. 1 Saturation analysis of Solexa sequencing in peanut

2.2 花生高通量测序标签拷贝数和表达量的分
布
正常花生叶片表达谱分析表明 , 拷贝数超过
100的高表达标签种类虽然很少(3.9%), 但表达量占
mRNA 总表达量的 68.2%; 而拷贝数小于 5 的标签
虽然表达量小(占 mRNA总量 5.4%), 但在种类上非
常丰富, 占 mRNA种类的 58.5%。拷贝数 2~10的标
签占 mRNA种类的 73.1%, 而表达量只占 mRNA总
量的 9.0%。这说明细胞中基因表达表现出高度的不
均一性和冗余性, 少数基因呈现高丰度表达, 而大
多数基因表达水平很低(表 1)。
对照和干旱处理测序结果的 SPSS 相关性分析
表明 , 2 种条件下测序标签表达量分布高度一致 ,
Pearson 相关系数(r)为 0.954 (图 2-A)。说明干旱处
理条件下尽管基因表达谱会发生变化, 但与正常条
件下的标签表达量分布相似, 都表现为大多数标签
表达量较低, 只有少数标签呈高水平表达。从两种
条件下标签的拷贝数比值分布来看(图 2-B), 处理前
后有 98.6%的标签的拷贝数变化在 5 倍以内, 说明
大多数干旱响应基因的表达变化为低水平调控。此

表 1 正常花生叶片表达不同拷贝数的 Clean Tag 表达量和种类分布
Table 1 Expression level and classes of Clean Tags with different copies expressed in control peanut leaves
Clean Tag拷贝数
Clean Tag copy number
Clean Tag表达量
Clean Tag gene expression
Clean Tag种类
Clean Tag species
2–5 185164 (5.40%) 61165 (58.51%)
6–10 123508 (3.60%) 16276 (14.61%)
11–20 167850 (4.90%) 11437 (10.27%)
21–50 312475 (9.12%) 9844 (8.84%)
51–100 300699 (8.77%) 4286 (3.85%)
>100 2337347 (68.20%) 4374 (3.93%)
1048 作 物 学 报 第 39卷


图 2 花生正常和干旱条件下特异标签表达量相关性(A)及比值分布(B)
Fig. 2 Relativity of expression levels (A) and ratio distribution (B) of distinct tags in peanut under control and drought stress

外, 干旱处理后表达谱的变化是双向的。其中, 1.0%
的测序标签表现为表达下调, 0.4%测序标签表现为
表达上调。
2.3 花生干旱响应的差异表达基因分析
在进行差异表达基因分析过程中, 选取了参考
基因 26 209 个, 其中可被检测的(含有 CATG 位点)
有效参考基因 22 996 个, 占参考基因总数的 87.7%
(图 3)。由有效参考基因产生的 75 837个参考标签中
特征标签为 72 771 个, 占 95.9%。与测序饱和度分
析的结果一致, 由于花生没有完整的基因组序列和
试验材料遗传背景的差异, 测序获得的标签很多未
能和已知的参考基因匹配, 这些标签占全部标签数
量的 66.9% (CK)和 69.3% (DT)。这些未能匹配的测
序标签对应基因的确定需要完整基因组测序结果或
更长的标签侧翼序列。
按照干旱与正常条件下的基因表达水平差异超
过 2 倍即为差异基因(DEG, differentially expressed
genes)的标准, 在差异表达 Clean tag 中得以注释的
基因有 935个, 其中有 612个 DEG在干旱条件下表
达下调, 323个 DEG表达上调(图 4)。表达下(上)调
2~5倍的基因占 81.4% (79.3%), 表达下(上)调 5~10
倍的基因占 12.6% (13.0%), 表达下(上)调 10倍以上
的基因占 6.0% (7.7%)。差异表达基因的表达水平变
化主要集中在 5倍以内, 表现出高度的不均一性。

