全 文 ：文章编号：０４６５－７９４２（２０１４）０１－００６１－１１
十字花科部分蔬菜
ＨＲＤ基因的克隆与生物信息学分析
＊ 韩春乐，　王志航，　王经强，　刘　驰，　王　斌，　丁　宁，　陈成彬
（南开大学 生命科学学院，天津３０００７１）
　　摘要：根据ＮＣＢＩ上得到的拟南芥ＨＲＤ基因序列，利用同源序列克隆的方法，设计引物，从１２种十字花科
蔬菜中克隆出其核酸序列，并进行生物信息学分析，旨在验证克隆出的序列与拟南芥 ＨＲＤ 基因是否具有同源
性．对这些得到的核酸序列从ＤＮＡ序列、氨基酸序列的相似性、亲／疏水性、２级结构、功能域、３级结构、同源进
化树等进行了预测和较为全面的分析．结果显示经ＰＣＲ扩增，都得到了大小与拟南芥 ＨＲＤ基因基本一致的序
列，长度在５５５ｂｐ左右．其基因序列、氨基酸序列比对同源性分别达到９３．１４％和８９．７４％；亲／疏水性分析表明
该基因编码的蛋白为亲水性蛋白；推导的氨基酸序列中均存在ＡＰ２功能结构域，属于十字花科 ＡＰ２／ＥＲＦ类家
族转录因子基因；同源进化树分析表明它们具有很高的同源性，说明所克隆的序列与拟南芥 ＨＲＤ 基因由同一
个基因进化而来，是十字花科植物中的保守基因．
关键词：十字花科；转录因子；ＨＲＤ基因；ＡＰ２／ＥＲＦ；非生物胁迫
中图分类号：Ｑ７５　　　　　　　　　　文献标识码：Ａ
０　引　　言
植物在其整个生活周期中，环境因素制约其正常的生长发育，而干旱、低温和高盐是影响植物主要的
非生物限制因子．当植物受到逆境胁迫时，其生长发育受到严重影响，致使农作物产量下跌，甚至绝收．因
此，克隆提高植物抗逆性的基因，对植物抗逆育种具有重要的应用价值．
近年来植物基因工程被广泛应用，已经从拟南芥、水稻、玉米、小麦、陆地棉、大豆等多种植物中分离出
一批调控干旱、高盐以及低温耐性的相关基因［１－７］，对他们的相关功能进行了研究，并通过转基因技术获
得抗逆性较强的油菜、番茄、小麦以及杨树等转基因植株［８－１２］．Ａａｒａｔｉ　Ｋａｒａｂａ等人通过突变的方法，在拟
南芥突变体ｈｒｄ－Ｄ（Ｄ表示显性效应）中获得一个能够增强植物抗逆性的新基因ＨＡＲＤＹ（ＨＲＤ），并将其
在水稻中过表达，发现它能够增强水稻的耐寒耐盐能力，提高水稻在干旱条件下对水分的利用效率［１３］．
ＨＲＤ基因属于ＡＰ２／ＥＲＦ类转录因子家族，该家族包含许多涉及植物逆境抗性的转录因子．自Ｊｏｆｕｋｕ等
人首次从拟南芥中鉴定出ＡＰ２／ＥＲＦ转录因子家族成员ＡＰＥＴＡＬＡ２以来，该家族中大量转录因子基因
被陆续从各种植物中分离出来［１４］．如Ｌｉｕ等人从甘蓝型油菜中克隆出４个该家族成员［１５］，庄静等人又通
过电子克隆结合ＲＴ－ＰＣＲ的方法分离得到６个ＡＰ２／ＥＲＦ转录因子家族成员［１６－１９］．然而自Ａａｒａｔｉ　Ｋａｒａ－
ｂａ等首次分离出ＨＲＤ基因后，国内外对ＨＲＤ基因的研究还鲜有报道，因此开展对十字花科ＨＲＤ基因
的研究对植物抗逆性育种有重要意义．本实验以十字花科１２种蔬菜为研究对象，根据ＮＣＢＩ登陆得到的
序列，利用Ｐｒｉｍｅｒ５．０设计引物，以上述植物为模板，克隆 ＨＲＤ基因并进行全序列测定．利用生物信息学
分析软件，检测其与拟南芥ＨＲＤ基因的同源性并推导其氨基酸序列、亲水性／疏水性以及功能结构、构建
ＨＲＤ基因的同源进化树，为ＨＲＤ基因的进一步研究奠定基础．
第４７卷　第１期
２０１４年２月
南 开 大 学 学 报（自然科学版）
Ａｃｔａ　Ｓｃｉｅｎｔｉａｒｕｍ　Ｎａｔｕｒａｌｉｕｍ　Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔａｔｉｓ　Ｎａｎｋａｉｅｎｓｉｓ
　Ｖｏｌ．４７　№１
　Ｆｅｂ．２０１４
＊收稿日期：２０１３－１０－２０
基金项目：天津自然科学基金（１３ＪＣＺＤＪＣ２９０００）；国家基础人才培养基金（Ｊ１１０３５０３）
作者简介：韩春乐（１９８６－ ），男，天津人，硕士研究生．
通讯作者：陈成彬（１９７２－ ），男，河北冀州人，副教授，研究方向：细胞及分子遗传学．Ｅ－ｍａｉｌ：ｃｈｅｎｃｂ＠ｎａｎｋａｉ．ｅｄｕ．ｃｎ
１　材料与方法
１．１　材料
本实验所用的１２种植物材料（表１），均由天津农业科学院科润蔬菜研究所提供．将种子播种于营养
土中，待长出幼苗至１０ｃｍ左右进行基因组ＤＮＡ提取．
表１　供试材料的名称及来源
Ｔａｂｌｅ　１　Ｔｈｅ　ｎａｍｅ　ａｎｄ　ｏｒｉｇｉｎ　ｏｆ　ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ　ｍａｔｅｒｉａｌｓ
序号 属 种名 拉丁学名 来源
１ 鼠耳芥属 拟南芥 Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ｔｈａｌｉａｎａ 本实验室保存
２ 芸薹属 甘蓝 Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｏｌｅｒａｃｅａ　Ｌ．ｖａｒ．ｃａｐｉｔａｔａ　Ｌ． 天津科润蔬菜研究所
３ 花椰菜 Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｏｌｅｒａｃｅａ　Ｌ．ｖａｒ．ｂｏｔｒｙｔｉｓ　Ｌ． 天津科润蔬菜研究所
４ 乌塌菜 Ｂｒａｓｓｉｃａ．ｃａｍｐｅｓｔｒｉｓ　Ｌ．ｓｓｐ．ｃｈｉｎｅｎｓｉｓ　Ｌ． 天津科润蔬菜研究所
５ 油菜 Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｃａｍｐｅｓｔｒｉｓ　Ｌ． 天津科润蔬菜研究所
６ 红苔菜 Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｃｏｍｐｅｓｔｒｉｓ　Ｌ．ｖａｒ．ｐｕｒｐｕｒｅａ　Ｂａｉｌｅｙ． 天津科润蔬菜研究所
