全 文 ：一种优化的胡杨高效多重 (１２重) ＳＳＲ体系∗
徐　 放ꎬ 赵　 舒ꎬ 邬荣领ꎬ 杜　 芳∗∗
(北京林业大学计算生物学中心ꎬ 林木遗传育种国家工程实验室ꎬ 生物科学与技术学院ꎬ 北京　 １０００８３)
摘要: 微卫星多重 ＰＣＲ方法是一种非常经济并且高通量的基因分型技术ꎮ 本研究在耐干旱、 盐碱的胡杨
(Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ) 中开发出一套荧光标记的 １２重微卫星工作体系ꎮ 该体系包含 １２条表达序列标签微卫
星 (ＥＳＴ￣ＳＳＲ) 引物ꎬ 其中 ３条设计于 ＮＣＢＩꎬ 另外 ９条设计于二代的转录组序列ꎮ 利用该多重微卫星体系
可在单一的 ＰＣＲ反应体系中成功扩增出 １２条表达序列标签的微卫星短序列片段ꎬ 并在胡杨的 ３个自然居
群 ９６个个体中对该体系进行了验证ꎬ 结果显示该体系具有很高的稳定性及多样性ꎮ 同时ꎬ 在杨属的 ５个
派 ７个种中对其通用性进行了检验ꎬ 显示这些引物具有很高的通用性ꎬ 成功扩增率为 ７９％ꎮ 本研究中提供的
１２重多重 ＰＣＲ结合本实验已经公开发表的 ２个 ８重体系对揭示胡杨及其他杨树的进化历史具有重要的作用ꎮ
最后ꎬ 本研究认为引物的选择ꎬ 扩增效率ꎬ 哑等位基因的检测是多重体系开发过程中最为关键的步骤ꎮ
关键词: 胡杨ꎻ 多重 ＰＣＲꎻ 基因分型
中图分类号: Ｑ ７８　 　 　 　 　 　 文献标识码: Ａ　 　 　 　 　 　 　 　 文章编号: ２０９５－０８４５(２０１４)０３－３６５－１０
Ｈｉｇｈ Ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ ＳＳＲ Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ Ｋｉｔｓ (１２￣ｐｌｅｘ) ｆｏｒ Ｅｕｐｈｒａｔｅｓ’
Ｐｏｐｌａｒꎬ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ (Ｓａｌｉｃａｃｅａｅ)
ＸＵ Ｆａｎｇꎬ ＺＨＡＯ Ｓｈｕꎬ ＷＵ Ｒｏｎｇ￣Ｌｉｎｇꎬ ＤＵ Ｆａｎｇ∗∗
(Ｃｅｎｔｅｒ ｆｏｒ Ｃｏｍｐｕｔａｔｉｏｎａｌ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｆｏｒ Ｔｒｅｅ Ｂｒｅｅｄｉｎｇꎬ
Ｂｅｉｊｉｎｇ Ｆｏｒｅｓｔｒｙ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙꎬ Ｂｅｉｊｉｎｇ １０００８３ꎬ Ｃｈｉｎａ)
Ａｂｓｔｒａｃｔ: Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ＰＣＲ ｏｆ ｍｉｃｒｏｓａｔｅｌｌｉｔｅ ｉｓ ａ ｃｏｓｔ￣ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ａｎｄ ｈｉｇｈ￣ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅ ｏｆ ｇｅｎｏｔｙｐｉｎｇ. Ｗｅ ｄｅｖｅｌ￣
ｏｐｅｄ ａ ｎｅｗ １２￣ｐｌｅｘ ＰＣＲ ｋｉｔ ｆｏｒ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａꎬ ｔｈｅ ｏｎｌｙ ｔｒｅｅ ｓｐｅｃｉｅｓ ｉｎ ｄｅｓｅｒｔ ａｒｅａ ｒａｎｇｉｎｇ ｆｒｏｍ Ｗｅｓｔｅｒｎ Ｃｈｉｎａ
ｔｏ Ｍｅｄｉｔｅｒｒａｎｅａｎ ｃｏａｓｔ. Ｔｈｒｅｅ ｐｒｉｍｅｒｓ ｗｅｒｅ ｄｅｓｉｇｎｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｔａｇｓ (ＥＳＴｓ) ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ
ＮＣＢＩ ｄａｔａｂａｓｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ ｎｉｎｅ ｐｒｉｍｅｒｓ ｗｅｒｅ ｄｅｓｉｇｎｅｄ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ＥＳＴ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｏｆ Ｐ􀆰 ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｂｙ
Ｓｏｌｅｘａ. Ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｋｉｔ ｗａｓ ｔｅｓｔｅｄ ｂｙ ９６ ｓａｍｐｌｅｓ ｆｒｏｍ ｔｈｒｅｅ ｎａｔｕｒａｌ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ. Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｓｕｆｆｉｃｉｅｎｔ ａｍ￣
ｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ａｎｄ ｈｉｇｈ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍ. Ａｌｌ ｔｈｅ １２ ｌｏｃｉ ｕｓｅｄ ｉｎ ｔｈｉｓ ｋｉｔ ｓｈｏｗｅｄ ａ ｈｉｇｈ ｔｒａｎｓｆｅｒａｂｉｌｉｔｙ (７９％) ｉｎ
ｏｔｈｅｒ ｓｅｖｅｎ ｓｐｅｃｉｅｓ ｆｒｏｍ ｆｉｖｅ ｓｅｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｔｈｅ ｇｅｎｕｓ. Ｔｈｅ ｎｅｗ １２￣ｐｌｅｘ ｋｉｔ ｃｏｍｂｉｎｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｔｗｏ ｅｉｇｈｔ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｋｉｔｓ
ｗｅ ｈａｄ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｉｎ ｐｒｅｖｉｏｕｓ ｓｔｕｄｉｅｓꎬ ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ ｕｓｅｆｕｌ ｔｏ ｒｅｖｅａｌ ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ａｎｄ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ ｈｉｓｔｏｒｙ ｏｆ ｔｈｅ
Ｐ􀆰 ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ａｎｄ ｒｅｌａｔｅｄ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ｗｅ ｆｏｕｎｄ ｔｈａｔ ｐｒｉｍｅｒｓ ｓｅｌｅｃｔｉｏｎꎬ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙꎬ
ｎｕｌｌ ａｌｌｅｌｅ ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ａｒｅ ｔｈｅ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ｐａｒｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｋｉｔ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ.
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ: Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ＳＳＲꎻ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａꎻ Ｇｅｎｏｔｙｐｉｎｇ
　 Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ Ｏｌｉｖ. (Ｓａｌｉｃａｃｅａｅ)ꎬ ａ ｄｏｍ￣
ｉｎａｎｔ ａｒｂｏｒ ｔｒｅｅ ｉｎ ｔｈｅ ｄｅｓｅｒｔ ｒｅｇｉｏｎｓ ｗｉｔｈ ｒｅｌａｔｉｖｅｌｙ
ａｂｕｎｄａｎｔ ｗａｔｅｒ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ｏｆ ｗｅｓｔｅｒｎ Ｃｈｉｎａꎬ ｃｅｎｔｒａｌ
Ａｓｉａｎ ａｎｄ Ｍｅｄｉｔｅｒｒａｎｅａｎ ｃｏａｓｔ ｃｏｕｎｔｒｉｅｓꎬ ｉｓ ｔｈｅ ｍｏｓｔ
植 物 分 类 与 资 源 学 报　 ２０１４ꎬ ３６ (３): ３６５~３７４
Ｐｌａｎｔ Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 ＤＯＩ: １０.７６７７ / ｙｎｚｗｙｊ２０１４１３１５１
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Ｆｕｎｄｉｎｇ: Ｄｏｃｔｏｒａｌ Ｐｒｏｇｒａｍ ｏｆ Ｈｉｇｈｅｒ Ｅｄｕｃａｔｉｏｎ ｏｆ Ｃｈｉｎａ (２０１１ＤＤ１４１２００１４) ａｎｄ Ｆｕｎｄａｍｅｎｔａｌ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｆｕｎｄｓ ｆｏｒ ｔｈｅ Ｃｅｎｔｒａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｉｅｓ
(ＴＤ ２０１２￣０１) ｔｏ ＦＫＤ
Ａｕｔｈｏｒ ｆｏｒ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｅｎｃｅꎻ Ｅ￣ｍａｉｌ: ｄｕｆａｎｇ３２５＠ｇｍａｉｌ􀆰 ｃｏｍ
Ｒｅｃｅｉｖｅｄ ｄａｔｅ: ２０１３－０７－１０ꎬ Ａｃｃｅｐｔｅｄ ｄａｔｅ: ２０１３－１０－１２
作者简介: 徐　 放 (１９８７－) 男ꎬ 博士研究生ꎬ 主要从事植物数量遗传学研究ꎮ Ｅ￣ｍａｉｌ: ｘｆａｎｇ４３２１＠１６３􀆰 ｃｏｍ
ｓａｌｔ￣ ａｎｄ ｄｒｏｕｇｈｔ￣ｔｏｌｅｒａｎｔ ｔｒｅｅ ｓｐｅｃｉｅｓ ( Ｓｈａｒｍａ ｅｔ
ａｌ.ꎬ １９９９). Ｐ􀆰 ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ｉｓ ａ ｖａｌｕａｂｌｅ ｔｒｅｅ ｓｐｅｃｉｅｓ
ｕｓｅｄ ｆｏｒ ａｆｆｏｒｅｓｔａｔｉｏｎ ｏｎ ｓａｌｉｎｅ ａｎｄ ａｌｋａｌｉｎｅ ｄｅｓｅｒｔ
ａｒｅａꎬ ｗｈｉｃｈ ｐｌａｙｓ ａｎ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｒｏｌｅ ｉｎ ｍａｉｎｔａｉｎｉｎｇ
ｔｈｅ ｅｃｏｌｏｇｉｃａｌ ｅｑｕｉｌｉｂｒｉｕｍ ｏｆ ｄｅｓｅｒｔ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔｓ ｂｙ
ｓａｎｄ ｓｔａｂｉｌｉｚａｔｉｏｎ ａｎｄ ｗａｔｅｒ ｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ( Ｈｏｕꎬ
１９８５). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ ｃｈａｎｇｅ ｒｅｄｕｃｅｄ
ｔｈｅ ｇｅｏｇｒａｐｈｉｃ ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ Ｐ􀆰 ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ
(Ｂｒｕｅｌｈｅｉｄｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００３)ꎬ ｍａｋｅｓ ｉｔ ｕｒｇｅｎｔ ｔｏ ｅｎ￣
ｈａｎｃｅ ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｉｎ ｏｒｄｅｒ ｔｏ ｐｒｏｔｅｃｔ ｔｈｉｓ
ｅｎｄａｎｇｅｒ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｍｕｃｈ ｏｆ ｔｈｅ ｗｏｒｋ ｃｏｎｄｕｃｔｅｄ ｏｎ
ｔｈｉｓ ｓｐｅｃｉｅｓ ｔｏ ｄａｔｅ ｈａｓ ｆｏｃｕｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ
ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｒｅｓｐｏｎｓｉｂｌｅ ｆｏｒ ｉｔｓ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ａｂｉｏｔｉｃ
ｆａｃｔｏｒｓ (Ｓｕｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２ꎻ ２０１３ꎻ Ｌｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３).
Ｉｎ ｒｅｃｅｎｔ ｙｅａｒｓꎬ ｇｅｎｅｔｉｃ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｔｈｒｏｕｇｈ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ
ｍａｒｋｅｒｓ ｉｎ Ｐ􀆰 ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ｈａｄ ｇａｉｎｅｄ ｕｓｅｆｕｌ ｇｅｎｅｔｉｃ
ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｔｏ ｒｅｖｅａｌ ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｏｆ ｔｈｉｓ
ｓｐｅｃｉｅｓ ( Ｆａｙ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９９ꎻ Ｖｏｎｌａｎｔｈｅｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１０ꎻ Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ａꎬ ｂ). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｐａｒｔｌｙ ｂｅ￣
ｃａｕｓｅ ｏｆ ｔｈｅ ｓｃａｒｃｉｔｙ ｏｆ ｓｕｉｔａｂｌｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｍａｒｋｅｒｓꎬ
ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃ ｆａｃｔｏｒｓ ｒｅｓｐｏｎｓｉｂｌｅ ｆｏｒ ｔｈｅ ａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ
Ｐ􀆰 ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ｔｏ ｃｏｐｅ ｗｉｔｈ ｖａｒｉｏｕｓ ａｄｖｅｒｓｅ ｅｎｖｉｒｏｎ￣
ｍｅｎｔａｌ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ａｒｅ ｌａｒｇｅｌｙ ｕｎｋｎｏｗｎ. Ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐ￣
ｍｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅ ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｍａｋｅｓ ｉｔ ｅａｓｙ ｔｏ
ａｃｈｉｅｖｅ ｎｕｍｅｒｏｕｓ ａｎｄ ａｃｃｕｒａｔｅ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｔｏ ｄｅｖｅｌ￣
ｏｐ ｔｈｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｍａｒｋｅｒｓ. Ｉｔ ｉｓ ｐｏｓｓｉｂｌｅ ｔｏ ｇａｉｎ ｈｉｇｈ￣
ｒｅｓｏｌｕｔｉｏｎ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｄａｔａ ｔｏ ｄｅｔｅｃｔ ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃ ｍｅｃｈ￣
ａｎｉｓｍ ａｎｄ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ ｈｉｓｔｏｒｙ ｏｆ ｍａｎｙ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｔｏ ｏｂ￣
ｔａｉｎ ｔｈｉｓ ｐｕｒｐｏｓｅꎬ ｗｅ ａｉｍｅｄ ｔｏ ｄｅｖｅｌｏｐ ｈｉｇｈ ｔｈｒｏｕｇｈ￣
ｐｕｔ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｃ ｍｉｃｒｏｓａｔｅｌｌｉｔｅ ｋｉｔｓ ｔｏ ｓｐｅｅｄ ｕｐ ａｎｄ
ｓｉｍｐｌｉｆｙ ｔｈｅ ｌａｒｇｅ ｑｕａｎｔｉｔｙ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｐｒｏｃｅｓｓ.
Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘｉｎｇꎬ ｓｉｎｇｌｅ ＰＣＲ ｉｎｖｏｌｖｅｓ ｔｈｅ ｃｏ￣ａｍ￣
ｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｌｏｃｉꎬ ｃａｎ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｅｃｒｅａｓｅ
ｔｈｅ ｇｅｎｏｔｙｐｉｎｇ ｃｏｓｔ ａｎｄ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ ( Ｇｕｉ￣
ｃｈｏｕｘ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ａꎬ ｂꎻ Ｌｅｆèｖｒｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ꎻ Ｌｅｐ￣
ａｉｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ꎻ Ｗａｎｇｅｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２). Ａ Ｆｅｗ ｍｕｌ￣
ｔｉｐｌｅｘ ＰＣＲ ｍｅｔｈｏｄｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｍｉｃｒｏｓａｔｅｌｌｉｔｅ ｗｅｒｅ
ｕｓｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｇｅｎｕｓ Ｐｏｐｕｌｕｓ (Ｅｕｓｅｍａｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９ꎻ
Ｌｉｅｓｅｂａｃｈ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０)ꎬ ｉｎ ｂｏｔｈ ｒｅｐｏｒｔｓ ｔｈｅ ｎｕｍｂｅｒ
ｏｆ ｔｈｅ ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｌｏｃｉ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｅａｃｈ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｋｉｔ
ｗｅｒｅ ｌｅｓｓ ｔｈａｎ ｆｉｖｅ. Ｕｎｔｉｌ ｒｅｃｅｎｔｌｙꎬ ｔｈｅ ｔｗｏ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ
ＰＣＲ ｋｉｔｓ ｅａｃｈ ｃｏｎｔａｉｎｓ ｅｉｇｈｔ ＳＳＲ ｌｏｃｉ ｏｆ Ｐ􀆰 ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ
ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｂｙ ｏｕｒ ｇｒｏｕｐ (Ｘｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３) ｓｈｏｗｅｄ
ｎｅｗ ｌｉｇｈｔｓ ｏｎ ｔｈｅ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｇｅｎｅｔｉｃ ｓｕｒｖｅｙｓ ｏｆ ｔｈｉｓ
ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｂｕｔ ｉｔ ｓｔｉｌｌ ｃａｎｎｏｔ ｓａｔｉｓｆｙ ｔｈｅ ｌａｒｇｅ￣ｓｃａｌｅ ｍｏ￣
ｌｅｃｕｌａｒ ｍａｐｐｉｎｇ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｓꎬ ｔｈｕｓ ｍｏｒｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ
ｋｉｔｓ ｗｅｒｅ ｕｒｇｅｎｔｌｙ ｎｅｅｄｅｄ.
Ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙꎬ ｗｅ ｆｉｒｓｔｌｙ ｓｃｒｅｅｎｅｄ ｏｕｒ ｐｕｂｌｉｓｈｅｄ
５７５ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｃ ｐｒｉｍｅｒｓ ｄｅｓｉｇｎｅｄ ｆｒｏｍ ９４ ０９０ ｎｏｎ￣
ｒｅｄｕｎｄａｎｔ Ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ Ｓｅｑｕｅｎｃｅ Ｔａｇｓ ( ＥＳＴｓ) ｆｒｏｍ
Ｐ􀆰 ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ (Ｄｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３). Ｓｅｃｏｎｄｌｙꎬ ｗｅ ｓｃｒｅｅ￣
ｎｅｄ ６１ ＥＳＴ￣ＳＳＲｓ ａｎｄ ｄｅｓｉｇｎｅｄ ｎｅｗ ｐｒｉｍｅｒｓ ｆｒｏｍ
ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ ｃｅｎｔｅｒ ｏｆ ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ
(ＮＣＢＩ) ｄａｔａｂａｓｅ ｔｏ ｃｈｏｏｓｅ ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｓｅｔ ｏｆ ｔｈｅ ｐｒｉｍ￣
ｅｒｓ ｔｏ ｏｐｔｉｍｉｚｅ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｋｉｔ. Ｆｉｎａｌｌｙꎬ ｗｅ ｃｈｏｓｅ
１２ ＳＳＲ ｌｏｃｉ ｗｉｔｈ ｈｉｇｈ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍꎬ ｃｌｅａｒ ａｍｐｌｉｃｏｎ
ｓｉｇｎａｌｓ ａｎｄ ｐｒｏｐｅｒ ｆｒａｇｍｅｎｔ ｌｅｎｇｔｈ ｆｏｒ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ
ＰＣＲ ｋｉｔ.
１　 Ｍａｔｅｒｉａｌ ａｎｄ ｍｅｔｈｏｄｓ
１􀆰 １　 Ｓａｍｐｌｉｎｇ ｓｔｒａｔｅｇｙ
Ａｌｌ ｔｈｅ ｓａｍｐｌｅｓ ｗｅｒｅ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ｆｒｏｍ ｐｏｐｌａｒ ｆｏｒｅｓｔｓ
ａｌｏｎｇ ｔｈｅ Ｔａｒｉｍ Ｒｉｖｅｒ ｉｎ ｗｅｓｔ Ｃｈｉｎａ (Ｂａｙｉｎｇｕｏｌｅｎｇꎬ
Ｘｉｎｊｉａｎｇꎬ ４１􀆰 ０３２５° － ４１􀆰 ０８２５° Ｎ ａｎｄ ８６􀆰 １１８１° －
８６􀆰 ４６９３°Ｅꎬ Ｔａｂｌｅ １). Ｗｅ ｓａｍｐｌｅｄ ａｄｕｌｔ ｔｒｅｅｓ ａｇｅｄ
ｍｏｒｅ ｔｈａｎ ５０ ｙｅａｒｓ ｆｒｏｍ ｔｈｒｅｅ ｍａｉｎ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ. Ｔｏ
ａｖｏｉｄ ｔａｋｉｎｇ ｃｌｏｎａｌ ｔｒｅｅｓꎬ ｓａｍｐｌｅ ｓｈｏｕｌｄ ｌｏｃａｔｅ ａｔ
ｌｅａｓｔ ５０ ｍｅｔｅｒｓ ｆｒｏｍ ｏｔｈｅｒｓ. Ｉｎ ｅａｃｈ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎꎬ ３２
ｔｒｅｅｓ ｗｅｒｅ ｃｈｏｓｅｎ ｆｏｒ ｆｕｒｔｈｅｒ ａｎａｌｙｓｉｓ. Ｔｏｔａｌｌｙꎬ ９６
ｓａｍｐｌｅｓ ｗｅｒｅ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ.
Ａｌｌ ｔｈｅ ｌｏｃａｔｉｏｎ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ (ｌｏｎｇｉｔｕｄｅꎬ ｌａｔｉｔｕｄｅ ａｎｄ
ａｌｔｉｔｕｄｅ) ｆｏｒ ｅａｃｈ ｔｒｅｅ ｗｅｒｅ ｒｅｃｏｒｄ. Ｗｅ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ｌｅａｆ
ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ ｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｓｉｌｉｃａ ｇｅｌ ｔｏ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ.
１􀆰 ２　 ＤＮＡ ｉｓｏｌａｔｉｏｎ
Ｔｏｔａｌ ｇｅｎｏｍｉｃ ＤＮＡ ｗａｓ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｆｒｏｍ ｄｒｉｅｄ
ｌｅａｖｅｓ ｂｙ ｈｅｘａｄｅｃｙｌｔｒｉｍｅｔｈｙｌａｍｍｏｎｉｕｍ ｂｒｏｍｉｄｅ
(ＣＴＡＢ) ｍｅｔｈｏｄ (Ｄｏｙｌｅꎬ １９８７) ｗｉｔｈ ｓｏｍｅ ｍｏｄｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎｓ (Ｘｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３). Ｔｏ ｅｎｓｕｒｅ ｔｈｅ ｆｏｌｌｏｗ￣ｕｐ
ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｓｔａｂｌｅ ａｎｄ ａｃｃｕｒａｃｙꎬ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ
ｔｈｅ ＤＮＡ ｗｅｒｅ ａｄｊｕｓｔｅｄ ｔｏ １０ ｎｇ􀅰μＬ－１ ｕｓｉｎｇ Ｎａｎｏ Ｄｒｏｐ
２０００ ｓｐｅｃｔｒｏｐｈｏｔｏｍｅｔｅｒ (Ｔｈｅｒｍｏ) ｉｎ ９６￣ｗｅｌｌ ｐｌａｔｅ.
１􀆰 ３　 Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ＰＣＲ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ
Ｗｅ ｍａｄｅ ｔｈｅ ａｌｉｇｎｍｅｎｔ ｆｏｒ ｔｈｅ ９４０９０ Ｐ􀆰 ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ
ＥＳＴ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｂｙ Ｓｏｌｅｘａ (Ｑｉｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１)
６６３　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
ａｎｄ ＥＳＴ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ＮＣＢＩ ｄａｔａｂａｓｅ. Ｏｆ ｔｈｅ
ＮＣＢＩ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓꎬ ｍｏｓｔ ｏｆ ｔｈｅｍ ｃａｎ ｍａｔｃｈ ｔｏ ｔｈｅ Ｓｏ￣
ｌｅｘａ ｄａｔａ ｂｕｔ ｔｈｅ ｒｅｓｔ ｏｆ ｔｈｅ ＮＣＢＩ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｓｔｉｌｌ
ｃｏｎｔａｉｎｅｄ ａ ｎｕｍｅｒｏｕｓ ｏｆ ｇｅｎｅｔｉｃ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ. Ｔｏ ｅｎ￣
ｒｉｃｈ ｔｈｅ ｐｒｉｍｅｒ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓꎬ ｗｅ ｄｅｃｉｄｅｄ ｔｏ ｄｅｓｉｇｎ ｎｅｗ
ｐｒｉｍｅｒｓ ｂａｓｅ ｏｎ ｔｈｅ ｕｎｍａｔｃｈｅｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ
ＮＣＢＩ ｄａｔａｂａｓｅ. Ａｆｔｅｒ ｔｈｅ ｓｃｒｅｅｎｉｎｇꎬ ｗｅ ｆｏｕｎｄ ２０３ ｏｆ
ｔｈｅ ｕｎｍａｔｃｈｅｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ ｔｈｅ ＳＳＲ ｌｏｃｉ.
Ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅｓｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓꎬ ｗｅ ｄｅｓｉｇｎｅｄ ２０ ｐａｉｒｓ ｏｆ
ｐｒｉｍｅｒｓ ｕｓｉｎｇ Ｐｒｉｍｅｒ３ (ｈｔｔｐ: / / ｐｒｉｍｅｒ３􀆰 ｓｏｕｒｃｅｆｏｒｇｅ􀆰
ｎｅｔ / ) . Ｔｗｏ ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌｓ ｗｅｒｅ ｃｈｏｓｅｎ ｆｏｒ ｔｈｅ ｏｒｉｇｉｎ
ｓｃｒｅｅｎｉｎｇ ａｎｄ ｒｅｍｏｖｅｄ ｐｒｉｍｅｒｓ ｗｉｔｈ ｌｏｗ ａｍｐｌｉｃｏｎ ｅｆ￣
ｆｉｃｉｅｎｃｙ. Ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍ ｔｅｓｔ ｏｆ ｔｈｅ ｎｅｗｌｙ ｄｅｓｉｇｎｅｄ
ｐｒｉｍｅｒｓ ｗｅｒｅ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ Ｍ１３￣ｔａｉｌ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅ (Ｓｃｈｕｅｌｋｅꎬ
２０００) ｗｉｔｈ １２ ｒａｎｄｏｍ ｓａｍｐｌｅｓ. Ｅａｃｈ ｒｅａｃｔｉｏｎ ｃｏｎ￣
ｔａｉｎｓ ｔｈｒｅｅ ｔｙｐｅｓ ｏｆ ｐｒｉｍｅｒｓ: ａ ５’ Ｍ１３￣ ｔａｉｌｅｄ ｆｏｒ￣
ｗａｒｄ ｐｒｉｍｅｒꎬ ｒｅｖｅｒｓｅ ｐｒｉｍｅｒ ａｎｄ ａ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｔｌｙ ｌａ￣
ｂｅｌｅｄ Ｍ１３ ｐｒｉｍｅｒ ( ｆｏｕｒ ｋｉｎｄｓ ｏｆ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｔｌｙ ｌａ￣
ｂｅｌｅｄ Ｍ１３ ｐｒｉｍｅｒｓ ｗｅｒｅ ｕｓｅｄ ｉｎ ｔｈｉｓ ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ｓｅｐａ￣
ｒａｔｅｌｙ ｃａｒｒｙｉｎｇ ６￣ＦＡＭꎬ ＨＥＸꎬ ＴＡＲＭＡ ａｎｄ ＲＯＸ
(Ｓａｎｇｏｎ). ＰＣＲ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｂｙ ａ
Ｂｉｏｍｅｔｒａ Ｔｈｅｒｍｏｃｙｃｌｅｒ ( Ｂｉｏｍｅｔｒａ). ０􀆰 ５ μＬ ＰＣＲ
ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｏｆ ｆｏｕｒ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｔｌｙ ｌａｂｅｌｅｄ ｐｒｉｍ￣
ｅｒｓ ｗｅｒｅ ｂｌｅｎｄｅｄ ａｎｄ ａｄｄｅｄ ｔｏ １０ μＬ ｆｏｒｍａｍｉｄｅ.
Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｉｎｇ ｍｉｘｔｕｒｅ ｗａｓ ａｎａｌｙｚｅｄ ｏｎ ａｎ ＡＢＩ ３７３０
Ｐｒｉｓｍ ｇｅｎｅｔｉｃ Ａｎａｌｙｚｅｒ (Ａｐｐｌｉｅｄ Ｂｉｏｓｙｓｔｅｍｓ) ｗｉｔｈ
ＬＩＺ￣５００ ｓｔａｎｄａｒｄ ｓｉｚｅ ( Ａｐｐｌｉｅｄ Ｂｉｏｓｙｓｔｅｍｓ). Ｔｈｅ
ｒａｗ ｄａｔａ ｏｆ ｔｈｅ ａｍｐｌｉｆｙ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｗａｓ ｍｅａｓｕｒｅｄ ｕｓｉｎｇ
ＧｅｎｅＭａｒｋｅｒ Ｖｅｒｓｉｏｎ １􀆰 ７５ ( Ｓｏｆｔｇｅｎｅｔｉｃｓ). Ｍａｒｋｅｒｓ
ｗｉｔｈ ｌｏｗ￣ｑｕａｌｉｔｙ ｐｒｏｆｉｌｅｓ (ｐｏｏｒ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ ｓｔｕｔｔｅｒ
ｏｒ ｏｂｖｉｏｕｓ ｐｒｅｓｅｎｃｅ ｏｆ ｎｕｌｌ ａｌｌｅｌｅｓ) ｓｈｏｕｌｄ ｎｏｔ ｂｅ
ｕｓｅｄ ｉｎ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ. Ｐｒｅｖｉｏｕｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ ａ￣
ｂｏｕｔ Ｐ􀆰 ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｓｈｏｗｓ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｐｏｐｕｌａ￣
ｔｉｏｎｓ ｉｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ Ｈａｒｄｙ￣Ｗｅｉｎｂｅｒｇ ｄｉｓｅｑｕｉｌｉｂｒｉｕｍꎬ
ｔｈｕｓ ｗｅ ｕｓｅｄ ａｎｏｔｈｅｒ ｍｅｔｈｏｄ ｔｏ ｄｅｔｅｃｔ ｎｕｌｌ ａｌｌｅｌｅ ｅｘｉｓｔ￣
ｅｎｃｅ. Ｔｗｅｌｖｅ ｈａｌｆ￣ｓｉｂ ｆａｍｉｌｉｅｓ (ｅａｃｈ ｗｉｔｈ ｏｎｅ ｆｅｍａｌｅ
ｐａｒｅｎｔ ａｎｄ ｓｅｖｅｎ ｏｆｆｓｐｒｉｎｇ) ｗｅｒｅ ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｕｓｉｎｇ ａｌｌ
ｃａｎｄｉｄａｔｅ ｍａｒｋｅｒｓ ｂｙ ｓｉｍｐｌｅｘ ＰＣＲ. Ｗｅ ａｓｓｕｍｅｄ
ｔｈａｔ ｔｈｅ ｌｏｃｕｓ ｃａｒｒｙ ａ ｎｕｌｌ ａｌｌｅｌｅ ｉｆ ａｎｙ ｈｏｍｏｚｙｇｏｕｓ
ｏｆｆｓｐｒｉｎｇ ｓｈｏｗｓ ａｎ ａｌｌｅｌｅ ｔｈａｔ ｗａｓ ｎｏｔ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ
ｆｅｍａｌｅ ｐａｒｅｎｔ. Ｗｅ ａｌｓｏ ｃｈｏｓｅ ｆｏｒｍｅｒ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ＥＳＴ￣
ＳＳＲ ｐｒｉｍｅｒｓ ( Ｄｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３)ꎬ ｗｈｏｓｅ ｌｏｃｉ ｈａｄ
ｂｅｅｎ ｔｅｓｔｅｄ ｂｙ ｒａｎｄｏｍ Ｐ􀆰 ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ｓａｍｐｌｅｓ ｉｎ ａ
ｓｉｍｉｌａｒ ｗａｙ ｍｅｎｔｉｏｎｅｄ ａｂｏｖｅ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐ￣
ｍｅｎｔ. Ａ ｔｏｔａｌ ｏｆ ６３ ｐｅｎｔａ￣ ｏｒ ｈｅｘａ￣ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ｐｒｉｍｅｒｓ
ｗｅｒｅ ｓｅｌｅｃｔｅｄ ａｓ ｃａｎｄｉｄａｔｅ (Ｔａｂｌｅ ２ ａｎｄ Ｔａｂｌｅ Ｓ１ꎬ
ｉｎｉｔｉａｌ ｗｉｔｈ Ｕ). Ｃｏｎｓｉｄｅｒｉｎｇ ｔｈｅ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｌｅｎｇｔｈ
ａｎｄ ｔｈｅ ｒｅａｃｔｉｏｎｓ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｐｒｉｍｅｒｓꎬ ｗｅ
ｕｓｅｄ Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ Ｍａｎａｇｅｒ (Ｈｏｌｌｅｌｅｙ ａｎｄ Ｇｅｅｒｔｓꎬ ２００９)
ａｎｄ ＡｕｔｏＤｉｍｅｒ (Ｖａｌｌｏｎｅ ａｎｄ Ｂｕｔｔｌｅｒꎬ ２００４) ｔｏ ｃｈｏｏｓｅ
ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｐｒｉｍｅｒ ｃｏｍｂｉｎａｔｉｏｎ. Ｆｉｎａｌｌｙ １２ ｐｒｉｍｅｒｓ ｗｅｒｅ
ｓｅｌｅｃｔｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｋｉｔ ａｎｄ ｅａｃｈ ｆｏｒｗａｒｄ ｐｒｉｍ￣
ｅｒ ｗａｓ ｌａｂｅｌｅｄ ｗｉｔｈ ｏｎｅ ｏｆ ｔｈｅ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｔ ｄｙｅｓ ６￣
ＦＡＭꎬ ＨＥＸꎬ ＴＡＭＲＡ ａｎｄ ＲＯＸꎬ ｓｅｐａｒａｔｅｌｙ.
Ｑｉａｇｅｎ Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ＰＣＲ ｋｉｔ (Ｑｉａｇｅｎꎬ Ｇｅｒｍａｎｙ)
ｗａｓ ｕｓｅｄ ｔｏ ｐｅｒｆｏｒｍ ｔｈｅ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉ￣
ｐｌｅｘ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ. Ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｔｈｅ ｍａｎｕｆａｃｔｕｒｅｒ’ ｓ ｉｎ￣
ｓｔｒｕｃｔｉｏｎｓꎬ ３ μＬ Ｑｉａｇｅｎ Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ Ｍａｓｔｅｒ Ｍｉｘꎬ ５ μＬ
ｐｒｉｍｅｒ ｐｒｅｍｉｘ ａｎｄ ２ μＬ ｔｅｍｐｌａｔｅ ＤＮＡ ｗｅｒｅ ａｄｄｅｄ
ｉｎｔｏ ａ ｍｉｃｒｏｔｕｂｅ ｔｏ ｐｅｒｆｏｒｍ ｔｈｅ ｒｅａｃｔｉｏｎ. Ｔｈｅ ｄｙｅ ｌａ￣
ｂｅｌｓ ｕｓｅｄ ｆｏｒ ｅａｃｈ ｐｒｉｍｅｒ ｐａｉｒ ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｉｍｅｒ ｐｒｅｍｉｘ
ｗｅｒｅ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｔａｂｌｅ ２. Ｔｏ ｒｅｄｕｃｅ ｔｈｅ ｃｏｓｔꎬ ｗｅ ｌｏｗｅｒ
ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ Ｍａｓｔｅｒ Ｍｉｘ ｔｏ ０􀆰 ６× ａｎｄ ｔｈｅ
ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｓｉｍｉｌａｒｌｙ ｔｏ ｔｈｅ ｍａｎｕｆａｃｔｕｒｅｒ ｒｅｃｏｍ￣
ｍｅｎｄｅｄ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ (２×). ＰＣＲ ｃｙｃｌｉｎｇ ｐａｒａｍｅｔｅｒ
ｗａｓ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｔｈｅ Ｑｉａｇｅｎ Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ＰＣＲ ｋｉｔ ｈａｎｄ￣
ｂｏｏｋ ｓｔｒｉｃｔｌｙ ｗｉｔｈ ａ ９５ ℃ ｄｅｎａｔｕｒｉｎｇ ｆｏｒ １５ ｍｉｎ ｆｏｌ￣
ｌｏｗｅｄ ｂｙ ３０ ｃｙｃｌｅｓ ｃｏｎｓｉｓｔｉｎｇ ｏｆ ａ ９４ ℃ ｄｅｎａｔｕｒｉｎｇ
ｆｏｒ ３０ ｓꎬ ａ ５５ ℃ ａｎｎｅａｌｉｎｇ ｆｏｒ １ ｍｉｎ ａｎｄ ａ ７２ ℃ ｅｘ￣
ｔｅｎｓｉｏｎ ｆｏｒ ４５ ｓꎬ ａｎｄ ａ ｆｉｎａｌ ６０ ℃ ｅｘｔｅｎｓｉｏｎ ｆｏｒ １０
ｍｉｎ. １􀆰 ５ μＬ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｗｅｒｅ ａｎａｌｙｚｅ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ
ＡＢＩ￣３７３０ (Ａｐｐｌｉｅｄ Ｂｉｏｓｙｓｔｅｍｓ) ａｎｄ ｔｈｅ ＧｅｎｅＳｃａｎ
５００ ＬＩＺ (Ａｐｐｌｉｅｄ Ｂｉｏｓｙｓｔｅｍｓ) ｉｎｔｅｒｎａｌ ｓｉｚｅ ｓｔａｎｄ￣
ａｒｄ. Ｗｅ ａｄｊｕｓｔｅｄ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｅａｃｈ ｐｒｉｍｅｒ
ｐａｉｒ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｐｒｅｌｉｍｉｎａｒｙ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｔｏ ｅｎ￣
ｓｕｒｅ ｔｈｅ ＰＣＲ ｒｅｓｕｌｔｓ ｏｆ ｅａｃｈ ｐｒｉｍｅｒ ｓｈｏｗ ｓｉｍｉｌａｒ
ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ.
１􀆰 ４　 Ｍｉｃｒｏｓａｔｅｌｌｉｔｅ ｓｃｏｒｉｎｇ ａｎｄ ｂｉｎｎｉｎｇ
Ｗｅ ｕｓｅｄ ＧｅｎｅＭａｒｋｅｒ Ｖｅｒｓｉｏｎ １􀆰 ７５ (Ｓｏｆｔｇｅｎｅｔ￣
ｉｃｓ) ｔｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｔｈｅ ｇｅｎｏｔｙｐｅｓ ｏｆ ａｌｌ ｔｈｅ ｓａｍｐｌｅｓ.
