全 文 ：第３７卷 第６期 西 南 师 范 大 学 学 报 （自然科学版） ２０１２年６月
Ｖｏｌ．３７ Ｎｏ．６ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｓｏｕｔｈｗｅｓｔ Ｃｈｉｎａ Ｎｏｒｍａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ（Ｎａｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｅｄｉｔｉｏｎ） Ｊｕｎ．２０１２
文章编号：１０００－５４７１（２０１２）０６－０１０９－０７
南川百合组织培养与快繁技术体系研究
①
赵 静， 帅明蓉， 赵玉飞， 李先源， 李名扬
西南大学 园艺园林学院，重庆４００７１６
摘要：为加快南川百合的繁殖速度，对南川百合进行离体组织培养研究，结果表明：南川百合外植体的诱导率从
大到小依次为：鳞片，花丝，子房，茎段，叶片．用鳞片作为外植体时，下部的诱导率最高，中部次之，上部最
差．鳞片诱导丛生苗的最佳培养基为 ＭＳ＋６－ＢＡ １．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．５ｍｇ／Ｌ；用花丝和子房作为外植体时，诱
导丛生苗的最佳培养基为 ＭＳ＋６－ＢＡ ０．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．５ｍｇ／Ｌ；用再生苗的叶片作为外植体时，诱导丛生苗
的最佳培养基为 ＭＳ＋６－ＢＡ １．０ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．５ｍｇ／Ｌ；用再生苗的茎段作为外植体时，诱导丛生苗的最佳培
养基为ＭＳ＋６－ＢＡ １．５ｍｇ／Ｌ＋ ＮＡＡ １．０ｍｇ／Ｌ．用于不定芽增殖的最佳培养基为ＭＳ＋６－ＢＡ １．０ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ
０．０５ｍｇ／Ｌ．无根苗生根的最佳培养基为１／２ＭＳ＋ＮＡＡ ０．５ｍｇ／Ｌ，生根率可达到８６．７％，移栽后成活率很高．
关 键 词：南川百合；外植体；组织培养
中图分类号：Ｓ６８２．２＋６５ 文献标志码：Ａ
南川百合（Ｌｉｌｉｕｍ ｒｏｓｔｈｏｒｎｉｉ Ｄｉｅｌｓ）为百合科百合属多年生草本植物，是百合科生物多样性的重要资
源，亦是园艺上重要的育种材料［１］．近年来，人类活动已使南川百合种群成为空间隔离下的小种群，恶劣
环境等因子很易导致这些小种群走向灭绝，加剧其濒危程度［２］．再加上南川百合的野生资源大量被采挖和
破坏，现存资源已十分有限，甚至在有些区域已消失，急需进行人工保护和发展，否则将面临着灭绝的境
地．但是，南川百合种子大量败育，人工种植难度相对较低，而鳞茎的繁殖数量非常有限，这就大大阻碍了
南川百合的繁殖发展［３－４］．
传统的百合繁殖方法主要采用常规分球、分珠芽、鳞片扦插、鳞片包埋等，采用这些方法繁殖系数小，
特别是经多代繁殖以后，常造成种性退化，甚至病毒积累，影响百合的产量和质量．利用组织培养技术，能
够迅速去除病毒和更新品种，加快百合的繁殖速度，缩短百合的生育周期．组织培养中的胚培养、花药培
养等技术还可以克服百合杂交育种中存在的基因库贫乏、种间杂交不亲和等局限性．目前，百合种球苗的
栽培技术已经比较成熟，而百合组培苗快速繁殖技术主要是对铁炮百合的研究［５］，有关南川百合组培的报
道很少，而且主要是采用鳞片作为外植体，所以，综合系统地研究南川百合组织培养技术其意义重大．
１ 材料与方法
１．１ 供试材料
野生的南川百合于２０１０年７月份采集于重庆酉阳，采集后种植于西南大学花卉研究所大棚备用．试验
材料为生长健壮无病虫害的植株的鳞茎、开花期的花蕾以及试验得到的再生苗的叶片和茎段．
