免费文献传递   相关文献

The design and future of bio-inspired nanomaterials

基于发光共轭聚合物的核酸生物传感器*



全 文 :生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
第 20卷 第 3期
2008年 6月
Vol. 20, No. 3
Jun., 2008
基于发光共轭聚合物的核酸生物传感器 *
唐艳丽,王 树**
(中国科学院化学研究所有机固体重点实验室,北京 100080)
摘 要:本文介绍了以发光共轭聚合物为基础,以荧光为检测手段,针对核酸进行特异性识别的一类
检测信号放大的生物传感器。主要介绍了 DNA和 RNA的几种检测方法,探讨了影响荧光传感信号的
因素。
关键词:发光聚合物;核酸(DN A 或 RNA)检测;荧光信号放大;生物传感器
中图分类号:Q631.11;TP212.3  文献标识码:A
文章编号 :1004-0374(2008)03-0383-07
近年来,共轭聚合物与生命科学的交叉学科吸
引了众多科研工作者的兴趣。基于共轭聚合物的新
型生物传感器在医疗诊断、基因突变观测、基因传
输监控、环境检测以及国家安全防御等方面具有广泛
的应用前景,是目前共轭聚合物研究的热点之一[1-9]。
在光化学传感器研究中,作为光学识别信号转换功
能的敏感材料是影响传感器性能的最重要因素之
一,它决定了传感器的检测灵敏度。因此,设计、
发展优良的敏感材料一直是传感器研究的热点。近
年来,发光聚合物(CPs)作为生物传感元件越来越
受到人们的关注。CPs具有强的吸光能力,并且分
子链具有“分子导线”功能,其共轭骨架允许电
子或能量在整条链上自由流动。当淬灭剂结合到链
上的任何一个位点时,就会阻碍整条链上的电子或
能量流动,从而改变其荧光特性,即一个淬灭剂可
能淬灭整条共轭聚合物链发出的荧光,这样就产生
了增强的电子传递淬灭效果(图 1)。CPs由于这些独
特的光电性质而成为一类新型的传感材料,可作为
化学和生物靶分子高度反应性的光学传导体,可用
来放大荧光传感信号,为生物传感器的发展提供了
新的传感模式[10-13]。
在CPs的主链上接上带电荷基团(如N(CH3)4+与
SO3--)的支链可使其具有水溶性,水溶性为 CPs与生
物基质,如蛋白质和DNA的相互作用提供了基本条
件[14]。常用的水溶性 CPs有聚噻吩、聚芴、聚苯
乙炔、聚苯乙烯以及它们的衍生物等,这些聚合物
的特点是主链上都有共轭的芳香环结构,侧链带有
阴离子或阳离子基团,能与带电荷的蛋白质或核酸
收稿日期:2008-02-25
基金项目:中国科学院“百人计划”项目
*原英文报告名:Flurometric assays for DNA and pro-
tein with conjugated polyelectrolytes
**通讯作者:E-mail: wangshu@iccas.ac.cn
形成复合物。在众多的 CPs中,阳离子发光聚合物
由于在DNA或RNA特异性识别生物传感器上的应用,
近几年来,成为相关研究者们广泛关注的热点[15-25]。
1 基于发光共轭聚合物的DNA生物传感器
1.1 无荧光标记探针的DNA检测 对于寡核苷酸的
快速检测、传染病和各种基因疾病的诊断需要有简
单而可靠的序列特异性识别检测方法。2002年,加
拿大Leclerc研究组[15]报道了一种新的电活性和光活
性的水溶性阳离子聚噻吩衍生物,用它和一条含特
定序列的捕获探针可以很容易地将寡聚核苷酸杂化
转化为清楚明显的荧光与紫外 - 可见光信号输出。
这种方法简单、快速,不需要探针和被分析物参与
任何的化学反应。该方法的理论基础是:由于单链
DNA(ssDNA)呈柔性结构,而双链DNA(dsDNA)由
于双螺旋的形成而呈刚性结构,所以它们通过静电
力与阳离子聚噻吩相互作用所诱导的聚噻吩的共轭
链的构型明显不同。聚噻吩在仅有探针 ssDNA(X1)
存在时,共轭链以平面构型存在,这种构型容易引
起分子间的聚集,使荧光发生淬灭;当目标检测
ssDNA(Y1)加入后,由于 Y1与探针 X1杂化形成
dsDNA, CD谱表明阳离子聚噻吩共轭链以双螺旋构
型存在,最大程度的避免了平面化,聚噻吩发出荧
384 生命科学 第20卷
光。当加入相对于探针X1具有两个碱基错配的目
标 ssDNA (Y2)时,由于杂化形成 dsDNA 受到限
制,导致聚噻吩的荧光被淬灭。利用这个方法还可
以区别一个碱基不配对(Y3)的情况。这种方法的检
测限为 2×10-14 mol/L。
2003年,Nilsson和 Inganäs[26]报道了一种具有
高度序列特异选择性的荧光DNA杂化检测方法。该
方法中的光传感元素是一种水溶性的具有电活性和
