全 文 ：·技术与方法·
生物技术通报
BIOTECHNOLOGY BULLETIN 2011 年第 7 期
植物遗传转化的替代方法及研究进展
李君1 李岩2 刘德虎1
(1中国农业科学院生物技术研究所，北京 100081;2河北师范大学生命科学学院，石家庄 050016)
摘 要: 农杆菌介导法和基因枪法是两种目前应用最广泛和最可靠的植物遗传转化方法。由于其存在一些不足，因
此，需要探索可替代它们的其他植物遗传转化方法以弥补农杆菌介导法和基因枪法的缺点，使其更加适用于特定目标植物的
转化事件中，转化效率也随之提高。对这些可替代的遗传转化方法进行概述，并简要介绍各种方法的优缺点及其在农作物转
化中的应用情况。
关键词: 植物遗传转化方法 花粉管通道法 茎尖转化法 叶绿体转化法 碳化硅纤维介导法 超声波辅助的农杆
菌转化法 真空渗入法 藻酸钙微珠介导法
Alternative Methods of Plant Genetic Transformation and Recent Advances
Li Jun1 Li Yan2 Liu Dehu1
(1Biotechnology Research Institute，Chinese Academy of Agricultural Sciences，Beijing 100081;
2College of Life Science，Hebei Normal University，Shijiazhuang 050016)
Abstract: Agrobacterium-mediated transformation and biolistic particle bombardment are the two most widely used methods for
plant genetic modification． However，both of them have certain disadvantages，which led to research into the development of novel alter-
native systems． Alternative methods have been developed to increase transformation efficiency for certain plants． We reviewed the advan-
tages and limitations for each recent alternative advances and the application of these methods were discussed．
Key words: Plant genetic transformation Pollen-tube pathway method Shoot apex method of transformation Chloroplast trans-
formation Silicon carbide fiber-mediated transformation Sonication-assisted Agrobacterium-mediated transformation Infiltration
Calcium alginate beads-mediated transformation
收稿日期:2011-01-11
基金项目:国家“863”计划项目(2007AA02Z111) ，“十一·五”国家科技支撑计划项目(2006BAD31B01-04) ，国家转基因生物新品种培育科技重大
专项［2008ZX08005-004(3-6) ，2009ZX08005-004B］，中国农业科学院生物技术研究所中央级公益性科研院所基本科研业务专项
作者简介:李君，女，硕士研究生，研究方向:生物化学与分子生物学;E-mail:starlijun@ 163． com
通讯作者:刘德虎，男，博士，研究员，研究方向:植物抗病、抗逆分子生物学和基因工程;E-mail:liudehu2006@ 126． com
植物基因工程是指通过某种方法将外源基因导
入到受体植物基因组中，使之稳定遗传并赋予植物
抗虫、抗病、抗逆、抗除草剂、高产和优质等新的性
状。改变一株植物的遗传性状的能力是提高农作物
农艺性状和培育成带有目的性状的栽培品种的基
础。自 1983 年首次报道利用农杆菌介导法获得转
基因烟草以来，植物转基因技术已得到迅速发展，并
在农作物品质改良方面发挥越来越重要的作用。
向植物细胞中导入外源基因的方法和技术中，
应用时间较长、方法较成熟的是根癌农杆菌介导法
和基因枪法。由于这两种转化方法有一些缺点，因
此科学工作者们探索了一些可替代二者的植物遗传
转化方法。例如，花粉管通道法、真空渗入法、茎尖
转化法、超声波辅助的农杆菌转化法、碳化硅纤维介
导法、叶绿体转化法以及藻酸钙微珠介导法等。这
些替代方法更加适用于特定目标植物的转化事件
中，转化效率也随之提高。
1 植物遗传转化的替代方法
1． 1 花粉管通道法
花粉管通道法是由我国科技人员周光宇在充分
调查了国内外植物远缘杂交的变异情况后提出来的
