全 文 ：生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
第22卷 第7期
2010年7月
Vol. 22, No. 7
Jul., 2010
文章编号 ：1004-0374(2010)07-0674-08
收稿日期：2010-05-07
基金项目：中科院知识创新工程重要方向性项目
(KSCX2-YW-R-110)(KSCX2-YW-R-229)
*通讯作者：张璇，E-mail: zhangxuan@sibs.ac.cn；
李劲松，E-mail: jsli@sibs.ac.cn
microRNAs 和体细胞重编程
张　璇*，金由辛，李劲松*
(中国科学院上海生命科学研究院生物化学与细胞生物学研究所，
分子细胞生物学重点实验室，上海200031)
摘　要：体细胞重编程与microRNAs (miRNAs)均为近年来研究的热点问题。到目前为止，能成功诱
导体细胞形成多能性干细胞的体细胞重编程方法有核移植(nuclear transfer, NT)和外源因子诱导形成多能
干细胞(induced pluripotent stem cells, iPSc)两种，这两种方法让人们看到了体细胞重编程在细胞治疗方
面具有诱人的应用前景。miRNAs 是真核生物中存在的一类长度为22 nt 左右起调控作用的内源性非编
码 RN A，它在转录后水平调节靶基因的表达，是细胞内基因表达的基本调控机制之一。近年的研究结
果表明，miRNAs 在干细胞干性维持和分化过程中具有重要的调节作用，从 miRNAs 角度研究体细胞重
编程机理将对体细胞重编程的应用具有重要意义。
关键词：核移植；i P S 技术；体细胞重编程；m i R N A s
中图分类号：Q813; Q522 文献标识码：A
MicroRNAs and somatic reprogramming
ZHANG Xuan*, JIN Yong-xin, LI Jin-song*
(Laboratory of Molecular Cell Biology, Institute of Biochemistry and Cell Biology, Shanghai Institutes for Biological
Sciences, Chinese Academy of Sciences, Shanghai 200031, China)
Abstract: The research about somatic reprogramming and microRNAs (miRNAs) has received widespread
attention in clinical and basic research. Adult cells can be successfully reprogrammed into pluripotent stem cells
by nuclear transfer (NT) and induced pluripotent stem (iPS) cells. NT and iPS techniques offer tremendous
promises for cell therapies. MiRNAs are small (～22 nucleotides) non-coding RNAs that play important role in
posttranscriptional gene regulation. MiRNAs involved in maintaining self-renewal and differentiation of stem
cells. Understanding of the mechanism of miRNAs in somatic reprogramming will provide theoretical basis on
its clinical application.
Key words: nuclear transfer; iPS; somatic reprogramming; microRNAs
体细胞重编程技术不仅为移植治疗、药物发现
及筛选、细胞及基因治疗等应用领域带来了新技
术，而且为生物基础研究领域带来新的理念；但另
一方面也提出了许多需要解答的科学问题，特别是
关于体细胞重编程的分子机理。核移植和iPS技术
都能成功地诱导体细胞发生重编程，但是目前对重
编程机理了解还很少；对于核移植和iPS技术诱导
的体细胞重编程过程中到底发生了什么细胞和分子
生物学事件，它们是相同的还是不同的过程，目前
还不清楚。体细胞重编程过程中发生的分化细胞向
多能性干细胞的转变涉及到基因表达模式的改变，
如与分化有关的基因表达被关闭，而与细胞多能性
有关的基因表达被激活。越来越多的研究表明，表
观遗传调控在体细胞重编程过程中发挥了重要的调
节作用[1]。表观遗传调控指在不改变基因序列的前
675第7期 张　璇，等：mi cr oR NA 和体细胞重编程
提下，通过 DNA 甲基化、组蛋白修饰以及非编码
RNA (non-coding RNA，ncRNA) 等调控途径在多
个层面上调节参与发育过程相关的基因表达，从而
