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生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN 2011 年第 7 期
收稿日期:2010-12-23
基金项目:科技基础性工作专项(2009FY120200)
作者简介:代文娟，女，硕士，助理研究员，研究方向:珍稀濒危植物遗传多样性;E-mail:dwj@ gxib. cn
通讯作者:黄仕训，男，研究员，研究方向:珍稀濒危植物保护;E-mail:hsx@ gxib. cn
狭叶坡垒基因组总 DNA的提取和纯化方法研究
代文娟 唐文秀 邓涛 丁莉 骆文华 黄仕训
(广西壮族自治区中国科学院广西植物研究所，桂林 541006)
摘 要: 以狭叶坡垒叶片为材料，对基因组总 DNA的提取和纯化方法进行了研究，并对改良 CTAB法、高盐低 pH法和
改良 SDS法进行比较。结果表明，改良的 CTAB法更适合狭叶坡垒基因组总 DNA 的提取，且硅胶干燥 30 d 的叶样和新鲜叶
样所得的 DNA几乎没有区别。再对改良 CTAB法的水浴时间进行探索，发现 150 min是较为合适的水浴时间。对比酚纯化法
和试剂盒纯化法，发现试剂盒纯化损失的 DNA少，得率高，是一种简便、快速、安全的纯化方法。
关键词: 狭叶坡垒 总 DNA 提取 纯化
Study on Genomic Total DNA Extraction and
Purification of Hopea chinensis
Dai Wenjuan Tang Wenxiu Deng Tao Ding Li Luo Wenhua Huang Shixun
(Guangxi Institute of Botany，Guangxi Zhuang Autonomous Region，the Chinese Academy of Sciences，Guilin 541006)
Abstract: In this study，the leaves of Hopea chinensis as test materials，the methods of genomic total DNA extraction and purifica-
tion were studied． The improved CTAB method，improved SDS method and high salt low pH method of genomic total DNA extraction
were compared，the results of which showed that the best genomic total DNA extraction of Hopea chinensis was obtained using improved
CTAB method． Further more，the genomic total DNA extraction from the leaves preserved in silica gel for 30 days were not significantly
different from fresh leaves． Then，the extraction time was detected of improved CTAB method，and the result showed that 150 min extrac-
tion time was preferable． Compared with the two purification methods，it suggested that the reagent box method was better than phenol
purification method for genomic total DNA purification which was the simple fast and safty method．
Key words: Hopea chinensis Total DNA extraction Purification
狭叶坡垒(Hopea chinensis)又名华南坡垒、窄叶
