全 文 ：Ｊ．ＳＨＡＮＸＩ　ＡＧＲＩＣ，ＵＮＩＶ．（Ｎａｔｕｒａｌ　Ｓｃｉｅｎｃｅ　Ｅｄｉｔｉｏｎ）
学报（自然科学版）２０１６，３６（４）：２４２ ００３３７５
收稿日期：２０１５－１２－２８　　　修回日期：２０１６－０２－０２
作者简介：刘宝玲（１９８８－），女（汉），山西朔州人，硕士研究生，研究方向：分子遗传与基因工程
＊通讯作者：张莉，副教授，硕士生导师。Ｔｅｌ：１５８３５４３１４３０，Ｅ－ｍａｉｌ：ｚｈａｎｇｌｉ７９１２＠１６３．ｃｏｍ
基金项目：国家自然基金（３１４０１４３０和３１５０１３２３），山西省自然科学基金（２０１３０２１０２４－１）
亚麻荠ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１编码蛋白的生物信息学分析
刘宝玲１，孙岩２，高昌勇１，苑丽霞１，３，薛金爱１，李润植１，张莉１＊
（１．山西农业大学农学院分子农业与生物能源研究所，山西 太谷０３０８０１；２．山西农业大学生命科学学院，山西 太谷０３０８０１；
３．晋中学院生物科学与技术学院，山西 晋中０３０６００）
摘　要：△－１２脂肪酸脱氢酶ＦＡＤ２（ｆａｔｔｙ　ａｃｉｄ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ　２）和△－１５脂肪酸脱氢酶ＦＡＤ３（ｆａｔｔｙ　ａｃｉｄ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ　３）是控
制亚油酸（１８∶２；ω－６）和亚麻酸（１８∶３；ω－３）合成的限速酶，亦在植物抵御低温等环境胁迫反应中起重要作用。本文利
用生物信息学工具分析了亚麻荠（Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ）ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１编码蛋白的理化性质、二硫键、磷酸化位点、高
级结构、保守域和功能系统进化等特征。结果表明，ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１编码蛋白理论ｐＩ相近（分别为８．３９和８．４２），
然而前者不稳定系数（４０．０４）显著高于后者（２９．４６）。ＦＡＤ２－１蛋白的磷酸化位点为２３个，多于ＦＡＤ３磷酸化位点
（１８个），预示ＦＡＤ２－１更易受翻译后调控。这两种蛋白均含有３个保守的组氨酸富集区（Ｈｉｓｂｏｘ），且在Ｃ端含有内
质网滞留信号，赋予其定位于内质网和催化双键形成的活性。ＦＡＤ２－１的ａ－螺旋比例（４５．３１％）高于 ＦＡＤ３－１
（３３．１６％），然而后者无规则卷曲比例（５１．９３％）大于前者（４４．５３％）。３Ｄ结构模拟显示，ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１功能域
大小和构象存在差异，这可能影响到底物选择性和催化效率。这些结果为全面解析亚麻荠种子油脂合成和ω－３族脂
肪酸富集的分子机理提供了科学参考。
关键词：亚麻荠；ω－３与ω－６族脂肪酸；脂肪酸脱饱和酶（ＦＡＤ）；生物信息学分析
中图分类号：Ｓ５６５．９　　文献标识码：Ａ　　文章编号：１６７１－８１５１（２０１６）０４－０２４２－０９
Ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃｓ　ａｎａｌｙｓｉｓ　ｏｆ　ＦＡＤ２－１ａｎｄ　ＦＡＤ３－１ｃｏｄｉｎｇ　ｐｒｏｔｅｉｎｓ　ｉｎ　Ｃａｍｅｌｉｎａ　Ｓａｔｉｖａ
Ｌｉｕ　Ｂａｏｌｉｎｇ１，Ｓｕｎ　Ｙａｎ２，Ｇａｏ　Ｃｈａｎｇｙｏｎｇ１，Ｙｕａｎ　Ｌｉｘｉａ１，３，Ｘｕｅ　Ｊｉｎａｉ　１，Ｌｉ　Ｒｕｎｚｈｉ　１，Ｚｈａｎｇ　Ｌｉ　１＊
（１．Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ　ｏｆ　Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ　Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ　ａｎｄ　Ｂｉｏｅｎｅｒｇｙ，Ｓｈａｎｘｉ　Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ　Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｔａｉｇｕ　０３０８０１，Ｃｈｉｎａ；
２．Ｃｏｌｌｅｇｅ　ｏｆ　Ｌｉｆｅ　Ｓｃｉｅｎｃｅ，Ｓｈａｎｘｉ　Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ　Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｔａｉｇｕ　０３０８０１，Ｃｈｉｎａ；３．Ｃｏｌｌｅｇｅ　ｏｆ　Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ　Ｓｃｉｅｎｃｅ
ａｎｄ　Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ，Ｊｉｎｚｈｏｎｇ　Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｊｉｎｚｈｏｎｇ　０３０６００，Ｃｈｉｎａ）
Ａｂｓｔｒａｃｔ：ＦＡＤ２（ｆａｔｔｙ　ａｃｉｄ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ　２）ａｎｄ　ＦＡＤ３（ｆａｔｔｙ　ａｃｉｄ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ　３）ａｒｅ　ｔｈｅ　ｒａｔｅ－ｌｉｍｉｔｉｎｇ　ｅｎｚｙｍｅｓ　ｒｅｓｐｏｎｓｉｂｌｅ
ｆｏｒ　ｌｉｎｏｌｅｉｃ　ａｃｉｄ（１８∶２；ω－６）ａｎｄα－ｌｉｎｏｌｅｎｉｃ　ａｃｉｄ（１８∶３；ω－３）ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ　ｐａｔｈｗａｙ，ａｎｄ　ａｌｓｏ　ｆｕｎｃｔｉｏｎ　ｉｍｐｏｒｔａｎｔｌｙ　ｉｎ　ｐｌａｎｔ
ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ　ａｇａｉｎｓｔ　ｃｏｌｄ　ａｎｄ　ｏｔｈｅｒ　ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ　ｓｔｒｅｓｓｅｓ．Ｉｎ　ｔｈｅ　ｐｒｅｓｅｎｔ　ｓｔｕｄｙ，ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃｓ　ｔｏｏｌｓ　ｗｅｒｅ　ｅｍｐｌｏｙｅｄ　ｔｏ
ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｅ　ＣｓＦＡＤ２－１ａｎｄ　ＣｓＦＡＤ３－１ｐｒｏｔｅｉｎｓ　ｉｎ　Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ，ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ　ｐｈｙｓｉｃｏｃｈｅｍｉｃａｌ　ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ，ｄｉｓｕｌｆｉｄｅ，
ｐｈｏｓｐｈｏｒｙｌａｔｉｏｎ　ｓｉｔｅｓ，ａｄｖａｎｃｅｄ　３Ｄｓｔｒｕｃｔｕｒｅ，ａｎｄ　ｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｒｙ　ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ　ｄｏｍａｉｎ．Ｉｔ　ｗａｓ　ｓｈｏｗｎ　ｔｈａｔ　ｔｈｅ　ｔｈｅｏｒｅｔｉｃａｌ　ｐＩ
ｖａｌｕｅｓ　ｏｆ　ＣｓＦＡＤ２－１（８．３９）ａｎｄ　ＣｓＦＡＤ３－１（８．４２）ｐｒｏｔｅｉｎｓ　ｗｅｒｅ　ｓｉｍｉｌａｒ，ｗｈｉｌｅ　ｔｈｅ　ｆｏｒｍｅｒ　ｈａｄ　ｈｉｇｈｅｒ　ｉｎｓｔａｂｉｌｉｔｙ　ｃｏｅｆｆｉ－
ｃｉｅｎｔ（４０．０４）ｔｈａｎ　ｔｈｅ　ｌａｔｅｒ（２９．４６）．ＣｓＦＡＤ２－１ｃｏｎｔａｉｎｅｄ　２３ｐｈｏｓｐｈｏｒｙｌａｔｉｏｎ　ｓｉｔｅｓ　ｍｏｒｅ　ｔｈａｎ　ＣｓＦＡＤ３－１’ｓ（１８
ｓｉｔｅｓ），ｉｎｄｉｃａｔｉｎｇ　ＣｓＦＡＤ２－１ｗａｓ　ｍｏｒｅ　ｐｏｓｓｉｂｌｙ　ａｆｆｅｃｔｅｄ　ｂｙ　ｐｏｓｔ－ｔｒａｎｓｌａｔｉｏｎａｌ　ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ．Ｂｏｔｈ　ｐｒｏｔｅｉｎｓ　ｓｈａｒｅｄ　ｔｈｒｅｅ
ｈｉｇｈｌｙ　ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ　ｈｉｓｔｉｄｉｎｅ　ｒｉｃｈ　ｍｏｔｉｆｓ（Ｈｉｓｂｏｘ），ｗｉｔｈ　ｅｎｄｏｐｌａｓｍｉｃ　ｒｅｔｉｃｕｌｕｍ（ＥＲ）ｒｅｔｅｎｔｉｏｎ　ｓｉｇｎａｌ　ａｔ　ｔｈｅ　Ｃ－ｔｅｒｍｉｎｕｓ，
ｏｆｆｅｒｉｎｇ　ｔｈｅｉｒ　ｌｏｃａｔｉｏｎｓ　ｉｎ　ＥＲ　ａｎｄ　ｃａｌａｌｙｔｉｃ　ａｃｔｉｖｉｔｉｅｓ　ｆｏｒ　ｄｏｕｂｌｅ－ｂｏｎｄ　ｆｏｒｍａｔｉｏｎ．Ｔｈｅｒｅ　ｗｅｒｅ　ｍｏｒｅɑ－ｈｅｌｉｘ　ｉｎ　ＣｓＦＡＤ２－１
（４５．３１％）ｔｈａｎ　ｉｎ　ＣｓＦＡＤ３－１（３３．１６％）ｗｈｉｌｅ　ｍｏｒｅ　ｒａｎｄｏｍ　ｃｏｉｌｓ　ｅｘｉｔｅｄ　ｉｎ　ＣｓＦＡＤ３－１（５１．９３％）ｔｈａｎ　ｉｎ　ＣｓＦＡＤ２－１
（４４．５３％）．３Ｄｓｔｒｕｃｔｕｒｅ　ｓｉｍｕｌａｔｉｏｎ　ｒｅｖｅａｌｅｄ　ｔｈａｔ　ｔｈｅｒｅ　ｗｅｒｅ　ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ　ｉｎ　ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ　ｄｏｍａｉｎ　ｓｉｚｅ　ａｎｄ　ｃｏｎｆｉｒｍａｔｉｏｎ　ｆｏｒ
ｂｏｔｈ　ｐｒｏｔｅｉｎｓ，ｓｕｇｇｅｓｔｉｎｇ　ｔｈｅ　ｔｗｏ　ｐｒｏｔｅｉｎｓ　ｈａｖｅ　ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ　ｓｕｂｓｔｒａｔｅ　ｓｅｌｅｃｔｉｖｉｔｙ　ａｎｄ　ｅｎｚｙｍａｔｉｃ　ａｃｔｉｖｉｔｙ．Ａｌ　ｔｈｅｓｅ　ｒｅｓｕｌｔｓ
ｐｒｏｖｉｄｅ　ａ　ｓｃｉｅｎｔｉｆｉｃ　ｒｅｆｅｒｅｎｃｅ　ｆｏｒ　ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇ　ｔｈｅ　ｍｏｌｅｃｕｌａｒ　ｍｅｃｈａｎｉｓｍ　ｕｎｄｅｒｌｙｉｎｇ　ｌｉｐｉｄ　ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ　ａｎｄω－３ｆａｔｔｙ　ａｃｉｄ
ｈｉｇｈ　ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ　ｉｎ　ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓｅｅｄｓ．
DOI:10.13842/j.cnki.issn1671-8151.2016.04.003
Ｋｅｙ　ｗｏｒｄｓ：Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ；ω－３ａｎｄω－６ｆａｔｔｙ　ａｃｉｄｓ；Ｆａｔｔｙ　ａｃｉｄ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ（ＦＡＤ）；Ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃｓ　ａｎａｌｙｓｉｓ
　　植物油脂是人类饮食的主要脂肪酸营养来源，
其脂肪酸组成影响着油脂的品质和功能。ω－３族
（第一个双键出现在从甲基端数第三个碳原子处）
和ω－６族（第一个双键出现在从甲基端数第六个碳
原子处）不饱和脂肪酸是大豆和油菜等普通油料作
物种子油的主要脂肪酸成分，这两类脂肪酸含量比
例决定着植物油脂的营养价值和保健功能。普通
油料作物种子油脂肪酸组成是ω－６族含量＞ω－３
族，极不利于人类营养和健康。亚麻荠（Ｃａｍｅｌｉｎａ
ｓａｔｉｖａ）是一种新发掘的十字花科高油作物（含油
量＞４７％），种子油中ω－３族脂肪酸显著高于ω－６
族含量，非常适合人类营养和健康需求。因此，基
于亚麻荠油的诸多营养保健品研发近年来日益增
多。然而，有关亚麻荠种子高水平合成积累ω－３族
脂肪酸机制还未见报道［１］。
亚油酸（１８∶２）和亚麻酸（１８∶３）分别是植物油
脂中最主要的ω－６族和ω－３族脂肪酸，也是人体自
身无法合成的必需脂肪酸［２，３］。催化油酸（１８∶１）
转化为亚油酸（１８∶２）的ω－６脂肪酸脱饱和酶是△－
１２脂肪酸脱氢酶（ｆａｔｔｙ　ａｃｉｄ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ－２，ＦＡＤ２），
催化亚油酸（１８∶２）转化为亚麻酸（１８∶３）的ω－３脂
肪酸脱饱和酶是△－１５脂肪酸脱氢酶（ｆａｔｔｙ　ａｃｉｄ
ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ－３，ＦＡＤ３）。近 年 来，有 关 ＦＡＤ２ 和