影响生命进程和生物功能[2]。ncRNA 是指一些不编
码蛋白质，但具有特定功能的 R N A，其中包括核
糖体RNA (rRNA)、转移RNA (tRNA)、miRNAs 和
小干扰RNA (small interfering RNAs，siRNAs)等多
种已知功能的 R N A，还包括其他一些未知功能的
RNA。这些RNA 的共同特点是都能从基因组上转录
而来，虽然不能被翻译成蛋白质，但是具有参与调
节蛋白质翻译的作用。ncRNA 作为表观遗传调控的
一种重要方式，在调控基因表达中扮演至关重要的
角色。miRNAs 是真核生物体内普遍存在的一类具
有广泛调控功能的ncRNA，长约22 nt，约占动物
基因组总量的 1%，在进化中高度保守；其表达既
具有时空特异性，也具有组织和细胞特异性。
miRNAs可通过作用于靶基因的3非翻译区 (3UTR)
抑制其表达，从而广泛地参与发育、分化、生长
和代谢等生命活动[3]。越来越多的研究证据表明，
miRNAs 在细胞重编程方面也发挥了重要的作用。
1　体细胞重编程
体细胞重编程是指分化的体细胞在特定条件下
被逆转后恢复到全能性或多能性状态，形成新的个
体或形成多能性干细胞的过程。诱导体细胞重编程
的方法有许多，如核移植(nuclear transfer，NT)、
细胞融合、细胞提取物诱导、化学诱导、细胞体
外扩增以及iPS 技术等[4]。到目前为止，能成功地
诱导体细胞形成多能性干细胞的重编程方法只有核
移植和iPS技术两种，其他的方法只能在细胞、分
子或生化水平上产生诱导。
1.1　核移植诱导的体细胞重编程
1952年，Briggs和King[5]首次通过核移植的方
法获得了来自囊胚细胞的克隆蝌蚪，从此揭开了核
移植技术发展的序幕。核移植技术是指利用显微操
作的办法将一个外源的细胞核(供体细胞核)移入去核
的卵母细胞中，使得去核的卵母细胞不经过与精子
结合的有性繁殖过程，在体外被活化、分裂并发育
成新个体，又可称为无性繁殖。在这个过程中，供
体核的基因得到重编程，产生与其遗传上同质的动
物个体。判断体细胞核移植后是否重编程成功有两
个标准：(1)是否具有获得多能干细胞的能力，也
就是重构胚胎在体外发育到囊胚阶段后是否能够建
立核移植胚胎干细胞系；(2)是否具有获得克隆动物
的能力，即将重构胚胎移入受体动物中是否能获得
克隆动物。1997年，第一只体细胞克隆动物“Dolly”
羊[6]的诞生标志着分化的体细胞能够在特定条件下被
诱导恢复全能性并发育成个体，这是生物界具有里
程碑意义的科研成果。核移植技术在动物育种、转
基因动物制备、基因治疗及器官移植等方面具有广
阔的应用前景。目前通过核移植技术，人们已经获
得了多种核移植克隆动物，并建立了多种来源于核
移植胚胎的胚胎干细胞系[7]。核移植技术的出现让
人们看到了体细胞逆转成干细胞的诱人应用前景，
特别是用这种方法建立来源于患者的多能性干细胞
并分化成患者所需特定体细胞的治疗性克隆，这一
方面的应用更是对人类健康有着非常重要的意义。
从“Dolly”羊诞生到现在的10多年中，尽管核移
植技术得到了长足的发展，但是核移植技术却还很
不成熟，技术本身也有很大的局限性：首先，由
于该技术具有的不易操作性，使得核移植技术本身
效率非常低，目前通过胚胎移植后直接获得克隆动
物的比例仅占重构囊胚的1%~3%[8]，而且核移植技
术产生的许多后代在发育过程中的各个阶段都出现
严重的发育异常状况；其次，由于核移植技术中需
要卵母细胞，因此在治疗性克隆中会带来伦理道德
问题；再次，关于核移植技术的一些基础理论问题
还不是很清楚[9]。核移植技术所具有的这些局限性
都大大限制了这一技术的发展和应用。
1.2　iPS技术
2006年体细胞重编程领域再度取得了突破性的
成果——科学家成功地在体外将体细胞逆转为“干
细胞”。日本科学家Takahashi 和 Yamanaka[10]利用
反转录病毒载体将四个转录因子(Oct-4、Sox2、 c-
Myc和Klf4)导入小鼠皮肤成纤维细胞中，可以使来
自胚胎小鼠或者成年小鼠的成纤维细胞获得类似胚
胎干细胞(embryonic stem cell，ESC)的多能性。这
些经过诱导得到的具有干细胞特性的细胞能表达ES
细胞的各种表面标记分子，并具有可以分化为各种
组织细胞的潜能，因此他们将通过这种方法获得的
细胞命名为iPSC。紧接着在2007年，Yamanaka 和
Thomson 研究组分别报道了利用不同的体外诱导方
法将人体皮肤细胞成功诱导生成iPS细胞的研究成果
[11,12]。这些研究成果的连续发布使得iPS技术获得了
广泛的关注，让人们看到了运用该技术进行疾病治
疗的希望，为再生医学应用打开了大门；iPS 技术
676 生命科学 第22卷
的发展，将大大促进干细胞技术在再生医学上的广
泛应用。
干细胞的干性或者多能性包含两个方面的内
容：自我更新能力和多向分化潜能。从技术角度来
说，在医学治疗上，具有“多能性”的 E S 细胞
对于干细胞治疗是最理想的材料，但是使用 ES 细
胞作为细胞治疗材料带来了来源困难、免疫排斥和
伦理限制等问题，而iPS技术可以绕过使用ES细胞
所带来的这些问题。运用iPS技术建立患者体细胞
来源的患者特异性iPS细胞系，一方面作为很好的
