全 文 ：第25卷 第4期
2013年4月
Vol. 25, No. 4
Apr., 2013
生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
文章编号：1004-0374(2013)04-0427-08
麻痹性贝类毒素的生物合成研究进展
姚　戈，曹　瑛*，范崇旭，应天翼，陈冀胜
(北京药物化学研究所，北京102205)
摘　要：麻痹性贝类毒素 (paralytic shellfish toxins, PSTs)产自多种淡水蓝细菌及海洋甲藻，常见于爆发的水
华及贝类中，其神经毒性对人畜具有很高的危险性，PSTs中毒事件在全球范围内时有发生。基因组学技术
的发展使毒素生物合成基因簇及相关基因得以发现并初步验证。综合已报道的 5种蓝细菌基因簇及相关合
成基因生物信息学分析结果，综述了 PSTs的生物合成过程及推导的功能酶类，并对各种环境调控因素影响
毒素合成的机理进行了总结。
关键词：麻痹性贝类毒素；基因簇；生物合成
中图分类号：Q948.8; X145 文献标志码：A
Advances in the research of biosynthesis of paralytic shellfish toxins
YAO Ge, CAO Ying*, FAN Chong-Xu, YING Tian-Yi, CHEN Ji-Sheng
(Beijing Institute of Pharmaceutical Chemistry, Beijing 102205, China)
Abstract: Paralytic shellfish toxins (PSTs) occur naturally in harmful algae blooms composed of marine
dinoflagellates, as well as in freshwater cyanobacterial blooms, which are considered as a serious neurotoxicological
health risk that may affect humans and animals. Many cases of paralytic shellfish poisoning have occurred globally
every year. Recently, the candidate PSTs biosynthesis gene clusters were described and the genes involved were
identified. In this paper, reviews of the putative functional enzymes implicated in proposed PSTs biosynthetic
pathway are made based on the annotation and bioinformatics characterization of the biosynthetic gene clusters in
five cyanobacterial species reported before, and the environmental factors that regulate the production of PSTs are
summarized.
Key words: paralytic shellfish toxins; gene cluster; biosynthesis
收稿日期：2012-09-08； 修回日期：2012-11-07
*通信作者：E-mail: cao_ying2002@hotmail.com; Tel:
010-66758256
近二十年来，基因组学和蛋白质组学相关技术
不断进步，关于自然界次级代谢产物的生物合成研
究得以快速发展，其研究对象涵盖脂肪酸、聚酮、
多肽或氨基酸类衍生物、萜类、生物碱、糖或糖苷
衍生物等多种结构类型。麻痹性贝类毒素 (paralytic
shellfish toxins, PSTs)是一类天然产生的具神经毒性
的生物碱，目前已知多个属的淡水蓝细菌 (Cylindro­
spermopsis、Aphanizomenon、Anabaena、Planktothrix、
Raphidiopsis, Lyngbya)以及海洋赤潮甲藻 (Alexan­
drium、Gymnodinium、Pyrodinium)都能合成这类
次级代谢产物 [1-3]。PSTs在水华或赤潮中滋生蓄积，
会引起鱼类、家畜死亡，并可经食物链不断富集，