坡垒，是龙脑香科分布在我国的少数几个树种之一，
又是广西北热带地区常绿季雨林代表树种之一，主
要星散分布于广西 10 万大山局部地区。其木材纹
理交错、材质坚硬、耐腐力极强，有“万年木”之称，
为建筑、造船、上等家具、水下工程等的上佳用材，是
广西特有珍贵用材树种，具有重要的保护和经济价
值，在《国家重点保护野生植物名录(第一批)》中，
被列为国家一级重点保护植物。目前，对狭叶坡垒
的研究比较少，仅开展迁地保护适应性、群落及种群
生态学特征研究［1 － 5］，其总 DNA提取和纯化方法的
研究还未见报道。
本研究就狭叶坡垒基因组总 DNA 的几种提取
和纯化方法进行研究，并探索硅胶保存方法的可行
性和水浴时间的影响，试图摸索出适合狭叶坡垒叶
片总 DNA 提取、纯化及野外保存的方法，为今后狭
叶坡垒地理种源的群体遗传多样性研究奠定基础。
1 材料与方法
1. 1 材料
植物材料采自广西植物研究所珍稀濒危植物
园。选取无病虫害的当年生嫩叶，用变色硅胶室温
保存 30 d，嫩叶完全干燥;新鲜嫩叶为对照。
1. 2 方法
1. 2. 1 不同方法提取基因组总 DNA 分别采用
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2011 年第 7 期
CTAB法［6］，高盐低 pH 法［6］和 SDS 法［6］提取总
DNA，提取过程具体如下。
1. 2. 1. 1 CTAB法［6］ ①取 0. 3 g 硅胶干燥叶片，
加入适量 PVP、液氮，快速研磨成细粉;②将细粉迅
速转移至 1. 5 mL Eppendorf管中，加入 1 000 μL 预
热的 2 × CTAB 抽提液 (100 mmol /L Tris-HCl
pH8. 0，20 mmol /L EDTA pH8. 0，1. 4 mol /L NaCl，
2%(W/V)CTAB)和 3 μL β-巯基乙醇;③充分混匀
后于 65℃水浴 150 min，期间不时轻轻颠倒混匀;④
冷却至室温后，12 000 r /min 离心 10 min，抽提上清
液至一新 Eppendorf 管中，加入等体积的氯仿 /异戊
醇(24∶1)充分混匀，12 000 r /min 离心 10 min，抽提
上清液至一新 Eppendorf管中;⑤重复④;⑥上清液
加 1 /10 体积 3 mol /L NaAC (pH5. 2) ，再加入等体
积异丙醇，上下颠倒 3 － 5 次，至白色絮状物出现，置
－ 20℃冰箱沉淀过夜;⑦4℃，12 000 r /min 离心 10
min，去掉上清;⑧沉淀物分别用 70%酒精和无水乙
醇洗涤两次;⑨室温下自然风干，溶于 30 μL 的 0. 1
× TE中，所得总 DNA于 － 20℃冰箱保存。
1. 2. 1. 2 高盐低 pH 法［6］ 将 CTAB 提取液换为
高盐低 pH 提取液(100 mmol /L NaAC pH4. 8，50
mmol /L EDTA pH8. 0，500 mmol /L NaCl，1. 4% (W/V)
SDS)，其他操作步骤同 CTAB法。
1. 2. 1. 3 SDS 法［6］ 将 CTAB 提取液换为 SDS 提
取液(100 mmol /L Tris-HCl pH8. 0，50 mmol /LEDTA
pH8. 0，500 mmol /L NaCl，2%(W/V)SDS) ，其他操
作步骤同 CTAB法。
1. 2. 2 CTAB法［6］提取干燥叶和新鲜叶基因组总
DNA 分别取 0. 3 g硅胶干燥叶片和 1 g新鲜叶片，
其他操作步骤同 CTAB法。
1. 2. 3 CTAB 法［6］水浴时间的优化 具体操作步
骤同 CTAB 法，水浴时间分别为 30、60、90、120、150
和 180 min。
1. 2. 4 基因组总 DNA的纯化
1. 2. 4. 1 酚抽提法纯化总 DNA ①取 30 μL 总
DNA 样品，加入 1 μL RNase A，37℃水浴 60 min;②
加入 70 μL 超纯水，混匀;③加入等体积的酚∶氯仿∶
异戊醇(25∶ 24∶ 1) ，上下颠倒混匀;④以 12 000 r /min
离心 5 min，移上清液至一新离心管;⑤重复③、④步
