全 文 ：植物学报Chinese Bulletin of Botany 2009, 44 (5): 517-525, w w w .chinbullbotany.com
doi: 10.3969/j.issn.1674-3466.2009.05.001
收稿日期 : 2008-09-05; 接受日期 : 2008-12-29
基金项目 : 国家自然科学基金 (No.30600344)
* 通讯作者。E-mail: songcp@henu.edu.cn
.特邀综述.
植物细胞一氧化氮信号转导研究进展
王鹏程, 杜艳艳, 宋纯鹏 *
河南大学生命科学学院 , 河南省植物逆境生物学重点实验室 , 开封 475001
摘要 一氧化氮(n itr ic oxide, NO)作为重要的信号分子, 调控植物的种子萌发、根形态建成和花器官发生等许多生长发育过
程, 并参与气孔运动的调节以及植物对多种非生物胁迫和病原体侵染的应答过程。已经知道, 精氨酸依赖的NOS途径和亚硝
酸盐依赖的NR途径是植物细胞NO产生的主要酶促合成途径。NO及其衍生物能够直接修饰底物蛋白的金属基团、半胱氨酸
和酪氨酸残基, 通过金属亚硝基化、巯基亚硝基化和Tyr-硝基化等化学修饰方式, 调节靶蛋白的活性, 并影响cGMP和Ca2+信
使系统等下游信号途径, 调控相应的生理过程。最新的一些研究结果也显示, MAPK级联系统与NO信号转导途径之间存在复
杂的交叉调控。此外, 作为活跃的小分子信号, NO和活性氧相互依赖并相互影响, 共同介导了植物的胁迫应答和激素响应过
程。文章综述了植物NO信号转导研究领域中一些新的研究进展, 对NO与活性氧信号途径间的交叉作用等也作了简要介绍。
关键词 生长发育 , 一氧化氮 , 活性氧 , 信号转导 , 胁迫应答
王鹏程 , 杜艳艳 , 宋纯鹏 (2009). 植物细胞一氧化氮信号转导研究进展 . 植物学报 44, 517-525.
作为一个具有广泛作用的重要信号分子, 近年来
一氧化氮(nitric ox ide, NO)愈来愈受到研究者的广泛
关注。在植物中NO参与种子萌发、侧根和根毛发育、
气孔运动、开花和防御反应等许多重要的生理过程。
目前关于植物中NO产生、清除以及信号转导等方面
的研究发展迅速, 日益成为植物生物学研究的前沿领
域。尤其是最近的一些新进展, 极大地拓展了研究者
对 NO信号分子的了解。本文综述了植物 NO的产生
和清除机制、生物学功能、信号转导途径以及NO与
活性氧信号途径的交叉作用等。
1 NO的产生和清除
1.1 一氧化氮合成酶(NOS)与NO的产生
动物体细胞内的 NO主要是由依赖于精氨酸的NO合
成酶(nitric oxide synthases, NOS)催化形成。动物的
NOS是一类细胞色素 P450相关的二聚体酶 , 在 NA-
DPH存在的条件下能够催化 L-精氨酸氧化形成N-羟
基精氨酸, 并进一步氧化形成瓜氨酸 , 同时释放出NO
(Alderton et al., 2001)。在植物体中已经检测到与
动物相似的 NO合成途径, 在胞质以及线粒体、过氧
化物酶体等细胞器中均能够检测到类似NOS的酶活
性(Corpas et al. , 2006)。而且植物中的 NOS活性也
受病原菌侵染等多种环境胁迫和生理过程的诱导
(Corpas et al. , 2006)。
Guo等(2003)鉴定得到一个拟南芥 (Arab idopsis
thaliana)蛋白AtNOS1, 该蛋白与蜗牛(Helix pomatia)
神经元中 NO合成酶有 16%的序列相似性。Atnos1
突变体的种子萌发、生长和开花等NO相关的生理过
程均表现出与野生型的明显差异 (Guo et al. , 2003;
He et al. , 2004)。使用NO特异的荧光探针DAF-2 DA
检测发现, Atnos1突变体中的NO水平明显较低(Guo
et al. , 2003)。AtNOS1曾被认为是植物中第 1个被
发现的 NOS 蛋白, 但后来一些研究者对 AtNOS1是
否是真正的 NOS 提出质疑, 并将 NOS1重新命名为
AtNOA1(NO Associated 1)(Crawford et al. , 2006)。最
近, Moreau等(2008)证实AtNOA1不能够与L-精氨酸
结合, 也不具有氧化 L-精氨酸形成 NO的活性, 通过
518 植物学报 44(5) 2009
进一步检测还发现 AtNOA1具有典型的 GTPase活
性, 而且 GTPase活性对于其调控 NO的产生是必需
的(Moreau et al. , 2008)。因此 AtNOA1在本质上并
不是一个NOS蛋白, 而可能是作为调控蛋白影响NO
的合成和积累。尽管已经有许多生理和生物化学结
果证实了植物 NOS的存在, 而且植物 NOS表现出与
动物 NOS 类似的生物化学性质(Crawfo rd et al . ,
2006), 但在植物基因组中并没有与动物 NOS相似的
基因序列, 推测植物 NOS在进化上处于与动物 NOS
完全不同的分支。植物 NOS的发现和鉴定可能依赖
于新的研究体系的建立。
1.2 硝酸还原酶与NO的产生
植物体内还存在一类依赖于亚硝酸盐的 NO 合成途
径, 胞质硝酸还原酶(nitrate reductase, NR)通常的功
能是还原硝酸盐为亚硝酸盐, 但也能够进一步还原亚
硝酸盐形成 NO。最近的一些研究结果证实, NR介导
了外源生长素、热胁迫以及激发子诱导的 NO 合成
(Yamamoto-Katou et al., 2006; Kolbert et al. , 2008),
同时还参与根系发育、气孔运动以及植物向地性生
长等NO调控的生理过程(Bright et al. , 2006; Moreau
et al., 2008)。模式植物拟南芥有 2个基因编码了硝
