全 文 ：·综述与专论· 2012年第12期
生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN
S-腺苷甲硫氨酸（也称腺苷蛋氨酸，S-adenosyl-
L-methionine，SAM）是广泛存在于动物、植物和微
生物体内的一种重要的生理活性物质，参与细胞内
众多生化反应。SAM 可用于治疗抑郁症、关节炎、
肝功能紊乱等疾患，在欧美畅销多年，我国也于
2010 年 3 月对注射用丁二磺酸腺苷蛋氨酸发放了药
品批准文号，因此 SAM 的生产具有广阔的市场前景，
SAM 制备方法的优化也是近年研究热点。SAM 制备
方法大致分为 3 种，即化学合成法、生物转化法和
体外酶促转化法。
化学合成法采用 S-腺苷同型半胱氨酸和甲基供
体 CH3I 合成 SAM，但合成的产物除（-）构型的
SAM 外，还有少量（＋）型 SAM，后者无生物活性，
收稿日期 : 2012-06-01
基金项目 : 国家重点基础研究发展计划项目（2012CB725202）
作者简介 : 胡晓清 , 男 , 副教授 , 研究方向 : 代谢工程与生化工程 ; E-mail: hu.x.q@hotmail.com
微生物转化生产 S-腺苷甲硫氨酸
胡晓清  郭雯  韩国强
（江南大学食品科学与技术国家重点实验室 江南大学生物工程学院，无锡 214122）
摘 要 ： S-腺苷甲硫氨酸（S-adenosyl-L-methionine，SAM）是具有广阔市场前景的活性氨基酸，微生物转化法是近年来报道
较多的 SAM 生产方法。综合近年来 SAM 生产菌株的基因改造和发酵优化方面的进展，从提高 SAM 合成酶表达和酶活、优化甲醇
和甘油的流加方式、改善 ATP 的生成和 L-甲硫氨酸的补料、阻断下游代谢路径等方面，综述了促进 SAM 合成及其积累的多重策
略及机制。最后结合笔者多年研究实践，讨论了微生物转化生产 SAM 的未来研究方向。
关键词 ： S-腺苷甲硫氨酸 微生物转化 S-腺苷甲硫氨酸合成酶 基因改造 发酵优化
S-adenosyl-L-methionine Production by Microorganism
Hu Xiaoqing Guo Wen Han Guoqiang
（State Key Laboratory of Food Science and Technology，Jiangnan University，Biotechnology School，
Jiangnan University，Wuxi 214122）
Abstract:  S-adenosyl-L-methionine（SAM）is a type of active amino acid having broad market prospects，and there have been many
reports on SAM production catalyzed by microorganisms. This paper integrated advances in genetic modification and fermentation optimization
of SAM-producing strain. From the points of elevating expression and activity of SAM synthetase，optimizing feeding mode of glycerol and
methanol，improving the generation of ATP and supplement policy of L-methionine，and blocking downstream metabolic pathway，the
multiple strategies of enhancing SAM synthesis and accumulation and their mechanisms had been reviewed. Furthermore，on the basis of the
authors’ research practice，some new prospects on SAM biosynthesis by microbes were discussed.