Ｔｏ ｅｌｉｍｉｎａｔｅ ｔｈｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｅｒｒｏｒ ａｎｄ ｏｂｔａｉｎ ｔｈｅ ｆｉｎａｌ
ｇｅｎｏｔｙｐｅꎬ ｔｈｅ ＦＬＥＸＩＢＩＮ Ｅｘｃｅｌ ｍａｃｒｏ (Ａｍｏｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００７) ｗａｓ ｕｓｅｄ ｔｏ ｂｉｎ ｔｈｅ ｒａｗ ｄａｔａ . Ａｓ ｔｈｅ ＦＬＥＸＩ￣
ＢＩＮ ｗａｓ ｄｅｓｉｇｎｅｄ ｆｏｒ ｄｉ￣ｌｏｃｉ ｏｎｌｙꎬ ｗｅ ｕｓｅｄ ＡｕｔｏＢｉｎ
７６３３期　 　 　 　 ＸＵ Ｆａｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ｈｉｇｈ Ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ ＳＳＲ Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ Ｋｉｔｓ (１２￣ｐｌｅｘ) ｆｏｒ Ｅｕｐｈｒａｔｅｓ’ Ｐｏｐｌａｒꎬ Ｐｏｐｕｌｕｓ 􀆺　 　 　 　
Ｆｉｇ􀆰 １ (ａ) Ｒａｗ ａｌｌｅｌｅ ｓｉｚｅ ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｉｏｎ ｆｏｒ ｔｈｅ １２ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ｄｅｒｉｖｅｄ ＳＳＲｓ ｉｎｃｌｕｄｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｋｉｔꎻ (ｂ) Ｅｘａｍｐｌｅ ｏｆ ａ
ｔｙｐｉｃａｌ ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｅｒｏｇｒａｍ ｐｒｏｆｉｌｅ ｆｏｒ ａ ｓｉｎｇｌｅ ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘｅｄ ＰＣＲ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ａｎｄ ｋｉｔ. Ｔｒｉａｎｇｌｅｓ ｉｎｄｉｃａｔｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ａｌｌｅｌｅｓ
ａｔ ｅａｃｈ ｌｏｃｕｓ. Ｏｒａｎｇｅ ｐｅａｋｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ｔｈｅ ５００ ＬＩＺ ｉｎｔｅｒｎａｌ ｓｉｚｅ ｓｔａｎｄａｒｄｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｎｕｍｂｅｒｓ ｉｎ ｏｒａｎｇｅ ｓｈｏｗ ｔｈｅ ｌｅｎｇｔｈ ( ｉｎ ｂｐ) ｏｆ
ｅａｃｈ ｓｔａｎｄａｒｄꎻ (ｃ) Ｄｉａｇｒａｍ ｓｈｏｗｉｎｇ ａｌｌｅｌｅ ｓｉｚｅ ｒａｎｇｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｔ ｄｙｅｓ ｕｓｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｅｉｇｈｔ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘｅｄ ｌｏｃｉꎻ ｔｈｅ ｈｏｒｉｚｏｎｔａｌ ａｘｉｓ
ｓｈｏｗｓ ｔｈｅ ｓｉｚｅ ｒａｎｇｅ ｆｏｒ ｔｈｅ ａｌｌｅｌｅｓ (ｂｐ)
８６３　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
Ｔａｂｌｅ １　 Ｇｅｏｇｒａｐｈｉｃａｌ ｌｏｃａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｔｈｅ ｔｈｒｅｅ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ｓｔａｎｄｓ ｅｘａｍｉｎｅｄ ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ
ＰＯＰ Ｃｏｄｅ Ｓｉｔｅ ｎａｍｅ Ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌｓ ａｎａｌｙｚｅｄ Ｌａｔｉｔｕｄｅ (Ｎ) Ｌｏｎｇｉｔｕｄｅ (Ｅ) Ａｌｔｉｔｕｄｅ / ｍ
Ｐｏｐ １ Ｘｉｎｊｉａｎｇ Ｇｒｏｕｐ １ ３２ ４１􀆰 ０５２６° ８６􀆰 ４６９３° ８８４
Ｐｏｐ ２ Ｘｉｎｊｉａｎｇ Ｇｒｏｕｐ ２ ３２ ４１􀆰 ０８２５° ８６􀆰 １１８１° ８９１
Ｐｏｐ ３ Ｘｉｎｊｉａｎｇ Ｇｒｏｕｐ ３ ３２ ４１􀆰 ０３２５° ８６􀆰 ２２８９° ８８８
(ｈｔｔｐ: / / ｗｗｗ４􀆰 ｂｏｒｄｅａｕｘ￣ａｑｕｉｔａｉｎｅ􀆰 ｉｎｒａ􀆰 ｆｒ / ｂｉｏｇｅｃｏ /
ｌａｙｏｕｔ / ｓｅｔ / ｐｒｉｎｔ / Ｒｅｓｓｏｕｒｃｅｓ / Ｌｏｇｉｃｉｅｌｓ / Ａｕｔｏｂｉｎ) ｍａｃ￣
ｒｏ ｔｏ ｂｉｎ ｔｈｅ ｒａｗ ｓｉｚｅ ｄａｔａ ｏｆ ｔｈｅ ｔｒｉ￣ａｎｄ ｈｅｘａ￣ｎｕｃｌｅ￣
ｏｔｉｄｅ ｌｏｃｉ.
１􀆰 ５　 Ｅｒｒｏｒ ｒａｔｅ ｍｅａｓｕｒｅ ａｎｄ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎａｌｙｓｅｓ
Ｔｗｏ ｒｅｓｅａｒｃｈｅｒｓ ｉｎｔｅｒｐｒｅｔｅｄ ｔｈｅ ｇｅｎｏｔｙｐｉｎｇ ｒｅ￣
ｓｕｌｔｓ (Ｇｕｉｃｈｏｕｘ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ｂ). Ｉｆ ａ ｄｉｓａｇｒｅｅｍｅｎｔ
ｓｈｏｗｅｄ ｕｐ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｗｏ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｒｅａｄｅｒｓꎬ ｗｅ ｔｒｉｅｄ ｔｏ
ｃｏｎｓｕｌｔ ａｎ ｉｄｅｎｔｉｃａｌ ｇｅｎｏｔｙｐｅ. Ａｍｂｉｇｕｏｕｓ ｄａｔａ ｗｈｉｃｈ
ｗｅｒｅ ｈａｒｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｔｗｏ ｒｅａｄｅｒｓ ｔｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ａ ｃｏｎｓｅｎ￣
ｓｕｓ ｇｅｎｏｔｙｐｅꎬ ｗｅ ｔｒｅａｔｅｄ ｔｈｅｍ ａｓ ｍｉｓｓｉｎｇ ｄａｔａ. Ｉｎ￣
ｃｏｎｓｉｓｔｅｎｃｉｅｓ ｗｅｒｅ ｃｏｕｎｔｅｄ ａｎｄ ｓｅｐａｒａｔｅｄ ａｓ ｔｙｐｅ Ａ
(ｗｈｅｎ ａｎ ａｌｌｅｌｅ ｗａｓ ｄｅｔｅｃｔｅｄ ｂｙ ｏｎｌｙ ｏｎｅ ｒｅａｄｅｒ)
ａｎｄ ｔｙｐｅ Ｂ (ｗｈｅｎ ｔｈｅ ｔｗｏ ｒｅａｄｅｒｓ ｓｅｌｅｃｔｅｄ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ
ａｌｌｅｌｅｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｓａｍｐｌｅ).
Ｗｅ ｔｅｓｔｅｄ ｔｈｅ ＨＷＥ ｏｆ ｔｈｅ ９６ ｓａｍｐｌｅｓ ｉｎ ｔｈｅ
ｗｈｏｌｅ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｌｅｖｅｌ ａｎｄ ｉｎ ｔｈｅ ｓｕｂｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｌｅｖｅｌ
ａｔ ａｌｌ １２ ｌｏｃｉ. Ｗｅ ｕｓｅｄ ａｎ ｅｘａｃｔ ｔｅｓｔ ( Ｇｕｏ ａｎｄ
Ｔｈｏｍｐｓｏｎꎬ １９９２) ｂａｓｅｄ ｏｎ １ ０００ ０００ Ｍａｒｋｏｖ ｃｈａｉｎ
ｉｔｅｒａｔｉｏｎｓ ｉｎ ＡＲＬＥＱＵＩＮ ３􀆰 ５􀆰 １􀆰 ３ ( Ｅｘｃｏｆｆｉｅｒ ａｎｄ
Ｌｉｓｃｈｅｒꎬ １９８９). Ｂｏｎｆｅｒｒｏｎｉ ｃｏｒｒｅｃｔｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ａｐｐｌｉｅｄ
ｆｏｒ ｔｈｅ ａｃｃｕｒａｃｙ ｏｆ ｔｈｅ ＨＷＥ ｒｅｓｕｌｔｓ (Ｒｉｃｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ
１９８９).
Ｗｅ ｕｓｅｄ ＧｅｎＡｌＥｘ ６􀆰 ４１ (Ｐｅａｋａｌｌ ａｎｄ Ｓｍｏｕｓｅꎬ
２００６) ｔｏ ｃａｌｃｕｌａｔｅ ｔｈｅ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ａｌｌｅｌｅｓ (ＮＡ)ꎬ ｏｂ￣
ｓｅｒｖｅｄ ｈｅｔｅｒｏｚｙｇｏｓｉｔｙ (ＨＯ)ꎬ ｅｘｐｅｃｔｅｄ ｈｅｔｅｒｏｚｙｇｏｓｉｔｙ
(ＨＥ) ａｎｄ ｔｈｅ ｆｉｘａｔｉｏｎ ｉｎｄｅｘ (ＦＩＳ) ａｔ １２ ｌｏｃｉ ｏｖｅｒ
ｔｈｅ ｔｈｒｅｅ ｓｕｂｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｗｈｏｌｅ ｌｅｖｅｌ. Ｗｅ
ｕｓｅｄ Ｃｅｒｖｕｓ ｖｅｒｓｉｏｎ ３􀆰 ０ (Ｋａｌｉｎｏｗｓｋｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７)
ｔｏ ｃａｌｃｕｌａｔｅ ａｔ ｅａｃｈ ｌｏｃｕｓ Ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ
ｃｏｎｔｅｎｔ (ＰＩＣ). Ｔｈｅ ｐｒｏｂａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｉｄｅｎｔｉｔｙ (ＰＩＤ) ｏｆ
ｅａｃｈ ｌｏｃｕｓ ｗａｓ ｃａｌｃｕｌａｔｅｄ ｂｙ Ｉｄｅｎｔｉｔｙ １􀆰 ０ (Ｗａｎｇｅｒ
ａｎｄ Ｓｅｋｃꎬ １９９９).
１􀆰 ６　 ＳＳＲ ｔｒａｎｓｆｅｒａｂｉｌｉｔｙ
Ｗｅ ｃｈｏｓｅ ｓｅｖｅｎ ｐｏｐｌａｒ ｓｐｅｃｉｅｓ ｆｒｏｍ ｆｉｖｅ ｓｅｃ￣
ｔｉｏｎｓ (Ａｉｇｅｉｒｏｓ Ｄｕｂｙꎬ Ｔａｃａｍａｈａｃａ Ｓｐａｃｈꎬ Ｌｅｕｃｏｉｄｅｓ
Ｓｐａｃｈꎬ Ｌｅｕｃｅ Ｄｕｂｙ ａｎｄ Ｔｕｒａｎｇａ Ｂｇｅ) ｏｆ ｔｈｅ ｇｅｎｕｓ
Ｐｏｐｕｌｕｓ ｔｏ ｅｘａｍｉｎｅ ｔｈｅ ｔｒａｎｓｆｅｒａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ａｌｌ １２ ＳＳＲ
ｌｏｃｉ. Ｆｏｕｒ ｓａｍｐｌｅｓ ｏｆ ｅａｃｈ ｓｐｅｃｉｅｓ ｗｅｒｅ ｕｓｅｄ ｉｎ ｔｈｅ
ｔｅｓｔ ａｎｄ ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｉｎ ｓｉｍｐｌｅｘ ｔｅｓｔ ｏｖｅｒ ａｌｌ １２ ｍａｒｋ￣
ｅｒｓ. Ｍ￣１３ ｍｅｔｈｏｄ ( Ｓｃｈｕｅｌｋｅꎬ ２０００) ｗａｓ ｕｓｅｄ ｆｏｒ
ｔｈｅ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｓ ａｎｄ ｔｈｅ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｗｅｒｅ ｔｅｓｔｅｄ
ａｎｄ ｃｏｎｆｉｒｍｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ２％ ａｇａｒｏｓｅ ｇｅｌ ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｏｒｅｓｉｓ.
２　 Ｒｅｓｕｌｔｓ ａｎｄ ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ
２􀆰 １　 Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ＰＣＲ ｏｐｔｉｍｉｚａｔｉｏｎ
Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ １８ ｏｕｔ ｏｆ ｔｈｅ ２０ ｎｅｗｌｙ
ｄｅｓｉｇｎｅｄ ｐｒｉｍｅｒｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｔｈｉｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｒｅｖｅａｌｅｄ
ｇｏｏｄ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ. Ｔｗｏ ｐｒｉｍｅｒｓ ｗｅｒｅ ｅｘ￣
ｃｌｕｄｅｄ ａｓ ｓｈｏｗｅｄ ｏｎｌｙ ｏｎｅ ｇｅｎｏｔｙｐｅ ｏｖｅｒ １２ ｓａｍ￣
ｐｌｅｓ. Ａｌｌ ６３ Ｓｏｌｅｘａ ｂａｓｅｄ ＥＳＴ￣ＳＳＲｓ ｃａｎ ｂｅ ｄｅｔｅｃｔｅｄ
ｗｉｔｈ ｃｌｅａｒ ｓｉｇｎａｌ ａｎｄ ｗｉｔｈｏｕｔ ｎｕｌｌ ａｌｌｅｌｅ. １６ ｐｒｉｍｅｒｓ
ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｄ ｔｈｅ ＮＣＢＩ ＥＳＴ ｄａｔａｂａｓｅ (Ｔａｂｌｅ ２ ａｎｄ Ｔａ￣
ｂｌｅ Ｓ１ꎬ ｉｎｉｔｉａｌ ｗｉｔｈ Ｇ) ａｎｄ ｔｈｅ ６３ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ＥＳＴ￣
ＳＳＲｓ ｃｏｍｂｉｎｅｄ ｔｈｅ ｃａｎｄｉｄａｔｅ ｍａｒｋｅｒｓ. Ｔｏ ｒｅｄｕｃｅ
ｔｈｅ ｏｖｅｒｌａｐ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔｓꎬ ｗｅ ｆｉｎａｌｌｙ
ｃｈｏｓｅ １２ ｐｒｉｍｅｒｓ ｗｉｔｈ ｒｅｌａｔｉｖｅｌｙ ｓｍａｌｌｅｒ ｒａｎｇｅ ａｎｄ
ｐｒｏｐｅｒ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍ ｔｏ ｃｏｍｂｉｎｅ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｋｉｔ.
Ｓｉｍｐｌｅｘ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｏｆ １２ ｍａｒｋｅｒｓ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ
ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｋｉｔ ｗｅｒｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅｄ ａｎｄ ｔｈｅ ｄａｔａ ｗｅｒｅ
ｓｕｂｍｉｔｔｅｄ ｔｏ ＧｅｎＢａｎｋ (Ａｃｃｅｓｓｉｏｎ Ｎｏ.: ＪＸ８６９０４７￣
ＪＸ８６９０５８).
２􀆰 ２　 Ｅｒｒｏｒ ｒａｔｅ ｍｅａｓｕｒｅ ａｎｄ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎａｌｙｓｉｓ
Ｏｖｅｒ ａｌｌ １２ ｌｏｃｉꎬ ｔｈｅ ｄｉｓａｇｒｅｅｍｅｎｔ ｒａｔｅｓ ｂｅ￣
ｔｗｅｅｎ ｔｗｏ ｒｅａｄｅｒｓ ｗｅｒｅ ｆｒｏｍ ０ ｔｏ ２％. Ｍｏｓｔ ｅｒｒｏｒｓ
(７８％) ｗｅｒｅ ｔｙｐｅ Ａꎬ ａ ｐｒｅｓｅｎｃｅ ａｌｌｅｌｅ ｗａｓ ｍｉｓｓｉｎｇ
ｂｙ ａ ｒｅａｄｅｒ ａｎｄ ｔｈｅ ｈｅｔｅｒｏｚｙｇｏｕｓ ｇｅｎｏｔｙｐｅｓ ｂｅｉｎｇ
ｃａｌｌｅｄ ａｓ ｈｏｍｏｚｙｇｏｕｓ. Ｏｔｈｅｒ ｅｒｒｏｒｓ ( ２２％) ｗｅｒｅ
ｔｙｐｅ Ｂ ｄｕｅ ｔｏ ｃａｌｌｉｎｇ ａ ｗｒｏｎｇ ａｌｌｅｌｅ. Ａｌｌ ｔｈｅ ｄｉｓａ￣
ｇｒｅｅｍｅｎｔ ｃａｎ ｂｅ ａｄｊｕｓｔｅｄ ｂｙ ｔｗｏ ｒｅａｄｅｒｓ ｒｅｃｈｅｃｋｉｎｇ
ｔｏｇｅｔｈｅｒ ａｎｄ ａｃｈｉｅｖｅ ｔｈｅ ｃｏｎｓｉｓｔｅｎｔ ｒｅｓｕｌｔｓ. Ｔｈｅ ａｍ￣
ｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｆａｉｌｕｒｅ ｒａｔｅ ｗａｓ １􀆰 ６％ ｉｎ ｔｏｔａｌ.
９６３３期　 　 　 　 ＸＵ Ｆａｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ｈｉｇｈ Ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ ＳＳＲ Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ Ｋｉｔｓ (１２￣ｐｌｅｘ) ｆｏｒ Ｅｕｐｈｒａｔｅｓ’ Ｐｏｐｌａｒꎬ Ｐｏｐｕｌｕｓ 􀆺　 　 　 　
书书书
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０７３　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
　 　 Ｔｈｅ ＨＷＥ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｗｈｏｌｅ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ａｎｄ
ｓｕｂｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｌｅｖｅｌ ｗｅｒｅ ｓｈｏｗｎ ｉｎ ｔｈｅ Ｔａｂｌｅ Ｓ２.
Ｍｏｓｔ ｌｏｃｉ ｓｈｏｗｅｄ ｅｑｕｉｌｉｂｒｉｕｍ ｉｎ ｂｏｔｈ ｌｅｖｅｌｓ. Ｔｈｅ ａｌ￣
ｌｅｌｅ ｎｕｍｂｅｒ (ＮＡ) ｏｆ １２ ｌｏｃｉ ｗｅｒｅ ｆｒｏｍ ２ ｔｏ ８ (ｍｅａｎ
４􀆰 ０)ꎬ ｔｈｅ ＮＡ ｏｆ ＥＳＴ￣ＳＳＲｓ ｗｅｒｅ ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｔｈｅ ｒｅ￣
ｓｕｌｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｐｒｉｍｅｒ ｄｅｖｅｌｏｐｉｎｇ ｒｅｓｅａｒｃｈ (Ｄｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１３). Ｃｏｍｐａｒｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｆｏｒｍｅｒ ｒｅｓｅａｒｃｈｅｓ ( Ｄｕ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２０１３ꎻ Ｘｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３)ꎬ ｌｏｃｉ ｉｎ ｔｈｉｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ
ｓｈｏｗｅｄ ｒｅｌａｔｉｖｅｌｙ ｌｏｗｅｒ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍ. Ｔｈｅ ａｔｔｒｉｂｕ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｉｓ ｐｈｅｎｏｍｅｎｏｎ ｍｉｇｈｔ ｂｅ ｔｈｅ ｒｅｐｅａｔ ｎｕｍｂｅｒ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅꎬ ｔｈｅ ｒｅｐｅａｔ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｈｅｘａ￣ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ｌｏ￣
ｃｕｓ ｗｅｒｅ ｕｓｕａｌｌｙ ｓｍａｌｌｅｒ ｔｈａｎ ｓｅｖｅｎ ａｎｄ ｍｏｓｔ ｏｆ ｔｈｅ
ｄｉ￣ ｏｒ ｔｒｉ￣ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ｌｏｃｕｓ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ １０ ｒｅ￣
ｐｅａｔｓ. Ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｈｅｔｅｒｏｚｙｇｏｓｉｔｙ (ＨＯ) ａｎｄ ｔｈｅ ｅｘｐｅｃ￣
ｔｅｄ ｈｅｔｅｒｏｚｙｇｏｓｉｔｙ (ＨＥ ) ｗｅｒｅ ０􀆰 １３ － ０􀆰 ７８ ( ｍｅａｎ
０􀆰 ４４) ａｎｄ ０􀆰 １０－０􀆰 ７６ (ｍｅａｎ ０􀆰 ４７). Ｆｉｘａｔｉｏｎ ｉｎ￣
ｄｅｘ (ＦＩＳ) ｒａｎｇｅｓ ｆｒｏｍ －０􀆰 １４ ｔｏ ０􀆰 ４７ꎬ ｍｅａｎ ＦＩＳ ｗａｓ
０􀆰 ０８４. Ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｃｏｎｔｅｎｔ ( ＰＩＣ) ｏｆ
ａｌｌ ｌｏｃｉ ｗａｓ ０􀆰 １１ ｔｏ ０􀆰 ７３ (ａｖｅｒａｇｅ ０􀆰 ４１). Ｐｒｏｂａｂｉｌ￣
ｉｔｙ ｏｆ Ｉｄｅｎｔｉｔｙ (ＰＩＤ) ｏｆ ｅａｃｈ ｌｏｃｕｓ ｒａｎｇｅｄ ｂｅｔｗｅｅｎ
０􀆰 ０９ ａｎｄ ０􀆰 ８１ (Ｔａｂｌｅ ２).
２􀆰 ３　 ＳＳＲ ｔｒａｎｓｆｅｒａｂｉｌｉｔｙ
Ｔｈｅ ｏｖｅｒａｌｌ ｔｒａｎｓｆｅｒａｂｉｌｉｔｙ ｓｕｃｃｅｓｓ ｒａｔｅ ｏｆ ｔｈｅ １２
ｌｏｃｉ ｉｎ ｏｔｈｅｒ ｅｉｇｈｔ ｓｐｅｃｉｅｓ ｗａｓ ７９􀆰 １％ (Ｔａｂｌｅ Ｓ３).
Ａｌｌ ｔｈｅ１２ ｍａｒｋｅｒｓ ｃｏｕｌｄ ｂｅ ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｒｅｐｒｅ￣
ｓｅｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ ｏｆ Ｌｅｕｃｅ Ｄｕｂｙꎬ Ｔａｃａｍａｈａｃａ Ｓｐａｃｈ ａｎｄ
Ｔｕｒａｎｇａ Ｂｇｅ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｔｒａｎｓｆｅｒａｂｉｌｉｔｙ ｓｈｏｗｅｄ
ｏｂｖｉｏｕｓ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅ ｉｎ Ａｉｇｅｉｒｏｓ Ｄｕｂｙ ａｎｄ Ｌｅｕｃｏｉｄｅｓ
Ｓｐａｃｈ. Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅｒｅ ｉｓ ｐｏｓｉｔｉｖｅ
ｃｏｒｒｅｌａｔｉｏｎ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｒａｔｅｓ ｏｆ ｔｒａｎｓｆｅｒａ￣
ｂｉｌｉｔｙ ａｎｄ ｔｈｅ ｐｈｙｌｏｇｅｎｙ ｏｆ ｔｈｅ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｇｅｎｕｓ (Ｄｕ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２０１３).
３　 Ｃｏｎｃｌｕｓｉｏｎ
Ｗｅ ｆｏｌｌｏｗ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｔｒｅｎｄ ｏｆ ｔｈｅ ｍｏｌｅｃｕ￣
ｌａｒ ｍａｒｋｅｒ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｔｏ ｄｅｖｅｌｏｐ ｔｈｅ ｈｉｇｈ￣ｑｕａｌｉｔｙ
ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ＰＣＲ ｋｉｔ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ＳＳＲ ｍａｒｋｅｒｓ. Ｃｏｍ￣
ｐａｒｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｆｏｒｍｅｒ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｉｎ Ｐ􀆰 ｅｕｐｈｒａｔｉｃａꎬ ｈｉｇｈ
ｑｕａｌｉｔｙ ｏｆ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ｃｏｕｌｄ ｇｒｅａｔｌｙ ｉｍｐｒｏｖｅ
ｔｈｅ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｏｆ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ｄｅｖｅｌｏｐｉｎｇ. Ｐｒｉｍｅｒｓ
ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｔｈｉｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔ ｒｏｂｕｓｔ ｔｏｏｌｓ ｆｏｒ
ｆｕｔｕｒｅ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｇｅｎｅｔｉｃ ｓｔｕｄｉｅｓ ａｎｄ ｌａｒｇｅ￣ｓｃａｌｅ ｍｏ￣
ｌｅｃｕｌａｒ ｇｅｎｏｔｙｐｉｎｇ. Ｗｉｔｈ ｏｔｈｅｒ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅｓꎬ ｉｔ
ｃｏｕｌｄ ｈｅｌｐ ｔｏ ｓｏｌｖｅ ｍｏｒｅ ｃｏｍｐｌｅｘ ｓｃｉｅｎｔｉｆｉｃ ｉｓｓｕｅｓ. Ｉｎ
ａｄｄｉｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ＳＳＲ ｍａｒｋｅｒｓ ｃａｎ ｂｅ ｕｓｅｆｕｌ ｆｏｒ ｔｈｅ ｍｕｌ￣
ｔｉｐｌｅ ｓｔｕｄｉｅｓ ｉｎ ｏｔｈｅｒ ｓｐｅｃｉｅｓ ｏｆ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｇｅｎｕｓ.
Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅ:
Ａｍｏｓ Ｗꎬ Ｈｏｆｆｍａｎ Ｊꎬ Ｆｒｏｄｓｈａｍ Ａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７. Ａｕｔｏｍａｔｅｄ ｂｉｎｎｉｎｇ ｏｆ
ｍｉｃｒｏｓａｔｅｌｌｉｔｅ ａｌｌｅｌｅｓ: ｐｒｏｂｌｅｍｓ ａｎｄ ｓｏｌｕｔｉｏｎｓ [Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅ￣
ｃｏｌｏｇｙ Ｎｏｔｅｓꎬ ７: １０—１４
Ｂｒｕｅｌｈｅｉｄｅ Ｈꎬ Ｊａｎｄｔ Ｕꎬ Ｇｒｉｅｓ Ｄꎬ ２００３. Ｖｅｇｅｔａｔｉｏｎ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ａ ｒｉｖｅｒ
ｏａｓｉｓ ｏｎ ｔｈｅ ｓｏｕｔｈｅｒｎ ｒｉｍ ｏｆ ｔｈｅ Ｔａｋｌａｍａｋａｎ Ｄｅｓｅｒｔ ｉｎ Ｃｈｉｎａ ｂｅ￣
ｔｗｅｅｎ １９５６ ａｎｄ ２０００ [Ｊ] . Ｐｈｙｔｏｃｏｅｎｏｌｏｇｉａꎬ ３３: ８０１—８１８
Ｄｏｙｌｅ ＪＪꎬ １９８７. Ａ ｒａｐｉｄ ＤＮＡ ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅ ｆｏｒ ｓｍａｌｌ ｑｕａｎｔｉｔｉｅｓ
ｏｆ ｆｒｅｓｈ ｌｅａｆ ｔｉｓｓｕｅ [Ｊ] . Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍ Ｕｌｌꎬ １９: １１—１５
Ｄｕ ＦＫꎬ Ｘｕ Ｆꎬ Ｑｕ Ｈ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３. Ｅｘｐｌｏｉｔｉｎｇ ｔｈｅ Ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｅ ｏｆ
Ｅｕｐｈｒａｔｅｓ Ｐｏｐｌａｒꎬ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ( Ｓａｌｉｃａｃｅａｅ) ｔｏ Ｄｅｖｅｌｏｐ
ａｎｄ Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｅ Ｎｅｗ ＥＳＴ￣ＳＳＲ Ｍａｒｋｅｒｓ ａｎｄ Ｃｏｎｓｔｒｕｃｔ ａｎ ＥＳＴ￣
ＳＳＲ Ｄａｔａｂａｓｅ [Ｊ] . ＰｌｏＳꎬ ８: ｅ６１３３７
Ｅｕｓｅｍａｎｎ Ｐꎬ Ｆｅｈｒｅｎｚ Ｓꎬ Ｓｃｈｎｉｔｔｌｅｒ Ｍꎬ ２００９. Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ｔｗｏ ｍｉ￣
ｃｒｏｓａｔｅｌｌｉｔｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ＰＣＲ ｓｙｓｔｅｍｓ ｆｏｒ ｈｉｇｈ ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ ｇｅｎｏｔｙｐｉｎｇ
ｉｎ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ [ Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｆｏｒｅｓｔｒｙ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ２０:
１９５—１９８
Ｅｘｃｏｆｆｉｅｒ Ｌꎬ Ｌｉｓｃｈｅｒ ＨＥꎬ ２０１０. Ａｒｌｅｑｕｉｎ ｓｕｉｔｅ ｖｅｒ ３􀆰 ５: ａ ｎｅｗ ｓｅｒｉｅｓ
ｏｆ ｐｒｏｇｒａｍｓ ｔｏ ｐｅｒｆｏｒｍ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎ ｇｅｎｅｔｉｃｓ ａｎａｌｙｓｅｓ ｕｎｄｅｒ Ｌｉｎｕｘ
ａｎｄ Ｗｉｎｄｏｗｓ [Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓꎬ １０: ５６４—５６７
Ｆａｙ ＭＦꎬ Ｌｌｅｄó ＭＤꎬ Ｋｏｒｎｂｌｕｍ ＭＭ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９９. Ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｗａｔｅｒｓ ｏｆ
Ｂａｂｙｌｏｎ? Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ｉｎ Ｓｐａｉｎ ｉｓ ｃｌｏｎａｌ ａｎｄ ｐｒｏｂａｂｌｙ ｉｎ￣
ｔｒｏｄｕｃｅｄ [Ｊ] . Ｂｉｏｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ＆ Ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎꎬ ８: ７６９—７７８
Ｇｕｉｃｈｏｕｘ Ｅꎬ Ｌａｇａｃｈｅ Ｌꎬ Ｗａｇｎｅｒ Ｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ａ. Ｃｕｒｒｅｎｔ ｔｒｅｎｄｓ ｉｎ
ｍｉｃｒｏｓａｔｅｌｌｉｔｅ ｇｅｎｏｔｙｐｉｎｇ [Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓꎬ １１:
５９１—６１１
Ｇｕｉｃｈｏｕｘ Ｅꎬ Ｌａｇａｃｈｅ Ｌꎬ Ｗａｇｎｅｒ Ｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ｂ. Ｔｗｏ ｈｉｇｈｌｙ ｖａｌｉｄａ￣
ｔｅｄ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘｅｓ (１２￣ｐｌｅｘ ａｎｄ ８￣ｐｌｅｘ) ｆｏｒ ｓｐｅｃｉｅｓ ｄｅｌｉｍｉｔａｔｉｏｎ ａｎｄ
ｐａｒｅｎｔａｇｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｉｎ ｏａｋｓ (Ｑｕｅｒｃｕｓ ｓｐｐ.) [Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏ￣
ｇｙ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓꎬ １１: ５７８—５８５
Ｇｕｏ ＳＷꎬ Ｔｈｏｍｐｓｏｎ ＥＡꎬ １９９２. Ｐｅｒｆｏｒｍｉｎｇ ｔｈｅ ｅｘａｃｔ ｔｅｓｔ ｏｆ Ｈａｒｄｙ￣
Ｗｅｉｎｂｅｒｇ ｐｒｏｐｏｒｔｉｏｎ ｆｏｒ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ａｌｌｅｌｅｓ [ Ｊ] . Ｂｉｏｍｅｔｒｉｃｓꎬ ４８:
３６１—３７２
Ｈｏｌｌｅｌｅｙ ＣＥꎬ Ｇｅｅｒｔｓ ＰＧꎬ ２００９. Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ Ｍａｎａｇｅｒ １􀆰 ０: ａ ｃｒｏｓｓ￣ｐｌａｔ￣
ｆｏｒｍ ｃｏｍｐｕｔｅｒ ｐｒｏｇｒａｍ ｔｈａｔ ｐｌａｎｓ ａｎｄ ｏｐｔｉｍｉｚｅｓ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ＰＣＲ
[Ｊ] . Ｂｉｏｔｅｃｈｎｉｑｕｅｓꎬ ４６: ５１１
Ｈｏｕ Ｈꎬ １９８５. Ｆｌｏｏｄｐｌａｉｎ ｍｅａｄｏｗｓꎬ ｇａｌｌｅｒｙ ｆｏｒｅｓｔｓꎬ ａｎｄ ｏａｓｅｓ [Ａ].
Ｉｎ: Ｇｏｏｄｉｎ ＪＲꎬ Ｎｏｒｔｈｉｎｇｔｏｎ ＤＫ (ｅｄｓ.)ꎬ Ｐｌａｎｔ Ｒｅｓｏｕｒｃｅ ｏｆ Ａｒｉｄ
ａｎｄ Ｓｅｍｉ Ａｒｉｄ Ｌａｎｄｓ—Ａ Ｇｌｏｂａｌ Ｐｅｒｓｐｅｃｔｉｖｅ [ Ｍ]. Ａｃａｄｅｍｉｃ
Ｐｒｅｓｓ Ｏｒｌａｎｄｏꎬ ２４６—２４９
Ｋａｌｉｎｏｗｓｋｉ ＳＴꎬ Ｔａｐｅｒ ＭＬꎬ Ｍａｒｓｈａｌｌ ＴＣꎬ ２００７. Ｒｅｖｉｓｉｎｇ ｈｏｗ ｔｈｅ
ｃｏｍｐｕｔｅｒ ｐｒｏｇｒａｍ ＣＥＲＶＵＳ ａｃｃｏｍｍｏｄａｔｅｓ ｇｅｎｏｔｙｐｉｎｇ ｅｒｒｏｒ ｉｎ￣
ｃｒｅａｓｅｓ ｓｕｃｃｅｓｓ ｉｎ ｐａｔｅｒｎｉｔｙ ａｓｓｉｇｎｍｅｎｔ [ Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙꎬ
１６: １０９９—１１０６
１７３３期　 　 　 　 ＸＵ Ｆａｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ｈｉｇｈ Ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ ＳＳＲ Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ Ｋｉｔｓ (１２￣ｐｌｅｘ) ｆｏｒ Ｅｕｐｈｒａｔｅｓ’ Ｐｏｐｌａｒꎬ Ｐｏｐｕｌｕｓ 􀆺　 　 　 　
Ｌｅｆèｖｒｅ Ｓꎬ Ｗａｇｎｅｒ Ｓꎬ Ｐｅｔｉｔ Ｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘｅｄ ｍｉｃｒｏｓａｔｅｌｌｉｔｅ
ｍａｒｋｅｒｓ ｆｏｒ ｇｅｎｅｔｉｃ ｓｔｕｄｉｅｓ ｏｆ ｂｅｅｃｈ [ Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙ Ｒｅ￣
ｓｏｕｒｃｅｓꎬ １２: ４８４—４９１
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ｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｉｃｒｏｓａｔｅｌｌｉｔｅ ｍａｒｋｅｒｓ ｆｏｒ ｂｌａｃｋ ａｌｄｅｒ (Ａｌｎｕｓ ｇｌｕｔｉ￣
ｎｏｓａ) ａｎｄ ｒｅｌａｔｅｄ ｓｐｅｃｉｅｓ ｕｓｉｎｇ ＳＳＲ￣ｅｎｒｉｃｈｅｄ ｓｈｏｔｇｕｎ ｐｙｒｏｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｉｎｇ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｈｅｒｅｄｉｔｙꎬ １０２: ６２７—６３２
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ｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ８１: １—１５
Ｌｉｅｓｅｂａｃｈ Ｈꎬ Ｓｃｈｎｅｃｋ Ｖꎬ Ｅｗａｌｄ Ｅꎬ ２０１０. Ｃｌｏｎａｌ ｆｉｎｇｅｒｐｒｉｎｔｉｎｇ ｉｎ
ｔｈｅ ｇｅｎｕｓ Ｐｏｐｕｌｕｓ Ｌ. ｂｙ ｎｕｃｌｅａｒ ｍｉｃｒｏｓａｔｅｌｌｉｔｅ ｌｏｃｉ ｒｅｇａｒｄｉｎｇ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ ｂｅｔｗｅｅｎ ｓｅｃｔｉｏｎｓꎬ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｎｄ ｈｙｂｒｉｄｓ [ Ｊ] . Ｔｒｅｅ Ｇｅ￣
ｎｅｔｉｃｓ ＆ Ｇｅｎｏｍｅｓꎬ ６: ２５９—２６９
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Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙ Ｎｏｔｅｓꎬ ６: ２８８—２９５
Ｑｉｕ Ｑꎬ Ｍａ Ｔꎬ Ｈｕ Ｑ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｇｅｎｏｍｅ￣ｓｃａｌｅ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｅ ａｎａｌｙ￣
ｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ｄｅｓｅｒｔ ｐｏｐｌａｒꎬ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ [ Ｊ] . Ｔｒｅｅ Ｐｈｙｓｉｏｌｏ￣
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ｔｈｅ ｐｌａｓｍａ ａｎｄ ｖａｃｕｏｌａｒ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｉｎ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ｃｅｌｌｓ
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ａｔ / ｚａｇ / ｆｏｒｓｇｈ / ｉｄｅｎｔｉｔｙ􀆰 ｈｔｍ)
Ｗａｇｎｅｒ Ｓꎬ Ｇｅｒｂｅｒ Ｓꎬ Ｐｅｔｉｔ ＲＪꎬ ２０１２. Ｔｗｏ ｈｉｇｈｌｙ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｖｅ ｄｉｎｕｃｌｅ￣
ｏｔｉｄｅ ＳＳＲ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘｅｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｏｎｉｆｅｒ Ｌａｒｉｘ ｄｅｃｉｄｕａ ( Ｅｕｒｏｐｅａｎ
ｌａｒｃｈ) [Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓꎬ １２: ７１７—７２５
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ｔｗｅｅｎ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ ｏｆ ａ ｄｅｓｅｒｔ ｐｏｐｌａｒ (Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ) ｒｅ￣
ｖｅａｌｅｄ ｂｙ ＳＳＲ ｍａｒｋｅｒｓ [ Ｊ] . Ａｎｎａｌｓ ｏｆ Ｆｏｒｅｓｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ６８:
１１４３—１１４９
Ｗａｎｇ Ｊꎬ Ｗｕ Ｙꎬ Ｒｅｎ Ｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ｂ. Ｇｅｎｅｔｉｃ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｉｏｎ ａｎｄ ｄｅ￣
ｌｉｍｉｔａｔｉｏｎ ｂｅｔｗｅｅｎ ｅｃｏｌｏｇｉｃａｌｌｙ ｄｉｖｅｒｇｅｄ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ ａｎｄ
Ｐ􀆰 ｐｒｕｉｎｏｓａꎬ ６: ｅ２６５３０
Ｗｕ Ｙꎬ Ｗａｎｇ Ｊꎬ Ｌｉｕ Ｊꎬ ２００８. Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｉ￣
ｃｒｏｓａｔｅｌｌｉｔｅ ｍａｒｋｅｒｓ ｉｎ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ (Ｐｏｐｕｌａｃｅａｅ) [ Ｊ] .
Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓꎬ ８: １１４２—１１４４
Ｘｕ Ｆꎬ Ｆｅｎｇ Ｓꎬ Ｗｕ Ｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３. Ｔｗｏ ｈｉｇｈｌｙ ｖａｌｉｄａｔｅｄ ＳＳＲ ｍｕｌｔｉ￣
ｐｌｅｘｅｓ (８￣ｐｌｅｘ) ｆｏｒ Ｅｕｐｈｒａｔｅｓ′ ｐｏｐｌａｒꎬ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ (Ｓａｌ￣
ｉｃａｃｅａｅ) [Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓꎬ １３: １４４—１５３
Ｔａｂｌｅ Ｓ１　 Ｔｈｅ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ６７ ｃａｎｄｉｄａｔｅ ＳＳＲ ｌｏｃｉꎬ ｎｏｔ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｔｈｅ ｌｏｃｉ ｕｓｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ ＰＣＲ ｋｉｔ.
Ａｌｌ ｔｈｅ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｓｉｍｐｌｅｘ ＰＣＲ ｉｎ Ｐｏｐｕｌｕｓ ｅｕｐｈｒａｔｉｃａ
Ｌｏｃｕｓ Ｆｏｒｗａｒｄ ｐｒｉｍｅｒ (５′－３′) Ｒｅｖｅｒｓｅ Ｐｒｉｍｅｒ (５′－３′) Ｍｏｔｉｆ ＰＩＣ ＨＥ ｎＡ Ｓｉｚｅ / ｂｐ
Ｇ６０４２３ ＡＡＡＡＣＴＣＴＣＣＣＴＣＣＣＴＣＡＣＴ ＴＧＧＴＣＴＴＡＧＡＧＡＧＡＴＴＧＡＡＧＡＡＡ (ＣＴ) １１ ０􀆰 １４１ ０􀆰 １５９ ２ １１０－１１６
Ｇ６５６７６ ＣＡＡＡＡＧＧＧＴＣＴＴＣＣＴＧＴＴＴＣ ＧＡＧＧＡＧＣＡＴＣＡＴＣＡＧＡＧＴＴＧ (ＧＡ) １０ ０􀆰 ４３２ ０􀆰 ５５８ ３ ２３５－２５５
Ｇ６３７４９ ＧＡＴＣＴＴＣＣＡＡＴＣＡＴＧＣＣＴＴＣ ＣＡＧＣＣＡＴＴＣＡＡＡＡＡＧＡＧＡＧＡ (ＧＴ) １１ ０􀆰 ３０７ ０􀆰 ３５９ ３ １６２－１７７
Ｇ６５８８９ ＧＣＡＣＣＴＣＡＴＧＴＴＣＣＡＡＴＣＴＡ ＧＧＴＧＧＴＡＧＡＧＧＣＴＴＧＡＡＧＡＴ (ＡＡＧＣＣＡ) ４ ０􀆰 ３５９ ０􀆰 ４８９ ２ １３０－１６３
Ｇ６００８０ ＣＣＡＡＡＡＡＣＡＣＡＡＧＧＴＧＡＡＡＡ ＴＡＴＴＴＧＣＣＴＴＴＣＴＧＧＧＡＣＴＴ (ＣＡＴ) ６ ０􀆰 １６３ ０􀆰 １７７ ３ １６０－２５６
Ｇ６００５５ ＡＡＡＡＧＣＴＣＴＣＴＧＴＣＴＣＡＣＴＣＡ ＣＡＣＧＴＧＴＡＧＡＧＡＧＧＧＣＡＡＴＡ (ＡＧＡ) ６ ０􀆰 ６ ０􀆰 ６９２ ４ １６２－２５８
Ｇ７０７０７ ＧＣＧＡＴＡＴＴＴＣＡＡＴＣＣＴＣＡＴＣ ＴＣＣＴＡＣＡＴＴＧＣＴＴＧＧＣＴＣＴ (ＧＣＴ) ６ ０􀆰 １５ ０􀆰 １６３ ３ １９５－２０１
Ｇ６０５１２ ＧＡＡＧＡＴＡＡＴＧＧＡＴＧＧＴＧＧＴＧ ＴＡＣＡＴＣＴＣＣＴＧＡＴＣＣＴＣＣＡＡ (ＧＡＣ) １２ ０􀆰 ６８１ ０􀆰 ７３６ ７ ２０５－２５７
Ｇ７１４０７ ＴＴＡＡＡＧＡＴＣＡＧＧＧＣＴＴＴＣＣＴ ＴＣＣＣＡＴＧＡＧＣＡＴＧＧＴＡＡＣ (ＴＣＣ) １０ ０􀆰 ５５３ ０􀆰 ６５４ ３ ２３６－２５９
Ｇ６８２５０ ＡＡＣＣＣＴＣＣＣＡＡＴＴＧＡＣＴＣＴ ＴＧＡＡＧＧＡＴＴＣＴＧＴＧＣＴＴＴＧＴ (ＣＴＣＣ) ５ ０􀆰 ６６８ ０􀆰 ７４９ ５ １７０－２３３
Ｇ６４１０９ ＡＡＣＡＡＡＣＧＡＡＧＴＧＡＴＧＧＡＧＡ ＴＣＡＣＴＧＧＣＴＴＧＡＴＡＧＧＡＧＡＡ (ＴＣＴＴＣ) ４ ０􀆰 ６１８ ０􀆰 ７２５ ４ １６９－１７９
Ｇ７０２８７ ＡＡＡＣＣＣＡＡＣＡＡＡＡＧＡＧＧＡＡＡ ＧＧＴＣＣＴＣＴＴＣＴＴＣＴＴＣＴＣＣＡ (ＧＧＴＧＧＡ) ５ ０􀆰 ３２６ ０􀆰 ３６３ ４ ２２８－２５４
Ｇ６１２９８ ＡＡＡＡＧＧＣＡＡＡＣＣＣＴＣＣＴＣ ＣＡＴＣＴＴＴＣＴＣＴＴＴＣＴＧＴＴＴＣＴＴＡＴ (ＣＣＴ) １０ ０􀆰 ３７１ ０􀆰 ４２４ ３ １８５－１９１
Ｕ４６７５２ ＣＡＧＧＡＴＣＣＧＴＴＴＣＣＧＴＴＴＣ ＴＧＧＴＣＧＣＡＴＡＡＡＧＡＧＡＧＡＧＡＧＡ (ＧＧＡＡＡ) ６ ０􀆰 ５０５ ０􀆰 ５９３ ４ ２９０－３０４
Ｕ１７４２２ ＴＣＡＧＧＣＡＣＣＡＴＡＣＴＣＡＣＣＴＧ ＧＡＧＧＣＧＧＴＴＣＴＴＣＴＴＴＴＧＴＧ (ＧＡＡＣＴ) ４ ０􀆰 ３９７ ０􀆰 ４６７ ３ ２９９－３０７
Ｕ１９３７０ ＣＴＴＣＣＣＧＡＴＧＡＣＣＴＴＡＡＣＣＡ ＣＧＡＣＴＴＴＧＣＴＧＣＴＣＡＴＡＣＣＡ (ＴＣＴＴＣ) ４ ０􀆰 ６６１ ０􀆰 ７５３ ４ ３０９－３２３
Ｕ１０９８ ＧＡＧＣＣＡＴＴＡＡＣＧＡＣＴＧＣＡＣＡ ＡＡＧＡＡＧＡＣＡＴＴＧＣＴＣＣＴＣＣＴＣ (ＧＧＡＧＡ) ５ ０􀆰 １４１ ０􀆰 １５９ ２ ２１６－２１９
２７３　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
Ｔａｂｌｅ Ｓ１ ｃｏｎｔｉｎｕｅｄ
Ｌｏｃｕｓ Ｆｏｒｗａｒｄ ｐｒｉｍｅｒ (５′－３′) Ｒｅｖｅｒｓｅ Ｐｒｉｍｅｒ (５′－３′) Ｍｏｔｉｆ ＰＩＣ ＨＥ ｎＡ Ｓｉｚｅ / ｂｐ
Ｕ４６９６ ＣＡＴＡＴＣＴＡＣＣＣＧＣＴＣＣＣＡＧＡ ＡＧＡＡＡＧＣＣＣＴＣＧＡＡＧＡＡＡＧＣ (ＡＡＣＣＣＣ) ４ ０􀆰 ３１８ ０􀆰 ４１６ ２ ３２５－３４０
Ｕ１１６８６ ＴＣＡＣＴＣＣＡＡＣＣＡＣＴＴＣＣＡＣＡ ＧＡＡＧＡＣＣＡＡＡＴＴＧＡＧＣＧＣＡＴ (ＡＡＡＡＧ) ４ ０􀆰 ０７７ ０􀆰 ０８３ ２ ３２９－３４４
Ｕ４０６８ ＡＡＡＣＧＡＣＣＧＣＡＡＡＡＣＡＣＴＣＴ ＣＧＣＣＡＴＴＡＴＣＡＴＴＴＧＣＡＣＡＣ (ＴＣＴＣＣ) ５ ０􀆰 ２３９ ０􀆰 ２９ ２ ５５０－５５５
Ｕ３３９９５ ＴＴＡＧＣＣＣＡＴＣＧＡＴＣＴＴＧＡＣＣ ＡＡＡＡＣＣＴＧＧＡＡＧＣＴＧＴＧＴＧＧ (ＡＣＡＣＡ) ５ ０􀆰 ３７３ ０􀆰 ５１９ ２ ３６９－３７５
Ｕ６９８５５ ＧＧＣＴＡＡＣＡＧＡＡＧＧＣＴＡＣＴＴＧＣ ＣＡＧＧＧＧＡＣＡＴＣＣＴＣＴＴＣＴＧＡ (ＴＴＴＴＣ) ４ ０􀆰 １４１ ０􀆰 １５９ ２ ３９９－４０４
Ｕ６４９６ ＧＴＡＡＡＣＡＡＡＧＧＧＡＣＣＣＣＴＣＣ ＣＣＣＡＡＡＴＣＣＣＣＡＡＴＴＡＴＴＣＣ (ＴＴＣＴＴ) ５ ０􀆰 ０８３ ０􀆰 ０９１ ２ ３９６－４０６
Ｕ８６５ ＡＡＧＴＣＧＴＣＧＧＧＴＴＧＴＴＧＡＡＧ ＣＣＣＣＣＴＴＡＴＣＣＣＴＧＡＡＡＴＧＴ (ＡＴＴＴＴ) ４ ０􀆰 ３６８ ０􀆰 ５０７ ２ ４１７－４２４
Ｕ２６９９９ ＣＣＣＣＴＧＣＡＴＴＡＡＡＡＣＡＴＣＴＣＡ ＧＡＡＧＴＴＣＧＴＣＣＣＧＡＡＴＧＡＡＧ (ＡＣＡＣＡＡ) ３ ０􀆰 １４１ ０􀆰 １５９ ２ ２９４－３００
Ｕ２３２０８ ＡＴＧＣＡＴＧＧＴＧＡＡＣＡＴＧＡＧＧＡ ＣＡＣＡＴＧＣＡＴＡＧＴＴＣＡＡＣＧＧＧ (ＴＴＴＣＡＧ) ３ ０􀆰 ３６５ ０􀆰 ５０５ ２ ２９７－３００
Ｕ１９９８ ＣＴＴＴＣＣＣＣＣＴＴＴＴＣＣＴＧＴＴＴ ＣＣＣＡＡＡＴＣＧＡＧＡＴＣＧＡＡＡＡＡ (ＴＴＴＴＴＧ) ３ ０􀆰 ４１ ０􀆰 ４７５ ３ ２９５－３０７
Ｕ４０１５７ ＧＡＡＣＣＴＡＴＴＣＣＡＡＧＣＣＣＴＣＣ ＡＡＡＡＴＧＧＴＴＣＴＣＣＴＧＡＴＧＣＧ (ＣＡＧＣＴＧ) ３ ０􀆰 ３４ ０􀆰 ４５５ ２ ４２０－４３２
Ｕ３４９９９ ＡＡＴＣＣＣＴＣＴＴＴＴＴＣＣＴＴＧＣＣ ＧＴＧＣＣＡＧＴＴＧＴＧＴＡＣＧＴＴＧＧ (ＣＡＡＧＡＡ) ３ ０􀆰 ２１２ ０􀆰 ２３６ ３ ２９７－３０３
Ｕ２６８３９ ＡＴＣＧＣＣＴＣＡＴＴＴＴＣＡＡＣＡＣＣ ＡＴＡＧＡＣＡＴＧＧＴＣＣＣＣＡＧＣＡＡ (ＡＡＡＣＡＡ) ４ ０􀆰 ５２３ ０􀆰 ６０５ ４ ２９１－３０８
Ｕ８６７５５ ＣＴＡＧＡＴＧＣＴＧＡＧＣＴＴＧＣＧＣＴ ＣＴＣＣＴＴＣＴＴＣＣＴＣＧＣＣＡＴＣ (ＧＣＧＡＴＧ) ４ ０􀆰 ２０８ ０􀆰 ２４７ ２ ２９８－３０５
