全 文 ：第 26卷第 4期 湖南文理学院学报(自然科学版) Vol. 26 No. 4
2014年 12月 Journal of Hunan University of Arts and Science(Natural Science Edition) Dec. 2014
doi: 10.3969/j.issn.1672-6146.2014.04.007
苦苣菜下胚轴愈伤组织分化及试管苗培养研究
王晓炜1, 孙 媛 2, 张成鸿 1, 赵 薇 1
(1. 大连医科大学 基础医学院形态实验室, 辽宁 大连, 116044; 2. 大连医科大学 基础医学院细胞生物学教
研室, 辽宁 大连, 116044)
摘 要: 为保护苦苣菜野生资源, 以苦苣菜下胚轴为材料, 进行了愈伤组织诱导培养、分化培养、生根培养和
试管苗移栽及定植的研究, 结果表明: MS + 琼脂 4.8 g·L1 + 蔗糖 42 g·L1 + KT 0.4 mg·L1 + NAA 0.2 mg·L1 +
2,4-D2.0 mg·L1是愈伤组织诱导生长的适宜培养基; 1/2 MS+琼脂 4.5 g·L1 + 蔗糖 35 g·L1 + ZT 0.8 mg·L1 +
NAA 0.1 mg·L1是愈伤组织块分化培养的适宜培养基 ; 1/4 MS + IAA 0.6 mg·L1 + 琼脂 4.3 g·L1 + 蔗糖 15
g·L1是生长芽试管苗培养的适宜培养基; 温室内试管苗移栽成活率为 91.7%; 试管苗在山林旁定植成活率为
97.1%, 定植试管苗的植物学性状与实生苗基本一致.
关键词: 苦苣菜; 下胚轴; 组织培养; 试管苗
中图分类号: S 688.4; Q 943.1 文章编号: 1672-6146(2014)04-0028-04
Study on hypocotyl callus’ differentiation and tube seedlings cultivation of
Sonchus oleraceus L.
WANG XiaoWei1, SUN Yuan1, ZHANG ChengHong1, ZHAO Wei1
(1. Morphology Laboratory, Basic Medical Sciences, Dalian Medical University, Dalian 116044, China;
2. Department of Cell Biology, Basic Medical Sciences, Dalian Medical University, Dalian 116044, China)
Abstract: In order to preserve the wild resources, with the method of tissue culture, the hypocotyls of Sonchus
oleraceus L. were used as materials to do the research on the cultivation of callus inducement, differentiation and
rooting, transplantation of tube seedlings and stable planting. The results demonstrated that MS + Agar 4.8 g·L1 +
Sucrose 42 g·L1 + KT 0.4 mg·L1 + NAA 0.2 mg·L1 + 2,4-D2.0 mg·L1 was the ideal medium for callus inducement;
1/2 MS + Agar 4.5 g·L1+Sucrose 35 g·L1 + ZT 0.8 mg·L1 + NAA 0.1 mg·L-1 was the optimum medium for callus
differentiation cultivation; The ideal medium for tube seedlings cultivation was 1/4 MS + IAA 0.6 mg·L1 + Agar 4.3
g·L1 + Sucrose 15 g·L1. The transplanting survival rate of tube seedlings was 91.7% in greenhouse. The planting
survival rate of tube seedlings was 97.1%. The tube seedlings stable planted maintained all botany characteristics of
the wild Sonchus oleraceus L.
Key words: Sonchus oleraceus L.; hypocotyl; tissue culture; tube seedlings
苦苣菜(Sonchus oleraceus L.)又叫苦菜、苦苣等, 为菊科(Compositae)苦苣菜属(Sonchus L.)一年生或
2年生草本植物[1], 生长于山坡、山谷林缘、林下或平地田间、空旷处、近水处, 在中国的很多地区有
分布, 在辽宁地区主要分布于大连、长海等地[2—4], 苦苣菜地上含苦苣菜苷等成分, 全草入药, 具有凉血
止血、清热解毒等功效, 对痢疾、口疮等多种疾病有疗效[5], 其嫩茎叶是辽宁南部地区人们喜食的野菜,
也是家养动物喜食的青饲料. 近年来人们发现, 把苦苣菜作为青饲料喂饲家养动物, 能减少腹泻、肠炎
等疾病. 因苦苣菜具有多种用途, 长期以来, 大连人始终采摘苦苣菜作为药用、饲用或食用, 使其野生
通讯作者 email: tgyx_2013@126.com. 收稿日期: 2014-04-08
第 4期 王晓炜, 等: 苦苣菜下胚轴愈伤组织分化及试管苗培养研究 29
资源遭到严重破坏, 致使野生苦苣菜在大连地区成了濒危植物. 为保护这一资源, 研究者对其开展了下
胚轴愈伤组织及试管苗培养的研究. 目前对苦菜属植物已有山苦菜直接分化[6]与无性系建立的研究报
道[7], 以及快速繁殖研究的报道[8], 但未见苦苣菜愈伤组织分化和试管苗培养研究的报道.