Key words:  S-adenosyl-L-methionine Microbe transformation S-adenosyl-L-methionine synthetase Genetic modification Fermen-
ta-tion optimization
且难以分离［1］。加之该法产率相对较低，底物价格
昂贵，所以生产上用的较少。
体 外 酶 促 转 化 法 利 用 分 离 自 生 物 体 的 SAM
合 成 酶， 催 化 外 源 添 加 的 反 应 底 物 L-甲 硫 氨 酸
（L-methionine，L-Met）和 ATP 合成 SAM。Cantoni［2，3］
首次从大鼠肝脏提取 SAM 合成酶用作催化剂，随后
有学者从大肠杆菌和酵母中分离 SAM 合成酶。较之
化学合成法和生物转化法，体外酶促转化法具有反
应周期短、终产物积累量高、分离提纯容易、生产
无污染等优点，但也有合成酶分离纯化困难和底物
ATP 成本高的缺陷。因此，目前该方法在 SAM 生产
中应用受到限制。
L-Met + ATP → SAM + PPi + Pi［3］
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第12期34
微生物转化法将微生物在添加过量 L-Met 的培
养基中培养，利用其体内的 SAM 合成酶和自身 ATP
转化生产 SAM，是近年报道最多、也是目前生产
SAM 的主要方法。Schlenk 等发现在富含 L-Met 培
养基中，产朊假丝酵母（Candida utilis），酿酒酵母
（Saccharomyces cerevisiae）等几种酵母无论生长与否
都可积累 SAM，Shiozaki 等从多种微生物中筛选得
到 清 酒 酵 母（Saccharomyces sake）k-6 菌 株， 积 累
SAM 达 10.8 g/L［4］。与前面两种方法相比，微生物
转化法是直接在细胞体内进行转化，SAM 合成酶不
需提纯，ATP 可以由细胞自身代谢提供。而且随着
基因重组和高密度发酵技术的发展，能实现生产菌
株中 SAM 合成酶过量表达、能量代谢的增强和细胞
密度的提升，这对于强化微生物转化 SAM 发挥了重
要作用，因此本方法是目前生产 SAM 的主要方法。
本文在介绍 SAM 合成酶酶学性质的基础上，综述了
微生物转化生产 SAM 的菌株改造和发酵优化的多重
策略及其作用机制。
1 SAM 合成酶及其编码基因
1.1 大肠杆菌SAM合成酶及其基因
大肠杆菌（Escherichia coli）来源的 SAM 合成
酶酶学性质首先被揭示，该酶由 4 个相同的分子量
为 43 kD 亚基组成。Takusagawa 等［5］认为其装配过
程为 ：2 个亚基首先形成紧密球型二聚体，2 个二聚
体再组成花生型的四聚体。亚基含 384 个氨基酸残
基，存在 3 个结构域，并分别含 Mg2+、K+ 和 PO4
3-，
其中 Mg2+ 为酶活性所必需，K+ 对底物 L-Met 和 ATP
与酶结合有协同作用，还可增加三磷酸酶活性，有
利于 SAM 从酶的活性位点更快地释放。
随后 E. coli 的 2 个 SAM 合成酶基因也被报道，
Markham 等［6］报道了 MerK，MerK 为 1 152 bp，编
码 41.9 kD 的亚基。Satischandran 等［7］发现了另一
个编码基因 metX，长度为 1 152 bp，位于 merK 下游 0.8
kb 处。metX 和 merK 有 24 个核苷酸不同，但 merK
编码的 SAM 合成酶是四聚体，而 metX 编码的酶是
二聚体 ；并且 merK 的表达是 E.coli 在基本培养基中
生长必需；metX 的表达是在加富培养基中生长必需。
为过量积累 SAM，E. coli 来源 SAM 合成酶基因
被导入工程菌。但 Markham 等［6］发现了产物抑制
问题，在转化反应中，当 L-Met 和 ATP 浓度各为 1
mmol/L 时，SAM 达到 0.82 mmol/L 反应即终止，即
使当底物浓度为 5 mmol/L 和 10 mmol/L 时，最终产
物生成量也很低，当产物浓度大于 1 mmol/L 时，即
出现产物抑制，将酶固定化后合成 SAM 时同样如此。
Markham 等认为 SAM 是 E. coli 来源 SAM 合成酶抑
制剂，可与合成酶形成不活泼的酶复合物。
1.2 酵母SAM合成酶及其基因
真 核 生 物 中 SAM 合 成 酶 研 究 集 中 在 酵 母，
Chiang 等通过 DEAE 纤维素层析，发现酵母的 SAM
合成酶有 2 种类型，并分别以二聚体和四聚体的形
