全 文 ：菌根真菌促进金钗石斛的生长及氮利用
王秋霞１ꎬ２ꎬ 严　 宁１ꎬ 纪大干１ꎬ 李树云１ꎬ 胡江苗３ꎬ 胡　 虹１∗
( １ 中国科学院昆明植物研究所资源植物与生物技术重点实验室ꎬ 云南 昆明　 ６５０２０１ꎻ ２ 中国科学院
大学ꎬ 北京　 １０００４９ꎻ ３ 中国科学院昆明植物所植物化学与西部植物资源持续利用
国家重点实验室ꎬ 云南 昆明　 ６５０２０１)
摘要: 菌根在兰科的生命周期和进化史上起着关键作用ꎮ 兰科中大多数是附生兰ꎬ 但它们的菌根研究相对
缺乏ꎮ 为了探讨菌根对附生兰的影响ꎬ 本研究用金钗石斛 (Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ) 与通过形态学特征和分子
生物学鉴定的分属于瘤菌根菌属 (Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ) 的 Ｓ１ 和胶膜菌属 (Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ) 的 Ｓ３ 真菌共培养ꎮ 共培养
结果表明ꎬ Ｓ１和 Ｓ３与金钗石斛形成了共生关系ꎬ 且不同程度地促进了其生长ꎮ １５Ｎ 稳定同位素标记实验
证实ꎬ Ｓ１菌株显著促进了金钗石斛对有机氮的利用ꎬ 而 Ｓ３ 菌株没有显著的促进作用ꎮ 同时ꎬ Ｓ１ 和 Ｓ３ 真
菌均能提高金钗石斛中石斛碱的含量ꎮ 研究结果表明ꎬ 菌根真菌能促进附生兰幼苗的生长、 有机氮的利用
和次生代谢产物的积累ꎮ
关键词: 金钗石斛ꎻ 菌根真菌ꎻ 生长ꎻ １５Ｎꎻ 石斛碱
中图分类号: Ｑ ９４５ꎬ Ｑ ９４８􀆰 １２　 　 　 　 文献标识码: Ａ　 　 　 　 文章编号: ２０９５－０８４５(２０１４)０３－３２１－１０
Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ Ｆｕｎｇｉ Ｐｒｏｍｏｔｅ Ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ Ｎｉｔｒｏｇｅｎ Ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ
ｂｙ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ (Ｏｒｃｈｉｄａｃｅａｅ)
ＷＡＮＧ Ｑｉｕ￣Ｘｉａ１ꎬ２ꎬ ＹＡＮ Ｎｉｎｇ１ꎬ ＪＩ Ｄａ￣Ｇａｎ１ꎬ ＬＩ Ｓｈｕ￣Ｙｕｎ１ꎬ ＨＵ Ｊｉａｎｇ￣Ｍｉａｏ３ꎬ ＨＵ Ｈｏｎｇ１∗
(１ Ｋｅｙ Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｏｆ Ｅｃｏｎｏｍｉｃ Ｐｌａｎｔｓ ａｎｄ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ Ｋｕｎｍｉｎｇ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｂｏｔａｎｙꎬ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ
Ｋｕｎｍｉｎｇ ６５０２０１ꎬ Ｃｈｉｎａꎻ ２ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ Ｂｅｉｊｉｎｇ １０００４９ꎬ Ｃｈｉｎａꎻ ３ Ｓｔａｔｅ Ｋｅｙ
Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｏｆ Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ ａｎｄ Ｐｌａｎｔ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ｉｎ Ｗｅｓｔ Ｃｈｉｎａꎬ Ｋｕｎｍｉｎｇ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｂｏｔａｎｙꎬ
Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ Ｋｕｎｍｉｎｇ ６５０２０１ꎬ Ｃｈｉｎａ)
Ａｂｓｔｒａｃｔ: Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎｓ ｐｌａｙ ａ ｋｅｙ ｒｏｌｅ ｉｎ ｔｈｅ ｌｉｆｅ ｃｙｃｌｅ ａｎｄ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｒｙ ｈｉｓｔｏｒｙ ｏｆ ｏｒｃｈｉｄｓ. Ａｌｔｈｏｕｇｈ
ｍｏｓｔ ｏｒｃｈｉｄ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｒｅ ｔｒｏｐｉｃａｌ ａｎｄ ｅｐｉｐｈｙｔｉｃꎬ ｔｈｅｉｒ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｅ ａｒｅ ｐｏｏｒｌｙ ｕｎｄｅｒｓｔｏｏｄ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｏｓｅ ｏｆ ｔｅｍ￣
ｐｅｒａｔｅꎬ ｔｅｒｒｅｓｔｒｉａｌ ｏｒｃｈｉｄｓ. Ｔｏ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅ ｔｈｅ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅｓ ｏｆ ｓｕｃｈ ｆｕｎｇｉ ｏｎ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃꎬ ｅｐｉｐｈｙｔｉｃ ｏｒｃｈｉｄｓꎬ ｗｅ ｉｎｏｃ￣
ｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｏｆ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ ｗｉｔｈ Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ ｓｐ. (Ｓ１) ｏｒ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ. (Ｓ３). Ｔｈｅｓｅ ｆｕｎｇｉ ｈａｄ ｂｅｅｎ ｉｄｅｎｔｉ￣
ｆｉｅｄ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅｉｒ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎｄ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｃｈａｒａｃｔｅｒｓ. Ｂｏｔｈ Ｓ１ ａｎｄ Ｓ３ ｆｏｒｍｅｄ ｓｙｍｂｉｏｔｉｃ ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎｓ ｗｉｔｈ ｏｕｒ
ｓｅｅｄｌｉｎｇｓꎬ ｐｒｏｍｏｔｉｎｇ ｔｈｅｉｒ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｔｏ ｖａｒｉｏｕｓ ｄｅｇｒｅｅｓ. Ｒｅｓｕｌｔｓ ｆｒｏｍ ｓｉｇｎａｔｕｒｅ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ
１５Ｎ ｓｔａｂｌｅ ｉｓｏｔｏｐｅ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｏｒｇａｎｉｃ ｎｉｔｒｏｇｅｎ ｂｙ ｏｒｃｈｉｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｗａｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｂｙ
Ｓ１ꎬ ｂｕｔ ｎｏｔ ｂｙ Ｓ３. Ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔｓ ｗｅｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｈｉｇｈｅｒ ｉｎ ａｌｌ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ. Ｏｕｒ ｆｉｎｄｉｎｇｓ ｄｅｍｏｎ￣
ｓｔｒａｔｅ ｔｈａｔ ｔｈｅｓｅ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｆｕｎｇｉ ｅｎｈａｎｃｅ ｐｌａｎｔ ｇｒｏｗｔｈꎬ ｔｈｅｉｒ ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｏｒｇａｎｉｃ ｎｉｔｒｏｇｅｎꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ
ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｓ ｉｎ ｔｈｉｓ ｅｐｉｐｈｙｔｉｃ ｏｒｃｈｉｄ ｓｐｅｃｉｅｓ.
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ: Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅꎻ Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｆｕｎｇｉꎻ Ｇｒｏｗｔｈꎻ １５Ｎꎻ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ
　 Ｏｒｃｈｉｄａｃｅａｅꎬ ｔｈｅ ｌａｒｇｅｓｔ ｐｌａｎｔ ｆａｍｉｌｙ ｉｎ ｔｈｅ ｗｏｒｌｄꎬ ｉｓ ｅｓｔｉｍａｔｅｄ ｔｏ ｃｏｍｐｒｉｓｅ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ ２５ ０００ ｓｐｅｃｉｅｓ.
植 物 分 类 与 资 源 学 报　 ２０１４ꎬ ３６ (３): ３２１~３３０
Ｐｌａｎｔ Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 ＤＯＩ: １０.７６７７ / ｙｎｚｗｙｊ２０１４１３１１７
∗ Ａｕｔｈｏｒ ｆｏｒ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｅｎｃｅꎻ Ｅ￣ｍａｉｌ: ｈｕｈｏｎｇ＠ｍａｉｌ􀆰 ｋｉｂ􀆰 ａｃ􀆰 ｃｎ
Ｒｅｃｅｉｖｅｄ ｄａｔｅ: ２０１３－０５－２３ꎬ Ａｃｃｅｐｔｅｄ ｄａｔｅ: ２０１３－０８－２０
作者简介: 王秋霞 (１９７９－) 女ꎬ 在读博士研究生ꎬ 主要从事兰科植物菌根研究ꎮ Ｅ￣ｍａｉｌ: ｗａｎｇｑｉｕｘｉａ＠ｍａｉｌ􀆰 ｋｉｂ􀆰 ａｃ􀆰 ｃｎ
Ｂｅｃａｕｓｅ ｏｒｃｈｉｄ ｓｅｅｄｓ ａｒｅ ｍｉｎｕｔｅ ａｎｄ ｃｏｎｔａｉｎ ｆｅｗ
ｓｔｏｒｅｄ ｆｏｏｄ ｒｅｓｅｒｖｅｓꎬ ｃｏｌｏｎｉｚａｔｉｏｎ ｂｙ ａ ｃｏｍｐａｔｉｂｌｅ
ｆｕｎｇｕｓ ｉｓ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ｆｏｒ ｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ａｎｄ / ｏｒ ｅａｒｌｙ
ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ( ｐｒｏｔｏｃｏｒｍ ｓｔａｇｅ) ｉｎ ｔｈｅ
ｓｕｂｓｔｒａｔｅ (Ｄｅａｒｎａｌｅｙꎬ ２００７). Ｂａｙｍａｎ ｅｔ ａｌ. (２００２)
ｈａｖｅ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ
ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎｓ ｗａｓ ａ ｃｒｕｃｉａｌ ｅｖｅｎｔ ｉｎ ｔｈｅ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ ｏｆ
ｔｈｉｓ ｆａｍｉｌｙ. Ｅｖｅｎ ｔｈｏｕｇｈ ｍｏｓｔ ｏｒｃｈｉｄ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｒｅ
ｔｒｏｐｉｃａｌ ａｎｄ ｅｐｉｐｈｙｔｉｃꎬ ｔｈｅｉｒ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｅ ａｒｅ ｐｏｏｒｌｙ
ｕｎｄｅｒｓｔｏｏｄ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｏｓｅ ｏｆ ｔｅｍｐｅｒａｔｅꎬ ｔｅｒｒｅｓ￣
ｔｒｉａｌ ｏｒｃｈｉｄｓ.
Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎｓ ｒｅｓｕｌｔｅｄ ｉｎ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ
ｈｉｇｈｅｒ Ｎ ｃｏｎｔｅｎｔｓ ｉｎ ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌｓ ｏｆ ｔｈｅ ｇｒｅｅｎ￣ｌｅａｖｅｄ
ｔｅｒｒｅｓｔｒｉａｌ ｏｒｃｈｉｄ Ｇｏｏｄｙｅｒａ ｒｅｐｅｎｓ ｂｅｙｏｎｄ ｔｈｅ ｐｒｏｔｏ￣
ｃｏｒｍ ｓｔａｇｅ (Ｃａｍｅｒｏｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ
ｉｎｆｌｕｅｎｃｅ ｔｈａｔ ｔｈｏｓｅ ｆｕｎｇｉ ｈａｖｅ ｏｎ Ｎ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｉｎ
ｅｐｉｐｈｙｔｉｃ ｏｒｃｈｉｄｓ ｒｅｍａｉｎｓ ｕｎｃｌｅａｒ. Ｓｕｃｈ ｏｒｃｈｉｄｓ ｌｉｖｅ
ｏｎ ｔｒｅｅｓ ｏｒ ｒｏｃｋｓ ｗｉｔｈ ｍｏｓｓｅｓꎬ ｌｉｖｅｒｗｏｒｔｓꎬ ａｎｄ ｆｅｒｎｓ
(Ｓｕáｒｅｚ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６)ꎬ ｓｉｔｅｓ ｗｈｅｒｅ ｏｒｇａｎｉｃ Ｎ ｉｓ ａ￣
ｂｕｎｄａｎｔ. Ｔｈｉｓ ｎｕｔｒｉｅｎｔ ｉｓ ａ ｍａｊｏｒ ｃｏｎｓｔｉｔｕｅｎｔ ｏｆ ｓｅｃ￣
ｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｓꎬ ｐｒｏｔｅｉｎｓꎬ ａｎｄ ｎｕｃｌｅｉｃ ａｃｉｄｓ. Ｏｒ￣
ｇａｎｉｃ ａｎｄ ｉｎｏｒｇａｎｉｃ Ｎ ｃａｎ ａｆｆｅｃｔ ｖａｒｉｏｕｓ ｐｌａｎｔ
ｐｒｏｃｅｓｓｅｓꎬ ｆｒｏｍ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｔｏ ｍｅｔａｂｏ￣
ｌｉｓｍ (Ｓｃｈｅｉｂｌｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４). Ｂｅｃａｕｓｅ ａｌｋａｌｏｉｄｓ ａｒｅ
ｓｙｎｔｈｅｓｉｚｅｄ ｍｏｓｔｌｙ ｆｒｏｍ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄｓ (Ｈａｓｌａｍꎬ １９８６)ꎬ
ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ａｖａｉｌａｂｌｅ Ｎꎬ ｔｈｅ ｇｒｅａｔｅｒ ｔｈｅ
ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ａｌｋａｌｏｉｄｓ.