一种特殊的导入外源 DNA 的方法。1988 年，Luo
等［1］最早采用花粉管通道法成功转化了第一种植
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2011 年第 7 期
物———水稻，经过处理后的小花结实率为 20%，转
化效率高达 4%。采用花粉管通道法导入外源 DNA
的方法有子房注射法和柱头滴注法，花器官较大的
作物，如棉花可采用子房注射法;而花器官较小的作
物，如水稻则采用柱头滴注法较好。
花粉管通道法的最大优点是不依赖于植物组织
培养过程，避免了组织培养过程中可能产生的体细
胞变异及基因型依赖性等问题，特别适合用于难以
建立有效再生体系的植物以及可以把目的基因导入
任何农艺性状优良的品种中;可以直接获得转基因
种子，纯合速度快，节省育种时间，在农作物的分子
育种中占有独到的优势［2］。经过不断的技术改进，
花粉管通道法可以满足规模化生产转基因植物的要
求。我国推广面积最大的转基因抗虫棉基本上就是
花粉管通道法结合传统育种方法培育出来的。
已有研究结果表明，通过花粉管通道法获得的
转基因植株外源基因多以多拷贝插入，而且插入的
位置也具有随机性，在外源基因整合过程中染色体
发生了转置、缺失等突变，致使转基因后代在表型上
表现出变异。刘冬梅等［3］对花粉管通道法获得的
棉花转基因后代的主要农艺性状进行了分析，转基
因后代间的形态、生育期、产量和纤维品质等有显著
的变化。利用花粉管通道法获得的棉花转基因后
代，其中仅有少部分符合孟德尔遗传分离定律，多数
后代的遗传分离比例变化较大，存在着遗传分离多
样性。马盾等［4］分析了通过花粉管通道法获得的
棉花转基因后代中外源基因的稳定性，当转基因后
代种植到 T3 － T4代时，有外源 DNA 丢失现象，呈现
出外源 DNA遗传不稳定性。花粉管通道法的重复
性较差，虽然已有利用花粉管通道法成功转化大豆
的报道，但 Shou［5］报道，利用花粉管通道法不能成
功转化大豆;花粉管通道法的转化效率一般都非常
低，利用基因枪法转化黑麦的转化效率是花粉管通
道法的 10 倍［6］。
1． 2 茎尖转化法
1988 年 Ulian［7］第一个采用茎尖转化法将含有
卡那霉素基因以及 β-葡糖苷酸酶基因导入矮牵牛，
其转化效率与采用农杆菌介导法转化矮牵牛的转化
效率大致相同，而且，此方法不经过组织培养阶段，
从转化到生根仅用 6 周，可以节省大量的时间。
茎尖转化法的外植体为茎尖分生组织，由茎尖
直接再生为完整植株，不经过去分化和组织培养阶
段，因此避免了植物组织培养过程中可能产生的体
细胞变异及基因型依赖性等问题，转化周期短。棉
花细胞再生为完整植株较困难，是棉花转基因工作
中的“瓶颈”，采用茎尖转化法可解决这一困难。吕
素莲等［8］采用茎尖转化法将胆碱脱氢酶基因 betA
和突变的乙酰乳酸合成酶基因 als 导入到 3 个棉花
优良品种中，获得了抗除草剂氯磺隆和耐盐性提高
的转基因植株及其子代;Katageri 等［9］采用茎尖转
化法将抗虫基因导入了印度陆地棉品种中。单子叶
植物和双子叶植物的茎尖都可以作为茎尖转化法转
化的外植体，减少了单子叶植物组织培养过程中的
基因型限制问题，适用范围广。Park 等［10］采用茎尖
转化法将 bar 基因导入粳稻中，获得了除草剂抗性
的转基因水稻。转化效率高，Supartana等［11］以针刺
后的小麦茎尖分生组织为受体，利用农杆菌侵染转
化的方法，从 T0代的转化到 T1分子检测进行完整的
试验操作，Southern杂交阳性转化率为 6． 0%。
但茎尖转化法也有不可忽视的缺点，获得的转
基因植株多为嵌合体，后代中外源基因容易丢失，给
后续的研究工作造成很大的困难，但是可以采用二
次筛选、加强筛选压和延长筛选时间等方法可减少
转基因植株的嵌合体现象。
1． 3 叶绿体转化法
随着以核转化为基础的转基因植物的大面积应
用，环境安全性问题成为人们关注的焦点，迫使各国
科学家们重新寻找一种新的、安全的植物遗传转化
方法来克服核基因转化的不足。1990 年，Mcbride
等［12］以烟草叶片为受体，利用基因枪法进行了烟草
叶片的叶绿体转化，以壮观霉素为筛选标记，第一次
获得了外源基因稳定表达的转基因烟草。虽然也有
农杆菌、PEG 介导的叶绿体转化的例子，但是基因
枪法介导的叶绿体转化的转化效率比较高、重复性
好，所以基因枪介导的转化法是叶绿体基因工程中
最常用和最有效的 DNA导入方法［13］。Hou等［14］利用
基因枪介导法将抗虫基因 cry1Aa10导入油菜的叶绿体
基因组中，并获得了含有抗虫能力的转基因植株。
将外源基因导入叶绿体基因组，并达到同质化，
可以实现外源基因的大量表达，Staub 等［15］将人的
23
2011 年第 7 期 李君等:植物遗传转化的替代方法及研究进展
生长素基因转入叶绿体中，其表达量达到叶绿体可
溶性蛋白的 7%，比转化细胞核的表达量高 300 倍;
叶绿体基因组的基因的排列方式、GC 含量及翻译
所偏爱的密码子与原核生物接近，可以直接用来表
达源自原核生物的基因;通过在转化叶绿体的载体
上设计插入与叶绿体基因组的同源 DNA片段，可将