骤;⑥加入 1 /10 体积的 3 mol /LNaAc(pH5. 2) ，2 倍
体积的无水乙醇，上下颠倒数次至沉淀出现，置冰中
沉淀 5 min;⑦以 12 000 r /min 离心 10 min，收集沉
淀;⑧分别用 70%乙醇及无水乙醇清洗沉淀 2 次，
用灭菌滤纸吸干管壁的乙醇，在室温下自然风干;⑨
加入 10 μL 0. 1 × TE溶解，－ 20℃储存备用。
1. 2. 4. 2 试剂盒纯化总 DNA 参照宝生物工程
(大连)有限公司的 DNA片段快速纯化试剂盒。
1. 2. 5 总 DNA检测
1. 2. 5. 1 电泳检测 取 5 μL DNA样品于 1. 0%琼
脂糖凝胶电泳，在生物电泳图像分析系统(美国
UVP)成像，观察 DNA 分子的大小、完整性、电泳条
带的清晰度。
1. 2. 5. 2 紫外检测 取 30 μL总 DNA粗提溶液稀
释 100 倍，使用 TU-1901 型双光束紫外可见分光光
度计(北京普析通用仪器有限责任公司)检测 260
nm和 280 nm下的吸光值及 DNA含量，根据 OD260 /
OD280的比值判断 DNA纯度。
2 结果与分析
2. 1 电泳检测
2. 1. 1 不同方法提取基因组总 DNA 狭叶坡垒是
典型的顽拗型植物，其组织中酚类、多糖等化合物含
量较高，这些物质尤其是氧化后的多酚能与 DNA分
子发生不可逆的结合，使得提取的 DNA沉淀呈浅黄
色甚至黄褐色，严重影响 DNA 的纯度和产量，并且
干扰后续操作。本研究采用的 3 种方法中，在材料
研磨时就往研钵里加入适量聚乙烯吡咯烷酮
(PVP) ，有效除去了酚类物质。PVP 作为螯合剂结
合多酚化合物，防止酚类氧化成醌类，避免溶液变
褐，同时也防止 DNA酶降解 DNA，并在离心过程中
可被直接除去。另外，在抽提液中加入 β-巯基乙
醇，β-巯基乙醇作为还原剂不仅抑制氧化酶的活性
防止褐化，还防止 DNA断裂并重聚为二聚体。在抽
提过程中，提取液和氯仿 /异戊醇(24 ∶ 1)充分混合
离心，提高了去除蛋白质、多糖及其它杂质的量，得
到了较纯的 DNA。从图 1 的电泳结果看，CTAB 法
提取的 DNA优于高盐低 pH 法和 SDS 法，说明在 3
种方法中，CTAB法更适合提取狭叶坡垒 DNA，其所
提取的 DNA主带明显、完整、不弥散。
图 1 中，改良 CTAB法(C1、C2、C3)提取得到的
DNA有明显的主带，DNA 完整，较明亮;高盐低 pH
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2011 年第 7 期 代文娟等:狭叶坡垒基因组总 DNA的提取和纯化方法研究
法(泳道 P1、P2、P3)和改良 SDS(泳道 S1、S2、S3)
提取得到的 DNA 条带较弥散，完整性较差，亮度较
弱，所以 3 种方法中，改良 CTAB法提取的基因组总
DNA最佳。点样孔相对较亮，说明这 3 种方法提取
的 DNA样品中均含有少量蛋白质、多糖及一些其他
次生代谢产物。
样品为硅胶室温保存 30 d 的干燥叶;C1 － C3． 改良 CTAB
法;P1 － P3． 高盐低 pH 法;S1 － S3． 改良 SDS 法提取的
DNA电泳结果;M． Lambda DNA /EcoRⅠ + Hind Ⅲ(下
同)
图 1 三种不同方法提取基因组总 DNA的电泳结果
2. 1. 2 CTAB 法提取新鲜叶和干燥叶基因组总
DNA 根据前人对新鲜叶和干燥叶提取的 DNA比
较发现，硅胶保存的干燥叶与新鲜叶提取的 DNA
质量无明显差异［7，8］。但随着保存时间的延长，基
因组 DNA的浓度呈逐渐降低趋势，12 个月后，降
解加剧，纯度很低。叶样硅胶保存时间在 10 d 至
10 个月之间为最佳 DNA 抽提时间，所得 DNA 浓
度、得率高，纯度较好，电泳谱带清晰［9］。从图 2
中可以看到，鲜叶(泳道 F1，F2，F3)和干燥叶(泳
道 C4)DNA电泳主带明显，谱带清晰，完整性好。
可见，CTAB 法提取的硅胶干燥 30 d 的叶样的
DNA和鲜叶的无明显差异。这可能是因为硅胶快
速干燥了水分，减缓了植物 DNA 的褐化和降解，
在一定保存时间内，不影响 DNA 与其他物质的分
离和试验的稳定性，使得从干叶中提取得到的