１．２ 试验方法
１．２．１ 培养条件
试验选用的基本培养基均为 ＭＳ培养基，附加不同浓度的６－ＢＡ、ＮＡＡ和ＩＡＡ激素组合．生根培养
① 收稿日期：２０１２－０１－０２
作者简介：赵 静（１９８５－），女，山西运城人，硕士研究生，主要从事花卉种质资源与遗传育种研究．
通信作者：李先源，副教授．
DOI:10.13718/j.cnki.xsxb.2012.06.010
基为１／２ＭＳ培养基，附加不同浓度的ＮＡＡ和ＩＡＡ．培养基均附加蔗糖３０ｇ／Ｌ，琼脂７ｇ／Ｌ，ｐＨ为５．６～
５．８．所有培养基均在１２１℃饱和蒸汽压下灭菌．
接种后置于光照强度１ ５００～２ ０００Ｌｘ，光照时间１０～１２ｈ／ｄ，温度为（２５±２）℃的光照培养室内
培养．
１．２．２ 外植体的消毒和培养
１．２．２．１ 鳞片的消毒和培养
取南川百合生长健壮、无病虫害的鳞茎，去掉最外面一层腐烂、褐化的鳞片，将根系切除，然后将鳞片
剥下，放入洗衣粉溶液中浸泡１５～２０ｍｉｎ，在自来水下冲洗２ｈ，置于超净工作台上进行灭菌．灭菌采用
７５％酒精浸泡７０ｓ后转入无菌水中清洗两遍，然后转入０．１％升汞溶液中浸泡１２ｍｉｎ，之后用无菌水清洗
５～６次，每次清洗时间２～３ｍｉｎ［６］．然后将灭菌后的鳞片放置在干净无菌的滤纸上吸干表面的水分备用．
灭菌过程中要不断晃动以便灭菌充分．每块鳞片按外、中、内层分别切成０．５ｃｍ×０．５ｃｍ的上、中、下３
部分，凹面朝上接种到不附加激素的 ＭＳ培养基上培养，１０ｄ后统计鳞片的污染率和死亡率．选取鳞茎中
层下部的鳞片作为外植体，接种在诱导培养基上培养，每瓶接种３块，每个处理１０瓶，重复３次，３５ｄ后统
计诱导率．诱导培养基的激素和浓度组合为６－ＢＡ（１．０，１．５，２．０ｍｇ／Ｌ）和ＮＡＡ（０．２，０．５，１．０ｍｇ／Ｌ）．
１．２．２．２ 花器官的消毒和培养
在开花期取无病虫害的含苞待放的花蕾，在洗衣粉水中漂洗１５ｍｉｎ后用清水冲洗３０ｍｉｎ，转入超净工
作台上用７５％酒精浸泡３０ｓ，然后用无菌水冲洗两遍，转入０．１％的升汞溶液中浸泡５ｍｉｎ，并不断摇动，
最后用无菌水冲洗５～６次，每次２～３ｍｉｎ．用干净无菌的滤纸吸干材料表面的水分．在超净工作台上用镊
子和刀把花蕾轻轻切开，取出里面的花丝和子房，花丝切成１．０～１．５ｃｍ长的小段、子房横切成两半分别接
种．每瓶接种３块，每个处理５瓶，重复３次．１０ｄ后统计污染率，３５ｄ后统计诱导率．培养基的激素和浓
度组合为６－ＢＡ（０．５，１．０，１．５ｍｇ／Ｌ）、ＮＡＡ（０．０，０．２，０．５ｍｇ／Ｌ）和ＩＡＡ（０．０，０．３，０．６ｍｇ／Ｌ）．
１．２．２．３ 无菌苗叶片和茎段的培养
取南川百合再生无菌苗的叶片和茎段，在超净工作台上将叶片和茎段分别切成１．０～１．５ｃｍ的小段，
接种于附加不同激素浓度的培养基上培养．每瓶接种３块，每个处理１０瓶，重复３次．３５ｄ后统计诱导率．
用于叶片培养的培养基激素和浓度组合为６－ＢＡ（１．０，１．５，２．０ｍｇ／Ｌ）和ＮＡＡ（０．２，０．５，１．０ｍｇ／Ｌ）；用于
茎段培养的培养基激素和浓度组合为６－ＢＡ（０．５，１．０，１．５ｍｇ／Ｌ）和ＮＡＡ（０．０，１．０，１．５ｍｇ／Ｌ）．
１．２．３ 不定芽的增殖培养
待初代培养的丛生芽长至２～３ｃｍ高时，将丛生芽切分成单芽接种于增殖培养基上，每瓶接种３个芽，
每个处理接种１０瓶，重复３次．３０ｄ后统计芽的增殖率．增殖培养的培养基激素和浓度组合为６－ＢＡ
（０．５，１．０，１．５ｍｇ／Ｌ）和ＮＡＡ（０．０２，０．０５，０．１０ｍｇ／Ｌ）．
１．２．４ 无根苗的生根培养
待无根苗抽叶长至３～５ｃｍ高时，将无菌苗切下接入生根培养基中，促其生根．每瓶接种３株，每个处
理５瓶，重复３次．１５ｄ后统计生根率及根系生长状况．生根培养基激素浓度为ＮＡＡ（０．２，０．５，０．８ｍｇ／Ｌ）和