ＦＡＤ３在多不饱和脂肪酸（ｐｏｌｙｕｎｓａｔｕｒａｔｅｄ　ｆａｔｔｙ
ａｃｉｄｓ，ＰＵＦＡ）合成途径及控制ω－６族和ω－３族脂
肪酸比例中的作用备受关注［４］。此外，ＦＡＤ２和
ＦＡＤ３也参与了植物低温等环境胁迫抗性反应。
ＦＡＤ２和ＦＡＤ３均为膜结合型脱氢酶，定位于植物
细胞的内质网表面［５］。ＦＡＤ３主要在组织中催化
合成约８０％的三烯脂肪酸。目前，国内外学者已
在甘蓝型油菜［６，７］、大豆［８］、花生［９］、红花［１０］、棉
花［１１，１２］和烟草［１３］等油料作物和药用植物中成功克
隆出ＦＡＤ２基因，并做了相关的超表达和沉默表
达分析，为油脂合成研究奠定了一定的理论和实验
基础。ＦＡＤ３基因的克隆、表达、调控功能及其家
族进化关系［１４］也在相关文献中有所报道。
全基因组测序显示亚麻荠为异源六倍体［１］，在
漫长的进化过程中，其染色体基因发生了复杂的加
倍现象。亚麻荠ＣｓＦＡＤ２和ＣｓＦＡＤ３基因位于不
同染色体不同位置的同源序列各有３个拷贝，且同
源性均高达９９％［１５］。我们先期试验结果显示，
ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１在发育种子中高表达，预
示着这两个ω－６和ω－３脱饱和酶在亚麻荠种子油
脂合成和积累中行使重要功能［１］。本文进一步利
用生物信息学方法分析这两种脱饱和酶的蛋白结
构和理化性质等特征及功能差异性，为全面解析亚
麻荠种子高水平合成积累ω－３族脂肪酸分子机理，
以及后续定向遗传改变植物种子油脂肪酸组成提
供科学依据。
１　材料与方法
１．１　亚麻荠脱饱和酶基因鉴定及其编码蛋白的理
化性质分析
从 ＮＣＢＩ 中 的 ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ　ｄｏｍａｉｎ　ｄａｔａｂａｓｅ
（ＣＤＤ）库（ｈｔｔｐ：／／ｗｗｗ．ｎｃｂｉ．ｎｌｍ．ｎｉｈ．ｇｏｖ／ｓｔｒｕｃ－
ｔｕｒｅ／ｃｄｄ／ｗｒｐｓｂ．ｃｇｉ）获得ＣｓＦＡＤ２酶和ＣｓＦＡＤ３
酶的结构域：二铁离子结合位点－组氨酸富集
区［１６］。在亚麻荠数据库下载编码序列（ＣＤＳ）及其
蛋白序列：ＦＡＤ２－ＨＱ００８３２０．１／ＡＤＵ１８２４７．１和
ＦＡＤ３－ＫＪ５４１０７４．１／ＡＨＺ８９３０５．１，分 别 命 名 为
ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１。以隐马可夫模型在ＣＤＤ库
中鉴定亚麻荠的ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１蛋白序列的
保守域结构，确定这些基因是准确的ω－６和ω－３脂
肪酸脱饱和酶基因。利用 ＥｘＰａｓｙ网站提供的
ＰｒｏｔＰａｒａｍ 工具 （ｈｔｔｐ：／／ｗｅｂ．ｅｘｐａｓｙ．ｏｒｇ／ｐｒｏｔ－
ｐａｒａｍ／）分析亚麻荠ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１蛋白的氨
基酸组成、相对分子量、等电点和原子组成等理化
性质。
１．２　亚麻荠ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１蛋白序列的一级
结构分析
利用 ＤｉＡＮＮＡ工具（ｈｔｔｐ：／／ｃｌａｖｉｕｓ．ｂｃ．ｅｄｕ／～
ｃｌｏｔｅｌａｂ／ＤｉＡＮＮＡ／）对亚麻荠ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１
蛋白序列中二硫键的分布进行预测分析；运用
ＣＢＳ（ｈｔｔｐ：／／ｗｗｗ．ｃｂｓ．ｄｔｕ．ｄｋ／ｓｅｒｖｉｃｅｓ／）在线网
站分析上述蛋白的葡萄糖－Ｏ－糖基化位点和磷酸化
位 点 （ｈｔｔｐ：／／ｗｗｗ．ｃｂｓ．ｄｔｕ．ｄｋ／ｓｅｒｖｉｃｅｓ／Ｎｅｔ－
Ｐｈｏｓ／）。利用 ＥｘＰａｓｙ网站中的 ＴＭＨＭＭ 工具
（ｈｔｔｐ：／／ｗｗｗ． ｃｂｓ． ｄｔｕ． ｄｋ／ｓｅｒｖｉｃｅｓ／ＴＭ－
ＨＭＭ／）、Ｐｒｏｔｓｃａｌｅ 网 站 （ｈｔｔｐ：／／ｗｅｂ．ｅｘｐａｓｙ．
ｏｒｇ／ｐｒｏｔｓｃａｌｅ／）及Ｓｉｇｎａｌ　Ｐ 工具（ｈｔｔｐ：／／ｗｗｗ．
ｃｂｓ．ｄｔｕ．ｄｋ／ｓｅｒｖｉｃｅｓ／ＳｉｇｎａｌＰ／）来分析上述蛋白序
列的跨膜区域、疏水区域和信号肽区。
３４２３６（４） 刘宝玲等：亚麻荠ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１编码蛋白的生物信息学分析
１．３　亚麻荠ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１蛋白序列的高级
结构预测分析
通过 ＰＢＩＬ　ＬＹＯＮ－ＧＥＲＬＡＮＤ 数据库（ｈｔ－
ｔｐｓ：／／ｎｐｓａ－ｐｒａｂｉ．ｉｂｃｐ．ｆｒ／ｃｇｉ－ｂｉｎ／ｎｐｓａ＿ａｕｔｏｍａｔ．
ｐｌ？ｐａｇｅ＝／ＮＰＳＡ／ｎｐｓａ＿ｈｎｎ．ｈｔｍｌ）对 亚 麻 荠
ＦＡＤ２蛋白序列进行二级结构分析，采用默认设
置。利用 Ｐｈｙｒｅ２网站（ｈｔｔｐ：／／ｗｗｗ．ｓｂｇ．ｂｉｏ．
ｉｃ．ａｃ．ｕｋ／ｐｈｙｒｅ２／ｈｔｍｌ／ｐａｇｅ．ｃｇｉ？ｉｄ＝ｉｎｄｅｘ）对
上述蛋白采用同源建模法进行三级结构预测分
析，采用Ｉｎｔｅｎｓｉｖｅ模式。
１．４　ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１蛋白序列保守域鉴
定及其系统发育关系
运用 ＭＥＧＡ　６．０多序列比对软件［１７］对亚
麻荠两种脱饱和酶和其他物种的１０种蛋白序
列进行多序列比对，采用邻接法（Ｎｅｉｇｈｂｏｒ－Ｊｏｉｎ－
ｉｎｇ，ＮＪ）构建系统发育树，其中自举检验值设置
为１０００个循环。利用软件Ｇｅｎｅｄｏｃ对上述各物
种进 行 多 序 列 比 对，从 中 找 出 保 守 域，参 数
ｐｒｏｊｅｃｔ／ｃｏｎｆｉｇｕｒｅ／ｓｈａｄｅ　ｌｅｖｅｌ 值 设 置 为 ｎｏ
ｓｈａｄｉｎｇ。
２　结果与分析
２．１　亚麻荠ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１脱饱和酶的
理化性质分析
利用 ＥｘＰＡＳｙ网站用ｐｒｏｔｐａｒａｍ工具对 Ｃｓ－
ＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１脱饱和酶进行理化性质分
析。结果表明，二者都由２０种氨基酸构成，其中
ＣｓＦＡＤ２－１蛋白中含量最高的氨基酸有 Ａｌａ、Ｌｅｕ、
Ｔｙｒ，ＣｓＦＡＤ３－１中含量最高的是 Ｖａｌ、Ｌｅｕ、Ｓｅｒ。
虽然二者所含的 Ｃｙｓ、Ｇｌｎ、Ｍｅｔ数量最少，但是
ＣｓＦＡＤ３－１含量比 ＣｓＦＡＤ２－１更低。ＣｓＦＡＤ２－１
和ＣｓＦＡＤ３－１分子量分别为４４．０５和４４．２４ｋＤ
