全 文 ：生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
第 19卷 第 2期
2007年 4月
Vol. 19, No. 2
Apr., 2007
dsRNA介导植物基因沉默及其应用
曾晓珊1,2，戴良英1,3*，刘雄伦1,2，王国梁1,4*
（1 湖南农业大学水稻基因组学实验室，长沙 410128；2 湖南农业大学农学院，长沙 410128；
3湖南农业大学生物安全科技学院，长沙 410128；4美国俄亥俄州立大学植物病理系，哥伦布 俄亥俄 43210）
摘　要：植物双链 RNA (double stranded RNA,dsRNA)能有效干扰同源基因的表达，近年来已成为功
能基因组学研究上的新方法。本文综述了植物 dsR NA 介导的转基因沉默现象及其特点、分子作用机
制、主要介导方法，以及近年来在植物功能基因组学研究上的应用情况。
关键词：RNA干扰; 转基因沉默; 双链 RNA
中图分类号：Q943.2　　文献标识码：A
Principles and applications of dsRNA- mediated gene silencing in plant
ZENG Xiaoshan1,2 , DAI Liangying1,3*, LIU Xionglun1,2 , WANG Guoliang1,4*
(1The Rice Genomics Laboratory, Hunan Agricultural University, Changsha 410128,China; 2 The Agronomy College,
Hunan Agricultural University, Changsha 410128,China; 3 The College of Bio-safety Science and Technology,
Hunan Agricultural University, Changsha 410128,China; 4 Department of Plant Pathology,
Ohio State University, Columbus, Ohio 43210,USA )
Abstract: RNA interference(RNAi) is a homology-dependent gene silencing technology. The double-stranded
RNA (dsRNA) can target the coding or promoter region of a gene directly. Using hairpin structures (hpRNA),
double-stranded RNA can be expressed in plants relatively easily, enabling this technology to be applied to a
wide range of species to silence the gene expression. In this review, we will discuss the principles, approaches
and applications of the dsRNA-mediated gene silencing technique for plant gene functional analysis.
Key words: RNAi; gene silencing; dsRNA
随着模式植物拟南芥、水稻等基因组测序的基
本完成，基因功能的注释、基因的表达调控和改
造，以及基因间的相互关系将成为人们研究的热
点。RNA干扰(RNA interference, RNAi)[1]是普遍存
在于动物和植物界的一种防御反应。运用 RNAi来
诱导基因表达的沉默，并制备基因功能缺失表型，
已成为一种简单、高效、大规模、高通量的功能
基因组学研究的有效的新方法。许多综述描述了
文章编号 ：1004-0374(2007)02-0132-07
收稿日期：2006-10-18；修回日期：2007-01-09
基金项目：国家重点基础研究发展计划(2006CB101904) ；国家自然科学资金资助项目(30571063，30470990) ；湖
南农业大学“芙蓉学者”计划；湖南省杰出青年基金(06JJ10006) ；湖南省教育厅科学研究重点项目(04A024)
作者简介：曾晓珊(1 97 7 —)，女，博士研究生；戴良英(1 96 2 —)，男，博士，教授，博士生导师，* 通讯作者，
Tel: 0731-4638424，E-mail: daily@hunau.net；王国梁(1961—)，男，博士，教授，博士生导师，* 通讯作者，