DNA与鲜叶差异不大。因此，采用硅胶干燥保存
叶样是可行的，不同的材料保存时间可能存在差
异，条件允许下，应尽量早提基因组 DNA 以免
DNA发生降解。
F1 － F3．新鲜叶;F4．硅胶干燥 30 d的干叶
图 2 新鲜叶片和硅胶保存 30 d的干燥
叶片的 DNA电泳结果
2. 1. 3 CTAB 法水浴时间的优化 CTAB 法水浴
时间的优化电泳结果如图 3。图 3 显示，各个不同
水浴时间均能得到 DNA，随着水浴时间的增加，
DNA谱带越来越亮。30 min 和 60 min 所提取的
DNA谱带偏暗，数量少;90 min 和 120 min 得到的
DNA较亮，数量较多;150 min 和 180 min 水浴时
间所提取的 DNA 泳带最亮，数量最多。150 min
的 DNA主带集中，无拖尾现象，而 180 min DNA主
带略不整齐，有轻微拖尾，DNA 略有降解。显然，
30 min和 60 min的水浴时间不能使缓冲液发挥作
用，而 180 min 以上的水浴使 DNA 出现降解。从
DNA完整性和亮度来考虑，150 min 是较为合适的
水浴时间。水浴时间缩短 DNA 产率下降，水浴时
间适当延长能明显提高 DNA 的得率，但时间不是
越长得到的 DNA越多，这在一些植物的研究中得
到了验证［10，11］。
T1 － T6 分别代表 30，60，90，120，150，180 min 水
浴时间
图 3 CTAB法水浴时间的优化
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生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2011 年第 7 期
2. 1. 4 基因组总 DNA 的纯化 经纯化的 DNA 无
拖尾、无弥散现象，说明蛋白质、多糖及其它杂质去
除得较为干净。谱带亮度较暗，试剂盒纯化的 DNA
能看到明显的主带，酚纯化的 DNA几乎看不到条带
(图 4) ，说明纯化过程中损失的 DNA 较多，且酚纯
化损失的 DNA 量较试剂盒方法多。因此，对
RAPD、ISSR等不要求特别纯的 DNA 模板的，没有
必要纯化 DNA，对要求纯度较高 DNA 的试验尽可
能采用试剂盒纯化的方法，以减少 DNA的损失。
SJ1，SJ2．试剂盒纯化的 DNA;CG1，CG2．酚抽
提法纯化 DNA
图 4 不同方法纯化 DNA的电泳结果
2. 2 紫外检测
从外观来看，3 种方法中改良 CTAB 法提取过
程中未出现多酚类物质的褐化，获得的沉淀物呈白
色，DNA能迅速溶解于低盐 TE，溶液清亮;而高盐
低 pH法和改良 SDS 法所获得的沉淀均呈现褐色，
且较难溶解，其中改良 SDS 法提取的 DNA 溶解后
有少量泡沫。
波长为 230、260、280 nm 处的紫外吸光值分别
反应的是 DNA提取样品中小分子杂质、核酸和蛋白
质的含量。当 A260nm /A280nm ＜ 1. 6 时，表明样品中存
在蛋白质或酚污染;1. 8≤ A260nm /A280nm≤ 1. 9 且
A260nm /A230nm≥2，表明 DNA 较纯，此时 DNA 中蛋白
质、酚类及色素、RNA等杂质含量较少，DNA质量符
合要求;而 A260nm /A280nm ＞ 1. 9 时，表明有 RNA污染，
DNA纯度不符合要求。从表 1 可以看出，3 种方法
提取的 DNA 样品，其 A260nm /A280nm在 1. 3 － 2. 1 之
间。其中，改良 CTAB 法提取的 DNA 样品 A260nm /
A280nm在 1. 8 －1. 9之间，高盐低 pH法提取的在 2. 0 －
2. 1之间，改良 SDS 法提取的小于 1. 6。说明改良
CTAB法提取的 DNA最纯，高盐低 pH的 DNA 中有
RNA污染，改良 SDS 法的 DNA 存在蛋白质或酚杂
质。且，从提取浓度上看，改良 CTAB 法(6. 0 － 12
mg /L)＞高盐低 pH法(5. 0 mg /L左右)＞改良 SDS
法(3. 0 － 5. 0 mg /L)。综合上述结果表明，改良
CTAB方法提取的 DNA 样品质量明显优于高盐低
pH法和改良 SDS法。