图 3 花生正常和干旱条件下差异表达标签和基因分布
Fig. 3 Distribution of differentially expressed tags and genes in peanut under control and drought stress
A: 两样品差异表达标签分布; B: 两样品差异表达基因分布。
A: Distribution of differentially expressed tags of two samples; B: Distribution of differentially expressed genes of two samples.
第 6期 孙爱清等: 花生干旱胁迫响应基因的数字表达谱分析 1049



图 4 花生干旱响应的差异表达基因分析
Fig. 4 Differentially expressed genes of peanut responding to
drought stress

2.4 花生干旱响应差异表达基因的代谢分析
在 KEGG (kyoto encyclopedia of genes and ge-
nomes)数据库代谢途径中对差异表达基因进行功能
注释和分类, 结果表明干旱差异表达基因广泛涉及
物质代谢、能量代谢以及次生代谢等(图 5)。其中与
糖类、蛋白、脂类和核酸等 4 类生物大分子代谢相
关的基因占 43.1% (糖代谢占 12.6%, 蛋白质代谢占
11.9%, 脂类代谢占 9.1%, 核酸代谢占 9.5%); 另外
发现有 14.3%的基因参与氨基酸代谢; 激素代谢和
光合代谢相关基因也占了较高比例。除基本代谢途
径外, 还有 23.6%的基因参与次生代谢的调控。由于
注释信息较少, 有近一半差异表达基因未能在代谢
途径中得以注释, 所以未能获得干旱条件下显著性
富集的代谢路径。
2.5 花生干旱响应的抗氧化防御相关基因
阳离子过氧化物酶基因在干旱胁迫下诱导表达,
谷氧还蛋白、胞质抗坏血酸过氧化物酶等在干旱胁
迫下显著表达上调(表 2)。在花生干旱响应基因表达
谱分析中, 发现 9 个干旱胁迫显著表达上调的基因
参与类黄酮代谢途径, 其中有 4 个类黄酮代谢基因
(无色花色素双加氧酶基因、异黄酮丙二酸单酰转移
酶基因等), 3个甲基转移酶基因和 2个MYB基因(表
3)。上述结果表明, 类黄酮代谢可能在花生干旱胁迫
响应中发挥了重要作用。

图 5 花生干旱诱导差异表达基因的功能分类
Fig. 5 Functional classification of peanut differentially expressed genes responding to drought stress

表 2 干旱诱导或上调的抗氧化酶基因
Table 2 Drought-induced or up-regulated genes encoding antioxidant enzymes
基因信息号
Gene identifier
干旱样本标准化之后
基因表达量
TPM-DT
对照样本标准化之
后基因表达量
TPM-CK
干旱与对照比值
Ratio of DT/CK
基因名称
Gene name
PUT-171a-Arachis_hypogaea-9398 3.07 0 — 阳离子过氧化物酶
Cationic peroxidase
PUT-171a-Arachis_hypogaea-12353 5.58 0.58 9.60 谷氧还蛋白
Glutaredoxin family protein
gnl|UG|Ahy#S54113403 14.23 4.38 3.20 胞质抗坏血酸过氧化物酶
Cytosolic ascorbate peroxidase

