全 文 :生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
第22卷 第7期
2010年7月
Vol. 22, No. 7
Jul., 2010
文章编号 :1004-0374(2010)07-0710-07
收稿日期:2009-11-03;修回日期:2010-04-17
基金项目:国家自然科学基金项目(30873366)
*通讯作者:E-mail: yzxu@sippe.ac.cn
SR 蛋白家族在RNA 剪接中的调控作用
邵 伟,樊玉杰,徐永镇*
(中国科学院上海生命科学研究院植物生理生态学研究所,
中国科学院昆虫发育与进化生物学重点实验室,上海200032)
摘 要:SR 蛋白家族成员都具有一个富含丝氨酸/ 精氨酸(S/R)重复序列的RS 结构域,在RNA 剪接体的
组装和选择性剪接的调控过程中具有重要的作用。绝大多数SR 蛋白是生存的必需因子,通过其RS 结构
域和特有的其他结构域,实现与前体 mRNA 的特异性序列或其他剪接因子的相互作用,协同完成剪接位
点的正确选择或促进剪接体的形成。深入研究 SR 蛋白家族在 RNA 选择性剪接中的调控机制,可以促进
以疾病治疗或害虫防治为目的的应用研究。该文总结了 SR 蛋白家族在基础研究和应用方面的进展。
关键词:S R 蛋白家族;R N A 剪接;选择性剪接
中图分类号:Q52 文献标识码:A
Function of SR protein family in pre-mRNA splicing
SHAO Wei, FAN Yu-jie, XU Yong-zhen*
(Laboratory of Insect Development and Evolution Biology, Institute of Plant Physiology and Ecology, Shanghai
Institutes for Biological Sciences, Chinese Academy of Sciences, Shanghai 200032, China)
Abstract: Members of SR protein family, consist of at least one RS domain that enriched with serine/arginine
repeats, have been demonstrated to play important roles in both assembly of spliceosome and regulation of
alternative splicing. Most of them are essential for high eukaryotes. They interact with specific RNA regions of
pre-mRNA or other splicing factors through their RNA binding domain and RS domain, contributing to intron
selection and facilitating spliceosome assembly. Address functions of SR proteins in the regulation of alterna-
tive splicing will benefit many studies, such as disease therapy and pest control.
Key words: SR protein family; RNA splicing; alternative splicing
1 RNA 剪接
1977 年,Richard J. Roberts 和Phillip A. Sharp
各自报道了“断裂基因”的存在,即基因是由外
显子(exon)和内含子(intron)组成的,其中的内含子
不编码入最终的蛋白质[1,2]。在真核生物基因的表达
过程中,通过转录形成包含所有外显子和内含子的
前体mRNA(pre-mRNA)。前体mRNA 再通过剪接体
(spliceosome)促进的两步酯交换反应,切除内含子
和连接相邻的两个外显子。该过程被称为RNA剪接
(RNA splicing),是真核生物生长发育的必需调控步
骤[3 ]。
剪接体的沉降系数大约为60 S,它的形成需要
五种富含尿嘧啶核苷的小核糖核酸(U1、U2、U4、
U5和U6 small nuclear Ribonucleic acid, snRNA)和超
过150 种蛋白因子的协同参与(本文只讨论参与绝大
多数基因剪接的major spliceosome)。每种snRNA都
结合有多种蛋白,形成稳定的 snR N P,在其他剪
接因子协助下,经过一系列复杂的RNA- 蛋白质重
排和构像变化,组装成具有催化活力的剪接体[4]。
RNA 剪接对于真核生物的基因表达具有重要的
