全 文 ：※工艺技术 食品科学 2016, Vol.37, No.10 111
超声波纤维素酶法提取紫苏叶活性物质及其
抗氧化活性
邢 颖1，雷宏杰1，岳珍珍1，高瑞雄1，王景华2，徐怀德1,*
（1.西北农林科技大学食品科学与工程学院，陕西 杨凌 712100；2.汉中植物研究所，陕西 汉中 723000）
摘  要：对比了超声波法、纤维素酶法、先超声波后纤维素酶法、先纤维素酶后超声波法以及超声波纤维素酶同步
法5 种提取方式对紫苏叶黄酮、多酚、迷迭香酸提取效果的影响并评价了其提取液的抗氧化能力。结果表明，超声波
纤维素酶同步法提取紫苏叶可获得最大含量的黄酮、多酚及迷迭香酸，分别为32.74、20.91、2.42 mg/g，其提取液的
DPPH自由基清除能力及铁还原能力最强，分别为614.24、3 277.72 μmol Trolox/L。其抗氧化能力与多酚的含量呈显著
正相关，多酚含量与铁还原能力及DPPH自由基清除能力相关系数分别为0.878、0.804，均为极显著（P＜0.01）。
关键词：超声波；纤维素酶；紫苏叶；同步提取；酚类；抗氧化能力
Extraction of Active Compounds from Purple Perilla (Perilla frutescens var. acuta) Leaves by Ultrasonic-Cellulase
Treatment and The Related Antioxidant Activity
XING Ying1, LEI Hongjie1, YUE Zhenzhen1, GAO Ruixiong1, WANG Jinghua2, XU Huaide1,*
(1. College of Food Science and Engineering, Northwest A&F University, Yangling 712100, China;
2. Hanzhong Plant Research Institute of Shaanxi Province, Hanzhong 723000, China)
Abstract: In the present study, the effects of ultrasonic-assisted extraction, cellulase-assisted extraction, and their sequential
and simultaneous combinations on the extraction efficiencies of  total flavonoids,  total phenols and rosmarinic acid from 
purple perilla leaves were compared, and the antioxidant activities of the resulting extracts were evaluated. Results showed
that simultaneous ultrasonic and enzymatic  treatment could obtain the highest contents of  total flavonoids,  total phenols 
and rosmarinic acid, which were 32.74, 20.91, and 2.42 mg/g, respectively. Furthermore, the DPPH radical scavenging
ability and reducing power of the obtained extract were also the highest, with values of 614.24 and 3 277.72 μmol Trolox/L 
equivalents. In addition, there were positive correlations between the antioxidant capacity and total phenolic content of
perilla leaf extracts. The correlation coefficients between total phenol content and either DPPH radical scavenging ability or 
reducing power were 0.878 and 0.804, respectively, which were highly significant (P < 0.01).
Key words: ultrasonic; cellulase; purple perilla leaves; simultaneous extraction; phenols; antioxidant actives
DOI:10.7506/spkx1002-6630-201610019
中图分类号：TS255.36 文献标志码：A 文章编号：1002-6630（2016）10-0111-05
引文格式：
邢颖, 雷宏杰, 岳珍珍, 等. 超声波纤维素酶法提取紫苏叶活性物质及其抗氧化活性[J]. 食品科学, 2016, 37(10): 111-115.
DOI:10.7506/spkx1002-6630-201610019. http://www.spkx.net.cn
XING Ying, LEI Hongjie, YUE Zhenzhen, et al. Extraction of active compounds from purple perilla (Perilla frutescens var.
acuta) leaves by ultrasonic-cellulase treatment and the related antioxidant activity[J]. Food Science, 2016, 37(10): 111-115.