（表１），与所对应的拟南芥脱饱和酶的分子量很
接近。理论等电点ｐＩ都在８．３９以上，ＣｓＦＡＤ２－１
和 ＣｓＦＡＤ３－１ 在 ２８０ｎｍ 时 消 光 系 数 分 别 为
１０４　３３５和 ９５　０２０，不稳定系数分别是４０．０４、
２９．４６，显然ＣｓＦＡＤ２－１蛋白不稳定，而ＣｓＦＡＤ３－
１为稳定蛋白。ＣｓＦＡＤ２－１和 ＣｓＦＡＤ３－１的脂肪
系数 是 ８４．８４ 和 ８８．４３，总 的 平 均 亲 水 性 为
－０．０７２和－０．１０６，说明这些蛋白亲水性很差，
属于疏水性蛋白。
表１　亚麻荠ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１蛋白理化性质分析
Ｔａｂｌｅ　１　Ｐｈｙｓｉｃａｌ　ａｎｄ　ｃｈｅｍｉｃａｌ　ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ　ｏｆ　ＣｓＦＡＤ２－１
ａｎｄ　ＣｓＦＡＤ３－１ｐｒｏｔｅｉｎ　ａｎａｌｙｓｉｓ　ｉｎ　Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉ－
ｖａ
蛋白名称 ＣＳＦＡＤ２－１ ＡｔＦＡＤ２ ＣＳＦＡＤ３－１ ＡｔＦＡＤ３
蛋白长度（ａａ） ３８４　 ３８３　 ３８９　 ２８８
相对分子量（ｋＤ） ４４．０５　 ４４．０５　 ４４．２４　 ３２．９０
理论等电点（ｐＩ） ８．３９　 ８．３９　 ８．４２　 ９．１
不稳定系数 ４０．０４　 ３７．９３　 ２９．４６　 ２６．１２
是否稳定 否 是 是 是
脂肪系数 ８４．８４　 ８３．５２　 ８８．４３　 ９２．７１
总平均亲水性指数 －０．０７２ －０．０９４ －０．１０６　 ０．０４３
Ｇｅｎｂａｎｋ登录号 ＡＤＵ１８２４７ＮＰ＿１８７８１９ＡＨＺ８９３０５ＡＥＣ０８３３１
２．２　亚麻荠ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１脱饱和酶的
一级结构分析
２．２．１　ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１脱饱和酶的二硫
键分析
对亚麻荠ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１进行二硫
键分析，结果显示，ＣｓＦＡＤ２－１蛋白序列可能形成５
个二硫键，分值最高的是第 ２０９～３６３ 位，为
０．９９７　２７，在第７号α螺旋和１０号α螺旋之间形
成二硫键（α７－α１０），与拟南芥ＡｔＦＡＤ２的二硫键预
测结果很接近（表２）。而ＣｓＦＡＤ３－１的二硫键较
ＣｓＦＡＤ２－１和ＡｔＦＡＤ３得分率低，推测其在内质网
中弯曲折叠程度低于其他蛋白，能够更好地结合底
物，发挥其催化作用。
２．２．２　ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１糖基化位点和磷
酸化位点分析
预测发现这两种蛋白并没有葡萄糖－Ｏ－糖基化
位点，ＣｓＦＡＤ２－１丝氨酸激酶（Ｓｅｒ）和酪氨酸激酶
（Ｔｈｒ）磷酸化位点数（１２个、１０个）比 ＣｓＦＡＤ３－１
（１１个、４个）多（表３），分别在Ｎ端和Ｃ端分布比
较密集，而后者分布较疏散（图１）。苏氨酸激酶磷
酸化位点数（１个）则少于ＣｓＦＡＤ３－１（３个），且该
磷酸化位点得分均低于上述两种，推测其在苏氨酸
处磷酸化的可能性较低。另外，ＣｓＦＡＤ３－１的总磷
酸化位点数（１８个）明显高于拟南芥ＡｔＦＡＤ３（８），
有可能ＣｓＦＡＤ３－１在催化亚油酸合成亚麻酸的过
程中，更能被上述三种激酶磷酸化，从而更好地发
挥催化功能。
４４２ 山 西 农 业 大 学 学 报（自然科学版） ２０１６
表２　亚麻荠ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１的二硫键分析
Ｔａｂｌｅ　２　Ｔｈｅ　ｄｉｓｕｌｆｉｄｅ　ｂｏｎｄ　ａｎａｌｙｓｉｓ　ｏｆ　ＣｓＦＡＤ２－１ａｎｄ　ＣｓＦＡＤ３－１ｉｎ　Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ
基因名称
Ｐｒｏｔｅｉｎ　ｎａｍｅ
二硫键位置
Ｐｏｓｉｔｉｏｎ　ｏｆ　ｄｉｓｕｌｆｉｄｅ　ｂｏｎｄ
连接的螺旋
Ｃｏｎｎｅｃｔｉｏｎ　ｏｆ　ｈｅｌｉｘ
序列位置
Ｔｈｅ　ｐｏｓｉｔｉｏｎ　ｏｆ　ｓｅｑｕｅｎｃｅ
最高分值
Ｔｈｅ　ｈｉｇｈｅｓｔ　ｓｃｏｒｅ
ＣｓＦＡＤ２－１
ＣｓＦＡＤ３－１
ＡｔＦＡＤ２
ＡｔＦＡＤ３
２７～２５４ α１～α９ ＩＫＲＶＰＣＥＫＰＰＦ－ＬＡＳＭＩＣＬＹＧＶＰ
４５～１０８ α２～α６ ＡＩＰＰＱＣＦＫＲＳＩ－ＶＩＡＨＥＣＧＨＨＡＦ
６６～９３ α３～α４ ＩＩＶＡＳＣＦＹＹＶＡ－ＰＬＹＷＡＣＱＧＣＶＬ
９６～２３７ α５～α８ ＷＡＣＱＧＣＶＬＴＧＶ－ＧＩＬＡＶＣＦＧＬＹＲ
２０９～３６３ α７～α１０ ＹＤＧＦＡＣＨＦＦＰＮ－ＲＥＡＫＥＣＩＹＶＥＰ　 ０．９９７　２７
４８～１０４ α１～α３ ＡＩＰＫＨＣＷＶＫＳＰ－ＶＬＧＨＤＣＧＨＧＳＦ
１９０～２２２ α４～α５ ＹＰＬＹＬＣＹＲＳＰＧ－ＡＴＳＴＴＣＷＳＩＭＦ　 ０．０１５　８５
２６～２５３ α１～α９ ＴＫＲＶＰＣＥＫＰＰＦ－ＭＡＳＭＩＣＬＹＧＶＰ
４４～１０７ α２～α６ ＡＩＰＰＨＣＦＫＲＳＩ－ＶＩＡＨＥＣＧＨＨＡＦ
６５～９２ α３～α４ ＩＩＩＡＳＣＦＹＹＶＡ－ＰＬＹＷＡＣＱＧＣＶＬ
９５～２３６ α５～α８ ＷＡＣＱＧＣＶＬＴＧＩ－ＧＩＬＡＶＣＦＧＬＹＲ
２０８～３６２ α７～α１０ ＹＤＧＦＡＣＨＦＦＰＮ－ＲＥＡＫＥＣＩＹＶＥＰ　 ０．９９６　６１
１０３～２８３ α２～α５ ＶＬＧＨＤＣＧＨＧＳＦ－ＫＩＫＹＩＣＦＶＴＥＮ
１８７～２１９ α３～α４ ＹＰＬＹＬＣＹＲＳＰＧ－ＡＴＳＴＴＣＷＳＩＭＦ　 ０．９８１　４３
表３　ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１蛋白磷酸化位点分析
Ｔａｂｌｅ　３　Ｐｈｏｓｐｈｏｒｙｌａｔｉｏｎ　ｓｉｔｅｓ　ａｎａｌｙｓｉｓ　ｏｆ　ＣｓＦＡＤ２－１ａｎｄ
ＣｓＦＡＤ３－１ｉｎ　Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ
基因名称
Ｐｒｏｔｅｉｎ　ｎａｍｅ
磷酸化位点数
Ｐｈｏｓｐｈｏｒｙｌａｔｉｏｎ
ｓｉｔｅ　ｎｕｍｂｅｒｓ
最高得分及位置
Ｈｉｇｈｅｓｔ　ｓｃｏｒｅ　ａｎｄ
ｌｏｃａｔｉｏｎ
Ｓｅｒ１２ 第１７位：０．９９８
ＣｓＦＡＤ２－１ Ｔｈｒ　１　 ２３ 第３３位：０．６４８
Ｔｙｒ１０ 第３６５位：０．９７９
Ｓｅｒ　１１ 第１６位：０．９９８