E-mail: wang620@osu.edu
RNA干扰作用[1-4]，本文对双链RNA(double stranded
RNA, dsRNA)介导的基因沉默特点、主要介导方
法，及其在植物功能基因组上的应用作综述。
1　植物中转基因沉默
科学家们最早在矮牵牛[5]和脉孢菌[6](Neurospora
crassa)中发现了 dsRNA诱导的 RNA沉默现象。
Napoli等[5]设想将一种催生红色素的基因插入到矮牵
牛中，试图加深花朵的颜色，结果发现转基因的牵
133第2期 曾晓珊，等：dsR NA介导植物基因沉默及其应用
牛花不仅没有新基因的表达，且原色素基因表达也
受到抑制，表现出完全褪色，花瓣也完全变成了白
色。这种导入的外源基因与其同源的基因同时都被
抑制的现象，称共抑制(co-suppression)。
Timmons等[7]和 Fire等[8]通过实验发现：将反
义 R N A 和正义 R N A 同时注射到秀丽隐杆线虫
(Caenorhabditis elegans)比单独注射反义RNA诱导基
因沉默的效率高 10倍，并推断:dsRNA触发了高效
的基因沉默机制，极大降低了靶mRNA水平[8]。
2　dsRNA介导植物基因沉默的分子机制
通过生化和遗传学手段，dsRNA介导植物基因
沉默机制已得到较为清晰的阐述[9]。
核糖核酸酶(Ribonuclease RNA, RNase) III 家族
中具有特异识别双链 RNA的 dicer酶[10]，在ATP存
在的情况下，逐步切割由外源导入或者由转基因、
病毒感染等各种方式引入的 dsRNA，并将 RNA降
解为 19－ 23bp的双链小分子干扰 RNA(small inter-
fering RNA，siRNA)[11]。siRNA双链结构解旋并与
蛋白质形成蛋白-RNA诱导沉默复合物(RNA-induced
silencing complex，RISC)。RISC在一个ATP的作
用下被激活。激活的 RISC通过碱基配对定位到同
源mRNA上，并在距离 siRNA 3端 12个碱基的位
置切割mRNA[12-13]。
3　dsRNA介导植物基因沉默的特点
RNAi普遍存在于动物和植物界中，具有特异、
稳定、高效、不改变基因组的遗传组成等特性，且
参与该过程的许多基因具有高度保守性。相对于动
物，植物中 dsRNA介导的基因沉默具有下述特点：
3.1　外源基因转入植物时可造成植物内源性同源基
因沉默　多拷贝转基因植物中得到的野生型回复突
变体(revertant)，表现为外源和内源基因共抑制[14]。
这在对携带两个重复拷贝查耳酮合成酶(Chs)基因的
转基因矮牵牛花的研究中已有报道[15]。除了完全共
抑制(白色)和完全共表达(全色)，根据花瓣形态可
以区分 4种不同特征的花色模式，还发现每一种状
态都可以通过有性传递，而且是可逆的，并能转变
成不同状态[16-17]。彭昊等[18]的研究结果也表明RNAi
系统有效地抑制水稻中外源和内源基因的表达。
3.2　dsRNA介导的植物RNAi对特异同源目的基因
具有阻抑作用　植物共抑制现象和动物(线虫、果
蝇等)RNAi有一些共同点：外源 dsRNA诱导线虫、
果蝇等细胞内同源靶基因的阻抑，dsRNA也造成植
物中同源基因的沉默。这说明两者都是 RNA介导，
对生物体特异同源目的基因具有阻抑作用。目前已
将植物中 RNAi的这一特点应用于水稻、拟南芥等
基因的功能鉴定。
3.3　dsRNA介导的植物 RNAi可发生在转录水平，
也可发生在转录后水平　对于部分转基因植物来说，
基因沉默可能是因为特异基因的甲基化而引起，即
转录水平基因沉默(transcriptional gene silencing，
TGS)。Kumpatla等[19]在将 bar基因导入水稻的实验
中，发现 bar基因在转录水平上发生了沉默。Kohli
等[20]和Fu等[21]在用基因枪法获得转基因水稻中也发
现了类似的现象，同时发现沉默原因是由于外源基
因本身及其启动子Ubil发生甲基化引起的。此外，
Fu等[21]的研究还表明部分植物中dsRNA介导的基因
沉默亦可在转录后发生，即转录后水平基因沉默
(post-transcriptional gene silencing，PTGS)。马中
良等 [ 2 2 ]通过农杆菌介导转化水稻，结果亦表明
dsRNA在转基因水稻中能高效诱导转录后基因沉默
的发生。
3.4　植物中 RNAi的沉默状态能通过植物大分子运
输系统进行系统扩散　Voinnet等[17]的研究证实：
dsRNA可由植物韧皮部扩散至整个植株体，RNA分
子如同一个造成共抑制状态的可移动媒介物。
Palauqui等[23]进一步研究表明，在植物中出现转基
因沉默的植株嫁接到另一没有基因沉默的转基因植
株中同样可以导致 PTGS，但对非转基因植株却无