(in Chinese with English abstract) DOI:10.7506/spkx1002-6630-201610019. http:/www.spkx.net.cn
收稿日期：2015-09-30
作者简介：邢颖（1988—），女，硕士研究生，研究方向为果蔬贮藏与加工。E-mail：xingyingnice@163.com
*通信作者：徐怀德（1965—），男，教授，学士，研究方向为饮料加工、果品蔬菜贮藏与加工、天然产物提取。
E-mail：xuhuaide@yahoo.com.cn
紫苏（Perilla frutescens (L.) Britton）为唇形科
（Labiatae）紫苏属一年生草本植物，是我国传统的药食
同源植物，有着悠久的历史和广泛的种植范围，其花、
叶、茎及种子都具有较高的开发利用价值，紫苏叶具有
解毒、镇咳、解热、抗菌作用。
从紫苏中分离出的酚类化合物具有较强的生物活
112 2016, Vol.37, No.10 食品科学 ※工艺技术
性，例如抗氧化、抗过敏、抗炎及抗菌等。除了在食品
及药品行业，酚类化合物也应用于香水生产、肥皂、洗
涤剂及化妆品行业[1]。迷迭香酸是紫苏茎、叶及籽中的主
要酚类物质，迷迭香酸被称为高效超氧自由基清除剂，
并具有抑制表皮炎症的作用[2]。Zhu等[3]证明紫苏叶中的
迷迭香酸具有抗过敏、抑制α-葡糖苷酶活性、清除1,1-
二苯基-2-三硝基苯肼（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，
DPPH）自由基的作用。
常规溶剂提取植物中的天然产物会导致溶剂残留、
提取率低、能耗高且费时，而超声波辅助提取和酶辅助
提取可以大大提高提取效率 [4]。张利芳等 [5]采用纤维素
酶协同超声波辅助提取苦瓜多糖，得到的多糖提取率为
21.1%，与超声波法、纤维素酶法相比分别提高了13.5%
和7.7%。Wu Hao等[6]对比了超声波辅助、酶辅助、先超
声后酶法及超声波纤维素酶法同步4 种方法对花椰菜中多
酚提取量的影响，结果发现同步进行得到的多酚提取量
最高，而且超声波对酶的活性具有一定影响。Özbke等[7]
研究发现超声波处理时间、功率、溶剂对酶的活性具有
显著影响。
已有研究分别利用超声波法和纤维素酶法提取紫苏
叶中的黄酮、多酚、迷迭香酸，但是纤维素酶联合超声
波提取紫苏叶中有效成分鲜见报道。本研究对比超声波
法、纤维素酶法、先超声波后纤维素酶法、先纤维素酶
后超声波法以及超声波纤维素酶同步法对提取紫苏叶黄
酮、多酚、迷迭香酸有效成分的影响，优选提取方法，
同时检测其提取液的抗氧化能力，以期为生产实践提供
理论基础。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
新鲜紫苏叶于2014年9月采收于陕西汉中；挑选新
鲜、无虫蛀紫苏叶于50 ℃烘干，粉碎，取20～60 目之间
的粉末密封保存于4 ℃冰箱备用。
没食子酸、芦丁、迷迭香酸、福林-酚试剂（均为分
析纯）、甲醇（色谱纯） 美国Sigma公司；硝酸铝、
亚硝酸钠、碳酸钠、氯化钠（均为分析纯） 湖北长沙
西陇化工有限公司。
1.2 仪器与设备
DHG-9070A电热恒温鼓风干燥箱、HH-8水浴锅
上海精宏试验设备有限公司；BCD-256KEL低温冷藏、
冷冻电冰箱 青岛海尔股份有限公司；FA1004电子
天平 上海恒平科学仪器有限公司；SB-500DTY变频超
声波仪 宁波新芝科技有限公司；SHB-Ⅲ真空泵 郑州
长城科工贸有限公司；UVmini1240紫外分光光度器
上海佑科仪器仪表有限公司；API 4000 Q-Trap型串联质
谱仪（电喷雾离子源）、高效液相色谱仪 岛津（中
国）有限公司。
1.3 方法
1.3.1 超声波纤维素酶法对紫苏叶中黄酮、多酚及迷迭
香酸的提取
1.3.1.1  超声波法[8]
准确称取紫苏叶粉末1.00 g置于100 mL的烧杯中，加
入40 mL 60%乙醇溶液，放入超声波（频率40 kHz、功率
200 W、温度50 ℃）中超声40 min，抽滤。滤渣以同样条件
