免费文献传递   相关文献

Biogenesis, mechanism, function of microRNAs in animals and plants

动植物miRNA的生物合成、作用机理及其功能



全 文 :生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
第 19卷 第 2期
2007年 4月
Vol. 19, No. 2
Apr., 2007
动植物miRNA的生物合成、作用机理及其功能
龙 茹1,2,李玉花1,徐启江1*
(1 东北林业大学花卉生物工程研究所,哈尔滨 150040;
2河北科技师范学院野生植物资源应用研究所,秦皇岛 066600)
摘 要:microRNAs (miRNAs)是生物体内源长度约为20-23个核苷酸的非编码小RNA,通过与靶mRNA
的互补配对而在转录后水平上对基因的表达进行负调控,导致mRNA的降解或翻译抑制。到目前为止,
已报道有几千种miRNA 存在于动物、植物、真菌等多细胞真核生物中,进化上高度保守。在植物和
动物中,miRNA虽然都是通过与其靶基因的相互作用来调节基因表达,进而调控生物体的生长发育,
但miRNA执行这种调控作用的机理却不尽相同。同时miRNA在动植物体内的形成过程也存在很多的不
同之处。本文综述了动植物 mi R N A 的生物合成、作用机理、生物功能等方面的研究进展。
关键词:植物;动物;m i R N A;转录后基因沉默
中图分类号:R752; Q942.6; Q952.6  文献标识码:A
Biogenesis, mechanism, function of microRNAs in animals and plants
LONG Ru1,2, LI Yuhua1, XU Qijiang1*
(1 Research Institute of Flower Biotechnology, Northeast Forestry University, Harbin 150040, China;
2 Research Institute of Wild Plant Resources Application, Hebei Normal University of Science & Technology,
Qinhuangdao 066600, China)
Abstract: MicroRNAs (miRNAs) are a class of endogenous noncoding single-stranded RNA with about 22-23
nucleotides length. MicroRNA function as sequence-specific negative regulators in post-transcriptional gene
silencing by base pairing with target mRNAs, which leads to mRNA cleavage or translational repression.
Several thousands of miRNAs have been reported by far in multicellular eukaryotes as diverse as animals,
plants and fungi,which are conserved during evolution. Although miRNAs regulate gene expression by the
interaction with their targeted mRNAs and then regulate the growth and development of plants and animals,
the mechanism is very different in plants and animals. Meantime,there are also many differences in the
biogenesis of miRNAs in plants and animals. This review highlights recent findings on the differences of the
miRNA biogenesis,molecular mechanism and biological functions in plants and animals.
Key words: plant;animal;miRNA;post-transcriptional gene silencing
微小 RNA (microRNA,简称miRNA)是与转录
后基因沉默相关的一类长度为 21 - 25nt 的重要
RNA,1993年,首次在秀丽隐杆线虫(Caenorhabditis
elegans)中发现[1]。现已证实,miRNA广泛存在于
文章编号 :1004-0374(2007)02-0127-05
收稿日期:2007-01-08;修回日期:2007-03-12
基金项目:中国高技术研究发展计划(2006AA102129)