ＩＡＡ（０．２，０．５，０．８ｍｇ／Ｌ）．
１．２．５ 炼苗和移栽
待再生苗长出５～６条长度在１．０～２．０ｃｍ的根时，可以进行炼苗移栽．首先打开要移栽的苗瓶的封口
膜，在培养室中炼苗２ｄ，然后将其放在自然条件下两三天，使其适应外界的光照、温度和湿度等环境．之
后将小苗从瓶内取出，洗干净附着在根上的培养基，栽植于配置好的园土∶腐殖土∶珍珠岩＝２∶２∶１的
基质中，３０ｄ后统计成活率．
２ 结果与分析
２．１ 鳞片的诱导分化培养
不同鳞片的不同部位接种在 ＭＳ基本培养基上，有的褐化死亡或无变化，有的会由白色渐渐转变为绿
色．在接种１０ｄ后统计污染率和转绿情况，统计结果见表１．
０１１ 西南师范大学学报（自然科学版） ｈｔｔｐ：／／ｘｂｂｊｂ．ｓｗｕ．ｃｎ 第３７卷
表１ 鳞片不同部位的污染率和培养情况
鳞片部位
外植体数
／块
污染数
／块
标准差
／块
污染率
／％
转绿数
／块
培养情况
外层
上部 ２０ １７ １．１５ ８５．００ ３ 污染严重，转绿较少
中部 ２０ １４ １．０４ ７０．００ ５ 污染严重，转绿多
下部 ２０ １２ １．１０ ６０．００ ６ 污染较严重，转绿多
中层
上部 ２０ １１ １．１７ ５５．００ ３ 污染较严重，转绿较少
中部 ２０ ８ １．０３ ４０．００ ７ 污染不太严重，转绿较多
下部 ２０ ９ ０．９８ ４５．００ ９ 污染不严重，转绿较多
内层
上部 ２０ ８ １．０１ ４０．００ ０ 污染不太严重，无转绿
中部 ２０ ６ １．１３ ３０．００ １ 污染不严重，转绿较少
下部 ２０ ７ ０．９９ ３５．００ ２ 污染不太严重，转绿少
由表１可以看出：外层鳞片的污染率最严重，中层和内层鳞片的污染率不是很严重．鳞片的转绿以中
层最好，外层次之，内层最差．同一鳞片，转绿从多到少依次为：下部，中部，上部．只有转绿的外植体在
诱导培养基上才可以分化，未转绿的鳞片没有分化，最后逐渐死亡．可见，用于鳞片培养的最佳部位是中
层鳞片的下部和中部，其次为外层的下部．
接种在诱导培养基上的鳞片，在培养１０ｄ左右，鳞片由白色渐渐转变为绿色，边缘形成淡绿色的小突
起且转化成芽，继续培养，在３０ｄ后芽长成叶片，下部膨大成小鳞茎，部分还会有不定根的分化．在培养
３５ｄ时统计诱导率．统计结果见表２．
表２ 不同激素配比对鳞片分化的诱导
处理
激素配比（ｍｇ／Ｌ）
６－ＢＡ ＮＡＡ
外植体数
／块
平均出芽数
／块
标准差
／块
平均诱导率
／％
芽苗生长状况
Ｌ１ １．０ ０．２ ３０ １６．９ ０．７２ ５６．３３ 芽粗细中等，叶浅绿
Ｌ２ １．０ ０．５ ３０ １７．６ ０．６９ ５８．６７ 芽粗细中等，叶色绿
Ｌ３ １．０ １．０ ３０ １６．１ ０．６２ ５３．６７ 芽较壮，叶绿
Ｌ４ １．５ ０．２ ３０ ２３．８ ０．６５ ７９．３３ 芽健壮，叶色浓绿
Ｌ５ １．５ ０．５ ３０ ２４．７ ０．７１ ８２．３３ 芽健壮，叶色浓绿
Ｌ６ １．５ １．０ ３０ ２２．７ ０．６８ ７５．６７ 芽健壮，叶色绿
Ｌ７ ２．０ ０．２ ３０ １９．７ ０．６５ ６５．６７ 芽细弱，叶色发黄
Ｌ８ ２．０ ０．５ ３０ ２０．９ ０．６３ ６９．６７ 芽细弱，叶扭曲发黄
Ｌ９ ２．０ １．０ ３０ １８．３ ０．６９ ６１．００ 芽畸形，叶色发黄
由表２可以看出：６－ＢＡ对鳞片的诱导分化起到决定性作用．当ＮＡＡ浓度不变时，随着６－ＢＡ浓度
的变化鳞片的诱导率变动比较明显，当６－ＢＡ浓度小于１．５ｍｇ／Ｌ时，随着６－ＢＡ浓度的加大诱导率也提
高，但超过１．５ｍｇ／Ｌ时反而会有所下降．当６－ＢＡ浓度不变时，随着ＮＡＡ浓度的变化鳞片诱导率变化
较小．通过表２的数据可以看出，在６－ＢＡ的浓度为１．５ｍｇ／Ｌ，ＮＡＡ的浓度为０．５ｍｇ／Ｌ（处理Ｌ５）时鳞