再次提取一次，过滤，合并滤液定容于100 mL容量瓶中。
1.3.1.2  先超声波后纤维素酶法
准确紫苏叶粉末1.00 g置于100 mL的烧杯中，加入
40 mL 60%乙醇溶液，放入超声波（频率40 kHz、功率
200 W、温度50 ℃）中超声40 min，抽滤。滤渣以纤维素酶的
条件再次提取，过滤，合并滤液定容于100 mL容量瓶中。
1.3.1.3  纤维素酶法
准确称取紫苏叶粉末1.00 g置于100 mL的烧杯中，
纤维素酶的添加量为1 600 U/g，加入40 mL蒸馏水，调
节pH值至4.8，放入50 ℃的水浴锅中水浴60 min。抽滤，
滤渣以同样条件再次提取一次，过滤，合并滤液定容于
100 mL容量瓶中。
1.3.1.4  先纤维素酶后超声波法
准确称取紫苏叶粉末1.00 g置于100 mL的烧杯中，
纤维素酶的添加量为1 600 U/g，加入40 mL蒸馏水，调
节pH值至4.8，放入50 ℃的水浴锅中水浴60 min。抽滤，
滤渣以超声波的条件再次提取，过滤，合并滤液定容于
100 mL容量瓶中。
1.3.1.5  超声波纤维素酶同步法
准确称取紫苏叶粉末1.00 g置于100 mL的烧杯中，纤
维素酶的添加量为1 600 U/g，加入40 mL 60%乙醇溶液，
调节pH值至4.8，放入超声波（频率40 kHz、功率200 W、
温度50 ℃）中超声40 min，抽滤，滤渣以相同的条件再次
提取，过滤，合并滤液定容于100 mL容量瓶中。
1.3.2 黄酮含量的测定
紫苏叶提取液中黄酮含量的测定采用亚硝酸钠-硝
酸铝比色法[9]。准确移取紫苏叶提取液1.00 mL于10 mL
容量瓶中，分别加入5%亚硝酸钠溶液0.30 mL，摇匀、
静置6 min；再加10%硝酸铝溶液0.30 mL，摇匀、静置
6 min；再加4%氢氧化钠溶液4.00 mL，用30%乙醇溶液
稀释至刻度，摇匀、静置10～15 min，以不加样液为空
白对照，于510 nm波长处测吸光度。用不同质量浓度的
芦丁做标准曲线，黄酮含量以mg（芦丁当量）/g（紫苏
干质量）表示。
1.3.3 多酚含量的测定
紫苏叶提取液中多酚含量的测定采用福林酚法[10]。
准确吸取紫苏叶提取液1.00 mL于25 mL刻度试管中，用
※工艺技术 食品科学 2016, Vol.37, No.10 113
蒸馏水稀释至10 mL，加入0.5 mL福林酚试剂，混匀后加
入10 mL 7.5%碳酸钠溶液，混匀后放入25 ℃水浴锅中避
光水浴60 min，然后加蒸馏水定容至25 mL，以不加样液
为空白对照，于750 nm波长条件下测定吸光度。用不同
质量浓度的没食子酸做标准曲线，总酚含量用mg（没食
子酸当量）/ g（紫苏干质量）表示。
1.3.4 迷迭香酸的定性及定量分析
1.3.4.1 定性分析
采用串联质谱仪对紫苏叶中迷迭香酸进行定性研
究。高效液相色谱仪由LC-20AD泵、SIL-20AHT自动进
样器、柱温箱组成。采用ZORBAX Eclipse XDB-C18柱
（4.6 mm×150 mm，5 μm）用于分离。流动相A和B分
别由乙腈和0.2%甲酸溶液组成。通过改变流动相的比例
进行梯度洗脱：0～20 min，15%～50% A；20～30 min，
50%～80% A；30～40 min，80% A；40～41 min，
80%～15% A；41～50 min，15% A，总时长为50 min。
洗脱流速为1.0 mL/min。检测方式为负离子检测，温度为
500 ℃；气帘气体氮气，10 psi；雾化气体空气，50 psi；
加热气体空气，50 psi；离子喷雾电压4 400 V。
1.3.4.2 定量分析
采用高效液相色谱仪。色谱柱：Shim-pack V P -
ODS C18柱（4.6 mm×150 mm，5 μm）；流动相：
0.01%磷酸（A）、甲醇（B）；梯度洗脱：0～20 min，
20%～50% B；20～25 min，50%～70% B；25～30 min，
70%～80% B；30～35 min，80%～20% B；35～45 min，
