全 文 ：生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
第 20卷 第 4期
2008年 8月
Vol. 20, No. 4
Aug., 2008
血管内皮细胞微粒研究进展
古秀雯，刘　伟，毛恩强*
（上海交通大学医学院附属瑞金医院外科 ICU，上海 200025）
摘　要：内皮细胞微粒(endothelial microparticle, EMPs)是内皮细胞活化或凋亡时，从其表面释放的小
囊泡，其作为反映内皮细胞功能的新标记物，在炎症反应、心血管疾病和糖尿病等多种疾病中都有所
增加。本文就 E M P 可能的形成机制、组成成分和主要作用作一概述。
关键词：内皮细胞微粒；凝血；炎症；血管生成；血管功能障碍
中图分类号：Q 2 5　　文献标识码：A
Research developments of vascular endothelial microparticles
GU Xiu-wen, LIU Wei, MAO En-qiang*
(Affiliated Ruijin Hospital Surgery ICU, School of Medicine, Shanghai Jiao Tong University, Shanghai 200025, China)
Abstract: Endothelial microparticles (EMPs) are small membrane vesicles that are shed from the surface of
endothelial cells in response to activation or apoptosis. As a new marker of endothelial cell function, increased
level of EMPs has been documented in several diseases, including inflammatory disorders, cardiovascular
diseases, and diabetes mellitus. This review was written to give an outline about the possible formation
mechianism, composition and the main function of EMPs.
Key words: endothelial microparticles; blood coagulation; inflammation; angiogenesis; endothelial cell
dysfunction
文章编号 ：1004-0374(2008)04-0641-05
血管内皮细胞是衬覆于血管内壁的单层扁平细
胞, 在生理情况下内皮细胞处于静息状态，其功能
主要表现为抗黏附、抗凝血和维持血管张力，而分
泌功能很弱[1]。内皮细胞在活化或凋亡时可表现出
多种细胞反应，并释放内皮细胞微粒(endothelial
microparticle, EMP)。1990年，Hamilton等[2]将补
体蛋白C5b-9和钙离子载体 A23187作用于脐静脉内
皮细胞(HUVEC)后，第一次用流式细胞仪检测出一
种<1µm的微粒，命名为 EMPs。随后，Combes
等[3]用TNF-α刺激HUVEC及用抗磷脂综合征患者的
血清培养内皮细胞均诱导了 EMP s 的产生，并对
EMPs的部分特征进行了描述。从此以后在一系列的
疾病中都证实有 EMPs的升高，如多发性硬化、血
栓性血小板减少性紫癜、冠心病、系统性红斑狼
疮、恶性高血压、先兆子痫和糖尿病等[4-10]。
1　EMPs的形成
与血小板相似，内皮细胞在生理状况下也可囊
收稿日期：2008-01-09；修回日期：2008-02-02
基金项目：上海市教育委员会(06BZ035)
*通讯作者：E-mail：maoeq@yeah.net
泡化产生 EMPs[11-13]。但在疾病状态下，EMPs数
量的明显增加，主要是内皮细胞受激活剂活化或凋
亡的结果。 细胞膜骨架由肌动蛋白、肌球蛋白、
肌钙蛋白、纽蛋白和踝蛋白等组成，是保证细胞膜
结构稳定性的主要物质。细胞膜骨架分解是微粒形
成的前提，但细胞膜和膜骨架的相互作用机制仍不