Ｗｈｅｎ ｄｅｖｉｓｉｎｇ ｎｅｗ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｎｓｅｒｖａ￣
ｔｉｏｎ ａｎｄ ａｒｔｉｆｉｃｉａｌ ｐｒｏｐａｇａｔｉｏｎ ｏｆ ｏｒｃｈｉｄｓꎬ ｒｅｓｅａｒｃｈｅｒｓ
ｍｕｓｔ ｅｖａｌｕａｔｅ ｔｈｅ ｐｏｓｓｉｂｌｙ ｓｔｒｏｎｇ ｉｍｐａｃｔ ｏｆ ｔｈｅｓｅ
ｆｕｎｇａｌ ｓｙｍｂｉｏｎｔｓ ( Ｌｉｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０). Ｏｎｅ ｏｆ ｔｈｅ
ｍｏｓｔ ｐｏｐｕｌａｒ ｏｒｃｈｉｄｓ ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｅ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｇｅｎｕｓꎬ
Ｄ􀆰 ｎｏｂｉｌｅ Ｌｉｎｄｌ. ｉｓ ａｎ ｅｐｉｐｈｙｔｉｃ ａｎｄ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｐｌａｎｔ
(Ｍｏｈａｎｔｙ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２). Ｔｈｉｓ ｓｐｅｃｉｅｓ ｉｓ ｗｅｌｌ ｋｎｏｗｎ
ｉｎ ｔｈｅ ｐｈａｒｍａｃｅｕｔｉｃａｌ ｉｎｄｕｓｔｒｙꎬ ｐｒｉｍａｒｉｌｙ ｆｏｒ ｔｈｅ ｆｏｒ￣
ｍａｔｉｏｎ ｏｆ ａｌｋａｌｏｉｄ ｃｏｍｐｏｕｎｄｓ ｓｕｃｈ ａｓ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ
(Ｚｈａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７). Ｔｈｅｒｅｆｏｒｅꎬ ｉｍｐｒｏｖｉｎｇ ｏｕｒ ｕｎ￣
ｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐｓ ｉｎ ｔｈｅｓｅ
ｐｌａｎｔｓ ｗｏｕｌｄ ｂｅ ｂｅｎｅｆｉｃｉａｌ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｏｍｍｅｒｃｉａｌ ｐｒｏ￣
ｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ. Ｏｕｒ ｓｔｕｄｙ ｏｂｊｅｃｔｉｖｅｓ ｗｅｒｅ ｔｏ
１) ｄｅｔｅｃｔ ｗｈｅｔｈｅｒ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｆｒｏｍ Ｄ􀆰 ｏｆｆｉｃｉｎａｌｅ
ｃａｎ ｆｏｒｍ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ
ｒｏｏｔｓ ｏｆ Ｄ􀆰 ｎｏｂｉｌｅ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅ ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ ｔｈｅ
ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔｓꎬ ａｎｄ ２) ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅ ｗｈｅｔｈｅｒ ｏｒｇａｎｉｃ Ｎ ｕ￣
ｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ ａｎｄ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔｓ ｉｎ Ｄ􀆰 ｎｏｂｉｌｅ ｓｅｅｄ￣
ｌｉｎｇｓ ｃａｎ ｂｅ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｖｉａ ｆｕｎｇａｌ ｓｙｍｂｉｏｓｉｓ.
１　 Ｍａｔｅｒｉａｌｓ ａｎｄ ｍｅｔｈｏｄｓ
１􀆰 １　 Ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ
Ｗｉｌｄ ｐｌａｎｔｓ ｏｆ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｏｆｆｉｃｉｎａｌｅ ｗｅｒｅ ｃｏｌ￣
ｌｅｃｔｅｄ ｉｎ Ａｐｒｉｌ ２００９ ｆｒｏｍ ａ ｓｕｂｔｒｏｐｉｃａｌ ｆｏｒｅｓｔ ａｔ
Ｘｉｓｈｕａｎｇｂａｎｎａ (２１􀆰 ７° Ｎꎬ １００􀆰 ８° Ｅ)ꎬ Ｙｕｎｎａｎ Ｐｒｏｖ￣
ｉｎｃｅꎬ Ｃｈｉｎａ. Ｈｅａｌｔｈｙ ｒｏｏｔｓ ｗｅｒｅ ｓｅｌｅｃｔｅｄꎬ ｒｉｎｓｅｄ
ｗｉｔｈ ｔａｐ ｗａｔｅｒꎬ ａｎｄ ｗａｓｈｅｄ ａｇａｉｎ ｉｎ ｓｔｅｒｉｌｅ ｄｉｓｔｉｌｌｅｄ
ｗａｔｅｒ. Ｏｎｃｅ ｓｅｇｍｅｎｔｅｄꎬ ｔｈｅｙ ｗｅｒｅ ｓｕｒｆａｃｅ￣ｓｔｅｒｉｌｉｚｅｄ
ｂｙ ｃｏｎｓｅｃｕｔｉｖｅ ｉｍｍｅｒｓｉｏｎｓ ｆｏｒ ８ ｔｏ １０ ｍｉｎ ｉｎ ０􀆰 １％
ＨｇＣｌ２ꎬ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｒｉｎｓｅｄ ｆｉｖｅ ｔｉｍｅｓ ｗｉｔｈ ｓｔｅｒｉｌｅ ｄｉｓ￣
ｔｉｌｌｅｄ ｗａｔｅｒ. Ａｆｔｅｒ ｓｕｒｆａｃｅ￣ｄｒｙｉｎｇꎬ ｔｈｅ ｒｏｏｔ ｓｅｇｍｅｎｔｓ
ｗｅｒｅ ａｓｅｐｔｉｃａｌｌｙ ｃｕｔ ｉｎｔｏ ａｐｐｒｏｘｉｍａｔｅｌｙ ０􀆰 ５ ｔｏ １ ｃｍ
ｓｅｃｔｉｏｎｓꎬ ａｎｄ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ９ ｃｍ Ｐｅｔｒｉ ｄｉｓｈｅｓ ｃｏｎｔａｉ￣
ｎｉｎｇ ｐｏｔａｔｏ ｄｅｘｔｒｏｓｅ ａｇａｒ ( ＰＤＡ: ２０％ ｐｏｔａｔｏꎬ ２％
ｇｌｕｃｏｓｅꎬ ａｎｄ １􀆰 ５％ ａｇａｒ). Ｔｈｅ ｄｉｓｈｅｓ ｗｅｒｅ ｉｎｃｕｂａ￣
ｔｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ａｔ ２５ ℃ ｕｎｔｉｌ ｆｕｎｇａｌ ｈｙｐｈａｅ ｅｍｅｒｇｅｄ
ｆｒｏｍ ｉｎｓｉｄｅ ｔｈｅ ｒｏｏｔｓ. Ｐｕｒｅ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｂｙ
ｔｒａｎｓｆｅｒｒｉｎｇ ｔｈｅ ｈｙｐｈａｅ ｏｎｔｏ ｆｒｅｓｈ ＰＤＡ ａｎｄ ｓｔｏｒｉｎｇ
ｔｈｅｍ ｉｎ ＰＤＡ ｓｌａｎｔ ｔｕｂｅｓ ａｔ ４ ℃ . Ｆｒｏｍ ａｌｌ ｏｆ ｔｈｅ ｉｓｏ￣
ｌａｔｅｓ ｔｈａｔ ｗｅｒｅ ｎａｔｕｒａｌｌｙ ｐｒｅｓｅｎｔꎬ ｗｅ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｔｈａｔ
ｔｗｏ ｉｎ ｐａｒｔｉｃｕｌａｒ—Ｓ１ ａｎｄ Ｓ３—ｓｔｉｍｕｌａｔｅｄ ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ
ｔｉｓｓｕｅ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｏｆ Ｄ􀆰 ｎｏｂｉｌｅ ｔｈｒｏｕｇｈ ａｒｔｉｆｉ￣
ｃｉａｌ ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ. Ｔｈｅｒｅｆｏｒｅꎬ ｔｈｅｙ ｗｅｒｅ ｓｅｌｅｃｔｅｄ ｆｏｒ
ｆｕｒｔｈｅｒ ｓｔｕｄｙ.
１􀆰 ２　 Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｆｕｎｇｉ
Ｔｈｅ Ｓ１ ａｎｄ Ｓ３ ｉｓｏｌａｔｅｓ ｗｅｒｅ ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｏｎ ａ ＰＤＡ
ｍｅｄｉｕｍ. Ｍｉｃｒｏ￣ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｙ ｆｅａｔｕｒｅｓ ｏｆ ｔｈｅｉｒ ｃｏｌｏｎｉｅｓ
ｗｅｒｅ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｌｉｇｈｔ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ (ＯＬＹＭＰＵＳ
ＣＸ３１)ꎬ ａｎｄ ｉｍａｇｅｓ ｗｅｒｅ ｍａｄｅ ｗｉｔｈ ａ ｖｉｄｅｏ ｃａｍｅｒａ
(ＪＶＣ ＴＫ￣Ｃ７２１ＥＧ). Ｂｅｃａｕｓｅ ｂｏｔｈ Ｓ１ ａｎｄ Ｓ３ ａｒｅ
ｓｔｅｒｉｌｅ ｉｎ ｖｉｔｒｏꎬ ｗｅ ｕｓｅｄ ｔｈｅ ｉｎｔｅｒｎａｌ ｔｒａｎｓｃｒｉｂｅｄ ｒｅ￣
ｇｉｏｎ (ＩＴＳ) ｏｆ ｔｈｅ ５􀆰 ８Ｓ ｒＤＮＡ ａｎｄ ｔｈｅ ｌａｒｇｅ ｓｕｂｕｎｉｔ
ｇｅｎｅ ｏｆ ｍｉｔｏｃｈｏｎｄｒｉａｌ ｒＤＮＡ (ｍｔＬＳＵ)ꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅ￣
ｌｙꎬ ｔｏ ｉｄｅｎｔｉｆｙ ｔｈｅｍ. Ｂｒｉｅｆｌｙꎬ ＤＮＡ ｗａｓ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ
ｆｒｏｍ ３０￣ｄａｙ￣ｏｌｄ ＰＤＡ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｃｏｌｏｎｉｅｓ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ
ｔｈｅ ｃｅｔｙｌｔｒｉｍｅｔｈｙｌ ａｍｍｏｎｉｕｍ ｂｒｏｍｉｄｅ ( ＣＴＡＢ )
ｍｅｔｈｏｄ (Ｄｏｙｌｅ ａｎｄ Ｄｏｙｌｅꎬ １９８７). Ｕｎｉｖｅｒｓａｌ ｆｕｎｇａｌ
２２３　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
ｐｒｉｍｅｒ ｃｏｍｂｉｎａｔｉｏｎｓ ＩＴＳ１ / ＩＴＳ４ (Ｍａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００３)
ａｎｄ ＭＬ５ / ＭＬ６ (Ｂｒｕｎｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９８) ｗｅｒｅ ｓｅｌｅｃｔｅｄ
ｆｏｒ ＩＴＳ ａｎｄ ｍｔＬＳＵ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ. ＰＣＲ ｒｅａｃｔｉｏｎｓ (２５
μＬ) ｗｅｒｅ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｕｓｉｎｇ ２􀆰 ５ μＬ ｏｆ １０ × ｂｕｆｆｅｒ
(ｗｉｔｈ Ｍｇ２＋ )ꎬ ２ μＬ ｏｆ ２􀆰 ５ ｍｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｄＮＴＰꎬ ０􀆰 ５
μＬ ｏｆ ＴａｑＥ (２􀆰 ５ Ｕ)ꎬ ２ μＬ ｏｆ ５ μｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｏｆ ｅａｃｈ
ｐｒｉｍｅｒꎬ ２ μＬ ｏｆ ｕｎｄｉｌｕｔｅｄ ＤＮＡ ｔｅｍｐｌａｔｅ ａｎｄ １４ μＬ
ｏｆ ｄｄＨ２ Ｏ. Ｔｈｅ ｃｙｃｌｅ ｐａｒａｍｅｔｅｒｓ ｉｎｃｌｕｄｅｄ ｄｅｎａｔｕｒ￣
ａｔｉｏｎ ａｔ ９５ ℃ ｆｏｒ ３ ｍｉｎꎻ ｔｈｅｎ ３５ ｃｙｃｌｅｓ ｏｆ ｄｅｎａｔｕｒ￣
ａｔｉｏｎ ａｔ ９４ ℃ ｆｏｒ １ ｍｉｎꎬ ａｎｎｅａｌｉｎｇ ａｔ ５３ ℃ ｆｏｒ ５０ ｓꎬ
ａｎｄ ｅｌｏｎｇａｔｉｏｎ ａｔ ７２ ℃ ｆｏｒ １ ｍｉｎꎻ ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｂｙ ａ ｆｉｎａｌ
ｅｘｔｅｎｓｉｏｎ ａｔ ７２ ℃ ｆｏｒ ７ ｍｉｎ. Ｔｈｅ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｗｅｒｅ
ｐｕｒｉｆｉｅｄ ａｎｄ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｓｅｑｕｅｎｃｅｄ ｉｎ ａｎ ＡＢＩ Ｐｒｉｓｍ
３７３０ Ｓｅｑｕｅｎｃｅｒ (Ａｐｐｌｉｅｄ Ｂｉｏｓｙｓｔｅｍｓꎬ Ｆｏｓｔｅｒ Ｃｉｔｙꎬ
ＣＡꎬ ＵＳＡ) ａｔ ｔｈｅ Ｓｈａｎｇｈａｉ Ｓａｎｇｏｎ Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ Ｅｎｇｉ￣
ｎｅｅｒｉｎｇ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ＆ Ｓｅｒｖｉｃｅｓ Ｃｏ.ꎬ Ｌｔｄ. Ｔｈｅｉｒ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅｓ ｗｅｒｅ ａｌｉｇｎｅｄ ｂｙ ＣｏｎｔｉｇＥｘｐｒｅｓｓ ａｎｄ ａｄｊｕｓｔｅｄ
ｍａｎｕａｌｌｙ. Ｔｈｅ ＢＬＡＳＴ ｓｅａｒｃｈ ｐｒｏｇｒａｍ ( ｈｔｔｐ: / /
ｗｗｗ􀆰ｎｃｂｉ􀆰ｎｌｍ􀆰ｎｉｈ􀆰 ｇｏｖ / ＢＬＡＳＴ / ) ｗａｓ ｕｓｅｄ ｆｏｒ ｃｏｍｐ￣
ａｒｉｎｇ ｔｈｅｉｒ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｈｏｍｏｌｏｇｙ ｗｉｔｈ ｏｔｈｅｒ ｆｕｎｇｉ. Ｉｆ
ｔｈｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｔｏ ｂｅ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ａｎｄ ｔｈｅ ｖｏｕｃｈｅｒｅｄ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅ ｈａｄ >９５％ ｓｉｍｉｌａｒｉｔｙꎬ ｔｈｅｙ ｗｅｒｅ ａｓｓｉｇｎｅｄ ｔｏ
ｔｈｅ ｓａｍｅ ｇｅｎｕｓ (Ａｌｔｓｃｈｕｌ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９０).
１􀆰 ３　 Ｉｎｏｃｕｌａ ｏｆ ｆｕｎｇｉ
Ｔｈｅ Ｓ１ ａｎｄ Ｓ３ ｆｕｎｇｉ ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ９ ｃｍ
Ｐｅｔｒｉ ｄｉｓｈｅｓ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ＰＤＡ ｍｅｄｉａꎬ ｗｈｅｒｅ ｔｈｅｙ ｗｅｒｅ
ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ａｔ ２５ ℃ ｆｏｒ ｔｈｒｅｅ ｗｅｅｋｓ.