表 1 三种提取方法的紫外消光值
编号 A260nm A280nm A260nm /A280nm DNA外观 DNA浓度(mg/L)
C1
C2
C3
F1
F2
F3
P1
P2
P3
S1
S2
S3
0. 1460
0. 0973
0. 2335
0. 2568
0. 1325
0. 3254
0. 6408
0. 2449
0. 2138
0. 1407
0. 0911
0. 1253
0. 0801
0. 0527
0. 1272
0. 1383
0. 0710
0. 1763
0. 3157
0. 1211
0. 1067
0. 1016
0. 0604
0. 0843
1. 8227
1. 8463
1. 8357
1. 8568
1. 8662
1. 8457
2. 0300
2. 0223
2. 0040
1. 3848
1. 5083
1. 4864
白色
白色
白色
白色
白色
白色
褐色
褐色
褐色
褐色
褐色
褐色
10. 9450
11. 0427
9. 9956
8. 5263
6. 3521
10. 2350
5. 6745
4. 2255
5. 2312
5. 1943
3. 5552
3. 6545
3 讨论
植物基因组 DNA 提取常规方法主要有 CTAB
法、SDS法、高盐低 pH法等几种。常用的是 CTAB，
其最常用的浓度是 2% CTAB。由于不同的植物和
提取需求，CTAB 法得到不断的改良，改良后的
CTAB法提取 DNA的效果更佳，因而得到广泛的应
用。肖璇［12］、安娜［13］、肖理慧［14］等采用多种方法
提取植物基因组 DNA，结果表明，改良的 CTAB 法
更适合植物基因组 DNA 的提取。高盐低 pH 法是
一种快速、便宜而可靠的提取 DNA的方法。但其应
用的范围较小，这主要与其提取得到的 DNA数量和
质量有关。数量上不如 SDS 提取的量多，质量不如
CTAB的高。故一般较少采用高盐低 pH 法来进行
大批量植物基因组总 DNA的提取。但邹喻苹等［15］
用 CTAB法提取裸子植物 DNA时，发现裸子植物中
如银杉、云杉等可能有些特殊成分在一定条件下与
DNA形成分子较大复合物，在电泳时滞留在梳子孔
内难以用一般的条件做酶切。而用高盐低 pH 提取
的银杉 DNA样品未见此现象。陆丹［16］也发现高盐
低 pH法相对 CTAB法提取高粱基因组 DNA 更佳。
SDS提取的 DNA产率将近是 CTAB 产率的 2 倍，但
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2011 年第 7 期 代文娟等:狭叶坡垒基因组总 DNA的提取和纯化方法研究
纯度、完整性不如后者［17，18］，它对模板 DNA 质量要
求不严的的 RAPD分析较有用。但也有学者以改进
的 SDS法提取了高质量大麻基因组 DNA，并建立了
AFLP反应体系［19］。更有研究表明，采用 SDS 缓冲
液或经过改进的 SDS 缓冲液提取植物基因组 DNA
的效果等同或更胜于 CTAB的提取效果［20］。
本试验结果中，改良 CTAB 法提取得到的 DNA
有明显的主带，较完整，谱带较亮;高盐低 pH 法和
改良 SDS法提取的 DNA 条带弥散，完整性差，谱带
亮度弱。紫外检测结果显示，改良 CTAB 法提取的
DNA样品 A260nm /A280nm在 1. 8 － 1. 9 之间，高盐低 pH
法提取的在 2. 0 － 2. 1，改良 SDS 法提取的在小于
1. 6。在提取浓度上，改良 CTAB 法 ＞ 高盐低 pH
法 ＞改良 SDS法。综合电泳和紫外检测结果来看，
3 种方法中，改良 CTAB 法提取的 DNA 颜色透明，
电泳图谱主带清晰，拖带少，纯度高，比较适合狭叶
坡垒这种顽拗型植物基因组总 DNA的提取，这与郭
凌飞［21］、金晓玲［22］的结论一致。
野外采集并及时运输新鲜植物材料供提取
DNA用十分困难，因此植物组织干燥与保存的方法
应运而生。本研究用改良 CTAB法对照了狭叶坡垒
的硅胶干燥 30 d 的叶片和鲜叶的 DNA，两者 DNA
电泳主带明显，谱带清晰，完整性好，无明显差异。
说明采用硅胶干燥保存叶样是可行的，这为野外采
集工作提供了一种简便可行的保存运输方法。