在某些食用贝类及鱼类体内达到危险的高水平。
PSTs每年会造成近 2 000起中毒事件 [4]，我国近海
也曾发生过多起中毒事件 [5-7]。对此类毒素生物合
成机制的研究有助于监测与防治毒素引起的危害，
故越来越受到相关学者的重视。
随着蓝细菌基因组学的发展，特别是产毒菌株
PSTs生物合成基因簇的发现与验证，为研究 PSTs
生物合成过程提供了新的依据。本文综合已报道的
多种蓝细菌基因簇及相关合成基因生物信息学分析
结果，对 PSTs生物合成过程及推导的功能酶类进
生命科学 第25卷428
行了综述。
1　PSTs化学结构
PSTs是一类具有高毒性的神经毒素，自从第
一种 PSTs——石房蛤毒素 (saxitoxin，STX)在 1957
年被发现以来 [8]，目前已报道该类同系物达 57种 [2]。
PSTs是一类四氢嘌呤化合物，其结构上的 4
个位点 (R1~R4)可以发生乙酰化、羟基化、磺酰化、
氨甲酰化等多种取代反应 (图 1)。根据取代基的不
同，PSTs可分成以下几类：氨甲酰基类、磺酰氨甲
酰基类、脱氨甲酰基类、脱氧脱氨甲酰基类、羟基
苯甲酸类、磺酰基苯甲酸类，以及 Lyngbya wollei
毒素 (乙酰基类毒素 )[2]。取代基的差异导致毒性水
平呈现多样化 [3]。通常认为，PSTs结构中带有正电
荷的胍基基团可以与电压门控 Na+通道的羧基基团
相互作用，从而阻断 Na+通道，导致动作电位无法
形成，引起神经中毒。迄今为止尚没有针对 PSTs
中毒的解毒药。
图1　麻痹性贝类毒素化学结构
2　PSTs生物合成的遗传基础研究
PSTs在自然界中产生机制的研究尚处于起步
阶段。1993年，Shimizu[9]利用放射性同位素标记
前体物质培养产毒甲藻试验，提出了精氨酸、乙酸
盐与甲硫氨酸作为 PSTs合成前体的推测，首次提
出了 STX生物合成路线。2008年，Kellmann等 [10]
利用简并引物通过 PCR在蓝细菌 Cylindrospermop­
sis raciborskii T3中鉴定得到了 O-氨甲酰转移酶基
因 sxtI，并最终发现了用于 STX生物合成的 sxt基
因簇，开启了由功能酶系催化的 PSTs生物合成途
径研究之门。
2.1　PSTs生物合成路线的阐明
Kellmann等 [10]在报道中提出，C. raciborskii
T3的 sxt基因簇全长大约 35 kb，编码 31个开放阅
读框 (ORFs)。通过序列比对分析，归属了 26个蛋白，
这些蛋白具有 30种催化功能，并利用液相色谱 -
串联质谱方法 (LC-MS-MS)鉴定了 STX生物合成
过程的部分中间产物。由此进一步修正了 Shimizu
提出的 STX生物合成路线 (图 2)，这是目前最为广
泛认可的 STX合成路线。在该合成路线中，STX
的生物合成起始于 SxtA参与的精氨酸与乙酰基的
克莱森缩合反应，其反应如下：首先产生中间产物
A；然后在脒基转移酶 SxtG作用下，将另一分子精
氨酸的脒基转移到 A上，得到 B；B在胞嘧啶核苷
脱氨酶 SxtB作用下，形成第一个含有杂环的化合
物 C；在 SxtD (甾醇脱饱和酶类 )作用下，C末端
的 2个碳原子间形成双键，然后在 SxtS(酮戊二酸
依赖的双加氧酶 )催化下双键环氧化；该环氧基团
在 SxtS作用下可开环形成醛基，在多种酶参与下，
经过系列反应，完成 STX基本骨架的构建。由于
在 LC-MS-MS分析中检测到了中间产物 E，因此
Kellmann等 [10]认为侧链形成的醛基有可能在乙醛
还原酶 SxtU作用下被还原为羟基，然后经 O-氨甲
酰转移酶 SxtI催化，形成氨基甲酸酯衍生物。C12
位的两个羟基则有可能是通过末端加氧酶 SxtT和
SxtH催化形成，最终得到目标产物 STX。
2.2　PSTs基因簇中功能酶系的对比分析
除了上述的 C. raciborskii T3，其他 3株念珠
藻科产毒种 (Aphanizomenon sp. NH-5、Anabaena
circinalis AWQC131C和 Raphidiopsis brookii D9)及
1株颤藻科产毒种 L. wollei的 sxt基因簇也相继被
报道 [11-13](图 3)。已报道的 5种产毒株的基因簇含
有一组功能基因 (表 1)，被认为负责 PSTs的生物
合成，但不同物种中的这组基因在长度和组成上均
存在差异。与 C. raciborskii T3相比，R. brookii D9
的 sxt基因簇仅长 25.7 kb，编码 25个 ORFs，而其
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球型标记：sxt基因编码的催化酶或结构框；SAM: S-腺苷甲硫氨酸；SAH: S-腺苷-高半胱氨酸