酸还原酶, 其中 NR2 占幼苗总硝酸还原酶活性的
90%(Wilk inson and Crawford, 1991), 但在保卫细胞
中 NR1却被认为是 NO产生的主要来源, nr1: :Ds丧
失了亚硝酸盐诱导的气孔关闭能力, 同时 ABA 诱导
的气孔关闭也受到明显的抑制 (Bright et al. , 2006)。
这一结果暗示, NR催化硝酸还原和 NO合成的活性
受复杂的转录后调控机制的影响。已经知道NR能够
被一个Ca2+依赖的蛋白激酶(calc ium-dependent pro-
tein kinase, CDPK)磷酸化, 磷酸化修饰抑制NR的硝
酸还原酶活性 , 并导致 NR与 14-3-3蛋白结合, 引发
泛素降解过程(Lil lo et al. , 2004)。NR和 NO合成酶
活性的调控机理目前尚不清楚, 但研究发现胁迫刺激
后几分钟内即可检测到 NO的大量积累(Floryszak-
Wieczorek et al., 2007), 这一猝发过程很可能是发
生在转录后水平上的快速调控。
1.3 其它的NO产生途径
除了 NR外, 根部特异的质膜亚硝酸 NO还原酶(Ni-
NOR)也参与了亚硝酸依赖的 NO 合成(St öh r and
Ullrich, 2002)。在酸性条件下亚硝酸盐能够以质子化
形式自由跨膜扩散 , 通过非酶促反应形成NO(Bethke
et al., 2004)。抗坏血酸等还原剂在酸性pH下能够还
原亚硝酸盐释放 NO。另外, 植物线粒体也可以利用
亚硝酸盐产生 NO, 线粒体电子传递链产生的电子能
够促进亚硝酸盐还原(Planchet et al., 2005)。
除了依赖于亚硝酸盐和精氨酸的 NO 合成途径
外, 植物体内还存在其它的 NO 合成途径, 在大豆
(Glycine max)叶绿体中存在既依赖精氨酸又依赖亚
硝酸盐调控的 NO合成酶(Jasid et al., 2006), 但这种
NO的形成机制还不十分清楚。精胺和亚精胺也可以
诱导拟南芥幼苗多种组织中NO的迅速合成, 这一途
径可能是由未知的酶类负责将多胺直接转变为 NO
(Yamasaki and Cohen, 2006)。
1.4 NO的清除机制
植物细胞内 NO的清除有 2种方式: 一是 NO自由基
与 O2反应生成 NO3-和 NO2-, 或与超氧阴离子反应
生成过氧化亚硝酸(ONOO-); 二是 NO被血红蛋白和
谷胱甘肽等还原性分子还原。Hebelst rup和 Jensen
(2008)发现, 在体外血红蛋白能够清除NO, 非共生血
红蛋白编码基因 GLB1的缺失会造成延迟开花的表
型, 而超表达 GLB1和 GLB2则会造成开花时间的提
前。NO的清除并不代表它信号转导能力的终止 , 这
些反应生成的产物有可能作为其它反应的底物, 重新
在体内生成 NO。
2 NO参与调控的生理过程
2.1 NO参与调节植物的生长发育
已知NO广泛调控植物的种子萌发、根形态建成以及
花器官发生等多种生长发育过程。NO可能是种子萌
发过程的重要内源调节子 , 在拟南芥、大麦(Hordeum
vulgare)和莴苣(Lactuca sativa)等植物中均发现 NO
519王鹏程等: 植物细胞一氧化氮信号转导研究进展
能够抑制种子休眠, 促进萌发(Bethke et al., 2006)。
NO调控的萌发过程可能与光信号途径有关 , 在完全
黑暗或光源不足的条件下 , NO能够促进莴苣种子萌
发和叶片去黄化, 并抑制胚轴节间的伸长(Beligni and
Lamattina, 2000)。
NO也参与根形态建成的调控。重力刺激下, NO
在主根中的不对称积累是根的向地性形成的重要因
素之一(Hu et al. , 2005)。NO还作为生长素的下游信
号调控侧根的起始和发育过程 (Correa-Aragunde et
al., 2004)。目前认为, 在植物体内 NO通过 2种方式
参与IAA诱导的植物侧根的形成 , 一种是通过依赖于
cGMP的方式增加胞内 Ca2+浓度, 激活 1个 50 kDa
的 CDPK; 另一种方式是以不依赖于 cGMP的MAPK
(mitogen activate protein kinase)级联诱导植物形成
一个新的根系统(Pagnussat et al., 2004; Lanteri et
al., 2006)。
NO能够促进植物的营养生长, 延迟开花(He et
al., 2004)。在 nox1和 Atnoa1突变体中 NO含量的变
化导致突变体开花时间与野生型有明显的差别(He et
al., 2004)。超表达GLB1和GLB2则会导致转基因株
系中 NO 含量减少, 使开花提前 (Hebel s t rup and
Jensen, 2008)。NO可能通过调控植物开花起始相关
基因 LEAFY、FLC和 CONSTANS, 以及昼夜节律基
因的表达, 调控植物的开花时间(He et al. , 2004)。
2.2 NO参与调节保卫细胞气孔运动
NO作为信号分子也参与胁迫刺激和内源激素诱导的
气孔运动过程。外源施加 N O 以及通过激发子和
MeJA诱导内源 NO积累均能够导致气孔关闭(Desik-
an et al., 2002; Melotto et al. , 2006)。利用 NR双缺
失突变体 nia1nia2和 NADPH氧化酶双缺失突变体
AtrbohD/F, 发现在保卫细胞ABA诱导的气孔关闭过
程中, NO的产生位于 H2O2 产生的下游(Des ikan et
al., 2002; Bright et al. , 2006)。而对 Atnoa1突变体
的气孔应答分析表明 , AtNOA1可能也参与了ABA诱
导的 NO的产生, 引起气孔关闭 , 但是它可能在 H2O2