除了裂解缓冲液种类外，水浴时间对 DNA提取
效果也有一定的影响。本研究发现用改良 CTAB 法
提取狭叶坡垒 DNA 的过程中，30 min 和 60 min 的
水浴时间不能使缓冲液发挥作用，DNA 得率低，亮
度暗;180 min 以上的水浴 DNA 出现降解，略有拖
带;最佳水浴时间为 150 min，这时得到的 DNA主带
清晰，亮度较佳，无拖带现象。
在本研究中，笔者对照了酚纯化和试剂盒纯化
两种方法。酚纯化法中，酚和氯仿混合物能有效变
性并沉淀蛋白质，减少水相在有机相的滞留量，提高
DNA的产率。但在抽提的过程中，DNA 损耗较多、
得率少，从电泳图谱上只能看到浅浅的一条带，且这
种纯化方法步骤繁琐，使用有毒和危险化学品苯酚、
氯仿等，不利于身体健康和环境保护。试剂盒纯化
损失的 DNA 少，电泳图谱上能看到清晰明亮的主
带，其用时短、操作简单、方便、无毒，是一种快速、简
便、毒性小的纯化方法，但 DNA 纯化试剂盒套装成
本高，纯化大量样本时，其可用性往往受限。若试验
经费允许，可采用试剂盒纯化 DNA。
参 考 文 献
［1］黄仕训，陈泓，盘波，等．广西特有濒危植物狭叶坡垒群落特征研
究．西北植物学报，2008，28(1) :164-170．
［2］黄仕训，陈泓，唐文秀，等．狭叶坡垒生物生态学特征及致濒原因
研究．生物多样性，2008，16(1) :15-23．
［3］张玲，肖春芬，王坚．濒危植物狭叶坡垒的迁地保护．广西植物，
2001，21(3) :277-280．
［4］唐文秀，毛世忠，盘波，等．狭叶坡垒种子雨的空间格局及种子萌
发特性．福建林学院学报，2009，29(2) :97-102．
［5］莫凌，唐文秀，毛世忠，等．珍稀濒危植物狭叶坡垒的光合特性．
福建林学院学报，2009，29(4) :357-361．
［6］邹喻萍，葛颂，王晓东．系统与进化植物学中的分子标记［M］．北
京:科学出版社，2001:16-17．
［7］靖相密，褚云霞，汤庚国，等． 不同保存方法对腊梅总 DNA 提取
效果的影响及 ISSR-PCR 验证． 分子植物育种，2008，6(2) :
387-392．
［8］谢中稳，葛颂，洪德元．从普通野生稻硅胶干燥的小量叶片中制
备 DNA 用于 RAPD 分析和总 DNA 文库的建立． 植物学报，
2000，41(6) :807-812．
［9］刘国彬，龚榜初，罗正荣．锥栗叶样保存时间对 DNA提取质量的
影响．湖南农业科学，2009(4) :8-10．
［10］张海泉，符晓棠，杨国荣，郎杰．不同提取条件对 DNA质量的影
响．安徽农学通报，2006，12(6) :58-60．
［11］杜金子，陈丽梅，黄荣韶，等．改良 SDS法提取石韦基因组 DNA
的研究．西南农业学报，2009，22(3) :754-758．
［12］肖璇，孙敏，王心燕，乔爱民．顽拗植物龙眼基因组 DNA提取方
法的研究．生物技术，2005，15(1) :44-47．
［13］安娜，郭宏波，周铜水，吴千红． 党参基因组 DNA 提取、ISSR-
PCR反应体系优化及引物筛选． 植物研究，2009，29(3) :
346-351．
［14］肖理慧，高武军，张小莉，等．葎草 DNA 的提取及 AFLP 标记反
应体系的建立．分子植物育种，2008，6(2) :393-398．
［15］邹喻苹，汪小全，雷一丁，等． 几种濒危植物及其近缘类群总
DNA的提取与鉴定．植物学报，1994，36(7) :528-533．
［16］陆丹，牛楠，李玥莹．高粱基因组 DNA提取方法的比较与优化．
生物技术，2010，20(3) :49-52．
［17］丁晓东，吕柳新．从顽拗植物荔枝中提取基因组 DNA技术的研
究．应用与环境生物学报，2000，6(2) :142-145．
［18］易于军，于晓英，霍合强．香蕉种质资源的 AFLP鉴别与分类中
DNA模板的制备．果树学报，2001，18(6) :345-348．
(下转第 116 页)
501
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2011 年第 7 期
［16］杨建敏，郑小东，王如才，等． 3 种鲍 16S rRNA 基因片段序列的
初步研究．青岛海洋大学学报，2003，33(1) :36-40．