意义,不编码的内含子需要通过RNA剪接被精确而
高效的去除,才能最终形成具有正常功能的蛋白
711第7期 邵 伟,等:S R 蛋白家族在 R N A 剪接中的调控作用
质。越是高等的生物,含有内含子的基因以及每个
基因包含的内含子数目越多。另外更为重要的是,
高等生物中普遍存在着RNA选择性剪接(alternative
splicing)现象,即一个基因转录的前体mRNA可以
被剪接成多种产物(isoforms)。通过选择性剪接,
同一个基因在上游调控元件不同的情况下可以产生
功能有差异的多种蛋白质,有的甚至多达上万种,
例 如 果 蝇 中 的 Dscam基因[5,6]。哺乳动物中的代谢和
发育等过程无论在种类和复杂程度上都要远远超过
低等的真核生物,但是目前的研究表明人类基因组
中的基因数量只有大约2.5万个,线虫(C. elegans)
的基因数约为2.2万个,连低等的单细胞真核生物
芽殖酵母(S. cerevisiae)基因也有6 000个左右[7]。最
近的转录组高通量测序结果分析显示,在人类基因
组中,约95% 的基因都会发生选择性剪接[8,9]。这
从某种程度上解释了为什么生物中编码蛋白质的基
因数量并没有因为物种的进化而显著加大。RNA 选
择性剪接增加了高等生物的基因表达复杂程度,对
于高等生物的细胞分化和器官发育等复杂的生物学
过程具有重要调控作用。
前体mRNA 自身序列中含有一些保守的剪接顺
式作用元件,例如,剪接位点所在的内含子 5 端
GU 和 3 端的 AG 共有序列;作为 RNA 剪接化学催
化反应“启动者”,位于内含子3端上游约100 个
核苷酸处的剪接支点(branch site, adenosine)及其附
近的保守序列;支点区域与3端之间的多嘧啶区域
(polypyrimidine tract,PPT)。此外,外显子和内
含子的内部还有一些促进或抑制剪接的序列
(enhancer and silencer),剪接调控因子与这些序列
的识别对于选择性剪接起到重要的调控作用[3](图
1)。
剪接体的组装起始于U1 snRNP 和 5端剪接位
点的相互作用,形成Complex E (early complex)。
这时3端剪接位点附近也与一系列蛋白相结合,其
中SF1(BBP)与支点区域结合,U2AF65 与多嘧啶区
域结合,U2AF35 与 3 剪接位点结合。随后,在
一些蛋白因子的协助下,U2 snRNA 通过碱基配对
与支点区域相结合,形成稳定的Complex A。此后
U4/U5/U6 tri-snRNP 加入,经过一系列构像变化,
U1 和 U4 snRNP 从复合体中解离,剪接体由Com-
plex B过度到具有催化活性的Complex C [10,11]。在
剪接体复杂的动态变化过程中,一类 ATP 水解酶,
同时又是RNA 解螺旋酶的蛋白因子起到了重要的作
用,它们同属于DExD/H 蛋白超家族,利用ATP 水
解产生的能量改变剪接体内部的大分子构像。其中
Prp5参与预剪接体Complex A的形成,并对RNA剪
接的保守性和灵活性具有重要的调控作用[12]。
2 SR 蛋白家族
20 世纪90 年代初,在鉴定与剪接体可相互作
用的蛋白因子时发现了参与RNA剪接的SR蛋白[13,14],
它们共同的特征是都具有1~2 个 RS 结构域和结合
RNA的结构域,其中RS结构域由富含丝氨酸/精氨
酸(S/R)的重复序列组成。目前研究发现,生物中
存在数量繁多的具有 RS 结构域的蛋白,其中高等
生物中参与 RNA 剪接的约有 50 种。根据这些蛋白
所含RS结构域的特征和其他结构域的功能可分为三
类:(1) 经典SR 蛋白目前发现有7 种。这一类SR
蛋白的RS结构域在其C端,N端则含有1~2个RRM
(RNA-recognition motif)。经典SR蛋白都可以被单
克隆抗体 mb104 识别,同时参与组成型和选择性
RNA 剪接。SF2/ASF 是第一个被鉴定出在组成型和
图1 SR蛋白参与RNA剪接位点的识别和剪接体的组装
(淡红色显示的是S R 蛋白家族成员。E S E:外显子剪接增强子;E S S:外显子剪接抑制子;S S:剪接位点;P P T:多嘧
啶区;B S :剪接支点区域)
712 生命科学 第22卷
选择性剪接中都起着重要作用的经典 SR 蛋白[15]。
(2)SR 类似蛋白。这一类蛋白数量较多,和经典的
SR 蛋白非常相似,也具有RS 结构域和结合RNA 的
结构域,但是SR 类似蛋白要么不被mb104 单克隆
抗体识别,要么仅仅参与组成型或选择性剪接中的
一种。S R 类似蛋白中结合 R N A 的结构域,除了
RRM 外还有其他类型,如 SRm1 6 0 在 N 端的 PWI
结构域,通常认为 PWI 的功能是与 DNA 或者 RNA
结合[16]。(3)其他含有RS结构域的蛋白。这一类蛋
白具有 RS 结构域,同时还含有其他不同功能的结
构域,如Prp5有ATPase/helicase结构域,Clk/Sty-1