片的诱导率最高，而且在此处理下分化的小芽生长也比较均匀健壮，所以选择此培养基作为鳞片诱导分化
的最佳培养基．
２．２ 花器官的诱导分化培养
花丝和子房在培养基上接种一周左右，在切口处可看到有膨胀突起，之后继续培养１５ｄ左右，突起处
分化出丛生芽．在接种后１０ｄ统计污染率，３５ｄ统计诱导率，统计结果如表３所示．
由表３可以看出：用花丝和子房作外植体时污染率都比较低，尤其是子房．相同培养基诱导花丝和子
房芽分化的效果基本相同，当６－ＢＡ和 ＮＡＡ或者ＩＡＡ浓度相等或者比较接近时，诱导率较高（处理
Ｈ３）．在６－ＢＡ浓度不变时，单独 ＮＡＡ对外植体的诱导要比单独ＩＡＡ和两者组合的效果好．在保持
ＮＡＡ和ＩＡＡ不变的情况下，６－ＢＡ浓度为０．５ｍｇ／Ｌ和１．０ｍｇ／Ｌ时诱导效果差异不大，但均高于浓度为
６－ＢＡ １．５ｍｇ／Ｌ的诱导效果．综合考虑各因素，选择 ＭＳ＋６－ＢＡ ０．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ０．５ｍｇ／Ｌ为诱导花
丝和子房分化的最佳培养基．
１１１第６期 赵 静，等：南川百合组织培养与快繁技术体系研究
表３ 不同激素配比对花器官分化的诱导
处理
激素配比（ｍｇ／Ｌ）
６－ＢＡ ＮＡＡ ＩＡＡ
外植体
数／块
污染数／块
花丝 子房
污染率／％
花丝 子房
出芽均数／块
花丝 子房
诱导率／％
花丝 子房
Ｈ１ ０．５ ０．０ ０．６ １５ ６ ３ ４０．０ ２０．０ １１．３ １０．３ ７５．３ ６８．７
Ｈ２ ０．５ ０．２ ０．３ １５ ５ ０ ３３．３ ０．０ １１．５ １０．８ ７６．７ ７２．０
Ｈ３ ０．５ ０．５ ０．０ １５ ５ ２ ３３．３ １３．３ １１．７ １１．１ ７８．０ ７４．０
Ｈ４ １．０ ０．０ ０．６ １５ ４ １ ２６．７ ６．７ １０．１ ９．７ ６７．３ ６４．７
Ｈ５ １．０ ０．２ ０．３ １５ ６ ３ ４０．０ ２０．０ １０．５ １０．２ ７０．０ ６８．０
Ｈ６ １．０ ０．５ ０．０ １５ ５ ２ ３３．３ １３．３ １０．７ １０．５ ７１．３ ７０．０
Ｈ７ １．５ ０．０ ０．６ １５ ６ １ ４０．０ ６．７ ９．０ ８．７ ６０．０ ５８．０
Ｈ８ １．５ ０．２ ０．３ １５ ４ ２ ２６．７ １３．３ ９．３ ９．１ ６２．０ ６０．７
Ｈ９ １．５ ０．５ ０．０ １５ ４ ０ ２６．７ ０．０ ９．７ ９．５ ６４．７ ６３．３
２．３ 再生苗叶片和茎段的诱导分化培养
再生苗的叶片接种在诱导培养基上，经过一周左右的培养，可观察到叶片卷曲，切口处膨大，继续培
养１０ｄ左右，在切口的突起膨大处形成丛生芽．培养３５ｄ后统计诱导率，统计结果如表４．
表４ 不同激素配比对再生苗叶片分化的诱导
处 理
激素配比（ｍｇ／Ｌ）
６－ＢＡ ＮＡＡ
外植体数
／块
平均出芽数
／块
标准差
／块
平均诱导率
／％
Ｙ１ １．０ ０．２ ３０ ２０．９ ０．５５ ６９．６７
Ｙ２ １．０ ０．５ ３０ ２２．４ ０．５３ ７４．６７
Ｙ３ １．０ １．０ ３０ ２１．５ ０．５６ ７１．６７
Ｙ４ １．５ ０．２ ３０ １９．８ ０．５１ ６６．００
Ｙ５ １．５ ０．５ ３０ ２２．３ ０．５０ ７４．３３
Ｙ６ １．５ １．０ ３０ ２１．２ ０．４９ ７０．６７
Ｙ７ ２．０ ０．２ ３０ １６．４ ０．５３ ５４．６７
Ｙ８ ２．０ ０．５ ３０ １８．６ ０．５４ ６２．００
Ｙ９ ２．０ １．０ ３０ １７．７ ０．５１ ５９．００
由表４可以看出：在６－ＢＡ浓度不变的情况下，ＮＡＡ的浓度在０．２～０．５ｍｇ／Ｌ范围时，诱导率随
ＮＡＡ浓度的升高而提高，当ＮＡＡ浓度超过０．５ｍｇ／Ｌ时，反而会下降．在ＮＡＡ浓度不变时，６－ＢＡ浓度