Ｕ４１９２ ＧＣＡＧＴＧＧＡＧＡＡＧＡＡＧＣＡＴＣＣ ＣＧＴＴＧＣＴＴＴＣＧＣＡＧＡＣＡＡＴＡ (ＡＡＡＡＡＴ) ３ ０􀆰 ０８３ ０􀆰 ０９１ ２ ３０２－３０３
Ｕ５５５２０ ＧＣＡＴＡＡＴＣＴＡＴＧＣＣＧＣＧＡＡＴ ＧＣＧＣＣＴＡＡＣＡＣＣＡＧＧＴＡＡＡＴ (ＡＡＡＡＡＴ) ３ ０􀆰 ４２２ ０􀆰 ５４１ ３ ３０２－３０６
Ｕ１７１５５ ＴＣＴＧＣＴＧＡＡＡＧＡＡＧＣＴＧＣＡＡ ＴＧＧＡＡＣＡＧＣＴＴＧＧＡＧＡＡＴＣＣ (ＧＡＣＴＴＧ) ４ ０􀆰 １５２ ０􀆰 １７３ ２ ３１８－３２３
Ｕ１７１３８ ＴＧＡＴＧＣＡＡＡＧＡＧＴＴＧＧＣＡＡＧ ＣＣＣＡＴＡＡＣＡＡＧＧＡＡＡＡＣＧＴＣＡ (ＡＧＡＧＧＧ) ４ ０􀆰 ０８３ ０􀆰 ０９１ ２ ２９８－３１７
Ｕ６４３５ ＴＴＴＧＴＧＡＴＣＡＴＣＡＧＣＡＴＴＴＴＣＡ ＡＣＧＧＧＴＧＧＴＧＡＴＴＧＡＴＧＡＧＴ (ＡＧＡＡＡＡ) ３ ０􀆰 ２２８ ０􀆰 ２５５ ３ ３０２－３１７
Ｕ７００３０ ＡＣＡＣＧＧＧＴＴＣＴＡＧＴＣＧＴＴＧＧ ＣＡＴＧＣＡＴＴＴＣＴＴＴＧＴＴＧＣＧＴ (ＧＡＡＧＡＴ) ３ ０􀆰 １５２ ０􀆰 １７３ ２ ３１７－３２４
Ｕ１７１５５ ＴＣＴＧＣＴＧＡＡＡＧＡＡＧＣＴＧＣＡＡ ＴＧＧＡＡＣＡＧＣＴＴＧＧＡＧＡＡＴＣＣ (ＧＡＣＴＴＧ) ４ ０􀆰 ３７３ ０􀆰 ５１８ ２ ２９９－３０９
Ｕ４０７３ ＧＡＴＧＧＴＣＣＣＡＡＴＧＡＧＣＡＡＧＴ ＴＴＣＣＧＣＣＴＴＧＡＴＣＧＴＴＴＡＴＣ (ＧＡＴＴＣＡ) ４ ０􀆰 １４１ ０􀆰 １５９ ２ ３１０－３２２
Ｕ８９９６１ ＣＡＣＡＧＣＴＣＣＣＴＣＣＡＴＧＡＴＴＴ ＣＣＧＡＧＡＡＧＧＴＧＡＧＡＣＴＴＴＧＣ (ＡＴＡＴＡＣ) １２ ０􀆰 ６０５ ０􀆰 ６５４ ８ ２７８－３３７
Ｕ２９２０６ ＧＣＴＧＴＡＧＣＣＴＧＴＴＡＡＧＧＴＣＴＧＧ ＣＣＴＴＣＣＴＣＣＣＴＣＡＴＡＡＡＣＣＡ (ＧＡＡＡＡＧ) ３ ０􀆰 ２２８ ０􀆰 ２５５ ３ ３１６－３２０
Ｕ２８９９０ ＴＴＴＧＴＣＧＡＧＡＴＴＡＣＣＣＧＡＣＣ ＴＣＣＧＡＴＧＡＡＣＣＴＣＣＡＡＡＣＴＣ (ＣＡＧＧＴＧ) ３ ０􀆰 ０８３ ０􀆰 ０９１ ２ ３３０－３３６
Ｕ５７８１９ ＧＴＣＴＣＣＡＴＣＧＴＧＣＡＣＴＧＡＧＡ ＴＴＧＣＡＡＣＡＴＧＴＣＣＡＴＡＣＡＴＡＧＡＧ (ＴＴＴＣＣＴ) ３ ０􀆰 １５２ ０􀆰 １７３ ２ ３１３－３１７
Ｕ６４７９１ ＴＧＴＣＡＧＣＴＣＴＴＣＡＣＣＡＣＣＴＧ ＣＡＧＡＡＡＧＧＧＡＧＡＡＣＣＣＡＣＡＡ (ＧＡＧＣＴＧ) ３ ０􀆰 ３４６ ０􀆰 ５３３ ２ ２９７－３２６
Ｕ６１４９６ ＣＣＴＧＧＧＡＡＧＴＴＧＡＧＧＡＣＡＡＡ ＣＣＧＡＡＴＧＣＡＴＧＡＡＣＡＡＧＡＡＡ (ＴＴＴＴＴＡ) ３ ０􀆰 １７８ ０􀆰 ２０９ ２ ３０６－３０８
Ｕ１４０４４ ＣＧＡＡＧＧＡＴＴＴＡＣＡＡＡＣＧＧＧＡ ＡＴＧＧＴＧＧＧＧＧＴＴＧＧＡＴＡＧＡＴ (ＡＴＧＣＡＴ) ３ ０􀆰 ２８２ ０􀆰 ３２５ ３ ３１５－３２６
Ｕ１５５７５ ＣＴＣＴＣＴＴＣＧＡＧＣＧＴＧＣＴＣＡＴ ＣＧＡＴＣＧＡＧＴＧＡＡＣＣＣＧＴＡＡＴ (ＡＡＡＴＴＡ) ３ ０􀆰 ２７５ ０􀆰 ３４４ ２ ３２４－３３２
Ｕ３０６０２ ＴＧＣＴＴＧＴＴＣＡＴＧＡＴＣＣＴＴＣＡＡ ＴＧＧＧＴＡＧＡＴＧＡＡＧＡＣＣＣＴＧＧ (ＣＣＡＧＧＡ) ３ ０􀆰 ０８３ ０􀆰 ０９１ ２ ５２３－５３９
Ｕ７１３０ ＣＧＣＡＣＡＡＡＧＡＡＡＣＡＴＧＣＡＡＴ ＡＴＴＴＣＡＣＣＴＣＣＡＡＣＡＡＧＧＣＡ (ＴＴＴＧＴＴ) ３ ０􀆰 １４１ ０􀆰 １５９ ２ ３２６－３３１
Ｕ３４５５７ ＡＴＧＧＧＣＴＴＣＡＴＡＧＧＣＣＴＴＣＴ ＡＴＴＣＣＧＡＴＣＡＴＣＡＧＧＴＣＴＧＣ (ＧＣＡＧＣＴ) ３ ０􀆰 ３６ ０􀆰 ４３７ ３ ３１９－３３０
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Ｕ２０３１８ ＡＡＧＣＴＴＧＴＧＣＣＡＣＡＧＧＡＡＧＴ ＴＧＴＡＣＡＣＡＡＡＧＧＡＡＧＣＣＡＣＡＡ (ＡＧＧＡＡＣ) ３ ０􀆰 ０８３ ０􀆰 ０９１ ２ ３３０－３３６
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Ｕ５６２３７ ＡＧＣＴＡＡＡＡＡＧＡＧＣＡＧＣＧＡＣＧ ＣＡＧＡＡＡＡＣＡＧＣＣＣＧＡＡＧＡＴＴ (ＧＡＴＴＴＧ) ４ ０􀆰 １４１ ０􀆰 １５９ ２ ３５７－３５９
Ｕ３９６５ ＣＧＡＡＡＡＧＡＡＡＡＡＴＣＣＣＣＣＴＴ ＡＧＣＡＡＡＡＡＴＧＧＡＧＡＧＣＡＡＧＣ (ＣＣＣＴＡＡ) ３ ０􀆰 ２２８ ０􀆰 ２５５ ３ ４５０－４５５
Ｕ８５１０５ ＣＣＴＴＴＣＴＴＧＧＣＡＧＡＴＣＣＴＧＴ ＣＡＡＧＣＧＡＴＴＧＡＧＧＣＡＴＧＴＡＡ (ＴＣＡＴＴＴ) ３ ０􀆰 ２５３ ０􀆰 ３１２ ２ ４３８－４４７
Ｕ２５００３ ＴＴＴＴＧＡＧＧＣＧＧＴＴＴＡＣＣＡＴＣ ＴＣＡＡＣＡＡＴＣＣＣＴＣＡＣＴＴＣＣＣ (ＧＴＴＡＧＧ) ３ ０􀆰 １４１ ０􀆰 １５９ ２ ３８２－３８９
Ｕ３０５２２ ＡＣＴＡＣＣＡＣＣＣＧＴＣＧＡＴＣＴＴＧ ＣＣＡＴＣＡＧＡＴＧＡＣＣＣＣＴＣＴＧＴ (ＴＴＧＣＴＧ) ４ ０􀆰 ３４６ ０􀆰 ３７７ ５ ３８０－３９２
Ｕ１６３９０ ＴＧＧＡＧＴＣＣＧＡＧＧＡＡＧＡＧＡＧＡ ＴＣＧＴＣＡＣＴＴＴＴＧＣＡＡＧＣＡＴＣ (ＴＧＧＧＧＡ) ３ ０􀆰 ５７６ ０􀆰 ６３６ ６ ４４０－４６０
Ｕ２１５１６ ＣＴＴＣＴＡＧＣＣＧＴＣＣＴＣＣＡＧＴＧ ＡＣＣＧＴＧＣＡＡＴＡＧＣＣＴＣＴＧＡＴ (ＧＣＣＴＣＣ) ３ ０􀆰 ０８３ ０􀆰 ０９１ ２ ３７８－３８５
Ｕ４９９４９ ＴＴＣＡＡＡＧＡＣＡＡＡＡＡＴＧＧＧＧＣ ＣＣＡＴＴＴＣＴＣＴＴＣＡＴＴＣＡＴＧＧＣ (ＧＣＴＧＴＴ) ３ ０􀆰 ３２５ ０􀆰 ３８５ ３ ３８９－３９１
Ｕ３５９５５ ＡＣＧＧＡＧＣＡＡＧＡＧＧＡＡＧＴＴＣＡ ＴＧＣＣＧＧＡＡＡＴＴＴＣＴＡＴＣＧＡＧ (ＧＣＡＡＣＣ) ３ ０􀆰 ４８４ ０􀆰 ６０２ ３ ３８４－４１４
Ｕ１５６８５ ＧＧＧＡＡＧＴＴＡＧＣＴＣＡＧＣＴＣＡＧＡＡ ＴＣＧＣＧＡＴＧＴＴＧＴＴＡＴＴＴＧＣＴ (ＧＡＡＡＡＡ) ３ ０􀆰 ３８５ ０􀆰 ４５ ３ ３９０－４０１
Ｕ１２５９４ ＴＴＣＧＴＴＣＣＴＣＡＡＡＴＧＡＣＡＡＣＡ ＴＡＴＧＣＣＴＡＡＣＣＣＡＣＣＡＡＡＧＧ (ＡＴＡＴＴＣ) ３ ０􀆰 ４７６ ０􀆰 ５８９ ３ ３９７－４０７
Ｕ２２２０７ ＣＡＧＧＴＣＡＧＧＧＴＣＡＧＡＡＧＧＡＧ ＴＧＧＣＡＡＡＧＴＧＡＡＡＧＧＡＧＣＴＴ (ＡＡＧＡＡＡ) ３ ０􀆰 ２７２ ０􀆰 ３０４ ３ ３６８－４０９
Ｕ５１４０ ＡＡＡＧＣＴＡＧＣＡＡＧＧＣＡＴＧＧＡＧ ＡＡＧＧＣＣＡＣＣＴＡＧＣＣＴＧＡＴＣＴ (ＧＡＡＧＡＴ) ３ ０􀆰 １９５ ０􀆰 ２２８ ２ ４０８－４１８
ｎＡꎬ ｔｏｔａｌ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ａｌｌｅｌｅｓꎻ ＨＥꎬ ｅｘｐｅｃｔｅｄ ｈｅｔｅｒｏｚｙｇｏｓｉｔｙꎻ ＰＩＣꎬ Ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｃ Ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ Ｃｏｎｔｅｎｔ
３７３３期　 　 　 　 ＸＵ Ｆａｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ｈｉｇｈ Ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ ＳＳＲ Ｍｕｌｔｉｐｌｅｘ Ｋｉｔｓ (１２￣ｐｌｅｘ) ｆｏｒ Ｅｕｐｈｒａｔｅｓ’ Ｐｏｐｌａｒꎬ Ｐｏｐｕｌｕｓ 􀆺　 　 　 　
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４７３　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