ＡｔＦＡＤ２ Ｔｈｒ　２　 ２４ 第２１位：０．９８０
Ｔｙｒ　１１ 第３６４位：０．９７９
Ｓｅｒ１１ 第１７０位：０．９９６
ＣｓＦＡＤ３－１ Ｔｈｒ　３　 １８ 第２２０位：０．７６９
Ｔｙｒ　４ 第３６２位：０．９８５
Ｓｅｒ　５ 第１６７位：０．９９６
ＡｔＦＡＤ３ Ｔｈｒ　１　 ８ 第２１７位：０．７６９
Ｔｙｒ　２ 第２８１位：０．８７１
２．２．３　ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１的跨膜区和疏水
性分析
利用 ＴＭＨＭＭ 工具对 ＣｓＦＡＤ２－１以及 Ｃｓ－
ＦＡＤ３－１蛋白进行跨膜结构预测（图２ａ，图２ｂ分别
表示亚麻荠ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１蛋白的跨膜螺旋；
图２ｃ，图２ｄ分别表示拟南芥ＦＡＤ２和ＦＡＤ３蛋白
的跨膜螺旋），结果发现ＣｓＦＡＤ２－１蛋白在内质网
膜上由外到内有５个跨膜区，其对应的跨膜位置为
ｏ５５－７７ｉ８４－１０６ｏ１１６－１３８ｉ１７５－１９７ｏ２４８－２７０ｉ （如 图
２ａ，“ｏ”代表膜外，“ｉ”代表膜内），而由ＣｓＦＡＤ３－１
蛋白则由膜内到膜外有３个跨膜螺旋区，其对应的
跨膜位置为ｉ６４－８６ｏ１１２－１３４ｉ２２１－２４８ｏ（如图２ｂ）。
ＣｓＦＡＤ２－１比拟南芥 ＡｔＦＡＤ２（如图２ｃ）的跨膜区
数目少一个，形成的跨膜区位置极为相似，有可能
在发挥催化作用时，可能在十字花科植物中具有类
似的代谢通路。而 ＣｓＦＡＤ３－１则与拟南芥 Ａｔ－
ＦＡＤ３－１（如图２ｄ）相比，其跨膜区数目较少，有相
似的部分跨膜区位置，推测其催化亚麻酸合成过程
中，不同的结构有可能参与其他的生化代谢途径。
采用Ｐｒｏｔｓｃａｌｅ网站和ＳｉｇｎａｌＰ网站分析ＣｓＦＡＤ２－
１和ＣｓＦＡＤ３－１蛋白的疏水性和信号肽区。有跨
膜的区域，疏水性较高，其本身作为一种膜结合蛋
白，因而是疏水蛋白。经信号肽检测，这两种蛋白
都没有信号肽和酶切位点，说明这两种蛋白光定位
在内质网膜上，并不跨膜分泌到其他位置。
２．３　亚麻荠ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１脱饱和酶的
高级结构分析
通过 ＰＢＩＬ　ＬＹＯＮ－ＧＥＲＬＡＮＤ 网站对 Ｃｓ－
ＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１蛋白进行二级结构预测（如
图３），这些蛋白仅含有三种结构，分别为α螺旋、β
５４２３６（４） 刘宝玲等：亚麻荠ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１编码蛋白的生物信息学分析
　　　
图１　亚麻荠ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１蛋白磷酸化位点分布图
Ｆｉｇ．１　Ｐｈｏｓｐｈｏｒｙｌａｔｉｏｎ　ｓｉｔｅｓ　ａｎａｌｙｓｉｓ　ｏｆ　ＣｓＦＡＤ２－１ａｎｄ　ＣｓＦＡＤ３－１ｉｎ　Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ
图２　亚麻荠脱饱和酶ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１的蛋白跨膜螺旋分析　（ａ，ｂ分别表示亚麻荠ＦＡＤ２－１和
ＦＡＤ３－１蛋白的跨膜螺旋；ｃ，ｄ分别表示拟南芥ＦＡＤ２和ＦＡＤ３蛋白的跨膜螺旋）
Ｆｉｇ．２　Ｔｈｅ　ｔｒａｎｓｍｅｍｂｒａｎｅ　ｈｅｌｉｘ　ａｎｔｅｎｎａ　ａｎａｌｙｓｉｓ　ｏｆ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ　ＣｓＦＡＤ２－１ａｎｄ　ＣｓＦＡＤ３－１ｉｎ　Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ　
（ａ，ｂ，ｐｒｅｓｅｎｔ　ｔｈｅ　ｔｒａｎｓｍｅｍｂｒａｎｅ　ｈｅｌｉｃａｌ　ｏｆ　ＦＡＤ３－１ａｎｄ　ＦＡＤ２－１ｐｒｏｔｅｉｎ　ｉｎ　Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ；ｃ，ｄ，
ｐｒｅｓｅｎｔ　ｔｈｅ　ｔｒａｎｓｍｅｍｂｒａｎｅ　ｈｅｌｉｃａｌ　ｏｆ　ＦＡＤ２ａｎｄ　ＦＡＤ３ｐｒｏｔｅｉｎ　ｉｎ　Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ｔｈａｌｉａｎａ）
图３　亚麻荠ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１的二级结构预测（蓝色线：α螺旋，粉色线：无规则卷曲，红色线：β片层）
Ｆｉｇ．３　Ｔｈｅ　ｓｅｃｏｎｄ　ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ　ｐｒｅｄｉｃｔｉｏｎ　ｏｆ　ＣｓＦＡＤ２－１ａｎｄ　ＣｓＦＡＤ３－１ｉｎ　Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ（Ｂｌｕｅ　ｌｉｎｅ：αｈｅｌｉｘ，ｐｉｎｋ　ｌｉｎｅ：ｒａｎ－
ｄｏｍ　ｃｏｉｌ，ｒｅｄ　ｌｉｎｅ：βｓｈｅｅｔ）
片层和无规则卷曲，占据不同的比例。ＣｓＦＡＤ２－１
蛋白α螺旋、β片层和无规则卷曲占的比例分别
为：４５．３１％、１０．１６％和４４．５３％，与ＡｔＦＡＤ２的结
构比例相差不多。而ＣｓＦＡＤ３－１所含的比例分别
为：３３．１６％、１４．９１％和５１．９３％。其螺旋数较少，
β片层和无规则卷曲却比ＣｓＦＡＤ２－１蛋白多。这
与上述的跨膜区和疏水区预测结果是一致的。用
同源建模的方法来预测这两种蛋白的三级结构（如
图４），ＣｓＦＡＤ２－１预测的氨基酸范围达到６５％，估
测率为９９．９％，而ＣｓＦＡＤ３－１的估测率大于９０％
时，氨基酸范围为７５％，很明显其不规则卷曲程度
较高。
６４２ 山 西 农 业 大 学 学 报（自然科学版） ２０１６
图４　亚麻荠ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１的三级结构预测（红色：肽链Ｎ端，蓝色：肽链Ｃ端）
Ｆｉｇ．４　Ｔｈｅ　ｔｈｉｒｄ　ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ　ｐｒｅｄｉｃｔｉｏｎ　ｏｆ　ＣｓＦＡＤ２－１ａｎｄ　ＣｓＦＡＤ３－１ｉｎ　Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ（Ｒｅｄ：Ｎ　ｔｅｒｍｉｎａｌ　ｏｆ　ｐｅｐｔｉｄｅ，ｂｌｕｅ：Ｃ