在１．０～１．５ｍｇ／Ｌ时对诱导率的影响波动不大，但超过１．５ｍｇ／Ｌ时会有所下降．因为６－ＢＡ浓度为１．０
ｍｇ／Ｌ时芽苗的生长状况要比浓度为１．５ｍｇ／Ｌ时的均匀健壮，所以，选择 ＭＳ＋６－ＢＡ １．０ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ
０．５ｍｇ／Ｌ为再生苗叶片诱导分化的最佳培养基，ＭＳ＋６－ＢＡ １．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．５ｍｇ／Ｌ次之．
再生苗的幼嫩茎段接种在诱导培养基上，经过１０ｄ左右的培养，茎段顶端切口处膨大，继续培养２０ｄ
左右，顶端膨大处可以直接长出丛生芽，形成小鳞茎．培养３５ｄ时，统计诱导率，统计结果如表５．
表５ 不同激素配比对再生苗茎段分化的诱导
处 理
激素配比（ｍｇ／Ｌ）
６－ＢＡ ＮＡＡ
外植体数
／块
平均出芽数
／块
标准差
／块
平均诱导率
／％
Ｊ１ ０．５ ０．０ ３０ １７．８ ０．９９ ５９．３３
Ｊ２ ０．５ １．０ ３０ ２０．６ １．０３ ６８．６７
Ｊ３ ０．５ １．５ ３０ １８．７ １．０１ ６２．３３
Ｊ４ １．０ ０．０ ３０ １９．３ ０．９７ ６４．３３
Ｊ５ １．０ １．０ ３０ ２２．４ ０．９５ ７４．６７
Ｊ６ １．０ １．５ ３０ ２１．７ １．０１ ７２．３３
Ｊ７ １．５ ０．０ ３０ １８．９ １．０４ ６３．００
Ｊ８ １．５ １．０ ３０ ２２．７ ０．９６ ７５．６７
Ｊ９ １．５ １．５ ３０ ２０．５ ０．９４ ６８．３３
由表５可以看出：６－ＢＡ浓度不变的情况下，ＮＡＡ的浓度在０．０～１．０ｍｇ／Ｌ范围时，诱导率随ＮＡＡ
浓度的升高而提高，当ＮＡＡ浓度超过１．０ｍｇ／Ｌ时，反而会下降．在ＮＡＡ浓度不变时，６－ＢＡ浓度在小
２１１ 西南师范大学学报（自然科学版） ｈｔｔｐ：／／ｘｂｂｊｂ．ｓｗｕ．ｃｎ 第３７卷
于１．０ｍｇ／Ｌ时，诱导率随浓度的升高而提高；而在１．０～１．５ｍｇ／Ｌ时对诱导率的影响波动不大，但超过
１．５ｍｇ／Ｌ时会有所下降．因为６－ＢＡ浓度为１．５ｍｇ／Ｌ时芽苗的生长状况要比浓度为１．０ｍｇ／Ｌ时的均匀
健壮，所以，选择 ＭＳ＋６－ＢＡ １．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ １．０ｍｇ／Ｌ为再生苗茎段诱导分化的最佳培养基，ＭＳ＋
６－ＢＡ １．０ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ １．０ｍｇ／Ｌ次之．
２．４ 不定芽的增殖培养
初代培养得到的单芽接种在继代增殖培养基上会继续生长增殖．在继代培养３０ｄ后统计增殖率，统计
结果如表６所示．
表６ 不同激素配比对单芽增殖的影响
处理
激素配比（ｍｇ／Ｌ）
６－ＢＡ ＮＡＡ
接种单芽数
／个
培养后芽苗
数／个
增殖
系数
芽苗生长状况
Ｚ１ ０．５ ０．０２ ３０ ７５ ２．５ 苗较高细弱，有粗壮根生成
Ｚ２ ０．５ ０．０５ ３０ ８１ ２．７ 苗高均匀，有根生成
Ｚ３ ０．５ ０．１０ ３０ ５４ １．８ 苗高中等，有根生成
Ｚ４ １．０ ０．０２ ３０ ８１ ２．７ 苗较高，有根生成，球茎有膨大
Ｚ５ １．０ ０．０５ ３０ ９３ ３．１ 苗高均匀，根少，球茎膨大明显
Ｚ６ １．０ ０．１０ ３０ ６６ ２．２ 苗高中等，根少，球茎有膨大
Ｚ７ １．５ ０．０２ ３０ ６０ ２．０ 苗较高细弱，根少，球茎膨大
Ｚ８ １．５ ０．０５ ３０ ７２ ２．４ 苗高不齐，芽苗发黄，有根生成
Ｚ９ １．５ ０．１０ ３０ ５７ １．９ 苗高不齐，细弱，有根生成
由表６可以看出：高浓度的６－ＢＡ和低浓度的ＮＡＡ组合有利于不定芽的增殖，芽增殖系数会随着６