式存在［8］。Cherest 等证明这 2 种类型的酶分别由
2 个不连锁的基因 sam1 和 sam2 所编码［9］。Thomas
报道了 S.cerevisiae 来源 sam1，其长 1 149 bp，编码
含 382 个氨基酸残基的亚基。sam1 和 merK 同源性
高达 52%。Thomas 进一步报道了 S.cerevisiae 的 SAM
合成酶基因 sam2 的核苷酸序列。sam2 长 1 152 bp，
编码含 384 个氨基酸残基的亚基。sam1 和 sam2 同
源性为 83%，所编码多肽的氨基酸同源性高达 92%，
说明它们为复制基因。野生型酵母中，sam1 和 sam2
的表达受到 L-Met 的调控，sam1 编码产物在 L-Met
存在时表达减少，而 sam2 编码产物在 L-Met 存在时
表达增加，且活力高，原因目前还不清楚［8］。
此外，在其他生物体包括大豆、小麦和茶树
等植物中，SAM 合成酶及其编码基因也陆续被发
现，如 Bacillus subtilis 的 SAM 合成酶及其编码基因
metE。
几乎所有微生物细胞内均存 SAM 合成酶，但是
其表达量往往过低，不利于 SAM 的大量积累，因此
可通过在胞内过表达 SAM 合成酶并通过酶改造提高
其比酶活，催化外源添加的 L-Met 和细胞 ATP 生成
SAM。SAM 的合成不仅仅取决于 SAM 合成酶酶活，
还取决于底物的供给水平。此外，合成的 SAM 会不
同程度的转化生成其他物质，这些成为菌株改造和
发酵优化策略的切入点（表 1）。
2 SAM 生产菌株改造
2.1 酵母
通过对大量酵母进行筛选，以及诱变选育获得
高产菌株是行之有效的方法，李海军［9］筛选 SAM
2012年第12期 35胡晓清等 ：微生物转化生产 S-腺苷甲硫氨酸
高产菌株酿酒酵母 LS 101，经 8 L 发酵罐培养 54 h
后 SAM 产量达 3.9 g/L ；叶盛等［10］通过对筛选获得
的一株酵母进行亚硝基胍和紫外诱变，产量达 1.74
g/L ；Mincheva 等［11］对克鲁维酵母菌（Kluyveromyces
lactis ATCC 8585）进行亚硝基胍诱变处理，获得的
AM-65 菌株 SAM 产率增大 4 倍，达 61.6 mg/g 细胞
干重。
基因工程手段是增强 SAM 合成的重要手段。
Shiomi［12］将来自于 S. cerevisiae DKD-5D-H 的乙硫氨
酸抗性基因通过 YEp13 质粒过表达来促进 SAM 积
累，当该基因通过酵母转座子 Ty 介导整合到染色体
上时，比非整合性提高约 2 倍，达到 0.5 g/L。近年来，
重组巴斯德毕赤酵母（Pichia pastoris）在 SAM 转化
生产中取得了显著成效，具体如下。
作为成熟的表达系统，P. pastoris 能够实现外源
蛋白在胞内胞外高水平表达。根据外源蛋白表达启
动子不同，P. pastoris 主要包括诱导型和组成型，前
者利用醇氧化酶（alcohol oxidase，AOX）的启动子
PAOX，后者利用三磷酸甘油醛脱氢酶启动子 PGAP。因
为 AOX 与氧的亲和力低，所以毕赤酵母代偿性产生
大量的 AOX，约占全部胞内可溶性蛋白的 30%，以
实现对氧的有效利用和快速生长 ；而三磷酸甘油醛
脱氢酶在糖酵解和糖异生过程中被持续性的大量表
达。因此 PAOX 和 PGAP 均为强启动子。根据促进 SAM
合成的机制，P. pastoris 的代谢工程改造又可分为 3
类：（1）提高 SAM 合成酶酶量和酶活，增强 SAM 合
成酶的表达量是实现 SAM 高效积累的首要策略，中
国科学院上海生化所袁中一研究员克隆了 S.cerevisiae
来源的 SAM 合成酶 2 基因，分别利用 pPIC3.5K 和
pGAPZαA 转化 P.pastoris GS115，得到两类重组毕赤
酵母。诱导型重组毕赤酵母获得了 2 个拷贝重组子，
在添加 0.75% 的 L-Met 培养基中，SAM 产率达 1.58
g/L［13］。组成型重组毕赤酵母得到 1 个拷贝的重组子，
SAM 累积量可达 2. 49 g/L［14］。
提高 SAM 合成酶的比酶活也是改善 SAM 生产
的重要手段，Hu 等［15］针对 S. cerevisiae，E. coli DH5α
和 Streptomyces spectabilis 来 源 的 SAM 合 成 酶 基 因，
通过 DNA shuffling 方法进行了酶的重组进化。经过
a. 该幅度不全为优化条件下的提高幅度 ；b. 若无说明，SAM 合成酶均来源于 S. cerevisiae ；c. GS115 为 P. pastoris GS115 菌株 ；d. PGAP-GS115/MAT 指转化了 SAM