效。而这一特性在动物中并未有相关报道。
4　RNAi主要介导方法
植物中RNAi介导方法主要包括正义RNA介导
的共抑制、反义 RNA介导的基因抑制、病毒介导
的基因沉默(virus induced gene silencing， VIGS)和发
夹式RNA (hairpin RNA， hpRNA)介导的基因沉默。
正义RNA介导是指特定mRNA的单链片段转入植物
体后能引起的同源基因表达降低。反义RNA指将与
特定mRNA互补的单链序列片段导入生物体。植物
中正义 RNA和反义 RNA介导的沉默效率不高，在
植物基因功能鉴定方面的相关报道并不多。VIGS
和 hpRNA介导的基因沉默在植物基因功能鉴定中各
有所长。因此，VIGS和 hpRNA是植物 RNAi主要
介导方法。
4.1　病毒介导法　VIGS是利用病毒将目的基因序列
引入寄主植物。Guo和Kempheus[24]发现转基因病毒
可以编码具有沉默功能的基因片断，并在复制过程
中产生 dsRNA，且不需要产生能够稳定表达沉默结
134 生命科学 第19卷
构的转化植株后代，在大规模基因功能研究方面具
有优势，但VIGS不能稳定遗传，在植物基因功能
鉴定中的应用有所局限。
4.2　hpRNA介导法　hpRNA介导的基因沉默，在
近年来的植物基因改良、功能鉴定等方面得到了广
泛应用。hpRNA载体设计了靶基因反向重复片段。
h pR N A 载体导入植物体后，在转录过程中产生
mRNA发卡结构，发卡茎部形成稳定的dsRNA诱导
同源的内源基因沉默。Waterhouse和Helliwell[25]将
这种hpRNA载体进行植物转化，产生了自我互补的
dsRNA，并发现这种结构比单独正义或反义基因片
断转化能更有效地抑制基因表达。Smith等[26]的研
究亦表明这种载体所产生的沉默效率可达 100%。
Wesley等[27]对此进行了深入的比较研究，其结果表
明长度为 98－ 853bp靶基因反向重复片段能够高效
地导致沉默。目前，构建 hpRNA高效克隆和表达
载体，并用于植物特定基因功能鉴定及表达调控是
RNAi技术应用研究的热点之一。
hpRNA载体构建为PTGS应用提供了高效的技术
保障。Wesley等[27]构建的高通量载体 pHELLSGATE
(EMBL Acc Nos：AJ311874)含有 Gateway TM克隆
体系的 2个重组位点 attP1和 attP2，两组重组位点
在内含子片段两侧反向连接，因而便于利用体外重
组酶体系通过一步反应将含有 attB1和 attB2位点的
PCR产物克隆到pHELLSGATE载体上，为大规模植
物基因组功能研究提供便利。
Miki等[28]在此基础上构建了适用于水稻基因功
能鉴定的载体。我们在试验过程中，应用了此方法
构建了 hpRNA载体，并成功将目的基因导入水稻
中，干扰效率达 95%以上(待发表)。其过程如图1所
示。构建中启动子为pUbq，目的基因构建于pENTR/
D-TOPO克隆载体的 attL1和 attL2重组位点上，两
组重组位点在内含子(gus基因)片段两侧反向连接，
通过一步反应将含有 attB1和 attB2位点及目的基因
的 PCR产物连接到 pANDA载体上。
5　RNAi在植物功能基因组学研究中的应用
除了对RNAi的产生机制及生物学功能研究外，
人们更关心的是它广泛的应用前景。在水稻、拟南
芥等的基因组测序完成后，分子生物学研究进入功
能基因组学和后基因组学时代。人们研究的重点放
在基因的功能注释，基因的表达调控与改造以及基
因互作研究上。RNAi为大规模研究基因功能提供
了一个高效、便捷的平台。
5.1　RNAi在植物花色、花器官形成研究上的应
用　RNAi最早被应用于植物花色及花器官形成的研
究中。植物中影响花色及花器官形成的部分基因如
表 1 所示。
Napoli等[5]最早发现植物中RNAi。随后的研究
表明，转 Chs基因的矮牵牛花，其花色除了完全共
抑制(白色)和完全共表达(全色)，根据花瓣形态还
图1　RNAi载体构建过程
135第2期 曾晓珊，等：dsR NA介导植物基因沉默及其应用
有 4种不同特征的花色模式[15]。
在水稻中，Xiao等[29]、Prasad和Vijoyraghavan[30]
利用RNAi分别对水稻OsMADS16、OsMADS2基因
功能进行了分析，发现OsMADS16能控制水稻花器
官的第二、三轮的发育，OsMADS2基因被抑制的
植株，其花器官形态有明显改变。
Nishihara等[31]抑制了烟草中CHI的表达，证实
CHI基因与花色的形成有关。
在油菜中，Byzova等[32]的研究结果表明，抑
制 BPI基因能减少含油种子油菜的花瓣数，并使光
合作用提高，促进了油菜籽含油量的积累。
5.2　RNAi在植物代谢途径中的应用　植物代谢中应