1 材料与方法
1.1 无菌苗获得
9月中旬, 从生长于大连石门山林草地上的野生苦苣菜上采收籽粒饱满的苦苣菜种子, 放到磨口广
口瓶中, 用蒸馏水洗涤 4次, 再用 70%乙醇灭菌 25 s, 迅速用无菌水洗涤 2次, 接着用 0.05% HgCl2灭菌
15 min, 最后用无菌水振荡洗涤 6次, 获得无菌种子, 将无菌种子接种到装有无菌炉灰渣的培养瓶中 ,
瓶中炉灰渣是经过筛、洗涤、烘干, 直径约 0.2～0.3 cm的颗粒状炉灰渣. 将颗粒状炉灰渣装瓶后, 用
1/2 MS培养基完全浸透, 并高温高压灭菌.
接种时用镊子将无菌种子插入炉灰渣内约 0.4 cm, 每个培养瓶中接种 10粒种子, 置于温度为 25℃
的条件下进行暗培养. 在多数种子开始发芽时, 将培养瓶转到光照强度 3 200 Lx、温度 25℃的条件下
进行光照培养, 培养 30～35 d即可获得生长出 2～3片真叶的苦苣菜无菌苗.
1.2 愈伤组织的诱导培养
将具有2～3片真叶的苦苣菜无菌苗的根部和上部剪掉, 保留具有2片子叶和1片真叶的下胚轴, 接
种到以 MS + 琼脂 4.8g·L1 + 蔗糖 42 g·L1 + KT 0.4 mg·L1 + NAA 0.2 mg·L1为基本培养基, 附加浓度
分别为 0.1、0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0、3.5、4.0 mg·L1 IAA、IBA和 2,4-D的 3种生长素, 在共 27
种愈伤组织诱导培养的培养基上, 每个培养接种 40个下胚轴, 重复 2次, 在 25℃条件下进行暗培养(无
光照)和光照培养(每天 12 h光照, 光照强度 3 200 Lx).
1.3 愈伤组织的分化培养
取苦苣菜下胚轴诱导培养的愈伤组织, 在无菌条件下切成长 0.3～0.5 cm的愈伤组织块, 接种到以
下 10 种培养基上: (1) White + ZT 0.6 mg·L1 + NAA 0.05 mg·L1; (2) White + ZT 0.6 mg·L1 + NAA 0.1
mg·L1; (3) White + ZT 0.8 mg·L-1 + NAA 0.05 mg·L1; (4) White + ZT0.8 mg·L1 + NAA 0.1 mg·L1; (5)
White + ZT 1.0 mg·L1 + NAA 0.15 mg·L1; (6) 1/2 MS + ZT 0.6 mg·L1 + NAA 0.05 mg·L1; (7) 1/2 MS +
ZT 0.6 mg·L1 + NAA 0.1 mg·L1; (8) 1/2 MS + ZT 0.8 mg·L1 + NAA 0.05 mg·L1; (9) 1/2 MS + ZT 0.8
mg·L1 + NAA 0.1 mg·L1; (10) 1/2 MS + ZT 1.0 mg·L1+ NAA 0.15 mg·L1. 上述所有培养基中均加琼脂
4.5 g·L1、蔗糖 35 g·L1, 在 25℃条件下光照培养(每天 12 h光照, 光照强度 3 200 Lx).
1.4 生长芽生根培养
将培养 55～65 d、长势旺盛的生长芽切下, 接种到以 LS、N6和 1/4MS为基本培养基, 附加浓度分
别为 0.2、0.4、0.6、0.8、1.0 mg·L1的 IAA、IBA和 ABT2号的培养基上进行生根培养, 生根培养的所
有培养基均加琼脂 4.7 g·L1、蔗糖 15 g·L1, 每个培养接种 40个生长芽, 重复 2次, 在 25℃条件下光照
培养(每天 12 h光照, 光照强度 3 200 Lx).