［17］Wang DG，Fan JB，Siao CJ，et al． Large-scale identification，map-
ping，and genotyping of single-nucleotide polymorphisms in the hu-
man genome． Science，1998，280(5366) :1077-1082．
［18］Greenberg BD，Newbold JE，Sugino A． Intraspecilic nucleotide se-
quence variability surrounding the origin of replication in human
mitochondrial DNA． Genetics，1983，21(1-2) :33-49．
［19］Horai S，Hayasaka K． Intraspecific nucleotide sequence differences
in the major noncoding region of human mitochondrial DNA． Ameri-
can Journal of Human Genetics，1990，46(4) :828-842．
［20］Holliday R，Grigg GW． DNA methylation and mutation． Mutation Re-
search，1993，285(1) :61-67．
［21］Sato M，Nagashima K． Molecular characterization of a mitochondrial
DNA segment from the Japanese scallop(Patinopecten yessoensis) :
demonstration of a region showing sequence polymorphism in the
population． Marine Biotechnology，2001，3(4) :370-379．
［22］ Elfstrom CM，Gaffney PM，Smith CT，et al． Characterization of 12
single nucleotide polymorphisms in weathervane scallop． Molecular
Ecology Notes，2005，5(2) :406-409．
［23］Yamanoue Y，Miya M，Matsuura K，et al． A new perspective on phy-
logeny and evolution of tetraodontiform fishes(Pisces:Acanthoptery-
gii )based on whole mitochondrial genome sequences:basal ecolog-
ical diversification?． BMC Evolution and Biology，2008，8:212．
［24］蔡立哲，王雯． 节织纹螺(Nassarius hepaticus)贝壳差异的 COI
基因分析．海洋与湖沼，2010，41(1) :47-53．
(责任编辑 马鑫
櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧
)
(上接第 105 页)
［19］陈璇，胡尊红，郭鸿彦，等．大麻基因组 DNA 提取及 AFLP 体系
的建立．分子植物育种，2010，8(3) :619-625．
［20］肖婷婷，朱艳，叶波平，等．鸢尾属药用植物总 DNA提取方法的
比较研究．中国野生植物资源，2010，29(3) :46-50．
［21］郭凌飞，邹明宏，曾辉，等．顽拗植物澳洲坚果成熟叶片 DNA提
取方法比较．生物技术，2008，18(1) :45-47．
［22］金晓玲，乌云塔娜，张智俊，何平．榉属植物总 DNA提取方法研
究．植物研究，2004，24(1) :107-110．
(责任编辑 李楠)
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