用 RNAi技术抑制相关基因的表达，可特异地降低
某些物质的积累，提高农作物的品质。RNAi技术
表1　RNAi在植物花色及花器官形成研究上的应用
　　　　　　　　　　基　因 　　　　功能 植物
查耳酮合成酶基因(chalcone synthase,CHs) 花色 矮牵牛
MADS-box基因家族中与水稻无花瓣基因(Apetala3,AP3)同源, 控制水稻花器官的第二、 水稻
　(a rice AP3 homologue gene of MADS-box gene family, OsMADS16) 　三轮的发育
MADS-box基因家族中类雌蕊 /球蛋白基因(one of the rice PISTILLATA(PI)/ 花器官形态的明显改变 水稻
　GLOBOSA(GLO)-like genes of MADS-box gene family, OsMADS2)
查尔酮异构酶基因(Chalcone isomerase gene,CHI) 花色 烟草
油菜雌蕊基因(B.napus PISTILLATA,BPI) 减少或缺少花瓣，能控制 含油种子
　植物花色基因的表达 　油菜
表2　RNAi在植物代谢途径中应用
　　　　　　　　　　　基　因 　　　　　功　能 植 物
硬脂酸脱氢酶基因(stearyol-ACP∆9 desaturase gene, ghSAD-1) 提高种子油硬脂酸含量 棉花
油酸脱饱和酶基因(oleic acid desaturase gene,ghFAD2-1) 提高种子油酸含量 棉花
淀粉分支酶基因(starch branching enzymes gene,SBE) 影响玉米品质 玉米
去黄化基因(de-etiolated,DET1) 提高类胡萝卜素和类黄酮的含量 西红柿
1-环氨基丙烷 -1-羧酸酯氧化酶基因(1-aminicycle propane - 降低对乙烯灵敏性 西红柿
　1-carboxylate oxidase gene,ACC)
砷酸盐类还原酶基因(arsenate reductase gene,ACR2) 促进砷的吸收 拟南芥
可待因还原酶基因(codeine reductase gene,COR) 产生无麻醉的植物次生代谢物 罂粟
黑麦草花粉蛋白基因(ryegrass pollen proteins, Lol p1、Lol p2) 过敏症 黑麦草
在部分农作物的应用如表 2所示。
在棉花研究上，Liu等[33]通过抑制脂肪酸生物
合成途径中两个关键酶基因ghSAD-1和ghFAD2-1的
表达，分别提高了种子油硬脂酸和油酸的含量，棉籽
油成分含量变化，并可获得无需氢化、可食用的油。
直链淀粉是造成水稻、玉米食用品质差的主要
原因之一。柴晓杰等[34]将克隆的玉米 SBE构建高效
的 RNAi表达体系，导入玉米中，发现转化植株内
源 S BE 的 mR NA 含量下降，直链淀粉含量增至
50%，说明 SBE控制着玉米支链淀粉的合成。如果
利用 RNAi技术，构建 SBE的超表达载体，再导入
玉米中，是否会提高支链淀粉的含量，进而改良玉
米品质，有待进一步研究。
番茄是人们喜爱的食物。如何提高番茄品质及
延长贮存时间一直是研究的热点。Davuluri等[35]利
用 hpRNA构建转入番茄中特异地抑制了DET1基因
的表达，并发现类胡萝卜素和类黄酮的含量提高，
说明类胡萝卜素和类黄酮的合成、积累受DET1基
因的控制。这样，应用 RNAi 技术，可在不影响
番茄的其他品质的条件下，使番茄更有利于人类的
健康。此外， Xiong等[36]的研究发现，抑制ACC氧
化酶的活性，可以降低番茄对乙烯的敏感性，从而延
缓了果实的成熟衰老进程，延长番茄的贮存时间。
在生物修复被重金属污染的土壤这一研究领
域，也可应用RNAi技术。Dhankher等[37]利用hpRNA
构建，成功抑制了拟南芥ACR2的表达。转基因植
株砷酸盐还原酶失活，对砷的耐性增强；且地上部
茎中砷的累积量是根的累积量的 10－ 16倍，这样便
136 生命科学 第19卷
于收获处理。如果将这一技术应用于其他的重金属，
对植物修复、清除土壤的重金属污染有重要意义。
降低或除去部分植物的次生代谢物，不仅可提
高品质，增强口感，还具有一定的社会意义。Allen
等[38]构建了含有多个基因 cDNA序列的 hpRNA载
体，并成功地使罂粟中 COR基因沉默，阻断了可
待因生物合成的上游途径，获得了无麻醉的罂粟。
Petrovskal等[39]通过抑制 Lol p1和 Lol p2基因的表
达，获得了不引起过敏症的黑麦草。
5.3　RNAi在植物抗病研究中的应用　RNAi具有抵
抗病毒入侵，抑制转座子活动等作用，因此可利用
RNAi产生抗病毒的植物，及利用不同病毒转录序
列中高度同源区段相应的 dsRNA抵抗多种病毒。