１􀆰 ４　 Ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ
Ｒｉｐｅ ｃａｐｓｕｌｅｓ ｏｆ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ ｗｅｒｅ ｃｏｌ￣
ｌｅｃｔｅｄ ｉｎ Ｓｅｐｔｅｍｂｅｒ ２０１０ ｆｒｏｍ ａ ｃｕｌｔｉｖａｔｉｏｎ ｂａｓｅ ｉｎ
Ｐｕｅｒ ( ２２􀆰 ７８° Ｎꎬ １００􀆰 ９７° Ｅ)ꎬ Ｙｕｎｎａｎ Ｐｒｏｖｉｎｃｅꎬ
Ｃｈｉｎａ. Ｉｎｔａｃｔ ｃａｐｓｕｌｅｓ ｗｅｒｅ ｗａｓｈｅｄ ｗｉｔｈ ｔａｐ ｗａｔｅｒ
ａｎｄ ｓｕｒｆａｃｅ￣ｓｔｅｒｉｌｉｚｅｄ ｗｉｔｈ ７５％ ｅｔｈａｎｏｌ. Ｔｈｅｙ ｗｅｒｅ
ｔｈｅｎ ｓｏａｋｅｄ ｉｎ ａ ０􀆰 １％ ＨｇＣｌ２ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｆｏｒ １０ ｍｉｎꎬ
ａｎｄ ｒｉｎｓｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ ｗｉｔｈ ｓｔｅｒｉｌｅ ｄｉｓｔｉｌｌｅｄ ｗａｔｅｒ.
Ａｆｔｅｒｗａｒｄꎬ ｔｈｅｙ ｗｅｒｅ ｂｌｏｔｔｅｄ ｗｉｔｈ ｓｔｅｒｉｌｅ ｆｉｌｔｅｒ ｐａｐｅｒ
ａｎｄ ｓｐｌｉｔ. Ｔｈｅ ｓｅｅｄｓ ｗｅｒｅ ｓｏｗｎ ｉｎｔｏ ｃｕｌｔｕｒｅ ｂｏｔｔｌｅｓ
(８ ｃｍ ｄｉａｍ) ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ １００ ｍＬ ｏｆ ａ Ｈａｒｖａｉｓ ｍｅｄｉ￣
ｕｍ ( ａｕｔｏｃｌａｖｅｄ ｂｅｆｏｒｅｈａｎｄ ａｔ １２１ ℃ ｆｏｒ ３０ ｍｉｎ)
ａｎｄ ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｇｒｅｅｎｈｏｕｓｅ (１２￣ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄꎬ
５０ μｍｏｌ􀅰ｍ－２􀅰ｓ－１ꎬ ２６±１℃). Ｇｅｒｍｉｎａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ
ｗｅｒｅ ａｓｅｐｔｉｃａｌｌｙ ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｅｄ ｉｎｔｏ ｎｅｗ ｍｅｄｉｕｍ ａｎｄ
ｃｏｎｔｉｎｕａｌｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｅｄ ｎｅｗ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ.
Ｅｉｇｈｔ ｕｎｉｆｏｒｍ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｏｆ Ｄ􀆰 ｎｏｂｉｌｅ ｗｅｒｅ ｉｍ￣
ｐｌａｎｔｅｄ ｉｎｔｏ ｅａｃｈ ｎｅｗ ｃｕｌｔｕｒｅ ｂｏｔｔｌｅ (８ ｃｍ ｄｉａｍ)ꎬ
ｗｈｉｃｈ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ １００ ｍＬ ｏｆ １ / ２ ＭＳ ｍｅｄｉａ ｓｕｐｐｌｅ￣
ｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ０􀆰 ７５％ ｓｕｃｒｏｓｅ ａｎｄ ０􀆰 ７５％ ａｇａｒ ａｆｔｅｒ
ｗｅｉｇｈｉｎｇ (Ｈｏｕ ａｎｄ Ｇｕｏꎬ ２００９). Ｆｏｒ ｔｈｅ ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ｏｎｅ ｍｙｃｅｌｉａｌ ｐｌｕｇ ( ６ ｍｍ ｄｉａｍ)ꎬ ｃｕｔ
ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｍａｒｇｉｎ ｏｆ ａ ｆｕｎｇａｌ ｃｏｌｏｎｙ ( ｅｉｔｈｅｒ Ｓ１ ｏｒ
Ｓ３)ꎬ ｗａｓ ｐｌａｃｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｍｉｄｄｌｅ ｏｆ ｅａｃｈ ｂｏｔｔｌｅ. Ａｓ ｏｕｒ
ｃｏｎｔｒｏｌ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ｔｈｅ ｓａｍｅ ａｇａｒ ｐｌｕｇｓ ｗｅｒｅ ｕｓｅｄꎬ
ｂｕｔ ｗｉｔｈｏｕｔ ｔｈｅ ｆｕｎｇａｌ ａｄｄｉｔｉｏｎ. Ｅａｃｈ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｃｏｍ￣
ｐｒｉｓｅｄ ２５ ｒｅｐｌｉｃａｔｅｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｗｅｒｅ ｋｅｐｔ ｉｎ ｔｈｅ ｇｒｅｅｎ￣
ｈｏｕｓｅ ｆｏｒ ｔｗｏ ｍｏｎｔｈｓ.
１􀆰 ５　 Ｖｉｓｕａｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｆｕｎｇａｌ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｉｎ ｒｏｏｔｓ
Ｔｈｅ ｆｕｎｇａｌ ｈｙｐｈａｅ ｗｅｒｅ ｓｔａｉｎｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｃｈｉｔｉｎ￣
ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｄｙｅꎬ ｉ􀆰 ｅ.ꎬ ｔｈｅ ｗｈｅａｔ ｇｅｒｍ ａｇｇｌｕｔｉｎｉｎ￣ａｌｅｘａ
ｆｌｕｏｒ (ＷＧＡ￣ＡＦ) ４８８ ｃｏｎｊｕｇａｔｅ (Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｐｒｏｂｅｓꎬ
Ｋａｒｌｓｒｕｈｅꎬ Ｇｅｒｍａｎｙ). Ｆｕｎｇａｌ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ｏｂ￣
ｓｅｒｖｅｄ ａｓ ａ ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ ( Ｄｏｅｈｌｅｍａｎｎ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２００８) ｗｉｔｈ ｓｏｍｅ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎｓ ｔｏ ｔｈｅ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅ.
Ｂｒｉｅｆｌｙꎬ ａｔ ｔｗｏ ｍｏｎｔｈｓ ｐｏｓｔ￣ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｈｏｓｔ
ｒｏｏｔｓ ｗｅｒｅ ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｓｔａｉｎｉｎｇ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｆｏｒ ６０
ｍｉｎ. Ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｉｓ ｐｅｒｉｏｄꎬ ｔｈｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｗａｓ ｖａｃｕｕｍ￣
ｉｎｆｉｌｔｒａｔｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ (３ ｍｉｎ ｅａｃｈ) ａｔ ２５ ｍｍ ｏｆ Ｈｇ.
Ａｆｔｅｒ ｔｈｅ ｓａｍｐｌｅｓ ｗｅｒｅ ｒｉｎｓｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ ｉｎ １×ＰＢＳ
( ｐｈｏｓｐｈａｔｅ ｂｕｆｆｅｒ ｓａｌｉｎｅꎻ ｐＨ ７􀆰 ４ )ꎬ ｔｈｅｙ ｗｅｒｅ
ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｉｎｔｏ ａ Ｐｒｏｐｉｄｉｕｍ Ｉｏｄｉｄｅ ( ＰＩ) ｓｏｌｕｔｉｏｎ
(２０ μｇ􀅰ｍＬ－１) ｆｏｒ ３ ｍｉｎꎬ ｔｈｅｎ ｒｉｎｓｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ ｉｎ
１×ＰＢＳ (ｐＨ ７􀆰 ４). Ｆｉｎａｌｌｙꎬ ｔｈｅ ｓａｍｐｌｅｓ ｗｅｒｅ ｍｏｕｎｔ￣
ｅｄ ｏｎ ｇｌａｓｓ ｓｌｉｄｅｓ.
Ｉｍａｇｅｓ ｗｅｒｅ ｒｅｃｏｒｄｅｄ ｆｒｏｍ ａ ｌａｓｅｒ ｓｃａｎｎｉｎｇ
ｃｏｎｆｏｃａｌ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ (ＬＳＣＭꎻ ＯＬＹＭＰＵＳ ＦＶ１０００).
Ｔｈｅ ＷＧＡ￣ＡＦ ４８８ ｗａｓ ｅｘｃｉｔｅｄ ｗｉｔｈ ａ ４８８￣ｎｍ ｌａｓｅｒ
ａｎｄ ｄｅｔｅｃｔｅｄ ａｔ ５００ ｔｏ ５４０ ｎｍ. Ｔｈｅ ＰＩ ｗａｓ ｅｘｃｉｔｅｄ
ｗｉｔｈ ａ ５５９ ｎｍ ｌａｓｅｒ ａｎｄ ｄｅｔｅｃｔｅｄ ａｔ ５８０ ｔｏ ６１９ ｎｍ.
１􀆰 ６　 Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｄｅｓｉｇｎ ｆｏｒ １５Ｎ ｓｔａｂｌｅ ｉｓｏｔｏｐｅ
ｓｉｇｎａｔｕｒｅ ｉｎ ａ ｍｉｃｒｏｃｏｓｍ
Ｏｕｒ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｍｉｃｒｏｃｏｓｍｓ ｗｅｒｅ ｌｉｄｄｅｄ ｃｕｌ￣
ｔｕｒｅ ｂｏｔｔｌｅｓ. Ｅａｃｈ ｍｉｃｒｏｃｏｓｍ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ １００ ｍＬ ｏｆ ａ
１ / ２ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ５ ｍｇ ｏｆ １５Ｎ￣ｌａ￣
ｂｅｌｌｅｄ ｇｌｙｃｉｎｅꎬ ０􀆰 ７５％ ｓｕｃｒｏｓｅꎬ ａｎｄ ０􀆰 ７５％ ａｇａｒ.
Ｂｅｆｏｒｅ ｔｈｅ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｓ ｂｅｇａｎꎬ ｔｈｅ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｗｅｒｅ
３２３３期　 　 ＷＡＮＧ Ｑｉｕ￣Ｘｉａ ｅｔ ａｌ.: Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ Ｆｕｎｇｉ Ｐｒｏｍｏｔｅ Ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ Ｎｉｔｒｏｇｅｎ Ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｂｙ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ 􀆺 　 　
ｔｒｉｍｍｅｄ ｔｏ ｐｒｏｖｉｄｅ ｕｎｉｆｏｒｍｌｙ ｓｉｚｅｄ ｍａｔｅｒｉａｌｓ. Ｔｈｒｅｅ
ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ ｔｒｅａｔｍｅｎｔｓ ｗｅｒｅ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｅｄ ( Ｓ１ꎬ Ｓ３ꎬ
ａｎｄ ｃｏｎｔｒｏｌ)ꎬ ｗｉｔｈ ｅａｃｈ ａｐｐｌｉｅｄ ａｓ ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ ｆｏｒ ｏｕｒ
ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ. Ａ ｍｙｃｅｌｉａ ｐｌｕｇ ｗａｓ ｐｌａｃｅｄ
ｎｅａｒ ｔｈｅ ｒｏｏｔｓ ｏｆ ｅａｃｈ ｓｅｅｄｌｉｎｇꎬ ｓｏ ｔｈａｔ ｓｕｉｔａｂｌｅ ｉｎ￣
ｆｅｃｔｉｏｎｓ ｗｏｕｌｄ ｏｃｃｕｒ ａｓ ｓｏｏｎ ａｓ ｐｏｓｓｉｂｌｅ. Ｒｅｐｌｉｃａｔｅ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔｓ (ｎ＝ ６) ｗｅｒｅ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｔｏ ｃｏｍｐｅｎｓａｔｅ ｆｏｒ
ａｎｙ ｃｏｎｔａｍｉｎａｔｉｏｎ. Ｔｈｅ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｓ ｗｅｒｅ ｃａｒｒｉｅｄ ｏｕｔ
ｉｎ ｔｈｅ ｇｒｅｅｎｈｏｕｓｅ (１２ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄꎬ ５０ μｍｏｌ􀅰ｍ－２􀅰
ｓ－１ꎬ ２６±１ ℃) ｆｏｒ ｔｗｏ ｍｏｎｔｈｓ.
１􀆰 ７　 Ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ １５Ｎ ｓｔａｂｌｅ ｉｓｏｔｏｐｅ
Ａｆｔｅｒ ｔｗｏ ｍｏｎｔｈｓꎬ ｔｈｅ ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｈａｒｖｅｓｔｅｄ
ｆｒｏｍ ｅａｃｈ ｂｏｔｔｌｅ ａｎｄ ｄｒｉｅｄ ａｔ ８０ ℃ ｆｏｒ ４８ ｈ. Ｔｈｅｙ
ｗｅｒｅ ｔｈｅｎ ｇｒｏｕｎｄ ｔｏ ａ ｆｉｎｅ ｐｏｗｄｅｒ ｔｏ ｏｂｔａｉｎ ａ ｒｅｐｒｅ￣
ｓｅｎｔａｔｉｖｅ ｓｕｂｓａｍｐｌｅ ｏｆ ｔｉｓｓｕｅ ｆｏｒ ｆｕｒｔｈｅｒ ａｎａｌｙｓｉｓ. Ｕ￣
ｓｉｎｇ ｔｈｅ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｏｆ Ｌｉｅｂｅｌ ａｎｄ Ｇｅｂａｕｅｒ (２０１１)ꎬ ｗｅ
ｍｅａｓｕｒｅｄ ｔｈｅ ｒｅｌａｔｉｖｅ ａｂｕｎｄａｎｃｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｎ ｉｓｏｔｏｐｅ
ｗｉｔｈ ａｎ ｉｓｏｔｏｐｅ ｒａｔｉｏ ｍａｓｓ ｓｐｅｃｔｒｏｍｅｔｅｒ ( Ｄｅｌｔａ Ｖ
Ａｄｖａｎｔａｇｅꎻ Ｔｈｅｒｍｏ Ｆｉｓｈｅｒ Ｓｃｉｅｎｔｉｆｉｃꎬ Ｉｎｃ.ꎬ ＵＳＡ)
ａｔ ｔｈｅ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｄｅｓｅｒｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ Ｓｔｕｄｉｅｓꎬ Ｃｈｉｎａ Ａ￣
ｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｆｏｒｅｓｔｒｙ. Ｔｈｒｅｅ ｔｅｓｔ ｓｕｂｓｔａｎｃｅｓ ｏｆ ｖａｒｙｉｎｇ
ｓａｍｐｌｅ ｗｅｉｇｈｔ ｗｅｒｅ ｒｏｕｔｉｎｅｌｙ ａｎａｌｙｚｅｄ ｗｉｔｈｉｎ ｅａｃｈ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ｔｈｅ ｍａｘｉｍｕｍ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｉｎ δ１５ Ｎ ｗａｓ ａｌ￣
ｗａｙｓ ｂｅｌｏｗ ０􀆰 ２‰.