有 kinase结构域。
RS结构域的丝氨酸/精氨酸重复序列中的丝氨
酸残基是多种蛋白激酶的作用底物,这些位点在体
内存在广泛的磷酸化修饰,其磷酸化和去磷酸化形
式的转换可以调控 SR 蛋白与其他蛋白质或RNA 之
间的相互作用,影响RNA 剪接的结果[17,18]。例如,
在细胞分裂间期SRp38主要以磷酸化的形式存在, 而
在有丝分裂期SRp38 主要以去磷酸化的形式存在。
在进行有丝分裂时, 去磷酸化的SRp38 可以抑制β-
珠蛋白等前体mRNA 的剪接, 而磷酸化的SRp38 则
不具有该作用。SRp38的磷酸化可以促进其与Tra2a
的相互作用并抑制其与 U1 -7 0 K 的相互作用,而
SRp38的去磷酸化则抑制其与Tra2a的相互作用并促
进其与U1-70K 的相互作用[19]。另外,RS结构域的
磷酸化状态对于SR蛋白在细胞中的定位也具有重要
作用[20]。
S R 蛋白中 R R M 的主要功能是识别并结合
R N A ,通常是识别位于外显子中的剪接增强子
(exonic splicing enhancer,ESE)。无论在组成型剪
接还是选择性剪接中,SR 蛋白结合 RNA 的能力对
于SR 蛋白行使功能是必需的[21]。RS 结构域对于组
成型剪接似乎是必需的,但对于选择性剪接则可能
是非必需的[22]。目前的一种可能解释是,在选择性
剪接中,缺失RS 结构域的SR 蛋白依然可以和抑制
RNA 剪接的蛋白因子竞争性地结合前体 mRNA 上的
剪接信号,对剪接依然起到一定程度的正调控作用[23],
但是详细的作用机制还有待进一步的研究。为了找
到SR 蛋白特异性结合的 RNA 序列,很多实验室采
用SELEX (systematic evolution of ligands by exponen-
tial enrichment)方法寻找到很多SR蛋白的特异性结
合序列[ 2 4 ],但近年来,紫外交联和免疫共沉淀
(cross-linking and immunoprecipitation,CLIP)作为
一种新的研究蛋白质和RNA相互作用方法被广泛采
用。通过紫外线照射使目的蛋白与其结合的RNA形
成共价交联,然后与目的蛋白质免疫共沉淀的RNA
经测序得到具体的RNA序列,这样可以研究活体中
目的蛋白与RNA的具体相互作用关系[25]。此前的研
究表明很多 SR 蛋白的功能是冗余的,但是随着很
多 SR 蛋白的RNA 特异性结合位点的发现,显示出
SR蛋白对于RNA剪接的调控也具有特异性。目前已
经鉴定出18种 SR蛋白可以识别特异的RNA序列[26],
在这里不作细致的介绍。
对于SR 蛋白的研究也随着生物信息学的发展
而逐渐深入。为了寻找脊椎动物神经系统中对基因
选择性剪接起重要调控作用的SR蛋白,Calarco等[27]
首先通过生物信息学,利用 RS 结构域的共同特征
设计程序在基因组水平筛选出112种新的含有RS结
构域的基因。根据是否含有结合RNA的结构域,发
现其中的40 种蛋白可能与 RNA 剪接相关。然后利
用芯片技术,分析这些基因在小鼠的不同细胞和组
织中的表达情况,发现有一个基因的表达在时空分
布上呈现出非常有意思的特征。该基因在9.5~14.5
d 的胚胎和富含神经的器官中高量表达,结合其他
实验,研究者鉴定出一种在小鼠神经系统组织特异
性的RNA 选择性剪接调控因子nSR100。nSR100 可
以激活神经系统中特异的nPTB表达,并和nPTB共
同结合到前体 mRNA 上,调控一系列基因在神经系
统中特异性的选择性剪接,对神经细胞的分化起到
重要作用[27]。这种新方法对于筛选新的 SR 蛋白,
研究其在RNA 剪接中的具体功能提供了非常值得借
鉴的思路。
3 SR蛋白在剪接体组装中的作用
RNA 剪接是通过剪接体催化完成的,剪接体是
由多种蛋白质和RNA构成的动态复合体,在组装过
程中经历了复杂的蛋白质与蛋白质之间,蛋白质与
R N A 之间的相互作用。组装的起始阶段,U 1
s n R N P 结合到 5 端的剪接位点区,U 2 A F 6 5 、
U2AF35分别结合到多嘧啶区和3端剪接位点区。其
中U1-70K (U1 snRNP 的组成蛋白)以及U2AF65/35
都属于SR蛋白(图 1),这些蛋白在预剪接体组装中
具有重要作用[28]。另外,在整个剪接体组装过程
中,多数促进大分子构像变化的 ATP 水解酶/RNA
解螺旋酶,如Prp5、Prp16、Prp22 和 Prp28 都含
有 RS 结构域,是 SR 蛋白家族成员。其他还有很
713第7期 邵 伟,等:S R 蛋白家族在 R N A 剪接中的调控作用
多保守的SR蛋白对于预剪接体的组装也具有重要作
用。例如,人类细胞中的 SC35、ASF/SF2 和 9G8
对于起始剪接体的组装是必需的。
4 SR蛋白在剪接位点识别和选择性剪接中的
作用
高等真核生物细胞中,很多基因具有多个内含
子,且大部分内含子的长度在1 kb 以上,而外显