外源基因定点整合到叶绿体基因组中，从而有利于
控制外源基因的表达;绝大多数的叶绿体为母系遗
传，由于花粉中不存在外源基因，因此不会通过花粉
扩散到相邻的同种或异源植物中，保证了环境的安
全性，是环境友好型的转化方法。
但叶绿体转化法缺少有效的选择标记基因;另
一个关键问题就是导入外源基因的非同质化问题，
由于外源基因导入少数叶绿体中，在短时间内很难
达到同质化，转化的叶绿体和未被转化的野生型叶
绿体同时存在于转基因植物中的现象在遗传上不稳
定，在没有选择压力的情况下，经过几代繁殖后，外
源基因常常丢失。
1． 4 碳化硅纤维介导法
1990 年，Kaeppler等［16］首次利用碳化硅纤维介
导法(SCMT)成功进行了玉米和烟草悬浮细胞系的
转化。Songstad 等［17］将烟草和玉米的悬浮细胞系
与含有选择标记基因的质粒 DNA 及碳化硅纤维混
合，振荡培养后，在悬浮培养的烟草和玉米细胞中观
察到了 GUS的瞬时表达。此外，用电子显微镜观察
经过碳化硅纤维处理过的细胞，发现植物细胞壁上
存在一些伤口。上述观察表明表面附着有质粒载体
DNA的碳化硅纤维在刺穿了植物细胞壁的同时，也
将外源 DNA导入到了植物细胞体内。
碳化硅纤维介导法是一种简单、快速、经济的把
外源 DNA直接导入完整植物细胞的转化方法。该
方法对待转化的载体 DNA的纯度等条件要求低，转
化过程不需要考虑过多的转化参数，操作简单、快
速、成本较低;在转化过程中能较好的控制载体 DNA
的用量。Frame 等［18］以玉米胚的悬浮细胞为外植
体，利用碳化硅纤维介导法将携带有 bar 基因和 ui-
dA基因的质粒成功转入到玉米基因组中，获得了第
一株可育的转基因玉米，而且转基因植株的后代符
合孟德尔遗传规律。Terakawa 等［19］将超声波处理
后的水稻细胞悬浮液作为碳化硅纤维介导法转化的
外植体，成功转化了水稻，并且转化效率较高。
由于碳化硅纤维可对植物细胞壁造成伤害，从
而会影响到外植体的再生和发育能力，因此，采用碳
化硅纤维介导法转化愈伤组织的效率低于转化悬浮
细胞的效率。此外，转化效率与植物细胞壁的厚薄
也有很大关系，细胞壁越厚，转化效率就越低［17］，把
待转化细胞培养在含有高摩尔浓度的山梨醇或者甘
露醇溶液中可以增加碳化硅纤维介导法的转化效
率。碳化硅纤维的长度与宽度的比例与石棉纤维相
似，因此，碳化硅纤维具有与石棉纤维类似的性质，
如果吸入碳化硅纤维，会对肺部造成损伤，甚至引发
癌症，技术人员使用时需加强个人防护。科学工作
者们寻找到了一种可以替代碳化硅纤维介导 DNA
转移的材料———硼酸铝，Mizuno 等［20，21］利用硼酸铝
介导农杆菌转化法成功转化了水稻和烟草的愈伤
组织。
1． 5 超声波介导的农杆菌遗传转化
农杆菌介导法具有宿主特异性，而且农杆菌不
能进入到植物组织内部，而超声波辅助的遗传转化
可以消除这些障碍。1997 年，Trick 和 Finer［22］第一
次报道了超声波辅助的农杆菌遗传转化法。
经超声波处理，植物组织表面和内部会出现很
多微伤口，增加了农杆菌与外植体的接触范围，有利
于农杆菌进入到植物组织内部，Trick 用扫描电子显
微镜和光学显微镜证实了上述报道。与其他转化方
法所不同的是，超声波辅助的遗传转化法具有转化
位于表层细胞下的分生组织的潜力，可提高农杆菌
的转化效率，经过超声波处理，大豆、豇豆、小麦和玉
米中的 GUS瞬时表达量提高了 100 － 1 400 倍［22］。
Pathak等［23］利用超声波辅助的遗传转化法成功转
化了鹰嘴豆，并获得了外源基因稳定表达的植株，
Rashid等［24］利用超声波辅助的遗传转化法成功地
将 Bt 基因导入陆地棉中，并获得了 Bt 基因稳定表
达的转基因陆地棉植株。
农杆菌能否成功转化植物依赖于植物与农杆菌
之间特异性的相互作用，由于农杆菌与大豆间的相
互作用产生了某种物质抑制了转化过程的发生，导
致农杆菌介导法很难成功转化大豆植株，而 De Mel-
lo-Farias等［25］利用超声波辅助法成功转化了大豆。
超声波辅助的遗传转化不仅可以提高某些不易转化
33
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2011 年第 7 期
物种如大豆、洋槐以及红叶藜的转化效率，而且还有
助于外植体的生长和愈伤组织的再生。Beranová
等［26］报道超声波不仅在目标材料的表面和内部形
成许多微创伤，增加了农杆菌与外植体的接触范围，
允许农杆菌进入植物组织的内部，而且在植物内部
形成的微创伤可能破坏了植物内部组织细胞再生的
障碍，提高了植物转化的效率。
采用超声波辅助遗传转化时必须严格的控制声
波处理的时间，Santarem 等［27］采用扫描隧道显微镜
观察经超声波处理时间不同的大豆未成熟子叶，发
现经超声波处理的时间不同，未成熟子叶表面和深
处的伤口的数量也不同，若处理时间超过 2 s，则会
对外植体造成严重的损伤。此外，Santarem 还检测
了经超声波处理时间不同的大豆未成熟子叶的
GUS瞬时表达情况，发现处理 2 s 时，GUS 的瞬时表
达量达到最大。
1． 6 真空渗入法