１􀆰 ８　 Ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅｓ
Ｗｅ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ａｎｄ ｑｕａｎｔｉｆｉｅｄ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｄｅｎ￣
ｄｒｏｂｉｎｅ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｍｅｔｈｏｄ ｏｆ Ｌｉ ｅｔ ａｌ. (２００９)ꎬ
ｗｉｔｈ ｓｏｍｅ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｂｒｉｅｆｌｙꎬ ａｐｐｒｏｘｉｍａｔｅｌｙ ０􀆰 ３￣
ｇ ｄｒｙ ｓａｍｐｌｅｓ ｏｆ Ｄ􀆰 ｎｏｂｉｌｅ ｆｒｏｍ ｅａｃｈ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｗｅｒｅ
ｓｏａｋｅｄ ｆｏｒ ３０ ｍｉｎ ｉｎ ２ ｍＬ ｏｆ ａｍｍｏｎｉｕｍ ｈｙｄｒｏｘｉｄｅ.
Ａｆｔｅｒｗａｒｄꎬ ５０ ｍＬ ｏｆ ｃｈｌｏｒｏｆｏｒｍ ｗａｓ ａｄｄｅｄ. Ｔｈｅ
ｓａｍｐｌｅｓ ｗｅｒｅ ｗｅｉｇｈｅｄ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｒｅｆｌｕｅｎｔｌｙ
ｆｏｒ ３ ｈ. Ａｎ ａｐｐｒｏｐｒｉａｔｅ ａｍｏｕｎｔ ｏｆ ｃｈｌｏｒｏｆｏｒｍ ｗａｓ
ａｄｄｅｄ ｔｏ ｅａｃｈ ｓａｍｐｌｅ ｔｏ ｃｏｍｐｅｎｓａｔｅ ｆｏｒ ａｎｙ ｗｅｉｇｈｔ
ｌｏｓｓ. Ｔｈｅ ｆｉｌｔｒａｔｅ ｗａｓ ｅｖａｐｏｒａｔｅｄ ｕｎｄｅｒ ｖａｃｕｕｍ. Ａｆｔｅｒ
ｔｈｅ ｒｅｓｉｄｕｅ ｗａｓ ｄｉｓｓｏｌｖｅｄ ｗｉｔｈ ｍｅｔｈａｎｏｌꎬ ｉｔ ｗａｓ
ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ａ １ ｍＬ ｖｏｌｕｍｅｔｒｉｃ ｆｌａｓｋ ａｎｄ ｄｉｌｕｔｅｄ ｔｏ
ｃｏｎｓｔａｎｔ ｖｏｌｕｍｅ ｗｉｔｈ ｍｅｔｈａｎｏｌ. Ｔｈｅ ｌｉｑｕｉｄ ｗａｓ ｐａｓ￣
ｓｅｄ ｔｈｒｏｕｇｈ ａ ０􀆰 ４５ μｍ ｍｉｃｒｏｆｉｌｔｒａｔｉｏｎ ｍｅｍｂｒａｎｅꎬ
ａｎｄ ｔｈｅ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅ ｆｉｌｔｒａｔｅ ｗａｓ ｄｅｔｅｒ￣
ｍｉｎｅｄ ｖｉａ ｌｉｑｕｉｄ ｃｈｒｏｍａｔｏｇｒａｐｈｙ￣ｍａｓｓ ｓｐｅｃｔｒｏｍｅｔｒｙ
(ＬＣ￣ＭＳ). Ｔｈｅ ＬＣ ｓｅｐａｒａｔｉｏｎ ｗａｓ ｃｏｎｄｕｃｔｅｄ ｏｎ ａ
Ｚｏｒｂａｘ ＳＢ ｃｏｌｕｍｎ (４􀆰 ６ ｍｍ×２５０ ｍｍ ｉ􀆰 ｄ.ꎬ ５􀆰 ０ μｍ).
Ｔｈｅ ｅｌｕｔｉｏｎ ｃｏｍｐｒｉｓｅｄ ２５％ ａｃｅｔｏｎｉｔｒｉｌｅ ａｎｄ ７５％
ｗａｔｅｒ ｗｉｔｈ ０􀆰 ２％ ｆｏｒｍｉｃ ａｃｉｄ ａｔ ａ ｆｌｏｗ ｒａｔｅ ｏｆ １􀆰 ０ ｍＬ
ｍｉｎ－１ . Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎ ｔｏ ａｎ ｉｎｊｅｃｔｏｒ ｖｏｌｕｍｅ ｏｆ １０ μＬꎬ
ｔｈｅ ＬＣ￣ＭＳ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｉｎｃｌｕｄｅｄ ｃａｐｉｌｌａｒｙ ｖｏｌｔａｇｅꎬ
２ ５００ Ｖꎻ ｃｏｎｅ ｖｏｌｔａｇｅꎬ ３０ Ｖꎻ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ｏｆ ｄｅｓｏｌ￣
ｖａｔｉｏｎꎬ ３５０ ℃ꎻ ａｎｄ ｇａｓ ｆｌｏｗ ｒａｔｅꎬ ４００ Ｌ ｈ－１ . Ｐｅａｋ
ｒｅｔｅｎｔｉｏｎ ｔｉｍｅｓ ｗｅｒｅ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈａｔ ｏｆ ｔｈｅ ｄｅｎ￣
ｄｒｏｂｉｎｅ ｓｔａｎｄａｒｄ. Ｆｏｒ ａｌｌ ｔｒｅａｔｍｅｎｔｓꎬ ｗｅ ｕｓｅｄ ｒｅｇｒｅｓ￣
ｓｉｏｎ ｅｑｕａｔｉｏｎｓ ｔｏ ｃａｌｃｕｌａｔｅ ｔｈｅ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ ｐｅｒｃｅｎｔａ￣
ｇｅｓ ｉｎ ｔｅｒｍｓ ｏｆ ｔｈｅｉｒ ｐｅａｋ ａｒｅａｓ. Ｅａｃｈ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｗａｓ
ｒｅｐｅａｔｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ.
１􀆰 ９　 Ｄａｔａ ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ ａｎａｌｙｓｉｓ
Ｔｗｏ ｍｏｎｔｈｓ ａｆｔｅｒ ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ
ｈａｒｖｅｓｔｅｄ ｔｏ ｒｅｃｏｒｄ ｔｈｅｉｒ ｈｅｉｇｈｔｓꎬ ｍａｉｎ ｓｔｅｍ ｌｅｎｇｔｈｓ
ａｎｄ ｄｉａｍｅｔｅｒｓꎬ ｉｎｔｅｒｎｏｄａｌ ｌｅｎｇｔｈｓ ａｎｄ ｎｕｍｂｅｒｓ ｏｆ
ｎｏｄｅｓ. Ｆｏｒ ｅａｃｈ ｃｕｌｔｕｒｅ ｂｏｔｔｌｅꎬ ｆｒｅｓｈ ｗｅｉｇｈｔｓ ｗｅｒｅ
ｏｂｔａｉｎｅｄ ｆｏｒ ａｌｌ ｅｉｇｈｔ ｐｌａｎｔｓꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｎｕｍｂｅｒｓ ｏｆ ｎｅｗ
ｒｏｏｔｓ ａｎｄ ｔｉｌｌｅｒｓ ｗｅｒｅ ｔａｌｌｉｅｄ. Ｔｈｏｓｅ ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｔｈｅｎ
ｄｒｉｅｄ ｆｏｒ ４８ ｈ ａｔ ８０ ℃ ｂｅｆｏｒｅ ｄｅｔｅｒｍｉｎｉｎｇ ｔｈｅｉｒ ｄｒｙ
ｗｅｉｇｈｔｓ. Ｔｈｅ ｉｎｃｒｅｍｅｎｔ ｉｎ ｆｒｅｓｈ ｗｅｉｇｈｔ ｐｅｒ ｂｏｔｔｌｅ ｗａｓ
ｃａｌｃｕｌａｔｅｄ ａｓ ｔｈｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅ ｉｎ ｐｌａｎｔ ｗｅｉｇｈｔ ｂｅｆｏｒｅ
ａｎｄ ａｆｔｅｒ ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ. Ａｌｌ ｄａｔａ ａｎａｌｙｓｅｓ ｗｅｒｅ ｐｅｒ￣
ｆｏｒｍｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ ｐａｃｋａｇｅ ＳＰＳＳ １７􀆰 ０. Ｄｉｆｆ￣
ｅｒｅｎｃｅｓ ａｍｏｎｇ ｔｒｅａｔｍｅｎｔｓ ａｎｄ ｃｏｎｔｒｏｌ ｇｒｏｕｐｓ ｗｅｒｅ
ｔｅｓｔｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｏｎｅ￣ｗａｙ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｖａｒｉａｎｃｅ ( ＡＮＯ￣
ＶＡ)ꎬ ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｂｙ ｔｅｓｔｓ ｆｏｒ ｌｅａｓｔ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｄｉｆｆｅｒ￣
ｅｎｃｅｓ ( ＬＳＤ). Ｖａｌｕｅｓ ｗｅｒｅ ｐｒｅｓｅｎｔｅｄ ａｓ ｍｅａｎｓ ±
ｓｔａｎｄａｒｄ ｅｒｒｏｒｓ (ＳＥ).
２　 Ｒｅｓｕｌｔｓ
２􀆰 １ 　 Ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｙｃｏｒ￣
ｒｈｉｚａｌ ｆｕｎｇｉ
Ｃｏｌｏｎｉｅｓ ｏｆ ｉｓｏｌａｔｅ Ｓ１ ｗｅｒｅ ｌｉｇｈｔ￣ｙｅｌｌｏｗ ｗｉｔｈ
ｃｏｎｃｅｎｔｒｉｃ ｒｉｎｇｓꎬ ｌａｃｋｅｄ ａｅｒｉａｌ ｈｙｐｈａｅꎬ ａｎｄ ａｓｓｕｍｅｄ
ａ ｌｅａｔｈｅｒｙ ｔｅｘｔｕｒｅ ｗｉｔｈｉｎ ｏｎｅ ｍｏｎｔｈ (Ｆｉｇ􀆰 １Ａ). Ｔｈｅ
ｈｙｐｈａｅ ｗｅｒｅ ｓｅｐｔａｔｅꎬ ａｎｄ ２􀆰 ５ ｔｏ ５􀆰 ５ μｍ ｉｎ ｄｉａｍｅ￣
ｔｅｒꎬ ｗｉｔｈ ｎｅａｒｌｙ ｒｉｇｈｔ￣ａｎｇｌｅｄ ｂｒａｎｃｈｅｓ. Ｔｈｅ ｂａｓｅｓ ｏｆ
ｔｈｏｓｅ ｂｒａｎｃｈｅｓ ｗｅｒｅ ｃｏｎｓｔｒｉｃｔｅｄ (Ｆｉｇ􀆰 １Ｂ). Ｅｌｌｉｐｓｏｉ￣
ｄａｌ ｍｏｎｉｌｉｏｉｄ ｃｅｌｌｓ ｗｅｒｅ ４􀆰 ０ ｔｏ １０􀆰 ５ μｍ ｂｙ ９􀆰 ０ ｔｏ
１２􀆰 ０ μｍ (Ｆｉｇ􀆰 １Ｃ). Ｂｙ ｃｏｎｔｒａｓｔꎬ Ｓ３ ｃｏｌｏｎｉｅｓ ｗｅｒｅ
ｗｈｉｔｅ ａｎｄ ｐｒｅｓｅｎｔｅｄ ａ ｃｏｔｔｏｎｙ ｔｅｘｔｕｒｅ ｗｉｔｈ ａｇｅ.
４２３　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
Ｗｈｉｔｅ ａｅｒｉａｌ ｈｙｐｈａｅ ｗｅｒｅ ｗｅｌｌ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ａｌｏｎｇ ｔｈｅ
ｓｕｂｍｅｒｇｅｄ ｍａｒｇｉｎｓ ｏｎ ＰＤＡ ｍｅｄｉｕｍ (Ｆｉｇ􀆰 １Ｄ). Ｔｈｅ
ｈｙｐｈａｅ ｗｅｒｅ ｈｙａｌｉｎｅꎬ ｓｅｐｔａｔｅꎬ ２􀆰 ０ ｔｏ ５􀆰 ０ μｍ ｉｎ ｄｉ￣
ａｍｅｔｅｒꎬ ｗｉｔｈ ｎｅａｒｌｙ ｒｉｇｈｔ￣ａｎｇｌｅｄ ｂｒａｎｃｈｅｓ. Ｔｈｏｓｅ
ｂｒａｎｃｈ ｂａｓｅｓ ｗｅｒｅ ａｌｓｏ ｃｏｎｓｔｒｉｃｔｅｄ ( Ｆｉｇ􀆰 １Ｅ). Ｍｏ￣
ｎｉｌｉｏｉｄ ｃｅｌｌｓ (Ｆｉｇ􀆰 １Ｆ) ｗｅｒｅ ｏｂｏｖｏｉｄꎬ ｆｕｓｉｆｏｒｍ ｏｒ ｉｒ￣
ｒｅｇｕｌａｒｌｙ ｅｌｌｉｐｓｏｉｄａｌ ( ６ － １０ μｍ × ８ － ２２ μｍ). Ｂｅ￣
ｃａｕｓｅ ｏｆ ｔｈｅｉｒ ｃｕｌｔｕｒａｌ ａｎｄ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓ￣
ｔｉｃｓ (Ｎｏｎｔａｃｈａｉｙａｐｏｏｍ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０)ꎬ ｂｏｔｈ ｉｓｏｌａｔｅｓ
ｗｅｒｅ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ａｓ ｂｅｉｎｇ Ｒｈｉｚｏｃｔｏｎｉａ￣ｌｉｋｅ ｆｕｎｇｉ.