清楚[14,15]。
1.1　细胞凋亡　细胞凋亡的主要特征是细胞固缩、
DNA降解和细胞出芽，后者是细胞形态上最早最显
著的变化。生理状态下，Rho GTP酶类是细胞内
调节细胞骨架肌动蛋白的信号分子，当其结合GTP
后可向下游效应蛋白传导信号[16]。丝氨酸 -苏氨酸
激酶的两种亚型(ROCKⅠ、ROCKⅡ)被认为是Rho
642 生命科学 第20卷
蛋白的效应器[17]。ROCK蛋白被与GTP结合的 Rho
蛋白激活，促进肌球蛋白轻链的磷酸化，肌球蛋白
ATP酶激活使肌球蛋白 -肌动蛋白丝与细胞质膜连
接，且收缩力增加，细胞收缩[18, 19]。凋亡时细胞
膜出芽取决于 ROCK 而与 Rho蛋白无关，此时，
ROCKⅠ被半胱氨酸天冬氨酸蛋白酶3 (caspase3) 激
活介导细胞收缩效应[20,21]。由此可知，凋亡时微粒
的形成与ROCK I激活和细胞膜骨架结构紊乱有关。
这些微粒与细胞活化时释放的囊泡在大小、膜磷脂
与蛋白质的组成以及生理功能上有明显差异[22]。
1.2　细胞活化　内皮细胞在受到激活剂刺激而活化
时可产生 EMPs，这包括补体蛋白 C5b-9、凝血酶、
钙离子载体 A23187和 TNF-α等[2,3]。受到激活剂刺
激的几分钟内细胞囊泡化便开始，并且呈现时间和
钙离子依赖[14,23,24]。细胞激活的第一个信号是胞质
中钙离子聚集[14,24]，尤其是在囊泡生成处[16]。随
后，胞质中增加的钙离子抑制磷酸酶，而激活钙蛋
白酶使踝蛋白降解导致细胞骨架结构紊乱，从而使
细胞出芽形成 EMPs[14,24]。细胞外的钙离子被EGTA
鳌合后阻断胞质中钙离子的增加和细胞骨架蛋白的
降解，阻止细胞释放微粒[14]。因此，胞质中钙离
子增加和细胞膜骨架降解是活化内皮细胞释放EMPs
的主要机制(图 1)。
Sapet等[25]研究表明，由凝血酶活化内皮细胞
产生的 EMPs与 ROCK Ⅱ的激活有关。
2　EMPs的组成
EMPs膜主要由磷脂和蛋白质组成，且其蛋白
质成分与内皮细胞产生 EMPs时的状态有关。对于
EMPs内的成分现在还不清楚，可能含有细胞质和
少量核碎片。
2.1　磷脂　膜磷脂不对称分布是所有真核细胞的特
征，其分布是由几种能量依赖酶紧密调节维持。真
核细胞膜外层主要由胆碱磷脂(鞘磷脂和卵磷脂)组
成，而内层主要由氨基磷脂(磷脂酰丝氨酸和磷脂
酰乙醇胺)组成。细胞通过消耗能量维持磷脂的不
对称分布，这一过程由 3种酶控制：氨基磷脂转移
酶、ATP依赖性氨基磷脂特异性移位酶(floppase)和
磷脂爬行酶(scramblase)。前两种酶均为ATP依赖，
后一种酶是钙离子依赖[26]。
活化和凋亡细胞的共同特征是正常的膜磷脂不
对称分布消失，导致磷脂双层中外层的磷脂酰丝氨
酸增加。磷脂酰丝氨酸暴露具有重要的生理和病理
生理意义，例如，血小板中磷脂酰丝氨酸暴露保证
了止血过程的扩大和控制，在聚集的血小板表面通
过提供一个促凝和抗凝催化表面，促进和限制受损
部位血栓形成[26]。这种现象的病理生理意义可通过
斯科特综合征来阐明，该病主要是磷脂爬行酶功能
丧失而导致出血紊乱，而磷脂爬行酶的作用是迅速
的使磷脂从内层转移到外层[27]。
细胞膜磷脂不对称分布消失常伴随细胞膜出芽
图1　内皮细胞激活和凋亡时EMPs可能的释放机制
643第3期 古秀雯，等：血管内皮细胞微粒研究进展
和脱落，产生磷脂均匀分布的微粒[28]。实验证明这
种囊泡脱落可移除局部磷脂对称分布的细胞膜，使
细胞恢复至静息状态。许多激活剂会导致细胞膜膜
磷脂对称分布和微粒形成，如钙离子载体 C5b-9、
钙离子载体 A23187、胶原和凝血酶[26]。
2.2　蛋白质　EMPs表面表达内皮细胞膜表面抗原，
主要是糖蛋白，如 CD31、CD144、CD51、CD54、
CD106、CD146、CD105、CD62E和 CD42等，这
些表面抗原常作为 EMPs的标志用于其检测[4-10]。
Jimenez等[22]通过对肾和大脑微血管内皮细胞活化
(TNF-α刺激)或凋亡(去除生长因子)时的反应，证
明内皮细胞在活化和凋亡时产生的 EMPs在大小、
表型和作用上均有明显差异。凋亡内皮细胞产生表
达结构性标志(CD31和 CD105)的 EMPs显著增加，
而表达可诱导标志(CD54和CD62E)的 EMPs增加只
在活化内皮细胞产生。因此，分析 EMPs的表型标