７ 榨菜 Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｊｕｎｃｅａ　Ｃｏｓｓ．ｖａｒ．ｔｕｍｉｄａ　ＴｓｅｎｅｔＬｅｅ． 天津科润蔬菜研究所
８ 雪里红 Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｊｕｎｃｅａ　Ｃｏｓｓ．ｖａｒ．ｃｒｉｓｐｉｆｏｌｉａ　Ｂａｉｌｅｙ． 天津科润蔬菜研究所
９ 苤蓝 Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｃａｕｌｏｒａｐａＰａｓｑ． 天津科润蔬菜研究所
１０ 芥蓝 Ｂｒａｓｓｉｃａ　ａｌｂｏｇｌａｂｒａ　Ｂａｉｌｅｙ． 天津科润蔬菜研究所
１１ 津白５６　 Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｐｅｋｉｎｅｎｓｉｓ　Ｌ．ｃｖ．Ｊｉｎｂａｉ　Ｎｏ．５６ 天津科润蔬菜研究所
１２ 萝卜属 青萝卜 Ｒａｐｈａｎｕｓ　ｓａｔｉｖｕｓ　Ｌ．ｃｖ．Ｑｉｎｇｌｕｏｂｕ 天津科润蔬菜研究所
１３ 樱桃萝卜 Ｒａｐｈａｎｕｓ　ｓａｔｉｖｕｓ　Ｌ．ｖａｒ．ｒａｄｃｕｌｕｓ　Ｐｅｒｓ． 天津科润蔬菜研究所
１．２　方法
１．２．１　基因组ＤＮＡ的提取：本实验采用改进的ＣＴＡＢ法［２０］．待幼苗长至１０ｃｍ高时，分别取幼叶在液
氮中充分研磨，ＣＴＡＢ提取液６５℃处理３０ｍｉｎ，酚／氯仿／异戊醇抽提后，等体积异丙醇沉淀、７５％乙醇洗
涤，沉淀稍微晾干后溶于１００μＬ重蒸水中，１０ｍｇ·ｍＬ
－１　ＲＮａｓｅ处理２ｈ，重溶于１００μＬ双蒸水中，－２０
℃储存备用．取１２个充分溶解的ＤＮＡ模板各１μＬ至ＮａｎｏＤｒｏｐ○Ｒ　ＮＤ－１０００核酸测定仪测定浓度．
１．２．２　ＨＲＤ基因的克隆：根据ＮＣＢＩ上得到的拟南芥ＨＲＤ 基因序列，并参考刘瑞娜等报道设计ＰＣＲ
同源引物如下［２１］：
ＨＲＤｆ：５′－（ＢａｍＨＩ）ＧＧＡ　ＴＣＣ　ＡＴＧ　ＣＡＡ　ＧＧＡ　ＡＣＣ　ＴＣＣ　ＡＡＡ　ＧＡＣ－３′；
ＨＲＤｒ：５′－（ＳａｌＩ）ＧＴＣ　ＧＡＣ　ＴＣＡ　ＴＧＧ　ＡＡＡ　ＡＴＴ　ＣＣＡ　ＣＡＡ　ＧＴＡ　ＡＴ－３′
ＰＣＲ扩增程序如下：扩增体系为２０μＬ，其中ＤＮＡ模板１μＬ，１０×ｂｕｆｆｅｒ　２μＬ，ｄＮＴＰｓ（１０ｍｍｏｌ·
Ｌ－１）０．４μＬ，上下游引物（１０μｍｏｌ·Ｌ
－１）各０．５μＬ，Ｔａｑ　ＤＮＡ聚合酶０．１μＬ．反应程序：９４℃ 预变性４
ｍｉｎ，９４℃ 变性３０ｓ，５２℃退火３０ｓ，７２℃延伸４０ｓ，３０个循环后，７２℃保温７ｍｉｎ．反应结束后，ＰＣＲ
产物经１％琼脂糖凝胶电泳检验，得到的目的条带通过琼脂糖凝胶ＤＮＡ回收试剂盒回收后，在室温条件
下连接至ｐＧＥＭ－Ｔ载体进行转化，筛选重组子．ＰＣＲ鉴定后，将得到的阳性克隆冻存于２０％的甘油培养
基中，送上海生工生物有限公司测序．
１．２．３　测序结果的生物信息学分析：测序得到的结果利用Ｐｒｉｍｅｒ　５．０除去引物序列，然后将得到的
ＤＮＡ序列在ＮＣＢＩ上Ｂｌａｓｔｎ，并利用ＤＮＡｍａｎ软件分析其氨基酸序列、亲水性／疏水性、功能结构以及系
统发生树．
２　结　　果
２．１　十字花科植物ＨＲＤ基因的ＰＣＲ扩增
利用引物 ＨＲＤｆ和 ＨＲＤｒ，以植物基因组ＤＮＡ为模板进行ＰＣＲ扩增，产物经１％琼脂糖凝胶电泳检
测，获得了与预期大小一致的条带，大小在５５０ｂｐ左右（图１）．
·２６· 　南 开 大 学 学 报 （自然科学版） 第４７卷
２．２　十字花科蔬菜ＨＲＤ基因的克隆
利用琼脂糖凝胶ＤＮＡ回收试剂盒将得到的目的基因片段回收，然后通过ＴＡ克隆将上述１３个片段
连接到克隆载体ｐＧＥＭ－Ｔ上．再利用Ｍ１３Ｆ和Ｍ１３Ｒ引物对挑选的重组子进行ＰＣＲ鉴定，获得了７５０ｂｐ
左右大小的片段（图２）．
１：拟南芥；２～１３：顺序和名称见表１；Ｍ：ＤＮＡ　ｍａｒｋｅｒ
图１　ＨＲＤ基因的ＰＣＲ扩增结果
Ｆｉｇ．１　ＰＣＲ　ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ　ｏｆ　ＨＲＤｇｅｎｅ
１：拟南芥；２～１３：顺序和名称见表１；Ｍ：ＤＮＡ　ｍａｒｋｅｒ
图２　ＨＲＤ基因的克隆鉴定
Ｆｉｇ．２　Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ　ｏｆ　ＨＲＤｇｅｎｅ
２．３　十字花科植物ＨＲＤ基因的序列相似性分析
对测序结果分析发现甘蓝、花椰菜、津白５６、乌塌菜和雪里红ＨＲＤ基因为５６４ｂｐ，青萝卜、樱桃萝卜
为５５２ｂｐ，芥蓝为５４９ｂｐ，油菜、榨菜、苤蓝与红苔菜为５４０ｂｐ，实验中所用拟南芥（Ｃｏｌｕｍｂｉａ）ＨＲＤ 基因
为５５５ｂｐ，其中实验所用的拟南芥序列大小与Ａａｒａｔｉ　Ｋａｒａｂａ等报道一致．利用ＤＮＡｍａｎ软件对１３种植
物ＨＲＤ基因序列进行多序列比对，结果表明其序列一致性达到９３．１４％（图３）．它们都分别以 ＡＴＧ和
ＴＧＡ为起始和终止密码，其中在开放阅读框（ＯＲＦ）的５′和３′端分别有２４和２７个碱基完全相同，而碱基
变化程度较大的主要集中在３４１～４０３的区间范围，其他区域则是个别物种的个别碱基发生变化．可见，在
十字花科进化的过程中ＨＲＤ基因在种属间是非常保守的．
２．４　十字花科植物ＨＲＤ基因的氨基酸序列相似性分析
利用ＤＮＡｍａｎ软件根据上述１３种植物ＨＲＤ基因序列推导其氨基酸序列，并进行多序列比对，结果
表明其氨基酸序列一致性达到８９．７４％（图４）．其中氨基酸残基发生变化较大的区域主要集中在１１３～
