全 文 ：240 2016 年第 57 卷第 2 期
收稿日期:2015-12-16
基金项目:国家自然科学基金 (31572145;31272188;31301787) ;浙江省农业新品种选育重大科技专项 (2012C12903-2-10)
作者简介:孙玉燕 (1986—) ，女，山东菏泽人，助理研究员，博士，研究方向西甜瓜遗传育种，E-mail:syy1111@ 126. com。
通信作者:范 敏，E-mail:fanminfm@ sina. com。
文献著录格式:孙玉燕，牛晓伟，范敏． 黄瓜绿斑驳花叶病毒 CGMMV 及葫芦科作物抗性遗传改良研究进展 ［J］． 浙江农业科学，2016，
57 (2) :240-247．
DOI:10. 16178 / j. issn. 0528-9017. 20160232
黄瓜绿斑驳花叶病毒 CGMMV及葫芦科作物
抗性遗传改良研究进展
孙玉燕，牛晓伟，范 敏*
(浙江省农业科学院 蔬菜研究所，浙江 杭州 310021)
摘 要:黄瓜绿斑驳花叶病毒 (CGMMV)是侵染葫芦科作物的重要病毒之一，对葫芦科作物的生产造成了
严重威胁。本文对 CGMMV的分布和分类，全基因组序列、进化关系及结构，CGMMV的检测方法，以及葫芦科
CGMMV抗性的遗传分析及遗传改良包括抗性材料的筛选及种间杂交、基于基因工程的遗传改良、miRNAs 测序
及人工 miRNAs等方面的研究进展进行综述。另外，对葫芦科作物 CGMMV抗性遗传改良中存在的问题及应对策
略进行了探讨和展望。
关键词:黄瓜绿斑驳花叶病毒;基因组;遗传分析;遗传改良
中图分类号:S436. 42 文献标志码:A 文章编号:0528-9017(2016)02-0240-08
黄瓜绿斑驳花叶病毒 (Cucumber green mottle
mosaic virus，CGMMV)隶属于芜菁花叶病毒科烟
草花叶病毒属［1］，具有较广泛的寄主范围，主要
侵染黄瓜、西葫芦、葫芦、西瓜、甜瓜、南瓜、丝
瓜、苦瓜和蛇瓜等葫芦科作物［2］，也可侵染苋色
藜、曼陀罗、马齿苋、本氏烟和矮牵牛等作物［3］。
CGMMV 可引起叶片斑驳、系统花叶、褪绿、萎
黄、褶皱，以及植株矮化、生长缓慢、结果延迟等
症状，在成熟期可导致果实腐烂和纤维化，失去食
用和商业价值［4-6］，给葫芦科作物生产造成严重
威胁。
1 CGMMV的分布和分类
1. 1 分布范围
目前，CGMMV 在全世界 30 多个国家和地区
均有分布。最早于 1935 年由英国的 Ainsworth 报道
在黄瓜上发生［7］，随后传入西班牙、德国、罗马
尼亚、希腊和波兰等欧洲国家［8-12］;20 世纪 60—
70 年代，因黄瓜、西瓜和瓠瓜引种而传入亚洲的
日本、印度和伊朗［13-15］;20 世纪 80—90 年代传入
韩国、我国台湾地区、前苏联、以色列和沙特阿拉
伯［5，16-19］;21 世纪初，几乎所有的欧洲国家，以及
中亚、东亚和南亚一些国家均有发生［11-12］。近年
开始传入北美洲的加拿大和美国［20-22］。2002 年，
中国口岸检疫部门首次从日本引进的种苗中发现
CGMMV。2004 年，厦门出入境检验检疫局再次从
日本进口的南瓜种子上检测到 CGMMV［23］。随后在
辽宁、北京、浙江、河北、甘肃、海南等地发生多
起进口源性 CGMMV，给农业生产造成巨大损失。
为此，2006 年 12 月 21 日，农业部发布了第 788 号
公告，将 CGMMV确定为全国农业植物检疫性有害
生物之一。
1. 2 分类
根据报道地域和鉴别寄主苋色藜、曼陀罗
等植物上的侵染症状，可将 CGMMV 分为 6 个
株系［24］。
典型株系。即黄瓜绿斑驳花叶病毒。在英国和
欧洲有报道［7］。果实上通常不引起症状，特定条
件下在苋色藜上引起少量局部枯斑，不侵染曼陀罗
和矮牵牛。
黄瓜桃叶珊瑚花叶株系。英国和欧洲有报道，
印度也有类似株系的报道。在果实上可以引起显著
的果实症状，在苋色藜上引起局部枯斑，而在曼陀
罗上无症状。
孙玉燕，等:黄瓜绿斑驳花叶病毒 CGMMV及葫芦科作物抗性遗传改良研究进展 241
西瓜株系。日本有报道［4］，在苋色藜上引起
局部枯斑，而在曼陀罗上无该症状。
日本黄瓜株系。日本有报道［4］，在黄瓜上引
起严重的果实畸形，在曼陀罗上引起局部枯斑，但
苋色藜上无症状。
洋东株系。在洋东河日本的黄瓜上有记载，引
起黄瓜果实畸形，在苋色藜、曼陀罗和矮牵牛上引
起局部枯斑。
印度株系。在印度的葫芦科植物上有记载，引
起泡斑、矮化和产量降低;在苋色藜上引起局部枯
斑，在接种曼陀罗的叶片上不表现症状，不侵染烟
草和矮牵牛。
2 CGMMV全基因组序列及结构
CGMMV为正单链线状 RNA 病毒，病毒粒体
为杆状，大小为 300 × 18 nm［25］。截止到 2015 年 9
月 17 日，共有 42 个 CGMMV分离物的全基因组序
列提交到 NCBI GenBank 中，基因组大小约 6. 4 kb
(6 325 ～ 6 425 bp) (表 1) ，寄主包括西瓜、黄瓜、
瓠瓜、南瓜、甜瓜、丝瓜和本氏烟草，分离物来源
于日本、韩国、西班牙、俄罗斯、印度、以色列，