的上游起作用(Bright et al., 2006; Neil l et al., 2008)。
保卫细胞中 NO 的感受和传递机制可能与植物
体内其它细胞相似 , 通过依赖cGMP的途径或对靶蛋
白的翻译后修饰作用 , 影响 Ca2+、K+、Cl-和水分在
液泡膜和质膜的跨膜运动(Sokolovsk i and Bla t t ,
2004; Neill et al., 2008), 激活下游的蛋白磷酸化或
去磷酸化作用传递信号(Desikan et al. , 2002; Sokol-
ovski et al. , 2005; Lamotte et al., 2006), 引起气孔应
答反应。
2.3 NO参与调控植物胁迫应答
病原微生物侵染或激发子也能够诱导植物体内产生
NO, NO通过多种方式参与植物的抗病反应过程。在
病原菌侵染引起的氧化猝发过程中 , NO可能通过增
强H2O2诱导的细胞死亡效应阻止病原菌从侵染位点
扩散。植物NOS介导的NO合成还参与脂多糖(l ipopo-
lysaccharide, LPS)引发的植物防御反应(Zeidler et al.,
2004)。Chandok等(2004)研究发现, 在植物抵御病原
菌的过程中, NOS 活性增强可能介导了植株抗病能
力的提高。NR 也被证实参与了植物胁迫应答过程 ,
在 nia1nia2双突变体中精氨酸和亚硝酸盐含量很低 ,
合成NO的能力受损, 该突变体丧失了被病原菌Pse-
udomonas 侵染后的超敏反应能力(Modolo et al. ,
2006)。NO还通过 Ca2+途径调控植物对病原体的防
御反应, 它通过刺激胞内的Ca2+库, 将胞内的Ca2+释
放到胞质中, 游离的 Ca2+调控下游应答反应。外源
NO处理还能够诱导 PAL、PR-1、GST和 CHS等抗
病和防御相关基因的转录(Polverari et al. , 2003); 此
外, 还发现在植物体内 NO能够诱导水杨酸(salicyl ic
ac id, SA)的积累, 合成的SA进一步加强放大防御信
号, 增强植物抵御病原体等生物胁迫的能力。
另外, 研究发现 NO还参与植物对多种非生物胁
迫的应答过程。在盐胁迫条件下, Atnoa1中积累的
Na+/K +比例增高 , 种子萌发受到抑制 , 成活率降低
(Zhao et al. , 2007)。NO也可以激活液泡膜上的质子
泵和 Na+/H+反向转运体活性, 增强植物抗盐胁迫能
力(Zhang et al. , 2006)。此外, NO还能够缓解重金属、
热激和紫外线辐射等外界环境引起的胞内H2O2水平
520 植物学报 44(5) 2009
升高对植物造成的伤害(He et al. , 2005)。NO还能够
诱导 SA 的积累, 但却抑制茉莉酸调控的防御信号
(Huang et al. , 2004)。不同的外源信号在植物体内可
能通过NO信号传递给不同的靶受体 , 根据刺激产生
的时间、空间和效应强弱 , 激活不同的调节机制 , 促
进或反馈抑制相应的生理过程, 调控植物对逆境胁迫
的反应。
3 NO的信号转导途径
3.1 NO对蛋白的翻译后修饰作用
NO及其衍生的自由基通过 3种方式对底物进行化学
修饰。(1)金属亚硝基化和可溶性鸟苷酸环化酶(sGC)
亚硝基化。NO能够与铁硫簇中心、血红素和锌指蛋
白形成亚硝基化的金属蛋白(M-NO)。在动物体内,
NO通过与 sGC的血红素铁离子相互作用 , 增强其催
化产生 cGMP的能力。生化和药理学研究结果证明 ,
在植物组织中 NO也能够诱导 cGMP的合成(Desikan
et al., 2004), 然而对 NO敏感的 sGC还有待鉴定。(2)
S-亚硝基化(S-nitrosy lat ion)。NO氧化形成的亚硝基
阴离子(NO-)能够与半胱氨酸残基可逆地形成一个S-亚
硝基硫醇, 促进(或抑制)相邻半胱氨酸残基间二硫键
的形成, 导致蛋白构象和活性的改变。已经发现拟南
芥 AtMAT1的 Cys-114是 S-亚硝基化的作用位点 , 被
修饰后其 30% 的酶活性受到抑制, MAT1的 S-亚硝
基化作用可能代表了植物 NO 和乙烯信号转导间的
交叉(Lindermayr et al. , 2006)。最近, 研究者发现NO
诱导的NPR1(no express of PR1)蛋白的S-亚硝基化
还介导了植物的防御反应过程(Tada et al., 2008)。(3)
NO与超氧阴离子反应生成的过氧化亚硝酸催化的
Tyr-硝基化。在动物体内, Tyr硝化作用与 Tyr磷酸化
作用相互竞争 , 抑制蛋白激酶对 Tyr的磷酸化。在反
义亚硝酸还原酶转基因烟草(Nicotiana tabacum)株系
中, NR介导的 NO释放速率提高了 100倍, 且用 3-
NO2-Tyr残基抗体检测到蛋白的 Ty r硝化明显增加
(Morot-Gaudry-Talarmain et al. , 2002), 暗示了植物中
Tyr-硝基化途径的存在 , 但目前植物中蛋白 Tyr硝化
作用的功能还不清楚。
3.2 NO与Ca2+信号的交叉反应
Ca2+是一种重要的胞内信使, 多种环境胁迫或生长发
育信号均能够引起植物体胞内游离的 Ca 2+浓度升
高。Ca2+信号和 NO信号相互交叉影响 , 共同调节植
物的多种生理过程。在植物体内的多种胁迫信号转
导过程中, 胞质Ca2+浓度变化总是伴随着胞内NO水
平的变化。植物体 NO合成酶类的活性需要 Ca2+(或
CaM)作为辅助因子 , H2O2、SA 和乙醛诱导的胞质
Ca2+浓度升高, 能够诱导类似NOS酶活性催化的NO
合成(Zott ini et al. , 2007)。LPS刺激质膜环核苷酸控
制的离子通道 2(CNGC2), 介导胞外 Ca2+内流, 诱导
NO合成(Ali et al. , 2007)。在突变体dnd1(defense no