１４０区间内，多肽链Ｃ端变化程度明显大于Ｎ端．除拟南芥外，其他１２种十字花科植物的６５、６７、７５、８０、
１６６、１７７位氨基酸残基相同，而拟南芥在此６个位点分别为丝氨酸（Ｓｅｒ）、丙氨酸（Ａｌａ）、缬氨酸（Ｖａｌ）、丙
氨酸（Ａｌａ）、脯氨酸（Ｐｒｏ）、酪氨酸（Ｔｙｒ）．
２．５　十字花科植物ＨＲＤ基因推导的氨基酸序列的亲／疏水性分析
疏水作用是蛋白质折叠的主要驱动力，分析氨基酸序列的亲／疏水性有利于了解整个蛋白质的亲／疏
水性，为蛋白质高级结构及跨膜区域的预测提供佐证．利用ＤＮＡｍａｎ软件对推导的多肽链进行亲水性／疏
水性分析，结果显示它们的５７位缬氨酸（Ｖａｌ）疏水性最强，第２１位的精氨酸（Ａｒｇ）亲水性最强，其次亲水
·３６·　第１期 韩春乐等：十字花科部分蔬菜ＨＲＤ基因的克隆与生物信息学分析
性强的位点分别出现在第３４位天冬氨酸（Ａｓｐ）和第１６５位精氨酸（Ａｒｇ）（图５），由图中可以看出多肽链中
存在多个亲水区域，其数量明显多于疏水区，多肽链中的氨基酸残基大多为亲水性氨基酸，暗示十字花科
ＨＲＤ基因编码的蛋白质属于亲属性蛋白．
·４６· 　南 开 大 学 学 报 （自然科学版） 第４７卷
图３　十字花科植物ＨＲＤ基因的多序列比对
Ｆｉｇ．３　Ａｌｉｇｎｍｅｎｔ　ｏｆ　ＨＲＤｇｅｎｅ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ　ｆｒｏｍ　ｖｅｇｅｔａｂｌｅｓ　ｏｆ　Ｃｒｕｃｉｆｅｒａｅ
·５６·　第１期 韩春乐等：十字花科部分蔬菜ＨＲＤ基因的克隆与生物信息学分析
２．６　十字花科植物ＨＲＤ基因推导的氨基酸序列的２级结构及功能域的预测
利用Ｐｒｅｄｉｃｔｐｒｏｔｅｉｎ（ｈｔｔｐｓ：／／ｗｗｗ．ｐｒｅｄｉｃｔｐｒｏｔｅｉｎ．ｏｒｇ／）在线分析软件对 ＨＲＤ推导的多肽链进行２
级结构预测，它们的２级结构构成基本一致，以甘蓝为例，其中α－螺旋（ａｌｐｈａ　ｈｅｌｉｘ）结构占２１．９３％，β－折
叠（ｓｔｒａｎｄ）结构占９．６２％，无规则卷曲（ｃｏｉｌ）占６８．４５％．在ＮＣＢＩ的ＣＤＤ数据库中对ＨＲＤ 推导的氨基
酸序列进行保守区域查找，结果表明，这些十字花科植物的氨基酸序列全部含有ＡＰ２保守区域（图６），进
一步证明这些同源的ＨＲＤ基因都属于ＡＰ２／ＥＲＦ家族．
２．７　十字花科植物ＨＲＤ基因推导的氨基酸序列３级结构的预测
采用同源建模法（ＳＷＩＳＳ－ＭＯＤＥＬ）对ＨＲＤ 推导的氨基酸序列的３级结构进行预测，该模型的构建
是依据１ｇｃｃＡ（９９．９）的同源建模法，从第１４个氨基酸到第７４个氨基酸，共模拟６１个氨基酸．结果表
明，它们都有十分相似的３维结构，具有４个平行的β－折叠和一个α－螺旋（图７）．由图中可见他们的空间
结构仅在Ｎ端与距Ｎ端第２个β－折叠片的长度存在差异，其中油菜的第２个β－折叠片长度稍短，而甘蓝
则相对于其他略长．
图４　十字花科植物ＨＲＤ基因的氨基酸序列比对
Ｆｉｇ．４　Ａｌｉｇｎｍｅｎｔ　ｏｆ　ｐｒｅｄｉｃｔｅｄ　ａｍｉｎｏ　ａｃｉｄ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ　ｆｒｏｍ　ｖｅｇｅｔａｂｌｅｓ　ｏｆ　Ｃｒｕｃｉｆｅｒａｅ
·６６· 　南 开 大 学 学 报 （自然科学版） 第４７卷
图５　十字花科植物ＨＲＤ基因推导的氨基酸序列的亲／疏水性分析
Ｆｉｇ．５　Ｐｒｅｄｉｃｔｅｄ　ｈｙｄｒｏｐｈｏｂｉｃｔｙ　ａｎｄ　ｈｙｄｒｏｐｈｉｌｉｃｉｔｙ　ｏｆ　ｄｅｄｕｃｅｄ　ａｍｉｎｏ　ａｃｉｄ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ　ｏｆ　ＨＲＤ
ｇｅｎｅ　ｆｒｏｍ　Ｃｒｕｃｉｆｅｒｏｕｓ　ｐｌａｎｔｓ
２．８　十字花科植物ＨＲＤ基因的系统发育树的构建
利用ＤＮＡｍａｎ软件构建ＨＲＤ基因氨基酸序列的同源进化树（图８）．分析表明，青萝卜与樱桃萝卜的
序列被聚为一类，他们的亲缘关系达到９９％，都属于萝卜属（Ｒａｐｈａｎｕｓ）；甘蓝、花椰菜、津白５６、乌塌菜、
雪里红处在一个分支，亲缘关系为９７％，而榨菜、红苔菜、油菜、苤蓝、处于同一个分支上，它们都属于芸薹
属（Ｂｒａｓｓｉｃａ）蔬菜，而同属于芸薹属的芥蓝与它们的亲缘关系相对较远，独立于一个分支上；这１２种蔬菜
与属于鼠耳芥属（Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ）的拟南芥ＨＲＤ基因亲缘关系为８３％．
图６　十字花科植物ＨＲＤ氨基酸序列的保守结构域的预测
Ｆｉｇ．６　Ｐｒｅｄｉｃｔｉｏｎ　ｏｆ　ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ　ｄｏｍａｉｎｓ　ｏｆ　ＨＲＤｆｒｏｍ　ｖｅｇｅｔａｂｌｅｓ　ｏｆ　Ｃｒｕｃｉｆｅｒａｅ
３　讨　　论
３．１　ＡＰ２／ＥＲＦ类转录因子家族
·７６·　第１期 韩春乐等：十字花科部分蔬菜ＨＲＤ基因的克隆与生物信息学分析
随着世界人口的快速增长以及社会、经济的不断发展，造成了水资源的严重不足，直接威胁了世界农
业的可持续发展［２２－２３］．转录因子（反式作用因子）基因是植物中最重要的一类调节基因，其在植物体内构
成复杂的调节网络，在时间和空间上协同控制基因的表达．ＡＰ２／ＥＲＦ类转录因子家族是植物中广泛存在
的一类转录因子，涉及到植物的发育和理化过程，其在植物非生物胁迫应答中起着重要作用［２４－２５］．它们由
逆境胁迫诱导产生后，通过参与乙烯、脱落酸、茉莉酸和水杨酸等信号转导途径，激活其他一系列抗逆功能
基因的表达，从而增强植物对干旱、低温以及高盐等逆境的抗性［２６］．目前已经从十字花科植物中分离克隆