子则相对较短(100~300 bp)。RNA剪接过程中对5
端和3端剪接位点的识别,确定各个外显子和内含
子边界(exon and intron definition)是进行精确和高效
RNA 剪接的前提[26 ]。前体 mRNA 具有很多 RNA 剪
接所需的保守序列和区域,同时,前体 m R N A 上
还具有很多RNA剪接的调控序列,如外显子和内含
子中各自的剪接增强子和抑制子;但是,仅仅具有
这些调控元件对于招募和组装剪接体是不够的,这
些调控元件必须通过与剪接调控因子相互作用,才
能完成剪接位点的识别和确定,最终在该位置引入
剪接体进行 RNA 剪接。这些 RNA 序列与剪接调控
因子间的相互作用是选择性剪接得以发生的前提,
剪接调控因子中非常重要的一类就是 SR 蛋白。通
常SR蛋白等可以结合到外显子的剪接增强子(ESE)
上,促进剪接,hnRN P 蛋白等可以和剪接抑制子
(ESS)结合,抑制剪接。有趣的是 SR 蛋白很少结
合到内含子上的剪接调控序列上[28]。对此,目前还
没有合理的解释。
在高等生物中,前体mRNA 上具有多个剪切位
点,各个剪接位点自身和上下游RNA序列综合起来
表现出的 RNA 剪接信号强度有着很大的差异,SR
蛋白通过与其他的蛋白因子相互作用,通过结合特
异性的RNA序列可以改变某些剪接位点的剪接信号
强度。多数情况下 SR 蛋白的结合可以提高原本较
弱的剪接信号,从而改变剪接位点的选择[29]。例如
在果蝇性别决定途径中,double sex基因在雌雄个
体中的表达不同是通过选择性剪接调控实现的,属
于SR蛋白家族的TRA在雌果蝇的亚型可以结合和增
强double sex的第4个外显子附近的剪接信号,从
而使第4个外显子进入编码序列;在雄果蝇中的TRA
亚型则不能结合第4 个外显子附近的剪接信号,使
第4 个外显子作为内含子的一部分被切除。这样雌
雄果蝇中double sex基因通过SR蛋白的调控作用,
形成不同的选择性剪接产物,并进一步调控下游雌
雄相关性状的发育[30]。
对于SR 蛋白调控RNA 剪接目前有两个假说模
型。一个模型是:先结合到前体 mRNA 上的 SR 蛋
白可以招募U1 snRNP到 5剪接位点区域,U2AF复
合物到 3 剪接位点区域,促进剪接体的组装。另
一种模型是:SR 蛋白结合到外显子剪接增强子上
可以拮抗抑制剪接的蛋白因子(如hnRNP)对剪接的
抑制作用。这两种模型也许可以同时起作用[28]。
5 SR 蛋白的其他功能
5.1 SR 蛋白在基因转录和RNA剪接偶联中的作用
基因的转录和RNA的剪接在真核生物基因表达
中都是非常关键的步骤。目前研究发现RNA剪接和
转录在空间和时间上是紧密偶联在一起的,一些重
要的剪接因子,如 SR 蛋白就可以率先识别并结合
刚刚转录出的前体 mRNA 上暴露出来的剪接信号,
同其他的 RNA 结合蛋白竞争,使 RNA 剪接得以顺
利地进行,因此这种偶联具有非常重要的意义。
研究发现SR蛋白可以和RNA聚合酶II(Pol II)
的 C 端结构域(CTD)相互作用。加州大学圣地亚哥
分校的傅向东实验室发现SR 蛋白SC35是重要的剪
接因子,同时也在某些基因的转录延伸中起着重要
的作用,从而将基因转录与RNA剪接偶联起来。他
们将小鼠胚胎纤维原细胞中的SC35 敲除,可以观
察到Pol II聚集在基因上,再加入体外表达的SC35
可以使Pol II恢复正常。他们还发现敲除SC35导致
的Pol II聚集这一现象是由于蛋白激酶P-TEFb无法
被募集到 CTD 上,进而减弱了 CTD 相应位置上的
丝氨酸磷酸化,而该丝氨酸磷酸化的作用是促进转
录的延伸。所以,SC35 在剪接体组装和转录延伸
中都具有重要作用,在时间和空间上偶联基因转录
和 RNA 剪接[31]。
哈佛大学医学院的Robin Reed实验室用质谱分
析人类RNA 聚合酶II 免疫共沉淀的蛋白,发现很
多的SR 蛋白都可以和RNA 聚合酶II 结合,其中包
括剪接因子SF2/ASF、9G8、Tra2α、Tra2β和U1
snRNP 中的一些SR 蛋白等。这些SR 蛋白剪接因子
结合到RNA 聚合酶II 上,从而可以高效的结合新
转录的前体mRNA,增强5 剪接位点的识别效率和
提高剪接速度[32]。
在选择性剪接过程中,SR 蛋白介导的基因转
录和RNA 剪接的偶联同样重要。根据动力学模型,
5非翻译区(5-UTR)中不同的启动子可以影响转录延
伸的速度,从而使强度不同的剪接位点暴露的时间
714 生命科学 第22卷
长短不同,影响到 SR 蛋白对各个剪接位点信号的
识别,最终导致在选择性剪接水平上的差异。因此,
转录延伸的速度可以调控SR蛋白和剪接体对剪接信
号的识别进而决定特定外显子是否被选择性剪接[33]。
5.2 SR蛋白在发育和疾病中的作用
作为基因表达调控的重要元件,已经发现 SR
蛋白与人类多种疾病的产生相关联。SR 蛋白是一
些疾病发生的关键因素,如原癌基因和抑癌基因的