1.5 试管苗移栽、定植
试管苗培养到 29 d时, 将培养瓶的瓶塞去掉, 在日光温室较强的光照下炼苗 4～5 d, 待培养瓶内的
固体培养基表面刚出现菌落时, 用镊子把试管苗拔出, 洗去附着在根部的培养基后, 移栽到上层为约 7
cm厚砻糠灰的日光温室苗床上, 共移栽 228株. 移栽后的前 13 d在苗床上面加小拱棚膜以保持湿度
80%以上, 温度在 18～30℃, 小拱棚上面加遮阴网防止直射光照, 将移栽成活的 209株试管苗, 于 5月
26日一次性定植到大连甘井子区棠梨沟的山林旁.
2 结果与分析
2.1 不同培养基对下胚轴愈伤组织诱导培养的影响
培养至 61 d时的结果表明, 在 25℃条件下进行暗培养和光照培养, 培养基中分别加入不同浓度的
IAA、IBA, 下胚轴均不能诱导出愈伤组织; 在 25℃条件下暗培养, 培养基中加入不同浓度的 2, 4-D, 下
30 湖南文理学院学报(自然科学版) 2014年
胚轴也不能诱导出愈伤组织 ; 而在 25
℃条件下光照培养, 培养基中加入不同
浓度的 2,4-D, 下胚轴能不同程度地诱
导出愈伤组织, 且在 2, 4-D浓度为 0.1～
2.0 mg·L1的范围内, 下胚轴愈伤组织
诱导率随 2, 4-D浓度升高而增加; 而在
2, 4-D浓度为 2.5～4.0 mg·L1的范围内,
下胚轴愈伤组织诱导率随 2, 4-D浓度升
高而降低(见表 1), 其中在 2, 4-D浓度为
2.0 mg·L1的培养基上下胚轴愈伤组织
诱导率最高, 愈伤组织长得最快, 并且
愈伤组织长势旺盛. 观察还说明, 在附
加 2, 4-D 2.0 mg·L1这种培养基
上, 培养到第7 d时可见有的下胚
轴基部出现突起, 并很快生长为
愈伤组织块(图 1). 与此同时, 生
长出愈伤组织的下胚轴数也逐渐
增加. 培养到 61 d时生长的愈伤
组织块, 就会生长为由许多大小
不等的黄绿色颗粒组成的不规则
球状(图 2). 以上结果说明, 浓度
为 2.0 mg·L1是苦苣菜下胚轴愈伤组织诱导生长的适宜 2, 4-D浓度.
2.2 不同培养基对下胚轴愈伤组织生长芽分化培养的影响
分化培养至 65 d时, 由表 2结果可见,
在以White 为基本培养基的(1)—(5)号 5种
培养基中, 愈伤组织不分化; 而以1/2 MS为
基本培养基的(6)—(10)号 5种培养基上, 愈
伤组织能不同程度地分化出生长芽, 其中(9)
号培养基愈伤组织分化率最高(85.3%), 平
均每块愈伤组织分化生长芽数最多(5.5个),
并且在该培养基上愈伤组织块分化出生长
芽的时间最早, 分化的生长芽高度最高(平
均高度为 1.4 cm), 生长芽长势和分化效果
也最好. 以上结果表明: 1/2 MS + 琼脂 4.5
g·L1+蔗糖 35 g·L1 + ZT 0.8 mg·L1 + NAA
0.1 mg·L1这种培养基是苦苣菜下胚轴愈伤
组织块分化培养的适宜培养基.
2.3 不同基本培养基、不同浓度的生根剂对生长芽生根培养的影响
培养至 31 d时统计观察, 结果表明, 在以 LS、N6为基本培养基的培养基上, 培养的生长芽不能生
根生长为试管苗; 在以 1/4MS为基本培养基的培养基上, 在附加不同浓度 IBA和 ABT2号的培养基上
培养的生长芽也不能生根生长为试管苗; 只有在附加不同浓度 IAA的培养基上, 生长芽才能生根生长
成为试管苗(表 3), 且在浓度为 0.6 mg·L1IAA的培养基上, 每株试管苗平均生根数最多(5.7)、生根率最
高(95.0%)及试管苗长势最好(图 3、图 4). 上述结果表明: 以 1/4MS 为基本培养基, 附加浓度为 0.6
mg·L1IAA生根剂是苦苣菜下胚轴愈伤组织分化生长芽生根培养的适宜培养基.