－ＢＡ浓度的升高而提高，但当６－ＢＡ浓度提高到１．５ｍｇ／Ｌ时，反而会有下降趋势．过高浓度的６－ＢＡ
不但不能提高增殖系数，反而对芽苗的生长不利，大多数试管苗叶片发黄，细弱．在６－ＢＡ浓度不变的情
况下，ＮＡＡ在０．０２～０．０５ｍｇ／Ｌ的范围内，不定芽的增殖系数会随着 ＮＡＡ浓度的升高而提高，但当
ＮＡＡ的浓度大于０．０５ｍｇ／Ｌ时，反而会有所下降．过高浓度的ＮＡＡ会使不定芽的增殖速度减慢，但是会
更有利于根的生成．因此，用于南川百合不定芽增殖的最佳培养基为 ＭＳ＋６－ＢＡ １．０ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．０５ｍｇ／
Ｌ，在此培养基上不仅不定芽的增殖速度快，小鳞茎也有所增大，这为生根阶段的壮苗打下了良好的基础．
２．５ 无根苗的生根培养及移栽
无根苗在生根培养基上培养１５ｄ后和移栽３０ｄ后统计的结果如表７所示．由表７可以看出：ＮＡＡ和
ＩＡＡ在同等浓度下对根的诱导率相差不大，但是ＮＡＡ诱导出的生根苗的根粗短，根毛多，根系发达，移
栽后成活率也远远高于ＩＡＡ诱导的生根苗．ＮＡＡ和ＩＡＡ对根的诱导率都在０．２～０．５ｍｇ／Ｌ时随浓度的
递增而提高，但浓度达到０．８ｍｇ／Ｌ时反而会下降很多．综合考虑各因素，选择１／２ＭＳ＋ＮＡＡ ０．５ｍｇ／Ｌ
作为诱导无根苗生根的最佳培养基．
表７ 不同激素及浓度对无根苗生根的影响
处理
激素（ｍｇ／Ｌ）
ＮＡＡ ＩＡＡ
接种苗
／株
生根苗
／株
生根率
／％
平均根长
／ｃｍ
根系生长状况
移栽成
活率／％
Ｓ１ ０．２ ０．０ １５ １２ ８０．０ １．４７ 根粗壮较发达，根毛多 ９１．７
Ｓ２ ０．５ ０．０ １５ １３ ８６．７ １．５４ 根粗壮发达，根毛较多 ９２．３
Ｓ３ ０．８ ０．０ １５ １０ ６６．７ １．４３ 根粗壮发达，根毛多 ９０．０
Ｓ４ ０．０ ０．２ １５ １１ ７３．３ １．９８ 根细长不发达，根毛较少 ７２．７
Ｓ５ ０．０ ０．５ １５ １２ ８０．０ ２．０３ 根细长较发达，根毛少 ７５．５
Ｓ６ ０．０ ０．８ １５ ９ ６０．０ １．７６ 根细长不发达，根毛极少 ６６．７
３ 讨 论
用组织培养的方法对南川百合进行快速繁殖建立再生体系，外植体的来源很广泛．在所选外植体中，
诱导分化的能力由强到弱依次为：鳞片、花丝、子房、茎段、叶片，这与罗凤霞等人研究的新铁炮百合基本
一致［６］．在用鳞片作为外植体时，污染率较高，鳞片的诱导能力由强到弱依次为：中层、内层、外层，这与
３１１第６期 赵 静，等：南川百合组织培养与快繁技术体系研究
郭海滨研究的卷丹百合、王刚研究的兰州百合有所不同，可能是品种特性和取材时间不同引起的差异［７－８］．
同一鳞片，诱导分化能力由强到弱依次为：下部、中部、上部，这与大多数学者的研究相一致．刘燕琴等采
用 ＭＳ＋ＮＡＡ ０．５ｍｇ／Ｌ＋ＧＡ ２．０ｍｇ／Ｌ＋６－ＢＡＮ ２．０ｍｇ／Ｌ的配方对南川百合鳞片进行组织培养，其平
均诱导率为６４．７％，低于本试验的８２．３％［２］．用花器官作为外植体，污染率较低，且可以缩短再生苗的生
育周期，提早开花［９］．花丝的诱导能力要比子房好，但是花丝易死亡．用再生苗的叶片和茎段作为外植体
时，不需消毒，操作简单，但是诱导率相对要低些，如何提高利用叶片和茎段等来源广泛的材料作为外植
体进行组培时的繁殖率有待于进一步的探讨研究．
在再生苗生根培养中，本试验选用两种激素进行对比研究，这与以往单一选用不同浓度梯度的ＩＡＡ或
者ＮＡＡ有所不同．研究结果表明，ＮＡＡ更有利于促进根的增粗，根毛的生长，得到的再生苗根系发达，
移栽后成活率很高．而ＩＡＡ诱导的再生苗相对来说根细弱，根毛少，移栽后成活率也远远低于ＮＡＡ所诱
导的．所以在对南川百合无根苗生根培养时选用适当浓度的ＮＡＡ要比ＩＡＡ的效果好．与本试验研究结果