20% B。进样量：20 μL；柱温：30 ℃；检测波长330 nm；
流速：0.8 mL/min。根据保留时间和特征吸收色谱与标准
品对照定性，外标法定量。
1.3.5 紫苏提取液抗氧化能力的测定
本实验以DPPH自由基清除能力以及铁还原能力作为
测定紫苏叶提取液抗氧化能力的指标，同时以Trolox为对
照，比较抗氧化能力的强弱。
1.3.5.1 DPPH自由基清除效果测定
Trolox标准曲线的绘制：称取0.025 g Trolox，用甲
醇定容至50 mL，制成浓度为2 mmol/L的标准溶液。分
别取0.05、0.15、0.25、0.35、0.45、0.55、0.65 mL，
定容至25 mL，即得浓度分别为0.1、0.3、0.5 、0.7、
0.9、1.1、1.3 mmol/L的梯度溶液。取1.5 mL不同浓度的
标准溶液，加入0.2 mol/L DPPH溶液1.5 mL，准确反应
30 min，于517 nm波长条件下测吸光度[11]。以Trolox浓度
（μmol/L）为横坐标，以清除率为纵坐标绘制的标准曲
线为y=0.016 1x＋0.055 1，R²=0.998 9。
样品的测定：取样液0.08 mL，加入1.42 mL的60%
乙醇溶液，再加入0.2 mol/L DPPH 1.5 mL，准确反应
30 min，于517 nm波长条件下测吸光度。样液的DPPH自
由基清除能力以μmol Trolox/L表示。
1.3.5.2 铁还原能力测定（FRAP法）
参照Chan等[12]的方法，该法原理为Fe3＋-2,4,6-三（2-
吡啶基）三嗪（2,4,6-tris(2-pyridyl)-s-triazine，TPTZ）可
被样品中还原物质还原为二价铁形式，呈现出明显的蓝
色，并于593 nm波长处具有最大光吸收，根据吸光度大
小计算样品抗氧化活性强弱。
T P T Z溶液的配制：由0 . 3 m o l / L醋酸盐缓冲液
（pH 3.8）25 mL、10 mmol/L TPTZ工作液（用40 mmol/L
盐酸溶解）2.5 mL、25 mmol/L FeCl3溶液2.0 mL组
成。现用现配。Tr o l o x标准曲线的绘制：准确称取
12.5 mg Trolox，用50%甲醇溶液定容至25 mL容量瓶，
得到浓度为2 mmol/L的Trolox母液。分别吸取1、2、3、
4、5、6 mL的母液定容至10 mL容量瓶，得到浓度分别
为0.2、0.4、0.6、0.8、1.0、1.2 mmol的工作液。准确
吸取不同浓度的工作液100 μL，依次加入1 mL蒸馏水和
3.0 mL TPTZ溶液，混匀后37 ℃反应10 min，在593 nm波
长条件下测定吸光度。
样品的测定：准确吸取样品4 mL，用60%乙醇溶液
定容至10 mL。按照标曲的测定方法对样品进行测定。测
定结果以μmol Trolox/L表示。
2 结果与分析
2.1 超声波纤维素酶法提取对紫苏叶黄酮、多酚及迷迭
香酸含量的影响
表 1 超声波纤维素酶法提取对紫苏叶活性成分含量及其抗氧化活性的影响
Table 1 Effects of different extractions methods on total phenol
content and antioxidant activity of purple perilla leaves
提取方式 黄酮含量/（mg/g）
多酚含量/
（mg/g）
迷迭香酸含量/
（mg/g）
DPPH自由基清除能力/
（μmol Trolox/L）
铁还原能力/
（μmol Trolox/L）
超声波法 26.66±0.59c 13.77±0.45d 2.08±1.31b 308.32±30.62d 2 556.21±33.23b
先超声波后纤维素酶法 28.10±0.37b 17.46±0.3b 1.94±0.73b 490.01±4.46b 2 833.69±88.73b
纤维素酶法 14.85±0.27e 15.95±0.08c 0.44±0.02c 221.67±27.31e 2 015.43±301.34c