作者简介:龙 茹( 1 9 7 3 —),女,硕士研究生,讲师;徐启江( 1 9 6 9 —),男,博士,副教授,硕士生导师,
*通讯作者,Tel: 0451-82191783,E-mail: qijiangxu@126.com
真核生物细胞内,是最大的基因家族之一,大约占
到整个基因组的 1%[2],在精细调控基因表达及生物
生长发育过程方面发挥着重要作用[2-3]。任何miRNAs
的失调都会导致细胞调控事件的剧变[4]。最近研究
128 生命科学 第19卷
表明,miRNA在生物体内的多样化调控途径中扮演
着关键性角色,包括控制发育进程、细胞分化、细
胞凋亡、细胞分裂以及器官的发育。miRNA与其靶分
子组成了一个复杂的调控网络,如某一特定的
miRNA可以与多个mRNA分子结合而发挥调控功
能,反之,不同的miRNA分子也可以结合在同一
mRNA分子上,协同调控此mRNA分子的表达[5]。
本文综述了动物和植物中的miRNA在生物发生、作
用机理及功能等方面研究进展。
1 miRNA的生物合成
研究发现,动植物细胞内的miRNA都是一组非
编码蛋白质的短序列RNA[6],具有很高的保守性[7]。
miRNA是由RNA聚合酶Ⅱ在基因组的不同区域转录
形成较长的 pre-miRNA,然后加工而成[8]。动物
miRNA广泛存在基因簇现象,即多个miRNA由同一
个前体RNA加工而来,且来自同一基因簇的miRNA
具有较强的同源性,不同基因簇的miRNA的同源性
则较弱[9],基因组的基因之间及结构基因的内含子
区域均存在大量编码miRNA的基因,因此,来源
于 pre-mRNA 内含子区域的miRNA伴随 pre-mRNA
的剪接而形成;而植物miRNA多数由单一 pre-RNA
加工而来,只有极少数miRNA,如miR395存在基
因簇现象[10]。除了极少数特例(编码miR402的基因
被发现存在于 pre-mRNA内含子区域[11]),编码
miRNA的基因主要存在于编码蛋白的基因之间的区
域,且大多是远离 miRNA目标基因的独立的转录单元。
动物中,细胞核内编码miRNA的基因首先在
RNA聚合酶Ⅱ的作用下发生转录,形成长度约为几
百个核苷酸的初级转录物—— pri-miRNA[12],初级
转录物在 RNase III家族酶——Drosha的作用下进
一步被加工成为只含 60- 70 nt具有茎环结构的单
个miRNA前体—— pre-miRNA[13],由转运蛋白
Exportin-5运送到细胞质;在另一个 RNase III家族
酶——Dicer的参与下,miRNA前体被加工形成双
链miRNA,随后miRNA的双链解链形成成熟的
miRNA[14]。成熟的miRNA通过与一种类似 RISC
(the RNA-induced silencing complex)的核糖核蛋
白结合形成miRNP而发挥作用[15]。
植物中,细胞核内编码miRNA的基因的转录
与加工是偶联的,即miRNA的形成过程是在细胞核
中完成的,不存在miRNA前体从细胞核到细胞质的
运输过程。首先,细胞核中编码miRNA的基因在
RNA聚合酶Ⅱ的作用下转录形成长度约为几百个核苷
酸的初级转录物—— pri-miRNA;然后在一种类
Dicer酶——DCL1的作用下形成miRNA前体 pre-
miRNA[16],该前体长度一般为 64- 303 nt, DCL1
继续作用于 pre-miRNA而形成双链miRNA;最后,
双链miRNA在miRNA甲基转移酶——HENI的作用
下,使 3 端最后一个核苷酸发生甲基化修饰。甲
基化的主要作用是阻止转移酶、聚合酶的活性[16]。
以上过程均在细胞核中完成的。成熟的miRNA或者
是在细胞核中与类似 RISC的核糖核蛋白结合形成
miRNP,然后被Exportin 5的同源物——HASTY运
送到细胞质中,或者是先被HASTY运送到细胞质
中,再与核糖核蛋白结合形成miRNP。
2 miRNA的作用机理
miRNA可以指导 RISC在转录后水平上下调基
因的表达:mRNA的降解或翻译抑制。采取何种沉
默方式是由mRNA的特性所决定的,如果mRNA能
够与miRNA完全互补,该mRNA就会被RISC特异
地降解;如果mRNA不能与miRNA完全互补,仅
在某个位点与miRNA互补,那么 RISC就不会特异
地降解mRNA,只是阻止mRNA作为翻译的模板而
不能合成蛋白质[17-19]。
研究发现,在植物和动物发育过程中,
miRNA与靶mRNA结合的程度和部位不同,作用方
式也不同。在动物中,多数miRNA以不完全互补
方式与其靶mRNA的 3端非翻译区的识别位点结
合,从而阻碍翻译机器对该mRNA的翻译来调控基因
表达,但不影响mRNA的稳定性。如线虫中的miRNA
lin-4就是以这种方式调控它的两个靶基因——lin-14
和 lin-28的翻译[20-21]。
植物中,miRNA与靶mRNA的结合位点在开
放阅读框中,而不在 3 端非编码区,并且这种结
合完全互补,致使靶mRNA降解,从而引发了基
因沉默。此现象是Hutvagner和 Zamore[15]对拟南芥
miRNA let-7的研究时首次发现的。后来 Leave等[22]
也证明,拟南芥中miR171可与 SCL转录因子家族
3个成员的内部序列完全互补,并以类似RNAi的作