death 1)中, CNGC2蛋白功能受损 , 由 LPS引起的拟
南芥保卫细胞内向 Ca2+电流和 NO产生受到抑制。
另一方面, NO也能够诱导胞内 Ca2+浓度增加。
在植物信号转导过程中, NO通过激活(或抑制)Ca2+内
流, 调节胞内 Ca2+平衡。在动物体内, NO通过对Ca2+
库膜蛋白、转运体或离子通道蛋白的 S-亚硝基化修
饰, 激活(或抑制)Ca2+通道, 或者通过诱导 cG-MP合
成, 激活 cGMP依赖的蛋白激酶(PKGs)和 CNGCs引
发 Ca2+浓度变化。目前, 发现胁迫诱发的 NO能够引
起植物细胞内胞质 Ca2+浓度增加(Garcia-Mata et al.,
2003; Lamotte et al., 2006)。Ca2+浓度的变化在 NO
的下游信号转导途径中起重要作用 , NO激活烟草的
SIPK (SA-induced protein kinase)需要首先激活瞬时
的胞外 Ca2+内流(Courtois et al., 2008)。而在 NO诱
导的细胞死亡过程中, Ca2+可能作为第二信使传递信
号, 引起细胞死亡(Zago et al. , 2006)。
3.3 NO与MAPK级联途径
促有丝分裂素蛋白激酶(MAPK)级联系统是真核生物
中一类保守的信号系统。目前已经证实 , MAPK级联
系统广泛参与植物对生物和非生物胁迫的应答过程、
气孔运动、细胞分裂以及保卫细胞和胚珠等组织的
生长发育过程。最近的一些研究也暗示了 MAPK级
521王鹏程等: 植物细胞一氧化氮信号转导研究进展
联系统与 NO信号转导的复杂交叉。用 NO处理烟草
能够诱导其 SIPK的活性, 同样 Clark等(2000)发现在
细胞程序性死亡(programmed cell death, PCD)过程
中 NO也能够激活 MAPK。ABA和 H2O2能够诱导玉
米(Zea mays)叶片中 NO的产生, 并导致一个46 kDa
的MAPK被激活。在对动物的研究中发现 , MAPK不
仅是NO信号途径中的重要组分 , 而且它还能够通过
调控 NOS的活性影响 NO的产生。但直到最近才有
证据表明植物的 MAPK 可能也调控了 NO的产生过
程, As ai 等(2008)的研究结果表明 , 病原菌激发子
INF1能够诱导 NO的产生, 表达 StMEK2DD持续激活
MAPK 也能够诱导 NO 的产生, MEK 2和其下游的
SIPK的缺失会导致 NO的产生过程受到抑制。使用
NO S 的抑制剂 L - NA M E 和 NR 的抑制剂钨酸盐
(tungstate)均能够明显抑制 INF1和MEK2诱导的NO
产生过程, 表明 NOS 和 NR均参与了 MAPK 调控的
NO 产生过程。有趣的是另一条 M AP K 级联途径
MEK 1-NTF6与 NO 的产生无关 , 而是平行地调控
RBOHB (RESPIRATORY BURST OXIDASE HO-
MOLOG B)的表达影响 ROS的产生, 而且 NO和ROS
可能调控了不同病原菌引发的防御过程。抑制
NO A1 途径会导致转基因植物对 Col l et e t ri c hum
orb icu lare超敏感, 但不影响其对 Phyt opht ho ra
infes tans 的防御反应, 而抑制 RBOHB 依赖的 ROS
(react ive oxygen species)产生则会增加转基因植物
对 P. infestans的敏感性, 但不增加对 C. orb iculare
的敏感性, 推测不同的 MAPK 途径调控了不同的自
由基产生和防御反应过程(Asai et al. , 2008)。我们的
研究也发现, 在拟南芥中 SIPK的同源蛋白 MPK6也
能够调控 NO的产生过程, 而且MPK6可能是通过调
节 NR依赖的NO产生途径影响 NO的积累(未发表资
料)。但其中的分子机制有待进一步研究。
4 NO与ROS信号途径的交叉
环境胁迫和激素等多种刺激能够导致细胞内ROS和
NO的产生。作为 2个活跃的小分子信号物质 , NO和
ROS 均是具有较强反应活性的自由基, 容易得失电
子。NO以自由基(NO.)、亚硝基阳离子(NO+)和硝酰
自由基(NO-)3种转换形式存在。ROS主要以超氧阴
离子(O2-· )、过氧化氢(H2O2)、羟基自由基(.OH)、单
线态氧(1O2)和氢过氧基(HO2·)5种形式相互转换, 在细
胞内不同的 NO和 ROS自由基能够发生多种直接的
化学反应而相互转换(Neil l et al. , 2003)。在多种生理
过程中, NO和 ROS表现出相似的生物学效应 , 如引
起胞质Ca2+浓度升高、激活蛋白激酶或磷脂酶等, 暗
示它们可能存在复杂的相互关系。
在拟南芥、豌豆(Pisum sat ivum)、番茄(Lycope-
rs icon esculentum)、大麦和小麦(Triticum aest ivum)
等多种植物中 , H2O2和 NO均参与 ABA 诱导的气孔
关闭应答过程。一些研究表明 , H2O2 的产生可能位
于 NO产生的上游, 在 ABA、黑暗以及 UV-B处理引
发的保卫细胞气孔关闭的过程中 , NO的合成依赖于
保卫细胞中 H2O2的产生(She and Song, 2004; He et
al., 2005; Lü et al., 2005; Bright et al. , 2006)。Bright
等(2006)发现在 NADPH氧化酶双突变体 AtrbohD/F
中 ABA不能够诱导 NO的产生, 同时发现 NR双突变
体 nia1nia2也失去了 ABA 诱导的 NO合成能力, 而
Atnos1(Atnoa1)突变体在 H2O2 刺激下仍能够同野生
型一样产生 NO, 证明在 H2O2介导的 NO合成过程中