图2　修正的STX生物合成路线及推定的sxt基因功能[10]
表1　sxt基因簇中各基因推测的功能[10,13]
基因 酶家族 推测的功能 基因 酶家族 推测的功能
sxtA 甲基转移酶 甲基化 sxtO 腺苷酰硫酸激酶 PAPS合成
N-乙酰基转移酶 酰基移至载体 sxtP RTX毒素 结合PSTs
酰基载体蛋白 酰基载体 sxtQ 未知 未知
II型氨基转移酶 克莱森缩合 sxtR 酰基转移酶 未知
sxtB 胞嘧啶核苷脱氨酶 环化 sxtS 植烷酰辅酶A双加氧酶 成环反应
sxtC 未知 调控 sxtT 苯丙酸双加氧酶 C-12位双羟基化
sxtD 甾醇脱饱和酶类 脱饱和作用 sxtU 乙醛还原酶 C-1位还原
sxtE 未知 未知 sxtV 琥珀酸脱氢酶 双加氧酶还原酶
sxtF MATE 转运PSTs sxtW 铁氧化还原蛋白 电子载体
sxtG 脒基转移酶 脒基转移 sxtX 头孢菌素羟化酶 N-1位羟基化
sxtH 苯丙酸双加氧酶 C-12位双羟基化 sxtY PhoU 信号转导
sxtI 氨甲酰转移酶 氨甲酰化 sxtZ 组氨酸激酶 信号转导
sxtJ 未知 调控 ompR OmpR 信号转导
sxtK 未知 调控 sxtSUL 磺基转移酶 磺基转移
sxtL GDSL脂肪酶 去氨甲酰化 sxtdiox 苯丙酸双加氧酶 C-12位单羟基化
sxtM MATE 转运PSTs sxtACT 酰基转移酶 C-13位乙酰化
sxtN 磺基转移酶 磺基转移
中 19个 ORFs与 C. raciborskii T3序列 100%相同，
但其不含有 sxtX、sxtN、sxtW和 sxtV这 4个基因。A.
circinalis AWQC131C的 sxt基因簇全长 30.9 kb，编
码 28个 ORFs，含有 3段转座酶序列，仅含 sxtV的
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A: Lyngbya wollei; B: Cylindrospermopsis raciborskii T3; C: Anabaena circinalis AWQC131C; D: Aphanizomenon sp. NH-5; E:
Raphidiopsis brookii D9
图3　五种蓝细菌的sxt基因簇的结构组成[10-13]
断裂片段，亦不含有 sxtX和 sxtW。Aph. sp. NH-5
的 sxt基因簇全长 29 kb，编码 24个 ORFs，其中
sxtV基因中含有终止密码子，且不含有 sxtO基因。L.
wollei的 sxt基因簇全长 35.6 kb，编码 26个 ORFs，
含有 2段 sxtN重复序列与 3段 sxtM重复序列。最
显著的差别是此基因簇中 sxtI基因被截断，并插入
了其他四个基因簇皆未发现的 sxtACT基因。
总体而言，亲缘关系相近的物种其 sxt基因簇
的基因组成和排列也相近，序列相似度也更高。例
如，C. raciborskii T3与 R. brookii D9基因簇组成最
相似，Aph. sp. NH-5与 A. circinalis AWQC131C的基
因簇序列也最相近，而 L. wollei基因簇序列与上述
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四种差异最大，这与它们在系统发育进化中的关系
是一致的 [14]。通过对产毒种 sxt基因簇中保守的
sxtI基因进行系统进化分析，显示此基因极可能起源
于一种古代的 α-变形杆菌，在进化过程中经水平基
因转移逐渐分散到多个不同进化分支的物种中 [15]。
通过分析不同菌株产生的 STX类似物种类，
可以推定各基因簇中编码的修饰酶功能。例如，
STX的 N1位点羟基化后生成 neoSTX，在 C. raci­
borskii T3、Aph. sp. NH-5与 L. wollei中可检出 neoSTX，
而在 A. circinalis AWQC131C与 R. brookii D9中未
检出 neoSTX[16-20]。对上述 5个 sxt基因簇的序列分
析显示，3种产 neoSTX的菌株都能够鉴定到 sxtX
基因，而 A. circinalis AWQC131C和 R. brookii D9基
因簇中不含有 sxtX基因。所以，研究者们推定 SxtX
功能可能为催化 N1位点的羟基化反应。同时，此
蛋白结构与头孢菌素羟化酶极其相似 [21]，也进一步
证实了其在 STX羟基化反应中的作用。另外，在 L.