记可为临床判断内皮细胞功能状态提供有用信息。
3　EMPs的作用
虽然 EMPs的重要性仍不清楚，但越来越多的
人认为EMPs可作为细胞介质和黏附素的扩散载体，
促进细胞信号的传导和效能。目前的实验证明EMPs
具有促凝、促炎反应、加重内皮功能障碍和促进血
管生成作用，其他的作用还有待进一步研究。
3.1　促进凝血作用　在许多血液呈高凝状态的疾病
中都有发现 EMPs数量的增加，如血栓性血小板减
少性紫癜、系统性红斑狼疮、恶性高血压、先兆
子痫和糖尿病等[5,7-10]。而严重出血紊乱的患者中可
发现微粒数量减少，这些均证明 EMPs具有促凝血
作用[29]。但在健康者血中的 EMPs可通过不依赖于
TF/FⅦ途径产生低浓度凝血酶，后者可激活蛋白质
C，从而产生抗凝作用[30 ]。与血小板相似，在疾
病状态时由内皮细胞释放的 EMPs表面表达有磷脂
酰丝氨酸，后者为凝血酶原复合物的聚集提供了一
个催化表面 [3 1]。此外，某些表面结合有 vW F 的
EMPs可与血小板结合而导致血小板聚集，且该效
应较血液中游离vWF诱导的血小板聚集牢固。这种
现象的产生是由于EMPs膜上结合的是超大 vWF多
聚体[32]。EMPs表面表达的其他黏附分子也可进一
步加固血小板与EMPs的连接，如 ICAM-1、VCAM-1、
PECAM-1、E-选择素、F选择素和玻璃黏连蛋白
受体[33]。其中部分黏附分子可能在血小板上有相应
受体存在[34]。另外，Sabatier等[35]实验证明， TNF-
α刺激产生的EMPs表达有 ICAM-1，后者可与单核
细胞上的整合素结合，导致组织因子依赖性凝血途
径激活。
3.2　促进炎症反应　2004年，Jy等[36]实验证明在
多发性硬化患者血中有EMPs增加。增加的EMPs可
通过其膜表面的黏附分子ICAM-1与单核细胞结合，
使结合后的单核细胞穿越内皮细胞间隙的能力增
强。EMPs与单核细胞结合也可使后者激活释放出
炎症介质，引起内皮细胞和单核细胞旁分泌与自分
泌激活。此时具有促炎症反应的 EMPs表面主要表
达的是 CD54[37]。另外, 用过氧化氢刺激内皮细胞产
生的 EMPs含有氧化磷脂，后者可与白细胞及内皮
细胞上的血小板激活因子(PAF)受体结合，从而介
导炎症反应[38]。
3.3　加重血管内皮功能障碍　NO在调节内皮细胞
各种功能中起着重要作用，并参与内皮细胞与血液
各成分及血管平滑肌细胞的相互作用。 内皮功能障
碍时内皮细胞一氧化氮合酶功能改变和一氧化氮生物
利用度降低，NO 与活性氧之间的平衡被打破[39]。
Brodsky等[40]的实验证明EMPs可减弱乙酰胆碱介导
的血管舒张，减少小鼠主动脉NO的释放，增加其
过氧化物的产生，这些效应与 EMPs的浓度呈正相
关。该现象的可能机制是 EMPs本身产生的过氧化
物和NAD(P)H氧化酶使内皮细胞一氧化氮合酶解耦
联，其产物由NO转变为过氧化物，从而导致血管
内皮的损伤。此外，Mezenterser等[41]通过观察不
同浓度 EMPs对血管生成各参数的影响，发现随着
EMPs作用时间和浓度的增加，EMPs对内皮细胞增
殖率减少和凋亡率增加的影响也加大，使内皮细胞
损伤修复功能下降，加重内皮功能损害。
3.4　促进血管生成　基质金属蛋白酶(MMPs)可分解
血管结缔组织屏障，是内皮细胞黏附、增殖、生长
和迁移的主要因素。在新生和病理状态的血管形成
中，内皮细胞分泌的MMPs起着重要作用。 Taraboletti
等[42]实验证明，血浆中血管内皮生长因子和成纤维
细胞生长因子可刺激带有MMPs的EMPs形成，后者
可刺激内皮细胞迁移至重构的基底膜，并在其上形成
条索状结构，表明EMPs具有促进血管生成的作用。
4　小结
EMPs作为内皮细胞受刺激活化或凋亡后形成的
细胞脱落物，血液中 EMPs水平与性质可反映其来
源内皮细胞的功能状态，并发挥多种重要的生物学
作用，参与许多临床疾病的病理生理过程，因此对
EMPs的产生机制、内部成分及其生物学活性的作
644 生命科学 第20卷
用机制等的进一步研究都将成为今后深入探讨的热
点。EMPs作为内皮细胞活化或凋亡的标志物，如
何将 EMPs的各种作用运用于临床等都有待解决。
[参　考　文　献]
[1] Aird WC. Endothelial cell dynamics and complexity theory.