２􀆰 ２　 Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｉｓｏｌａｔｅｓ
Ｗｅ ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ａｎｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅｄ ｔｈｅ ｒＤＮＡ ＩＴＳ ｒｅ￣
ｇｉｏｎ ｏｆ Ｓ１ ａｎｄ ｔｈｅ ｍｔＬＳＵ ｒｅｇｉｏｎ ｏｆ Ｓ３. ＢＬＡＳＴ ｓｅａｒ￣
ｃｈｅｓ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ＩＴＳ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ Ｓ１ ｓｈａｒｅｄ
ｈｉｇｈ ｉｄｅｎｔｉｔｙ (９６％ꎻ ６０２ / ６２５) ｗｉｔｈ ｔｈａｔ ｏｆ Ｅｐｕｌｏ￣
ｒｈｉｚａ ｓｐ. ( Ｔａｂｌｅ １). Ｔｈｅ ｍｔＬＳＵ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ Ｓ３
ｓｈａｒｅｄ ９８％ ｉｄｅｎｔｉｔｙ (３１６ / ３２１) ｗｉｔｈ ｕｎｃｕｌｔｕｒｅｄ Ｔｕ￣
ｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ. ａｎｄ ９６％ ｉｄｅｎｔｉｔｙ (３１７ / ３３０ꎻ ３１４ / ３２７)
ｗｉｔｈ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ. (Ｔａｂｌｅ ２). Ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅｉｒ ｍｏｒ￣
ｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎｄ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｄａｔａꎬ ｗｅ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ Ｓ１ ａｎｄ
Ｓ３ ａｓ Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ ｓｐ. ａｎｄ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ.ꎬ ｒｅｓｐｅｃ￣
ｔｉｖｅｌｙ.
２􀆰 ３　 Ｖｉｓｕａｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｆｕｎｇａｌ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ
Ａｆｔｅｒ ｔｗｏ ｍｏｎｔｈｓ ｏｆ ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ Ｓ１ ａｎｄ Ｓ３
ｈｙｐｈａｅ ｈａｄ ｓｐｒｅａｄ ｏｖｅｒ ｔｈｅ ｒｏｏｔ ｓｕｒｆａｃｅｓꎬ ｉｎｖａｄｅｄ
ｔｈｅ ｃｏｒｔｉｃａｌ ｃｅｌｌｓꎬ ａｎｄ ｃｏｌｏｎｉｚｅｄ ｔｈｅ ｒｏｏｔ ｉｎｔｒａｃｅｌｌｕｌａｒ
Ｆｉｇ􀆰 １　 Ｃｕｌｔｕｒａｌ ａｎｄ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃｓ ｏｆ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｆｕｎｇｉ ｏｎ ＰＤＡ ｍｅｄｉａ. Ｉｓｏｌａｔｅ Ｓ１: Ａꎬ Ｃｏｌｏｎｙ (Ｓｃａｌｅ ｂａｒ ＝ １ ｃｍ)ꎻ
Ｂꎬ ｈｙｐｈａｅ (Ｓｃａｌｅ ｂａｒ ＝ ２ μｍ )ꎻ Ｃꎬ ｅｌｌｉｐｓｏｉｄａｌ ｍｏｎｉｌｉｏｉｄ ｃｅｌｌｓ (Ｓｃａｌｅ ｂａｒ ＝ ２ μｍ) Ｉｓｏｌａｔｅ Ｓ３: Ｄꎬ Ｃｏｌｏｎｙ
(Ｓｃａｌｅ ｂａｒ ＝ １ ｃｍ)ꎻ Ｅꎬ ｈｙｐｈａｅ (Ｓｃａｌｅ ｂａｒ ＝ ４ μｍ)ꎻ Ｆꎬ ｍｏｎｉｌｉｏｉｄ ｃｅｌｌｓ (Ｓｃａｌｅ ｂａｒ ＝ １０ μｍ)
Ｔａｂｌｅ １　 Ｂｌａｓｔ ｒｅｓｕｌｔｓ ｆｏｒ ｔｈｅ Ｓ１ ｉｓｏｌａｔｅ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｉｔｓ ＩＴＳ ｒｅｇｉｏｎ
Ｓｔｒａｉｎ Ｐｅｒｃｅｎｔ ｉｄｅｎｔｉｔｙ Ｇａｐ Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅ
ＦＪ５９４９１３ Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ ｓｐ. ９６％ (６０２ / ６２５) ２％ (１０ / ６２５) Ｌｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ｕｎｐｕｂｌｉｓｈｅｄ
ＦＪ５９４９１４ Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ ｓｐ. ９６％ (６０１ / ６２４) ２％ (１０ / ６２４) Ｌｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ｕｎｐｕｂｌｉｓｈｅｄ
ＦＪ５９４９１９ Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ ｓｐ. ９６％ (６００ / ６２３) ２％ (１０ / ６２３) Ｌｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ｕｎｐｕｂｌｉｓｈｅｄ
ＦＪ５９４９１８ Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ ｓｐ. ９６％ (５９８ / ６２１) ２％ (１０ / ６２１) Ｌｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ｕｎｐｕｂｌｉｓｈｅｄ
ＦＪ５９４９１６ Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ ｓｐ. ９６％ (５９９ / ６２４) ２％ (１０ / ６２４) Ｌｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ｕｎｐｕｂｌｉｓｈｅｄ
ＦＪ５９４９１５ Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ ｓｐ. ９６％ (５９４ / ６１７) ２％ (１０ / ６１７) Ｌｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ｕｎｐｕｂｌｉｓｈｅｄ
ＦＪ５９４９１７ Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ ｓｐ. ９６％ (５９５ / ６１９) ２％ (１２ / ６１９) Ｌｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ｕｎｐｕｂｌｉｓｈｅｄ
ＦＪ５９４９１２ Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ ｓｐ. ９６％ (５９４ / ６１８) ２％ (１１ / ６１８) Ｌｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ｕｎｐｕｂｌｉｓｈｅｄ
ＧＱ２４１８６３ ｕｎｃｕｌｔｕｒｅｄ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａｃｅａｅ ９６％ (５９７ / ６２０) １％ (８ / ６２０) Ｙｕａｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０
５２３３期　 　 ＷＡＮＧ Ｑｉｕ￣Ｘｉａ ｅｔ ａｌ.: Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ Ｆｕｎｇｉ Ｐｒｏｍｏｔｅ Ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ Ｎｉｔｒｏｇｅｎ Ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｂｙ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ 􀆺 　 　
ｓｐａｃｅｓ ｏｆ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ (Ｆｉｇ􀆰 ２Ａꎬ Ｂ). Ｉｎ ｔｈｅ
ｃｏｒｔｉｃａｌ ｒｅｇｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｈｙｐｈａｅ ｐｅｎｅｔｒａｔｅｄ ｔｈｒｏｕｇｈ ｔｈｅ
ｃｅｌｌ ｗａｌｌｓ ａｎｄ ｅｎｔｅｒｅｄ ｎｅｘｔ ｔｏ ｔｈｅ ｃｏｒｔｉｃａｌ ｃｅｌｌｓ
(Ｆｉｇ􀆰 ２Ｃ). Ｕｎｄｅｒ ｔｈｅ ＬＳＣＭꎬ ｎｏ ｆｕｎｇａｌ ｈｙｐｈａｅ ｗｅｒｅ
ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｗｉｔｈｉｎ ｒｏｏｔ ｃｅｌｌｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ( ｎｏｎ￣ｉｎ￣
ｏｃｕｌａｔｅｄ) ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ (Ｆｉｇ􀆰 ２Ｄ).
Ｔａｂｌｅ ２　 Ｂｌａｓｔ ｒｅｓｕｌｔｓ ｆｏｒ ｔｈｅ Ｓ３ ｉｓｏｌａｔｅ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｉｔｓ ｍｔＬＳＵ ｒｅｇｉｏｎ
Ｓｔｒａｉｎ Ｐｅｒｃｅｎｔ ｉｄｅｎｔｉｔｙ Ｇａｐ Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅ
ＡＹ１９２５２２ ｕｎｃｕｌｔｕｒｅｄ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ. ９８％ (３１６ / ３２１) ０ (０ / ３２１) Ｂｉｄａｒｔｏｎｄｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００３
ＡＹ１９２５２０ ｕｎｃｕｌｔｕｒｅｄ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ. ９８％ (３１６ / ３２１) ０ (０ / ３２１) Ｂｉｄａｒｔｏｎｄｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００３
ＡＹ１９２５１４ ｕｎｃｕｌｔｕｒｅｄ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ. ９８％ (３１６ / ３２１) ０ (０ / ３２１) Ｂｉｄａｒｔｏｎｄｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００３
ＡＹ１９２５１２ ｕｎｃｕｌｔｕｒｅｄ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ. ９８％ (３１６ / ３２１) ０ (０ / ３２１) Ｂｉｄａｒｔｏｎｄｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００３
ＡＹ１９２５１１ ｕｎｃｕｌｔｕｒｅｄ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ. ９８％ (３１６ / ３２１) ０ (０ / ３２１) Ｂｉｄａｒｔｏｎｄｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００３
ＡＹ３８２８１１ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｐｒｕｉｎｏｓａ ９８％ (３１８ / ３２６) ０ (１ / ３２６) ＭｃＣｏｒｍｉｃｋ ｅｔ ａｌꎬ ２００４
ＡＦ３４５５６０ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｉｒｒｅｑｕｌａｒｉｓ ９８％ (３１２ / ３２０) ０ (１ / ３２０) Ｋｒｉｓｔｉａｎｓｅｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００１
ＡＹ３８２７９４ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ. ９６％ (３１７ / ３３０) １％ (２ / ３３０) ＭｃＣｏｒｍｉｃｋ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４
ＤＱ８３４４１１ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ. ９６％ (３１４ / ３２７) １％ (２ / ３２７) Ｐｏｒｒａｓ￣Ａｌｆａｒｏ ａｎｄ Ｂａｙｍａｎꎬ ２００７
Ｆｉｇ􀆰 ２　 Ｆｕｎｇａｌ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｉｎ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ. Ａ. Ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ Ｓ１ꎻ ｈｙｐｈａｅ ａｎｄ ｈｙｐｈａｌ ｃｏｉｌｓ (ｇｒｅｅｎ) ｉｎ ｒｏｏｔ ｃｏｒｔｉｃａｌ ｃｅｌｌｓꎻ
Ｂ. Ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ Ｓ３ꎻ ｈｙｐｈａｅ ａｎｄ ｈｙｐｈａｌ ｃｏｉｌｓ (ｇｒｅｅｎ) ｉｎ ｒｏｏｔ ｃｏｒｔｉｃａｌ ｃｅｌｌｓꎻ Ｃ. Ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｗｉｔｈ Ｓ１ꎻ ｈｙｐｈａｅ (ｇｒｅｅｎ) ｐｅｎｅｔｒａｔｉｎｇ
ｃｅｌｌ ｗａｌｌ ａｎｄ ｉｎｖａｄｉｎｇ ｎｅｉｇｈｂｏｒｉｎｇ ｃｅｌｌｓ ｉｎ ｒｏｏｔꎻ Ｄ. Ｒｏｏｔ ｃｏｒｔｉｃａｌ ｃｅｌｌｓ ｆｒｏｍ ｎｏｎ￣ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｃｏｎｔｒｏｌ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ. Ｓｃａｌｅ ｂａｒ ＝ ５０ μｍ
６２３　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
２􀆰 ４　 Ｇｒｏｗｔｈ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ ｂｙ Ｄ􀆰 ｎｏｂｉｌｅ ｔｏ ｆｕｎｇａｌ ｉｎ￣
ｏｃｕｌａｔｉｏｎ
Ａｔ ｔｗｏ ｍｏｎｔｈｓ ａｆｔｅｒ ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎꎬ ｇｒｏｗｔｈ ｗａｓ ｅｎ￣
ｈａｎｃｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔｓ (Ｔａｂｌｅ ３). Ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ
ｔｈｅ ｕｎｔｒｅａｔｅｄ ｃｏｎｔｒｏｌꎬ ｉｎｃｒｅｍｅｎｔ ｏｆ ｆｒｅｓｈ ｗｅｉｇｈｔｓ ａｎｄ
ｉｎｔｅｒｎｏｄａｌ ｌｅｎｇｔｈｓ ｗｅｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｆｏｒ
ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｅｉｔｈｅｒ Ｓ１ ｏｒ Ｓ３ ｆｕｎｇｉ. Ｈｏｗ￣
ｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｎｕｍｂｅｒｓ ｏｆ ｎｏｄｅｓ ｗｅｒｅ ｎｏｔ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆ￣
ｆｅｒｅｎｔ ａｍｏｎｇ ｃｏｎｔｒｏｌ ａｎｄ ｔｒｅａｔｅｄ ｐｌａｎｔｓ. Ｄｒｙ ｗｅｉｇｈｔｓꎬ
ｓｔｅｍ ｌｅｎｇｔｈｓ ａｎｄ ｄｉａｍｅｔｅｒｓ ａｎｄ ｎｕｍｂｅｒｓ ｏｆ ｔｉｌｌｅｒｓ
ｗｅｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｈｉｇｈｅｒ ｆｏｒ Ｓ１￣ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ
ｔｈａｎ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｐｌａｎｔ ｈｅｉｇｈｔｓ ａｎｄ ｎｕｍ￣
ｂｅｒｓ ｏｆ ｎｅｗ ｒｏｏｔｓ ｄｉｄ ｎｏｔ ｄｉｆｆｅｒ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｂｅｔｗｅｅｎ
ｔｈｅ ｔｗｏ ｔｙｐｅｓ. Ｗｈｅｎ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ａｎｄ Ｓ３￣ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ
ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｗｅｒｅ ｃｏｍｐａｒｅｄꎬ ｎｏ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ
ｗｅｒｅ ｆｏｕｎｄ ｗｉｔｈ ｄｒｙ ｗｅｉｇｈｔｓꎬ ｓｔｅｍ ｌｅｎｇｔｈｓ ａｎｄ ｄｉａｍｅ￣
ｔｅｒｓꎬ ａｎｄ ｎｕｍｂｅｒｓ ｏｆ ｔｉｌｌｅｒｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｆｏｒ ａｌｌ ｇｒｏｗｔｈ
ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃｓꎬ ｅｘｃｅｐｔ ｐｌａｎｔ ｈｅｉｇｈｔｓ ａｎｄ ｎｕｍｂｅｒｓ ｏｆ
ｎｏｄｅｓꎬ ｗｅｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｈｉｇｈｅｒ ｆｏｒ Ｓ１￣ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ
ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｔｈａｎ ｆｏｒ Ｓ３￣ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ.