wollei中检出特有的 C13乙酰化的一类毒素，但未
检出其他 4个菌株中产生的 C13氨甲酰基类毒素。
分析 5种产毒菌株的 sxt基因簇显示，在 L. wollei
产毒株中，仅含有断裂的 sxtI基因片段，与其他四
种菌株相比，此基因缺失了 C端包含催化位点的大
段序列，但插入了特有的 sxtACT基因，sxtACT基
因与辅酶 A依赖性酰基转移酶超家族中的 O-酰
基转移酶序列非常相似 [13]。所以，研究者们推定
SxtACT的功能可能为催化 STX上 C13位点的乙酰
化取代反应，生成特异的乙酰基类毒素。
蓝细菌中 STX生物合成还涉及到了在微生物
代谢中罕见的酶类，如 SxtA。在图 2的合成路线中，
SxtA参与了起始的克莱森缩合反应，催化底物乙酰
基团甲基化并与精氨酸发生缩合反应。SxtA具有聚
酮合成酶系的类似结构，由 4个催化结构域 (SxtA
1~4)组成，SxtA1是腺苷甲硫氨酸依赖性甲基转移
酶 (MTF)的同系物 [22]；SxtA2为 GCN5关联的 N-
乙酰基转移酶 (ACTF)，催化乙酰 -CoA的乙酰基转
移到其他原子上 [23]；SxtA3与酰基载体蛋白 (ACP)
结构类似 [24]；SxtA4是 II型氨基转移酶的同系物，
与 8-氨基 -7-氧合壬酸酯合成酶 (AONS)具有极高
的同源性 [25]。
2.3　海洋甲藻PSTs生物合成相关基因的研究
PSTs最早从海洋甲藻中发现，但受限于产毒
甲藻的大基因组 (3~245 Gb)及基因调控的独特性
与复杂性 [26-28]，对于其 PSTs生物合成过程了解较
少。早期研究者们曾观察到 Alexandrium fundyense
中 PSTs的产生与细胞周期中的 G1期密切相关
[29]，
但基于差异显示技术验证的多种 G1期正调控的
蛋白编码基因中，并未发现与 PSTs合成相关的基
因 [30]。随后有研究认为 PSTs生物合成酶系在细胞
周期中长期存在，并受到翻译后调控 [31]。目前已知
甲藻中存在蛋白磷酸化级联反应调控的信号通路，
其可能介导生物合成酶系的翻译后调控机制，从而
影响毒素的产生。同样，通过对比同一物种 A.
minutum中产毒株与无毒株，以及同一产毒株 A. ta­
marense OF935-AT6中产毒细胞与无毒细胞之间的
基因表达差异，发现了多组差异表达的基因，但仍
未能证实这些基因与 PSTs合成有所关联 [32-33]。而
在对 Gymnodinium catenatum产毒株的研究中则发
现了两种 3-磷酸腺苷 -5-磷酸硫酸酯 (PAPS)依赖
性磺基转移酶，用于催化PSTs发生磺酰化反应 [34-35]，
这是 PSTs生物合成与转化进程推测中唯一纯化鉴
定到的酶类。尽管在甲藻中此类酶的编码基因未获
验证，但在蓝细菌 sxt基因簇中找到了 sxtO与 sxtN
(或 sxtSUL)基因，它们分别编码腺苷酰硫酸激酶
与磺基转移酶，用于催化磺酰类毒素的生成 [10,13]。
高通量测序技术的发展为研究甲藻基因信息提
供了可能。已有研究人员运用鸟枪测序法构建了产
毒藻种 A. minutum、A. tamarense与 A. catenella的
基因组 EST文库，但未能鉴定到与已知蓝细菌 sxt
基因有明显同源性的基因序列 [32, 36-37]。最近，Stuken
等 [38]构建了 A. fundyense CCMP 1719与 A. mi nutum
CCMP113的 cDNA文库，经 Roche 454测序获得
了 >1.2×106的转录本序列，通过生物信息学方法在
转录组中成功鉴定得到了包括 sxtA在内的多种 STX
生物合成基因，从分子水平证实了甲藻中 STX生
物合成途径的存在。
3　影响PSTs生物合成的环境调控因素
研究各种环境因素如何调控产毒种合成 PSTs
的总量和种类，以及水华中产毒种爆发性繁殖与环
境变化之间的相互关系，有助于揭示有毒水华的形
成机理，减少水华带来的危害。多组研究者试图在
基因水平阐明环境因素对 PSTs合成的调控作用，
但总体而言，受限于基因信息的不足，以及后续转
录分析和蛋白质组、代谢组学数据的空白，尚未能
对调控机理进行较深入的研究。
3.1　温度、光照对毒素生物合成的影响
温度对蓝细菌产毒的影响因种而异。有研究观
察到相较于最优生长温度 25 ℃，C. raciborskii C10
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在 19 ℃时合成毒素量有所增加，特别是细胞外 STX
与 GTX2/3浓度分别增长 1.6与 5倍，同时低温会导
致 STX转化为 GTX2/3 [39]；但 Aph. sp. LMECYA 31
在较高温度下 (28 ℃ )的 STX合成水平高于 22 ℃ [40]。
光强的改变也会影响毒素合成。在 100 μEm-2s-1