以及中国台湾、海南、辽宁、山东、河南、浙江等
多个国家和地区。利用 MEGA 5. 10 软件对 42 个
CGMMV的核苷酸序列进行系统进化分析发现，这
42 个分离物按照亲缘关系远近聚为 2 个基因型:
亚洲类型和欧洲类型 (图 1)。其中来源于中国、
韩国、日本、以色列、印度和加拿大的 38 个
CGMMV分离物归到亚洲类型;SP，MC-1，MC-2
和 VIROG-43M来源于西班牙和俄罗斯，属于欧洲
类型。
CGMMV病毒含有 5端和 3端 2 个非编码区，
5端含有帽子结构，3端有 1 个可接受组氨酸相
似于 tRNA 状的结构［1］。帽子结构具有加强外壳
蛋白 翻 译 的 稳 定 性，使 其 不 易 被 降 解［26］。
CGMMV编码区包含 4 个开放阅读框，分别编码
129 /186 ku，29 ku 和 17. 3 ku 蛋白［27］。其中，
186 ku蛋白是由 129 ku蛋白的开放读码框终止子
通读产生的，186 ku和 129 ku蛋白均与病毒复制
有关，被称为 RNA 依赖性聚合酶蛋白［27］。29 ku
蛋白为运动蛋白，协助病毒在细胞间移动［28］。
17. 3 ku蛋白为外壳蛋白，作为病毒粒子的重要
的结构亚基，保护核酸并协同介导病毒的长距离
运输［29］。
表 1 GenBank中 CGMMV全基因组序列信息
分离物 登录号 地域 寄主
基因组
大小 /bp
年份
CGMMV-Watermelon AB015146 日本 未知 6 423 2006
CGMMV-Watermelon AB369274 韩国 本氏烟 6 423 2007
CGMMV-SH D12505 日本 未知 6 424 2007
CGMMV-SH NC_001801 日本 未知 6 424 2008
CGMMV-VIROG-43M GQ495275 俄罗斯 黄瓜 6 422 2009
CGMMV-MC-2 GQ495274 俄罗斯 黄瓜 6 422 2009
CGMMV-MC-1 FJ848666 俄罗斯 黄瓜 6 422 2009
CGMMV-BG FJ654659 中国台湾 瓠瓜 6 422 2009
CGMMV-C FJ654658 中国台湾 黄瓜 6 412 2009
CGMMV-GX GQ277655 中国广西 黄瓜 6 325 2009
CGMMV-LN EU352259 中国辽宁 西瓜 6 351 2009
CGMMV-BG-SB FJ654657 中国台湾 瓠瓜 6 422 2009
CGCMV-TANG HM008919 中国山东 南瓜 6 424 2010
CGMMV-11 HQ692886 中国台湾 瓠瓜 6 423 2011
CGMMV-SP GQ411361 西班牙 黄瓜 6 422 2012
CGMMV DQ767631 印度 瓠瓜 6 424 2012
CGMMV-KOM AF417243 韩国 东方甜瓜 6 424 2012
CGMMV-KW AF417242 韩国 西瓜 6 424 2012
CGMMV-chb KJ658958 中国 西瓜 6 424 2014
CGMMV-XG KP868654 中国慈溪 西瓜 6 423 2015
CGMMV-TG KP868653 中国慈溪 甜瓜 6 423 2015
CGMMV-HG KP868652 中国嘉善 瓠瓜 6 423 2015
CGMMV-ABCA13-01 KP772568 加拿大 黄瓜 6 423 2015
CGMMV-Ah KF155232 以色列 黄瓜 6 424 2013
CGMMV-Ec KF155231 以色列 喷瓜 6 424 2013
CGMMV-Rd KF155230 以色列 西瓜 6 424 2013
CGMMV-TY KF155229 以色列 黄瓜 6 424 2013
CGMMV-Liaoning EF611826 中国辽宁 西瓜 6 422 2012
CGMMV-HaiN12 KC852074 中国 本氏烟 6 425 2013
CGMMV-JSHZ12 KC852073 中国 本氏烟 6 423 2013
CGMMV-JSDT12 KC852072 中国 本氏烟 6 423 2013
CGMMV-hn KC851866 中国河南 西瓜 6 423 2013
CGMMV-SD Melon KJ754197 中国泰安 甜瓜 6 423 2014
CGMMV-SD Luffa KJ754196 中国泰安 丝瓜 6 423 2014
CGMMV-SD Cucumber KJ754195 中国泰安 黄瓜 6 423 2014
CGMMV-DY13 KM873789 中国东阳 西瓜 6 425 2015
CGMMV-TZ4 KM873788 中国台州 西瓜 6 425 2015
CGMMV-DY5 KM873787 中国东阳 嫁接西瓜 6 424 2015
CGMMV-DY9 KM873786 中国东阳 西瓜 6 423 2015
CGMMV-JD2 KM873785 中国建德 西瓜 6 423 2015
CGMMV-JD8 KM873784 中国建德 东方甜瓜 6 423 2015