了大量ＡＰ２／ＥＲＦ类转录因子家族成员，Ｊａｇｌｏ等人通过ＲＡＣＥ方法从春油菜中分离到两个ＣＢＦ家族转
录因子［８］，Ｇａｏ等人通过探针杂交的方法从欧洲油菜中分离了４个ＣＢＦ家族转录因子［２７］，ｚｈａｏ等人通过
ＲＡＣＥ方法从油菜中克隆了７个ＣＢＦ家族转录因子［２８－２９］，这些 ＡＰ２／ＥＲＦ家族转录因子基因的克隆对
进一步开展十字花科植物转录因子的研究奠定了良好的基础．
图７　预测的十字花科植物ＨＲＤ氨基酸序列的３级结构
Ｆｉｇ．７　Ｔｈｅ　ｐｒｅｄｉｃｔｅｄ　ｔｈｒｅｅ－ｄｉｍｅｎｓｉｏｎａｌ　ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ　ｏｆ　ＨＲＤ
ｆｒｏｍ　ｖｅｇｅｔａｂｌｅｓ　ｏｆ　Ｃｒｕｃｉｆｅｒａｅ
３．２　ＨＲＤ基因
Ａａｒａｔｉ　Ｋａｒａｂａ等人在研究拟南芥激活标签插入群体时，在显性突变体中表型有明显变化，与野生型
相比，其根部很难从土壤中拔出，叶片小而厚，并且是深绿色的．对拟南芥突变体进行分子鉴定发现了一个
ＡＰ２／ＥＲＦ类转录因子基因ＨＡＲＤＹ，其在拟南芥ｈｒｄ－Ｄ 突变体中过量表达．转ＨＲＤ基因的拟南芥表型
与ｈｒｄ－Ｄ 突变体相同，它们的叶片加厚、叶色深绿（叶绿体数量多），侧根数量增多长度加大，根部横切面
显示其表皮细胞层更紧凑．这些表型特征都有助于提高拟南芥的抗旱与耐盐能力．而转ＨＲＤ基因的水稻
对水分的利用效率明显提高、光合作用增强［１３］．
ＨＲＤ基因是一个新发现的 ＡＰ２／ＥＲＦ转录因子家族基因，国内外对它的研究还很少．刘瑞娜等人
（２０１１）在９种十字花科植物中分离到一个 ＡＰ２／ＥＲＦ转录因子家族基因，同源序列比对发现它们与拟南
芥ＨＲＤ基因高度同源，其中小拟南芥与拟南芥ＨＲＤ基因的亲缘关系达到了９９％，播娘蒿、荠菜、庭芥与
拟南芥的亲缘关系也较近，推测它们是一个基因，只是在进化的过程中产生了突变．ＡＰ２／ＥＲＦ家族转录
·８６· 　南 开 大 学 学 报 （自然科学版） 第４７卷
图８　十字花科植物ＨＲＤ基因的系统进化树分析
Ｆｉｇ．８　Ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ　ｔｒｅｅ　ｏｆ　ＨＲＤｇｅｎｅ　ｆｒｏｍ　ｖｅｇｅｔａｂｌｅｓ　ｏｆ　Ｃｒｕｃｉｆｅｒａｅ
因子在植物生长发育的过程中起着不可替代的作用，因此对它的研究还有待进一步的展开．本实验根据
ＮＣＢＩ上的ＨＲＤ序列，设计引物，将其从１２种十字花科蔬菜中分离出来，并对其进行了生物信息学分析．
其基因序列、氨基酸序列比对发现它们的同源性很高，分别达到９３．１４％和８９．７４％；多肽链功能域分析表
明它们的氨基酸序列中均存在ＡＰ２超家族保守结构域；同源进化树分析表明它们的亲缘关系很近，ＨＲＤ
基因在十字花科中是非常保守的，只有个别位置在进化过程中存在变异．
参 考 文 献
　１　Ｗｅｉ　Ｇａｎｇ，Ｐａｎ　Ｙｉ，Ｌｅｉ　Ｊｕａｎ，ｅｔ　ａｌ．Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ　ｃｌｏｎｉｎｇ，ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ　ａｎａｌｙｓｉｃ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎａｌ　ｐｒｏｆｉｌｉｎｇ　ａｎｄ　ｉｎ　ｖｉｔｒｏ　ｓｔｕｄｉｅｓ
ｏｆ　ＴＩＮＹ２ｆｒｏｍ　Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ｔｈａｌｉａｎａ［Ｊ］．Ｊｏｕｒｎａｌ　ｏｆ　Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ　ａｎｄ　Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ　Ｂｉｏｌｏｇｙ，２００５，３８（５）：４４０－４４６．
　２　Ｎａｋａｎｏ　Ｔ，Ｓｕｚｕｋｉ　Ｋ，Ｆｕｊｉｍｕｒａ　Ｔ．ｅｔ　ａｌ．Ｇｅｎｏｍｅｗｉｄｅ　ａｎａｌｙｓｉｓ　ｏｆ　ｔｈｅ　ＥＲＦ　ｇｅｎｅ　ｆａｍｉｌｙ　ｉｎ　Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ａｎｄ　ｒｉｃｅ［Ｊ］．
Ｐｌａｎｔ　Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２００６，１４０：４１１－４３２．
　３　Ｋｉｚｉｓ　Ｄ，Ｐａｇｅｓ　Ｍ．Ｍａｉｚｅ　ＤＲＥ－ｂｉｎｄｉｎｇ　ｐｒｏｔｅｉｎｓ　ＤＢＦ１ａｎｄ　ＤＢＦ２ａｒｅ　ｉｎｖｏｌｖｅｄ　ｉｎ　ｒａｂ１７ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ　ｔｈｒｏｕｇｈ　ｔｈｅ　ｄｒｏｕｇｈｔ
ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ　ｅｌｅｍｅｎｔ　ｉｎ　ａｎ　ＡＢＡ－ｄｅｐｅｎｄｅｎｔ　ｐａｔｈｗａｙ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ　Ｊｏｕｒｎａｌ，２００２，３０（６）：６７９－６８９．
　４　Ｓｈｅｎ　Ｙ　Ｇ，Ｚｈａｎｇ　Ｗ　Ｋ，Ｈｅ　Ｓ　Ｊ，ｅｔ　ａｌ．Ａｎ　ＥＲＥＢＰ／ＡＰ２－ｔｙｐｅ　ｐｒｏｔｅｉｎ　ｉｎ　Ｔｒｉｔｉｃｕｍ　ａｅｓｔｉｖｕｍ ｗａｓ　ａ　ＤＲＥ－ｂｉｎｄｉｎｇ　ｔｒａｎ－
