全 文 :生命科学
Chinese Bulletin of Life Sciences
第 17卷 第 5期
2005年 10月
Vol. 17, No. 5
Oct., 2005
质膜上的活性氧制造者——NOX家族
李玲娜,周 崧,易 静*
(上海第二医科大学细胞生物学教研室,上海 200025)
摘 要:NADPH氧化酶特异存在于吞噬细胞质膜,能生成用于清除病原微生物的活性氧(reactive oxy-
gen species, ROS)。NOX是 NADPH氧化酶催化亚基 gp91phox的同源物,存在于多种非吞噬细胞。目
前发现的NOX有NOX1、NOX3、NOX4及NOX5,虽然它们有一定的组织特异性, 但与NADPH氧化
酶一样均有催化生成 ROS的能力。与吞噬细胞中 NADPH氧化酶所制造的 ROS不同,NOX所产生的
R O S 并不主要起细胞防御功能,而是作为第二信使,参与细胞增殖、分化、凋亡的调节。此外,
NOX对血管生成及骨吸收也有一定的影响,同时还可作为氧感受器调节促红细胞生成素(EPO)的产生。
关键词:N A D P H 氧化酶;活性氧;肿瘤
中图分类号:Q 5 5 文献标识码:A
NOX family: the ROS producer in plasma membrane
LI Ling-Na, ZHOU Song, YI Jing*
(Department of Cell Biology, Shanghai Second Medical University, Shanghai 200025, China)
Abstract: NADPH oxidase, specially located in plasma membrane of phagocytes, can generate reactive oxygen
species (ROS) to participate in host defense by killing or damaging invading microbes. NOX are the homologs
of gp91phox, the catalytic subunit of the NADPH oxidase, existing in various non-phagocytic cells. So far NOX1,
NOX3, NOX4, NOX5 have been characterized. All of them possess the ability of ROS generation like NADPH
oxidase, though their expression is tissue-specific. Unlike the NADPH oxidase-derived ROS that is responsible
for cell defense, NOX- derived ROS functions as a second messenger molecule to participate in the modulation
of cell proliferation, differentiation and apoptosis. In addition, NOX affects angiogenesis and bone resorption,
and, as an oxygen sensor, regulates erythropoietin production.
Key words: NADPH oxidase; reactive oxygen species (ROS); tumor
收稿日期:2005-04-08;修回日期:2005-06-27
基金项目:国家自然科学基金(30170475)
作者简介:李玲娜( 1 9 7 9 —),女,硕士研究生;周 崧( 1 9 8 1 —),男,八年制研究生;易 静( 1 9 5 7 —),女,
教授,博士生导师,* 通讯作者。
文章编号 :1004-0374(2005)05-0414-05