光活性的聚噻吩(POWT:poly-{3-[(s)-5-amino-5-
c a r b o x y - 3 - o x a p e n t y l ] - 2 , 5 - t h i o p h e n y l e n e
hydrochloride})。POWT侧链为氨基酸基团,随
着 pH值的变化,侧链所带电荷也发生变化。具有
非平面化螺旋结构的POWT在室温保温5min后,荧
光发射光谱在 540nm处呈现最大发射峰,另外由于
聚合物链间的聚集,光谱在较长波长(595 nm)处出
现肩峰,使得荧光量子产率从单链状态的 26%下降
到 4%。当加入一个具有 20个碱基长度的 ssDNA
时,POWT在碱性溶液保温下,540nm处的荧光
发射峰强度会下降, 而 595nm处的发射峰强度增
强,但荧光量子产率却没有提高。这表明 POWT
由于与寡核苷酸发生了相互作用,从而使得 POWT
分子链间的聚集进一步增强。他们认为 ssDNA带负
电荷的磷酸骨架与聚合物侧链带有正电荷的氨基发
生了静电相互作用,POWT分子内氨基与羧基间的
相互作用被破坏,这些因素导致了聚合物构型的平
面化,结果使DNA链的碱基与邻近聚合物链的羧基
形成氢键,这样就产生了聚合物链的聚集。在这个
体系中再加入一条20个碱基长度的配对DNA单链,
由于发生DNA杂化,POWT的最大发射波长移至
约 585nm处,且荧光强度增强。该发射峰的产生
可能是由于 POWT分子链内相互作用的原因。因为
互补碱基之间形成了氢键,聚合物链与 ssDNA链之
间的氢键遭到破坏,导致了聚合物链与链之间分
开,荧光量子产率大大提高。该方法能在室温下检
测单碱基不配对 ssDNA而不需要杂化升温步骤,检
测限是 10-11 mol/L。当聚合物沉积到玻璃表面上,
DNA与聚合物间的相互作用同样能被检测,为基于
生物芯片的DNA检测提供了新方法。
1.2 荧光素标记 PNA作探针的 DNA检测 近年
来,肽核酸(PNA)的研究在基因研究方面开辟了一
个新的方向[27,28]。在 PNA中,DNA带负电荷的磷
酸链被中性的多肽链所取代,从而缺少了DNA负电
荷间的库仑斥力,使得 PNA/DNA的结合比DNA/
DNA更快、更稳定且更具特异识别性[29]。与dsDNA
相比,PNA/DNA结合物更具热稳定性,不易被核
酸酶、蛋白酶和肽酶等生物降解[30,31]。另外,溶
液离子强度和pH值对PNA/DNA的杂化影响较小,因
而提供了一个更宽的DNA检测平台。Gaylord等[16]提
出了一个以荧光素标记的 PNA(PNA-Fl)为探针检测
DNA的方法。阳离子聚芴(CCP)和荧光素的选择符
合Förster荧光共振能量转移(FRET)的光学要求,即
CCP的发射光谱与荧光素的吸收光谱有较好的重
叠。在溶液中加入CCP和 PNA-Fl探针,由于PNA-
Fl不带电荷,所以不存在 CCP与 PNA-Fl之间的静
电相互作用,CCP与荧光素距离较远,而不能产生
有效的 FRET。向上述溶液中加入 ssDNA,有以下
图1 共轭聚合物荧光超淬灭示意图
385第3期 唐艳丽,等:基于发光共轭聚合物的核酸生物传感器
两种情况发生:情况 A 对应于加入完全配对的
ssDNA,它随即与探针PNA杂化得到双螺旋ssDNA/
PNA-Fl,CCP通过静电相互作用与之形成复合物
CCP/ssDNA/PNA-Fl,CCP与荧光素之间距离缩
短,发生有效的 FRET,荧光素发射强的荧光;当
加入不配对的 ssDNA(情况B)时,ssDNA与 PNA不
能杂化,仅在 CCP和 ssDNA之间存在静电相互作
用,因此 CCP与荧光素之间 FRET距离仍会较长,
而不能有效地传递能量,荧光素不发射荧光。
PNA/DNA 间的杂化因此可用增强的荧光素荧光发射
强度来测量。在完全配对的 ssDNA目标分子存在
下,荧光素的荧光发射强度是直接激发荧光素产生
的荧光强度的 25倍,这表明荧光素发射的增强是
CCP的光学信号放大效应引起的,该方法的检测限
为 10pmol/L。Gaylord等还对能量转移效率进行了
优化选择,实验表明,当[CCP]/[PNA- Fl]=1:1(电
荷比)时,FRET效率最高;当[CCP]/[PNA- Fl]<1
时,不是所有的 ssDNA/PNA-荧光素杂化链都能有
效的与 CCP链结合;当[CCP]/[PNAs-Fl]>1时,不
是所有的 CCP发射的光子能传递到 ssDNA/PNA-Fl
杂化链上,因而都降低了 FRET效率。这种方法可
用于 PCR分析。另外,由于 PNA可与 dsDNA结
合形成三螺旋结构,因此 PNA-Fl/CCP这一传感器
平台能用于 dsDNA的直接检测。
对Gaylord等提出的这个DNA特异检测方法,
Xu等[32]用超快速光谱技术(pump-dump-emission