CGMMV-XS7 KM873783 中国萧山 嫁接西瓜 6 423 2015
3 CGMMV的检测方法
CGMMV的检测技术有很多，包括生物学检
测、电子显微镜技术、血清学检测、PCR 检测和
荧光原位杂交 (fluorescent in situ hybridization，
FISH)检测等。
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图 1 CGMMV核苷酸序列的系统进化分析
3. 1 生物学检测
生物学检测鉴定是植物病毒检测的传统技术，
是其他检测方法的重要基础，为植物病毒病原诊断
提供了一定的帮助。秦碧霞等［30］在同一温室中分
离的病毒分离物不侵染苋色藜，但可在曼陀罗上产
生局部褪绿斑，由此认为分离到 CGMMV的另一个
株系。黄静［31］取黄瓜病叶进行摩擦接种，其中黄
瓜、南瓜、葫芦和西瓜症状表现为系统侵染，而苋
色藜发病迟缓，出现红色斑点，曼陀罗上无症状，
由此认为该病毒分离物可能属于日本西瓜株系。李
海明等［32］将 CGMMV 分离物进行生物学鉴定，在
葫芦科植物和苋色藜上均表现出发病症状，在黄
瓜、南瓜、芋瓠、甜瓜上主要表现为系统花叶和有
褪绿斑;而在苋色藜上表现为局部白色枯斑。接种
结果初步表明，CGMMV-GX 属于西瓜株系。虽然
鉴别寄主或指示植物在植物病毒的生物学检测鉴定
方面应用广泛，但存在时间长、易受环境和季节影
响等限制，需要与其他检测方法结合才能得到较可
靠的结果。
3. 2 电镜检测
电镜检测方法可直观显示病毒粒子的形态结
构、病毒在寄主细胞内的存在状态、寄主细胞的结
构变化等［33］。对沙特阿拉伯 CGMMV 的 1 个株系
应用负染色方法进行鉴定，观察到侵染葫芦的
孙玉燕，等:黄瓜绿斑驳花叶病毒 CGMMV及葫芦科作物抗性遗传改良研究进展 243
CGMMV 粒体形状为直杆状，大小为 300 ～ 325
nm［19］。黄静［31］对接种 CGMMV后的黄瓜病叶浸渍
液经 2%的磷钨酸负染后用透射电镜观察，观察到
直杆状的病毒粒子，长度大约为 300 nm，宽度大
约为 18 nm，与 CGMMV病毒的典型粒子具有相同
的形态。Shang等［34］对纯化后的 CGMMV病毒颗粒
进行电镜观测，发现典型的杆状病毒颗粒。Liu
等［35］对接种 CGMMV后的黄瓜叶片进行电镜检测，
发现典型的大小为 300 × 18 nm 的杆状 CGMMV 病
毒颗粒。利用光学相干断层成像术 (optical
coherence tomography，OCT) ，将感染 CGMMV的黄
瓜种子与健康种子进行鉴定，发现感病的种子种皮
与胚乳之间存在窄间隙，而健康的种子中则不存在
该间隙，进而将感病种子与健康种子区分［36］。由
于电镜检测具有形态观察的直观性，对植物病毒的
检测鉴定起到了较好的辅助鉴定作用。
3. 3 血清学检测
检测植物病毒的血清学方法较多，依据的原理
都是基于构成不同病毒蛋白抗原决定簇的差异与相
应抗体的特异性结合。目前，在 CGMMV的检测上
应用最多的是酶联免疫吸附法测定 (ELISA)。使
用改良的 ELISA (M-ELISA)技术检测黄瓜种子是
否带有 CGMMV病毒，结果从 800 粒黄瓜种子中检
测出 1 粒带毒种子［37］。利用 ACP-ELISA 和 TAS-
ELISA技术对 CGMMV 病毒进行检测，其中 ACP-
ELISA 可检测到 0. 16 ng 的纯化病毒，而 TAS-
ELISA可检测到至少 0. 04 ng的病毒［34］。血清学方
法由于操作简单，结果准确，被广泛应用于各种病
毒的检测，较适合田间大规模的鉴定。
3. 4 PCR检测
随着分子生物学的迅猛发展，尤其是 PCR 技
术的成熟，为黄瓜绿斑驳花叶病毒的检测提供了更
为灵敏高效的技术方法，包括 RT-PCR，real-time
PCR和 IC-RT-PCR。目前，应用较多的是 RT-PCR
技术。Liu等［35］利用 CGMMV 的 CP 蛋白基因序列
设计引物，对接种后的黄瓜叶片、花和种子进行
RT-PCR检测证明，CGMMV 既可以通过受精的花
朵进行水平传播，也可通过种子横向传播到下一
代。另外，将 PCR 技术和荧光测定相结合的 real-
time PCR不仅可避免假阳性的出现，而且可提高
检测的灵敏度，进行定量检测。Chen 等［38］利用多
引物系统并结合靶向 CGMMV 3’非编码区的
TaqMan 探针，即 real-time TaqMan RT-PCR 技术，
对在中国搜集到的 CGMMV的分离物进行检测，可
在黄瓜中检测到至少 0. 13 pg 的 CGMMV。免疫捕
捉 RT-PCR (IC-RT-PCR)是 1 种抗原检测系统，
将 1 段已知序列 DNA 片段标记到抗原抗体复合物
上，再用 PCR 方法将这段序列扩增，然后用常规
PCR方法检测产物［10］。黄静［31］利用 IC-RT-PCR 技
术，在接种后的黄瓜病叶、葫芦病叶、南瓜病叶和
苋色藜枯斑均得到与预期大小相一致的目的条带。
Shang等［34］利用 IC-RT-PCR 技术可检测到 0. 1 pg