ｓｃｒｉｐｔｉｏｎ　ｆａｃｔｏｒ　ｉｎｄｕｃｅｄ　ｂｙ　ｃｏｌｄ，ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ　ａｎｄ　ＡＢＡ　ｓｔｒｅｓｓ［Ｊ］．Ｔｈｅｏｒｅｔｉｃａｌ　ａｎｄ　Ａｐｐｌｉｅｄ　Ｇｅｎｅｔｉｃｓ，２００３，１０６：９２３－
９３０．
　５　Ｍｏｈａｍｍａｄｉ　Ｍ，Ｋａｖ　Ｎ　Ｎ，Ｄｅｙｈｏｌｏｓ　Ｍ　Ｋ．Ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ　ｐｒｏｆｉｌｉｎｇ　ｏｆ　ｈｅｘａｐｌｏｉｄ　ｗｈｅａｔ（Ｔｒｉｔｉｃｕｍ　ａｅｓｔｉｖｕｍＬ．）ｒｏｏｔｓ
ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｓ　ｎｏｖｅｌ，ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ－ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ　ｇｅｎｅｓ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ　Ｃｅｌ　Ｅｎｖｉｒｏｎ，２００７，３０：６３０－６４５．
　６　Ｈｕａｎｇ　Ｂ，Ｌｉｕ　Ｊ　Ｙ．Ａ　ｃｏｔｔｏｎ　ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ　ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ　ｅｌｅｍｅｎｔ　ｂｉｎｄｉｎｇ　ｐｒｏｔｅｉｎ　ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ　ａｓ　ａ　ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ　ｒｅｐｒｅｓｓｏｒ　ｏｆ
ＤＲＥ　ｍｅｄｉａｔｅｄ　ｇｅｎｅ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ［Ｊ］．Ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ　ａｎｄ　Ｂｉｏｐｈｙｓｉｃａｌ　Ｒｅｓｅａｒｃｈ　Ｃｏｍｍｕｎｉｃａｔｉｏｎｓ，２００６，３４３（４）：１　０２３－１
０３１．
　７　Ｃｈｅｎ　Ｍ，Ｗａｎｇ　Ｑ　Ｙ，Ｃｈｅｎｇ　Ｘ　Ｇ，ｅｔ　ａｌ．ＧｍＤＲＥＢ２，ａ　ｓｏｙｂｅａｎ　ＤＲＥ－ｂｉｎｄｉｎｇ　ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ　ｆａｃｔｏｒ，ｃｏｎｆｅｒｒｅｄ　ｄｒｏｕｇｈｔ
ａｎｄ　ｈｉｇｈ－ｓａｌｔ　ｔｏｌｅｒａｎｃｅ　ｉｎ　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ｐｌａｎｔｓ［Ｊ］．Ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ　ａｎｄ　Ｂｉｏｐｈｙｓｉｃａｌ　Ｒｅｓｅａｒｃｈ　Ｃｏｍｍｕｎｉｃａｔｉｏｎｓ，２００７，３５３（２）：
２９９－３０５．
　８　Ｊａｇｌｏ　Ｋ　Ｒ，Ｋｌｅｆｆ　Ｓ，Ａｍｕｎｄｓｅｎ　Ｋ　Ｌ，ｅｔ　ａｌ．Ｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓ　ｏｆ　ｔｈｅ　Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　Ｃ－ｒｅｐｅａｔ／ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ－ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ　ｅｌｅｍｅｎｔ
ｂｉｎｄｉｎｇ　ｆａｃｔｏｒ　ｃｏｌｄ－ｒｅｓｐｏｎｓｅ　ｐａｔｈｗａｙ　ａｒｅ　ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ　ｉｎ　Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｎａｐｕｓ　ａｎｄ　ｏｔｈｅｒ　ｐｌａｎｔ　ｓｐｅｃｉｅｓ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ　Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，
·９６·　第１期 韩春乐等：十字花科部分蔬菜ＨＲＤ基因的克隆与生物信息学分析
２００１，１２７（３）：９１０－９１７．
　９　Ｈｓｉｅｈ　Ｔ　Ｈ，Ｌｅｅ　Ｊ　Ｔ，Ｃｈａｒｎｇ　Ｙ　Ｙ，ｅｔ　ａｌ．Ｔｏｍａｔｏ　ｐｌａｎｔｓ　ｅｃｔｏｐｉｃａｌｙ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ　Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ＣＢＦ１ｓｈｏｗ　ｅｎｈａｎｃｅｄ　ｒｅ－
ｓｉｓｔａｎｃｅ　ｔｏ　ｗａｔｅｒ　ｄｅｆｉｃｉｔ　ｓｔｒｅｓｓ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ　Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２００２ａ，１３０（２）：６１８－６２６．