用途径降解靶mRNA。
3 miRNA在几种动植物模式生物中的功能
至今仅在多细胞的生物体中发现了miRNA,这
暗示miRNA的功能很可能与细胞及组织的分化有
关,最近的许多研究证实了这一点。Kanellpoulou
等[23]研究发现:不能形成miRNA的小鼠胚胎干细胞
能够生存但不分化;而斑马鱼的生殖细胞不需要
miRNA也能进行正常的生命活动并可分裂产生新的
生殖细胞[24]。因而,未分化的或分化程度很低的细
129第2期 龙 茹,等:动植物 m iRN A的生物合成、作用机理及其功能
胞不需要miRNA维持其功能,但miRNA在多细胞
生物的生长发育中起着非常重要的作用。
3.1 miRNA在拟南芥(Arabidopsis thaliaha)中的功
能 已在拟南芥中发现了几十种miRNA,其中多数
miRNA 的靶基因是转录因子或与个体发育和信号转
导有关的调控蛋白的编码基因,它们可能参与植物
激素信号通路、叶片的生长、植物器官的识别和再
生、器官边界的形成与分离、器官的极化、发育
阶段的转换和小RNA代谢等过程[16],但对其靶基因
和功能了解得非常清楚的miRNA并不多。
Palatnik等[25]研究表明,miR-Jaw是控制植物叶
和其他细胞分裂的miRNA,在叶片形态发生中具有
重要的作用。只有 Jaw与靶序列——TCP正确作用
才能发育形成扁平叶。miR-Jaw的过量表达可使细
胞分裂过旺,导致叶片表面凸起卷缩,并可延迟开
花时间。Millar和Gubler[26]发现,miR159在拟南芥
中通过调控MYB33和MYB65两种转录因子基因调节
植物的生殖发育。MYB33和MYB65在花粉囊的发
育过程中能阻止绒毡层的过度生长。过量表达
miR159将导致开花时间延迟和花粉囊发育缺陷使繁
殖能力丧失。另外,有研究表明,miR164通过对
靶基因CUP SHAPED COTYLEDON (CUC)1, 2等的
作用,调控分裂组织中的边界尺寸以及胚胎、营养
器官和花的形成与分离。miR164过量表达将导致花
器官的融合,有时会导致子叶融合。CUC2的表达
能够恢复萼片分裂,使萼片间边界宽度增加,CUC1
的表达会减少萼片数量,同时增加花瓣的数量,并
使叶子变宽[27-28]。
拟南芥中还有一类调控分裂组织功能和维管系
统、侧生器官极性的miRNA——miR165/166,它有
三个靶基因——PHABULOSA (PHB)、PHAVOLUTA
(PHV)和 REVOLUTA (REV),这三个靶基因是HD-
zip基因家族的成员,HD-zip和KANADI(KAN1, 2, 3)
两类家族基因间的反相互作用调控植物体的侧生器
官——叶、花以及维管系统的极性(即近轴面和远轴
面的不同)。HD-zip基因在分生组织和侧生器官的
近轴区表达,而KAN基因则在侧生器官的远轴区表
达。miR165/166缺失将会使叶片远轴区域基因发生持
续突变,因此,导致近轴化叶片和花器官的形成[16]。
3.2 miRNA在秀丽隐杆线虫(C. elegans)中的功能 
lin-4[1]是最早发现的miRNA,它参与线虫发育的时
序调控。lin-4有两个靶基因—— lin-14和 lin-28。
lin-14编码一种核蛋白,可调控线虫从幼虫 L1期到
L2期的转换;lin-28编码一种冷休克锌指蛋白,可
促使线虫从幼虫 L2期向 L3期转换[20]。lin-4功能缺
失会导致线虫在幼虫晚期重复出现幼虫 L1期的特
征,结果使线虫的成熟结构缺失(如成熟表皮、阴
门)和排卵受到阻碍[1]。let-7[29]是线虫中又一发现较早
的miRNA,它与 lin-4一样,参与线虫发育的时序调
控。let-7有 lin-41、hbl-1、daf-12、pha-4和 ras五个
靶基因,其中 lin-41编码一种RBCC(ring finger,B box,
coiled coil)蛋白。lin-41如果被抑制则导致幼虫多蜕
一次皮,使幼虫期产生成熟表皮;lin-41的过量表
达导致幼虫少蜕一次皮,使成虫带有幼虫的表皮[30];
hbl-1[31]则与成体腹神经索神经元的发育时序有关,
负调控成体时序特异性转录因子 LIN-29;hbl-1的
3UTR同样也具有 let-7的靶位点。
lsy-6和 miR-273两种miRNA的级联通路介导线
虫中化学感觉受体基因(GCY-7 / GCY-5)的左/右非对
称表达。这种非对称性表达是线虫感觉识别系统的
一部分,使其能区分周围环境中各种吸引性或排斥
性的化学刺激。线虫包括ASE left(ASEL)和ASE right
(ASER)两种非对称化学感觉神经元;ASEL和ASER
能检测到不同的化学物质,两者的协同作用能使线
虫对外界化学刺激作出选择性应答。lsy-6在ASEL中
表达,并抑制其靶基因 cog-1,最终促使GCY-7高表
达且抑制GCY-5的表达[27]; miR-273在ASER中表达,
并抑制靶基因DIE-1(lsy-6 的上游调控因子),最终促
使GCY-5高表达且抑制GCY-7的表达[32]。
3.3 miRNA在果蝇(Drosophila melanogaster)中的功
能 在果蝇中已知的miRNA并不多,包括Bantam、
miR-14、miR-7等,其中Bantam是研究最清楚的一