体外疾病研究模型，用于研究疾病机理或用于药物
筛选；另一方面还可通过对患者来源的iPS细胞进
行基因改造，矫正致病的基因缺陷，为患者提供一
对一的细胞治疗方案。目前已经建立了许多来源于
患者的疾病iPS细胞系，如来源于帕金森病、糖尿
病、亨廷顿病(HD)等患者的细胞系[13-15]。这些成
果，让人们看到了运用iPS技术进行疾病治疗的希
望，特别是对患者进行特异的细胞移植治疗。然
而，目前iPS 技术同样面临着重编程机制不清楚和
重编程效率低下等问题。因此，研究iPS细胞的重
编程机制，鉴定参与重编程过程的重要分子，以及
一些重要的细胞生物学和分子生物学过程，将对
iPS技术在临床治疗中的应用具有十分重要的意义。
2　miRNAs 及其功能简介
2.1　miRNAs 简介
在真核生物基因组的非蛋白质编码区存在大量
ncRNA 基因，这些非编码区域担负着基因表达调控
等重要功能，它们的编码产物可在转录后水平调节
靶基因的表达，是细胞内基因表达的基本调控机制
之一。其中siRNAs 和 miRNAs 是研究得较多的两类
ncRNA，两者在成熟、加工以及功能方面有着相似
的途径及方式。对siRNAs的研究多侧重于把它作为
方法，用来研究编码蛋白基因的功能，而对内源性
siRNA 的研究相对较少。miRNAs 作为真核生物体内
普遍存在并具有广泛调控功能的一类ncRNA，已经
成为研究的热点。
miRN A s 是一种小分子内源性非编码 RNA 分
子，大约由21~25 个核苷酸组成，约占动物基因组
总量的 1%，在进化中高度保守，其表达既具有时
空特异性，也具有组织和细胞特异性。基因组中的
miRNAs 基因转录生成初级转录物 (Pri-miRNAs)，
Pri-miRNAs 在细胞核中被RNase Ⅲ 型核酸内切酶
Drosha 及其辅酶(如人类的DGCR8 或果蝇的Pasha)
加工成60~75 nt 的发卡状前体(Pre-miRNAs)，随后
Pre-miRNAs 被转运蛋白运输到细胞质中。在细胞
质中的Pre-miRNAs被另一种RNaseⅢ型核酸内切酶
Dicer 及其辅助因子 (如人类的TRBP/PACT 和果蝇
的Loquacious等)剪切加工成成熟的miRNAs，然后
在Argonautes 蛋白引导下结合到RNA诱导的沉默复
合体 (RNA-induced silencing complex，RISC)上，
并由RISC 介导其与靶mRNAs 的 3 非翻译区域结
合，从而引起靶基因mRNA 的降解或者抑制其蛋白
质翻译，对基因进行转录后的表达调控，从而广泛
地参与调节细胞增殖、分化、分泌和凋亡等生命活
动[16,17]。
2.2　miRNAs 与卵细胞成熟和早期胚胎发育
Dicer是负责miRNAs合成加工的重要分子，在
卵细胞的整个生长发育和成熟过程中都检测到有
Dicer 的表达。随着受精卵发育进行到胚胎二细胞
期，Dicer 的表达开始呈下降趋势，其表达水平稳
定在桑葚胚和囊胚期胚胎中。功能研究表明，
Dice r 在卵细胞成熟过程中具有重要作用。敲除
Dicer 基因的鼠卵母细胞成熟过程阻滞在减数分裂I
期，纺锤体结构异常导致染色体不能正常地排列，
减数分裂过程不能正常进行[18-20]。进一步的研究表
明，在卵细胞中有 miR N A s 的表达，卵细胞中的
miRNAs 通过参与调节细胞质中 mRNA 的表达在卵
成熟和胚胎早期发育过程中具有重要作用[21,22]。现
在已经发现了一些与减数分裂有关的miRNA，其中
包括miR-103、let-7d、miR-16、miR-30b 和miR-30c
等[23]。
小鼠卵细胞受精之后即发生卵子向合子的转
变，伴随受精发生的分子生物学变化是卵细胞发育
阶段积累的转录产物发生降解，细胞中开始表达并
积累胚胎特异性的转录产物[24]; 伴随受精过程发生
的另外一个变化是基因表达的重编程，这种重编程
过程是高度分化的卵细胞向具有全能状态的早期胚
胎转变的分子基础[25]。研究表明，在植入前胚胎发
育过程中miRNAs也发挥了重要作用。Dicer功能缺
陷也可导致受精后的卵裂出现异常[19]，而小鼠胚胎
中Dicer 功能的缺失会导致死胎现象[26]。研究表
明，大部分母源性基因直接或间接地受到 miRNAs
的调控，母源性miRNAs 对鼠早期胚胎的正常发育
过程是必需的。在合子中表达量最多的母源性
miRNAs是let-7簇成员，它在卵细胞发育和早期胚
胎发育过程中调控靶基因的表达；另外与细胞增殖
有关的miR-17和miR-92在卵发育过程中的表达逐渐
677第7期 张　璇，等：mi cr oR NA 和体细胞重编程
增加，在胚胎发育到两细胞阶段后其表达水平有一
个再次增加的现象[27]。这些研究都表明miRNAs 在
卵细胞成熟和胚胎早期发育中具有重要作用。
关于miRNAs 在卵成熟和早期胚胎发育中的作
用，最近报道了一个非常有意思的结果：研究发现
在卵成熟和早期胚胎发育过程中，miRNAs 的功能
是受到抑制的。怎么样解释一方面miRNAs 在卵细
胞中高丰度的表达；而另一方面其功能又受到抑制
这一看似矛盾的现象呢？可能miRNAs 功能受到抑
制是为了维持卵细胞质中富集的mRNA 的稳定以积