化酶复合体,其中 gp91 phox是其主要的功能亚基,
p22phox的 C末端有一富含脯氨酸的尾巴,可能用来
结合NADPH氧化酶的胞质激活因子,从而发挥胞
内调节作用。吞噬细胞中的NADPH氧化酶通常是
静止的,当感受到胞外信息,如细胞因子、激素,
甚至细菌等一些物质的刺激时,胞浆中的 p47phox、
p67phox、p40phox和Rac通过 p22phox上富含脯氨酸的尾
1 NOX与NADPH氧化酶
NADPH氧化酶定位于吞噬细胞质膜上,是
一种黄素细胞色素,带有细胞色素 C和 FAD基
团。该氧化酶是由 gp91 phox、p22 phox、p47 phox、
p67phox、p40phox和 Rac六种亚基组成的复合体。
gp91phox和 p22phox亚基位于膜上,当与胞浆中的
另外几种亚基结合时可形成有活性的NADPH氧
415李玲娜,等:质膜上的活性氧制造者—— N OX 家族第5期
巴与之结合形成酶复合体,这种结合能够使得
gp91phox的构像发生变化,并通过诱导电子的跨膜运
动激活该酶,从而发挥作用[1~ 2]。
因为NADPH氧化酶的非正常激活会对细胞造
成损伤,所以该酶的激活是受到高度调节的。
p67phox在整个激活过程中可能起重要作用,它可能
与NADPH氧化酶结合位点的封闭有关[3]。
NADPH氧化酶可以被看成是与质膜结合的微小
的电子传递链,它能够将分子氧通过单电子还原产
生过氧化自由基,并以此为基础形成一系列二级产
物,这些产物通称活性氧(reactive oxygen species,
ROS)。这些活性氧释放到吞噬小泡中可以发挥杀菌
作用,参与宿主细胞的免疫。这被认为是吞噬细胞
能够杀灭入侵病原微生物的主要机制[3~4]。
数年前,在非吞噬细胞的质膜上发现了
NAD PH 氧化酶的同源物家族,即后来被命名为
NOX(NADPH oxidase)的蛋白家族,为非吞噬细胞
ROS的产生和功能提供了直接证据[5~6],并改变了
人们对 ROS的传统认识。由此人们了解到,质膜
来源的ROS不仅存在于吞噬细胞,也存在于很多非
吞噬细胞,如消化道上皮细胞、血管内皮细胞、肾
系膜细胞、成纤维细胞、甲状腺细胞及其他许多细
胞;ROS不仅是线粒体氧化磷酸化的副产品,而
且在细胞内有多种其他来源,并且在细胞活动中发
挥多种主动作用,除了参与宿主防御,更重要的是
作为信使参与细胞精细的生物调节。
2 NOX家族及其分子结构
2.1 NOX家族的概况 在不同种类的细胞中发现了
一系列NADPH氧化酶催化亚基即 gp91phox的同源
物,分别称其为NOX1、NOX3、NOX4、NOX5,
它们与 gp91phox序列的同源性分别为 56%、58%、
37%、27% [3]。gp91 pho x被称为 NOX2。NOX1、
NOX3、NOX4与 gp91phox处于同一亚家族中[7],而
NOX5是该家族中较为独立的一名成员,并且研究推
测其基因可能与原始的NOX基因序列更为相近[5]。
2.2 NOX的基本结构 NOX分子大致可以分为两
个大的结构域:N端的疏水跨膜区和 C端的黄素蛋
白结合区[5]。该黄素蛋白结合区与许多 FAD结合蛋
白包括细胞色素 P450还原酶、ferredoxin-NADP氧
化还原酶等也有微弱的同源性。NOX家族的分子量
介于 564到 737之间,它们都有六个跨膜片段,一
些保守的区段可能与 NADPH、FAD的结合有关。
NOX5的N末端有钙结合区,能使NOX5直接对钙
离子起反应。
gp91phox、NOX3和NOX4的跨膜 α-螺旋靠近
N端的最末端,该序列附近有蛋白水解位点,故认
为这一段极有可能是信号肽序列[5]。NOX5没有末
端这段信号肽。 值得一提的是,NOX5在胞质侧的
N-末端序列含有脯氨酸丰富区。NOX5的这一脯氨
酸丰富区可能相当于NADPH酶复合体中的 p22phox,
可以与胞内能识别该区的调节蛋白相互作用,从而
调节自身的活性[5]。
3 NOX的组织和细胞分布
3.1 正常组织 NOX1主要表达在结肠,血管平滑肌
中也可见到,在子宫及前列腺中也有微弱的表达[5~6]。