先纤维素酶后超声波法 20.52±0.92d 16.73±0.91bc 0.42±0. 12c 420.04±24.81c 2 000.95±39.26c
超声波纤维素酶同步法 32.74±0.68a 20.91±0.41a 2.42±0.06a 614.24±17.05a 3 277.72±33.23a
注：同列字母不同表示差异显著（P＜0.05）。
通过高效液相色谱法和质谱法确定紫苏叶中的主要
酚类化合物是迷迭香酸。如表1所示，不同处理方法所得
到的提取液中均含有较丰富的酚类及黄酮类物质，但是不
同提取方式对紫苏叶中黄酮、多酚及迷迭香酸含量的影响
显著。超声波提取得到黄酮、多酚及迷迭香酸含量分别为
26.66、13.77、2.08 mg/g，而通过酶法提取得到的含量分
别为14.85、15.95、0.44 mg/g。提取量的差异可能主要是
与提取溶剂相关。植物中的多酚通常与蛋白质、多糖以氢
键和疏水键形式形成稳定的分子复合物，多酚分子间也是
如此。在提取多酚时，提取试剂不仅要有很好的溶解性，
而且要有断裂氢键的作用[13]。多酚黄酮类物质相对分子
114 2016, Vol.37, No.10 食品科学 ※工艺技术
质量大，极性较低，更易溶于低极性溶剂。超声波提取
溶剂是60%乙醇溶液，而酶法提取采用的溶剂是水，所
以超声波对黄酮、迷迭香酸的提取量大于酶法提取。
Hong等[14]采用不同体积分数乙醇对紫苏叶中的多酚、黄
酮及迷迭香酸进行了提取，也发现60%乙醇溶液的提取
量大于水提取。
与单独使用超声波法提取相比，超声波提取之后再
使用纤维素酶法提取得到的黄酮、多酚含量显著增加，
达到28.10、17.46 mg/g，提高了5.4%、9.47%，迷迭香
酸含量变化不显著，反而有所下降为1.94 mg/g。与单
独使用纤维素酶法提取相比，纤维素酶法提取之后再使
用超声波提取得到的黄酮、多酚提取量显著增加，达到
20.52、16.73 mg/g，提高了38.18%、21.5%，迷迭香酸
提取量变化不显著为0.42 mg/g。植物细胞壁是一种复
杂的网状结构，其成分包含纤维素、半纤维素、果胶和
少量的结构蛋白等。在细胞壁结构绳网状结构模型中，
纤维素晶体与半纤维素之间以氢键相连，形成纤维和半
纤维素的网络，亲水性的果胶和少量的结构蛋白填充在
网状结构的空隙里[15]。随着纤维素酶解，紫苏叶细胞壁
裂解，促使包藏在细胞壁中的酚类成分不断释放出来，
提高了酚类成分提取效率。先使用超声波，可以产生强
烈振动、空化效应及搅拌作用，导致细胞组织松散，在
此基础上使用纤维素酶后，细胞壁上的纤维素有部分降
解，甚至有些细胞会破裂，促进黄酮、多酚的释放，同
样先使用纤维素酶法可破坏细胞壁及细胞间质中的纤维
素、半纤维素等物质，破坏细胞壁的致密构造，在此基
础上超声波的空化、微环境搅拌作用进一步促使细胞中
有效成分的溶出[16]。
5 种方法中超声波与纤维素酶同步处理紫苏叶得
到的黄酮、多酚及迷迭香酸含量最高，分别为32.74、
20.91、2.42 mg/g，相比于先超声波后纤维素酶法提高了
16.51%、19.76%、24.74%，比先纤维素酶后超声波法提
高了59.55%、24.99%、476.19%。这可能是超声波与纤维
素酶同步处理过程中超声波对纤维素酶分子产生了影响
所致。超声波对与纤维素酶的影响主要包括以下几个方
面：1）超声波作用于纤维素酶溶液时，能产生空化、振
荡等作用，释放的能量可导致酶分子的构象、结构及催
化部位微环境发生变化，影响催化活力[17]。高频超声波
使空化泡崩溃的瞬间，释放出瞬时高温高压[18]，导致大
量自由基的形成，并伴有强大的冲击波或射流，使酶活
性中心发生变化；2）当超声波振动时能产生并传递强大
的能量，引起媒质质点以极高的速率和加速率进入振动
状态，可提高酶与底物的接触频率，增大接触面积，使
酶表现出来的活性增加[17]；3）在超声作用下，增加了底
物的传质作用。超声产生的机械传质作用和加热作用增
加了底物分子与酶分子的能量，使其运动性加强，相互
间碰撞的几率增大；同时也加强了介质与酶之间的传质