1050 作 物 学 报 第 39卷

表 3 干旱胁迫下表达上调的类黄酮代谢相关基因
Table 3 Up-regulated genes involving in flavonoid metabolism under drought stress
基因信息号
Gene identifier
干旱样本标准
化之后基因表
达量
TPM-DT
对照样本标准
化之后基因表
达量
TPM-CK
干旱与对
照比值
Ratio of
DT/CK
基因名称
Gene name
PUT-171a-Arachis_hypogaea-25943 18.14 3.21 5.65 无色花色素双加氧酶
Leucoanthocyanidin dioxygenase
PUT-171a-Arachis_hypogaea-7120 48.28 17.80 2.71 异黄酮丙二酸单酰转移酶
Isoflavonoid malonyl transferase
PUT-171a-Arachis_hypogaea-21573 50.51 24.51 2.06 苯丙氨酸解氨酶
Phenylalanine ammonia-lyase
PUT-171a-Arachis_hypogaea-27225 39.91 19.84 2.01 查尔酮还原酶
Chalcone reductase
PUT-171a-Arachis_hypogaea-9230892 1828.02 163.41 11.19 槲皮素 3-O甲基转移酶
Quercetin-3-O-methyltransferase
PUT-171a-Arachis_hypogaea-21429 22.89 2.92 7.84 咖啡酸/二羟(基)肉桂酸甲基转移酶
Caffeic acid methyltransferase
PUT-171a-Arachis_hypogaea-26006 67.54 20.13 3.36 S-腺苷甲硫氨酸甲基转移酶
S-adenosylmethionine methyltransferase
PUT-171a-Arachis_hypogaea-28918 42.42 14.01 3.03 大豆 MYB50
Soybean MYB50
PUT-171a-Arachis_hypogaea-6556 2.23 0 — 大豆 MYB48
Soybean MYB48

2.6 干旱胁迫下 AhPAL基因的表达分析
利用半定量 RT-PCR 检测干旱胁迫下花生叶片
AhPAL mRNA 转录丰度的变化 , 在对照以及干旱
胁迫处理 1 h和 3 h条件下均未检测到 AhPAL基因
表达(图 6), 而在 15% PEG 胁迫处理 6 h 后 AhPAL
基因开始显著诱导表达, 处理 6、9和 12 h花生叶片
中 AhPAL的表达量差异不明显。

图 6 以半定量 RT-PCR 分析干旱胁迫下 AhPAL 基因的表达
Fig. 6 Transcriptional expression of AhPAL gene under
drought stress using semi-quantitative RT-PCR

3 讨论
植物对干旱胁迫的主要分子响应机制是改变基
因的表达, 通过调控不同代谢途径和信号转导途径,
从转录和翻译水平上作出响应。利用基因芯片已经从
模式植物拟南芥中鉴定了数百个干旱响应基因[17-18]。
另外对一些复苏植物的研究同样表明, 植物对干旱
的适应机制是由诸多基因表达变化为基础的复杂代
谢网络调节。尽管有些胁迫响应机制是广泛存在的,
但抗旱植物常常具有一些自身特异的响应方式, 在
转录水平上研究抗旱植物材料的表达谱差异, 有助
于理解植物抗旱的结构和功能基础。
基因芯片是研究基因表达谱的经典方法, 但只
有在基因组序列明确且遗传背景相同的前提下, 才
能获得准确的表达谱信息[9]。目前只完成拟南芥、
水稻等少数几个植物基因组的测序, 而对其他作物
仍没有完整的基因组序列可供参考, 只能借助其他
基因组序列进行基因芯片分析, 但遗传背景的差异
导致分析结果较高的不确定性, 容易产生错误的表
达信息。相比之下, 高通量测序获得的标签序列是
实际的基因信息, 反应了客观的基因表达变化, 但
后期的标签功能注释同样受制于参考序列的多少。
我们对花生进行 Solexa 测序的结果表明, 此法能够
达到接近饱和、覆盖基因组的全局测序, 不同处理
条件下测序结果的可靠性和稳定性高, 可以满足表
达谱分析的需要。同时, 基因组序列信息的不足对
标签对应的基因注释及差异表达基因的功能注释有
一定影响, 限制了表达谱数据的深入发掘和分析的
全面性。
通过对抗旱性强的花生品种丰花 5 号的高通量
测序和对干旱条件下花生转录组表达变化的全局性
组学分析发现, 虽然胁迫引起表达量发生变化的测
序标签不足 2%, 但对应的差异表达基因的功能多
样, 使花生大多数生化代谢途径都受到了影响。说
明植物转录系统是相对稳定的, 同时又是高度灵敏
的一个开放式表达体系。干旱胁迫下抗氧化、损伤
蛋白的修复和清除、水分保持和离子平衡等相关基
第 6期 孙爱清等: 花生干旱胁迫响应基因的数字表达谱分析 1051