Ｔｈｅ Ｓ１ ａｎｄ Ｓ３ ｆｕｎｇｉ ｗｅｒｅ ｒｅ￣ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ
Ｄ􀆰 ｎｏｂｉｌｅ ｒｏｏｔｓ ａｔ ｔｗｏ ｍｏｎｔｈｓ ｐｏｓｔ￣ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ. Ｔｈｅｉｒ
ｃｕｌｔｕｒａｌ ａｎｄ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃｓ ｗｅｒｅ ｔｈｅ
ｓａｍｅ ａｓ ｔｈｏｓｅ ｒｅｃｏｒｄｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｏｒｉｇｉｎａｌ ｉｓｏｌａｔｅｓ. Ｗｅ
ａｌｓｏ ｓｅｑｕｅｎｃｅｄ ｔｈｅｉｒ ＩＴＳ￣５􀆰 ８Ｓ ｒＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ａｎｄ
ｍｔＬＳＵ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｒｏｏｔｓꎬ ａｎｄ
ｖｅｒｉｆｉｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｒｅ￣ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｕｎｇｉ ｗｅｒｅ ｔｈｅ ｓａｍｅ ａｓ
ｔｈｏｓｅ ｕｓｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎｓ.
２􀆰 ５　 Ｎｉｔｒｏｇｅｎ ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｂｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔｓ
Ｔｈｅ１５Ｎ ｄｅｒｉｖｅｄ ｆｒｏｍ １５Ｎ￣ｌａｂｅｌｌｅｄ ｇｌｙｃｉｎｅ ｗａｓ
ｒｅａｄｉｌｙ ｄｅｔｅｃｔａｂｌｅ ｉｎ ｔｈｅ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ａｎｄ ｎｏｎ￣ｉｎｏｃｕｌａ￣
ｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ (Ｆｉｇ􀆰 ３). Ａｌｔｈｏｕｇｈ ｔｈｅ δ１５Ｎ ｖａｌｕｅ ｉｎ
ｔｈｅ Ｓ１￣ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｗａｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｈｉｇｈｅｒ
ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ａｎｄ Ｓ３￣ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓꎬ
ｔｈａｔ ｖａｌｕｅ ｄｉｄ ｎｏｔ ｄｉｆｆｅｒ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ
ｃｏｎｔｒｏｌ ａｎｄ Ｓ３￣ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ.
２􀆰 ６　 Ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔｓ
Ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｆｕｎｇｉ ｃｏｎｓｉｄｅｒａｂｌｙ
ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ ｂｙ ６０ ｄ ｐｏｓｔ￣ｉｎｏｃ￣
ｕｌａｔｉｏｎ (Ｆｉｇ􀆰 ４). Ｃｏｎｔｅｎｔｓ ｗｅｒｅ ａｂｏｕｔ ２５￣ (Ｓ１) ａｎｄ
２￣ ｆｏｌｄ (Ｓ３) ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ. Ｉｎ
ａｄｄｉｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ ｗａｓ ｓｉｇｎｉｆｉ￣
ｃａｎｔｌｙ ｈｉｇｈｅｒ ｉｎ Ｓ１￣ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｔｈａｎ ｉｎ
ｔｈｏｓｅ ｅｘｐｏｓｅｄ ｔｏ ｔｈｅ Ｓ３ ｉｓｏｌａｔｅ.
３　 Ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ
Ｂｏｔｈ Ｓ１ ａｎｄ Ｓ３ ｉｓｏｌａｔｅｓ ｗｅｒｅ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ａｓ ｂｅｉｎｇ
Ｒｈｉｚｏｃｔｏｎｉａ￣ｌｉｋｅ ｆｕｎｇｉ. Ｂｅｃａｕｓｅ ｍｙｃｅｌｉａ ｆｒｏｍ ｔｈａｔ
ｔｙｐｅ ｄｏ ｎｏｔ ｙｉｅｌｄ ｍａｎｙ ｄｉｓｔｉｎｇｕｉｓｈｉｎｇ ｃｈａｒａｃｔｅｒｓꎬ ｉ￣
ｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｉｓ ｇｅｎｅｒａｌｌｙ ｎｏｔ ｐｏｓｓｉｂｌｅ ｂｅｌｏｗ ｔｈｅ ｇｅ￣
ｎｅｒｉｃ ｌｅｖｅｌ (Ｒａｓｍｕｓｓｅｎꎬ ２００２). Ｔｈｕｓꎬ ｗｅ ｕｓｅｄ ｔｗｏ
ｇｅｎｅｓ ｔｏ ａｉｄ ｉｎ ｏｕｒ ｅｘａｍｉｎａｔｉｏｎ. Ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ＮＣＢＩ ｄａｔａｂａｓｅ ａｎｄ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ｐｒｉｍｅｒｓ
(Ｂｒｕｎｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９８ꎻ Ｍａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００３) ｆｏｒ ｔｈｅｉｒ
ＩＴＳ￣５􀆰 ８Ｓ ｒＤＮＡ ａｎｄ ｔｈｅ ｍｔＬＳＵ ｒＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓꎬ
ｗｅ ｗｅｒｅ ａｂｌｅ ｔｏ ｉｄｅｎｔｉｆｙ Ｓ１ ａｎｄ Ｓ３ ａｓ ｂｅｉｎｇ ｓｐｅｃｉｅｓ
ｗｉｔｈｉｎ Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ ａｎｄ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ｔｈｅｓｅ
ｈａｖｅ ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ ｂｅｅｎ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ａｓ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｆｕｎｇｉ ｏｆ
ｏｒｃｈｉｄ ｐｌａｎｔｓ (Ｍａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００３ꎻ Ｎｏｎｔａｃｈａｉｙａｐｏｏｍ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２０１０).
Ｔａｂｌｅ ３　 Ｉｎｆｌｕｅｎｃｅ ｏｆ Ｓ１ ａｎｄ Ｓ３ ｆｕｎｇａｌ ｉｓｏｌａｔｅｓ ｏｎ ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ (ｎ＝ ２５)
Ｐａｒａｍｅｔｅｒ Ｓ１ Ｓ３ Ｃｏｎｔｒｏｌ
Ｉｎｃｒｅｍｅｎｔ ｏｆ ｆｒｅｓｈ ｗｅｉｇｈｔ / ｇ ０􀆰 ８８ ± ０􀆰 ０６ｂ ０􀆰 ７２ ± ０􀆰 ０５ｃ ０􀆰 ５０ ± ０􀆰 ０３ａ
Ｄｒｙ ｗｅｉｇｈｔ / ｇ ０􀆰 ０８ ± ０􀆰 ００ｂ ０􀆰 ０４ ± ０􀆰 ００ａ ０􀆰 ０３ ± ０􀆰 ００ａ
Ｐｌａｎｔ ｈｅｉｇｈｔ / ｃｍ ２􀆰 ３７ ± ０􀆰 ０６ａｂ ２􀆰 １０ ± ０􀆰 ０８ｂ ２􀆰 ５４ ± ０􀆰 １４ａ
Ｓｔｅｍ ｌｅｎｇｔｈ / ｃｍ １􀆰 ２９ ± ０􀆰 ０４ｂ １􀆰 ０８ ± ０􀆰 ０５ａ １􀆰 ０３ ± ０􀆰 ０３ａ
Ｓｔｅｍ ｄｉａｍｅｔｅｒ / ｃｍ ０􀆰 ２１ ± ０􀆰 ０１ｂ ０􀆰 １８ ± ０􀆰 ０１ａ ０􀆰 １６ ± ０􀆰 ０１ａ
Ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｎｏｄｅｓ ３􀆰 ３３ ± ０􀆰 １２ａ ３􀆰 １６ ± ０􀆰 １３ａ ３􀆰 ２３ ± ０􀆰 ０９ａ
Ｉｎｔｅｒｎｏｄａｌ ｌｅｎｇｔｈ / ｃｍ ０􀆰 ３６ ± ０􀆰 ０１ｂ ０􀆰 ３２ ± ０􀆰 ０１ｃ ０􀆰 ２８ ± ０􀆰 ０１ａ
Ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｔｉｌｌｅｒｓ １７􀆰 ２８ ± ０􀆰 ７９ｂ １２􀆰 ６５ ± ０􀆰 ７６ａ １１􀆰 ００ ± ０􀆰 ８１ａ
Ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｎｅｗ ｒｏｏｔｓ ２２􀆰 ８４ ± １􀆰 ６０ａ １７􀆰 １５ ± １􀆰 ０５ｂ ２２􀆰 ８０ ± １􀆰 ４８ａ
Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｒｏｗ ｉｎｄｉｃａｔｅ ｔｈａｔ ｖａｌｕｅｓ (ｍｅａｎ±ｓｔａｎｄａｒｄ ｅｒｒｏｒ) ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ａｍｏｎｇ ｔｒｅａｔｍｅｎｔｓ ａｔ Ｐ<０􀆰 ０５ꎬ ｂａｓｅｄ ｏｎ
ＬＳＤ ｔｅｓｔｓ. Ｃｏｎｔｒｏｌꎬ ｎｏｎ￣ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ
７２３３期　 　 ＷＡＮＧ Ｑｉｕ￣Ｘｉａ ｅｔ ａｌ.: Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ Ｆｕｎｇｉ Ｐｒｏｍｏｔｅ Ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ Ｎｉｔｒｏｇｅｎ Ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｂｙ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ 􀆺 　 　
Ｆｉｇ􀆰 ３　 δ１５Ｎ ｃａｌｃｕｌａｔｅｄ ｆｒｏｍ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ａｎｄ ｎｏｎ￣ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ
(ｃｏｎｔｒｏｌ) ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｏｆ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ (ｎ＝ ３). Ｖａｌｕｅｓ
(ｍｅａｎ ± ｓｔａｎｄａｒｄ ｅｒｒｏｒ) ｎｏｔ ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｌｅｔｔｅｒ
ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ａｔ Ｐ<０􀆰 ０５ꎬ
ｂａｓｅｄ ｏｎ ＬＳＤ ｔｅｓｔｓ
Ｆｉｇ􀆰 ４　 Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｆｕｎｇｉ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｏｎ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ
ｃｏｎｔｅｎｔｓ ｉｎ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ (ｎ＝ ３) Ｖａｌｕｅｓ
(ｍｅａｎ ± ｓｔａｎｄａｒｄ ｅｒｒｏｒ) ｎｏｔ ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｌｅｔｔｅｒ
ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ａｔ Ｐ<０􀆰 ０５ꎬ ｂａｓｅｄ ｏｎ
ＬＳＤ ｔｅｓｔｓ. Ｃｏｎｔｒｏｌꎬ ｎｏｎ￣ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ
　 　 Ａｌｔｈｏｕｇｈ Ｅｐｕｌｏｒｈｉｚａ ｓｐ. ｉｓ ｋｎｏｗｎ ｔｏ ｓｔｉｍｕｌａｔｅ
ｂｉｏｍａｓｓ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎｓ ｂｙ ｐｌａｎｔｓ ｏｆ Ｄ􀆰 ｎｏｂｉｌｅ (Ｓｏｎｇ
ａｎｄ Ｇｕｏꎬ ２００１ꎻ Ｃｈｅｎ ａｎｄ Ｇｕｏꎬ ２００５)ꎬ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔｓ
ｏｆ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ. ｏｎ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｈａｖｅ ｒａｒｅｌｙ ｂｅｅｎ
ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ ( Ｎｏｎｔａｃｈａｉｙａｐｏｏｍ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１). Ｓｏｍｅ
ｅａｒｌｉｅｒ ｓｔｕｄｉｅｓ ｈａｖｅ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈａｔ Ｔｕｌａｓｎｅｌｌａ ｓｐ.
ｐｒｏｍｏｔｅｓ ｓｅｅｄ ｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ａｎｄ ｇｒｏｗｔｈ ｂｙ Ｖａｎｉｌｌａ ｓｐ.
ａｎｄ Ｐｅｃｔｅｉｌｉｓ ｓｕｓａｎｎａｅ (Ｐｏｒｒａｓ￣Ａｌｆａｒｏ ａｎｄ Ｂａｙｍａｎꎬ
２００７ꎻ Ｃｈｕｔｉｍａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１). Ｏｕｒ ｆｉｎｇｄｉｎｇｓ ｉｎｄｉｃａ￣
ｔｅｄ ｔｈａｔ ｂｏｔｈ Ｓ１ ａｎｄ Ｓ３ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ｃｏｌｏｎｉｚｅｄ ｔｈｅ
ｒｏｏｔｓ ｏｆ Ｄ􀆰 ｎｏｂｉｌｅ ａｎｄ ｆｏｒｍｅｄ ｓｏｍｅ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｓｔｒｕｃ￣
ｔｕｒｅｓ. Ｍｏｒｅｏｖｅｒꎬ ｂｏｔｈ ｆｕｎｇｉ ｈａｄ ｐｏｓｉｔｉｖｅ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅｓ
ｏｎ ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ ｔｈｅｉｒ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔｓ.
Ｔｈｅ Ｓ１￣ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｕｔｉｌｉｚｅｄ ｓｉｇｎｉｆｉ￣
ｃａｎｔｌｙ ｍｏｒｅ ｏｒｇａｎｉｃ Ｎ ｆｒｏｍ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄｓ ｉｎ ｃｏｍｐａｒｉ￣
ｓｏｎ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｎｕｍｂｅｒ
ｏｆ ｎｅｗｌｙ ｉｎｉｔｉａｔｅｄ ｒｏｏｔｓ ｗａｓ ｎｏｔ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ
ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ｔｗｏ. Ｔｈｕｓꎬ ｍｏｓｔ ｏｆ ｔｈｅ ｍｅａｓｕｒｅｄ ｕｐｔａｋｅ
ｏｆ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄｓ ｗａｓ ｐｒｏｂａｂｌｙ ｂｙ ｔｈｅ ｆｕｎｇｉ ｒａｔｈｅｒ ｔｈａｎ
ｔｈｅ ｒｏｏｔｓ ( Ｊｏｎｅｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００５). Ｗｅ ａｌｓｏ ｄｅｄｕｃｅｄ
ｈｅｒｅ ｔｈａｔ ｍｏｒｅ ｏｆ ｔｈｅ ａｃｑｕｉｒｅｄ ｏｒｇａｎｉｃ Ｎ ｗａｓ ｔｒａｎｓ￣
ｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｂｙ ｔｈｅ ｆｕｎｇｉ. Ｂｙ ｃｏｎｔｒａｓｔꎬ δ１５
Ｎ ｖａｌｕｅｓ ｄｉｄ ｎｏｔ ｄｉｆｆｅｒ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ Ｓ３ ￣
ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ａｎｄ ｃｏｎｔｒｏｌ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ. Ｔｈｉｓ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ ｔｈａｔ
Ｓ１ ａｎｄ Ｓ３ ｆｕｎｇｉ ｈａｖｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｎｕｔｒｉｅｎｔ ｒｏｌｅｓ ｗｉｔｈｉｎ
ｔｈｅ ｓａｍｅ ｈｏｓｔ. Ｓｉｍｉｌａｒｌｙꎬ Ｍｉｄｇｌｅｙ ｅｔ ａｌ. ( ２００６)
ｈａｖｅ ｓｈｏｗｎ ｔｈａｔ ｔｈｅ ａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ａ ｈｏｓｔ ｐｌａｎｔ ｔｏ ａｃｃｅｓｓ
ｎｕｔｒｉｅｎｔｓ ｆｒｏｍ ｏｒｇａｎｉｃ ｓｕｂｓｔｒａｔｅｓ ｄｅｐｅｎｄｓ ｕｐｏｎ ｔｈｅ
ｃａｐａｃｉｔｙ ｏｆ ｉｔｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｆｕｎｇｉ.