的病毒含量，灵敏度极高。PCR 检测技术由于灵
敏度高，结果可靠，已作为一种常规的检测方法，
对 CGMMV病情的控制和预防起到重要的作用。
3. 5 FISH检测
FISH的基本原理是将 DNA (或 RNA)探针用
特殊的核苷酸分子标记，然后将探针直接杂交到染
色体或 DNA纤维切片上，再用与荧光素分子偶联
的单克隆抗体与探针分子特异性结合来检测 DNA
序列在染色体或 DNA 纤维切片上的定性、定位、
相对定量分析［39］。FISH 已应用于番茄金色花叶病
毒 (Tomato golden mosaic virus，TGMV)［40］、番茄
黄化曲叶病毒 (Tomato yellow leaf curl virus，
TYLCV)和马铃薯叶片卷曲病毒 (Potato leafroll
virus)的检测［41］。利用 FISH技术在黄瓜和甜瓜的
雄花中进行 CGMMV 的检测发现，花药组织被
CGMMV感染，而花粉颗粒未被感染，该发现对于
CGMMV的防治，特别通过种子的病毒传播具有重
要的流行病学意义［42］。
4 葫芦科 CGMMV抗性的遗传分析
目前，对 CGMMV 抗性的遗传分析研究还较
少。通过对 R × R，R × MR，R × S，MR × MR，
MR × S 和 S × S 等抗性不同的 15 个甜瓜组合配置
六世代 (P1，P2，F1，F2，BC1 和 BC2)进行遗传
分析，发现 CGMMV的抗性遗传主要由多基因控制
并呈现隐性遗传特点，感病对抗病表现为不完全显
性;在这 15 个组合中，有 10 个组合存在互作;除
Phoot × Harela 外，所有存在互作的组合表现为重
复上位作用;Kachri × Phoot (R × R)在 F1 表现
为杂种优势，F2 表现为超亲分离
［43］。CGMMV 抗
性的杂种优势为配置杂交组合提高抗病性提供了基
础和依据。
5 葫芦科 CGMMV抗性的遗传改良
5. 1 抗性材料筛选及种间杂交
通过对现有葫芦科栽培种和野生种进行接种鉴
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定，筛选具有抗 (耐) CGMMV 的种质资源。
Rajamony等［44］鉴定到 4 份 CGMMV 抗性的甜瓜材
料，其中，Phoot和 Kachri为非沙漠类型，FM-1 和
FM-5 为育种株系。对 72 份遗传背景差异较大的甜
瓜材料采用人工摩擦接种的方法进行苗期 CGMMV
抗性鉴定，共鉴定到 2 份免疫材料 (C． figarei 和
C． zeyheri)和 8 份高抗材料 (PRM-6， FM1，
Phoot， VRM-5-10A， VRM-5-10B， VRM-7-12A，
VRM-31-1-2 和 VRM-29-1C)［45］。Mitsuhiro 等［46］对
主要来源于亚洲的 20 份甜瓜材料进行 CMV-B2 和
CGMMV-K 摩擦接种，并结合 DAS-ELISA 检测发
现，其中 4 份材料抗 CMV，未检测到抗 CGMMV
的材料。这些研究为葫芦科作物 CGMMV抗原的寻
找和筛选提供了参考。
由于野生材料具有栽培品种所不具备的重要特
性，材料之间的远缘杂交对于品系的遗传改良至关
重要。C． anguria和 C． zeyheri 均属于甜瓜亚属野
生种，对 CGMMV表现为抗性［47］。利用 C． anguria
和 C． zeyheri 种间杂交，选育抗 CGMMV 的品
种［48］。Skálová 等［49］通过胚和种子挽救技术，获
得 C． anguria 和 C． zeyheri 的种间杂交植株。种间
杂交为 CGMMV抗性材料的获得提供了基础。
5. 2 基于基因工程的遗传改良
转录 后 基 因 沉 默 (Posttranscriptional gene
silencing，PTGS)或 RNA 干扰 (RNA interference，
RNAi)是由双链 RNA (dsRNA)启动的序列特异
的 mRNA降解过程［50］。长链 dsRNA被内切酶切成
小的干扰 RNA (small interfering RNA，siRNA)［51］。
这些 siRNA 形成 RNA 诱导的沉默复合体 (RNA-
induced silencing complex，RISC) ，进而识别其互
补的 RNA并将其降解［52］。这种转录后基因沉默机
制可被病毒诱导，形成 siRNA 介导的病毒防御机
制［53-54］。因此，将编码病毒特异序列的 dsRNA 转
入寄主中可以诱导病毒产生 RNA 沉默，进而提高
寄主的抗性［55］。
植物病毒早期的转基因抗性植物多数是利用病
毒的外壳蛋白。通过农杆菌介导法将病毒的外壳蛋
白 (CGMMV-CP)转入西瓜的砧木中，部分西瓜
转基因植株对 CGMMV 表现为抗性［56］。将西瓜银
色 斑 点 病 毒 (watermelon silver mottle virus，
WSMoV)的部分 N 端序列与黄瓜花叶病毒
(cucumber mosaic virus，CMV)、黄瓜绿斑驳花叶病