合成酶（MAT）基因的 PGAP-GS115 菌株 ；e. 该数据以文献［33］中策略 C（最优限制性流加策略）为对照
生产菌株 策略和作用机制 SAM 水平 提高幅度 a 参考文献
促进 SAM 合成酶表达 b
PAOX-GS115
c 过表达 SAM 合成酶 1.58 g/L（摇瓶） 未提及 ［13］
PGAP-GS115 过表达 SAM 合成酶 2.49 g/L（摇瓶） 57.6% ［14］
S. cerevisiae H5M147 过表达 SAM 合成酶 7.76 g/L（摇瓶）; 9.64 g/L( 发酵罐） 42.98% ［32］
PGAP-GS115/MAT
d 非限制性补加甘油，控制 2% 残留 , 以促进
发酵液中氧气传递效率和甘油的利用速率
9.26 g/L（发酵罐） 77.39% e ［33］
S. cerevisiae sake kyokai No. 6
过表达 SAM 合成酶和 ERC1 （后者赋予菌株
乙硫氨酸抗性和 SAM 积累能力）
2 g/L（摇瓶） 未提及 ［34］
提高 SAM 合成酶酶活
PAOX-GS115
不同来源 SAM 合成酶基因 Shuffling，过表达高
酶活基因
6.14 g/L（发酵罐） 约 1 倍 ［15］
SAM 合成酶表达量的微调（Fine-Tuning）
PGAP-GS115/DS56 改造 PGAP ，过表达 SAM 合成酶 11.04 g/L（发酵罐） 未提及 ［16］
增加 ATP 供给
PAOX-GS115/MAT 生产期甲醇和甘油的交替流加 13.24 g/L（发酵罐） 34.30% ［24］
提高 L-Met 生成 SAM 转化率
PAOX-GS115/DS56
以 0.5 g/L/h 流加 L-Met，以保障充足供给且
不产生生长和代谢抑制
8.46 g/L（发酵罐） 48.9% ［25］
阻断 SAM 生成胱硫醚和谷胱甘肽
PAOX-GS115/MAT 敲除 CBS 编码基因 13.5 g/L（发酵罐） 约 2.8 倍 ［21］
表 1 微生物转化生产 SAM 的基因改造和发酵优化策略
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第12期36
大量筛选，获得的重组 SAM 合成酶的酶活达到 463
U/g DCW， 较 S. cerevisiae 来 源 SAM 合 成 酶 提 高 了
201％，该重组基因 ds56 转化 P. pastoris 后，摇瓶中
SAM 累积量为 1.64 g/L。蛋白质结构建模发现，该
酶的酶活差异很可能由于其构型变化所起，进化后
的酶第 18 位保守位置的氨基酸残基由赖氨酸突变为
精氨酸，由此看来提高 SAM 合成酶活性中心位点附
近氨基酸残基的极性有利于提高其酶活。
为提高 SAM 合成酶的表达并优化 SAM 的酶促
合成效率，对 PGAP 现有序列进行突变以获得合适的
转录强度具有重要意义。Qin 等［16］利用易错 PCR
技 术（error-prone PCR）， 对 P. pastoris 启 动 子 PGAP
进行了突变，选取 33 株突变株构建功能性启动子突
变株库，以绿色荧光蛋白基因为报告基因，其表达
强度变化幅度为出发菌株的 0.006 到 19.6 倍。选取
其中的 8 个菌株表达 ds56 基因［15］，最优菌株 MAT
酶活达 1.05 U/mg，SAM 积累量达 11.04 g/L。（2）增
强 ATP 的合成利用 P. pastoris 强化表达 SAM 合成酶
时，胞内 ATP 水平也是影响 SAM 合成的重要因素，
后者可通过加强氧气的利用和调整碳源补加策略
实现。
血红蛋白广泛存在于动物、植物和微生物中，
是一种氧结合蛋白［17］，20 世纪 70 年代美国科学
家 Tyree 等［18］在专性好氧的透明颤菌（Vitreoscilla
sp.）中发现的血红蛋白研究较为深入，由于它具有
结合氧的特性，可赋予透明颤菌在贫氧环境中生长
的性能。为了同时强化 SAM 合成酶表达和 ATP 供
应，Chen 等［19］ 将 S.spectabilis 来 源 的 SAM 合 成 酶
基因 mat 和 Vitreoscilla 来源血红蛋白编码基因 vgb
在 P. pastoris 共表达，使用共同的 PAOX 启动子。mat
的单独表达提高胞内 SAM 合成酶酶活达 27 倍，提
高 SAM 产量达 19 倍，共表达 vgb 可通过提高细胞
呼吸速率及生长速率进一步增强 SAM 产量。此外，