调控因子。最近的研究表明,经典的SR 蛋白SF2/
ASF 可以调控原癌基因Ron的选择性剪接,而Ron的
不同选择性剪接产物和肿瘤细胞的迁移有着直接的关
系[34]。另外,通过基因敲除实验,发现 SF2/ASF
对小鼠的心脏发育有着重要的影响,并证明 SF2/
ASF 对于心脏发育的重要基因CaMKIIδ的选择性剪
接起到调控作用[35]。由于SR 蛋白在选择性剪接中
主要是以剂量依赖的形式发挥作用,因此如果改变
SR 蛋白的表达水平,或改变 SR 蛋白的修饰水平,
就可能改变 SR 蛋白特异性调控的基因,进而影响
到细胞的增殖和分化。实验证明,在多种肿瘤细胞
中已经发现SR 蛋白或者磷酸化SR 蛋白的激酶表达
水平发生了显著变化[28]。
致病基因的点突变或片段缺失等会导致RNA选
择性剪接信号发生变化,从而缺失或增加某种 SR
蛋白,进一步使该致病基因的选择性剪接产物发生
变化,导致疾病的发生。比如脊髓型肌萎缩(spinal
muscular atrophy, SMA)主要是由SMN基因的突变导
致的,虽然这种突变没有改变氨基酸的编码,但是
最终影响了 SMN 基因的选择性剪接[36]。
因此,虽然没有证据表明 SR 蛋白家族成员是
直接的致病因素,但是 SR 蛋白在多种疾病相关基
因的表达中具有重要的调控作用。由于SR蛋白在调
控基因表达中的特异性,因此对于SR 蛋白的研究,
可能会为研究疾病的产生和治疗提供新的思路[28]。
6 SR蛋白与生物进化的关系
同一种 S R 蛋白在不同生物中尽管同源性很
高,但也存在一些差异,其中一个表现是 RS 结构
域的长短和复杂性上不一致。例如:参与预剪接体
组装的Prp5,它的人类同源蛋白含有较长的RS/RD
结构域,在裂殖酵母(S. pombe)中的RS结构域则较
短,而在芽殖酵母(S. cerevisiae)中则根本不含RS结
构域(图 2)。
研究发现人类和裂殖酵母Prp5的 N端 RS结构
域和U1 snRNP 相互作用,中部的DPLD motif 与
U2 SnRNP相互作用,C端则是ATPase/helicase 结
构域[37]。这一特点与各个物种的内含子数量和调控
程度强弱相吻合。人类约有 20 万个内含子,95%
的基因存在选择性剪接;裂殖酵母中约有5 000 个
内含子,屈指可数的基因存在选择性剪接,而芽殖
酵母中只有300个左右的内含子,几乎不存在选择
性剪接(表1)。目前的解释是越高等的生物,需要
调控的RNA剪接事件越多,相对应需要越多的调控
因子,如SR 蛋白,并且 SR 蛋白的 RS 结构域越复
杂。其他的SR 蛋白家族成员,如Prp16、Prp22、
U2AF、SF2/ASF 等也存在类似的现象。
表1 三个物种中的内含子数量比较
芽殖酵母 裂殖酵母 人类
S. cerevisiae S. pombe H. sapiens
总基因数 ~6 000 ~6 000 ~25 000
具有内含子的基因数 ~250 ~2 252 ~19 475
总内含子数 ~322 ~4 766 ~190 159
内含子数/基因 ~0.05 ~0.8 ~7.6
图2 三个物种中的Prp5的结构域比较示意图
715第7期 邵 伟,等:S R 蛋白家族在 R N A 剪接中的调控作用
7 SR 蛋白调控RNA 剪接的应用
7.1 在疾病治疗研究中的应用
目前针对RNA选择性剪接调控因子的研究相对
比较清楚的主要分为两类,一类是 SR 蛋白家族,
大多数起着正调控的作用;另一类是与 SR 相拮抗
的hnRNP 蛋白,主要起着负调控作用。SR 蛋白行
使功能通常是通过其RRM 结合到特异性的RNA 序列
上,通过 RS 结构域与蛋白质或者 RNA 相互作用,
但是 RRM 与 RNA 的结合并不紧密,而且其结合特
异性并不高。最近美国北卡大学的Wang Zefeng 实
验室报道了利用与RNA 紧密特异性结合的PUF 结构
域(pumilio and fem-3 结合因子)和SR蛋白或hnRNP
的相关结构域构建出人工的RNA剪接调控因子,导
入癌细胞中,可以人为控制Bcl-x 基因的选择性剪
接。Bcl-x基因的两种选择性剪接产物在细胞凋亡过
程中起到的作用不同,较长的剪接产物抑制细胞凋
亡,而较短的剪接产物促进细胞凋亡。他们发现人
工构建的RNA剪接调控因子能够特异性增加Bcl-x基
因较短剪接产物的生成,加快癌细胞的凋亡速度,
并可以有效地提高药物杀死癌细胞的效率[38]。
7.2 在害虫防治研究中的应用
昆虫的性别决定途径是由多步骤的RNA选择性
剪接级联反应调控的,果蝇中的研究清晰的证明了
这一点。研究人员一直希望通过控制昆虫的性别来
达到防治害虫的目的。“携带显性致死基因昆虫释
放(RIDL)”策略是在实验室中培养携带性别关联致
死基因的转基因害虫,释放到自然界中与野生害虫
交配,产生的后代中某一种性别的害虫全部致死,
从而达到控制害虫种群密度的目的。例如,2009
年,Fu 等报道将四环素诱导的转录激活因子(tTAV)