扩散过程，超声作用下产生的振动气泡周围界面有利于
介质中的底物分子进入酶活性中心，也有利于产物分子
进入介质，从而提高了酶促反应速率。另外，超声使反
应生成的水再分配，避免了新生成的水在酶分子表面形
成较厚的水化层而影响底物分子和产物分子的传质[19]；
4）超声波的热效应可以提高酶解体系的温度，增加分子
运动速率，从而促进酶解反应的进行[20]。
本研究通过DPPH自由基清除能力及铁还原能力评
价，探究了不同提取方式对紫苏叶提取液抗氧化性的影
响，如表1所示。紫苏叶各提取液清除DPPH自由基能
力依次为：超声波纤维素酶同步法＞先超声波后纤维素
酶法＞先纤维素酶后超声波法＞超声波法＞纤维素酶
法，这表明紫苏提取液中具有清除DPPH自由基的有效
成分。超声波纤维素酶同步法得到的紫苏提取液铁还原
能力最强，为3 277.72 μmol Trolox/L，其次是先超声波
后纤维素酶法、超声波法，通过先纤维素酶后超声波
法、纤维素酶法得到的还原力最弱，分别为2 015.43、
2 000.95 μmol Trolox/L。虽然基于不同反应机制的抗氧化
评价方法会导致不同的评价结果，然而它们所反映的样
品抗氧化能力结果大致相同，即DPPH自由基清除能力弱
的样品，其铁还原能力也越小；相反地，铁还原能力越
强，其DPPH自由基清除能力也越强[21]。
2.2 紫苏提取液抗氧化性与其黄酮、多酚及迷迭香酸含
量的相关性分析
表 2 紫苏提取液抗氧化性与多酚类物质的相关性
Table 2 Correlation between antioxidant activities and phenol and
flaovnoid contents of leaf extracts from purple perilla
项目 铁还原能力 DPPH自由基清除能力
多酚含量 0.878** 0.804**
黄酮含量 0.664* 0.803**
迷迭香酸含量 0.904** 0.582
注：*.双侧显著相关（P＜0.05）；**.双侧极显著相关（P＜0.01）。
由表2可知，5 种提取方式所得到的提取液多酚、黄
酮及迷迭香酸含量与DPPH自由基清除能力及还原力表现
出一定的正相关。其中，多酚含量与铁还原能力及DPPH
自由基清除能力的相关性分别为0.878、0.804，均为极显
著（P＜0.01）；黄酮含量与铁还原能力及DPPH自由基
清除能力的相关性分别为0.664、0.803，迷迭香酸与铁还
原能力及DPPH自由基清除能力的相关性分别为0.904、
0.582。相比而言，紫苏提取液的抗氧化能力与多酚含量
的相关性更强。代沙[22]的研究结果表明，铁还原能力、
脂质过氧化抑制率、羟自由基清除率及超氧阴离子自由
基清除率4 种抗氧化活性指标间不存在显著相关关系，但
总还原能力与总多酚、总黄酮、总皂苷和原花青素含量
两两间均呈极显著正相关。DPPH自由基清除能力与酚类
※工艺技术 食品科学 2016, Vol.37, No.10 115
化合物质量浓度之间存在线性关系[12]。多酚分子结构因
酚羟基在芳香环上的数量和位置不同而差异较大，其
抗氧化能力也会有所差异 [23]。另外，紫苏叶的抗氧化
功能不只取决于其中的某一物质，而可能是多种物质
共同作用的结果。黄酮类物质具有供氢的能力，H＋与
自由基结合，使其还原为惰性化合物或是稳定的自由
基，从而清除机体内过多的有害自由基 [16]。多酚类化
合物的抗氧化性归因于它们的大共轭体系结构，也是
目前国内外公认的抗氧化活性最强的植物化学成分之
一。分子中酚羟基的数目及可以形成氢键的数目和分
子的抗氧化活性正相关，这也是迷迭香酸具有强抗氧
化活性的重要因素。
3 结 论
5 种提取方式对紫苏叶中黄酮、多酚、迷迭香酸含
量及紫苏叶提取液的抗氧化能力影响显著，采用超声波
法提取得到的酚类物质含量明显高于纤维素酶法。采用
先超声波后纤维素酶法处理得到的活性物质含量明显高
于单独使用超声波，同理采用先纤维素酶后超声波法处
理得到的活性物质明显高于单独使用纤维素酶法。其中
采用超声波纤维素酶同步法得到的黄酮、多酚及迷迭香