Ｂｏｔｈ Ｓ１￣ ａｎｄ Ｓ３￣ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｐｅｒ￣
ｆｏｒｍｅｄ ｂｅｔｔｅｒ ｔｈａｎ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌꎬ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｉｎｇ ｔｈａｔ Ｎ￣
ａｖａｉｌａｂｉｌｉｔｙ ｉｓ ｏｆ ｇｒｅａｔ ｉｍｐｏｒｔａｎｃｅ. Ｔｈｅ ｓｕｐｐｌｙ ｏｆ ｎｉ￣
ｔｒｏｇｅｎ ｈａｓ ｖｅｒｙ ｍａｒｋｅｄ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｎ ｓｔｅｍ ａｎｄ ｌｅａｆ
ｇｒｏｗｔｈꎬ ａｎｄ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｔｉｌｌｅｒｓ. Ｔｈｉｓ ｉｓ ｍａｎｉｆｅｓｔｅｄ ｂｙ
ｈｉｇｈｅｒ ｌｅａｆ￣Ｎ ｃｏｎｔｅｎｔｓ ａｎｄ ｌａｒｇｅｒ ｌｅａｆ ａｒｅａｓ. Ｕｐ ｔｏ
７５％ ｏｆ ｔｈｅ ｌｅａｆ Ｎ ｉｓ ｆｏｕｎｄ ｉｎ ｔｈｅ ｃｈｌｏｒｏｐｌａｓｔｓꎬ ｗｉｔｈ
ｍｏｓｔ ｏｆ ｔｈａｔ ｂｅｉｎｇ ｉｎｖｅｓｔｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｒｉｂｕ￣
ｌｏｓｅ ｂｉｓｐｈｏｓｐｈａｔｅ ｃａｒｂｏｘｙｌａｓｅ ａｌｏｎｅ ( Ｃｅｃｈｉｎ ａｎｄ
Ｆｕｍｉｓꎬ ２００４). Ｃｏｎｓｅｑｕｅｎｔｌｙꎬ ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ ｔｈｅ ｓｕｐｐｌｙ
ｏｆ Ｎ ｉｍｐｒｏｖｅｓ ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｃｏｎｔｅｎｔｓ ａｎｄ Ｒｕｂｉｓｃｏ ａｃ￣
ｔｉｖｉｔｙꎬ ｔｈｅｒｅｂｙ ｅｎｈａｎｃｉｎｇ ｔｈｅ ｒａｔｅｓ ｏｆ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ
ａｎｄ ｂｉｏｍａｓｓ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ. Ｏｕｒ ｄａｔａ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ
ｃｏｎｓｉｄｅｒａｂｌｙ ｍｏｒｅ ｏｒｇａｎｉｃ Ｎ ｗａｓ ａｃｑｕｉｒｅｄ ｂｙ ｔｈｅ Ｓ１￣
ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｔｈａｎ ｂｙ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ. Ｔｈｕｓꎬ ｔｈｅ
ｈｉｇｈｅｒ ｒａｔｅ ｏｆ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｗａｓ ｌｉｎｋｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｐｒｏ￣
ｍｏｔｉｏｎ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｇｒｏｗｔｈ. Ａｎ ａｂｕｎｄａｎｔ Ｎ ｓｕｐｐｌｙ ｉｎ￣
ｃｒｅａｓｅｓ ｔｈｅ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｍｅｒｉｓｔｅｍｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ
ｓｈｏｏｔｓ (Ｌａｗｌｏｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９８９). Ｈｅｒｅꎬ ｗｅ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅｄ
ｏｎｌｙ ｔｈｅ ａｃｑｕｉｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｏｒｇａｎｉｃ Ｎ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｉｎｏｒｇａ￣
ｎｉｃ￣Ｎ ｎｕｔｒｉｔｉｏｎ ｉｓ ａｌｓｏ ｃｒｉｔｉｃａｌꎬ ｂｅｉｎｇ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｂｙ ｔｈｅ
ｐｌａｎｔｓ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｏｒ ｅｌｓｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｈｒｏｕｇｈ ｓｙｍｂｉｏｔｉｃ
ｆｕｎｇｉ (Ｇｅｂａｕｅｒ ａｎｄ Ｍｅｙｅｒꎬ ２００３). Ｔｈｕｓꎬ ｗｅ ｂｅ￣
８２３　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
ｌｉｅｖｅ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ ｏｕｒ Ｓ３￣ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ
ｗａｓ ｐｏｓｓｉｂｌｙ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｂｅｃａｕｓｅ ｍｏｒｅ ｎｏｎ￣ｉｓｏｔｏｐｉｃａｌｌｙ
ｌａｂｅｌｌｅｄ ｉｎｏｒｇａｎｉｃ Ｎ ｗａｓ ａｃｑｕｉｒｅｄ.
Ｏｕｒ ｒｅｓｕｌｔｓ ａｌｓｏ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ ｃｏｎ￣
ｔｅｎｔｓ ｗｅｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｉｎ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｉｎｏｃｕ￣
ｌａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｅｉｔｈｅｒ ｔｈｅ Ｓ１ ｏｒ Ｓ３ ｉｓｏｌａｔｅｓ. Ｃｈｅｎ ａｎｄ Ｇｕｏ
(２００５) ｈａｖｅ ａｌｓｏ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｔｏｔａｌ ａｌｋａｌｏｉｄ
ｃｏｎｔｅｎｔ ｃａｎ ｒｉｓｅ ｂｙ １８􀆰 ３％ ｗｈｅｎ Ｄ. ｎｏｂｉｌｅ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ
ａｒｅ ｃｏ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｗｉｔｈ Ｍｙｃｅｎａ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｅａｒｌｉｅｒ ｉｎ￣
ｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎｓ ｈａｖｅ ｎｏｔ ｆｏｃｕｓｅｄ ｏｎ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅꎬ ａ ｍａｉｎ
ｂｉｏａｃｔｉｖｅ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔ. Ｈｅｒｅꎬ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔｓ
ｗｅｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｅｌｅｖａｔｅｄ ｗｉｔｈｉｎ ｉｎｆｅｃｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ
ｗｈｅｎ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ. Ｔｈｉｓ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄꎬ
ｔｈｅｒｅｆｏｒｅꎬ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｑｕａｌｉｔｙ ｏｆ ｔｉｓｓｕｅ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｓｅｅｄ￣
ｌｉｎｇｓ ｍｉｇｈｔ ｂｅ ｅｌｅｖａｔｅｄ ｂｙ ｉｎｏｃｕｌａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ｍｙｃｏｒｒｈｉ￣
ｚａｌ ｆｕｎｇｉ. Ａｌｔｈｏｕｇｈ ａｌｌ ｍｉｎｅｒａｌ ｎｕｔｒｉｅｎｔｓ ｃａｎ ａｆｆｅｃｔ
ｔｈｅ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｔｉｓｓｕｅｓ ｔｏ ｓｏｍｅ ｅｘｔｅｎｔꎬ Ｎ ｉｓ
ｐａｒｔｉｃｕｌａｒｌｙ ｉｎｆｌｕｅｎｔｉａｌ. Ｉｔｓ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ａｖａｉｌａｂｉｌｉｔｙ ｃａｎ
ｌｅａｄ ｔｏ ｇｒｅａｔｅｒ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｎｉｔｒｏｇｅｎ￣ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ
ｃｏｍｐｏｕｎｄｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ａｌｋａｌｏｉｄｓ (Ｊｏｈｎｓｏｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９８７).
Ｓｉｍｉｌａｒｌｙꎬ ｗｅ ｃｏｕｌｄ ｃｏｎｃｌｕｄｅ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｒｉｓｅ ｉｎ ｄｅｎ￣
ｄｒｏｂｉｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｗａｓ ｄｕｅ
ｔｏ ｂｅｔｔｅｒ ａｃｑｕｉｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｏｒｇａｎｉｃ ａｎｄ / ｏｒ ｉｎｏｒｇａｎｉｃ Ｎ
ｂｙ ｔｈｅ ｓｙｍｂｉｏｔｉｃ ｆｕｎｇｉ.
Ｉｎ ｓｕｍｍａｒｙꎬ ｏｕｒ ｄａｔａ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅ ｔｈａｔ ｂｏｔｈ Ｓ１
ａｎｄ Ｓ３ ｉｓｏｌａｔｅｓ ｆｏｒｍ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎｓ ｗｉｔｈ
Ｄ􀆰 ｎｏｂｉｌｅ. Ｍｏｒｅｏｖｅｒꎬ ｓｅｅｄｌｉｎｇ ｇｒｏｗｔｈꎬ ｏｒｇａｎｉｃ￣Ｎ ａｃ￣
ｑｕｉｓｉｔｉｏｎｓꎬ ａｎｄ ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎｓ ｃａｎ ｂｅ
ｐｒｏｍｏｔｅｄ ｔｈｒｏｕｇｈ ｔｈｅｓｅ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎｓ. Ｎｅｖｅｒｔｈｅｌｅｓｓꎬ ａｌ￣
ｔｈｏｕｇｈ ｔｈｏｓｅ ｆｕｎｇｉ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｐｒｏｖｅｎ ｂｅｎｅｆｉｃｉａｌ ｔｏ
ｔｈｉｓ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃꎬ ｅｐｉｐｈｙｔｉｃ ｏｒｃｈｉｄ ｕｎｄｅｒ ｌａｂｏｒａｔｏ￣
ｒｙ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓꎬ ｆｕｒｔｈｅｒ ｅｘａｍｉｎａｔｉｏｎｓ ａｒｅ ｎｅｃｅｓｓａｒｙ ｔｏ
ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｗｈｅｔｈｅｒ ｔｈｉｓ ｓｙｍｂｉｏｔｉｃ ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐ ｃａｎ ａｌ￣
ｓｏ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅ ｐｌａｎｔｓ ｏｆ ｔｈｉｓ ｓｐｅｃｉｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｆｉｅｌｄ. Ｗｅ
ｍｕｓｔ ａｌｓｏ ｃｏｎｔｉｎｕｅ ｔｏ ｓｔｕｄｙ ｔｈｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｂｙ ｗｈｉｃｈ
ｄｅｎｄｒｏｂｉｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔｓ ａｒｅ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｉｎ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ
ｐｌａｎｔｓ.
Ａｃｋｎｏｗｌｅｄｇｅｍｅｎｔｓ: Ｔｈｅ ａｕｔｈｏｒｓ ａｒｅ ｇｒａｔｅｆｕｌ ｔｏ Ｄｒ. Ｊｉｎｓｏｎｇ
Ｗｕ ｆｏｒ ｈｉｓ ｇｕｉｄａｎｃｅ ｉｎ ｔｈｅ ｖｉｓｕａｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｆｕｎｇａｌ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎｓ ｂｙ
ｌａｓｅｒ ｓｃａｎｎｉｎｇ ｃｏｎｆｏｃａｌ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｙꎻ Ｗｅ ａｌｓｏ ｔｈａｎｋ ｔｈｅ Ｇｅｒｍ￣
ｐｌａｓｍ Ｂａｎｋ ｏｆ Ｗｉｌｄ Ｓｐｅｃｉｅｓ ｉｎ Ｓｏｕｔｈｗｅｓｔ Ｃｈｉｎａꎬ ｆｏｒ ｐｒｏｖｉ￣
ｄｉｎｇ ａｃｃｅｓｓ ｔｏ ｔｈａｔ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ.
Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ:
Ａｌｔｓｃｈｕｌ ＳＦꎬ Ｇｉｓｈ Ｗꎬ Ｍｉｌｌｅｒ Ｗ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９０. Ｂａｓｉｃ ｌｏｃａｌ ａｌｉｇｎｍｅｎｔ
ｓｅａｒｃｈ ｔｏｏｌ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ２１５: ４０３—４１０
Ｂａｙｍａｎ Ｐꎬ Ｇｏｎｚáｌｅｚ ＥＪꎬ Ｆｕｍｅｒｏ ＪＪ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００２. Ａｒｅ ｆｕｎｇｉ ｎｅｃｅｓｓａ￣
ｒｙ? Ｈｏｗ ｆｕｎｇｉｃｉｄｅｓ ａｆｆｅｃｔ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｔｈｅ ｏｒｃｈｉｄ Ｌｅｐ￣
ａｎｔｈｅｓ ｒｕｐｅｓｔｒｉｓ ｉｎ ｔｈｅ ｆｉｅｌｄ [ Ｊ ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｃｏｌｏｇｙꎬ ９０:
１００２—１００８
Ｂｉｄａｒｔｏｎｄｏ ＭＩꎬ Ｂｒｕｎｓ ＴＤꎬ Ｗｅｉß Ｍ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００３. Ｓｐｅｃｉａｌｉｚｅｄ ｃｈｅａｔｉｎｇ
ｏｆ ｔｈｅ ｅｃｔｏｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｓｙｍｂｉｏｓｉｓ ｂｙ ａｎ ｅｐｉｐａｒａｓｉｔｉｃ ｌｉｖｅｒｗｏｒｔ [Ｊ] .
Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｒｏｙａｌ Ｓｏｃｉｅｔｙ ｏｆ Ｌｏｎｄｏｎ Ｓｅｒｉｅｓ Ｂ￣Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ Ｓｃｉ￣
ｅｎｃｅｓꎬ ２７０: ８３５—８４２
Ｂｒｕｎｓ ＴＤꎬ Ｓｚａｒｏ ＴＭꎬ Ｇａｒｄｅｓ Ｍ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９８. Ａ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｄａｔａｂａｓｅ
ｆｏｒ ｔｈｅ ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｃｔｏｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｂａｓｉｄｉｏｍｙｃｅｔｅｓ ｂｙ ｐｈｙｌｏ￣
ｇｅｎｅｔｉｃ ａｎａｌｙｓｉｓ [Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙꎬ ７: ２５７—２７２
Ｃａｍｅｒｏｎ ＤＤꎬ Ｌｅａｋｅ ＪＲꎬ Ｒｅａｄ ＤＪꎬ ２００６. Ｍｕｔｕａｌｉｓｔｉｃ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａ ｉｎ
ｏｒｃｈｉｄｓ: ｅｖｉｄｅｎｃｅ ｆｒｏｍ ｐｌａｎｔ￣ｆｕｎｇｕｓ ｃａｒｂｏｎ ａｎｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎ ｔｒａｎｓ￣
ｆｅｒｓ ｉｎ ｔｈｅ ｇｒｅｅｎ￣ｌｅａｖｅｄ ｔｅｒｒｅｓｔｒｉａｌ ｏｒｃｈｉｄ Ｇｏｏｄｙｅｒａ ｒｅｐｅｎｓ [ Ｊ] .