图 1 下胚轴生长的愈伤组织块 图 2 黄绿色颗粒愈伤组织
表 1 不同浓度 2, 4-D对下胚轴愈伤组织诱导培养的影响
2,4-D浓度
/(mg·L1)
接种培养下
胚轴个数
愈伤组织
生长数
诱导率
/%
愈伤组织块
平均直径/cm
愈伤组
织长势
0.1 120 4 3.3 0.2 +
0.5 120 31 25.8 0.3 +
1.0 120 65 54.2 1.2 ++
1.5 120 89 74.2 1.6 ++
2.0 120 113 94.2 2.2 +++
2.5 120 101 84.2 2.0 ++
3.0 120 51 42.5 0.8 +
3.5 120 46 38.3 0.5 +
4.0 120 12 10.0 0.2 +
注: +长势一般; ++长势较好; +++长势旺盛
表 2 不同培养基对下胚轴愈伤组织分化培养的影响
培养基
代号
接种愈伤
组织数/个
分化数
/个
分化率
/%
平均每块愈伤组织
分化生长芽数/个
生长芽
长势
(1) 150 0 0 0 
(2) 150 0 0 0 
(3) 150 0 0 0 
(4) 150 0 0 0 
(5) 150 0 0 0 
(6) 150 31 20.7 2.2 +
(7) 150 88 58.7 4.1 +
(8) 150 46 30.7 2.6 +
(9) 150 128 85.3 5.5 ++
(10) 150 34 22.7 1.6 +
注: 不生长; +长势一般; ++长势旺盛
第 4期 王晓炜, 等: 苦苣菜下胚轴愈伤组织分化及试管苗培养研究 31
2.4 试管苗移栽、定植
试管苗移栽后 42 d观察统计, 移栽 228株共成活 209株, 移栽
成活率为 91.7%. 成活苗生长正常. 定植后的试管苗在 7月 10日统
计观察时, 共成活 203株, 定植成活率为 97.1%. 与同期、同地定植
的 30株苦苣菜实生苗相比, 定植的试管苗除了具有后期生长旺盛
(图 5)、外观上群体整齐、花期延后 10 d左右外, 试管苗的植物学
性状与实生苗完全一致.
3 小结
本研究获得的苦苣菜下胚轴愈伤组织试管苗, 定植后基本上保
持了实生苗的植物学性状, 说明用苦苣菜下胚轴愈伤组织繁殖试管
苗的培养技术是苦苣菜野生资源保护和利用的一条新途径.
本研究表明, 苦苣菜下胚轴在暗培养条件下, 培养基中加入不
同种类、不同浓度的生长素都不能诱导生长出愈伤组织; 而在光照
培养的条件下, 培养基中加入不同浓度的 2, 4-D, 下胚轴均能不同
程度地诱导出愈伤组织. 这一结果说明, 下胚轴愈伤组织诱导生长
培养除了与培养基中生长素种类有关外, 还需要一定的光照条件.
在光照条件下, 作为试验材料的子叶和真叶仍能合成愈伤组织的生
长调节物质, 有助于生长调节物质在外植体内的平衡, 促进了愈伤
组织的诱导生长. 对定植的试管苗进行观察时发现, 出现了花期延
长 10 d左右的现象, 这与以下原因有关: 首先是与试管苗童龄期较长[9]有关, 相关研究证明, 试管苗具
有童龄期较长的特点; 其次与定植的后期试管苗生长旺盛有关, 本研究定植的试管苗呈现后期生长旺
盛的特点, 由此导致营养生长旺盛, 抑制了生殖生长, 出现开花时间延后的现象[10].
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(责任编校: 谭长贵)
图 5 定植的试管苗
图 3 愈伤组织分化的生长芽
图 4 长势旺盛的试管苗
表 3 不同浓度的 IAA对生长芽生根培养的影响
IAA
/(mg·L1)
接种生长
芽数/个
生根数
/个
生根率
/%
每株试管苗
平均生根数/条
试管苗
长势
0.2 120 45 37.5 2.2 
0.4 120 88 73.3 2.9 +
0.6 120 114 95.0 5.7 ++
0.8 120 63 52.5 2.3 +
1.0 120 31 25.8 2.3 +
注: +代表长势一般; ++代表长势旺盛