植物dsRNA病毒基因组方面的研究，Waterhouse
等[40]首次将马铃薯Y病毒(Potato virus Y, PVY)的辅
助因子蛋白(Helper-component proteinase，HC-Pro)
基因分别正向或反向转入马铃薯，结果发现其后代
对 PVY 产生抗性或具有免疫作用；在对 PVY有免
疫作用的植株中，44%－ 54%的细胞中同时含有正
义和反义 RNA(即 dsRNA)。在其他病毒的相关研究
表3　RNAi技术在植物抗病研究中的应用
　　　　　　　　　　　病毒名称 效果 受体植物 文献
马铃薯Y病毒(Potato virus Y, PVY) 免疫 马铃薯 [40]
绿豆黄花花叶病毒(Mungbean yellow mosaic India virus, MYMIV) 感染后，可恢复 绿豆 [41]
非洲木薯花叶病毒(African cassava mosaic virus, ACMV) 减少病毒积累量 烟草 [42]
番茄黄化卷叶撒丁病毒(Tomato yellow leaf curl Sardinia virus) 抗性较弱 番茄 [43]
辣椒轻斑驳病毒(Pepper mild mottle virus, PMMoV) 阻断病毒的感染 烟草 [44]
烟草蚀纹病毒(Tobacco etch virus, TEV) 无特殊病毒感染症状 烟草 [44]
苜蓿花叶病毒(Alfalfa mosaic virus, AMV) 感染后，可恢复 烟草 [44]
甜菜坏死黄脉病毒(Beet necrotic yellow vein virus, BNYVV) 耐感染 烟草 [45]
烟草花叶病毒(Tobacco mosaic virus, TMV) 抑制 TMV的复制 烟草 [46]
水稻矮缩病毒(Rice dwarf virus, RDV) 高抗性或症状延迟 水稻 [22]
中，也获得了类似的结果，如表 3 所示。
诸多的研究还发现，植物与病毒相互作用造成
了沉默状态和沉默强度的差异，如植物分生组织中
不存在沉默信号、病毒通常含有抑制蛋白等，这些
给VIGS分析基因的功能带来了困难。Ratcliff等[47]
发现TRV载体尽管不使分生组织发病，但却能在植
物的分生组织中诱发基因沉默，因此，只要选择好
合适的病毒，如烟草脆裂病毒(tobacco rattle virus，
TRV)、DNA卫星，VIGS就可成功应用于基因功能
的分析。
5.4　RNAi在植物不育研究中的应用　应用RNAi技
术可降低植物的育性。Kapoor等[48]将编码花药锌
指蛋白(tapetum-specific zinc finger gene, TAZ1)的基
因构建 hpRNA，导入到矮牵牛中，发现转化植株
的花粉绒毡层退化，进而使得花粉产生四分体后，
小孢子败育。Moritoh等[49]克隆了一个新的类水稻
RAD2/XPG核酸酶( RAD2/XPG nuclease gene family,
OsGEN)基因OsGEN–L (OsGEN-Like)，发现产生基
因沉默的植株育性较低，且部分为雄性不育，其原
因也是小孢子的败育。
另一种利用RNAi技术获得植株不育的途径，是
通过抑制编码花药基因的启动子来实现。Cigant等[50]
将含有编码玉米花粉绒毡层的基因片段构建RNAi载
体，进行转化研究，获得了大量不育植株。
将 RNAi技术应用于不育性，对观赏植物的研
究具有一定意义，但相对于育性必须恢复才能获得
杂交种子的农作物研究有所限制。
5.5　RNAi在多倍体植物研究中的应用　由于生物之
间的进化关系，植物间或多或少在某些方面具有一
定的同源性。在亲缘关系比较接近的多倍体物种可
以应用 R N A i 的研究方法来加快其研究进展。
Lawrence等[51]使用 RNAi的方法，通过对拟南芥天
然四倍体(Arabidopsis suecica)的研究，证实了通过
合理设计双链RNA就可以有效地同时沉默1个基因
家族，这为同源多倍体物种的功能基因组学研究指
明了方向。
6　展望
对植物功能基因的研究尚处于起步阶段。在水
稻和拟南芥的基因组测序完成后，人们获得了众多
的候选基因，诸多基因的功能鉴定将是一项巨大而
137第2期 曾晓珊，等：dsR NA介导植物基因沉默及其应用
繁重的工作。RNAi在注释和认识这些基因时，能
起快速、高效作用，因而被人们认为是后基因组时
代进行大规模基因功能验证及表达调控分析的有效
手段。随着 RNAi技术的不断完善和在各个生物领
域内的应用，我们会知道每个基因的功能。
[参　考　文　献]
[1] Arenz C, Schepers U.RNA interference: from an ancient
mechanism to a state of the art therapeutic application?