置于其自身结合位点tetO控制的启动子下游,形成
了一个负调控的致死系统。在缺乏四环素的情况
下,tTAV 与 tetO 结合表达高浓度的具有毒性的
t T A V ;相反在有四环素的情况下,竞争性抑制
tTAV 与 tetO 的结合,限制了毒性蛋白的表达。同
时利用地中海实蝇(Ceratitis capitata)性别决定途径中
的选择性剪接信号达到性别筛选的目的,即在
tTAV的编码阅读框内加入了地中海实蝇Tra的雌特
异性内含子片段,该片段在雌性个体中被当作内含
子切除,使 tTAV 在雌性中正常表达,最终导致雌
性个体死亡;相反,在雄性个体中,R N A 剪接信
号不被识别,该内含子片段被保留导致翻译提前终
止,无正常的具有毒性的 tTAV 表达,雄性个体生
存正常。该方法已成功制备出了地中海实蝇的性别
特异性致死系统[39]。
8 展望
关于SR 蛋白的研究存在三个层次上的科学问
题:(1)如何筛选和鉴定SR 蛋白。随着新技术的发
展和成熟,针对各个物种的转录本高通量测序和不
同组织的蛋白质组研究深入,全基因组范围筛选
SR 蛋白成为可能,预计不久的将来会鉴定出大量
的SR 蛋白。(2)如何研究和确定SR 蛋白在RNA 剪
接中的作用机制。一方面可以利用紫外交联和免疫
共沉淀技术鉴定 SR 蛋白结合的 RNA 序列特异性,
寻找某个生命代谢或调控途径中该SR蛋白可能作用
的下游靶基因;另一方面通过对 SR 蛋白磷酸化等
修饰作用的研究或其他上游调控因子的研究,有利
于阐明某个生命代谢途径的整个调控机制。当然,
关于SR蛋白作用机制的具体研究将会有助于丰富和
理解 RNA 剪接的整个过程,以及回答 RNA 剪接和
基因的转录是怎样偶联的等科学问题。(3)如何利用
该机制进行更多的诸如疾病治疗和害虫防治等方面
的应用研究。SR 蛋白是 RNA 剪接,特别是选择性
剪接的重要调控因子,许多重要基因的表达需要
RNA 选择性剪接调控,同时很多疾病的产生是由于
RNA 剪接发生紊乱导致的。因此,在各种 SR 蛋白
作用机制的深入研究基础上,通过基因工程的手
段,改变 SR 蛋白或它的作用底物,将可以进行更
多方面的应用研究。
[参 考 文 献]
[1] Chow LT, Gelinas RE, Broker TR, et al. An amazing se-
quence arrangement at the 5 ends of adenovirus 2 messenger
RNA. Cell, 1977, 12: 1-8
[2] Berget SM, Moore C, Sharp PA. Spliced segments at the 5
terminus of adenovirus 2 late mRNA. Proc Natl Acad Sci
USA, 1977, 74: 3171-5
[3] Black DL. Mechanisms of alternative pre-messenger RNA
splicing. Annu Rev Biochem, 2003, 72: 291-336
[4] Staley JP, Guthrie C. Mechanical devices of the spliceosome:
motors, clocks, springs, and things. Cell, 1998, 92: 315-26
[5] Schmucker D, Clemens JC, Shu H, et al. Drosophila Dscam
is an axon guidance receptor exhibiting extraordinary mo-
lecular diversity. Cell, 2000,101: 671-84
[6] Wojtowicz WM, Flanagan JJ, Millard SS, et al. Alternative
splicing of Drosophila Dscam generates axon guidance recep-
tors that exhibit isoform-specific homophilic binding. Cell,
2004, 118: 619-33
[7] Blencowe BJ. Alternative splicing: new insights from global
analyses. Cell, 2006,126: 37-47
716 生命科学 第22卷
[8] Wang ET, Sandberg R, Luo S, et al. Alternative isoform regu-
lation in human tissue transcriptomes. Nature, 2008, 456:
470-6
[9] Pan Q, Shai O, Lee LJ, et al. Deep surveying of alternative