因的诱导表达表明, 花生对干旱胁迫的保护性响应
是多种代谢途径和信号通路共同作用的结果。对花
生干旱胁迫响应表达谱研究中发现 MYB [19-20]、
Dna-J [21]等在转录水平上调控下游基因的表达水平;
糖苷转移酶、β-酮酰 CoA合成酶[22-23]直接作为代谢
调节酶发挥作用; 甲基化酶、热激蛋白[24-25]等通过
影响蛋白和核酸的稳定性来间接发挥作用; 核酸内
切酶、丝氨酸/苏氨酸蛋白酶等通过对核酸或蛋白的
降解, 影响其功能分子含量水平 [26-27]; 另外还发现
许多信号通路下游的功能基因受干旱调节表达, 如
水通道蛋白、LEA蛋白等[28-29]。要改良花生的抗旱
能力, 可能不是某个基因能够单独完成的, 这也是
基因工程改良迄今未能使抗旱育种进入生产应用的
重要原因之一。高通量测序为花生的干旱响应提供
了转录组学的表达谱, 为进一步了解干旱条件下各
代谢途径的相互作用关系, 筛选主效基因, 阐明花
生的抗旱机理, 指导抗旱育种提供了研究基础。
目前, 对植物抗氧化防御体系的研究主要集中
在 APX、CAT、SOD等抗氧化酶系统[30], 而对于非
酶抗氧化系统研究较少。类黄酮作为非酶抗氧化系
统的重要成员, 是最有效的自由基清除剂和脂质过
氧化抑制剂[31]。在植物组织器官中, 类黄酮化合物
的积累是植物应答逆境胁迫的一个重要特性[32]。类
黄酮在植物中具有抗细菌、真菌、防紫外辐射、对
抗低温胁迫等功能[33-34]。另据报道, 高温处理能显
著提高草珊瑚愈伤组织总黄酮含量[35]; 银杏叶片黄
酮苷含量在干旱、高温胁迫下均显著上升, 干旱引
起黄酮苷含量增加的幅度大于高温[36], 表明类黄酮
可能在干旱胁迫、高温胁迫下发挥了重要作用。
我们在花生干旱响应基因表达谱分析中发现 ,
有 9 个干旱胁迫显著表达上调的基因参与类黄酮代
谢途径。其中无色花色素双加氧酶 LDOX 也称花色
素合成酶(ANS), 是花色素苷合成途径中有色代谢
物形成的一个必需步骤。LDOX与黄酮醇合成酶 FLS
基因序列非常相似, 两者的底物结构也非常相似[37],
表明这 2 个酶可能在类黄酮代谢路径中存在竞争关
系。另有研究表明, MYB 基因在类黄酮代谢的调控
过程中发挥重要作用[34]。对拟南芥芯片数据分析表
明[38], 在干旱胁迫下类黄酮代谢相关的基因表达显
著上升, 还发现 3个干旱下显著表达上调的 MYB转
录因子基因, 均参与类黄酮代谢调控; 本研究 2 个
干旱下差异表达的 MYB 转录因子中一个干旱特异
表达, 与大豆 MYB48、拟南芥 MYB12、MYB111 同
源性最高, 而拟南芥 MYB12和 MYB111均参与黄酮
醇生物合成[39]。另一个 MYB与大豆 MYB50 高度同
源, 功能尚不确定。预示类黄酮可能在干旱胁迫下
发挥重要作用, 有必要对干旱胁迫下花生类黄酮的
作用及其代谢调控开展深入研究。
4 结论
鉴定出 935 个差异表达基因, 其中 612 个在干
旱下表达下调, 323个在干旱下表达上调, 在上调基
因中 79.3%表达上调 2~5 倍。差异表达基因广泛涉
及糖、蛋白、核酸和脂类等生物大分子代谢、能量
代谢以及次生代谢过程。发现 9 个类黄酮代谢相关
基因在干旱胁迫下显著表达上调。
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