Crit Care Med, 2002, 30(5 Suppl):S180-5
[2] Hamilton KK, Hattori R, Esmon CT, et al. Complement
proteins C5b-9 induce vesiculation of the endothelial plasma
membrane and expose catalytic surface for assembly of the
prothrombinase enzyme complex. J Biol Chem, 1990, 265
(7):3809-14
[3] Combes V, Simon AC, Grau GE, et al. In vitro generation of
endothelial microparticles and possible prothrombotic ac-
tivity in patients with lupus anticoagulant. J Clin Invest,
1999, 104(1):93-102
[4] Minagar A, Jy W, Jimenez JJ, et al. Elevated plasma endot-
helial microparticles in multiple sclerosis. Neurology, 2001,
56(10):1319-24
[5] Jimenez JJ, Jy W, Mauro LM, et al. Elevated endothelial
microparticles in thrombotic thrombocytopenic purpura:
findings from brain and renal microvascular cell culture and
patients with active disease. Br J Haematol, 2001, 112(1):
81-90
[6] Werner N, Wassmann S, Ahlers P, et al. Circulating CD31+/
annexin V+ apoptotic microparticles correlate with coronary
endothelial function in patients with coronary artery disease.
Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2006, 26(1):112-6
[7] Casciola-Rosen L, Rosen A, Petri M, et al. Surface blebs on
apoptotic cells are sites of enhanced procoagulant activity:
implications for coagulation events and antigenic spread in
systemic lupus erythematosus. Proc Natl Acad Sci USA,
1996, 93(4):1624-9
[8] Preston RA, Jy W, Jimenez JJ, et al. Effects of severe
hypertension on endothelial and platelet microparticles.
Hypertension, 2003, 41(2):211-7
[9] Gonzalez-Quintero VH, Jimenez JJ, Jy W, et al. Elevated
plasma endothelial microparticles in preeclampsia. Am J
Obstet Gynecol, 2003, 189(2):589-93
[10] Sabatier F, Darmon P, Hugel B, et al. Type 1 and type 2
diabetic patients display different patterns of cellular
microparticles. Diabetes, 2002, 51(9):2840-5
[11] Warkentin TE, Hayward CP, Boshkov LK, et al. Sera from
patients with heparin-induced thrombocytopenia generate
platelet-derived microparticles with procoagulant activity:
an explanation for the thrombotic complications of heparin-
induced thrombocytopenia. Blood, 1994, 84(11):3691-9
[12] Wiedmer T, Hall SE, Ortel TL, et al. Complement-induced
vesiculation and exposure of membrane prothrombinase sites
in platelets of paroxysmal nocturnal hemoglobinuria. Blood,
1993, 82(4):1192-6
[13] Abrams CS, Ellison N, Budzynski AZ, et al. Direct detec-
tion of activated platelets and platelet-derived microparticles
in humans. Blood, 1990, 75(1):128-38
[14] Miyoshi H, Umeshita K, Sakon M, et al. Calpain activation
in plasma membrane bleb formation during tert-butyl hydro-
peroxide-induced rat hepatocyte injury. Gastroenterology,
1996, 110(6):1897-904
[15] Fox JE. The platelet cytoskeleton. Thromb Haemost, 1993,
70(6):884-93
[16] Hall A. Rho GTPases and the actin cytoskeleton. Science,
1998, 279(5350):509-14
[17] Leung T, Chen XQ, Manser E, et al. The p160 RhoA-bind-
ing kinase ROK alpha is a member of a kinase family and is
involved in the reorganization of the cytoskeleton. Mol Cell
Biol, 1996, 16(10):5313-27
[18] Emmert DA, Fee JA, Goeckeler ZM, et al. Rho-kinase-
mediated Ca2+-independent contraction in rat embryo
fibroblasts. Am J Physiol Cell Physiol, 2004, 286(1):C8-21
[19] Kureishi Y, Kobayashi S, Amano M, et al. Rho-associated
kinase directly induces smooth muscle contraction through
myosin light chain phosphorylation. J Biol Chem, 1997,
272(19):12257-60
[20] Coleman ML, Sahai EA, Yeo M, et al. Membrane blebbing
during apoptosis results from caspase-mediated activation
of ROCK I. Nat Cell Biol, 2001, 3(4):339-45
[21] Sapet C, Simoncini S, Loriod B, et al. Thrombin-induced
endothelial microparticle generation: identification of a novel
pathway involving ROCK-II activation by caspase-2. Blood,
2006, 108(6):1868-76
[22] Jimenez JJ, Jy W, Mauro LM, et al. Endothelial cells release
phenotypically and quantitatively distinct microparticles in
activation and apoptosis. Thromb Res, 2003, 109(4):175-
80
[23] Gilbert GE, Sims PJ, Wiedmer T, et al. Platelet-derived
microparticles express high affinity receptors for factor VIII.