酸含量最高，分别为32.74、20.91、2.42 mg/g。其提取
液的DPPH自由基清除能力及铁还原能力最强，分别为
614.24、3 277.72 μmol Trolox/L。超声波与纤维素酶同步
处理过程中超声波对纤维素酶的活性及反应速率有一定
的影响。5 种提取方式得到的紫苏叶提取液均有较强的清
除DPPH自由基和铁还原能力，且抗氧化能力与黄酮、多
酚及迷迭香酸的含量呈正相关。
参考文献：
[1] MENG L, LOZANO Y, BOMBARDA I, et al. Anthocyanin and
flavonoid production from Perilla frutescens: pilot plant scale
processing including cross-flow microfiltration and reverse osmosis[J].
Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2006, 54(12): 4297-4303.
DOI:10.1021/jf0604079.
[2] HONG E, KIM G. Comparison of extraction conditions for phenolic,
flavonoid content and determination of rosmarinic acid from Perilla
frutescens var. acuta[J]. Food Science and Technology, 2010, 45:
1353-1359. DOI:10.1111/j.1365-2621.2010.02250.x.
[3] ZHU F, ASADA T, SATO A, et al. Rosmarinic acid extract for
antioxidant, antiallergic, and α-glucosidase inhibitory activities,
isolated by supramolecular technique and solvent extraction from
Perilla leaves[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2014,
62(4): 885-892. DOI:10.1021/jf404318j.
[4] GÓMEZ-GARCÍA R, MARTÍNEZ-ÁVILA G C G, AGUILAR
C N. Enzyme-assisted extraction of antioxidative phenolics from
grape (Vitis vinifera L.) residues[J]. Biotech, 2012, 2(4): 297-300.
DOI:10.1007/s13205-012-0055-7.
[5] 张利芳, 张名位, 黄文, 等. 纤维素酶协同超声波辅助提取苦瓜多
糖工艺优化[J]. 农业机械学报, 2010(11): 142-147. DOI:10.3969/
j.issn.1000-1298.2010.11.028.
[6] WU H, ZHU J, YANG L, et al. Ultrasonic-assisted enzymatic
extraction of phenolics from broccoli (Brassica oleracea L. var.
italica) inflorescences and evaluation of antioxidant activity in vitro[J].
Food Science and Technology International, 2015, 21(4): 306-319.
DOI:10.1177/1082013214536174.
[7] ÖZBEK B, ÜLGEN K. The stability of enzymes after sonication[J].