Ｎｅｗ Ｐｈｙｔｏｌｏｇｉｓｔꎬ １７１: ４０５—４１６
Ｃｅｃｈｉｎ Ｉꎬ Ｆｕｍｉｓ ＴＦꎬ ２００４. Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｎｉｔｒｏｇｅｎ ｓｕｐｐｌｙ ｏｎ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ
ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｏｆ ｓｕｎｆｌｏｗｅｒ ｐｌａｎｔｓ ｇｒｏｗｎ ｉｎ ｔｈｅ ｇｒｅｅｎｈｏｕｓｅ [Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ １６６: １３７９—１３８５
Ｃｈｅｎ ＸＭ (陈晓梅)ꎬ Ｇｕｏ ＳＸ (郭顺星)ꎬ ２００５. Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｆｏｕｒ ｓｐｅ￣
ｃｉｅｓ ｏｆ ｅｎｄｏｐｈｙｔｉｃ ｆｕｎｇｉ ｏｎ ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｐｏｌｙｓａｃｃｈａｒｉｄｅｓ ａｎｄ
ａｌｋａｌｏｉｄ ｃｏｎｔｅｎｔｓ ｏｆ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ [ Ｊ] . Ｃｈｉｎａ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ
Ｃｈｉｎｅｓｅ Ｍａｔｅｒｉａ Ｍｅｄｉｃａ (中国中药杂志)ꎬ ３０ (４): ２５３—２５７
Ｃｈｕｔｉｍａ Ｒꎬ Ｄｅｌｌ Ｂꎬ Ｌｕｍｙｏｎｇ Ｓꎬ ２０１１. Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｆｕｎｇｉ ｏｎ
ｓｙｍｂｉｏｔｉｃ ｓｅｅｄ ｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ Ｐｅｃｔｅｉｌｉｓ ｓｕｓａｎｎａｅ (Ｌ.) Ｒａｆｉｎ (Ｏｒ￣
ｃｈｉｄａｃｈｅａｅ)ꎬ ａ ｔｅｒｒｅｓｔｒｉａｌ ｏｒｃｈｉｄ ｉｎ Ｔｈａｉｌａｎｄ [ Ｊ] . Ｓｙｍｂｉｏｓｉｓꎬ
５３: １４９—１５６
Ｄｅａｒｎａｌｅｙ ＪＤＷꎬ ２００７. Ｆｕｒｔｈｅｒ ａｄｖａｎｃｅｓ ｉｎ ｏｒｃｈｉｄ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｒｅ￣
ｓｅａｒｃｈ [Ｊ] . Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａꎬ １７: ４７５—４８６
Ｄｏｅｈｌｅｍａｎｎ Ｇꎬ Ｗａｈｌ Ｒꎬ Ｖｒａｎｅｓ Ｍ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８. Ｅｓｔａｂｌｉｓｈｍｅｎｔ ｏｆ
ｃｏｍｐａｔｉｂｉｌｉｔｙ ｉｎ ｔｈｅ Ｕｓｔｉｌａｇｏ ｍａｙｄｉｓ / ｍａｉｚｅ ｐａｔｈｏｓｙｓｔｅｍ [ Ｊ] .
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ １６５: ２９—４０
Ｄｏｙｌｅ ＪＪꎬ Ｄｏｙｌｅ ＪＬꎬ １９８７. Ａ ｒａｐｉｄ ＤＮＡ ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅ ｆｏｒ ｓｍａｌｌ
ｑｕａｎｔｉｔｉｅｓ ｏｆ ｆｒｅｓｈ ｌｅａｆ ｔｉｓｓｕｅ [ Ｊ] . Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ Ｂｕｌｌｅｔｉｎꎬ １９:
１１—１５
Ｇｅｂａｕｅｒ Ｇꎬ Ｍｅｙｅｒ Ｍꎬ ２００３.１５Ｎ ａｎｄ １３Ｃ ｎａｔｕｒａｌ ａｂｕｎｄａｎｃｅ ｏｆ ａｕｔｏ￣
ｔｒｏｐｈｉｃ ａｎｄ ｍｙｃｏｈｅｔｅｒｏｔｒｏｐｈｉｃ ｏｒｃｈｉｄｓ ｐｒｏｖｉｄｅｓ ｉｎｓｉｇｈｔ ｉｎｔｏ ｎｉｔｒｏ￣
ｇｅｎ ａｎｄ ｃａｒｂｏｎ ｇａｉｎ ｆｒｏｍ ｆｕｎｇａｌ ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｎｅｗ Ｐｈｙｔｏｌｏ￣
ｇｉｓｔꎬ １６０: ２０９—２２３
Ｈａｓｌａｍ Ｅꎬ １９８６. Ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ￣ｆａｃｔ ａｎｄ ｆｉｃｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｎａｔｕｒａｌ
Ｐｒｏｄｕｃｔ Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ ３: ２１７—２４９
Ｈｏｕ ＸＱꎬ Ｇｕｏ ＳＸꎬ ２００９. Ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎ ｂｅｔｗｅｅｎ ａ ｄａｒｋ ｓｅｐｔａｔｅ ｅｎｄｏ￣
ｐｈｙｔｉｃ ｉｓｏｌａｔｅ ｆｒｏｍ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｓｐ. ａｎｄ ｒｏｏｔｓ ｏｆ Ｄ􀆰 ｎｏｂｉｌｅ ｓｅｅｄ￣
ｌｉｎｇｓ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｉｎｔｅｇｒａｔｉｖｅ Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ５１: ３７４—３８１
Ｊｏｈｎｓｏｎ ＮＤꎬ Ｌｉｕ Ｂꎬ Ｂｅｎｔｌｅｙ ＢＬꎬ １９８７. Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｎｉｔｒｏｇｅｎ ｆｉｘａ￣
ｔｉｏｎꎬ ｓｏｉｌ ｎｉｔｒａｔｅꎬ ａｎｄ ｄｅｆｏｌｉａｔｉｏｎ ｏｎ ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈꎬ ａｌｋａｌｏｉｄｓꎬ ａｎｄ
ｎｉｔｒｏｇｅｎ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ Ｌｕｐｉｎｕｓ ｓｕｃｃｕｌｅｎｔｕｓ ( Ｆａｂａｃｅａｅ) [ Ｊ] . Ｏｅｃｏｌｏ￣
ｇｉａꎬ ７４: ４２５—４３１
９２３３期　 　 ＷＡＮＧ Ｑｉｕ￣Ｘｉａ ｅｔ ａｌ.: Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ Ｆｕｎｇｉ Ｐｒｏｍｏｔｅ Ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ Ｎｉｔｒｏｇｅｎ Ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｂｙ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ 􀆺 　 　
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ｃｈｉｄａｃｅａｅ) ｕｓｉｎｇ ｓｉｎｇｌｅ￣ｓｔｒａｎｄ ｃｏｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍ ａｎｄ
ｍｉｔｏｃｈｏｎｄｒｉａｌ ｒｉｂｏｓｏｍａｌ ｌａｒｇｅ ｓｕｂｕｎｉｔ ＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ [ Ｊ] . Ｍｏ￣
ｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙꎬ １０: ２０８９—２０９３
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ｂｏｘｙｌａｓｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ ａｎｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎ ｓｕｐｐｌｙ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎ￣
ｔａｌ Ｂｏｔａｎｙꎬ ４０: ４３—５２
Ｌｉ Ｓ (李墅)ꎬ Ｗａｎｇ ＣＬ (王春兰)ꎬ Ｇｕｏ ＳＸ (郭顺星)ꎬ ２００９. Ｄｅ￣
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ｂｏｎ ａｎｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎ ｇａｉｎ ｔｈｒｏｕｇｈ ｅｃｔｏｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｓ ｉｎ ｔｈｅ ｇｈｏｓｔ ｏｒｃｈｉｄ
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ｎｅｓｅ ｏｒｃｈｉｄｓ ａｎｄ ｔｈｅｉｒ ｒｏｌｅ ｉｎ ｏｒｃｈｉｄ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｉｎ Ｃｈｉｎａ—Ａ
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ｄｒｙ ｓｃｌｅｒｏｐｈｙｌｌ ｆｏｒｅｓｔｓ [Ｊ] . Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａꎬ １６: １７５—１８２
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ｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｍｅｄｉｃｉｎａｌ ｏｒｃｈｉｄ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ Ｌｉｎｄｌ [Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ １０９: ２９７—３０５
Ｎｏｎｔａｃｈａｉｙａｐｏｏｍ Ｓꎬ Ｓａｓｉｒａｔ Ｓꎬ Ｍａｎｏｃｈ Ｌꎬ ２０１０. Ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｉｄｅｎｔｉ￣
ｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ Ｒｈｉｚｏｃｔｏｎｉａ￣ｌｉｋｅ ｆｕｎｇｉ ｆｒｏｍ ｒｏｏｔｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｏｒｃｈｉｄ ｇｅｎｅ￣
ｒａꎬ Ｐａｐｈｉｏｐｅｄｉｌｕｍꎬ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍꎬ ａｎｄ Ｃｙｍｂｉｄｉｕｍꎬ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ｉｎ
Ｃｈｉａｎｇ Ｒａｉ ａｎｄ Ｃｈｉａｎｇ Ｍａｉ ｐｒｏｖｉｎｃｅｓ ｏｆ Ｔｈａｉｌａｎｄ [Ｊ] . Ｍｙｃｏｒｒｈｉ￣
ｚａꎬ ２０: ４５９—４７１
Ｎｏｎｔａｃｈａｉｙａｐｏｏｍ Ｓꎬ Ｓａｓｉｒａｔ Ｓꎬ Ｍａｎｏｃｈ Ｌꎬ ２０１１. Ｓｙｍｂｉｏｔｉｃ ｓｅｅｄ ｇｅｒ￣
ｍｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ Ｇｒａｍｍａｔｏｐｈｙｌｌｕｍ ｓｐｅｃｉｏｓｕｍ Ｂｌｕｍｅ ａｎｄ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ
ｄｒａｃｏｎｉｓ Ｒｃｈｂ. ｆ.ꎬ ｎａｔｉｖｅ ｏｒｃｈｉｄｓ ｏｆ Ｔｈａｉｌａｎｄ [Ｊ] . Ｓｃｉｅｎｔｉａ Ｈｏｒｔｉ￣
ｃｕｌｔｕｒａｅꎬ １３０: ３０３—３０８
Ｐｏｒｒａｓ￣Ａｌｆａｒｏ Ａꎬ Ｂａｙｍａｎ Ｐꎬ ２００７. Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｆｕｎｇｉ ｏｆ Ｖａｎｉｌｌａ: ｄｉ￣
ｖｅｒｓｉｔｙꎬ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ ａｎｄ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｎ ｓｅｅｄ ｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ａｎｄ ｐｌａｎｔ
ｇｒｏｗｔｈ [Ｊ] . Ｍｙｃｏｌｏｇｉａꎬ ９９: ５１０—５２５
Ｒａｓｍｕｓｓｅｎ ＨＮꎬ ２００２. Ｒｅｃｅｎｔ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｓｔｕｄｙ ｏｆ ｏｒｃｈｉｄ
ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ ａｎｄ Ｓｏｉｌꎬ ２４４: １４９—１６３
Ｓｃｈｅｉｂｌｅ ＷＲꎬ Ｍｏｒｃｕｅｎｄｅ Ｒꎬ Ｃｚｅｃｈｏｗｓｋｉ Ｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４. Ｇｅｎｏｍｅ￣
ｗｉｄｅ ｒｅｐｒｏｇｒａｍｍｉｎｇ ｏｆ ｐｒｉｍａｒｙ ａｎｄ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍꎬ ｐｒｏ￣
ｔｅｉｎ ｓｙｎｔｈｅｓｉｓꎬ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｇｒｏｗｔｈ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｉｎｆｒａ￣
ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｉｎ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｔｏ ｎｉｔｒｏｇｅｎ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉ￣
ｏｌｏｇｙꎬ １３６: ２４８３—２４９９
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Ｓｕáｒｅｚ ＪＰꎬ Ｗｅｉβ Ｍꎬ Ａｂｅｌｅ Ａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６. Ｄｉｖｅｒｓｅ ｔｕｌａｓｎｅｌｌｏｉｄ ｆｕｎｇｉ
ｆｏｒｍ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｓ ｗｉｔｈ ｅｐｉｐｈｙｔｉｃ ｏｒｃｈｉｄｓ ｉｎ ａｎ Ａｎｄｅａｎ ｃｌｏｕｄ ｆｏｒｅｓｔ
[Ｊ] . Ｍｙｃｏｌｏｇｉｃａｌ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ １１０: １２５７—１２７０
Ｙｕａｎ Ｌꎬ Ｙａｎｇ ＺＬꎬ Ｌｉ ＳＹ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０. Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙꎬ ｐｒｅｆ￣
ｅｒｅｎｃｅ ａｎｄ ｐｌａｓｔｉｃｉｔｙ ｏｆ ｓｉｘ ｓｌｉｐｐｅｒ ｏｒｃｈｉｄｓ ｆｒｏｍ Ｓｏｕｔｈ Ｗｅｓｔｅｒｎ
Ｃｈｉｎａ [Ｊ] . Ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａꎬ ２０: ５５９—５６８
Ｚｈａ ＸＱꎬ Ｌｕｏ ＪＰꎬ Ｊｉａｎｇ ＳＴ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７. Ｅｎｈａｎｃｅｍｅｎｔ ｏｆ ｐｏｌｙｓａｃｃｈａ￣
ｒｉｄｅｓ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｉｎ ｓｕｓｐｅｎｓｉｏｎ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｏｆ ｐｒｏｔｏｃｏｒｍ￣ｌｉｋｅ ｂｏｄｉｅｓ
ｆｒｏｍ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｈｕｏｓｈａｎｅｎｓｅ ｂｙ ｏｐｔｉｍｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｍｐｏ￣
ｓｉｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｆｅｅｄｉｎｇ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ [ Ｊ] . Ｐｒｏｃｅｓｓ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙꎬ ４２:
３４４—３５１
０３３　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