为了避免拟南芥转化过程中的组织培养阶段，科
学工作者们发展了真空渗入法［28］。1998年，Bechtold［29］
最早采用真空渗入法成功转化了拟南芥，转化效率
高达到 1%。
采用真空渗入法转化植物细胞时，农杆菌可以
直接导入正在进行有丝或减数分裂的植物细胞中，
不依赖于植物组织培养过程，大大节约了时间，避免
了植物组织培养过程中可能产生的体细胞变异及基
因型依赖性等问题;转化效率高，不仅可以把含有特
定基因的载体 DNA转入植物中，而且提供了一种使
植物发生随机突变的方法。真空处理之后的植株处
于一种极度虚弱的状态，需要先放置于高湿环境中
进行恢复生长，然后才能转栽到正常生长条件下，收
获种子;其次，真空渗入法仅适用于少数植物的转
化，Adesoye等［30］以豇豆的胚为外植体，采用真空渗
入法成功将携带有 hygromycin 基因和 phosphinotri-
cin基因的质粒转入到豇豆基因组中，获得了具有潮
霉素抗性的转基因豇豆植株。
真空渗入法需要真空装置，真空处理后植株的
拔取和重新栽培增加了工作量，因此科学工作者们
一直在寻找一种较之简便的遗传转化方法。Clough
和 Bent［31］通过试验证明，含有表面活性剂和蔗糖的
农杆菌菌液的浸花法的转化效率(0． 47%)与真空
渗入法的转化效率(0． 56%)基本相同，因此，真空
处理这一步骤不是转化拟南芥所必需的。现在转化
拟南芥最常用的方法是由 Clough 和 Bent 改进的浸
花法，用 5%蔗糖，500 μL /L 的 silwet L-77，OD600 =
0． 8 的浸染液浸醮拟南芥花序，得到了 0． 5% － 3%
的转化率，该转化方法在十字花科植物的转化中具有
广泛的应用前景。浸花法省去了真空处理的步骤，可
以适用于比拟南芥植株大的植物的转化［32，33］。Bar-
tholmes等［34］以两年生草本植物荠菜为材料，用农
杆菌 LBA4404 和 GV3101 为载体，GFP 基因和 Bar
基因为标记基因，采用浸花法转化荠菜，成功获得了
GFP基因和 Bar基因表达的转基因植株。
1． 7 藻酸钙微珠介导法
生物体的绝大多数性状和生理功能都是依靠
多基因的协调表达而实现的，随着转基因作物的
商品化发展，人们对转基因作物的要求不再是简
单的单个性状的改良，培育兼具稳定、高产、优质、
抗逆和抗病虫等优良性状的作物一直以来是科学
家的共同愿望。因此，转化 DNA 大分子进入植株
内部是进行植物遗传改良的科学家们的迫切要
求。藻酸钙微珠介导法是一种新近发展的转化效
率较高的遗传转化方法，可以转移 DNA 分子的大
片段，为转化高分子量的 DNA分子，如人工染色体、
染色体和细胞核等提供了可能，有利于培育出兼具稳
定、高产、优质、抗逆和抗病虫等优良性状的农作物新
品种。
藻酸钙是一种亲水类的多聚糖，对动、植物细胞
无害，在 Ca2 +存在的条件下，藻酸钙可以凝固成均
匀的、球形的小微粒，在胶状液中添加 DNA、人工染
色体、细胞核，藻酸钙凝固为小颗粒时会把它们包裹
在里面，为 DNA 大分子的转化提供了基础。2002
年，Sone等［35］首次用包裹有质粒 DNA 的藻酸钙微
珠转化了烟草的原生质体，转化效率达 0． 22%，是
采用单纯 DNA 溶液转化烟草原生质体的转化效率
的 10 倍。Liu等［36］利用藻酸钙微珠固定 DNA 大分
子，并结合聚乙二醇处理法转化烟草，转化效率高于
单纯采用聚乙二醇法转化烟草的效率。Liu 等还采
用藻酸钙微珠介导法转化了茄子、胡萝卜的原生质
体，表明该方法也具有转化其他物种的能力。Liu
等［37］采用藻酸钙微珠介导法将 100 kb的 DNA大片
43
2011 年第 7 期 李君等:植物遗传转化的替代方法及研究进展
段转入水稻基因组中，24 h后观测到 GFP 蛋白的瞬
时表达，表明藻酸钙微珠介导法也适用于单子叶植
物的转化。
与农杆菌介导法相比，藻酸钙微珠介导法受体
范围更广，虽然藻酸钙微珠介导法转化烟草的效率
低于利用农杆菌介导法以及基因枪法转化烟草的效
率，但是可以通过改变转化的参数来提高转化的效
率，而且它的受体范围广、转化的植株一般为低拷
贝、操作简单，可以作为农杆菌介导法和基因枪法的
一种替代方法，具有巨大的发展潜力［36］。
表 1 植物遗传转化替代方法比较
植物遗传转化
替代方法
外植体 优点 缺点 转基因实例
花粉管通道法 花
不经过组织培养阶段，节省育种时间，可满
足规模化生产转基因植物的要求
重复性较差，应用范围较窄，操
作经验性强，转化效率低
水稻、棉花、大豆
茎尖转化法
茎尖分生
组织
不经过组织培养阶段，转化周期短，简单
快速
外源基因容易丢失，适用于少数
植物的转化
矮牵牛、棉花、小麦、粳稻
叶绿体转化法 叶绿体
可以实现外源基因高效、安全的表达，重复
性好
缺少有效的选择标记基因，外源
基因表达不稳定
烟草、油菜
碳化硅纤维
介导法
悬浮细胞
载体 DNA的纯度要求低、转化方法简单，快
速、成本较低
安全性差、转化效率较低 玉米、烟草、水稻
超声波辅助
的遗传转化法
植物细胞 宿主范围广，转化效率较高 处理后细胞损伤程度大 玉米、棉花、鹰嘴豆、小麦
真空渗入法 花序