下，C. raciborskii T3的毒素合成量达到最高值，同
时毒素合成水平呈昼夜节律变化 (光 /暗为 12:12)，
在黑暗条件时有所下降 [41]。
3.2　营养成分对毒素生物合成的影响
大量营养元素如氮、磷对毒素合成有着重要的
意义。一般来说，充足的氮源供应能够促进毒素的
合成，而磷限制条件下毒素产量也有所上升 [42-43]。
在 C. raciborskii T3的 sxt基因簇中，已证实存在转
录调控基因 sxtY、sxtZ与 ompR[10]。sxtY编码 PhoU
蛋白，是磷元素吸收的负调控因子 [44]；sxtZ编码一
种组氨酸激酶，而 OmpR蛋白参与多种代谢反应，
包括氮元素吸收和渗透平衡 [45-46]。这些转录因子极
可能参与了毒素合成转录水平的调控，以适应氮、
磷等营养元素的变化。
Pomati等 [47]报道过产毒蓝细菌多发现于电导
率高的水体中，而细胞外 Na+浓度的增加会导致毒
素在胞内的蓄积。这表明 PSTs不仅能阻断 Na+通
道引起中毒，而且能调控自身的 Na+/K+泵以维持
细胞稳态。sxt基因簇分析显示 sxtF与 sxtM编码的
两种蛋白与 NorM家族的MATE (multidrug and toxic
compound extrusion)蛋白序列非常相似。在细菌中
MATE蛋白是 Na+离子驱动的反向转运体，用于运
载阳离子物质 [48]。而 PSTs都是阳离子 (除了 C类
毒素 )，因此 , SxtF与 SxtM可能参与构成了毒素的
转运系统。
铁离子广泛参与藻类代谢活动，如电子传递及
固氮作用，曾有报道称铁离子是赤潮形成的限制性
微量元素 [49]。对培养的 A. tamarense研究显示，铁
缺乏条件下藻生长受限，但毒素含量及毒性却分别
提高了 2.55倍与 2.54倍，并且毒素比例有显著变化，
其中 GTX1/4含量提高了 5.6倍，而 STX与 GTX2/3
含量有所降低 [50]。
3.3　其他因素
多个研究小组都报道过摄食甲藻的桡脚类浮游
动物的存在会诱导甲藻毒素合成增加 [51-52]。天然密
度的桡足虫会促使 A. minutum的毒性水平提高 25
倍。这种现象被认为是产毒甲藻自我保护的手段 [52]。
Yang等 [53]应用微阵列技术研究了桡足虫的存在对
产毒 A. minutum基因表达的影响，发现了两类可能
参与毒素合成调控的基因，但作用机制尚待证实。
甲藻体内存在多种寄生细菌，其对宿主的
PSTs毒素合成亦起着多方面的影响。有研究发现寄
生细菌对多种甲藻不同生长时期的毒性水平有调控
作用 [54-55]，其中促使 A. catenella的毒性水平提高了
5倍；还有研究人员从甲藻中分离得到了两类寄生
细菌 [56-58]，分别能够合成 PSTs(或 Na+通道阻断性
毒素 )以及转化 PSTs，但这种共生模式的毒素合成
及转化机制尚不明确。
4　展望
在近十几年中，尽管水华与赤潮的起因仍有争
论，但爆发事件越来越频繁，并有在全球多水域蔓
延的趋势。蓝细菌和甲藻中的 PSTs合成相关基因
已被广泛鉴定，PSTs合成已被证实是一种持续的、
可遗传的性状，这意味着 PSTs的生物合成有一个
超越物种差异的共同机制。对于 PSTs生物合成机
制的研究尚处于起步阶段，对 sxt基因簇中功能基
因的分析多停留在生物信息学层次。结合功能基因
信息开展产毒种的转录水平及蛋白质组分析，并进
一步对推导的生物合成酶类及调控蛋白进行功能验
证，都是今后值得深入研究的方面。对产毒机制的
阐明不仅能够为水华、赤潮的监测与防治提供新的
思路，而且为探寻此类毒素可能的应用价值提供了
契机。
[参 考 文 献]
Smith FMJ, Wood SA, Ginkel R, et al. First report of saxi-[1]
toxin production by a species of the freshwater benthic
cyanobacterium, Scytonema Agardh. Toxicon, 2011, 57:
566-73
Aráoz R, Molgó J, Tandeau de Marsac N. Neurotoxic cya-[2]
nobacterial toxins. Toxicon, 2010, 56: 813-28
Llewellyn LE. Saxitoxin, a toxic marine natural product [3]
that targets a multitude of receptors. Nat Prod Rep, 2006,
23 (2): 200-22
Hallegraeff GM. Harmful algal blooms: a global overview [4]
[M]// Hallegraeff GM, Anderson DM, Cembella AD.