毒 (CGMMV)、西瓜花叶病毒 (watermelon mosaic
virus，WMV)的部分 CP 基因序列融合成嵌合载
体，通过农杆菌介导法转入西瓜，其中 2 个株系对
CMV，CGMMV 和 WMV 均表现为抗性［57］。此外，
运动蛋白基因也被用于培育抗 CGMMV病毒的转基
因植物。将 CGMMV 运动蛋白基因的重复序列
(DR-MP)在甜瓜中过表达，转基因植株对
CGMMV表现出较高的抗性，并且转基因植物基因
组 DNA的胞嘧啶出现甲基化的现象［58］。除外壳蛋
白和运动蛋白外，复制酶基因也被用于培育抗病毒
植物。将含有缺陷 CMV 的复制酶基因的反向重复
序列转化烟草，转基因植株产生有效的 CMV抗性，
并且在转基因植株接种病毒前后均有 siRNAs 的存
在，表明抗性的产生是由 RNA沉默导致的［59］。目
前，还未见复制酶基因在葫芦科植物应用提高
CGMMV抗性的相关报道。
5. 3 基于 miRNAs测序和人工 miRNAs的遗传改良
miRNAs测序技术可获得数以百万计的读数，
使其成为揭示 miRNAs表达模式、鉴定低表达量及
特异 miRNAs 的有效途径。对接种 CGMMV 后 10，
30 和 50 d的黄瓜叶片进行小 RNA测序，鉴定到可
能与 CGMMV的胁迫响应相关的 8 个 novel miRNAs
和 15 个已知 miRNAs。其中 miRNA156 通过调控其
靶基因 Csa6M091970. 2 和 Csa6M091970. 1 参与微
生物胁迫、信号转导和细胞发育等过程;miR390
在 CGMMV侵染过程中表达的延迟黄瓜的开花时
间，进 而 影 响 果 实 的 发 育;此 外，miR171c，
miR172d 和 miR2673 也与 CGMMV 的胁迫响应有
关［60］。这些小 RNA及其靶基因为植株抗病性的改
良提供了线索和基础。
人工 miRNA (artifical microRNA)技术是利用
内源 miRNA前体骨架，通过替换 miRNA序列产生
具有新功能的 miRNA［61］。除调控内源基因的表达
外，人工 miRNAs还可抵抗病毒的侵染。利用人工
miRNA沉默芜菁黄化花叶病毒 (TYMV)的沉默抑
制蛋白 P69 和芜菁花叶病毒 (TuMV)的沉默抑制
蛋白 HC-Pro，转基因拟南芥对芜菁黄化花叶病毒
和芜菁花叶病毒具有高水平抗性［62］。烟草中表达
针对黄瓜花叶病毒 (CMV)的 2b 蛋白的人工
miRNA 表现出对 CMV 的抗性，其抗性水平超过
siRNA介导的抗病毒水平［63］。张晓辉［64］通过设计
识别 CMV的 2a /2b 区和基因组的 3’UTR 的 2 个
人工 miRNAs并在番茄中过表达，转基因番茄植株
表现出高水平的 CMV 抗性，通过嫁接和多重病毒
复合侵染试验表明抗性是持续稳定的，且通过嫁接
试验证明，人工 miRNAs是一种细胞自主性的抗病
孙玉燕，等:黄瓜绿斑驳花叶病毒 CGMMV及葫芦科作物抗性遗传改良研究进展 245
毒分子。这为通过人工 miRNA 在葫芦科植物中进
行抗 CGMMV的研究提供了很有意义的参考。
6 问题和展望
目前，对于葫芦科作物 CGMMV抗性的遗传改
良虽然取得一定进展，但仍存在较多的问题，如可
直接用于育种的抗源材料较少;对 CGMMV抗性遗
传规律的研究不深入;缺少 CGMMV抗性基因的定
位和用于辅助选育的分子标记;基因工程主要利用
CGMMV病毒的衣壳蛋白和运动蛋白，而对于抗病
机制仍不甚明确。针对这种现状，提出以下建议:
加快对葫芦科作物 CGMMV抗源材料的筛选，并利
用远缘杂交技术将抗性基因转入到育种材料中;开
展葫芦科作物抗 CGMMV QTLs 定位和分子标记开
发，分子标记作为辅助选择手段，可以提高抗病品
种的选择效率;进行葫芦科作物抗 CGMMV的基因
克隆，明确抗病的分子机制，并利用基因工程将抗
性基因转移到农学性状优良的品种上。此外，还可
利用组学如转录组、蛋白组学和 miRNAs测序等技
术和方法进行 CGMMV的抗性改良。
除了利用传统育种及分子育种对葫芦科作物
CGMMV 抗性进行遗传改良之外，还需加强对
CGMMV的预防和控制，如生产无病种子，加强种
子检疫、种子除害处理，做好田间管理和药剂防
治、土壤消毒及轮茬种植等策略，避免 CGMMV的
传播和扩散。
参考文献:
［1］ ADAMS M J，ANTONIW J F，KREUZE J． Virgaviridae:a
new family of rod-shaped plant viruses ［J］． Archives of
Virology，2009，154:1967-1972.
［2］ LEE S，WIN N，CHO D， et al． Cucumber green mottle
mosaic virus (CGMMV)can induce hair-like tissues on genus
Cucumis seeds ［J］． Scientia Horticulturae， 2012， 146:
76-80.
［3］ 季良． 植物种传病毒与检疫［M］． 北京:中国农业出版社，
1995.