个miRNA。Bantam的靶基因是Hid,Hid编码的蛋白能
抑制细胞分裂增殖,从而导致细胞程序性死亡[33]。
如果Bantam在组织中过量表达,就会促进细胞分裂
增殖而抑制细胞程序性死亡;相反,Bantam功能
的缺失会导致果蝇的死亡。因此,Bantam对细胞
程序性死亡基因是一种负调控。miR-14也起到调节
细胞凋亡的作用。Xu等[34]研究认为miR-14的靶基
因可能是Drice,Drice编码的蛋白能够调控细胞程
序性死亡和脂肪代谢,因而miR-14是细胞程序性死
亡的强抑制剂。miR-14功能的缺失会使细胞大量死
亡,而miR-14的过量表达会抑制细胞死亡。miR-7
是与Notch信号通路有关的一种miRNA。miR-7的
异位过量表达会导致下游Notch靶基因——Cut表达
量的减少,使果蝇出现翅缘缺刻等现象[35-36]。
3.4 miRNA 在斑马鱼(zebrafish)中的功能 Wineholds
等[24]研究斑马鱼胚胎发育时发现,早期未分化的胚
130 生命科学 第19卷
胎细胞中多数miRNA是不表达的。dicer缺陷型斑
马鱼的胚胎早期发育正常,但是在受精 8d后,由
于母源性Dicer酶耗尽,miRNAs无法成熟而死亡。
将母本的Dicer mRNA敲除,发现在开始的 24h内,
这些胚胎依然发育正常,但在随后的早期胚胎发育
中死亡。以上现象表明,miRNA在早期胚胎发育
中并不重要,但对于后期胚胎的生长和发育是非常
重要的。在斑马鱼胚胎发育早期唯一高效表达的
miRNA是miR-430家族的成员。Giraldez等[37]在dicer
突变型斑马鱼的胚胎中注射miR-430可有效的改变
大脑形态的畸形,也可在某种程度上调节神经发
育。另外,在干细胞中,dicer-1突变型的细胞停
滞在G1期而不发生分化,这说明某些miRNA调控
干细胞从 G1期到 S期的转换[23]。
3.5 miRNA 在小鼠(mouse)中的功能 miRNA在哺
乳动物胚胎发育中起着相当重要的作用。在胚胎发
育中,有些miRNA的作用是相当明显和具体的,如
miR-196、miR-1、miR-143等;有些miRNA的作
用则不是具体的,但却在很多生理过程中都起作
用,如miR-375、miR-122a等。现就其功能做一
介绍。miR-196的靶基因是 HOXB8,在发育 15 d
的小鼠胚胎中,可直接降解 H OX B8 基因编码的
mRNA,同时可能抑制HOXC8、HOXD8和HOXA7
的表达[38]。miR-1的靶基因——Hand2编码转录因
子,能促进心室心肌细胞扩张[39]。miR-1在小鼠心
脏发育中能调控心肌细胞在分化和增殖间的平衡。
在转基因的小鼠心脏中miR-1的过量表达,将使心
肌细胞失去增殖和扩张能力,暗示了心肌细胞分化
的不成熟[41]。miR-143在脂肪组织中表达相当高,
调控脂肪细胞的分化;敲除miR-143将抑制脂肪细
胞特异性基因的表达,导致甘油三酯的累积并增加
潜在靶基因 Erk5的表达水平[40]。miR-375在鼠胰岛
细胞中特异表达,调控Mtpn基因以及葡萄糖调控
的胰岛素胞外分泌[41]; 另外,miR-375还在斑马鱼
脑下垂体高效表达。这表明miR-375还可能通过调
控Mtpn基因的表达水平,调节其他激素和神经内
分泌产物的分泌[37]。miR-122a在成体肝脏中高表
达,且在哺乳动物肝脏发育过程中是上调的,靶基
因 CAT-1与miR-122a的表达负相关,因此,在成
体肝脏中检测不到 CAT-1[42]; 同时还发现miR-122a
在小鼠睾丸精子发生过程中差异表达,靶基因Tnp2
(Transition protein 2)为转录后调控的睾丸特异性基
因,参与精子发生过程中的染色质重建[43]。
4 miRNA与人类(human)疾病
近年来的研究发现,miRNA与人类多种疾病的
发生、发展有关。Caldas和 Brenton[44]研究表明,
在许多癌细胞中,miRNA的表达水平都会发生改
变,推测它们可能起到原癌基因和抑癌基因的作
用。如mir-17-92簇上游调控因子为原癌基因——
c-Myc,它编码一种调控细胞增殖、生长、凋亡的
转录因子。该簇在 B细胞淋巴瘤中上调;其过量表
达会阻断凋亡途径并加剧 c-Myc诱导的 B细胞淋巴
瘤的形成[45]。因而miR-17-92簇具有癌基因特性。
在人类肺癌患者中 let-7 miRNA 表达水平降低;同
时体外实验表明,在肺腺癌细胞系A549中 let-7的
高表达则抑制了肺癌细胞生长[46]。
现已证实miRNA与人类病毒感染性疾病也有
关。如 Sullivam等[47]研究表明,SV40编码的 2种
miRNA可以与早期病毒mRNA完全匹配并使匹配的
mRNA降解,这能减少病毒 T抗原的表达但不减弱
病毒的感染能力,从而减少 T细胞对病毒的敏感性
并使细胞因子产生得更少:因此该2种miRNA在总
体上有利于病毒的成功感染。Lecellier等[48]研究表
明内源性miRNA也可介导抗病毒防御,如miR-32
是由宿主产生的内源性miRNA,可阻断逆转录酶病
毒 PFV-1(primary foamy type 1)在人体细胞内
的积累;PFV-1编码的一种蛋白 Tas 可部分抑制