spectroscopy,PDEs)对 FRET过程进行了时间分辨
研究。该技术已被用来研究发光高分子材料激发态
的淬灭动力学和电荷产生的机制[33-35]。PDEs技术提
供了飞秒级的时间分辨,提高了信噪比,且不受溶
液的干扰,因此在极稀溶液中,PDEs对时间分辨
能量传递动力学的检测设计是一个理想的选择,远
优于传统的 pump/probe实验。实验表明,在中等
浓度的水溶液中,从聚合物CCP到荧光素的能量传
递动力学指数是二级。同时发现不完全配对的
PNA/DNA也存在有效的 FRET;改用水和NMP有
机溶剂混合液,可提高选择性,但能量传递效率降
低。在水溶液中,静电和疏水的协同相互作用使得
CCP与荧光素的距离较近;在水和NMP混合溶剂
中,CCP主链与DNA碱基之间的疏水相互作用被
大大削弱,使得 CCP与荧光素的距离变远。这些
结果表明,静电和疏水性相互作用共同影响着CCP/
PNA-Fl/DNA复合物的结构。
1.3 荧光素标记 DNA作探针的DNA检测 虽然
PNA得到广泛应用,用 PNA作探针也有许多优点,
但是DNA的合成、纯化和标记更简单可行,DNA/
DNA杂化作用在生物体内更普遍,因而能更好的被
人们理解。Gaylord等[17]在原来实验方案的基础上
用荧光素标记的DNA(DNA-Fl)代替 PNA- Fl作探
针,来研究 DNA序列的特异识别。实验表明,当
阳离子聚芴(CCP)与 dsDNA的电荷浓度比为 1:1时,
FRET效率最高,并且加入完全配对的目标DNA 能
量传递效率是不完全配对目标DNA的3倍;缓冲液
离子浓度越高,FRET效率越低,表明了静电相互
作用在控制发光聚合物和DNA之间的距离上起着决
定作用。对 CCP结构和光学特性进一步优化、更
好的理解控制发光聚合物和DNA结合的作用力,将
有望获得实际意义上的 DNA检测。
1.4 基于DNA嵌入剂的DNA检测 用上述1.3段中
的方法来检测DNA的特异性识别,尽管操作简单可
行,但由于不完全配对的DNA与 CCP也会发生作
用,产生较弱的 FRET,因而该方法的缺点是背景
噪音信号较高。为提高该DNA检测方法的选择性,
2004年Wang等[18]提出在CCPs/DNA-Fl/ssDNA这个
体系中加入dsDNA嵌入剂溴乙锭(EB),文献[36-38]
报道 EB嵌入到 dsDNA碱基对的内部,可使荧光量
子产率增加,通过 FRET将 CCP激发能传递到 EB
上,EB只有在加入特定序列的DNA发生DNA/DNA
杂化形成 dsDNA时,才能发出荧光。该法极大地
提高了DNA 检测的选择性。Wang等[18]设计的第一
种方案是:在 CCP、无标记的 ssDNA探针和 EB混
合液中加入未知目标 ssDNA,如果两条 ssDNA是
完全配对的,则会形成DNA的双螺旋结构,EB嵌
入到 dsDNA中,静电作用拉近了 CCPs与 dsDNA/
EB大分子间的距离,激发 CCP后,通过 FRET能
量传递到 EB,EB发射出荧光;如果加入的是不完
全配对的目标 ssDNA,则不能形成双螺旋结构,EB
不能插入到DNA中,因 EB为阳离子,与 CCPs有
静电排斥作用,给体和受体距离较远而不发生
FRET,因而检测不到 EB的荧光。
从溶液中获得的荧光光谱图可看出,FRET的
效率并不高,作为一个传感器系统,以荧光为基础
的检测能区分 ssDNA和 dsDNA,但不灵敏。从
Förster能量转移方程可以看出 EB与 CCP之间低效
的 FRET是由于CCP与EB间不匹配的方位因子(k2)
造成的[39,40]。为提高 FRET效率,Wang等在探针
386 生命科学 第20卷
ssDNA的 5末端引入了荧光素作标记,由于荧光素
可围绕DNA的 5末端自由旋转,这样 CCP与荧光
素之间,荧光素与 EB之间的方位因子匹配均得到
了优化,实际上荧光素起到了CCP与EB 之间FRET
桥的作用,体系A:加入完全配对的目标 ssDNA,
它能与探针 ssDNA-C* 形成双螺旋结构,EB嵌入到
dsDNA-Fl中,激发CCP时能量首先传递到 dsDNA-
Fl(ET-1),再从dsDNA-Fl传递到EB(ET-2), EB发出
荧光;体系 B:加入了不完全配对的目标 ssDNA,
它不能与探针 ssDNA-Fl杂化形成双螺旋结构,则
EB不能嵌入到DNA中因而不会激发出荧光。荧光
素的引入改善了从CCP到EB的整个能量传递过程,
有效放大了 CCP到 EB 的 FRET信号, EB发出增幅
8 倍的荧光。
1.5 固相介质上的DNA检测 前面几种针对DNA
的检测都是在溶液中进行的,所用的发光聚合物、
生物分子探针和目的检测物都能溶解在水溶液中,
荧光能量传递在溶液中进行。2002年,Kushon等[41]
提出了一种新的检测体系,将发光聚合物材料固定