NR是产生 NO的主要来源(Bright et al. , 2006)。但也
有研究表明, H2O2 诱导的 NO 合成受 NO S 的抑制
(She and Song, 2004; He et al. , 2005)。
但也有相反的证据表明 , NO也可能在H2O2的上
游, 能够通过抑制(或增加)过氧化氢酶和抗坏血酸过
氧化物酶等抗氧化酶的基因表达或酶活性, 调节植物
体内 H2O2的水平(Clark et al. , 2000; Zhang et al. ,
2007)。NO能够激活一个 46 KDa的 MAPK, 上调抗
氧化酶类基因的表达和酶活性 (Zhang et al. , 2007)。
利用保卫细胞 H2O2相关的突变体 ab i1-1和 ab i2-1发
现, 尽管 ABA 能够诱导突变体保卫细胞内 NO的合
成, 但外援施加 SNP却不能诱导 ab i1-1和 ab i2-1突
变体的气孔关闭过程 , 暗示了 ABI1、ABI2以及 H2O2
也可能位于 NO信号的下游(Desikan et al., 2002)。
522 植物学报 44(5) 2009
另外, 有药理学证据表明, ABA 介导 NO产生所
引起的气孔关闭还可能部分是通过合成环化鸟苷酸
单磷酸(cGMP)引起的(Bright et al., 2006), 而H2O2诱
导的气孔关闭则不依赖于 cGMP, 这 2种信号可能在
NO信号转导过程中既有汇合 , 也会针对不同的刺激
来源选择下游的靶蛋白组成精密复杂的信号应答调
控网络。
5 展望
相对于动物体内 NO 广泛而深入的研究 , 在植物中
NO信号转导的研究仅仅刚刚起步 , 对于其中许多细
节仍缺乏清晰的了解。例如对NO的产生和调控机制
仍不十分清楚 , 哪些蛋白在植物中执行NOS的功能,
具有 G蛋白活性的 NOA1的下游底物是什么 , NOA1
如何调控 NO的产生？此外, 关于 NR介导的 NO产
生途径也有许多问题亟待解决。例如NR如何接受上
游信号的调控, NR的硝酸还原活性和 NO产生活性
如何调控, 各种 NO产生途径如何相互协调, 及时准
确地对上游信号做出响应？另外, 对NO信号转导途
径中的下游组分也所知甚少。目前, 通过基因芯片技
术已经检测到 NO对基因表达的广泛调控(Parani et
al., 2004), 但NO应答的转录因子和调控元件仍未得
到鉴定, 下游的应答基因功能也不清楚。限制植物
NO信号转导机制相关研究的可能因素目前主要有 2
个: (1)作为活跃的信号分子, NO参与了多种信号途
径和生理过程 , 但利用正向遗传学技术鉴定NO相关
突变体时, 却没有一个NO特异调节的生理过程作为
筛选指标, 这可能是导致目前NO信号转导途径研究
进展缓慢的一个关键原因 ; (2)缺乏有效便捷的NO检
测技术也限制了相关研究的开展。目前主要通过荧
光探针和电极来检测NO的浓度, 而前者只能够通过
相对荧光强度检测细胞内的NO含量及产生部位 , 后
者则能够定量地检测溶液及细胞内的 NO浓度。这2
种方法均需要较为昂贵的仪器设备, 而且检测方法较
繁琐, 很难用于直接且高通量的 NO含量测定。随着
现代科学技术的发展 , 一些NO检测新技术的出现将
会大大促进 NO信号转导机制的研究。
参考文献
Ali R, Ma W, Lem tir i-Chlieh F, Tsaltas D, Le ng Q, von
Bodman S, Berkowitz GA (2007). Death don’t have no mercy
图 1 植物 NO信号转导模式简图
外界刺激和 A BA 等内源信号能够激活 NOS和 NR依赖的NO
合成途径 , 诱导细胞内NO的产生和积累, 这一过程部分地依
赖于胞内活性氧的产生和MA PK级联途径。NO通过对靶蛋
白的转录后修饰(巯基亚硝酰化等)直接调控效应蛋白的活
性 , 或者通过诱导细胞内cGMP和Ca2+等信使分子的增加 , 间
接地激活下游信号转导途径 , 调控气孔运动、防御反应和发
育调控等生理过程。图中虚线部分表示目前尚未阐明的信
号通路。
Figur e 1 Model show ing the nitric oxide s ignal transduction
in plants
Nitric oxide can be produced in response to env ironmental
s tresses and endogenous hormone, by tw o potential enzy -
matic sources , NO synthase and nitrate reductase. In plants,
NO generation par tly depends on reactive oxygen species and
MA P kinase cascade. NO can activate target proteins directly
by post- transcr iptional modif ication such as S-nitrosylation, or
increase the concentration of dow ns tream signaling molecular
(e.g. cGMP and Ca2+), and regulate several important phys i-
ological progresses including s tomatal movement, defense
response, grow th and development. The lines w ith dashed
ar row s indicate those s ignal pathw ays still unknow n.