操作简单，不经过组织培养阶段，节省时间，
转化效率高
处理后植株处于极虚弱的状态，
用于少数植物转化
矮牵牛、豇豆
藻酸钙
介导的转化法
原生质体
可转移大片段 DNA分子，受体范围广，转化
的植株一般为低拷贝、操作简单
转化效率较低 烟草、水稻、茄子、胡萝卜
2 展望
植物遗传转化新方法的研究是植物研究领域最
具有挑战性的研究内容之一。毫无疑问，农杆菌介
导法和基因枪法是植物转化体系中最经典和有效的
两种转化方法［38］。随着植物转基因技术的研究的
深入，以农杆菌介导法和基因枪法为基础，又衍生出
了一些其他的植物转化方法，这些转化方法各有其
独特的优缺点及应用范围，见表 1。茎尖转化法是
一种快速的、可应用于单子叶植物和双子叶植物、不
依赖植物基因型、不经过去分化和组织诱导阶段的
转化方法，具有巨大的应用潜力［7 － 10］;浸花法是转
化拟南芥的主要方法，该方法简单易行，也不需要经
过组织培养过程，可以高效率获得转基因植株，随着
转化体系的进一步完善，在许多作物的转化中非常
有效［32 － 34］;藻酸钙微珠介导法是一种可以转移
DNA分子大片段的植物遗传转化方法，在培育兼具
稳定、高产、优质、抗逆和抗病虫等优良性状的作物
中将会发挥更大的应用潜力［35 － 37］。随着科学工作
者们对植物转化过程和转化机理更深入的研究和探
索，一定会发现适合于更多作物的转化方法，并进一
步提高植物的转化效率，以便使更多的农作物品种
得到遗传改良，形成稳定、高产、优质、抗逆和抗病虫
的农作物新品种。
参 考 文 献
［1］Luo Z，Wu R． A simple method for the transformation of rice via the
pollen-tube pathway． Plant Molecular Biology Reporter，1988，6(3) :
165-174．
［2］Song X，Gu Y，Qin G． Application of a transformation method via the
53
生物技术通报 Biotechnology Bulletin 2011 年第 7 期
pollen-tube pathway in agriculture molecular breeding． Life Science
Journal，2007，4(1) :77-79．
［3］刘冬梅，武芝霞，刘传亮，等．花粉管通道法获得棉花转基因株系
主要农艺性状变异分析．棉花学报，2007，19(6) :450-45．
［4］马盾，黄乐平，周小云，等．花粉管通道法转基因棉花后代特性的
研究．新疆农业科学，2007，44(3) :105-10．
［5］Shou H，Palmer R，Wang K． Irreproducibility of the soybean pollen-
tube pathway transformation procedure． Plant Molecular Biology Re-
porter，2002，20(4) :325-334．
［6］Rao AQ，Bakhsh A，Kiani A，et al． The myth of plant transformation．
Biotechnology Advances，2009，27(6) :753-763．
［7］Ulian EC，Smith RH，Gould JH，et al． Transformation of plants via
the shoot apex． In Vitro Cellular Developmental Biology，1988，24
(9) :951-954．
［8］吕素莲，尹小燕，张可炜，等．农杆菌介导的棉花茎尖遗传转化及
转 betA植株的产生．高技术通讯，2004，14(11) :20-25．
［9］Katageri IS，Vamadevaiah HM，Udikeri SS，et al． Genetic transforma-
tion of an elite Indian genotype of cotton (Gossypium hirsutum L．)
for insect resistance． Current Science，2007，93(12) :12-25．
［10］Park SH，Pinson SRM，Smith RH． T-DNA integration into genomic
DNA of rice following Agrobacterium inoculation of isolated shoot
apices． Plant Mol Biol，1996，32(6) :1135-1148．
［11］ Supartana P，Shimizu T，Nogawa M，et al． Development of simple
and efficient in planta transformation method for wheat (Triticum
aestivum L．)using Agrobacterium tumefaciens． Journal of Bioscience