miRNA诱导的对 PFV-1累积效应的阻断。
5 展望
miRNA的发现是RNA研究领域的一个里程碑式
突破。miRNA是生物体内一类重要的小 RNA,具
有调控生物体的生长发育、细胞程序性死亡以及新
陈代谢等多种功能。目前,虽然已经鉴定出了大量
的miRNA,但作用机理以及许多miRNA的生理功
能还不是很清楚。随着对模式生物体内miRNA的形
成、功能及作用机理的深入研究,最终将能解释为
什么miRNA在动物和植物中功能相似而作用机理不
同,以及miRNA在不同生物体中是如何调控其生长
发育的,使人类更好地了解生命的本质,同时应用
于重大疾病的治疗。
[参 考 文 献]
[1] Lee R C, Feinbaum R L, Ambros V. The C.elegans
heterochronic gene lin-4 encodes small RNAs with antisense
complementarity to lin-14. Cell, 1993, 75: 843-854
[2] Bartel D P. MicroRNAs: Genomics, biogenesis, mechanism,
and function. Cell, 2004, 116: 281-297
[3] Ambros V. MicroRNA pathways in flies and worms: Growth,
death, fat, stress, and timing. Cell, 2003, 113: 673-676
[4] Pilal R S. MicroRNA function: Mulitple mechanism for a
tiny RNA. RNA, 2005, 11: 1753-1761
131第2期 龙 茹,等:动植物 m iRN A的生物合成、作用机理及其功能
[5] Lewis B P, Shih I H, Jones Rhoades M W, et al.Prediction of
mammalian microRNA targets. Cell, 2003, 115: 787-798
[6] Lee R C,Ambros V. An extensive class of small RNAs
from in Caenorhabditis elegans. Science, 2001, 294:862-864
[7] Bartel B, Bartel D P. Micro RNAs:At the root of plant
development? Plant Physiol, 2003, 132:709-717
[8] Kim V N. MicroRNA biogenesis: Coordinated cropping and
dicing. Nat Rev Mol Cell Biol, 2005, 6: 376-385
[9] 江 舸, 金由辛. 微RNA-Science杂志 2002年十大科技
突破第一名. 生命的化学, 2003, 23: 1-3
[10] Millar A A, Waterhouse P M. Plant and animal microRNAs:
similarities and differences. Funct Integr Genomics, 2005, 5:
129-135
[11] Chang S, Johnston R J, Frøkjoer-jensen C, et al. MicroRNAs
act sequentially and asymmetrically to control chemosen-
sory laterality in the nematode. Nature, 2004, 430: 785-789
[12] Lee Y, Kim M, Han J, et al. MicroRNA genes are transcribed
by RNA polymerase II. EMBO J, 2004, 23: 4051-4060
[13] Lee Y, Ahn C, Han J, et al. The nuclear RNase III Drosha
initiates microRNA processing.Nature, 2003, 425 :415-419
[14] Lee Y, Jeon K, Lee J T, et al. MicroRNA maturation:
stepwise processing and subcellular localization. EMBO J,
2002, 21: 4663-4670
[15] Hutvagner G, Zamore P D. A microRNA in a multiple-turn-
over RNAi enzyme complex. Science, 2002, 297: 2056-2060
[16] Chen X. MicroRNA biogenesis and function in plants. FEBS
Lett, 2005, 579: 5923-5931
[17] Doench J G, Peterson C P, Sharp P A. siRNAs can function