吕中原［20］构建了利用 PGAP 和 PGAP 双重调控 SAM 合
成酶表达的重组菌株，它既能受甲醇调控表达，又
能在甘油培养基中组成型表达。P. pastoris 培养过程
先以甲醇诱导得到较高的酶活，然后在发酵中后期
再将碳源换为甘油，在维持较高的酶活的前提下可
以提高胞内 ATP 含量。试验结果显示，该重组菌的
SAM 比产率高于组成型重组菌，SAM 产量达到 1.41
g/L，比诱导型菌株提高 76.3％，比组成型菌株提高
60.2％［20］。（3）阻断 SAM 流向也可通过抑制 SAM
降解提高 SAM 积累量。胱硫醚合成酶（cystathionine-
beta synthase，CBS）是 SAM 经由腺苷高半胱氨酸、
高半胱氨酸流向胱硫醚、谷胱甘肽的关键酶，He 等［21］
在过表达 SAM 合成酶的基础上，对 CBS 进行了敲
除。和 GS115 菌株相比，单独过表达 SAM 合成酶提
高 SAM 产率近 20 倍 ；单独缺失 CBS 提高 SAM 达产
率 2 倍，而将两种策略结合起来，则使 SAM 产率提
高 56 倍，在摇瓶水平达到 2.03 g/L。
2.2 大肠杆菌
Markham 等［22］研究 E. coli 的 SAM 合成酶时发现，
将其编码基因 metK 转化 E. coli K-12 后，该酶活力
受到产物抑制。SAM 为 0.82 mmol/L 时，即使 L-Met
和 ATP 为 1 mmol/L，酶促反应仍然终止。Park［3］发
现添加一些与 SAM 形成复合物的化学物质可解除其
抑制，其中对甲苯磺酸钠效率最高，使底物 L-Met
在 30 mmol/L 时转化率仍可接近 100%。但总的来说，
由于 SAM 产率不高，E. coli 作为 SAM 生产菌株的报
道也较少。
3 SAM 生产菌发酵优化
SAM 的主要生产菌为 P. pastoris，其发酵过程优
化大致可分为以下几方面 ：
3.1 碳源
诱导性 P.pastoris 需要甲醇诱导启动外源蛋白表
达，因此 SAM 合成酶表达与培养液中甲醇浓度关系
密切。Chen 等［19］报道，针对共表达 mat 和 vgb 的
P. pastoris，vgb 的促进作用具有甲醇浓度依赖性。
当 甲 醇 浓 度 为 0.8% 时，vgb 对 SAM 促 进 不 显 著，
当 甲 醇 浓 度 为 2.4% 时，vgb 对 SAM 促 进 作 用 明
显。Zhang［23］考察了不同甲醇添加量（0.5%、1.0%、
2.0%、3.0%、4.0%、6.0%、10.0% 和 12.0%） 和 细
胞量（9.57、13.47、21.74、30.90 和 41.24 g/L）的影
响发现，在摇瓶水平，当细胞量为 30.90 g/L，甲醇
浓度为 2.0% 时，SAM 产率达最大值 1.29 g/L。在 3.7
L 发酵罐水平，100 g/L 细胞量和 0.6% 甲醇最为有利，
可获得 8.66 g/L SAM。由此可见，甲醇残余浓度和
细胞量控制对于 SAM 积累较为重要。
此外，由于微生物转化的目的是合成 SAM 而
2012年第12期 37胡晓清等 ：微生物转化生产 S-腺苷甲硫氨酸
非 SAM 合成酶，因此当合成酶达到一定量时，可对
其他限制性因素如 ATP 水平进行强化。基于此，笔
者在诱导期流加单一甲醇的基础上，发展了一种甲
醇和甘油交替补料的新策略。在整个生产期中，6 h
甲醇流加和 4 h 甘油流加交替循环进行，与经典策
略相比，SAM 积累量提高了 34.3%，达到 13.24 g/L，
其比产率提高了 19.6%，达 0.046 g/g 细胞干重。新
策略即使在单位菌体 SAM 合成酶酶活较低的情况
下，由于提高了 ATP 的供给水平，获得了更高的积
累速率［24］。
对组成型 P. pastoris 的发酵优化报道相对较少，
传统的碳源补加模式为甘油限制性流加，笔者发展
了一种新型的脉冲式补加方式，在分批发酵结束后，
非限制性补加 2%（W/V）甘油，待消耗完毕，溶氧
上升，再次添加 2% 甘油，如此反复直至发酵结束。
该甘油流加策略下，SAM 在 84 h 达到了 9.26 g/L，
和对照策略相比，提高了 77.4%，SAM 比产率达 0.052
g/g 细胞干重，提高幅度达 55.6%。其原因是在 SAM
合成过程中，该策略获得了更高的氧气传递系数，
以及更高的 SAM 合成酶表达量和 ATP 水平［25］。
3.2 L-Met
外源添加的 L-Met 一方面作为 SAM 合成的底物；
另一方面也可作为氮源被细胞吸收利用，并对胞内
酶活产生影响。因此，其补加（包括补加量、补加
方式、补加速度等）优化报道较多。Liu 等［26］利用