NOX3在内耳的特定部位高表达,如耳蜗前庭
感受细胞和螺旋神经节[8],少量在一些胚胎组织,
如肾、肝、肺、脾等中表达 [ 5 ]。
NOX4在肾脏组织中有大量的表达[9],但其在
肾内的分布,老鼠和人有很大的差异,原位杂交显
示,NOX4主要分布在鼠肾的近端小管和人肾单位
的远端[9]。最近还有研究发现,NOX4在中枢神经
系统的神经元中也有一定表达[10]。另外,所有胚胎
组织及一部分成人组织,如胰腺、胎盘、卵巢、
睾丸及骨骼肌中都能探测到NOX4的表达[5,11]。
NOX5则在所有胚胎组织中都有表达,在成人
脾及睾丸中也有少量存在,在卵巢、胎盘、胰腺
中微弱表达[5 ]。
gp91phox主要表达在外周血吞噬细胞、肺、胰
腺及胎盘。但由于这些组织成分复杂,拥有多种细
胞类型,故这些组织中所显示的gp91phox的表达也有
可能是由于它们都含有表达gp91phox的外周血细胞而
造成的 [ 5 ]。
由此可见,NOX家族蛋白表达具有组织特异
性,不同成员都可以生成 ROS,但是它们的功能
可能因组织特异性而有所不同。
N O X 在胚胎期组织细胞有较高表达,提示
NOX在这类细胞的增殖、分化以及个体发育中可能
扮演重要角色。
3.2 肿瘤 在很多肿瘤或者转化细胞系中,都可以
检测到 N OX 的表达。NO X1 在两种大肠癌细胞
Caco-2、T-84及转化细胞 HEK293中表达增加[5]。
前列腺癌组织标本中NOX1蛋白含量较正常前列腺
组织有明显增加[12]。NOX4和NOX5在大肠癌、胶
质母细胞瘤等细胞系中有表达[5]。NOX在肿瘤细胞
中与其相同组织来源的正常组织中表达不同,提示
416 生命科学 第17卷
NOX的异常表达和调节可能与肿瘤发生和肿瘤细胞
ROS增加有关。
4 NOX的激活和信号转导
NOX家族均可诱导 ROS产生,又因定位于质
膜上,可以首先感受细胞外刺激信号,故可能是作
为信号分子的ROS主要来源。这些氧化酶通过配体
诱导的方式来感受胞外信息,外来信号刺激使其激
活或失活,从而迅速升高或降低细胞内的 ROS水
平,而 ROS可触发多种信号转导途径,分别涉及
酶偶联受体信号传导途径(包括受体酪氨酸激酶、
受体丝氨酸 /苏氨酸激酶)和G蛋白偶联受体信号传
导途径等,如 p 2 1 R a s、S m a d s / S r c 激酶、p 3 8
MAPK、ERK-1/2 MAPK,最终造成细胞增殖、分
化或死亡等不同反应[13](图 1)。
如图 1所示,对于生长因子和细胞因子等配体
与受体结合后通过哪些分子激活 NADPH氧化酶,
目前了解得并不清楚。较为清楚的是,生长因子,
如PDGF和EGF与其受体结合后,胞质内Ras活化,
进而 NADPH 氧化酶的胞质亚单位 Rac1被活化,
Rac1通过GTP获能后与NADPH氧化酶的质膜亚单
位结合并招募其他胞质亚单位,从而激活NADPH
氧化酶生成 ROS (图 1线路A)。
5 NOX对细胞活动的影响
5.1 NOX与细胞增殖和转化 肿瘤细胞普遍存在较
高的 ROS产生量,从前述NOX在一部分肿瘤细胞
表达增高来看,NOX过度表达产生的 ROS可能是
一些肿瘤细胞 ROS的重要来源。升高的 ROS不是
肿瘤发生的惟一原因,但下述大量实验直接或间接
提示这是参与肿瘤发生和发展的重要因素。
在正常细胞(细胞系),如血管平滑肌细胞、血
管内皮细胞、人脐静脉上皮细胞(HUVEC)、NIH3T3
细胞中,NOX生产的 ROS可促进细胞增殖,并且
能够被抗氧化剂所抑制。血管平滑肌细胞和内皮细
胞在 PDGF、血管紧张素 -II等因子的刺激下增殖,
发现NOX1明显上调和ROS水平升高 [14~15]。NOX1
转染NIH3T3细胞后,细胞 ROS水平及细胞生长率
都出现显著增加[6]。
NOX与细胞增殖的高度相关性提示其可能与肿
瘤发生有关,这一点已被很多研究证实。80%的前
列腺癌组织标本中ROS水平、NOX1蛋白含量较正
常前列腺组织都有明显增加[12]。对于非肿瘤细胞
NIH3T3转染NOX1后,85%出现表型转化,接种
裸鼠后,绝大部分裸鼠出现较大的侵袭性肿瘤[16],