１０　Ｈｓｉｅｈ　Ｔ　Ｈ，Ｌｅｅ　Ｊ　Ｔ，Ｙａｎｇ　Ｐ　Ｔ，ｅｔ　ａｌ．Ｈｅｔｅｒｏｌｏｇｙ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｏｆ　ｔｈｅ　Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　Ｃ－ｒｅｐｅａｔ／ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ　ｒｅｓｐｏｎｓｅ　ｅｌｅ－
ｍｅｎｔ　ｂｉｎｄｉｎｇ　ｆａｃｔｏｒ１ｇｅｎｅ　ｃｏｎｆｅｒｓ　ｅｌｅｖａｔｅｄ　ｔｏｌｅｒａｎｃｅ　ｔｏ　ｃｈｉｌｉｎｇ　ａｎｄ　ｏｘｉｄａｔｉｖｅ　ｓｔｒｅｓｓｅｓ　ｉｎ　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ｔｏｍａｔｏ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ
Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２００２ｂ，１２９（３）：１　０８６－１　０９４．
１１　Ｐｅｌｅｇｒｉｎｅｓｃｈｉ　Ａ，Ｒｅｙｎｏｌｄｓ　Ｍ，Ｐａｃｈｅｃｏ　Ｍ，ｅｔ　ａｌ．Ｓｔｒｅｓｓ－ｉｎｄｕｃｅｄ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｉｎ　ｗｈｅａｔ　ｏｆ　ｔｈｅ　Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ｔｈａｌｉａｎａ
ＤＲＥＢ１Ａｇｅｎｅ　ｄｅｌａｙｓ　ｗａｔｅｒ　ｓｔｒｅｓｓ　ｓｙｍｐｔｏｍｓ　ｕｎｄｅｒ　ｇｒｅｅｎｈｏｕｓｅ　ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ［Ｊ］．Ｇｅｎｏｍｅ，２００４，４７（３）：４９３－５００．
１２　Ｂｅｎｅｄｉｃｔ　Ｃ，Ｓｋｉｎｎｅｒ　Ｊ　Ｓ，Ｍｅｎｇ　Ｒ，ｅｔ　ａｌ．Ｔｈｅ　ＣＢＦ１－ｄｅｐｅｎｄｅｎｔ　ｌｏｗ　ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ　ｓｉｇｎａｌｉｎｇ　ｐａｔｈｗａｙ，ｒｅｇｕｌｏｎ　ａｎｄ　ｉｎ－
ｃｒｅａｓｅ　ｉｎ　ｆｒｅｅｚｅ　ｔｏｌｅｒａｎｃｅ　ａｒｅ　ｃｏｎｓｅｒｖｅ　ｉｎ　Ｐｏｐｕｌｕｓ　ｓｐｐ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ　Ｃｅｌ　ａｎｄ　Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ，２００６，２９（７）：１　２５９－１　２７２．
１３　Ｋａｒａｂａ　Ａ，Ｄｉｘｉｔ　Ｓ，Ｇｒｅｃｏ　Ｒ，ｅｔ　ａｌ．Ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ　ｏｆ　ｗａｔｅｒ　ｕｓｅ　ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ　ｉｎ　ｒｉｃｅ　ｂｙ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｏｆ　ＨＡＲＤＹ，ａｎ　Ａｒａｂｉ－
ｄｏｐｓｉｓ　ｄｒｏｕｇｈｔ　ａｎｄ　ｓａｌｔ　ｔｏｌｅｒａｎｃｅ　ｇｅｎｅ［Ｊ］．Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ　ｏｆ　ｔｈｅ　Ｎａｔｉｏｎａｌ　Ａｃａｄｅｍｙ　ｏｆ　Ｓｃｉｅｎｃｅｓ，２００７，１０４（３９）：１５　２７０－
１５　２７５．
１４　Ｊｏｆｕｋｕ　Ｋ　Ｄ，ｄｅｎ　Ｂｏｅｒ　Ｂ　Ｇ，Ｖａｎ　Ｍｏｎｔａｇｕ　Ｍ，ｅｔ　ａｌ．Ｃｏｎｔｒｏｌ　ｏｆ　Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ｆｌｏｗｅｒ　ａｎｄ　ｓｅｅｄ　ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ　ｂｙ　ｔｈｅ　ｈｏ－
ｍｅｏｔｉｃ　ｇｅｎｅ　ＡＰＥＴＡＬＡ２［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ　Ｃｅｌ，１９９４，（６）：１　２１１－１　２２５．
１５　Ｌｉｕ　Ｙ，Ｚｈａｏ　Ｔ　Ｊ，Ｌｉｕ　Ｊ　Ｍ，ｅｔ　ａｌ．Ｔｈｅ　ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ　Ａｌａ３７ｉｎ　ｔｈｅ　ＥＲＦ／ＡＰ２ｄｏｍａｉｎ　ｉｓ　ｅｓｓｅｎｔｉａｌ　ｆｏｒ　ｂｉｎｄｉｎｇ　ｗｉｔｈ　ｔｈｅ　ＤＲＥ
ｅｌｅｍｅｎｔ　ａｎｄ　ｔｈｅ　ＧＣＣ　ｂｏｘ［Ｊ］．ＦＥＢＳ　Ｌｅｔｔｅｒｓ，２００６，５８０（５）：１　３０３－１　３０８．
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２０　Ｍｕｒｒａｙ　Ｍ　Ｇ，Ｔｈｏｍｐｓｏｎ　Ｗ　Ｆ．Ｒａｐｉｄ　ｉｓｏｌａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｈｉｇｈ　ｗｅｉｇｈｔ　ｐｌａｎｔ　ＤＮＡ［Ｊ］．Ｎｕｃｌｅｉｃ　Ａｃｉｄｓ　Ｒｅｓｅａｒｃｈ，１９８０，８：
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２３　Ｗａｌａｃｅ　Ｊ　Ｓ，Ａｃｒｅｍａｎ　Ｍ　Ｃ，Ｓｕｌｉｖａｎ　Ｃ　Ａ．Ｔｈｅ　ｓｈａｒｉｎｇ　ｏｆ　ｗａｔｅｒ　ｂｅｔｗｅｅｎ　ｓｏｃｉｅｔｙ　ａｎｄ　ｅｃｏｓｙｓｔｅｍｓ：Ｆｒｏｍ　ｃｏｎｆｌｉｃｔ　ｔｏ