累 mRNA，另一方面卵细胞中 miRNAs 活性的降低
也是合子基因组正常活化和基因表达重编程的需
要[28,29]。
2.3　miRNA 与干细胞
干细胞是一类具有自我增殖能力(self-renewing)
的多潜能细胞，在一定条件下，它可以分化成多种
类型细胞。miRNAs 通过调控基因表达参与干细胞
自我更新和分化过程。负责miRNAs合成的Dicer有
两种同工酶：Dicer1 和 Dicer2，其中Dicer1 是
miRNAs 加工成熟所必需的；Dicer2负责siRNAs的
合成。Dicer1功能缺失可以阻断miRNAs 合成通路[30]。
研究发现，Dicer1蛋白对于干细胞干性的维持和保
持干细胞的未分化状态具有重要的作用。小鼠胚胎
中的Dicer1表达的降低可以引起Oct4 等相关基因表
达的下降[20]; 进一步的敲除实验表明，小鼠Dicer1基
因被敲除后，胚胎在发育的早期阶段死亡，而且胚
胎中不表达ES细胞的标记分子Oct4[26]。这些数据
都表明，Dicer1 参与的miRNAs 合成途径在对胚胎
发育早期中干细胞特性的形成具有重要作用。
目前在小鼠和人 ES细胞中发现了十几个特异表
达的 miRNAs，概括起来可分为 3 大簇：miR-290
簇、miR-302簇和 miR-371簇[31-33]，其中在小鼠ES
细胞中特异表达的是miR-290 簇和miR-302 簇；人
ES细胞中特异表达的是miR-302 簇和miR-371 簇，
以及后来发现的miR-200c簇[34]。另外miR-302 簇的
一些成员，如miR-302b、 miR-302c 和 miR-367，
在人、小鼠和狗的 ES 细胞中都有表达，并且人和
鼠的ES细胞中特异表达的 miR-302 簇与斑马鱼的
ES细胞中特异表达的miR-403簇是同源的[35-37]，表
明miRNAs 在干细胞中的作用具种间保守性。另外
一些致癌性 miRNAs(miR-17-3pN、miR-17-5pN、
miR-18、miR-19a、miR- 19b、miR-20、miR-25、
miR-92、miR-93、miR-106b等)也大量表达在ES细
胞中，而在成体组织细胞中表达量下降[33]，说明这
些致癌miRNAs 也参与了ES 细胞的干性维持过程。
在果蝇生殖细胞和小鼠 E S 细胞中的研究发现，
miRNAs 参与了干细胞周期G1/S 细胞周期检查点的
调节，提示miRNAs 通过参与调节细胞分裂周期的
方式参与干细胞干性的维持[38,39]; 进一步的功能研究
表明，miR-130b、miR-291a-5p 和 miR-294 参与了
胚胎干细胞干性维持的正向调节，而let-7具有抑制
胚胎干细胞干性维持的作用[40]。
进一步的研究表明，miRNAs 不仅在干细胞的
干性维持过程中有重要作用，另外还参与了干细胞
分化的调节。Dicer 敲除后的ES细胞失去了在裸鼠
中生成畸胎瘤的能力，说明这些 ES 细胞的分化能
力受到了影响，证明miRNAs 具有调节干细胞定向
分化的功能[41]。通过比较分析人类和小鼠 ES细胞
以及分化组织的miRNAs 表达谱，筛选出了很多差
异表达的miRNAs[31, 42, 43]。研究发现，miR-290 家
族可通过抑制 Rbl2l (转录抑制因子)的表达调节 ES
细胞中DNA的甲基化水平；miR-134 可通过参与调
节 Nanog的表达促进小鼠 ES细胞向外胚层分化[44]。
另外miRNAs 可以和Nanog、Oct4、Sox2 等基因的
编码区结合，调节这些基因的表达，从而调节 ES
的分化过程[45]。
尽管目前已经有确切的证据表明，miRNAs 是
干细胞干性维持和分化过程中的重要调节因素，但
还不清楚具体是哪个miRNAs 分子的作用，其信号
传导机制也不清楚。深入研究miRNAs 在干细胞中
的表达谱以及特定的miRNAs 的信号传导机制将有
助于了解miRNAs 在干细胞干性维持和分化中作用
机理。
3　miRNA 与体细胞重编程
从克隆羊到iPS技术成功，体细胞重编程领域
取得了许多突破性进展。这些发展不仅对发育生物
学和细胞生物学等基础研究领域具有重要推动作
用，而且为细胞治疗以及再生医学提供了理论依
据。干细胞为治愈多种再生和自体免疫性疾病，如
帕金森病(Parkinson’s disease)、多发性硬化症
(multiple sclerosis)、脊髓损伤 (spinal cord injuries)、
糖尿病以及心肌梗死等疾病提供了一个充满希望的
治疗策略[46]; 但在体细胞重编程技术真正应用于临床
之前还有许多问题需要解决，目前困扰体细胞重编
程领域发展的两个主要问题是：重编程效率低以及
678 生命科学 第22卷
对重编程机理缺乏了解。
在核移植诱导的体细胞重编程过程中，分化的
细胞核在去核的卵母细胞中能够进行重编程恢复为
全能状态，表明在这个过程中卵母细胞本身所具有
的母源因子发挥了至关重要的作用。在卵细胞生长
发育过程中，卵细胞质中积累了大量的母源RNA和
蛋白质，为卵受精和胚胎发育打下物质基础[47]; 另
外，卵细胞自身所具有的各种活跃的信号调节网络，
对于保证卵细胞正常发育和成熟起到重要作用[48]。