Naturwissenschaften, 2003, 90(8): 345-359
[2] 江　舸, 金由辛. RNA干扰. 生命科学, 2003, 15(1): 1-6
[3] 沈哲旎, 罗志娟. RNA干扰及其抗病毒应用的可行性探
讨.生命科学, 2006, 18(1), 2: 41-44
[4] Mansoor S, Amin I, Hussain M, et al. Engineering novel
traits in plants through RNA interference. Trends Plant Sci,
2006, 11(11): 559-565
[5] Napoli C, Lemieux C, Jorgensen R. Introduction of a chi-
meric chalcone synthase gene into petunia results in revers-
ible co-suppression of homologous gene in trans. Plant Cell,
1990, 2(4): 279-289
[6] Voinnet O.RNA silencing as a plant immune system against
viruses. Trends Genet, 2001, 17(8): 449-459
[7] Timmons L, Fire A. Andrew F. Specific interference by in-
gested dsRNA. Nature, 1998, 395 (6705):854
[8] Fire A, Xu S, Montgomery M K, et al. Potent and specific
genetic interference by double-strand RNA in Caenorhabditis
elegans. Nature, 1998, 391(6669): 806-811
[9] Ingelbrecht I, Van Houdt H, Van Montagu M, et al. Post-
transcriptional silencing of reporter transgenes in tobacco
correlates with DNA methylation. Proc Natl Acad Sci USA,
1994, 91(2): 10502-10506
[10] Dzitoyeva S, Dimitrijevic N, Manev H. Intra-abdominal in-
jection of double-stranded RNA into anesthetized adult
Drosophila triggers RNA interference in the central nervous
system. Mol Psychiatry, 2001, 6(6): 665-670
[11] Lipardi C, Wei Q, Paterson B M. RNAi as random degradative
PCR: siRNA primers convert mRNA into dsRNA that are
degraded to generate new siRNAs. Cell, 2001, 107(3): 297-
307
[12] Grishok A, Pasquinelli A E, Conte D, et al. Genes and mecha-
nisms related to RNA interference regulate expression of the
small temporal RNAs that control C.elegans developmental
timing. Cell, 2001, 106(1): 23-34
[13] Yang S, Tutton S, Pierce E, et al. Specific double-stranded
RNA interference in undifferentiated mouse embryonic stem
cells. Mol Cell Biol, 2001, 21(22): 7807-7816
[14] Que Q, Jorgensen R A. Homology-based control of gene
expression patterns in transgenic petunia flowers. Dev Genet,
1998, 22(1): 100-109
[15] Jorgensen R A, Clster P D, Que Q. Chalcone synthase
cosupression phenotypes in petunia flowers: comparsion
of sense vs. antisense constructs and single-copy vs com-
plex T-DNA sequences. Plant Mol, 1996, 31(5): 957-973
[16] Montgomery M K, Fire A. Double-stranded RNA as a me-
diator in sequence-specific genetic silencing and co-
suppression. Trends Genet, 1998, 14(7): 255-258
[17] Voinnet O, Vain P, Angell S, et al. Systemic spread of se-
quence-specific transgene RNA degradation is initiated by
localized introduction of ectopic promoterless DNA. Cell,
1995(2): 177-187
[18] 彭　昊, 翟　英, 张　芊, 等. 水稻高效RNA干涉体系的
建立及其功能分析. 中国农业科学, 2006, 39(9): 1729-1735
[19] Kumpatla S P, Hall T C. Longevity of 5-azacytidine-medi-
ated gene expression and re-establishment of silencing in
transgenic rice. Plant Mol Biol, 1998, 38(6): 1113-1122
[20] Kohli A, Leech M, Vain P, et al. Transgene organization in
rice engineered throug direct DNA transfer supports a two-
phase integration mechanism mediated by the establishment
of integration hot spots. Proc Nat Acad Sci USA, 1998, 95
(12): 7203-7208
[21] Fu X, Kohli A, Twyman R M, et al. Alternative silencing