S. cerevisiae G14 发酵生产 SAM 揭示 ：L-Met 添加总
量不得少于 0.7 g/10 g 干细胞，最佳添加时机为细胞
达到高密度 120 g/L 时。此外，添加方式也很重要，
如果一次性添加 9 g L-Met，SAM 在 18 h 后达到最大
值 4.31 g/L，如果通过 5 h 缓慢流加 L-Met，SAM 在
28 h 达到最大值 4.98 g/L。Wang［27］后来又发现，针
对 S. cerevisiae SAM0801 菌株，在发酵 30 h 增大 L-Met
添加量至 40 g，可进一步改善 SAM 积累，发酵 58 h
后，细胞干重可达 168 g/L，SAM 水平可达 14.48 g/L。
随后又有报道揭示了流加方式和流加速率对
SAM 合成的影响，Hu 等［15］分析了发酵罐水平的代
谢流分布，证实过高的 L-Met 流加会导致 ：（1）降
低 EMP 途径和 TCA 循环的通量，抑制 ATP 合成；（2）
SAM 代谢途径的酶活升高，导致半胱氨酸浓度剧增；
（3）抑制柠檬酸合成酶、α-酮戊二酸脱氢酶以及丙
酮酸脱氢酶的酶活，激活 6-磷酸葡萄糖脱氢酶的酶
活，限制菌体生长，积累丙酮酸、琥珀酸、草酰乙
酸并降低 α-酮戊二酸和柠檬酸 ；（4）降低天冬氨酸
激酶酶活，降低苏氨酸和赖氨酸浓度，降低胞内总
蛋白量。Hu［25］采用两种 L-Met 补加策略，一种是
脉冲式补加策略，L-Met 分 3 次添加 ；另外一种是连
续流加式，分别控制 L-Met 流加速率为 0.1、0.2 和
0.5 g/L/h，结果显示连续流加方式优于脉冲式补加方
式，而连续流加策略中，又以 0.2 g/L 流加速率最优，
SAM 积累量达 8.46 g/L，生产速率为 0.18 g/L/h，L-Met
转化率达到 41.7%。究其原因，0.1 g/L/h 流加速率导
致 SAM 前体供应量不足，而在 0.5 g/L/h 流加速率下，
三羧酸循环途径和糖酵解途径的多个关键酶酶活降
低，导致了 ATP 合成量的降低，直接影响到 SAM
的合成速率。此外，SAM 合成酶酶活也下降［25］。
3.3 其他
朱 闪 采 用 中 心 组 合 设 计 和 响 应 面 分 析 对 P.
pastoris 诱导相培养基中硫酸铵、甲醇和 L-Met 3 个
关键因素的浓度进行了优化，当硫酸铵的添加量为
6.5 g/L，L-Met 为 5.8 g/L（分 3 次补加，每次补加 1.93
g/L），甲醇每次补加 0.314 mL 时，诱导 84 h 后 SAM
的浓度达 1.91 g/L［28］。Mincheva［29］也针对 K. lactis
AM-65 培养基中的 3 个关键因素，即硫酸铵、玉米
浆和 L-Met 进行了优化，结果发现 3 个因素分别为 3.1
g/L、12.7 g/L 和 4.6 g/L 时，SAM 产量最优，达到 90
mg/g 干细胞。
为 改 善 S. crevisiae 高 密 度 发 酵 后 期 稳 定 性，
Wang 等［30］通过在流加葡萄糖溶液中添加磷酸氢二
铵、谷氨酸钠和三磷腺苷二钠，发酵 34 h 后，细胞
干重达 100 g/L。当添加 50 g L-Met 并流加 10 g/L 葡
萄糖 - 三磷腺苷二钠时，细胞干重达 180 g/L，SAM
产率达 17.1 g/L。
Zhang［31］通过添加氧载体和诱导期补充新碳源
的方法促进 SAM 合成发现，在发酵 72 h 添加 0.5%
的 n-正己烷或 1.0% n-正庚烷可促进 SAM 积累。诱
导期阶段每 24 h 添加一次 1.0% 甲醇，并且在 72、
96 和 120 h 分 3 次添加 1.2% 山梨醇，SAM 积累量
提高 53.26%。
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2012年第12期38
综上所述，目前利用微生物转化生产 SAM 已取
得了很大进展，通过菌株的代谢工程改造和发酵过
程优化，可有效改善 SAM 的合成效率与积累量。随
着合成生物学技术以及基于各种组学分析的先进发
酵技术的发展，通过强化菌株 L-Met 的合成来避免
其外源添加，以及通过发酵过程控制来强化 SAM 合
成并弱化 SAM 利用，将进一步提升 SAM 的积累水
平和产率。
参 考 文 献
［1］ Matos JR, Raushel FM, Wong CH. S-adenosylmethionine ：studies
on chemical and enzymatic synthesis. Biotechnol Appl Biochem,
1987, 9 ：39-52.