［4］ KOMURO Y． Cucumber green mottle mosaic virus on cucumber
and watermelon and melon necrotic spot virus on muskmelon
［J］． Japanese Agricultural Research Quarterly，1971，6:41-
45.
［5］ ANTIGNUS Y，PEARLSMAN M，BEN-YOSEPH R， et al．
Occurrence of a variant of cucumber green mottle mosaic virus in
Israel［J］． Phytoparasitica，1990，18:50-56.
［6］ LIU H W， LUO L X， LI J Q， et al． Pollen and seed
transmission of cucumber green mottle mosaic virus in cucumber
［J］． Plant Pathology，2014，63 (1) :72-77.
［7］ AINSWORTH G C． Mosaic disease of the cucumber ［J］．
Annals of Applied Biology，1935，22:55-67.
［8］ HENTSCHEL G． Virus diseases on greenhouse cucumber results
from 1974 and the outlook for 1975［J］． Gemuse，1975，11
(4) :108-111.
［9］ POP I， JILAVEANU A． Identification of cucumber green
mottle virus in Romania［J］． Analele Institutului de Cercetari
Pentru Protectia Plantelor，1985，18:43-47.
［10］ CELIX A， LUIS-ARTEAGA M，Rodriguez-Cerezo E． First
report of cucumber green mottle mosaic tobamovirus infecting
greenhouse-grown cucumber in Spain ［J］． Plant Disease，
1996，80:1303.
［11］ MACIAS W． Methods of disinfecting cucumber seeds that
originate from plants infected by cucumber green mottle mosaic
tobamovirus (CGMMV) ［J］． Vegetable Crops Research
Bulletin，2000，53:75-82.
［12］ VARVERI C，VASSILAKOS N，BEM F． Characterization and
detection of cucumber green mottle mosaic virus in Greece［J］．
Phytoparasitica，2002，30 (5) :493-501.
［13］ INOUYE T， INOUYE N，ASATANI M， et al． Studies on
cucumber green mottle mosaic virus in Japan［J］． Ber Ohara
Inst Landw Biol，1967，14:49-69.
［14］ Bhargava B， Bhargava K S． Cucurbit mosaic viruses in
Gorakhpur ［J］． Indian Journal o f Agricultural Sciences，
1977，47 (1) :1-5.
［15］ RAHIMIAN H， IZADPANAH K． A new strain of cucumber
green mottle mosaic virus from Iran ［J］． Iranian Journal of
Agricultural Research，1977，5 (1) :25-34.
［16］ MEDVEDSKAYA I G． Virus diseases of glasshouse cucumber
［J］． Zashchita Rastenii，1981，5:44-45.
［17］ WANG S M，CHEN M J． A new strain of cucumber green
mottle mosaic virus causing mosaic symptoms on bottlegourd in
Taiwan［J］． Plant Protection Bulletin (Taiwan) ，1985，27
(2) :105-110.
［18］ LEE K W，LEE B C，PARK H C， et al． Occurrence of
cucumber green mottle mosaic virus disease of watermelon in
Korea［J］． Korean Journal of Plant Pathology，1990，6:250-
255.
［19］ AL-SHAHWAN I M，ABDALLA O A． A strain of cucumber
green mottle mosaic virus (CGMMV)from bottlegourd in Saudi
Arabia［J］． Journal of Phytopathology，1992，134:152-156.
［20］ LING K，LI R，ZHANG W． First report of cucumber green
mottle mosaic virus infecting greenhouse cucumber in Canada
［J］． Plant Disease，2014，98:701.
［21］ TIAN T，POSIS K，MAROON-LANGO C J，et al． First report
of cucumber green mottle mosaic virus on melon in the United
States［J］． Plant Disease，2014，98:1163.
［22］ LI R， ZHENG Y， FEI Z， et al． First complete genome
sequence of an emerging cucumber green mottle mosaic virus
isolate in North America［J］． Genome Announcement，2015，
3 (3) :e00452-15.
［23］ 陈京，李明福． 新入侵的有害生物-黄瓜绿斑驳花叶病毒
［J］． 植物检疫，2007，21 (2) :94-96.
246 2016 年第 57 卷第 2 期
［24］ THOMAS B J． Occurrence and epidemiology of the cucumber
necrosis strain of tobacco necrosis virus in cucumber crops［J］．
Annual Report Glasshouse Crops Research Institute，1982:
117-123.
［25］ TAN S H，NISHIGUCHI M，MURATA M，et al． The genome
structure of kyuri green mottle mosaic tobamovirus and its
comparison with that of cucumber green mottle mosaic tobamovirus
［J］． Archives of Virology，2000，145:1067-1079.
［26］ DSWSON W O， CULVER J A． Vilrus-host interactions
induction of chlorotic and necrotic responses in plants by
tobamoviruses［J］． Annual Review of Phytopathology，1991，
29:193-217.
［27］ KIM S，NAM S，LEE J，et al． Destruction of cucumber green
mottle mosaic virus by heat treatment and rapid detection of
virus inactivation by RT-PCR ［J］． Molecules and Cells，
2003，16 (3) :338-342.
［28］ UGAKI M， TOMIYAMA M， KAKUTANI T， et al． The
complete nucleotide sequences Cucumber green mottle mosaic
virus (SH strain) genomic RNA ［J］． Journal of General
Virology，1991，72:487-495.
［29］ CARRINGTON J C，KASSCHAU K D． Aounter defensive
strategy of plant viruses:suppression of posttranscriptional gene
silencing［J］． Cell，1998，95:461-470.