523王鹏程等: 植物细胞一氧化氮信号转导研究进展
and neither does calcium: Arabidopsis CY CLIC NUCLEOTIDE
GATED CHANNEL2 and innate immunity. Plant Cell 19, 1081-
1095.
Alderton WK, Cooper CE, Knowles RG (2001). Nitric oxide
synthases: structure, function and inhibition. Biochem J 357,
593-615.
Asai S, Ohta K, Yoshiok a H (2008). MAPK signaling regulates
nitric oxide and NADPH oxidase-dependent oxidative bursts in
Nicoti ana benthamiana. Plant Cell 20, 1390-1406.
Beligni MV, Lamattina L (2000) . Nitric oxide s timulates seed
germination and de-etiolation, and inhibits hypocotyl elongation,
three light-induc ible responses in plants. Pl anta 210, 215-
221.
Bethke PC, Gubler F, Jacobsen JV, Jones RL (2004) . Dor-
mancy of Arabidopsis seeds and barley grains can be broken
by nitric oxide. Planta 219, 847-855.
Be thke PC, Libour el IGL, Jones RL (2006). Nitr ic oxide re-
duces seed dormancy in Arabidopsis. J Exp Bot 57, 517-526.
Br ight J, Desikan R, Hancock JT, Weir IS, Neill SJ (2006).
A BA- induced NO generation and s tomatal c losure in
Arabidops is are dependent on H2O2 synthesis. Pl ant J 45,
113-122.
Chandok M R, Eke ngren SK, M artin GB, Klessig DF (2004).
Suppression of pathogen-inducible NO synthase ( iNOS) ac-
tivity in tomato increases susceptibility to Pseudomonas
syringae. Proc Natl Acad Sci USA 101, 8239-8244.
Clark D, Durner J, Navarre DA, Kles sig DF (2000). Nitric oxide
inhibition of tobacco catalase and ascorbate peroxidase. Mol
Plant Microbe Interact 13, 1380-1384.
Cor pas F, Barr oso J, Carr eras A, Valderrama R, Palma J,
León A, Sandalio L, del Río L (2006). Constitutive arginine-
dependent nitric ox ide synthase activity in different organs of
pea seedlings during plant development. Pl anta 224, 246-
254.
Corre a-Aragunde N, Graziano M, Lamattina L (2004). Nitric
oxide plays a central role in determining lateral root develop-
ment in tomato. Planta 218, 900-905.
Cour tois C, Besson A, Dahan J, Bourque S, Dobrowolska
G, Pugin A, Wendehenne D (2008). Nitric oxide signaling in
plants: interplays w ith Ca2+ and protein kinases. J Exp Bot 59,
155-163.
Crawford NM, Galli M, Tischner R, Heimer YM, Okamoto M,
Mack A (2006). Plant nitric oxide synthase: back to square
one. Trends Plant Sci 11, 526-527.
De sikan R, Che ung MK, Bright J, Hens on D, Hancock JT,
Neill SJ (2004) . ABA, hydrogen peroxide and nitric oxide sig-
naling in stomatal guard cells. J Exp Bot 55, 205-212.
Desik an R, Gr iffiths R, Hancock J, Neill S (2002). A new role
for an old enzyme: nitrate reduc tase-mediated nitric oxide gen-
eration is required for abscisic acid-induced stomatal closure
in Arabidopsis thal iana. Proc Natl Acad Sc i USA 99, 16314-
16318.
Floryszak-Wieczorek J, Arasimowicz M, Milczarek G, Jelen
H, Jackowiak H (2007). Only an early nitric oxide burst and
the follow ing w ave of secondary nitr ic oxide generation en-
hanced ef fec tive defence responses of pelargonium to a
necrotrophic pathogen. New Phytol 175, 718-730.
Gar cia-Mata C, Gay R, Sokolovski S, Hills A, Lamattina L,
Blatt MR (2003). Nitric oxide regulates K+ and Cl- channels in
guard cells through a subset of abscisic acid-evoked signal-
ing pathw ays. Proc Natl Acad Sci USA 100, 11116-11121.