Process Biochemistry, 2000, 35(9): 1037-1043. DOI:10.1016/S0032-
9592(00)00141-2.
[8] 刘毅君 , 曾广烨 , 李爱贞 . 超声波辅助法提取紫苏叶总黄酮
的研究[J]. 集美大学学报, 2014, 19(1): 20-24. DOI:10.3969/
j.issn.1007-7405.2014.01.004.
[9] 王新雯, 海洪, 金文英, 等. 微波-超声波联合提取银杏叶黄酮工艺
的响应面法分析[J]. 食品科技, 2010, 35(3): 189-193. DOI:10.13684/
j.cnki.spkj.2010.03.005.
[10] 黄恺婷 , 王根女 . 微波辅助提取紫苏叶中酚类成分的研究[J] .
现代食品科技 , 2 0 1 0 , 2 6 ( 5 ) : 5 1 5 - 5 1 8 . D O I : 1 0 . 1 3 9 8 2 /
j.mfst.1673-9078.2010.05.003.
[11] LIU W, FU Y J, ZU Y G, et al. Supercritical carbon dioxide
extraction of seed oil from Opuntia dillenii Haw. and its antioxidant
activity[J]. Food Chemistry, 2009, 114(1): 334-339. DOI:10.1016/
j.foodchem.2008.09.049.
[12] CHAN P T, MATANJUN P, YASIR S M. Antioxidant activities and
polyphenolics of various solvent extracts of red seaweed, Gracilaria
changii[J]. Journal of Applied Phycology, 2015, 27: 2377-2386.
DOI:10.1007/s10811-014-0493-1.
[13] 张海晖, 段玉清, 倪燕, 等. 谷物中多酚类化合物提取方法及抗氧化
效果研究[J]. 中国粮油学报, 2008(6): 107-111.
[14] HONG E, KIM G H. Comparison of extraction conditions for
phenolic, flavonoid content and determination of rosmarinic acid from 
Perilla frutescens var. acuta[J]. International Journal of Food Science
and Technology, 2010, 45(7): 1353-1359. DOI:10.1111/j.1365-
2621.2010.02250.x.
[15] 赵庆新, 袁生. 植物细胞壁研究进展[J]. 生物学通报, 2007, 42(7):
8-9. DOI:10.3969/j.issn.0006-3193.2007.07.003.
[16] 孟娜, 魏胜华, 陶玉贵, 等. 超声波-酶法联合提取绞股蓝总黄酮
及其抗氧化活性的研究[J]. 食品工业科技, 2014, 35(3): 138-141.
DOI:10.13386/j.issn1002-0306.2014.03.011.
[17] 张杰. 超声波辅助纤维素酶解技术研究[D]. 青岛: 青岛农业大学,
2011.
[18] SZABÓ O E, CSISZÁR E. The effect of low-frequency ultrasound
on the activity and efficiency of a commercial cellulase enzyme[J].
Carbohydrate Polymers, 2013, 98(2): 1483-1489. DOI:10.1016/
j.carbpol.2013.08.017.
[19] 吕鹏, 庄重, 凌建亚, 等. 超声对酶的影响[J]. 生物技术通讯, 2004,
15(5): 534-536. DOI:10.3969/j.issn.1009-0002.2004.05.032.
[20] 杨进妹, 王婷, 何荣海. 超声对酶解反应的影响[J]. 农产品加工,
2010(7): 70-71. DOI:10.3969/j.issn.1671-9646-C.2010.07.050.
[21] 林恋竹. 溪黄草有效成分分离纯化、结构鉴定及活性评价[D]. 广
州: 华南理工大学, 2013.
[22] 代沙. 紫苏叶抗氧化物质提取、含量测定及抗氧化活性研究[D]. 雅
安: 四川农业大学, 2013.
[23] KANG N S, LEE J H. Characterization of phenolic phytochemicals
and quality changes related to the harvest times from the leaves of
Korean purple perilla (Perilla frutescens)[J]. Food Chemistry, 2011,
124: 556-562. DOI:10.1016/j.foodchem.2010.06.071.