effects involve distinct types of non-sproading cytosine
methylation at a three-gene-single copy transgenic locus in
rice. Mol Gen Genet, 2000, 263(1): 106-118
[22] 马中良, 杨怀义, 王　荣, 等.利用转 hpRNA基因水稻抗
水稻矮缩病毒. 植物学报, 2004, 46(3): 332-336
[23] Palauqui J C, Elmayan T, Pollien J M, et al. Systemic ac-
quired silencing: transgene specific post-transcriptional si-
lencing is trans-mitted by grafting from silenced stocks to
non-silenced scions. EMBO J, 1997, 16 (15): 4738-4745
[24] Guo S, Kempheus K J. Par-1, a gene required for establish-
ing polarity in C. elegans embryos, encodes a putative Ser/
Thr Kinase that is asymmetrically distributed. Cell, 1995,
81(4): 611-620
[25] Waterhouse P M, Helliwell C A. Exploring plant genomes
by RNAi-induced gene silencing. Nat Rev Genet, 2003, 4(1):
29-38
[26] Smith N A, Singh S P, Wang M B, et al.Total silencing by
intron-spliced hairpin RNAs. Nature, 2000, 407(6802): 319-
320
[27] Wesley S V, Helliwell C A, Smith N A, et al. Construct
design for efficient, effective and high-throughput gene si-
lencing in plants. Plant J, 2001, 27(6): 581-590
[28] Miki D, Shimamoto K. Simple RNAi vectors for stable and
transiet suppression of gene function in rice. Plant Cell
Physiol, 2004, 45(4):490-495
[29] Xiao H, Wang Y, Liu D, et al. Functional analysis of the rice
AP3 homologue OsMADS16 by RNA interference. Plant
Mol Biol, 2003, 52(5): 957-966
[30] Prasad K, Vijayraghavan U. Double-stranded RNA interfer-
ence of a rice PI/GLO paralog, OsMADS2, uncovers its
second-whorl-specific function in floral organ patterning.
Genetics, 2003, 165(4): 2301-2305
[31] Nishihara M, Nakatsuka T, Yamamura S. Flavonoid compo-
nents and flower color change in transgenic tobacco plants
by suppression of chalcone isomerase gene. FEBS Lett, 2005,
579(27): 6074-6078
[32] Byzova M, Verduyn C, De Brouwer D, et al. Transforming
petals into sepaloid organs in Arabidopsis and oilseed rape:
implementation of the hairpin RNA-mediated gene silencing
technology in an organ-specific manner.Planta, 2004, 218(3):
379-387
138 生命科学 第19卷
[33] Liu Q, Singh S P, Green A G. High-stearic and High-oleic
cottonseed oils produced by hairpin RNA-mediated post-
transcriptional gene silencing. Plant Physiol, 2002, 129(4):
1732-1743
[34] 柴晓杰, 王丕武, 关淑艳, 等. 应用RNA干扰技术降低玉
米支链淀粉含量.植物生理与分子生物学学报, 2005, 31
(6): 625-630
[35] Davuluri G R, van Tuinen A, Fraser P D, et al. Fruit-specific
RNAi-mediated suppression of DET1 enhances carotenoid
and flavonoid content in tomatoes. Nat Biotechnol, 2005,
23(7): 890-895
[36] Xiong A S, Yao Q H, Peng R H, et al. Different effects on
ACC oxidase gene silencing triggered by RNA interference
in transgenic tomato. Plant Cell Rep, 2005, 23(9): 639-646
[37] Dhankher O P, Rosen B P, McKinney E C, et al. Hypera-
ccumulation of arsenic in theshoots of Arabidopsis silenced
for arsenate reductase (ACR2). Proc Natl Acad Sci USA,
2006, 103 (14): 5413-5418
[38] Allen R S, Millgate A G, Chitty J A, et al. RNAi-mediated
eplacement of morphine with the nonnarotic alkaloid reiculine
in opium poppy.Nat Biotechnol, 2004, 22(12): 1559-1566
[39] Petrovskal N, Wu X l, Donato R, et al. Transgenic ryegrasses
(Lolium spp.)with down- regulation of main pollen allergens.