splicing complexity in the human transcriptome by high-
throughput sequencing. Nat Genet, 2008, 40: 1413-5
[10] Moore MJ, Proudfoot NJ. Pre-mRNA processing reaches
back to transcription and ahead to translation. Cell, 2009,136:
688-700
[11] Wahl MC, Will CL, Luhrmann R. The spliceosome: design
principles of a dynamic RNP machine. Cell, 2009, 136: 701-
18
[12] Xu YZ, Query CC. Competition between the ATPase Prp5
and branch region-U2 snRNA pairing modulates the fidelity
of spliceosome assembly. Mol Cell, 2007, 28: 838-49
[13] Fu XD, Maniatis T. Factor required for mammalian
spliceosome assembly is localized to discrete regions in the
nucleus. Nature, 1990, 343: 437-41
[14] Fu XD, Maniatis T. Isolation of a complementary DNA
that encodes the mammalian splicing factor SC35. Science,
1992, 256: 535-8
[15] Krainer AR, Conway GC, Kozak D. Purification and char-
acterization of pre-mRNA splicing factor SF2 from HeLa
cells. Genes Dev, 1990, 4: 1158-71
[16] Szymczyna BR, Bowman J, McCracken S, et al. Structure
and function of the PWI motif: a novel nucleic acid-binding
domain that facilitates pre-mRNA processing. Genes Dev,
2003, 17: 461-75
[17] Sanford JR., Ellis J, Caceres JF. Multiple roles of arginine/
serine-rich splicing factors in RNA processing. Biochem Soc
Trans, 2005, 33: 443-6
[18] Shen H, Green MR. RS domains contact splicing signals and
promote splicing by a common mechanism in yeast through
humans. Genes Dev, 2006, 20: 1755-65
[19] Shin C, Feng Y, Manley JL. Dephosphorylated SRp38 acts
as a splicing repressor in response to heat shock. Nature,
2004, 427: 553-8
[20] Lin S, Xiao R, Sun P, et al. Dephosphorylation-dependent
sorting of SR splicing factors during mRNP maturation. Mol
Cell, 2005, 20: 413-25
[21] Caceres JF, Krainer AR. Functional analysis of pre-mRNA
splicing factor SF2/ASF structural domains. EMBO J, 1993,
12: 4715-26
[22] Zhu J, Krainer AR. Pre-mRNA splicing in the absence of an
SR protein RS domain. Genes Dev, 2000, 14: 3166-78
[23] Zhu J, Mayeda A, Krainer AR. Exon identity established
through differential antagonism between exonic splicing si-
lencer-bound hnRNP A1 and enhancer-bound SR proteins.