在小鼠卵子成熟过程中，和 mRNA 类似，miRNAs
的表达也呈现动态的变化。很多母源基因的表达都
直接或者间接地受到miRNAs 的调节[19]; 另外，多
数动物的卵细胞成熟和早期的胚胎发育过程中，翻
译调控是作为基因表达调控的主要方式存在的[49]。
这些研究结果提示，作为表观遗传调控重要组成部
分的miRNAs 可能在核移植诱导的重编程过程中具
有重要作用。
通过比较克隆牛胚胎、体外受精牛胚胎和供体
细胞miRNAs 的表达谱发现，在克隆牛胚胎中，只
有部分在体细胞中沉默的miRNAs 基因被成功激活
表达，另外一部分没有被成功激活[50]，提示miRNAs
基因的不完全重编程可能是造成克隆失败的原因。
另外牛核移植胚胎中有miRNAs 表达下降现象，鉴
于miRNAs 在基因表达调节以及卵成熟和胚胎早期
发育中的作用，因此推测miRNAs 表达的下降引起
了和发育相关的基因表达受到异常调节，导致了核
移植重构胚胎不能正常发育。进一步的研究表明，
在牛体细胞核移植过程中，由于发生一些基因，如
FGF4、FGFr2 和 IL-6 的异常表达现象导致克隆胚
胎在早期发育过程中流产[51-53]; 推测在核移植胚胎发
育过程中，由于miRNAs 表达的变化引起了细胞中
的信号调控异常，从而导致胚胎发育的异常或者终
止。在克隆小鼠胚胎中，通过研究 m i R 1 2 7 和
miR136 的表达水平变化表明，在核移植过程中，
miRNAs的表达异常与克隆胚胎发育中表现出的表观
遗传异常现象有密切关系[54]。以上的研究结果表
明，在核移植诱导的体细胞重编程过程中，作为母
源因子的miRNAs 起到重要的调节作用，但是哪些
miRNAs 参与了此过程及作用机制如何，还要进一
步的探讨。
iPS 技术是另外一种重要的体细胞重编程的方
式，由于其可操作性强，且可获得来自患者特异的
多能干细胞而成为当今生物医学研究中最前沿的领
域之一。miRNAs 在多能干细胞的干性维持和定向
分化过程中具有重要的调节作用，但目前关于
miRNAs和iPS诱导的体细胞重编程之间关系的了解
还很少。目前常用的诱导iPS细胞产生的办法是通
过反转录病毒载体向体细胞导入四个转录因子组合
(OCT4、SOX2、KLF4 和 c-MYC 或者OCT4、SOX2、
NANOG 和 LIN28)。受到多种因素的影响，用这种
方法产生iPS 细胞的过程是一个缓慢的渐进过程，
需要几个星期的时间而且诱导效率非常的低[55-58]。
造成效率低下的原因非常多，其主要原因就是不能
有效地把诱导因子导入细胞内以及目前对iPS诱导的
重编程机制缺乏了解[4,59]。近些年越来越多的研究
表明细胞重编程和基因表观遗传调控之间有密切的
关系[60]。在小鼠ES 细胞特异性表达的miRNAs 中，
miR-290 簇占了大约70% 的比例，而且随着ES 细
胞的分化，miR-290 的表达迅速下调，而且一些
miR-290成员在调节ES细胞周期中具有重要作用[39]。
受此启发，美国加利福尼亚大学旧金山分校科学家
利用与ES细胞周期调节相关的miRNAs (miR-291-3p、
miR-294 和 miR-295)取代转录因子c-Myc，成功地
利用Oct4、Sox2、Klf4和 miRNAs 诱导小鼠皮肤细
胞转变为iPS 细胞，这个结果证明miRNAs 参与了
iPS诱导的体细胞重编程过程。为了研究miRNAs在
重编程过程中的作用机理，利用生物信息学方法进
一步研究了参与重编程的 miR-290 的信号传导机
制，结果发现在 miR-290 的启动子区域有 Oct4、
Sox2、Nanog 和 c-Myc 的结合位点，但是miRNAs
在 iPS中的具体机制还不清楚。深入研究体外诱导
的重编程过程中miRNAs 的下游信号分子以及作用
靶基因将加深对重编程机制的了解，也为筛选
miRNAs以及其他一些小分子作为体外诱导重编程因
子起到重要指导作用[61]。研究人员通过比较iPS、
ES 和体细胞的miRNAs 的表达谱发现，与体细胞相
比，在iPS 细胞和ES 细胞中，miR-302、miR-17
和 miR-92 表达水平升高[62]。2009 年，中国科学家
首次利用四倍体补偿技术培育出由iPS细胞发育来的
小鼠，进一步显示了iPS细胞和ES细胞在发育潜能
上的一致性。然而，尽管 iPS 和 ES 细胞之间存在
着诸多相似性，但不能忽视的是体外诱导重编程产
生的大多数iPS细胞系在进行二倍体注射之后的嵌合
率非常低以及利用四倍体补偿技术不能发育成iPS小
鼠现象的存在[63,64]。进一步在分子水平上的研究结
果表明，iPS 细胞和 ES 细胞这两种多能性细胞的
679第7期 张　璇，等：mi cr oR NA 和体细胞重编程
m i R N A s 表达谱存在一些表达差异，其中包括
miR371、miR372 和 miR373[63]。最近在小鼠中的研
究发现，与ES 细胞相比，位于第12 号染色体的印
记基因簇Dlk1–Dio3在大部分iPS细胞系中是不表达
的，这些沉默Dlk1–Dio3表型的iPS细胞系的二倍体
嵌合率低，且不能发育成iPS 小鼠。因此，Dlk1-
Dio3的表达水平和iPS细胞多能性密切相关，可作