［2］ 公剑 , 王旻 , 韦和平 . S-腺苷甲硫氨酸合成酶及其在 S-腺苷甲
硫氨酸合成中的应用 . 药物生物技术 , 2001, 8 ：108-111.
［3］ Park J, Tai J, Roessner AC, et al. Enzymatic synthesis of S-adenosyl-
L-methionine on the preparative scale. Bioorg Med Chem, 1996, 4 ：
2179-2185.
［4］ Shiozaki S, Shimizu S, Yamada H. Unusual intracellular accumula-
tion of S-adenosyl-L-methionine microorganism. Agric Biol Chem,
1984, 48 ：2293-2300.
［5］ Takusagawa F, Kamitori S, Misaki S, et al. Crystal structure of
S-adenosylmethionine synthetase. J Biol Chem, 1996, 271 ：136-
147.
［6］ Markham GD, DeParasis J, Gatmaitan J. The sequence of metK, the
structural gene for S-adenosylmethionine synthetase in Escherichia
coli. J Biol Chem, 1984, 259 ：14505-14507.
［7］ Satishchandran C, Taylor JC, Markham GD. Isozymes of S-adenosyl-
methionine synthetase are encoded by tandemly duplicated genes in
Escherichia coli. Mol Microbiol, 1993, 9 ：835-846.
［8］ Janne J, Schenone A, Williams-Ashman HG. Separation of two
proteins required for synthesis of spermidine from S-adenosyl-L-
methionine and putrescine in rat prostate. Biochem Biophys Res
Commun, 1971, 42 ：758-764.
［9］ 李海军 , 朱希强 , 刘彩霞 , 等 . 酿酒酵母发酵生产 S-腺苷甲硫
氨酸工艺的优化 . 食品与药品 , 2008, 10 ：13-18.
［10］ 叶盛 . S-腺苷甲硫氨酸高产菌株的筛选、诱变选育及其培养
条件的优化［D］. 成都 ：四川师范大学 , 2007.
［11］ Mincheva KP, Balutsov VM. Isolation of S-adenosyl-L-methionine
from an enriched Kluyveromyces lactis mutant, grown in whey
media. Prikl Biokhim Mikrobiol, 2002, 38 ：389-392.
［12］ Shiomi N, Fukuda H, Murata K, et al. Improvement of S-adenosy-
lmethionine production by integration of the ethionine-resistance
gene into chromosomes of the yeast Saccharomyces cerevisiae. Appl
Microbiol Biotechnol, 1995, 42 ：730-733.
［13］ Li DY, Yu J, Tian L, et al. Production of SAM by recombinant Pichia
pastoris. Sheng Wu Gong Cheng Xue Bao, 2002, 18 ：295-299.
［14］ 李东阳 , 于健 , 田露 , 等 . 利用重组 Pichina pastoris 生产腺苷
甲硫氨酸 . 生物工程学报 , 2003, 35 ：127-132.
［15］ Hu H, Qian J, Chu J, et al. DNA shuffling of methionine adenosyl-
transferase gene leads to improved S-adenosyl-L-methionine
production in Pichia pastoris. J Biotechnol, 2009, 141 ：97-103.
［16］ Qin X, Qian J, Yao G, et al. GAP promoter library for fine-tuning of
gene expression in Pichia pastoris. Appl Environ Microbiol, 2011,
77 ：3600-3608.
［17］ Hardison R. Hemoglobins from bacteria to man ：evolution of
different patterns of gene expression. J Exp Biol, 1998, 201 ：1099-
1117.