在微球表面,实现了对炭疽热病毒相关序列的检
测。所用的发光聚合物是聚苯乙炔(PPE)和生物素
衍生化的聚苯乙炔(PPE-B)。PPE是典型的导电高分
子材料,同时也是良好的荧光材料。PPE可通过自
组装或共价键合的方式连接到聚苯乙烯微球表面,
同时仍保持了荧光特性和超淬灭能力。实验所选用
的聚苯乙烯微球,表面用抗生蛋白链菌素预先处理
过之后,再将生物素衍生化的生物分子探针 ALF-
Capture和聚合物连接在微球表面,当加入带有淬灭
剂的靶基因DNA-QTL,就产生了超淬灭现象;当
加入目的检测物 ALF-Target之后,再加入 DNA-
QTL,由于ALF-Target和DNA-QTL与生物分子探
针的结合存在竞争,荧光淬灭程度减弱,并且减弱
的程度是与加入的ALF-Target量有关,因此可定量
的检测ALF-Target;类似的,先在溶液中加入ALF-
Target、ALF-Capture和固定量的DNA-QTL,使两
种含ALF的靶基因与ALF-Capture竞争结合,再加
入聚苯乙烯微球,淬灭的程度仍依赖于ALF-Target
加入的量。实验表明,该方法可简捷、快速、灵
敏地检测DNA,利用该方法还实现了对单碱基错配
的检测 [ 42 ]。
2 基于发光共轭聚合物的RNA生物传感器
2.1 以多肽为探针的RNA检测 RNA-蛋白质之间
的相互作用调节着细胞内转录、转录后修饰、RNA
分裂和复制过程[43-46]。许多致病病毒像艾滋病病毒
类型 1(HIV-1)[47]、picornaviruses[48]和肺炎病毒[49]的
复制循环依赖于RNA和蛋白质之间高度的特异性相
互作用。Wang等[19]提出了一种基于发光共轭聚合
物的荧光信号高倍增幅的RNA检测方法。此方法检
测包括三个要素:CCP、荧光素标记的多肽探针
(protein-Fl)和待检测的靶基因 RNA。
在 CCP与探针 protein-Fl溶液中加入 RNA,情
况A:加入了与protein-Fl特异性识别的RNA,RNA
与 protein-Fl发生结合,由于 RNA本身带负电荷的
缘故,CCP与 protein-Fl/RNA通过静电相互作用形
成三元复合物 CCP/protein-Fl/RNA,拉近了 CCP与
荧光素之间的距离,能够发生有效的 FRET;情况
B:加入了非特异性识别的 RNA,它与 protein-Fl
不能结合, CCP与RNA通过静电相互吸引结合在一
起并远离 protein-Fl,因而不能发生有效的 FRET。
为了证实这一原理,文献[50,51]选用HIV-1的信使
RNA部分 TAR RNA作为靶基因,以荧光素标记的
与艾滋病相关的多肽 Tat-Fl为探针[50,51],在 CCP、
Tat-Fl混合液中加入 TAR RNA,Tat-Fl特异性识别
TAR RNA,由于 CCP与 TAR RNA的静电相互吸
引,激发 CCP时能量转移到荧光素,荧光素发出
增幅 40倍的荧光;反之,在 CCP、Tat-Fl混合液
中加入非特异性识别 dTAR RNA, 在 CCP、非特异
性识别SH3-C 混合液中加入TAR RNA, 则没有FRET
发生,荧光素不发出荧光。该方法具有灵敏性高和
选择性好的特点,为人类艾滋病毒的诊断检测开启
了一个新的突破口。
2.2 荧光素标记的 RNA为探针的 RNA检测 对
RNA的检测方法常用的有凝胶分析法[52,53]、表面等
离子体共振技术[54-56]和 UV熔解曲线分析[57]。但这
些方法费时,且RNA样品量消耗大。2004年Liu等[21]
报道了一种用荧光素标记的 RNA(RNA-Fl)作探针,
依靠CCP与RNA静电相互作用的区别来检测靶基因
RNA的新方法。检测的目标靶基因 RNAT与 RNA-
Fl通过 tetraloop/receptor interaction(TRIs)[53,58]形成复
合物,增加了负电荷数,阳离子聚芴衍生物 CCP
与RNAT/RNA- Fl间静电作用相比于RNA-Fl单独存
在时增强,从而缩短了CCP与荧光素间的距离,提
高了FRET效率,增强了荧光素的荧光强度。RNA1
带有GAAA四级环,5末端用荧光素标记(RNA1-
Fl),用它作为探针,非特异性的 RNA2-4作为靶基
因。RNA1与RNAT形成二聚体的水平反映在FRET
387第3期 唐艳丽,等:基于发光共轭聚合物的核酸生物传感器
的效率光学信号的放大上。在 3 8 0 n m 处激发,
[RNA1-Fl]=100 nmol/L,[CCP]=4×10-6 mol/L时,
RNA1-Fl与 RNA2-4的二聚化依次降低,荧光素的
荧光强度依次减少,这样就可以有效地对目标RNA
进行检测。进一步了解控制 CCP和 RNA相互作用
的机制,进一步优化 CCP的性质,在 RNA库中对