and Bioengineering，2006，102(3) :162-170．
［12］Mcbride KE，Svab Z，Schaaf DJ，et a1． Amplification of a chimeric Ba-
cillus gene in chloroplasts leads to an extraordinary level of an insecti-
cidal protein in tobacco． Nature Bio Technology，1995，13:362-365．
［13］ Akhond MAY，Machray GC． Biotech crops:technologies，achieve-
ments and prospects． Euphytica，2009，166(1) :47-59．
［14］ Hou BK，Zhou YH，Wan LH，et al． Chloroplast transformation in
oilseed rape． Transgenic Research，2003，12(1) :111-114．
［15］ Staub JM，Garcia B，Graves J． High-yield production of a human
therapeutic protein in tobacco chloroplasts． Nature Biotechnology，
2000，18:333-338．
［16］Kaeppler HF，Gu W，Somers DA，et al． Silicon carbide fiber-media-
ted DNA delivery into plant cells． Plant Cell Reports，1990，9(8) :
415-418．
［17］ Songstad DD，Somers DA，Griesbach RJ． Advances in alternative
DNA delivery techniques． Plant Cell Tissue Organ Culture，1995，
40(1) :1-15．
［18］ Frame BR，Drayton PR，Bagnall SV，et al． Production of fertile
transgenic maize plants by silicon carbide whisker-mediated trans-
formation． The Plant Journal，1994，6(6) :941-948．
［19］ Terakawa T，Hasegawa H，Yamaguchi M． Efficient whisker-media-
ted gene transformation in a combination with supersonic treat-
ment． Breed Science，2005，55(4) :465-468．
［20］Mizuno K，Takahashi W，Ohyama T，et al． Improvement of the alu-
minum borate whisker-mediated method of DNA delivery into rice
callus． Plant Production Science，2004，7(1) :45-49．
［21］Mizuno K，Takahashi W，Beppu T，et al． Aluminum borate whisker
mediated production of transgenic tobacco plants． Plant Cell Tissue
Organ Culture，2005，80(2) :163-169．
［22］Trick HN，Finer JJ． SAAT:sonication-assisted Agrobacterium-medi-
ated transformation． Transgenic Research，1997，6(5) :329-336．
［23］Pathak MR，Hamzah RY． An effective method of sonication-assisted
Agrobacterium-mediated transformation of chickpeas． Plant Cell
Tissue Organ Culture，2008，93(1) :65-71．
［24］Rashid B，Saleem Z，Husnain T，et al． Transformation and inherit-
ance of Bt genes in Gossypium hirsutum． Journal of Plant Biology，
2008，51(4) :248-254．
［25］De Mello-Farias PC，Chaves ALS． Advances in Agrobacterium-medi-
ated plant transformation with enphasys on soybean． Scientia Agri-