为iPS细胞多能性水平的标记因子[65,66](关于与重编程
相关的miRNA 的功能以及信号传导通路见表1 以及
图1)。从miRNAs 角度深入了解这些差异将有助于
加深对重编程过程的了解，有助于提高编程的效率
表1 与重编程有关miRNAs的功能
miRNA 名称 功能 参考文献
let-7 抑制胚胎干细胞干性维持 [40]
miR-130b 胚胎干细胞的干性维持 [40]
miR-291a-5p 胚胎干细胞的干性维持 [40]
miR-294 胚胎干细胞的干性维持 [40]
miR-290 胚胎干细胞的干性维持 [61]
miR-127 核移植诱导的重编程过程 [54]
miR-136 核移植诱导的重编程 [54]
miR-291-3p iPS诱导的体细胞重编程 [62]
miR-294 iPS诱导的体细胞重编程 [62]
miR-295 iPS诱导的体细胞重编程 [62]
和 iPS应用的安全性，为体细胞重编程的实际应用
打下坚实的理论基础，对干细胞治疗起到积极的推
动作用。
4　体细胞重编程中miRNAs 研究存在的问题与
展望
对于 miRNAs 体细胞重编程中的作用机制的研
究是个新开展的领域，目前已获得了一些初步的结
果，但同时还要看到目前面临的一些问题。对于
miRNAs 在干细胞中作用机理的研究才刚刚开始，
对其在细胞重编程过程中的作用了解不多。开展
图1 重编程过程中miRNAs的细胞信号传导通路
miRNAs在体细胞重编程过程中机制的研究要受控于
对miRNAs 分子生物学的研究进展，另外，miRNAs
本身就是个较新的研究领域，现在对miRNAs 调节
机理的研究还不是非常充分，比如miRNAs 上游和
下游的调节分子是哪些；公认的miRNAs 作用是作
为转录调节因子，那么与一般意义上以蛋白形式存
在的转录调节因子相比，mi R N A s 又具有哪些优
点；miRNAs 作用特点之一就是一个miRNA 分子可
以调节多种因子的表达，是不是这种多向调节使得
它在精确协调细胞生命活动中具有不可比拟的优
势。开展体细胞重编程中 miR N A s 作用机制的研
680 生命科学 第22卷
究，不仅会增加对 miR N A s 自身分子生物学的了
解，而且更重要的是，从表观遗传学角度，研究
miRNAs 在细胞重编程机制的作用，将加速我们对
重编程机制的理解，促进体细胞重编程技术在生物
医学领域的应用。
[参　考　文　献]
[1] Armstrong L, Lako M, Dean W, et al. Epigenetic modifica-
tion is central to genome reprogramming in somatic cell nuclear
transfer. Stem Cells, 2006, 24(4): 805-14
[2] Xi JF, Yue W, Pei XT. Cellular reprogramming and epige-
netic gene regulation. Chn Bull Life Sci, 2009, 21: 357-62
[3] Song L, Tuan RS. MicroRNAs and cell differentiation in
mammalian development. Birth Defects Res C Embryo
Today, 2006, 78(2): 140-9
[4] Jaenisch R, Young R. Stem cells, the molecular circuitry of
pluripotency and nuclear reprogramming. Cell, 2008, 132
(4): 567-82
[5] Briggs R, King TJ. Transplantation of living nuclei from
blastula cells into enucleated frogs’eggs. Proc Natl Acad Sci
USA, 1952, 38(5): 455-63
[6] Wilmut I, Schnieke AE, McWhir J, et al. Viable offspring
derived from fetal and adult mammalian cells. Nature, 1997,
385(6619): 810-3
[7] Gurdon JB, Byrne JA. The first half-century of nuclear
transplantation. Proc Natl Acad Sci USA, 2003, 100(14):
8048-52
[8] Hochedlinger K, Plath K. Epigenetic reprogramming and in-
duced pluripotency. Development, 2009, 136(4): 509-23
[9] Yang X, Smith SL, Tian XC, et al. Nuclear reprogramming of
cloned embryos and its implications for therapeutic cloning.