ｃａｔｃｈｍｅｎｔ－ｂａｓｅｄ　ｃｏ－ｍａｎａｇｅｍｅｎｔ［Ｊ］．Ｐｈｉｌｏｓｏｐｈｉｃａｌ　Ｔｒａｎｓａｃｔｉｏｎｓ　ｏｆ　ｔｈｅ　Ｒｏｙａｌ　Ｓｏｃｉｅｔｙ　ｏｆ　Ｌｏｎｄｏｎ，Ｓｅｒｉｅｓ　Ｂ，Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ
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２４　Ｊａｇｌｏ－Ｏｔｔｏｓｅｎ　Ｋ　Ｒ，Ｇｉｌｍｏｕｒ　Ｓ　Ｊ，Ｚａｒｋａ　Ｄ　Ｇ，ｅｔ　ａｌ．Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ＣＢＦ１ｏｖｅｒｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｉｎｄｕｃｅｓ　ＣＯＲ　ｇｅｎｅｓ　ａｎｄ　ｅｎ－
ｈａｎｃｅｓ　ｆｒｅｅｚｉｎｇ　ｔｏｌｅｒａｎｃｅ［Ｊ］．Ｓｃｉｅｎｃｅ，１９９８，２８０：１０４－１０６．
２５　Ｋａｓｕｇａ　Ｍ，Ｌｉｕ　Ｑ，Ｍｉｕｒａ　Ｓ，ｅｔ　ａｌ．Ｉｍｐｒｏｖｉｎｇ　ｐｌａｎｔ　ｄｒｏｕｇｈｔ，ｓａｌｔ，ａｎｄ　ｆｒｅｅｚｉｎｇ　ｔｏｌｅｒａｎｃｅ　ｂｙ　ｇｅｎｅ　ｔｒａｎｓｆｅｒ　ｏｆ　ａ　ｓｉｎｇｌｅ
ｓｔｒｅｓｓ－ｉｎｄｕｃｉｂｌｅ　ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ　ｆａｃｔｏｒ［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ　Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ，１９９９，１７：２８７－２９１．
２６　Ａｇａｒｗａｌ　Ｐ　Ｋ，Ａｇａｒｗａｌ　Ｐ，Ｒｅｄｄｙ　Ｍ　Ｋ，ｅｔ　ａｌ．Ｒｏｌｅ　ｏｆ　ＤＲＥＢ　ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ　ｆａｃｔｏｒｓ　ｉｎ　ａｂｉｏｔｉｃ　ａｎｄ　ｂｉｏｔｉｃ　ｓｔｒｅｓｓ　ｔｏｌｅｒａｎｃｅ
ｉｎ　ｐｌａｎｔｓ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ　Ｃｅｌ　Ｒｅｐｏｒｔｓ，２００６，２５（１２）：１　２６３－１　２７４．
２７　Ｇａｏ　Ｍ　Ｊ，Ａｌａｒｄ　Ｇ，Ｂｙａｓｓ　Ｌ，ｅｔ　ａｌ．Ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ　ａｎｄ　ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｆｏｕｒ　ＣＢＦ　ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ　ｆａｃｔｏｒｓ　ｆｒｏｍ　Ｂｒａｓｓｉｃａ
ｎａｐｕｓ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ　Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ　Ｂｉｏｌｏｇｙ，２００２，４９（５）：４５９－４７１．
２８　Ｚｈａｏ　Ｔ　Ｊ，Ｓｕｎ　Ｓ，Ｌｉｕ　Ｙ，ｅｔ　ａｌ．Ｒｅｇｕｌａｔｉｎｇ　ｔｈｅ　ｄｒｏｕｇｈｔ－ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ　ｅｌｅｍｅｎｔ－ｍｅｄｉａｔｅｄ　ｓｉｇｎａｌｉｎｇ　ｐａｔｈｗａｙ　ｂｙ　ｓｙｎｅｒｇｉｃ
ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ　ｏｆ　ｔｒａｎｓ－ａｃｔｉｖｅ　ａｎｄ　ｔｒａｎｓ－ｉｎａｃｔｉｖｅ　ＤＲＥ　ｂｉｎｄｉｎｇ　ｆａｃｔｏｒｓ　ｉｎ　Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｎａｐｕｓ［Ｊ］．Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ　Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，２００６，
２８１：１０　７５２－１０　７５９．
２９　Ｚｈａｏ　Ｔ　Ｊ，Ｌｉｕ　Ｙ，Ｙａｎ　Ｙ　Ｂ，ｅｔ　ａｌ．Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｔｈｅ　ａｍｉｎｏ　ａｃｉｄｓ　ｃｒｕｃｉａｌ　ｆｏｒ　ｔｈｅ　ａｃｔｉｖｉｔｉｅｓ　ｏｆ　ｄｒｏｕｇｈｔ　ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ　ｅｌｅ－
ｍｅｎｔ　ｂｉｎｄｉｎｇ　ｆａｃｔｏｒｓ　ｏｆ　Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｎａｐｕｓ［Ｊ］．ＦＥＢＳ　Ｌｅｔｔｅｒｓ，２００７，５８１：３　０４４－３　０５０．
·０７· 　南 开 大 学 学 报 （自然科学版） 第４７卷
Ｃｌｏｎｉｎｇ　ａｎｄ　Ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃ　Ａｎａｌｙｓｉｓ　ｏｆ　ＨＲＤ
Ｇｅｎｅ　ｉｎ　Ｓｏｍｅ　Ｖｅｇｅｔａｂｌｅｓ　ｏｆ　Ｃｒｕｃｉｆｅｒａｅ
Ｈａｎ　Ｃｈｕｎｌｅ，　Ｗａｎｇ　Ｚｈｉｈａｎｇ，　Ｗａｎｇ　Ｊｉｎｇｑｉａｎｇ，　Ｌｉｕ　Ｃｈｉ，
Ｗａｎｇ　Ｂｉｎ，　Ｄｉｎｇ　Ｎｉｎｇ，　Ｃｈｅｎ　Ｃｈｅｎｇｂｉｎ
（Ｃｏｌｌｅｇｅ　ｏｆ　Ｌｉｆｅ　Ｓｃｉｅｎｃｅｓ，Ｎａｎｋａｉ　Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｔｉａｎｊｉｎ３０００７１，Ｃｈｉｎａ）