RNA-RNA之间的三级相互作用可望获得实际意义上
的检测。
3 影响 FRET效率的一些因素
根据 Förster能量传递方程[59],FRET的效率与
以下几个方面有关:(1) 给体的发射光谱与受体的吸
收光谱的重叠积分;(2)给体和受体激发态偶极间的
相对取向;(3)给体和受体分子间的距离。研究者
们对基于荧光的核酸检测实验,发光聚合物与受体
分子间的FRET效率作了详细的研究。影响FRET效
率的因素主要有:荧光能量受体的选择、CCP的
重复单元数、CC P 侧链的长度、溶剂的极性等。
3.1 CCP的重复单元数对FRET的影响 CCP作为
荧光化学和生物学传感器平台[5,10,11],优点在于:相
对于小分子而言,可通过分子内和链内的能量传递
将信号放大[12,13]。因此,CCP的重复单元数(RU)对
FRET效率有较大的影响。Wang等[23]研究了 RU和
FRET效率之间的关系,发现随着 RU值的增大,
FRET效率也随着增加。另据文献[60]报道,对于
分子内的能量传递,共轭聚合物的有效共轭单元数
为6-8个。
3.2 CCP侧链的长度对FRET的影响 Liu等[22]通过
实验发现,在水溶液中,带较长侧链的寡聚物有较
好的能量传递效率和较高的 Stern-Volmer淬灭常数
(K sv) ;在甲醇中,能量传递效率差别不大,但带
较短侧链的寡聚物有较高的Ksv。可能的解释是CCP
侧链随着链长的增加则疏水性增加,在水溶液中,
CCP与ssDNA-Fl由于疏水相互作用而更加接近,Ksv
增大,能量传递效率也增加;在甲醇中,疏水性
作用减小,侧链较短,则给体 CCPs与受体荧光素
之间的距离缩短,FRET效率较高,Ksv也随着增加。
3.3 溶剂对 FRET的影响 发光聚合物的光、电性
质受分子结构和超分子组装的控制[61]。研究者们为
探索在光电器件使用中怎样优化分子链间的排列,
深入研究了发光聚合物在有机溶剂中的聚集行为[62-65]。
了解 CCP在溶液中的聚集行为,可以阐明 CCP传
递光电信号的原理。2004年,Wang和 Bazan[66]报
道了在水溶液中,随着加入的有机溶剂四氢呋喃
(THF)量的不同,水溶性发光聚合物 CCP呈现不同
的聚集倾向,以及这些不同聚集倾向对 FRET的影
响。实验表明,当 THF/H2O=60:40(v:v)时,CCP
荧光强度最大;当 TH F%> 80 %,强度下降;当
THF在 30%— 80%间,CCP最大发射波长蓝移到
414 nm,当 THF/H2O=90:10时, 最大发射波长红移
到 423 nm。这些结果表明 CCP存在两种不同的聚
集态。在水溶液中,类似于胶束的结构,CCP的
聚集受分子链间的疏水性相互作用主导,侧链中的
正电荷朝向外部水溶液,由于 π−π相互作用导致自
淬灭而降低了发射强度,当加入 Tex Red标记的
DNA时,虽然发生能量转移,但 FRET效率不高;
加入THF则破坏了这种聚集态,分子链间的堆积减
少则自淬灭减少,荧光量子产率增强,当加入 Tex
Red标记的 DNA时,发生能量转移,且 FRET效
率较高;当 THF含量超过 80%时,由于静电相互
作用占主导,类似于反向胶束的结构,CCP形成了
一种新的聚集态,正电荷朝向内部,主链朝向外部
溶液,由于 π−π相互作用导致自淬灭而降低了发射
强度,当加入 Tex Red标记的DNA时,由于 CCP
与DNA之间的静电作用非常弱,几乎不发生能量转
移。这些结果表明溶剂的极性影响发光聚合物的聚
集态,进一步影响 FR ET 效率。
4 总结
本文对近几年来基于发光共轭聚合物的核酸检
测方面的一些重要研究工作了简要概述。共轭聚合
物具有强的光捕获能力,具有倍增光学响应性,可
用来放大荧光传感信号,为生物传感器的发展提供
了新的传感模式。最近我们以水溶性共轭聚合物作
为新型荧光探针,设计了系列基于共轭聚合物的核
酸传感体系,成功实现了对 DNA构象转化、甲基
化以及单核苷酸多态性(SNP)的灵敏检测[67-69]。进
一步研究聚合物生物传感的机理、寻找高效的荧光
能量转移体系,利用共轭聚合物为探针从多角度深
入研究基因水平上的生命反应过程,必将为基因组
学研究、疾病诊断、基因突变的检测等创造一个更
为便利的研究平台。
[参 考 文 献]
[1] Wang J. From DNA biosensors to gene chips.Nucleic Acids
Res, 2000, 28: 3011-6
[2] Umek RM, Lin SW, Viclmetter J, et al. Electronic detection
of nucleic acids: A versatile platform for molecular diagnostics.