Nat Genet, 2007, 39(3): 295-302
[10] Takahashi K, Yamanaka S. Induction of pluripotent stem
cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by
defined factors. Cell, 2006, 126(4): 663-76
[11] Yu J, Vodyanik MA, Smuga-Otto K, et al. Induced pluripo-
tent stem cell lines derived from human somatic cells. Science,
2007, 318(5858): 1917-20
[12] Takahashi K, Tanabe K, Ohnuki M, et al. Induction of pluri-
potent stem cells from adult human fibroblasts by defined
factors. Cell, 2007, 131(5): 861-72
[13] Park IH, Arora N, Huo H, et al. Disease-specific induced
pluripotent stem cells. Cell, 2008, 134(5): 877-86
[14] Dimos JT, Rodolfa KT, Niakan KK, et al. Induced pluripo-
tent stem cells generated from patients with ALS can be
differentiated into motor neurons. Science, 2008, 321(5893):
1218-21
[15] Ebert AD, Yu J, Rose FF, et al. Induced pluripotent stem
cells from a spinal muscular atrophy patient. Nature, 2009,
457(7227): 277-80
[16] Bartel DP. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism,
and function. Cell, 2004, 116(2): 281-97
[17] Zeng Y. Principles of micro-RNA production and maturation.
Oncogene, 2006, 25(46): 6156-62
[18] Murchison EP, Stein P, Xuan Z, et al. Critical roles for Dicer
in the female germline. Genes Dev, 2007, 21(6): 682-93
[19] Tang F, Kaneda M, O’Carroll D, et al. Maternal microRNAs
are essential for mouse zygotic development. Genes Dev,
2007, 21(6): 644-8
[20] Cui X, Shena X, Kim N. Dicer1 expression in preimplanta-
tion mouse embryos: involvement of Oct3/4 transcription
at the blastocyst stage. Biochem Biophys Res Commun,
2007, 352(1): 231-6
[21] Tam OH, Aravin AA, Stein P, et al. Pseudogene-derived
small interfering RNAs regulate gene expression in mouse
oocytes. Nature, 2008, 453(7194): 534-8
[22] Watanabe T, Totoki Y, Toyoda A, et al. Endogenous siRNAs
from naturally formed dsRNAs regulate transcripts in mouse
oocytes. Nature, 2008, 453(7194): 539-43
[23] Murchison EP, Stein P, Xuan Z, et al. Critical roles for Dicer
in the female germline. Genes Dev, 2007, 21(6): 682-93
[24] Bachvarova R, Cohen EM, De Leon V, et al. Amounts and
modulation of actin mRNAs in mouse oocytes and embryos.
Development, 1989, 106(3): 561-5
[25] Zeng F, Baldwin DA, Schultz RM. Transcript profiling
during preimplantation development. Dev Biol, 2004, 272
(2): 483-96
[26] Bernstein E, Kim SY, Carmell MA, et al. Dicer is essential
for mouse development. Nat Genet, 2003, 35(3): 215-7
[27] Marcon E, Babak T, Chua G, et al. miRNA and piRNA
localization in the male mammalian meiotic nucleus. Chro-
mosome Res, 2008, 16(2): 243-60
[28] Ma J, Flemr M, Stein P, et al. MicroRNA activity is sup-
pressed in mouse oocytes. Curr Biol, 2010, 20(3): 265-70
[29] Suh N, Baehner L, Moltzahn F, et al. MicroRNA function is
globally suppressed in mouse oocytes and early embryos.
Curr Biol, 2010, 20(3): 271-7
[30] Lee YS, Nakahara K, Pham JW, et al. Distinct roles for
Drosophila Dicer1 and Dicer2 in the siRNA/miRNA silenc-
ing pathways. Cell, 2004, 117(1): 69-81
[31] Houbaviy HB, Murray MF, Sharp PA. Embryonic stem
cell-specific microRNAs. Dev Cell, 2003, 5(2): 351-8
[32] Houbaviy HB, Dennis L, Jaenisch R, et al. Characterization
of a highly variable eutherian microRNA gene. RNA, 2005,
11(8): 1245-57
[33] Chen C, Ridzon D, Lee CT, et al. Defining embryonic stem
cell identity using differentiation-related microRNAs and
their potential targets. Mamm Genome, 2007, 18(5): 316-
27
[34] Lakshmipathy U, Love B, Goff LA, et al. MicroRNA ex-
pression pattern of undifferentiated and differentiated hu-
man embryonic stem cells. Stem Cells Dev, 2007, 16(6):
1003-16
[35] Alvarez-garcia I, Miska EA. MicroRNA functions in animal
development and human disease. Development, 2005, 132
(21): 4653-62
[36] Stadler BM, Ruohola-baker H. Small RNAs: keeping stem
cells in line. Cell, 2008, 132(4): 563-6
[37] Hayes B, Fagerlie SR, Ramakrishnan A, et al. Derivation,
characterization, and in vitro differentiation of canine embry-
onic stem cells. Stem Cells, 2008, 26(2): 465-73
[38] Hatfield SD, Shcherbata HR, Fischer KA, et al. Stem cell
681第7期 张　璇，等：mi cr oR NA 和体细胞重编程
division is regulated by the microRNA pathway. Nature,
2005, 435(7044): 974-8
[39] Wang Y, Baskerville S, Shenoy A, et al. Embryonic stem
cell-specific microRNAs regulate the G1-S transition and
promote rapid proliferation. Nat Genet, 2008, 40(12): 1478-
83
[40] Melton C, Judson RL, Blelloch R. Opposing microRNA
families regulate self-renewal in mouse embryonic stem cells.