［30］ 秦碧霞，蔡健和，刘志明，等． 侵染观赏南瓜的黄瓜绿斑
驳花叶病毒的初步鉴定［J］． 植物检疫，2005，19 (4) :
198-200.
［31］ 黄静． 黄瓜绿斑驳花叶病毒 (CGMMV)的鉴定及分子检
测［D］． 福州:福建农林大学，2007.
［32］ 李海明，吴祖建，陈启建，等． 黄瓜绿斑驳花叶病毒的生
物学与分子检测鉴定［J］． 福建农业学报，2011，26 (4) :
596-600.
［33］ DERRICK K S． Quantitative assay for plant viruses using
serologically specific electron microscopy［J］． Virology，1973，
56:652-653.
［34］ SHANG H，XIE Y，ZHOU X，et al． Monoclonal antibody-
based serological methods for detection of cucumber green mottle
mosaic virus ［J］． Virology Journal，2011，8:228.
［35］ LIU H W， LUO L X， LI J Q， et al． Pollen and seed
transmission of cucumber green mottle mosaic virus in cucumber
［J］． Plant Pathology，2014，63:72-77.
［36］ LEE S， LEE C， KIM J， et al． Application of optical
coherence tomography to detect cucumber green mottle mosaic
virus (CGMMV) infected cucumber seed ［J］． Horticulture，
Environment，and Biotechnology，2012，53 (5) :428-433.
［37］ KAWAI A，KIMURA S，NISHIO T， et al． Detection for
cucumber green mottle mosaic virus in cucumber seeds using
enzyme linked immunosorbent assay［J］． Research Bulletin of
the Plant Protection Service，1985，21:47-53.
［38］ CHEN H Y，ZHAO W J，GU Q S，et al． Real time TaqMan
RT-PCR assay for the detection of cucumber green mottle mosaic
virus ［J］． Journal of Virological Methods， 2008， 149:
326-329.
［39］ RUDKIN G T，STOLLAR B D． High resolution detection of
DNA-RNA hybrids in situ by indirect immuno fluorescence
［J］． Nature，1997，265:472-473.
［40］ BASS H W，NAGAR S，HANLEY-BOWDOIN L， et al．
Chromosome condensation induced by geminivirus infection of
mature plant cells［J］． Journal of Cell Science，2000，113:
1149-1160.
［41］ GHANIM M，BRUMIN M，POPOVSKI S． A simple， rapid
and inexpensive method for localization of tomato yellow leaf curl
virus and potato leafroll virus in plant and insect vectors［J］．
Journal of Virological Methods，2009，159:311-314.
［42］ SHARGIL，ZEMACH H，BELAUSOV E，et al． Development
of a fluorescent in situ hybridization (FISH) technique for
visualizing CGMMV in plant tissues［J］． Journal of Virological
Methods，2015，223:55-60.
［43］ RAJAMONY L，MORE T A，SESHADRI V S． Inheritance of
resistance to cucumber green mottle mosaic virus in muskmelon
(Cucumis melo L．) ［J］． Euphytica，1990，47:93-97.
［44］ RAJAMONY L， MORE T A， SESHADRI V S， et al．
Resistance to cucumber green mottle mosaic virus(CGMMV)in
muskmelon［J］． Cucurbit Genetics Cooperative，1987，10:
58-59.
［45］ PAN R S，MORE T A． Screening of melon(Cucumis melo L．)
germplasm for multiple disease resistance ［J］． Euphytica，
1996，88:125-128.
［46］ MITSUHIRO S， TAKAYOSHI O，YOSHITERU S． A new
source of resistance to cucumber green mottle mosaic virus in
melon［J］． Journal of the Japanese Society for Horticultural
Science，2006，75:469-475.
［47］ DEN NIJS A P M，CUSTERS J B M． Introducing resistances
into cucumbers by interspecific hybridization ［M］ / /BATES
D，ROBINSON R W， JEFFREY C， et al． Biology and
Utilization of the Cucurbitaceae． New York:Cornell University
Press，1990:382-395.
［48］ VISSER D L，DEN NIJS A P M． Variation for interspecific
crossability of cucumis anguria L． and C． zeyheri Sond［J］．
Cucurbit Genetics Cooperation Reports，1983，6:100-101.
［49］ SKLOV D，DZIECHCIARKOV M，LEBEDA A，et al．
Interspecific hybridization of cucumis anguria and C． zeyheri via
embryo-rescue［J］． Biologia Plantarum，2008，52 (4) :775-
778.
［50］ FIRE A，XU S，MONTGOMERY M K， et al． Potent and
specific genetic interference by double stranded RNA in
Caenorhabditis elegans［J］． Nature，1998，391:806-811.
［51］ BERNSTEIN E，CAUDY A A，HAMMOND S M，et al． Role
for a bidentate ribonuclease in the initiation step of RNA
interference［J］． Nature，2001，409:363-366.
［52］ HAMMOND S M，BERNSTEIN E，BEACH D， et al． An
RNA directed nuclease mediates post-transcriptional gene
silencing in Drosophila cells ［J］． Nature， 2000， 404:
293-296.
［53］ VOINNET O． RNA silencing as a plant immune system against
viruses［J］． Trends in Genetics，2001，17:449-459.
［54］ LLAVE C． Virus-derived small interfering RNAs at the core of
孙玉燕，等:黄瓜绿斑驳花叶病毒 CGMMV及葫芦科作物抗性遗传改良研究进展 247
plant-virus interactions［J］． Trends in Plant Science，2010，
15:701-707.