cola，2008，65(1) :95-106．
［26］ Beranová M，Rakousk S，Vávrová Z，et al． Sonication assisted
Agrobacterium-mediated transformation enhances the transformation
efficiency in flax (Linux usitatissimum L．)． Plant Cell Tissue Or-
gan Culture，2008，94(3) :253-259．
［27］Santarem ER，Trick HN，Essig JS，et al． Sonication-assisted Agrobac-
terium-mediated transformation of soybean immature cotyledons:op-
timization of transient expression． Plant Cell Reports，1998，17(10) :
752-759．
［28］Grabowska A，Filipecki M． Infiltration with Agrobacterium-the meth-
od for stable transformation avoiding tissue culture． Acta Physiolo-
gia Plantarum，2004，26(4) :451-458．
［29］Bechtold N，Ellis J，Pelletier G． In planta Agrobacterium mediated
gene transfer by infiltration of adult Arabidopsis thaliana plants． CR
Acad Life Science(Paris) ，1993，316(10) :1194-1199．
［30］Adesoye AI，Togun AO，Machuka J． Transformation of cowpea(Vig-
na unguiculata L． Walp．)by Agrobacterium infiltration． Journal of
Applied Biosciences，2010，30:1845-1860．
［31］Clough S，Bent A． Floral dip:a simplified method for Agrobacteri-
um-mediated transformation of Arabidopsis thaliana． Plant Journal，
1998，16(6) :735-743．
［32］Kojima M，Shiojri H，Nogawa M，et al． In planta transformation of
kenaf plants (Hibiscus cannabinus var． aokawa No． 3)by Agrobac-
terium tumefaciens． Journal of Bioscience and Bioengineering，
2004，98(2) :136-139．
［33］Supartana P，Shimizu T，Shioiri H，et al． Development of simple and
efficient in planta transformation method for rice(Oryza sativa L．)
using Agrobacterium tumefaciens． Journal of Bioscience and Bioen-
gineering，2005，100(4) :391-397．
(下转第 45 页)
63
2011 年第 7 期 马月萍等:荧光定量 PCR技术在植物研究中的应用
transcription factors:unprecedented sensitivity reveals novel root and
shoot-specific genes． Plant J，2004，38(2) :366-379．
［46］张中保，李会勇，石云素，等．应用实时荧光定量 PCR分析玉米水
分胁迫诱导基因的表达模式． 植物遗传资源学报，2007，8(4) :
421-425．
［47］贾东升，毛新国，景蕊莲，等．小麦转录因子 TaMyb2s的克隆及表
达．作物学报，2008，34(8) :1323-1329．
［48］祖元刚，聂明珠，房思良，等．荧光定量 PCR检测干旱胁迫下长春
花 Crlea基因的相对表达．植物研究，2006，26(4) :405-410．
［49］Rider SD，Henderson JT，Jerome RE，et al． Coordinate repression of
regulators of embryonic identity by PICKLE during germination in
Arabidopsis． The Plant Journal，2003，35(1) :33-43．