Nature, 2010, 463(7281): 621-6
[41] Kanellopoulou C, Muljo SA, Kung AL, et al. Dicer deficient
mouse embryonic stem cells are defective in differentiation
and centromeric silencing. Genes Dev, 2005, 19(4): 489-501
[42] Morin RD, O’Connor MD, Griffith M, et al. Application of
massively parallel sequencing to microRNA profiling and
discovery in human embryonic stem cells. Genome Res,
2008, 18(4): 610-21
[43] Callis TE, Chen JF, Wang DZ. MicroRNAs in skeletal and
cardiac muscle development. DNA Cell Biol, 2007, 26(4):
219-25
[44] Tay YM, Tam WL, Ang YS, et al. MicroRNA-134 modu-
lates the differentiation of mouse embryonic stem cells,
where it causes post-transcriptional attenuation of Nanog
and LRH1. Stem Cells, 2008, 26(1): 17-29
[45] Tay Y, Zhang J, Thomson AM, et al. MicroRNAs to Nanog,
Oct4 and Sox2 coding regions modulate embryonic stem cell
differentiation. Nature, 2008, 455(7216): 1124-8
[46] Wobus AM, Boheler KR. Embryonic stem cells: prospects
for developmental biology and cell therapy. Physiol Rev,
2005, 85(2): 635-78
[47] Telford NA, Watson AJ, Schultz GA. Transition from ma-
ternal to embryonic control in early mammalian development:
a comparison of several species. Mol Reprod Dev, 1990, 26
(1): 90-100
[48] Song JL, Wessel GM. How to make an egg: transcriptional
regulation in oocytes. Differentiation, 2005, 73(1):1-17
[49] Wormington M. Poly(A) and translation: development
control. Curr Opin Cell Biol, 1993, 5(6): 950-4
[50] Castro, FO. Sharbati, S, Rodríguez-Alvarez LL, et al.
MicroRNA expression profiling of elongated cloned and in
vitro–fertilized bovine embryos. Theriogenology, 2010, 73
(1): 71-85
[51] Daniels R, Hall V, Trounson AO. Analysis of gene tran-
scription in bovine nuclear transfer embryos reconstructed
with granulose cell nuclei. Biol Reprod, 2000, 63(4):1034-
40
[52] Daniels R, Hall VJ, French AJ, et al. Comparison of gene
transcription in cloned bovine embryos produced by differ-
ent nuclear transfer techniques. Mol Reprod Dev, 2001, 60
(3): 281-8
[53] Hall VJ, Ruddock NT, French AJ. Expression profiling of
genes crucial for placental and preimplantation development
in bovine in vivo, in vitro, and nuclear transfer blastocysts.
Mol Reprod Dev, 2005, 72(1): 16-24
[54] Cui XS, Zhang DX, Ko YG, et al. Aberrant epigenetic repro-
gramming of imprinted microRNA-127 and Rtl1 in cloned
mouse embryos. Biochem Biophys Res Commun, 2009,
379(2): 390-4
[55] Maherali N, Sridharan R, Xie W, et al. Directly reprogrammed
fibroblasts show global epigenetic remodeling and wide-
spread tissue contribution. Cell Stem Cell, 2007, 1(1): 55-70
[56] Wernig M, Meissner A, Foreman R, et al. In vitro reprogram-
ming of fibroblasts into a pluripotent ES-cell-like state.
Nature, 2007, 448(7151): 318-24
[57] Brambrink T, Foreman R, Welstead GG, et al. Sequential
expression of pluripotency markers during direct reprogram-
ming of mouse somatic cells. Cell Stem Cell, 2008, 2(2): 151-
9
[58] Stadtfeld M, Maherali N, Breault DT, et al. Defining mo-
lecular cornerstones during fibroblast to iPS cell reprogram-
ming in mouse. Cell Stem Cell, 2008, 2(3): 230-40
[59] Yamanaka S. Strategies and new developments in the genera-
tion of patient-specific pluripotent stem cells. Cell Stem Cell,
2007, 1(1): 39-49
[60] Mikkelsen TS, Hanna J, Zhang X, et al. Dissecting direct
reprogramming through integrative genomic analysis. Nature,
2008, 454(7200): 49-55
[61] Judson RL, Babiarz JE, Venere M, et al. Embryonic stem
cell-specific microRNAs promote induced pluripotency. Nat
Biotechnol, 2009, 27(5): 459-61
[62] Wilson KD, Venkatasubrahmanyam S, Jia F, et al. MicroRNA
profiling of human-induced pluripotent stem cells. Stem Cells
Dev, 2009, 18(5): 749-58
[63] Zhao XY, Li W, Lü Z, et al. iPS cells produce viable mice
through tetraploid complementation. Nature, 2009, 461
(7260): 86-90
[64] Kang L, Wang J, Zhang Y, et al. iPS cells can support full-
term development of tetraploid blastocyst-complemented
embryos. Cell Stem Cell, 2009, 5(2):135-8
[65] Stadtfeld M, Apostolou E, Akutsu H, et al. Aberrant silenc-
ing of imprinted genes on chromosome 12qF1 in mouse in-
duced pluripotent stem cells. Nature, 2010, 465(7295): 175-
81
[66] Liu L, Luo GZ, Yang W, et al. Activation of the imprinted
Dlk1-Dio3 region correlates with pluripotency levels of
mouse stem cells. J Biol Chem, 2010, 285(25): 19483-90