ｔｅｒｍｉｎａｌ　ｏｆ　ｐｅｐｔｉｄｅ）
２．４　保守域及系统发育分析
利用ＧｅｎｅＤｏｃ软件对各物种ＦＡＤ２和ＦＡＤ３
蛋白序列进行多序列比对，从中找到亚麻荠的组氨
酸保守域及其内质网滞留信号（图５）。发现亚麻
荠ＣｓＦＡＤ２－１、ＣｓＦＡＤ３－１及其同源序列也具有其
他物种ω－６和ω－３脂肪酸脱饱和酶所具有的３个
组氨酸富集区，即 Ｈｉｓｂｏｘ　Ｉ、Ｈｉｓｂｏｘ　ＩＩ和 Ｈｉｓｂｏｘ
ＩＩＩ。ω－６脂肪酸脱饱和酶组氨酸保守区分别为：
ＨＥＣＧＨＨ、ＰＹＦＳＷＫＹＳＨＲＲＨＨ和ＨＮＩＴＤＴＨ－
ＶＡＨＸ，而ω－３脂肪酸脱饱和酶的为：ＨＤＣＧＨＧ、
ＨＧＷＲＳＨＲＴＨＨ 和 ＨＨＤＩＧＴＨＶＩＨＨ，保守区
的组成有所不同，但是都能各自形成酶活性催化中
心及其铁原子结合部位。通过分析，也发现了这些
蛋白都在 Ｃ 端不同程度存在内质网滞留信号
ＫＫＸＸ－ｌｉｋｅ　ｍｏｔｉｆ（图５，且因ＦＡＤ２和ＦＡＤ３基因
不同，滞留信号数量有所差别。从中也发现了亚麻
荠ＣｓＦＡＤ２－１的 ＫＫＸＸ－ｌｉｋｅ　ｍｏｔｉｆ与其他物种没
有太大差别，而ＣｓＦＡＤ３－１及其同源序列拥有特异
性的内质网滞留信号，如ＫＫＫＧＥ、ＫＫＤＨ（图５阴
影），其在内质网上的滞留方式可能与其他物种的
相应蛋白不同，其数目少于ＣｓＦＡＤ２－１，与跨膜数、
疏水性和螺旋数都是一致的，推测其结合区较少，
裸露在内质网的部分较多，可能和底物结合更加紧
密，催化反应比ω－６脂肪酸脱饱和酶效率更高。可
以用 ＭＥＧＡ　６．０软件对不同物种脱饱和脂肪酸脱
氢酶（表４）进行多序列比对，并构建系统发育树
（如图６）。从中可以得出，进化树可以分为ＦＡＤ２
和ＦＡＤ３两大分支，说明ω－６脱饱和酶基因和ω－３
脂肪酸脱饱和酶基因编码的蛋白序列还是有较大
差别的，而在各个分支中十字花科的物种ＦＡＤ蛋
白均聚类在一起，如亚麻荠、甘蓝型油菜、芥菜和拟
南芥。
表４　不同物种ＦＡＤ蛋白序列信息
Ｔａｂｌｅ　４　Ｔｈｅ　ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ　ｓｐｅｃｉｅｓ　ＦＡＤ　ｐｒｏｔｅｉｎ
ｓｅｑｕｅｎｃｅ
Ｇｅｎｂａｎｋ登录号
Ｇｅｎｂａｎｋ　ａｃｃｅｓｓｉｏｎ
物种
Ｓｐｅｃｉｅｓ
拉丁文名
Ｌａｔｉｎ　ｎａｍｅ
蛋白简称
Ｐｒｏｔｅｉｎ
ａｃｒｏｎｙｍ
ＡＤＵ１８２４７．１ 亚麻荠 Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ　 ＣｓＦＡＤ２－１
ＡＤＵ１８２４８．１ 亚麻荠 Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ　 ＣｓＦＡＤ２－２
ＡＤＵ１８２４９．１ 亚麻荠 Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ　 ＣｓＦＡＤ２－３
ＮＰ＿１８７８１９．１ 拟南芥 Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ｔｈａｌｉａｎａ　ＡＴＦＡＤ２
ＸＰ＿００８４４３０６２．１ 甜瓜 Ｃｕｃｕｍｉｓ　ｍｅｌｏ　 ＣｍＦＡＤ２
ＡＣＦ４９５０７．１ 亚麻 Ｌｉｎｕｍ　ｕｓｉｔａｔｉｓｓｉｍｕｍ　ＬｕＦＡＤ２
ＡＡＬ３７４８４．１ 陆地棉 Ｇｏｓｓｙｐｉｕｍ　ｈｉｒｓｕｔｕｍ　ＧｈＦＡＤ２
ＸＰ＿００３６２５２５９．１ 蒺藜苜蓿 Ｍｅｄｉｃａｇｏ　ｔｒｕｎｃａｔｕｌａ　ＭｔＦＡＤ２
ＡＤＪ５８０１８．１ 甘蓝型芥菜 Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｎｉｇｒａ　 ＢｎｉＦＡＤ２
ＡＣＰ３９５０５．１ 甘蓝型油菜 Ｂｒａｓｓｉｃａ　ｎａｐｕｓ　 ＢｎａＦＡＤ２
ＡＨＺ８９３０５．１ 亚麻荠 Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ　 ＣｓＦＡＤ３－１
ＡＨＺ８９３０６．１ 亚麻荠 Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ　 ＣｓＦＡＤ３－２
ＡＨＺ８９３０７．１ 亚麻荠 Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ　 ＣｓＦＡＤ３－３
ＡＥＣ０８３３１．１ 拟南芥 Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ｔｈａｌｉａｎａ　ＡｔＦＡＤ３
ＮＰ＿００１２３６９４３．１ 大豆 Ｇｌｙｃｉｎｅ　ｍａｘ　 ＧｍＦＡＤ３
ＡＤＰ０７９５２．１ 棉豆 Ｐｈａｓｅｏｌｕｓ　ｌｕｎａｔｕｓ　 ＰｌＦＡＤ３
ＮＰ＿００１２９２９２９．１ 麻疯树 Ｊａｔｒｏｐｈａ　ｃｕｒｃａｓ　 ＪｃＦＡＤ３
ＡＩＹ６８４６９．１ 陆地棉 Ｇｏｓｓｙｐｉｕｍ　ｈｉｒｓｕｔｕｍ　ＧｈＦＡＤ３
ＸＰ＿００２２９８３０９．１ 毛白杨 Ｐｏｐｕｌｕｓ　ｔｒｉｃｈｏｃａｒｐａ　 ＰｔＦＡＤ３
ＸＰ＿００４２９４２９２．１ 草莓 Ｆｒａｇａｒｉａ　ｖｅｓｃａ　 ＦｖＦＡＤ３
７４２３６（４） 刘宝玲等：亚麻荠ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１编码蛋白的生物信息学分析
图５　亚麻荠ＣｓＦＡＤ２和ＣｓＦＡＤ３多序列比对结果
Ｆｉｇ．５　Ｔｈｅ　ａｌｉｇｎｍｅｎｔ　ｒｅｓｕｌｔｓ　ｏｆ　ＣｓＦＡＤ２ａｎｄ　ＣｓＦＡＤ３ｐｒｏｔｅｉｎ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ　ｉｎ　Ｃａｍｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ
８４２ 山 西 农 业 大 学 学 报（自然科学版） ２０１６
图６　各物种ＦＡＤ２和ＦＡＤ３蛋白系统发育树
Ｆｉｇ．６　Ｔｈｅ　ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ　ｔｒｅｅ　ｏｆ　ＦＡＤ２ａｎｄ　ＦＡＤ３ｐｒｏｔｅｉｎｓ　ｏｆ　ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ　ｓｐｅｃｉｅｓ
３　讨论
本文分别以拟南芥ＡｔＦＡＤ２和ＡｔＦＡＤ３为参
照，对亚麻荠ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１蛋白序列进
行了较为全面的生物信息学分析。从理化性质、跨
膜区、疏水区、二级结构及三级结构分析，发现亚麻
荠这两种脂肪酸脱饱和酶蛋白疏水性较高，在跨膜
区有明显的疏水性质。ＣｓＦＡＤ２－１的二级结构α