Mol Breed, 2005, 14(4): 489-501
[40] Waterhouse P M, Graham M W, Wang M B, et al.Virus
resistance and gene silencing in plants can be induced by
simultaneous expression of sense and antisense RNA. Proc
Natl Acad Sci USA, 1998, 95(23): 13959-13964
[41] Pooggin M, Shivaprasad P V, Veluthambi K, et al. RNAi
targeting of DNA virus in plants. Nat Biotechnol, 2003, 21
(2): 131-132
[42] Vanitharani R, Chellappan P, Fauquet C M, et al. Short
interfering RNA-mediated interference of gene expression
and viral DNA accumulation in cultured plant cells. Proc Natl
Acad Sci USA, 2003, 100(6): 9632-9636
[43] Noris E, Lucioli A, Tavazza R, et al. Tomato yellow leaf curl
Sardinia virus can overcome transgene-mediated RNA silenc-
ing of two essential viral genes. J Gen Virol, 2004, 85 (Pt6):
1745-1749
[44] Tenllado F, Martinez-Garcia B, Vargas M, et al. Crude ex-
tracts of bacterially expressed dsRNA can be used to pro-
tect plants against virus infections.BMC Biotechnol, 2003,
3: 3
[45] Andika I B, Kondo H, Tamada T, et al. Evidence that RNA
silencing-mediated resistance to beet necrotic yellow vein
virus is less effective in roots than in leaves. Mol Plant
Microbe Interact, 2005, 18(3): 194-204
[46] Zhao M M, An D R, Zhao J, et al. Transiently expressed
short hairpin RNA targeting 126kD aprotein of tobacco
mosaic virus interferes with virus infection. Acta Biochem
Biophys Sin, 2006, 38(1): 22-28
[47] Ratcliff F, Martin-Hernandez A M, Baulcombe D C. Tech-
nical advance. tobacco rattle virus as a vector for analysis of
gene function by silencing. Plant, 2001, 25(2): 237-245
[48] Kapoor S, Kobayashi A, Takatsuji H. Silencing of the tape-
tum-specific zinc finger gene TAZ1 causes premature de-
generation of tapetum and pollen abortion in petunia. Plant
Cell, 2002, 14(10): 2353-2367
[49] Moritoh S, Miki D, Akiyama M, et al. RNAi-mediated si-
lencing of OsGEN-L(OsGEN-like), a new member of the
RAD2/XPG nuclease family, causes male sterility by defect
of microspore development in rice.Plant Cell Physiol, 2005,
46(5):699-715
[50] Cigan A M, Unger-Wallace E, Haug-Collet K, et al. Tran-
scriptional gene silencing as a tool for uncovering gene func-
tion in maize. Plant, 2005, 43(6): 929-940
[51] Lawrence R J, Pikaard C S. Transgene-induced RNA
interference: a strategy for overcoming gene redundancy in
polyploids to generate loss of function mutations. Plant,
2003, 36(1): 114-121
中科院公布2006年十大创新成果 上海生科院两项成果上榜
中国科学院 2006年度十大重要创新成果揭晓。中科院上海生科院两项成果榜上有名，分别是“我国
科学家发现阿尔茨海默病致病的新机制”和“我国抗糖尿病新药研究取得开创性进展”。
2006年 11月 19日，国际著名学术期刊Nat Med网络版在线发表了生物化学与细胞生物学研究所研究
组关于 β淀粉样蛋白产生过程新机制的最新研究成果。这项成果揭示了阿尔茨海默病致病的新机制，并且
提示 β2-肾上腺素受体有可能成为研发阿尔茨海默病的治疗药物的新靶点。
2006年末，上海药物所在非肽类小分子胰高血糖素样肽 -1受体激动剂的研究领域取得重要进展，相
关成果于 2007年元月第一周发表在国际权威科学期刊 PNAS网络版上。PNAS编辑部在向媒体的书面新闻
发布中指出，这类口服有效的非肽类小分子激动剂有可能成为糖尿病、肥胖症和其他相关代谢性疾病的一
种新型疗法。
据悉，其他 8项成果分别是：EAST全超导非圆截面托卡马克核聚变实验装置；纳米量子结构可控
性实验和理论研究；宇宙线分布图的绘制；甲醇制取低碳烯烃技术开发及工业性试验；龙芯 2E通用 64
位处理器；水体污染的激光诱导荧光非接触监测技术装备系统；揭示果蝇记忆奥秘；饮用水质安全风险
的末端控制技术与应用。
摘自 http://www.sibs.ac.cn
·简讯 ·