Manual on harmful marine microalgae. Intergovernmental
Oceanographic Commission manuals and guides. No. 33.
Paris: United Nations Educational, Scientific, and Cultural
Organization, 1995: 1-22
林燕棠[5] , 贾小平, 杨美兰, 等. 中国沿岸染毒贝类的麻痹
性毒素. 热带海洋, 1999, 18(1): 90-5
江天久[6] , 尹伊伟, 骆育敏, 等. 大亚湾和大鹏湾麻痹性贝
类毒素动态分析. 海洋环境科学, 2000, 19(2): 1-5
李伟才[7] , 栾刚, 李立, 等. 中国沿海部分海区贝类毒素的
调查. 海洋科学, 2000, 24(9): 19-22
Schantz EJ, Mold J, Stanger D, et al. Paralytic shellfish [8]
姚　戈，等：麻痹性贝类毒素的生物合成研究进展第4期 433
poison VI. A procedure for the isolation and purification
of the poison from toxic clams and mussel tissues. J Am
Chem Soc, 1957, 79: 5230-5
Shimizu Y. Microalgal metabolites. Chem Rev, 1993, 93: [9]
1685-98
Kellmann R, Mihali TK, Jeon YJ, et al. Biosynthetic [10]
intermediate analysis and functional homology reveal a
saxitoxin gene cluster in cyanobacteria. Appl Environ
Microbiol, 2008, 74: 4044-53
Mihali TK, Kellmann R, Neilan BA. Characterisation of [11]
the paralytic shellfish toxin biosynthesis gene cluster in
Anabaena circinalis AWQC131C and Aphanizomenon sp.
NH-5. BMC Biochem, 2009, 10: 8
Stucken K, John U, Cembella A, et al. The smallest known [12]
genomes of multicellular and toxic cyanobacteria:
comparison, minimal gene sets for linked traits and the
evolutionary implications. PLoS One, 2010, 5: e9235
Mihali TK, Carmichael WW, Neilan BA. A putative gene [13]
cluster from a Lyngbya wollei bloom that encodes
paralytic shellfish toxin biosynthesis. PLoS One, 2011, 6:
e14657
Murray SA, Mihali TK, Neilan BA. Extraordinary [14]
conservation, gene loss, and positive selection in the evolution
of an ancient neurotoxin. Mol Biol Evol, 2011, 28(3):
1173-82
Kellmann R, Mihali TK, Neilan BA. Identification of a [15]
saxitoxin biosynthesis gene with a history of frequent
horizontal gene transfers. J Mol Evol, 2008, 67: 526-38
Carmichael WW, Evans WR, Yin QQ, et al. Evidence for [16]
paralytic shellfish poisons in the freashwater cyanobacterium
Lyngbya wollei (Farlow ex Gomont) comb. nov. Appl
Environ Microbiol, 1997, 63: 3104-10
Llewellyn LE, Negri AP, Doyle J, et al. Radioreceptor
assays for sensitive detection and quantitation of saxitoxin
and its analogues from strains of the freshwater cyanoba-
cterium, Anabaena circinalis. Environ Sci Technol, 2001,
35: 1445-51
Lagos N, Onodera H, Zagatto PA, et al. The first evidence [17]
of paralytic shellfish toxins in the freshwater cyano-
bacterium Cylindrospermopsis raciborskii, isolated from
Brazil. Toxicon, 1999, 37: 1359-73
Mahmood NA, Carmichael WW. Paralytic shellfish [18]
poisons produced by the freshwater cyanobacterium
Aphanizomenon flos-aquae NH-5. Toxicon, 1986, 24: 175-
86
Stucken K, Murillo AA, Soto-Liebe K, et al. Toxicity [19]
phenotype does not correlate with phylogeny of Cylindros­
permopsis raciborskii strains. Syst Appl Microbiol, 2009,
32: 37-48
Onodera H, Satake M, Oshima Y, et al. New saxitoxin [20]
analogues from the freshwater filamentous cyano-
bacterium Lyngbya wollei. Nat Toxins, 1997, 5: 146-51
Hill AM. The biosynthesis, molecular genetics and [21]
enzymology of the polyketide-derived metabolites. Nat
Prod Rep, 2006, 23: 256-320
Wolf E, Vassilev A, Makino Y. Crystal structure of a [22]
GCN5-related N-acetyltransferase: serratia marcescens
aminoglycoside 3-N-acetyltransferase. Cell, 1998, 94:
439-49
Kagan RM, Clarke S. Widespread occurrence of three [23]
sequence motifs in diverse S-adenosylmethionine-
dependent methyltransferases suggests a common
structure for these enzymes. Arch Biochem Biophys,
1994, 310: 417-27
Alexander FW, Sandmeier E, Mehta PK, et al. Evo-[24]
lutionary relationships among pyridoxal-5-phosphate-
dependent enzymes. Regio-specific α, β and γ families.