不同，何林等研究表明１／２ＭＳ＋ＩＡＡ ０．２ｍｇ／Ｌ对东方百合Ｔｉｂｅｒ生根的诱导效果最佳［１０］．对再生苗进行
移栽时，根不宜过长，否则会降低成活率，以根长１．５ｃｍ左右为最佳．这与袁芳亭等人研究的麝香百合叶
片离体培养稍有不同［１１］，但相差不大，可能与品种差异有关．
本试验的研究成功，为加快南川百合的繁殖速度，缩短其生育周期提供了更多途径，为南川百合繁殖
技术的规模化开发利用提供了理论依据．从而可以更有效地保存南川百合优良的种质和性状，保护百合科
生物的多样性．同时南川百合组织培养技术的成功，为优良品种快速繁殖、品种脱毒复壮、新品种培育以
及种质资源保存等方面奠定了基础．
参考文献：
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［２］ 刘燕琴，胡开治，肖 波，等．南川百合组织培养研究 ［Ｊ］．中国现代中药，２００６，８（９）：３２－３３．
［３］ 王瑞波，张燕平，胡世俊，等．两种百合种群空间分布格局对高温干旱气候的响应 ［Ｊ］．林业科学研究，２００９，２２（２）：
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［４］ 林茂祥，刘正宇，任明波，等．金佛山野生百合属植物资源及开发利用 ［Ｊ］．中国农学通报，２００９，２５（１４）：２０１－２０３．
［５］ 陈香秀．百合的研究进展 ［Ｊ］．福建热作科技，２０１０，３５（２）：４５－４８．
［６］ 罗凤霞，徐桂华，金丽丽，等．新铁炮百合微繁的研究 ［Ｊ］．沈阳农业大学学报，２０００，３１（３）：２５４－２５７．
［７］ 郭海滨，雷家军．卷丹百合鳞片及珠芽组织培养研究 ［Ｊ］．农业生物技术科学，２００６，２２（２）：７２－７４．
［８］ 王 刚，杜 捷，李桂英，等．兰州百合和野百合组织培养及快速繁殖研究 ［Ｊ］．西北师范大学学报，２００２，３８（１）：６９－７１．
［９］ 赵祥云，王树栋，陈新露，等．百合 ［Ｍ］．北京：中国农业出版社，２０００．
［１０］何 林，张 洁，郭启高，等．东方百合Ｔｉｂｅｒ多倍体诱导及其快繁研究 ［Ｊ］．西南农业大学学报：自然科学版，２００６，
２８（６）：９４５－９４９．
［１１］袁芳亭，陈龙清．麝香百合的叶片离体培养及植株再生 ［Ｊ］．湖北农业科学，２００１（３）：５０－５１．
附图：
图１ 鳞片分化出丛生芽 图２ 子房分化出丛生芽
４１１ 西南师范大学学报（自然科学版） ｈｔｔｐ：／／ｘｂｂｊｂ．ｓｗｕ．ｃｎ 第３７卷
图３ 叶片分化出丛生芽 图４ 再生苗移栽定植
Ｔｉｓｓｕｅ Ｃｕｌｔｕｒｅ ｏｆ Ｌｉｌｉｕｍ ｒｏｓｔｈｏｒｎｉ Ｄｉｅｌｓ ａｎｄ
ａ Ｒａｐｉｄ Ｐｒｏｐａｇａｔｉｏｎ Ｓｙｓｔｅｍ ｆｏｒ Ｉｔ
ＺＨＡＯ Ｊｉｎｇ， ＳＨＵＡＩ Ｍｉｎｇ－ｒｏｎｇ，
ＺＨＡＯ Ｙｕ－ｆｅｉ， ＬＩ Ｘｉａｎ－ｙｕａｎ， ＬＩ Ｍｉｎｇ－ｙａｎｇ
Ｓｃｈｏｏｌ ｏｆ Ｈｏｒｔｉｃｕｌｔｕｒｅ ａｎｄ Ｌａｎｄｓｃａｐｅ Ａｒｃｈｉｔｅｃｔｕｒｅ，Ｓｏｕｔｈｗｅｓｔ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｃｈｏｎｇｑｉｎｇ ４００７１６，Ｃｈｉｎａ
Ａｂｓｔｒａｃｔ：Ｔｈｉｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｅｍｐｌｏｙｅｄ ｔｉｓｓｕｅ ｃｕｌｔｕｒｅ ｔｏ ａｃｃｅｌｅｒａｔｅ ｔｈｅ ｓｐｅｅｄ ｏｆ ｐｒｏｐａｇａｔｉｏｎ ｏｆ Ｌｉｌｉｕｍ ｒｏｓｔｈｏｒｎｉｉ
Ｄｉｅｌｓ ａｎｄ ｓｈｏｒｔｅｎ ｉｔｓ ｒｅｐｒｏｄｕｃｔｉｖｅ ｃｙｃｌｅ．Ｔｈｅ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｒａｔｅ ｏｆ Ｌ．ｒｏｓｔｈｏｒｎｉｉ ｅｘｐｌａｎｔｓ ａｐｐｅａｒｅｄ ｔｏ ｂｅ ｉｎ ｔｈｅ