同时另有研究发现VEGF及其受体表达上调,肿瘤
的新生血管增加,故推测NOX通过诱导VEGF及其
受体表达能刺激肿瘤的血管生成[17]。NOX也能够促
进肿瘤细胞增殖,转染 N O X 1 的前列腺癌细胞
DU145生长速度明显增加,并且抗氧化剂抑制该效
应[12],而转染NOX的反义核苷酸后细胞增殖得到
抑制 [18]。以上这些证据提示,NOX不仅能够引起
正常细胞的恶性转化,并且能够通过增加血管源性
因子,如VEGF的表达促进肿瘤新生血管形成和肿
图1 三种配体诱导ROS生成途径[13]
417李玲娜,等:质膜上的活性氧制造者—— N OX 家族第5期
瘤细胞增殖而增加肿瘤的侵袭性,故 NOX与肿瘤
发生、生长和进展密切相关。
5.2 NOX与细胞分化 NOX可能与细胞分化相
关。有研究表明,在肌肉细胞分化的过程中,
NOX2的活性及ROS水平不断升高,并且通过触发
PI3激酶和 p38-MAPK途径,激活NF-κB/iNOS信号
转导,诱导肌肉细胞分化[19]。在大肠癌细胞 HT29
或 Caco-2被 γ干扰素、1-25-二羟基D3等诱导分化
过程中,NOX1表达显著升高,故 Geiszt等[20]认
为,NOX1在分化的大肠癌表皮细胞中可能发挥特
定的功能。
5.3 NOX与细胞死亡 许多研究表明,ROS的效
应与其水平有关,即轻度增高促进细胞增殖,而剧
烈升高造成细胞死亡[13]。NOX及其产生的 ROS可
以引起细胞死亡,包括凋亡和坏死两种形式。有证
据表明,在阿尔茨海默等痴呆症中,ROS诱导的
神经细胞凋亡可能是主要原因之一。有研究报道,
中枢神经系统中存在NOX表达,如NOX2在小胶
质细胞中表达,NOX4在神经元中表达,提示NOX
可能与这类神经细胞 ROS升高及凋亡有关[10,21]。在
探讨动脉硬化发病机制过程中,发现 7-Kchol (7-酮
胆甾醇)可能通过激活 IRE1/JNK/AP-1信号通路,促
进NOX4的表达,使得 ROS生成增多,从而引起
平滑肌细胞凋亡[22]。在肿瘤治疗的研究中发现,三
氧化二砷能够治疗多种恶性肿瘤与其可以升高细胞
内 R O S 水平相关。在不同的细胞系,如 N B 4、
ML1、PLB-985和HL60中,砷剂与 PMA类似,能
够刺激 NADPH氧化酶活性增强,促进 ROS的生
成,导致肿瘤细胞死亡增加[23]。不过,NOX和产
生的一定量的ROS也可以是部分肿瘤生存和耐受凋
亡的必需因素。在胰腺癌细胞中,生长因子所诱导
的NADPH氧化酶及其同源物(可能是NOX4)来源的
ROS发挥促生存作用,抑制其活性和表达后细胞则
凋亡 [ 2 4 ]。
5.4 NOX影响的基因 从NOX所影响的基因看,
其作用也都与有丝分裂或表型转换有关。这些基因
的表达直接或间接被 H 2O 2调节。实验证明,在
NOX1转染的细胞中,大约有 200个基因的表达发
生上调或下调,经过过氧化氢酶(catalase)处理后,
70%的基因恢复到正常或者接近正常水平[25]。这些
基因包括调节细胞分裂或肿瘤源性相关的基因、细
胞周期相关的基因、信号传递蛋白基因、与人类肿
瘤相关的蛋白质生成或激活的蛋白基因等[25]。
5.5 NOX作为氧感受器 NOX4主要表达在肾远端
小管细胞,与通常认为的促红细胞生成素(EPO)的
制造者管周细胞相邻,而且胚胎时主要的EPO合成
器官,如肝脏,也表达少量 NOX4的mRNA,提
示NOX4可能作为 EPO合成的氧感受器[26]。NOX4
所产生的ROS可能通过影响使EPO基因激活的转录
因子HIF-1α,而使得 EPO的表达减少[27~28]。另外,
位于呼吸道粘膜的肺神经上皮体细胞(NEB)可能能够
感受气道的低氧。对过氧化氢敏感的钾通道亚基
KV3.3a和NADPH氧化酶共表达于NEB细胞膜上,
当NEB细胞暴露于过氧化氢环境下时会增加钾离子
的外流,从而调节对氧敏感的钾通道。因此,认
为 NADPH氧化酶和对氧敏感的钾通道的分子复合体
可能是NEB细胞的氧感受器[29]。
5.6 NOX与骨吸收 NADPH氧化酶与破骨细胞中
ROS的制造及骨吸收有关。破骨细胞所产生的ROS