Eur J Biochem, 1994, 219: 953-60
Lin S. Genomic understanding of dinoflagellates. Res [25]
Microbiol, 2011, 162: 551-69
Monroe EA, Van Dolah FM. The toxic dinoflagellate [26]
Karenia brevis encodes novel type I-like polyketide
synthases containing discrete catalytic domains. Protist,
2008, 159(3): 471-82
Zhang H, Lin S. Retrieval of missing spliced leader in [27]
dinoflagellates. PLoS One, 2009, 4(1):e4129
Taroncher-Oldenburg G, Kulis DM, Anderson DM. [28]
Coupling of saxitoxin biosynthesis to the G1 phase of the
cell cycle in the dinoflagellate Alexandrin fundyense:
temperature and nutrient effects. Nat Toxins, 1999, 7: 207-
19
Taroncher-Oldenburg G, Anderson DM. Identification and [29]
characterization of three differentially expressed genes,
encoding S-adenosylhomocysteine hydrolase, methionine
aminopeptidase, and a histone-like protein, in the toxic
dinoflagellate Alexandrium fundyense. Appl Environ
Microbiol, 2000, 66: 2105-12
Kellmann R, Neilan BA. Biochemical characterization of [30]
paralytic shellfish toxin biosynthesis in vitro. J Phycol,
2007, 43: 497-508
Yang I, John U, Beszteri S, et al. Comparative gene [31]
expression in toxic versus non-toxic strains of the marine
dinoflagellate Alexandrium minutum. BMC Genomics,
2010, 11: 248
Cho Y, Hiramatsu K, Ogawa M, et al. Non-toxic and toxic [32]
subclones obtained from a toxic clonal culture of
Alexandrium tamarense (Dinophyceae): toxicity and
molecular biological feature. Harmful Algae, 2008, 7:
740-51
Yoshida T, Sako Y, Uchida A, et al. Purification and [33]
characterization of sulfotransferase specific to O-22 of 11-
hydroxy saxitoxin from the toxic dinoflagellate
Gymnodinium catenatum (dinophyceae). Fish Sci, 2002,
68: 634-42
Sako Y, Yoshida T, Uchida A, et al. Purification and [34]
characterization of a sulfotransferase specific to N-21 of
saxitoxin and gonyautoxin 2+3 from the toxic dinoflagellate
Gymnodinium catenatum (Dinophyceae). J Phycol, 2001,
37: 1044-51
Hackett JD, Scheetz TE, Yoon HS, et al. Insights into a [35]
dinoflagellate genome through expressed sequence tag
analysis. BMC Genomics, 2005, 6: 80
Uribe P, Fuentes D, Valdes J, et al. Preparation and [36]
analysis of an expressed sequence tag library from the
生命科学 第25卷434
toxic dinoflagellate Alexandrium catenella . Mar
Biotechnol, 2008, 10: 692-700
Stuken A, Orr RJS, Kellmann R, et al. Discovery of [37]
nuclear-encoded genes for the neurotoxin saxitoxin in
dinoflagellates. PLoS One, 2011, 6(5): e20096
Castro D, Vera D, Lagos N, et al. The effect of temperature [38]
on growth and production of paralytic shellfish poisoning
toxins by the cyanobacterium Cylindrospermopsis
raciborskii C10. Toxicon, 2004, 44: 483-9
Dias E, Pereira P, Franca S. Production of paralytic [39]
shellfish toxins by Aphanizomenon sp. LWECYA 31
(cyanobacteria). J Phycol, 2002, 38: 705-12
Carneiro RL, dos Santos MEV, Pacheco ABF, et al. Effects [40]
of light intensity and light quality on growth and circadian
rhythm of saxitoxin production in Cylindrospermopsis
raciborskii (cyanobacteria). J Plankton Res, 2009, 31:
481-8
Wang DZ, Hsieh DPH. Effects of nitrate and phosphate on [41]
growth and C2 toxin productivity of Alexandrium
tamarense CI01 in culture. Mar Pollut Bull, 2002, 45:
286-9
Xu J, Ho AYT, He L, et al. Effects of inorganic and [42]
organic nitrogen and phosphorus on the growth and
toxicity of two Alexandrium species from Hong Kong.