Mol Cell, 2001, 8: 1351-61
[24] Tuerk C, Gold L. Systematic evolution of ligands by expo-
nential enrichment: RNA ligands to bacteriophage T4 DNA
polymerase. Science, 1990, 249: 505-10
[25] Ule J, Jensen K, Mele A, et al. CLIP: a method for identify-
ing protein-RNA interaction sites in living cells. Methods,
2005, 37: 376-86
[26] Chen M, Manley JL. Mechanisms of alternative splicing
regulation: insights from molecular and genomics approaches.
Nat Rev Mol Cell Biol, 2009, 10: 741-54
[27] Calarco JA, Superina S, O’Hanlon D, et al. Regulation of
vertebrate nervous system alternative splicing and develop-
ment by an SR-related protein. Cell, 2009, 138: 898-910
[28] Lin S, Fu XD. SR proteins and related factors in alternative
splicing. Adv Exp Med Biol, 2007, 623:107-122
[29] Kornblihtt AR, de la Mata M, Fededa JP, et al. Multiple
links between transcription and splicing. RNA, 2004, 10:
1489-98
[30] Cline TW, Meyer BJ. Vive la difference: males vs females in
flies vs worms. Annu Rev Genet, 1996, 30: 637-702
[31] Lin S, Coutinho-Mansfield G, Wang D, et al. The splicing
factor SC35 has an active role in transcriptional elongation.
Nat Struct Mol Biol, 2008, 15: 819-26
[32] Das R, Yu J, Zhang Z, et al. SR proteins function in coupling
RNAP II transcription to pre-mRNA splicing. Mol Cell,
2007, 26: 867-81
[33] de la Mata M, Alonso CR, Kadener S, et al. A slow RNA
polymerase II affects alternative splicing in vivo. Mol Cell,
2003, 12: 525-32
[34] Ghigna C, Giordano S, Shen H, et al. Cell motility is con-
trolled by SF2/ASF through alternative splicing of the Ron
proto oncogene. Mol Cell, 2005, 20: 881-90
[35] Xu X, Yang D, Ding JH, et al. ASF/SF2-regulated CaMKIIδ
alternative splicing temporally reprograms excitation-con-
traction coupling in cardiac muscle. Cell, 2005, 120: 59-72
[36] Pedrotti S, Bielli P, Paronetto MP, et al. The splicing regu-
lator Sam68 binds to a novel exonic splicing silencer and
functions in SMN2 alternative splicing in spinal muscular
atrophy. EMBO J, 2010, 29: 1235-47
[37] Xu YZ, Newnham CM, Kameoka S, et al. Prp5 bridges U1
and U2 snRNPs and enables stable U2 snRNP association
with intron RNA. EMBO J, 2004, 23: 376-85
[38] Wang Y, Cheong CG, Hall TM, et al. Engineering splicing
factors with designed specificities. Nat Methods, 2009, 6:
825-30
[39] Shen HM. Activation-induced cytidine deaminase acts on
double-strand breaks in vitro. Mol Immunol, 2007, 44: 974-
83
[39] Fu G, Fondon KC, Epton MJ, et al. Female specific insect
lethality engineered using alternative splicing. Nat Biotechnol,
2007, 25: 353-7