J Mol Diag, 2001, 3: 74-84
388 生命科学 第20卷
[3] Schork NJ, Fallin D, Lanchbury JS. Single nucleotide poly-
morphisms and the future of genetic epidemiology. Clin
Genet, 2000, 58: 250-64
[4] Balakin KV, Korshun VA, Mikhalcv II, et al. Conjugates of
oligonucleotides with polyaromatic fluorophores as promis-
ing DNA probes1. Biosens Bioelectron,1998,13: 771-8
[5] McQuade DT, Pullen AE, Swager TM. Single nucleotide
polymorphisms and the future of genetic epidemiology.
Chem Rev, 2000, 10: 2537-74
[6] Dybertret BM, Calame M, Libchaber A. Single-mismatch
detection using gold-quenched fluorescent oligonucleotides.
Nat Biotechnol, 2001,19: 365-70
[7] Cardullo RA, Agrawal S, Flores C, et al. Detection of nucleic
acid hybridization by nonradiative fluorescence resonance
energy transfer. Proc Natl Acad Sci USA, 1988, 85: 8790-4
[8] Xu XH, Bard AJ. Immobilization and hybridization of DNA
on an aluminum(III) alkanebisphosphonate thin film with
electrogenerated chemiluminescent detection. J Am Chem
Soc, 1995, 117: 2627-31
[9] Peterlinz K, Georgiadis R, Herne T, et al. Observation of
hybridization and dehybridization of thiol-tethered DNA
using two-color surface plasmon resonance spectroscopy. J
Am Chem Soc, 1997, 119: 3401-2
[10] Chen LH, McBranch DW, Wang HL, et al. Highly sensitive
biological and chemical sensors based on reversible fluores-
cence quenching in a conjugated polymer. Proc Natl Acad
Sci USA, 1999, 96: 12287-92
[11] Wang DL, Gong X, Heeger PS, et al. Biosensors from conju-
gated polyelectrolyte complexes . Proc Natl Acad Sci USA,
2002, 99: 49-53
[12] McQuade DT, Hegedus AH, Swager TM. Signal amplifica-
tion of a "turn-on" sensor: harvesting the light captured by a
conjugated polymer. J Am Chem Soc, 2000, 122: 12389-90
[13] Yang JS, Swager TM. Fluorescent porous polymer films as
TNT chemosensors: electronic and structural effects. J Am
Chem Soc,1998,120: 11864-73
[14] Shi SQ, Wudl F. Synthesis and characterization of a water-
soluble poly (p-phenylenevinylene) derivative. Macromolecules,
1990, 23: 2119-24
[15] Ho HA, Boissinot M, Bergeron G, et al. Colorimetric and
fluorometric detection of nucleic acids using cationic
polythiophene derivatives. Angew Chem Int Ed, 2002, 41
(9): 1548-51
[16] Gaylord BS, Heeger AJ, Bazan GC. DNA detection using
water-soluble conjugated polymers and peptide nucleic acid
probes. Proc Natl Acad Sci USA, 2002, 99(17): 10954-7
[17] Gaylord BS, Heeger AJ, Bazan GC. DNA hybridization
detection with water-soluble conjugated polymers and chro-
mophore-labeled single-stranded DNA. J Am Chem Soc,
2003, 125: 896-900
[18] Wang S, Gaylord BS, Bazan GC. Fluorescein provides a
resonance gate for FRET from conjugated polymers to DNA
intercalated dyes. J Am Chem Soc, 2004, 126: 5446-51
[19] Wang S, Bazan GC. Optically amplified RNA-protein de-
tection methods using light-harvesting conjugated polymers.