［50］Wang RC，Okamoto M，Xing XJ，et al. Microarray analysis of the ni-
trate response in Arabidopsis roots and shoots reveals over 1000 rap-
idly responding genes and new linkages to glucose，trehalose-6-phos-
phate，iron，and sulfate metabolism． Plant Physiology，2003，132(2) :
556-567．
［51］Rodrigues FA，Laia ML，Zingaretti SM． Analysis of gene expression
profiles under water stress in tolerant and sensitive sugarcane plants．
Plant Science，2009，176:286-302．
［52］Vaucheret H，Beelin C，Elmayant T，et al． Transgene induced gene si-
lencing in plants． Plant J，1998，16(66) :651-659．
［53］ Ingham DJ，Beer S，Money S，et al. Quantitative real-time PCR assay
for determining transgene copy number in transformed plants． Bio-
technology，2001，31(1) :132-140．
［54］程颖慧，章桂明，王颖．小麦印度腥黑穗病菌实时荧光 PCR检测．
植物检疫，2002，16(6) :321-325．
［55］ Alaei H，Baeyen S，Maes M，et al． Molecular detection of Puccinia
horiana in Chrysanthemum x morifolium through conventional and
real-time PCR. Journal of Microbiological Methods，2009，76(2) :
136-145．
［56］Dietmaier W，Wittwer C，Sivasubramanian N. Genetics and Oncology
［M］． Berlin:Springer-Verlag，2002．
［57］Wu G，Wu YH，Nie SJ，et al． Real-time PCR method for detection of
the transgenic rice event TT51-1． Food Chemistry，2010，119:
417-422．
(责任编辑 李楠
櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧櫧
)
(上接第 36页)
［34］Bartholmes C，Nutt P，Theissen G． Germline transformation of
Shepherdus purse(Capsella bursa-pastoris)by the‘floral dip’
method as a tool for evolutionary and developmental biology． Gene，
2008，409(1-2) :11-19．
［35］Sone T，Nagamori E，Ikeuchi T，et al． A novel gene delivery system in
plants with calcium alginate micro-beads． Journal of Bioscience and
Bioengineering，2002，94(1) :87-91．
［36］Liu HB，Kawabe A，Matsunaga S，et al． Obtaining transgenic plants u-
sing the bio-active beads method． Journal of Plant Research，2004，
117(2) :95-99．
［37］Liu H，Kawabe A，Matsunaga S，et al． Application of the bioactive
beads method in rice transformation． Plant Biotechnol，2004，21(4) :
303-306．
［38］Dai S，Zheng P，Marmey P，et al． Comparative analysis of transgenic
rice plants obtained by Agrobacterium-mediated transformation and
particle bombardment． Molecular Breeding，2001，7(1) :25-33．
(责任编辑 狄艳红)
54