　　Ａｂｓｔｒａｃｔ：Ｂａｓｅｄ　ｏｎ　ｔｈｅ　ＨＲＤｇｅｎｅ　ｓｅｑｕｅｎｃｅ　ｏｆ　Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ｔｈａｌｉａｎａ　ｉｎ　ｔｈｅ　ＮＣＢＩ，ｔｈｅ
ｔｗｅｌｖｅ　ｎｕｃｌｅｉｃ　ａｃｉｄ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ　ｆｒｏｍ　ｔｈｅ　ｖｅｇｅｔａｂｌｅｓ　ｏｆ　ｃｒｕｃｉｆｅｒａｅ　ｗｅｒｅ　ｉｓｏｌａｔｅｄ　ｕｓｉｎｇ　ｔｈｅ　ｍｅｔｈｏｄ
ｏｆ　ｃｌｏｎｅ　ｏｆ　ｈｏｍｏｌｏｇｏｕｓ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ．Ｔｏ　ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅ　ｔｈｅ　ｈｏｍｏｌｏｇｙ　ｂｅｔｗｅｅｎ　ｔｈｅ　ｃｌｏｎｅｄ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ
ｏｆ　ｃｒｕｃｉｆｅｒａｅ　ａｎｄ　ｔｈｅ　ＨＲＤｇｅｎｅ　ｏｆ　Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ，ｔｈｅ　ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃ　ａｎａｌｙｓｉｓ　ｗａｓ　ｃｏｎｄｕｃｔｅｄ．
Ｔｈｅｎ，ｔｈｅ　ｓｉｍｉｌａｒｉｔｙ　ｏｆ　ｔｈｅｓｅ　ＤＮＡ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ　ａｎｄ　ｄｅｄｕｃｅｄ　ａｍｉｎｏ　ａｃｉｄ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ，ｈｙｄｒｏｐｈｏｂｉｃｔｙ
ａｎｄ　ｈｙｄｒｏｐｈｉｌｉｃｉｔｙ，ｓｅｃｏｎｄａｒｙ　ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ，ｆｕｎｃｔｉｏｎ　ｄｏｍａｉｎ，ｔｈｒｅｅ－ｄｉｍｅｎｓｉｏｎ　ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ，ａｎｄ　ｐｈｙ－
ｌｏｇｅｎｅｔｉｃ　ｔｒｅｅ，ｗｅｒｅ　ｐｒｅｄｉｃｔｅｄ　ａｎｄ　ｗｅｌ　ａｎａｌｙｚｅｄ．Ｔｈｅ　ｒｅｓｕｌｔｓ　ｉｎｄｉｃａｔｅｄ　ｔｈａｔ　ｓｅｖｅｒａｌ　ａｂｏｕｔ　５５５
ｂｐ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ　ｗｈｏｓｅ　ｌｅｎｇｔｈ　ｗａｓ　ｃｏｎｓｉｓｔｅｎｔ　ｗｉｔｈ　ｔｈｅ　Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ＨＲＤｇｅｎｅ　ｗｅｒｅ　ｏｂｔａｉｎｅｄ　ｂｙ
ＰＣＲ　ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ．Ｈｏｍｏｌｏｇｏｕｓ　ｓｅｑｕｅｎｃｅ　ａｌｉｇｎｍｅｎｔ　ｉｎｄｉｃａｔｅｄ　ｔｈａｔ　ｔｈｅ　ｓｉｍｉｌａｒｉｔｉｅｓ　ａｍｏｎｇ　ｔｈｅ
ｇｅｎｅｓ　ａｔ　ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ　ａｎｄ　ａｍｉｎｏ　ａｃｉｄ　ｌｅｖｅｌｓ　ｗｅｒｅ　ｏｖｅｒ　９３．１４％ａｎｄ　８９．７４％．Ｈｙｄｒｏｐｈｏｂｉｃ　ａｎｄ　ｈｙ－
ｄｒｏｐｈｉｌｉｃ　ａｎａｌｙｓｉｓ　ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ　ｔｈａｔ　ｔｈｅｙ　ｗｅｒｅ　ｈｙｄｒｏｐｈｉｌｉｃ　ｐｒｏｔｅｉｎｓ；ＡＰ２ｄｏｍａｉｎ　ｗａｓ　ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ
ｉｎ　ｔｈｅ　ｄｅｄｕｃｅｄ　ａｍｉｎｏ　ａｃｉｄ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ　ｂｅｌｏｎｇｉｎｇ　ｔｏ　ＡＰ２／ＥＲＦ－ｌｉｋｅ　ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ　ｆａｃｔｏｒ；Ｐｈｙｌｏｇｅ－
ｎｅｔｉｃ　ｔｒｅｅ　ｉｎｄｉｃａｔｅｄ　ｔｈｅｙ　ｈａｄ　ａ　ｈｉｇｈ　ｈｏｍｏｌｏｇｙ，ｗｈｉｃｈ　ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ　ｔｈａｔ　ｔｈｅ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ　ｗｅ　ｈａｄ
ｃｌｏｎｅｄ　ａｎｄ　ｔｈｅ　ｇｅｎｅ　ｏｆ　ＨＲＤｆｒｏｍＡｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ｗｅｒｅ　ｅｖｏｌｖｅｄ　ｆｒｏｍ　ｔｈｅ　ｓａｍｅ　ｇｅｎｅ　ｔｈａｔ　ｉｓ　ａ　ｃｏｎ－
ｓｅｒｖｅｄ　ｇｅｎｅ　ｏｆ　Ｃｒｕｃｉｆｅｒｏｕｓ　ｐｌａｎｔｓ．
Ｋｅｙ　ｗｏｒｄｓ：ｃｒｕｃｉｆｅｒａｅ；ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ　ｆａｃｔｏｒ；ＨＲＤｇｅｎｅ；ＡＰ２／ＥＲＦ；ａｂｉｏｔｉｃ　ｓｔｒｅｓｓ
·１７·　第１期 韩春乐等：十字花科部分蔬菜ＨＲＤ基因的克隆与生物信息学分析