螺旋比ＣｓＦＡＤ３－１多，且分布更为密集，这一特征
也体现在三级结构中。与其他ω－６和ω－３脂肪酸
脱饱和酶相似［１８］，本研究发现亚麻荠 ＣｓＦＡＤ２－１
和ＣｓＦＡＤ３－１也属于膜结合蛋白，其蛋白序列３个
组氨酸富集框基本一样。这些保守域在空间结构
上形成了酶的催化活性中心，以及所必需的铁原子
结合位点。ＦＡＤ２－１蛋白Ｃ端都有内质网滞留信
号ＫＫＸＸ－ｌｉｋｅ　ｍｏｔｉｆ［１４］。亚麻荠ＦＡＤ３－１蛋白在
内质网上的滞留信号比其他物种明显，自身还拥有
特异性赖氨酸保守区，可以与膜上镶嵌的蛋白氨基
酸形成共价键从而锚定到内质网上，其锚定方式与
其他物种有所差别。这种锚定方式的差异可能有
利于催化更多的亚油酸（ω－６）转化为亚麻酸（ω－３）。
一些研究依据功能分析认为［１９］，ＦＡＤ３是从
ＦＡＤ２进化而来。我们对ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１
结构分析亦显示这种进化路径，即先出现ＦＡＤ２催
化油酸（１８∶１）合成一个双键而生成亚油酸（１８∶２），
接着ＦＡＤ３催化亚油酸（１８∶２）再产生一个双键而合
成亚麻酸（１８∶３）。ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－１蛋白组
氨酸富集区的不同位置，而不同位置的组氨酸富集
区对酶空间构象和功能域起着决定性的作用，则说
明这两种酶虽然都催化碳碳单键合成碳碳双键，但
因其底物特异性，有可能将同一种碳碳单键形成顺
式或者反式双键［２０］，在功能分化方面有着较大差
异，这与Ｃａｈｏｏｎ等［２１～２３］的报道一致，脱饱和酶的功
能分化可能与底物结合的空间构象有关。
总之，本文对亚麻荠ＣｓＦＡＤ２－１和ＣｓＦＡＤ３－
１的生物信息学分析进一步表明 ＣｓＦＡＤ２－１和
ＣｓＦＡＤ３－１在亚麻荠种子油脂合成起重要作用。
亚油酸易氧化，营养价值低。然而，油酸与之相
反，是一类健康有益型脂肪酸。未来可采用
ＲＮＡｉ等技术沉默 ＣｓＦＡＤ２－１，减少亚油酸生
成，使油酸大量积累，培育富含油酸的亚麻荠专
用种质。也可通过遗传修饰上调ＣｓＦＡＤ３－１表
达和酶活性，不仅促使亚麻酸（ω－３）富集，而且
有利于增加其他长链ω－３族脂肪酸（如，二十碳
五烯酸，ＥＰＡ和二十二碳六烯酸 ＤＨＡ）的合成
积累，培育获得具有更高保健功效的特用油脂
９４２３６（４） 刘宝玲等：亚麻荠ＦＡＤ２－１和ＦＡＤ３－１编码蛋白的生物信息学分析
品种。进一步研究需阐明亚麻荠这两个脱饱和 酶的精细表达调控机制。
参　考　文　献
［１］苑丽霞，毛雪，高昌勇，等．种子特异表达二酰甘油酰基转移酶基因（ＶｇＤＧＡＴ１）提高亚麻荠种子油脂积累［Ｊ］．植物生理学报，２０１５，５１
（５）：６６８－６７８．
［２］Ｇｕａｎ　Ｃ　Ｙ．Ａｄｖａｎｃｅｓ　ｏｎ　ｒａｐｅ　ｂｒｅｅｄｉｎｇ　ｆｏｒ　ｈｉｇｈｅｒ　ｃｏｎｔｅｎｔ　ｏｆ　ｏｌｅｉｃ　ａｃｉｄ［Ｊ］．Ｃｒｏｐ　Ｒｅｓｅａｒｃｈ，２００６，２０：１－７．
［３］Ｘｉａｏ　Ｇ，Ｚｈａｎｇ　Ｚ　Ｑ，Ｃｈａｎｇ　Ｆ　Ｙ，ｅｔ　ａｌ．Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｔｈｅ　ｐｒｏｍｏｔｅｒ　ａｎｄ　５′－ＵＴＲ　ｉｎｔｒｏｎ　ｏｆ　ｏｌｅｉｃ　ａｃｉｄ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ（ＦＡＤ２）ｇｅｎｅ　ｉｎ　Ｂｒａｓ－
ｓｉｃａ　ｎａｐｕｓ［Ｊ］．Ｇｅｎｅ，２０１４，５４５：４５－５５．
［４］Ａｓｈｗｉｎｉ　Ｖ　Ｒ，Ｎａｒｅｎｄｒａ　Ｙ　Ｋ，Ｓａｎｊａｙ　Ｐ　Ｂ，ｅｔ　ａｌ．Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌ　ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ　ａｃｔｉｖｉｔｙ　ｏｆ　ＳＡＤ，ＦＡＤ２ａｎｄ　ＦＡＤ３ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ　ｇｅｎｅｓ　ｉｎ　ｄｅｖｅｌｏ－
ｐｉｎｇ　ｓｅｅｄｓ　ｏｆ　ｌｉｎｓｅｅｄ　ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｅｓ　ｔｏ　ｖａｒｉｅｔａｌ　ｖａｒｉａｔｉｏｎ　ｉｎ　ａ－ｌｉｎｏｌｅｎｉｃ　ａｃｉｄ　ｃｏｎｔｅｎｔ［Ｊ］．Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，２０１４，９８：４１－５３．
［５］Ｚｈａｎｇ　Ｄ　Ｙ，Ｐｉｒｔｌｅ　Ｉ，Ｓｔａｃｙ　Ｊ　Ｐ，ｅｔ　ａｌ．Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ　ａｎｄ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｏｆ　ａ　ｎｅｗ　ｄｅｌｔａ－１２ｆａｔｔｙ　ａｃｉｄ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ（ＦＡＤ２－４）ｇｅｎｅ　ｉｎ　ｕｐｌａｎｄ　ｃｏｔ－
ｔｏｎ　ａｎｄ　ｉｔｓ　ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｉｎ　ｙｅａｓｔ　ａｎｄ　Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ　ｔｈａｌｉａｎａ　ｐｌａｎｔ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ　Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ　ａｎｄ　Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，２００９，４７：４６２－４７１．
［６］刘芳，刘睿洋，彭烨，等．甘蓝型油菜ＢｎＦＡＤ２－Ｃ１基因全长序列的克隆、表达及转录调控元件分析［Ｊ］．作物学报，２０１５，４１（１１）：１－９．
［７］熊兴华，官春云，王学军，等．甘蓝型油菜ＦＡＤ２基因ｃＤＮＡ片段的克隆和序列分析［Ｊ］．湖南农业大学学报，２００２，２８（２）：９７－９９．
［８］Ｐｈａｍ　Ａ　Ｔ，Ｌｅｅ　Ｊ　Ｄ，Ｓｈａｎｎｏｎ　Ｊ　Ｇ，ｅｔ　ａｌ．Ｍｕｔａｎｔ　ａｌｅｌｅｓ　ｏｆ　ＦＡＤ２－１Ａａｎｄ　ＦＡＤ２－１Ｂｃｏｍｂｉｎｅ　ｔｏ　ｐｒｏｄｕｃｅ　ｓｏｙｂｅａｎｓ　ｗｉｔｈ　ｔｈｅ　ｈｉｇｈ　ｏｌｅｉｃ　ａｃｉｄ
ｓｅｅｄ　ｏｉｌ　ｔｒａｉｔ［Ｊ］．ＢＭＣ　Ｐｌａｎｔ　Ｂｉｏｌｏｇｙ　２０１０，１０：１９５．