［55］ KAMACHI S， MOCHIZUKI A， NISHIGUCHI M， et al．
Transgenic Nicotiana benthamiana plants resistant to cucumber
green mottle mosaic virus based on RNA silencing［J］． Plant
Cell Reports，2007，26:1283-1288.
［56］ PARK S M， LEE J S， JEGAL S， et al． Transgenic
watermelon rootstock resistant to CGMMV (cucumber green
mottle mosaic virus)infection［J］． Plant Cell Reports，2005，
24:350-356.
［57］ LIN C，KU H，CHIANG Y，et al． Development of transgenic
watermelon resistant to cucumber mosaic virus and watermelon
mosaic virus by using a single chimeric transgene construct［J］．
Transgenic Research，2012，21:983-993.
［58］ EMRAN A M，TABEI Y，KOBAYASHI K，et al． Molecular
analysis of transgenic melon plants showing virus resistance
conferred by direct repeat of movement gene of cucumber green
mottle mosaic virus ［J］． Plant Cell Reports，2012，31:
1371-1377.
［59］ NTUI V，KYNET K，KHAN R，et al． Transgenic tobacco
lines expressing defective CMV replicase-derived dsRNA are
resistant to CMV-O and CMV-Y ［ J］． Molecular
Biotechnology，2014，56 (1) :50-63.
［60］ LIU H W，LUO L X，LIANG C Q，et al． High-throughput
sequencing identifies novel and conserved cucumber (Cucumis
sativus L．)microRNAs in response to cucumber green mottle
mosaic virus infection ［ J］． PLoS ONE， 2015， 10
(6) :e0129002.
［61］ ALVAREZ J P， PEKKER I， GOLDSHMIDT A， et al．
Endogenous and synthetic microRNAs stimulate simultaneous，
efficient，and localized regulation of multiple targets in diverse
species［J］． The Plant Cell，2006，18:1134-1151.
［62］ NIU Q W，LIN S S，REYES J L， et al． Expression of
artificial microRNAs in transgenic Arabidopsis thaliana confers
virus resistance ［J］． Nature Biotechnology， 2006， 24:
1420-1428.
［63］ QU J，YE J，FANG R． Artificial microRNA-mediated virus
resistance in plants ［J］． Journal of Virology，2007，81:
6690-6699.
［64］ 张晓辉． 番茄中 microRNA的功能和应用研究［D］． 武汉:
华中农业大学，2010．
(责任编辑:张瑞麟
檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪檪
)
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药剂处理，均比伤口期病菌接触前、初病期单用 1
次的药剂处理对稻白叶枯病的病指防效有明显提
高，分别为 19. 9%和 15. 7%。667 m2 施用噻唑锌
100 mL、噻菌铜 100 mL、叶枯唑 100 g、噻森铜
100 mL在初病期防治白叶枯病 1 次对单季稻均有
较好的保产效果，保产效果分别为 23. 9% ～
29. 9%， 21. 0%， 20. 1% ～ 22. 3%， 15. 9% ～
18. 0%。667 m2 施用噻菌铜 100 mL，以在伤口期
病菌接触前施药 1 次的保产效果最佳，达到
28. 8%;其次在初病期施药 1 次，保产效果为
21. 0%;在伤口期病菌接触前 +激增期、初病期 +
激增期用药 2 次的保产效果均比单用 1 次的保产效
果提高明显，分别提高 11. 7%和 18. 3%。
2014 年水稻白叶枯病发生较重，在大雨过后
对桐庐县 61 个水稻病虫害统防统治实施区 (0. 25
万 hm2)受淹的秧田或稻田，每 667 m2 施用噻菌
铜 100 mL，噻唑锌 100 mL，或叶枯唑 100 g防治 1
次;对未受淹的秧田或稻田，在病害初见时用药 1
次，药后 5 ～ 7 d 再防治 1 次。在全县各示范实施
区单季稻白叶枯病得到有效控制，并已取得明显的
经济、社会和生态效益。因此，建议在浙西北水稻
白叶枯病发生较重年，对受淹过的秧田或稻田，在
大雨后以 667 m2 施用噻菌铜 100 mL，噻唑锌
100 mL，或叶枯唑 100 g立即用药防治 1 次;对未
受淹的秧田或稻田，在病害初见时也应立即用药 1
次，药后 5 ～ 7 d需再防治 1 次为宜。
参考文献:
［1］ 吴彭龄． 单季稻白叶枯病流行原因分析及对策 ［J］． 安徽
农学通报，2012，18 (7) :135-136.
［2］ FANG X P，CHEN J P，DAI L Y，et al． Proteomic dissection
of plant responses to various pathogens ［J］． Proteomics，
2015，15:1525-1543． DOI 10. 1002 /pmic． 201400384.
［3］ 肖炎农． 淹水与汕优 63 白叶枯病发生的关系 ［J］． 杂交水
稻，1998，14 (1) :34-35.
［4］ 叶建人，李云明． 温岭市连作晚稻白叶枯病发生情况及主
要影响因素 ［J］． 浙江农业科学，1998 (3) :136-138.
［5］ 王华弟． 粮食作物病虫害测报与防治 ［M］． 北京:中国科
学技术出版社，2005:52-57.
［6］ 张左生． 粮油作物病虫鼠害预测预报 ［M］． 上海:上海科
学技术出版社，1995:14-21．
(责任编辑:张瑞麟)