as miRNAs. Genes Dev, 2003, 17: 438-442
[18] Zeng Y, Wagner E J, Cullen B R. Both natural and designed
microRNAs can inhibit the expression of cognate mRNAs
when expressed in human cells. Mol Cell, 2002, 9: 1327-1333
[19] Zeng Y, Yi R, Cullen B R. MicroRNAs and small interfering
RNAs can inhibit mRNA expression by similar mechanisms.
Proc Natl Acad Sci USA, 2003, 100: 9779-9784
[20] Wightman B, Ha I, Ruvkun G. Posttranscriptional regula-
tion of the heterochronic gene lin-14 by lin-4 mediates temporal
pattern formation in C. elegans. Cell, 1993, 75: 855-862
[21] Moss E G, Lee R C, Ambros V. The cold shock domain
protein LIN-28 controls developmental timing in C.elegans
and is regulated by the lin-4 RNA. Cell, 1997, 88: 637-646
[22] Leave C, Xie Z, Kasschau K D, et al. Cleavage of Scarecrow-
like mRNA targets directed by a class of Arabidopsis miRNA.
Science, 2002, 297: 2053-2056
[23] Kanellopoulou C, Muljo S A, Kung A L, et al. Dicer-defi-
cient mouse embryonic stem cells are defective in differen-
tiation and centromeric silencing. Genes Dev , 2005, 19:
489-501
[24] Wienholds E, Kloosterman W P, Miska E, et al. MicroRNA
expression in zebrafish embryonic development. Science,
2005, 309: 310-311
[25] Palatnik J F, Allen E, Wu X, et al. Control of leaf morpho-
genesis by microRNAs. Nature, 2003, 425: 257-263
[26] Millar A A, Gubler F. The Arabidopsis GAMYB like genes,
MYB33 and MYB65, are microRNA-regulated genes that
redundantly facilitate anther development. Plant Cell, 2005,
17: 705-721
[27] Laufs P, Peaucelle A, Morin H, et al. MicroRNA regulation
of the CUC genes is required for boundary size control in
Arabidopsis meristems. Development, 2004, 131:4311-4322
[28] Mallory A C, Dugas D V, Bartel D P, et al. MicroRNA
regulation of NAC-domain targets is required for proper
formation and separation of adjacent embryonic, vegetative,
and floral organs. Curr Biol, 2004, 14: 1035-1046
[29] Reinhart B J, Slack F J, Basson M, et al. The 21 nucleotide
let-7 RNA regulates developmental timing in Caenorhabditis
elegans. Nature, 2000, 403: 901-906
[30] Slack F J, Basson M, Liu Z, et al. The lin-41 RBCC gene
acts in the C. elegans heterochronic pathway between the
let-7 regulatory RNA and the LIN-29 transcription factor.