ｏｒｄｅｒ ｏｆ ｓｃａｌｅ＞ｆｉｌｉｇｒｅｅ＞ｏｖａｒｙ＞ｓｔｅｍ ｓｅｇｍｅｎｔ＞ｌｅａｆ．Ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｓｃａｌｅｓ ａｓ ｔｈｅ ｅｘｐｌａｎｔｓ，ｔｈｅｉｒ ｌｏｗｅｒ ｐａｒｔ ｈａｄ
ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｒａｔｅ，ｆｏｌｏｗｅｄ ｉｎ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｂｙ ｔｈｅ ｍｉｄｄｌｅ ｐａｒｔ ａｎｄ ｔｈｅ ｕｐｐｅｒ ｐａｒｔ．Ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ
ｍｅｄｉｕｍ ｆｏｒ ｃｌｕｓｔｅｒｅｄ ｓｈｏｏｔｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｃａｌｅｓ ｗａｓ ＭＳ＋６－ＢＡ １．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．５ｍｇ／Ｌ．Ｗｉｔｈ ｆｉｌｉｇｒｅｅ
ａｎｄ ｏｖａｒｙ ａｓ ｔｈｅ ｅｘｐｌａｎｔｓ，ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｍｅｄｉｕｍ ｗａｓ ＭＳ＋６－ＢＡ０．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ０．５ｍｇ／Ｌ．Ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｌｅａｖｅｓ
ａｎｄ ｔｈｅ ｓｔｅｍ ｓｅｇｍｅｎｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｐｌａｎｔｓ ａｓ ｅｘｐｌａｎｔｓ，ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｍｅｄｉｕｍ ｗａｓ ＭＳ＋６－ＢＡ１．０ｍｇ／Ｌ
＋ＮＡＡ０．５ｍｇ／Ｌ ａｎｄ ＭＳ＋６－ＢＡ１．５ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ１．０ｍｇ／Ｌ，ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ．Ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｍｅｄｉｕｍ ｆｏｒ ａｄｖｅｎ－
ｔｉｔｉｏｕｓ ｂｕｄ ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｉｏｎ ｗａｓ ＭＳ＋６－ＢＡ１．０ｍｇ／Ｌ＋ＮＡＡ ０．０５ｍｇ／Ｌ．Ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｒｏｏｔｉｎｇ ｍｅｄｉｕｍ ｗａｓ １／
２ＭＳ＋ＮＡＡ ０．５ｍｇ／Ｌ，ｗｈｉｃｈ ｇａｖｅ ａ ｒｏｏｔｉｎｇ ｒａｔｅ ａｓ ｈｉｇｈ ａｓ ８６．７％，ａｎｄ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｗａｓ ｈｉｇｈ ａｆｔｅｒ
ｔｒａｎｓｐｌａｎｔｉｎｇ．
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ：Ｌｉｌｉｕｍ ｒｏｓｔｈｏｒｎｉｉ；ｅｘｐｌａｎｔ；ｔｉｓｓｕｅ ｃｕｌｔｕｒｅ
责任编辑 欧 宾
５１１第６期 赵 静，等：南川百合组织培养与快繁技术体系研究