Adv Mater, 2003, 15(17): 1425-8
[20] Liu B, Bazan GC. Interpolyelectrolyte complexes of conju-
gated copolymers and DNA: platforms for multicolor
biosensors. J Am Chem Soc, 2004, 126: 1942-3
[21] Liu B, Baudrey S, Jaeger L, et al. Characterization of
tectoRNA assembly with cationic conjugated polymers. J
Am Chem Soc, 2004, 126: 4076-7
[22] Liu B, Wang S, Bazan GC, et al. Shape-adaptable water-
soluble conjugated polymers. J Am Chem Soc, 2003, 125:
13306-7
[23] Wang S, Liu B, Gaylord BS, et al. Size-specific interactions
between single- and double-stranded oligonucleotides and
cationic water-soluble oligofluorenes. Adv Funct Mater,
2003, 13: 463-7
[24] Leclerc M, Ho HA. Affinitychromic polythiophenes: a novel
bio-photonic tool for high-throughput screening and
diagnostics. Synlett, 2004, 2: 380-7
[25] Wilson JN, Wang YQ, Lavigne JJ, et al. A biosensing model
system: selective interaction of biotinylated PPEs with
streptavidin-coated polystyrene microspheres. Chem Comm,
2003: 1626-7
[26] Nilsson KPR, Inganös O.Chip and solution detection of
DNA hybridization using aluminescent zwitterionic
polythiophene derivative. Nat Mater, 2003, 2: 419-24
[27] Nielsen PE, Egholm M. Peptide nuleic acids: protocols and
applications[M]. Portland: Horizon Scientific Press, 2002:
1-19
[28] Stender H, Fiandaca M, Hyldig-Nielsen JJ, et al. PNA for
rapid microbiology. J Microbiol Methods, 2002, 48: 1-17
[29] Egholm M, Buchardt O, Christensen L, et al. PNA hybrid-
izes to complementary oligonucleotides obeying the
WatsonCrick hydrogen-bonding rules. Nature,1993, 365:
566-8
[30] Nielsen PE. Applications of peptide nucleic acids. Curr Opin
Biotechnol, 1999, 10: 71-5
[31] Demidov VV, Potaman VN, Frankkamenetskii MD, et al.
Stability of peptide nucleic acids in human serum and cellu-
lar extracts. Biochem Pharmacol, 1994, 48: 1310-3
[32] Xu QH, Gaylord BS, Wang S, et al. Time-resolved energy
transfer in DNA sequence detection using water-soluble con-
jugated polymers: The role of electrostatic and hydrophobic
interactions. Proc Natl Acad Sci USA, 2004, 101: 11634-9
[33] Yan M, Rothberg LJ, Kwock EW, et al. Interchain excita-
tions in conjugated polymers. Phys Rev Lett, 1995, 75(10):
1992-5
[34] Rothberg LJ, Yan M, Fung AWP, et al. Photogeneration
mechanism and exciton binding energy in phenylenevinylene
polymers. Synth Metals, 1997, 84: 537-8
[35] Müller JG, Lemmer U, Feldmann J, et al. Precursor states for
charge carrier generation in conjugated polymers probed by
ultrafast spectroscopy. Phys Rev Lett, 2002, 88: 147401
[36] Lepecq JB, Paoletti C. A fluorescent complex between
ethidium bromide and nucleic acids: physical-chemical
characterization. J Mol Biol, 1967, 27: 87-106
[37] Morgan AR, Pulleyblank DE. Native and denatured DNA,
cross-linked and palindromic DNA and circular covalently-
closed DNA analysed by a sensitive fluorometric procedure.
Biochem Biophys Res Commun, 1974, 61: 346-403
[38] Birnboim HC, Jevcak JJ. Fluorometric method for rapid
389第3期 唐艳丽,等:基于发光共轭聚合物的核酸生物传感器
detection of DNA strand breaks in human white blood cells
produced by low doses of radiation. Cancer Res, 1981, 41:
1889-92
[39] Mergny JL, Garestier T, Rougee M, et al. Fluorescence en-
ergy transfer between two triple helix-forming oligonucle-
otides bound to duplex DNA. Biochemistry, 1994, 33:
15321-8
[40] Shinozuka K, Seto Y, Sawai H. A novel multifunctionally
labelled DNA probe bearing an intercalator and a fluorophore.
J Chem Soc Chem Commun,1994: 1377-8
[41] Kushon SA, Ley KD, Bradford K, et al. Detection of DNA
hybridization via fluorescent polymer superquenching.
Langmuir, 2002, 18(20): 7245-9
[42] Kushon SA, Bradford K, Marin V, et al. Detection of aingle
nucleotide mismatches via fluorescent polymer superquenching.