［18］ Wakabayashi S, Matsubara H, Webster DA. Primary sequence of
a dimeric bacterial haemoglobin from Vitreoscilla. Nature, 1986,
322 ：481-483.
［19］ Chen H, Chu J, Zhang S, et al. Intracellular expression of
Vitreoscilla hemoglobin improves S-adenosylmethionine production
in a recombinant Pichia pastoris. Appl Microbiol Biotechnol, 2007,
74 ：1205-1212.
［20］ 吕中原 , 钱江潮 , 储炬 , 等 . 同时利用 AOX1 和 GAP 启动子表
达 SAM 合成酶促进重组毕赤酵母中 S-腺苷甲硫氨酸积累 . 工
业微生物杂志 , 2008, 38 ：24-32.
［21］ He J, Deng J, Zheng Y, et al. A synergistic effect on the production
of S-adenosyl-L-methionine in Pichia pastoris by knocking
in of S-adenosyl-L-methionine synthase and knocking out of
cystathionine-beta synthase. J Biotechnol, 2006, 126 ：519-527.
［22］ Markham GD, Hafner EW, Tabor CW, et al. S-Adenosylmethionine
synthetase from Escherichia coli. J Biol Chem, 1980, 255 ：9082-
9092.
［23］ Zhang J, Wang X, Su E, et al. A new fermentation strategy for
S-adenosylmethionine production in recombinant Pichia pastoris.
Biochem Eng J, 2008, 41 ：74-78.
［24］ Hu X, Chu J, Zhang S, et al. A novel feeding strategy during
the production phase for enhancing the enzymatic synthesis of
2012年第12期 39胡晓清等 ：微生物转化生产 S-腺苷甲硫氨酸
S-adenosyl-l-methionine by methylotrophic Pichia pastoris. Enzyme
Microb Technol, 2007, 40 ：669-674.
［25］ Hu H, Qian J, Chu J, et al. Optimization of L ：-methionine feeding
strategy for improving S-adenosyl-L ：-methionine production by
methionine adenosyltransferase overexpressed Pichia pastoris. Appl
Microbiol Biotechnol, 2009, 83 ：1105-1114.
［26］ 刘沛溢 , 董函竹 , 潭天伟 . 补加前体 L- 蛋氨酸对亮密度发酵
生产 S- 腺苷 -L- 蛋氨酸的影响 . 生物工程学报 , 2006, 22（2）：
268-272.
［27］ Wang J, Tan T. Pre-L-methionine feeding strategy for S-adenosyl-
L-methionine fermentative production. Sheng Wu Gong Cheng Xue
Bao, 2008, 24 ：1824-1827.
［28］ 朱闪 , 储炬 , 胡晓清 , 等 . 中心组合优化重组毕赤酵母生产 S-
腺苷甲硫氨酸用发酵培养基 . 高技术通讯 , 2006, 16 ：181-186.
［29］ Mincheva K, Kamburova V, Balutzov V. Production of S-adenosyl-
L-methionine by a mutant strain of Kluyveromyces lactis. Biotechnol
Lett, 2002, 24 ：985-988.
［30］ Wang J, Han J, Li X, et al. Optimization of high-cell-density
fermentation process for S-adenosyl-L-methionine production.
Sheng Wu Gong Cheng Xue Bao, 2009, 25 ：533-536.
［31］ Zhang JG, Wang XD, Zhang JN, et al. Oxygen vectors used for
S-adenosylmethionine production in recombinant Pichia pastoris
with sorbitol as supplemental carbon source. J Biosci Bioeng, 2008,
105 ：335-340.
［32］ Huang Y, Gou X, Hu H, et al. Enhanced S-adenosyl-l-methionine
production in Saccharomyces cerevisiae by spaceflight culture,
overexpressing methionine adenosyltransferase and optimizing
cultivation. J Appl Microbiol, 2011, 112 ：683-694.
［33］ Hu XQ, Chu J, Zhang Z, et al. Effects of different glycerol feeding
strategies on S-adenosyl-L-methionine biosynthesis by PGAP-driven
Pichia pastoris overexpressing methionine adenosyltransferase. J
Biotechnol, 2008, 137 ：44-9.
［34］ Lee SW, Park BS, Choi ES, et al. Overexpression of ethionine
resistance gene for maximized production of S-adenosylmethionine
in Saccharomyces cerevisiae sake kyokai No. 6. Korean J Chem Eng,
2010, 27 ：587-9.
（责任编辑 狄艳红）