J Biol Chem, 1991, 266(26):17261-8
[24] Wiedmer T, Sims PJ. Participation of protein kinases in
complement C5b-9-induced shedding of platelet plasma
membrane vesicles. Blood, 1991, 78(11):2880-6
[25] Sapet C, Simonoini S, Loriod B, et al. Thrombin-induced
endothelial microparticle generation: identification of a novel
pathway involving ROCK-II activation by caspase-2. Blood,
2006, 108(6):1868-76
[26] Zwaal RF, Schroit AJ. Pathophysiologic implications of
membrane phospholipid asymmetry in blood cells. Blood,
1997, 89(4):1121-32
[27] Toti F, Satta N, Fressinaud E, et al. Scott syndrome, charac-
terized by impaired transmembrane migration of procoagulant
phosphatidylserine and hemorrhagic complications, is an
inherited disorder. Blood, 1996, 87(4):1409-15
[28] Comfurius P, Senden JM, Tilly RH, et al. Loss of membrane
phospholipid asymmetry in platelets and red cells may be
associated with calcium-induced shedding of plasma mem-
brane and inhibition of aminophospholipid translocase.
Biochim Biophys Acta, 1990, 1026(2):153-60
[29] Castaman G, Yu-Feng L, Battistin E, et al. Characterization
of a novel bleeding disorder with isolated prolonged bleeding
time and deficiency of platelet microvesicle generation. Br J
Haematol, 1997, 96(3):458-63
[30] Berckmans RJ, Neiuwland R, Boing AN, et al. Cell-derived
645第3期 古秀雯，等：血管内皮细胞微粒研究进展
microparticles circulate in healthy humans and support low
grade thrombin generation. Thromb Haemost, 2001, 85(4):
639-46
[31] Sims PJ, Wiedmer T, Esmon CT, et al. Assembly of the
platelet prothrombinase complex is linked to vesiculation of
the platelet plasma membrane. Studies in Scott syndrome:
an isolated defect in platelet procoagulant activity. J Biol
Chem, 1989, 264(29):17049-57
[32] Jy W, J imenez J J , Mauro LM, et al. Endothelial
microparticles induce formation of platelet aggregates via a
von Willebrand factor/ristocetin dependent pathway, ren-
dering them resistant to dissociation. J Thromb Haemost,
2005, 3(6):1301-8
[33] Horstman LL, Jy W, J imenez JJ , et al. Endothelial
microparticles as markers of endothelial dysfunction. Front
Biosci, 2004, 9:1118-35
[34] Ruggeri ZM. Von Willebrand factor, platelets and endothe-
lial cell interactions. J Thromb Haemost, 2003, 1(7):1335-
42
[35] Sabatier F, Roux V, Anfosso F, et al. Interaction of endothe-
lial microparticles with monocytic cells in vitro induces tis-
sue factor-dependent procoagulant activity. Blood, 2002,
99(11):3962-70
[36] Jy W, Minagar A, Jimenez JJ, et al. Endothelial microparticles
(EMP) bind and activate monocytes: elevated EMP-mono-
cyte conjugates in multiple sclerosis. Front Biosci, 2004, 9:
3137-44
[37] Boulanger CM, Scoazec A, Ebrahimian T, et al. Circulating
microparticles from patients with myocardial infarction cause
endothelial dysfunction. Circulation, 2001, 104(22):2649-
52
[38] Patel KD, Zimmerman GA, Prescott SM, et al. Novel leu-
kocyte agonists are released by endothelial cells exposed to
peroxide. J Biol Chem, 1992, 267(21):15168-75
[39] Cines DB, Pollak ES, Buck CA, et al. Endothelial cells in
physiology and in the pathophysiology of vascular disorders.
Blood, 1998, 91(10):3527-61
[40] Brodsky SV, Zhang F, Nasjletti A, et al. Endothelium-de-
rived microparticles impair endothelial function in vitro. Am
J Physiol Heart Circ Physiol, 2004, 286(5):H1910-5
[41] Mezentsev A, Merks RM, ORiordan E, et al. Endothelial
microparticles affect angiogenesis in vitro: role of oxidative
stress. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2005, 289(3):
H1106-14
[42] Taraboletti G, D’Ascenzo S, Borsotti P, et al. Shedding of the
matrix metalloproteinases MMP-2, MMP-9, and MT1-
MMP as membrane vesicle-associated components by en-
dothelial cells. Am J Pathol, 2002, 160(2):673-80