Langmuir, 2003, 19: 6456-64
[43] Nagai K, Mattay FW. RNA-protein interactions[M].Fron-
tier in Molecular Biology Series. Oxford: Oxford University
Press, 1994
[44] Varani G. RNA-protein intermolecular recognition. ACC
Chem Res, 1997, 30: 189-95
[45] Vaishinav YN, Wong-Staal F. The biochemistry of aids. Annu
Rev Biochem, 1991, 60: 577-630
[46] Jain C, Belasco JG. Rapid genetic analysis of RNA-protein
interactions by translational repression in Escherichia coli.
Methods Enzymol, 2000, 318: 309-32
[47] Sullenger BA, Gilboa E. Emerging clinical applications of
RNA. Nature, 2002, 418: 252-8
[48] Pilopenko EV, Pestova TV, Kolupaeva VG, et al. A cell
cycle-dependent protein serves as a template-specific trans-
lation initiation factor. Genes Dev, 2000, 14: 2028-45
[49] Portela A, Digard P. The influenza virus nucleoprotein: a
multifunctional RNA-binding protein pivotal to virus
replication. J Gen Virol, 2002, 83: 723-34
[50] Chen L, Frankel AD. A peptide interaction in the major
groove of RNA resembles protein interactions in the minor
groove of DNA. Proc Natl Acad Sci USA, 1995, 92: 5077-
81
[51] Leulliot N, Varani G. Current topics in RNA-protein
recognition: control of specificity and biological function
th rough induced f it and con formational capture.
Biochemistry, 2001, 40: 7947-56
[52] Lodmell JS, Ehresmann C, Ehresmann B, et al. Structure and
dimerization of HIV-1 kissing loop aptamers1. J Mol Biol,
2001, 311: 475-90
[53] Jaeger L, Westhof E, Leontis NB. TectoRNA: modular as-
sembly units for the construction of RNA nano-objects .
Nucl Acids Res, 2001, 29: 455-63
[54] Hendrix M, Priestley ES, Joyce GF, et al. Direct observa-
tion of aminoglycoside-RNA interactions by surface plas-
mon resonance. J Am Chem Soc, 1997, 119: 3641-8
[55] Aldaz-Carroll L, Tallet B, Dausse E, et al. Apical loop-inter-
nal loop interactions: a new RNA-RNA recognition motif
identified through in vitro selection against RNA hairpins of
the hepatitis C virus mRNA. Biochemistry, 2002, 41: 5883-
93
[56] Wilson WD. Analyzing biomolecular interactions. Science,
2002, 295: 2103-5
[57] Chen XY, Kierzek R, Turner DH. Stability and structure of
RNA duplexes containing isoguanosine and isocytidine. J
Am Chem Soc, 2001, 123: 1267-74
[58] Jaeger L, Leontis NB. Tecto-RNA: one-dimensional self-
assembly through tertiary interactions. Angew Chem Int
Ed, 2000, 39(14): 2521-4
[59] Lakowicz JR. Principles of fluorescence spectroscopy[M].
2nd ed. New York: Plenum Publishing Corporation, 1999
[60] Müllen K, Wegner G. Electronic materials: the oligomer
approach[M]. Weinheim: Wiley-VCH, 1998
[61] Kim J. Assemblies of conjugated polymers. Intermolecular
and intramolecular effects on the photophysical properties
of conjugated polymers. Pure Appl Chem, 2002, 74: 2031-
44
[62] Nguyen T-Q, Doan V, Schwartz BJ. Conjugated polymer
aggregates in solution:contral of interchain interactions. J
Chem Phys, 1999, 10: 4068-78
[63] Goto H, Okamoto Y, Yashima E. Solvent-induced chiroptical
changes in supramolecular assemblies of an optically active,
regioregular polythiophene. Macromolecules, 2002, 35: 4590-
601
[64] Mouter JC, Saintl-Aman E, Tran-Van F, et al. Poly(glucose-
pyrrole) modified electrodes: A novel chiral electrode for
enantioselective recognition. Adv Mater, 1992, 4: 511-3
[65] Menon A, Galvin M, Nalz KA, et al. Structural basis for the
spectroscopy and photophysics of solution-aggregated con-
jugated polymers. Synth Met, 2004,141: 197-202
[66] Wang S, Bazan GC. Solvent-dependent aggregation of a wa-
ter-soluble poly(fluorene) controls energy transfer to chro-
mophore-labeled DNA. Chem Comm, 2004: 2508-9
[67] He F, Tang YL, Yu MH, et al. Quadruplex-to-duplex transi-
tion of G-rich oligonucleotides probed by cationic water-
soluble conjugated polyelectrolytes. J Am Chem Soc, 2006,
128: 6764-5
[68] Duan XR, Li ZP, He F, et al. A sensitive and homogeneous
SNP detection using cationic conjugated polymers. J Am
Chem Soc, 2007, 129: 4154-5
[69] Feng F, D Tang YL, He F, et al. Cationic conjugated poly-
mer/DNA complexes for amplified fluorescence assays of
nucleases and methyltransferases. Adv Mater, 2007, 19:
3490-5