［９］Ｗａｎｇ　Ｙ，Ｚｈａｎｇ　Ｘ　Ｇ，Ｚｈａｏ　Ｙ　Ｌ，ｅｔ　ａｌ．Ｉｎｓｉｇｈｔｓ　ｉｎｔｏ　ｔｈｅ　ｎｏｖｅｌ　ｍｅｍｂｅｒｓ　ｏｆ　ｔｈｅ　ＦＡＤ２ｇｅｎｅ　ｆａｍｉｌｙ　ｉｎｖｏｌｖｅｄ　ｉｎ　ｈｉｇｈ－ｏｌｅａｔｅ　ｆｌｕｘｅｓ　ｉｎ　ｐｅａｎｕｔ
［Ｊ］．Ｇｅｎｏｍｅ，２０１５，５８：３７５－３８３．
［１０］Ｃａｏ　Ｓ　Ｊ，Ｚｈｏｕ　Ｘ　Ｒ，Ｃｒａｉｇ　Ｃ　Ｗ，ｅｔ　ａｌ．Ａ　ｌａｒｇｅ　ａｎｄ　ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｙ　ｄｉｖｅｒｓｅ　ｆａｍｉｌｙ　ｏｆ　Ｆａｄ２ｇｅｎｅｓ　ｉｎ　ｓａｆｆｌｏｗｅｒ（Ｃａｒｔｈａｍｕｓ　ｔｉｎｃｔｏｒｉｕｓ　Ｌ．）［Ｊ］．
ＢＭＣ　Ｐｌａｎｔ　Ｂｉｏｌｏｇｙ，２０１３，１３：５．
［１１］Ｌｉｕ　Ｗ，Ｌｉ　Ｗ，Ｈｅ　Ｑ　Ｌ，ｅｔ　ａｌ．Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ　ｏｆ　１９ｇｅｎｅｓ　ｅｎｃｏｄｉｎｇ　ｍｅｍｂｒａｎｅ－ｂｏｕｎｄ　ｆａｔｔｙ　ａｃｉｄ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅｓ　ａｎｄ　ｔｈｅｉｒ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｐｒｏｆｉｌｅｓ
ｉｎ　ｇｏｓｓｙｐｉｕｍ　ｒａｉｍｏｎｄｉ　ｕｎｄｅｒ　ｌｏｗ　ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ［Ｊ］．ＰＬｏＳ　ＯＮＥ，２０１５，１０（４）：ｅ０１２３２８１．
［１２］Ｋａｒｇｉｏｔｉｄｏｕ　Ａ，Ｄｅｌｉ　Ｄ，Ｇａｌａｎｏｐｏｕｌｏｕ　Ｄ，ｅｔ　ａｌ．Ｌｏｗ　ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ　ａｎｄ　ｌｉｇｈｔ　ｒｅｇｕｌａｔｅ　ｄｅｌｔａ　１２ｆａｔｔｙ　ａｃｉｄ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅｓ（ＦＡＤ２）ａｔ　ａ　ｔｒａｎ－
ｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ　ｌｅｖｅｌ　ｉｎ　ｃｏｔｔｏｎ（Ｇｏｓｓｙｐｉｕｍ　ｈｉｒｓｕｔｕｍ）［Ｊ］．Ｊｏｕｒｎａｌ　ｏｆ　Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ　Ｂｏｔａｎｙ，２００８，５９（８）：２０４３－２０５６．
［１３］Ｎａｉｍ　Ｆ，Ｎａｋａｓｕｇｉ　Ｋ，Ｃｒｏｗｈｕｒｓｔ　Ｒ　Ｎ，ｅｔ　ａｌ．Ａｄｖａｎｃｅｄ　ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ　ｏｆ　ｌｉｐｉｄ　ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ　ｉｎ　ｕｓｉｎｇ　ａ　ｄｒａｆｔ　ｇｅｎｏｍｅ　ａｎｄ　ｔｈｅ　Ｖ２Ｖｉｒａｌ　ｓｉｌｅｎ－
ｃｉｎｇ－ｓｕｐｐｒｅｓｓｏｒ　ｐｒｏｔｅｉｎ［Ｊ］．ＰＬｏＳ　ＯＮＥ　７（１２）：ｅ５２７１７．
［１４］官玲亮，侯凯，陈郡雯，等．ω－６和ω－３脂肪酸脱氢酶家族系统进化与功能分化［Ｊ］．遗传，２０１３，３５（５）：６４３－６５４．
［１５］Ｋａｎｇ　Ｊ　Ｌ，Ｓｎａｐｐ　Ａ　Ｒ，Ｌｕ　Ｃ　Ｆ．Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｔｈｒｅｅ　ｇｅｎｅｓ　ｅｎｃｏｄｉｎｇ　ｍｉｃｒｏｓｏｍａｌ　ｏｌｅａｔｅ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅｓ（ＦＡＤ２）ｆｒｏｍ　ｔｈｅ　ｏｉｌｓｅｅｄ　ｃｒｏｐ　Ｃａｍ－
ｅｌｉｎａ　ｓａｔｉｖａ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ　Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ　ａｎｄ　Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，２０１１，４９：２２３－２２９．
［１６］Ｏｋａｄａ　Ｓ，Ｚｈｏｕ　Ｘ　Ｒ，Ｄａｍｃｅｖｓｋｉ　Ｋ，ｅｔ　ａｌ．Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ　ｏｆ　１２Ｆａｔｔｙ　Ａｃｉｄ　Ｄｅｓａｔｕｒａｓｅｓ　ｉｎ　Ｓａｎｔａｌａｃｅａｅ　ａｎｄ　Ｔｈｅｉｒ　Ｒｏｌｅ　ｉｎ　Ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ　ｏｆ　Ｓｅｅｄ　Ｏｉｌ
Ａｃｅｔｙｌｅｎｉｃ　Ｆａｔｔｙ　Ａｃｉｄｓ［Ｊ］．ＴＨＥ　ＪＯＵＲＮＡＬ　ＯＦ　ＢＩＯＬＯＧＩＣＡＬ　ＣＨＥＭＩＳＴＲＹ　ＶＯＬ，２０１３，２８８（４５）：３２４０５－３２４１３．
［１７］Ｋｕｍａｒ　Ｓ，Ｎｅｉ　Ｍ，Ｄｕｄｌｅｙ　Ｊ，Ｔａｍｕｒａ　Ｋ．ＭＥＧＡ：ａ　ｂｉｏｌｏｇｉｓｔ－ｃｅｎｔｒｉｃ　ｓｏｆｔｗａｒｅ　ｆｏｒ　ｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｒｙ　ａｎａｌｙｓｉｓ　ｏｆ　ＤＮＡ　ａｎｄ　ｐｒｏｔｅｉｎ　ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ
［Ｊ］．Ｂｒｉｅｆ　Ｂｉｏｉｎｆｏｒｍ．２００８，９（４）：２９９－３０６．
［１８］戴晓峰，肖玲，武玉花，等．植物脂肪酸脱饱和酶及其编码基因研究进展［Ｊ］．植物学通报，２００７，２４（１）：１０５－１１３．
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［２３］Ｃａｈｏｏｎ　Ｅ　Ｂ，Ｒｉｐｐ　Ｋ　Ｇ，Ｈａｌ　Ｓ　Ｅ，ｅｔ　ａｌ．Ｆｏｒｍａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｃｏｎｊｕｇａｔｅｄΔ８，Δ１０－ｄｏｕｂｌｅ　ｂｏｎｄｓ　ｂｙΔ１２－ｏｌｅｉｃ－ａｃｉｄ　ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ－ｒｅｌａｔｅｄ　ｅｎｚｙｍｅｓ：
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（编辑：邢国芳）
０５２ 山 西 农 业 大 学 学 报（自然科学版） ２０１６