Harmful Algae, 2012, 16: 89-97
Steen PM, Wanner BL. Use of the [43] rep technique for allele
replacement to construct mutants with deletions of the
pstSCAB­phoU operon: evidence of a new role for the
PhoU protein in the phosphate regulon. J Bacteriol, 1993,
175(21): 6797-809
Ehira S, Ohmori M. NrrA, a nitrogen-responsive response [44]
regulator, facilitates heterocyst development in the
cyanobacterium Anabaena sp. strain PCC 7120. Mol
Microbiol, 2006, 59: 1692-703
Forst S, Delgado J, Inouye M. Phosphorylation of OmpR [45]
by the osmosensor EnvZ modulates expression of the
ompF and ompC genes in Escherichia coli. Proc Natl
Acad Sci USA, 1989, 86: 6052-6
Pomati F, Rossetti C, Manarolla G, et al. Interactions [46]
between intracellular Na+ levels and saxitoxin production
in Cylindrospermopsis raciborskii T3. Microbiology,
2004, 150: 455-61
Brown MH, Paulsen IT, Skurray RA. The multidrug efflux [47]
protein NorM is a prototype of a new family of transporters.
Mol Microbiol, 1999, 31: 394-5
Boyd PW, Watson AJ, Law CS, et al. A mesoscale [48]
phytoplankton bloom in the polar southern ocean stimulated
by iron fertilization. Nature, 2000, 407: 695-702
He HZ, Chen F, Li HS, et al. Effect of iron on growth, [49]
biochemical composition and paralytic shellfish poisoning
toxins production of Alexandrium tamarense. Harmful
Algae, 2010, 9: 98-104
Selander E, Thor P, Toth G, et al. Copepods induce [50]
paralytic shellfish toxin production in marine dinoflagellates.
Proc R Soc B: Biol Sci, 2006, 273: 1673-80
Bergkvist J, Selander E, Pavia H. Induction of toxin [51]
production in dinoflagellates: the grazer makes a
difference. Oecologia, 2008, 156: 147-54
Yang I, Selander E, Pavia H, et al. Grazer-induced toxin [52]
formation in dinoflagellates: a transcriptomic model study.
Eur J Phycol, 2011, 46(1): 66-73
Uribe P, Espejo RT. Effect of associated bacteria on the [53]
growth and toxicity of Alexandrium catenella. Appl
Environ Microbiol, 2003, 69(1): 659-62
Hold GL, Smith EA, Birkbeck TH, et al. Comparison of [54]
paralytic shellfish toxin (PST) production by the
dinoflagellates Alexandrium lusitanicum NEPCC 253 and
Alexandrium tamarense NEPCC 407 in the presence and
absence of bacteria. FEMS Microbiol Ecol, 2001, 36: 223-
34
Kodama M. Paralytic shellfish poisoning toxins: [55]
biochemistry and origin. Aqua-BioSci Monogr, 2010,
3(1): 1-38
Smith EA, Mackintosh FH, Grant F, et al. Sodium channel [56]
blocking (SCB) activity and transformation of paralytic
shellfish toxins (PST) by dinoflagellate-associated
bacteria. Aquat Microb Ecol, 2002, 29: 1-9
Gallacher S, Flynn KJ, Franco JM, et al. Evidence for [57]
production of paralytic shellfish toxins by bacteria
associated with Alexandrium spp. (Dinophyta) in culture.
Appl Environ Microbiol, 1997, 63(1): 239-45