Guo FQ, Okamoto M, Crawfor d NM (2003). Identif ication of a
plant nitric oxide synthase gene involved in hormonal signaling.
Science 302, 100-103.
He J, Xu H, She X, Song X, Zhao W (2005) . The role and the
interrelationship of hydrogen peroxide and nitric ox ide in the
UV -B-induced stomatal c losure in broad bean. Funct Plant
Biol 32, 237-247.
He Y, Tang RH, Hao Y, Stevens RD, Cook CW, Ahn SM, Jing
L, Yang Z, Chen L, Guo F, Fiorani F, Jackson RB, Crawford
NM, Pei ZM (2004) . Nitric oxide represses the Arabidopsis
floral transition. Science 305, 1968-1971.
Hebels trup K, Jensen E (2008). Expression of NO scavenging
hemoglobin is involved in the timing of bolting in Arabidopsis
thali ana. Planta 227, 917-927.
Hu X, Neill SJ, Tang Z, Cai W (2005). Nitric oxide mediates gravitropic
bending in soybean roots. Plant Physiol 137, 663-670.
Huang X, Ste ttmaier K, M ichel C, Hutz ler P, M ue lle r M,
Dur ner J (2004). Nitric oxide is induced by w ounding and
inf luences jasmonic acid signaling in Arabidops is thal iana.
Planta 218, 938-946.
Jasid S, Simontacchi M, Bartoli CG, Puntarulo S (2006). Chlo-
roplasts as a nitric ox ide cellular source. Eff ect of reactive
nitrogen spec ies on chloroplas tic lipids and proteins. Plant
Physi ol 142, 1246-1255.
Kolbe rt Z, Bartha B, Erdei L (2008). Exogenous auxin-induced
NO synthesis is nitrate reductase-associated in Arabidopsis
thali ana root primordia. J Pl ant Phys iol 165, 967-975.
Lamotte O, Courtois C, Dobrowolska G, Besson A, Pugin
A, Wendehe nne D (2006). Mechanisms of nitric -oxide-in-
524 植物学报 44(5) 2009
duced increase of free cytosolic Ca2+ concentration in Nicoti-
ana pl umbagini foli a cells. Free Radic Biol Med 40, 1369-
1376.
Lante ri ML, Pagnussat GC, Lamattina L (2006). Calcium and
calcium-dependent protein kinases are involved in nitric ox-
ide- and auxin-induced adventitious root formation in cucumber.
J Exp Bot 57, 1341-1351.
Lillo C, Meyer C, Lea US, Provan F, Olte dal S (2004). Mecha-
nism and impor tance of post-translational regulation of nitrate
reductase. J Exp Bot 55, 1275-1282.
Linder mayr C, Saalbach G, Bahnwe g G, Dur ner J (2006).
Differential inhibition of Arabidopsis methionine adenosy ltran-
sferases by protein S-nitrosylation. J Biol Chem 281, 4285-
4291.
Lü D, Zhang X, Jiang J, An GY, Zhang LR, Song CP (2005). NO
may f unction in the dow nstream of H2O2 in A BA-induced sto-
matal closure in Vicia faba L. J Plant Physiol Mol Biol 31, 62-
70.
Melotto M, Underwood W, Koczan J, Nomura K, He SY (2006).
Plant s tomata func tion in innate immunity against bacterial
invasion. Cell 126, 969-980.
Modolo LV, Augusto O, Almeida IMG, Pinto-M aglio CAF,
Oliveira HC, Seligman K, Salgado I (2006). Decreased argi-
nine and nitrite levels in nitrate reductase-deficient Arabi d-
opsis thal iana plants impair nitric oxide synthesis and the
hypersensitive response to Pseudomonas syringae. Plant Sci
171, 34-40.
Moreau M, Lee GI, Wang Y, Crane BR, Klessig DF (2008).
AtNOS/A1 is a functional Arabidopsis thal iana cGTPase and
not a nitric oxide synthase. J Bi ol Chem 283, 32957-
32967.
Morot-Gaudry-Talarmain Y, Rockel P, Moureaux T, Quilleré
I, Leydecker M, Kaiser W, Morot-Gaudry J (2002). Nitrite
accumulation and nitric oxide emiss ion in relation to cellular
signaling in nitrite reduc tase antisense tobacco. Planta 215,
708-715.
Neill S, Barros R, Bright J, Desikan R, Hancock J, Harr ison
J, Morr is P, Ribeir o D, Wilson I (2008). Nitric oxide, sto-
matal closure, and abiotic stress. J Exp Bot 59, 165-176.
Neill SJ, Desikan R, Hancock JT (2003). Nitric oxide signaling in
plants. New Phytol 159, 11-35.
Pagnussat GC, Lante ri ML, Lombardo MC, Lam att ina L
(2004). Nitric oxide mediates the indole acetic acid induction
activation of a mitogen-activated protein kinase cascade in-
volved in adventitious root development. Pl ant Physiol 135,
279-286.
Parani M , Rudrabhat la S, Mye rs R, We ir ich H, Sm ith B,
Leaman DW, Goldman SL (2004). Microarray analysis of
nitr ic oxide respons ive transc ripts in A rabidops is . Pl ant
Biotechnol J 2, 359-366.
Planche t E, Gupta KJ, Sonoda M, Kaiser WM (2005). Nitr ic
ox ide emission f rom tobacco leaves and cell suspensions:
rate limiting factors and evidence for the involvement of mito-
chondr ial electron transport. Plant J 41, 732-743.