Mol Cell, 2000, 5: 659-669
[31] Lin S Y, Johnson S M, Abraham M, et al. The C.elegans
hunchback homolog, hbl-1, controls temporal patterning and
is a probable microRNA target. Dev Cell, 2003, 4: 639-650
[32] Johnston R J, Hobert O. A microRNA controlling left/right
neuronal asymmetry in Caenorhabditis elegans. Nature,
2003, 426: 845-849
[33] Brennecke J, Hipfner D R, Stark A, et al. Bantam encodes a
developmentally regulated microRNA that controls cell pro-
liferation and regulates the proapoptotic gene hid in
Drosophila. Cell, 2003, 113: 25-36
[34] Xu P Z, Vernooy S Y, Guo M, et al. The Drosophila microRNA
Mir-14 suppresses cell death and is required for normal fat
metabolism. Curr Biol, 2003, 13: 790-795
[35] Stark A, Brennecke J, Russell R B, et al. Identification of
Drosophila microRNA targets. PLOS Biol, 2003, 1: 1-13
[36] Lai E C, Tam B, Rubin G M. Pervasive regulation of Droso-
phila Notch target genes by GY-box-, Brd-box-, and Kbox-
class microRNAs. Genes Dev, 2005, 19: 1067-1080
[37] Giraldez A J, Cinalli R M, Glasner M E, et al. MicroRNAs
regulate brain morphogenesis in zebrafish. Science, 2005,
308: 833-838
[38] Yekta S, Shih I H, Bartel D P. MicroRNA directed cleavage
of HOXB8 mRNA. Science, 2004, 304: 594-596
[39] Zhao Y, Samal E, Srivastava D. Serum response factor regu-
lates a muscle-specific microRNA that targets Hand2 during
cardiogenesis. Nature, 2005, 436: 214-220
[40] Esau C, Kang X, Peralta E, et al. MicroRNA-143 regulates
adipocyte differentiation. J Biol Chem, 2004, 279: 52361-52365
[41] Poy M N, Eliasson L, Krutzfeldt J, et al. A pancreatic islet-
specific microRNA regulates insulin secretion. Nature, 2004,
432: 226-230
[42] Chang J, Nicolas E, Marks D, et al. miR-122, a mammalian
liver-specific microRNA, is processed from hcr mRNA and
may downregulate the high affinity cationic amino acid trans-
porter CAT-1. RNA Biol, 2004, 1: 106-113
[43] Yu Z, Raabe T, Hecht N B. MicroRNA122a reduces expres-
sion of the post-transcriptionally regulated germ cell transi-
tion protein 2 (Tnp2) messenger RNA (mRNA) by mRNA
cleavage. Biol Reprod, 2005, 73:427-433
[44] Caldas C, Brenton J D. Sizing up miRNAs as cancer genes.
Nat Med, 2005, 11: 712-714
[45] He L, Thomson J M, HemannM T, et al. A microRNA
polycistron as a potential human oncogene. Nature, 2005,
435: 828-833
[46] Takamizawa J, Konishi H, Yanagisawa K, et al. Reduced
expression of the let-7 microRNAs in human lung cancers in
association with shortened postoperative survival. Cancer
Res, 2004, 64: 3753-3756
[47] Sullivan C S , Grundhoff A T , Tevethia S, et al. SV402
encoded microRNAs regulate viral gene expression and re-
duce susceptibility to cytotoxic T cells. Nature, 2005, 435:
682-686
[48] Lecellier C H, Dunoyer P, Arar K, et al. A cellular microRNA
mediates antiviral defense in human cells. Science, 2005,
308: 557-560