Polve rari A, Molesini B, Pezzotti M, Buonaurio R, Mar te M,
Delledonne M (2003). Nitr ic ox ide-mediated transcr iptional
changes in Arabidopsis thal iana. Mol Plant Mic robe Interact
16, 1094-1105.
She XP, Song XG (2004). Role and relationship of nitric oxide
and hydrogen peroxide in light/dark regulated-stomatal move-
ment in Vicia faba. Acta Bot Sin 46, 1292-1300.
Sokolovski S, Blatt MR (2004). Nitric oxide block of outw ard-
rectify ing K+ channels indicates direc t control by protein
nitrosylation in guard cells. Plant Physiol 136, 4275-4284.
Sok olovski S, Hills A, Gay R, Gar cia-Mata C, Lamattina L,
Blatt MR (2005). Protein phosphorylation is a prerequisite for
intracellular Ca2+ release and ion channel control by nitric ox-
ide and abscisic acid in guard cells. Plant J 43, 520-529.
Stöhr C, Ullrich WR (2002). Generation and possible roles of NO
in plant roots and their apoplastic space. J Exp Bot 53, 2293-
2303.
Tada Y, Spoel SH, Pajerowska-M ukhtar K, Mou Z, Song J,
Wang C, Zuo J, Dong X (2008). Plant immunity requires con-
f ormational charges of NPR1 v ia S-nitrosy lation and
thioredoxins. Science 321, 952-956.
Wilkins on JQ, Crawfor d NM (1991) . Identif ication of the
Arabidopsis CHL3 gene as the nitrate reductase structural
gene NIA2. Plant Cell 3, 461-471.
Yamamoto-Katou A, Katou S, Yoshioka H, Doke N, Kawakita
K (2006). Nitrate reduc tase is responsible for elicitin-induced
nitr ic oxide production in Nicotiana benthamiana. Plant Cell
Phys iol 47, 726-735.
Yamasaki H, Cohen MF (2006) . NO signal at the crossroads:
polyamine-induced nitric ox ide synthesis in plants? Trends
Plant Sci 11, 522-524.
Zago E, Mors a S, Dat JF, Alar d P, Fe r rarin i A, Inze D,
Delle donne M, van Breusegem F (2006) . Nitric oxide- and
hydrogen perox ide-respons ive gene regulation dur ing cell
death induction in tobacco. Plant Physi ol 141, 404-411.
Zeidler D, Zahr inger U, Gerber I, Dubery I, Hartung T, Bors
525王鹏程等: 植物细胞一氧化氮信号转导研究进展
Research Progress on Nitric Oxide Signaling in Plant Cells
Pengcheng Wang, Yanyan Du, Chunpeng Song*
Ke y L aborato ry of Plan t S tre ss Biol ogy, Coll ege of Life Scie nce, He nan Un iversit y, Kaifeng 47 500 1, Chi na
Abstr act Nitr ic oxide (NO) has been recently charac terized as an impor tant signal molecule that mediates many developmental
and physiological processes in plant cells . NO can be generated from nitrite by nitrate reductase (NR) and arginine by NO synthase-
like enzymes. NO induces var ious processes in plants, inc luding seed germination, root development, inf lorescence initiat ion,
stomatal closure and abiotic and biotic stress responses . The redox chemistry of NO allow s it to reac t w ith the haem groups,
cysteine and ty rosine res idues on target proteins, w hich result in post-translational protein modif ication, metal nitrosylation, S-
nitrosy lation, and tyrosine nitration. Intracellular s ignaling responses to NO also inc lude generation of cyc lic guanos ine
monophosphate, elevation of cytosolic calcium, and ac tivation of mitogen-ac tivated protein kinases. How ever , divergence and
crosstalk of reactive oxygen spec ies and NO signaling pathw ays occur in the plant response to hormone and stresses. Here, w e
provide a brief summary of new insights into NO s ignaling in plants and the cross-talk betw een reactive oxygen species and NO
signaling.
Ke y w ords d evel opm ent , n itri c o xid e, reactive o xyg en species, signa l t ran sdu ctio n, stress respon se
Wa ng PC, Du YY, Song CP (200 9). Research pro gre ss on nit ric oxide sig nal ing in pl ant cel ls. Ch in Bull Bo t 44 , 51 7-52 5.
* Author for correspondence. E-mail: songcp@henu.edu.cn
(责任编辑: 孙冬花)
W, Hutz ler P, Durner J (2004). Lipopolysacchar ides acti-
vate nitric oxide synthase (NOS) and induce defense genes.
Proc Natl Acad Sci USA 101, 15811-15816.
Zhang A, Jiang M, Zhang J, Ding H, Xu S, Hu X, Tan M (2007).
Nitric oxide induced by hydrogen perox ide mediates abscisic
acid-induced activation of the mitogen-activated protein kinase
cascade involved in antioxidant defense in maize leaves. New
Phytol 175, 36-50.
Zhang Y, Wang L, Liu Y, Zhang Q, Wei Q, Zhang W (2006).
Nitric oxide enhances salt tolerance in maize seedlings through
increasing ac tivities of proton-pump and Na+/H+ antipor t in the
tonoplast. Planta 224, 545-555.
Zhao MG, Tian QY, Zhang WH (2007) . Nitric oxide synthase-
dependent nitric oxide production is associated w ith salt toler-
ance in Arabidopsis. Plant Physiol 144, 206-217.
Zottini M, Costa A, de M ichele R, Ruzzene M , Carimi F, Lo
Schiavo F (2007) . Salicylic acid activates nitric oxide synthe-
sis in Arabidops is. J Exp Bot 58, 1397-1405.