对于骨分解有直接作用,抑制破骨细胞ROS的生成
能够使骨吸收明显减少[30~31],这提示ROS可能为骨
吸收提供一定的氧化基础[32]。实验证实,在鼠的正
常破骨细胞中,gp91phox与NOX4都有活性,只有
当 gp91phox缺失或者失去功能时,NOX4才大量表
达。可能两种酶的共同存在对于调节破骨细胞ROS
的产生,控制骨吸收有重要作用[33]。
6 结束语
NOX家族是NADPH氧化酶的同源物,存在于
不同的非吞噬细胞质膜上,组织表达有一定的特异
性。与吞噬细胞中的NADPH氧化酶正常处于静息
状态不同,它们正常时即保持一定的活性,制造一
定量的ROS,感受到胞外信息的刺激时能够迅速催
化生成更高浓度 ROS。NOX所产生的 ROS作为信
号分子调节细胞行为,如细胞的增殖、分化、凋
亡,而NOX的异常表达和激活可能诱导肿瘤发生,
诱导肿瘤的血管生成,并与其他疾病,如高血压、
动脉粥样硬化以及老年痴呆症的发生和进展有关。
现在,NOX及其所产生的 ROS作为信号分子的功
能受到越来越多的关注,对这一新的氧化酶家族更
多生理病理功能的进一步研究,将为有效防治ROS
相关的临床疾病提供新思路和新的药物靶点。
[参 考 文 献]
[1] Babior B M. The respiratory burst oxidase. Curr Opin
Hematol, 1995, 2(1): 55~60
[2] Lambeth J D, Cheng G, Arnold R S, et al. Novel homologs of
gp91phox. Trends Biochem Sci, 2000, 25(10): 459~461
418 生命科学 第17卷
[3] Chanock S J, EL Benna J, Smith R M, et al. The respiratory
burst oxidase. J Biol Chem, 1994, 269: 24519~24522
[4] Babior B M. NADPH oxidase: an update. Blood, 1999, 93:
1464~1476
[5] Cheng G J, Cao Z H, Xu X X, et al. Homologs of gp91phox:
cloning and tissue expression of NOX3, NOX4, and NOX5.
Gene, 2001, 269: 131~140
[6] Suh Y A, Arnold R S, Lassegue B, et al. Cell transformation
by the superoxide-generating oxidase Mox1. Nature, 1999,
401(6748): 79~82
[7] De Deken X, Wang D T, Many M C, et al. Cloning of two
human thyroid cDNAs encoding new members of the
NADPH oxidase family. J Biol Chem , 2000, 275 :
23227~23233
[8] Baánfi B, Malgrange B, Knisz J, et al. NOX3, a superoxide-
generating NADPH oxidase of the inner ear. J Biol Chem,
2004, 279(44): 46065~46072
[9] Geiszt M, Kopp J B, Varnai P, et al. Identification of Renox,
an NAD(P)H oxidase in kidney. Proc Natl Acad Sci USA,
2000, 97: 8010~8014
[10] Vallet P, Charnay Y, Steger K, et al. Neuronal expression of
the NADPH oxidase NOX4, and its regulation in mouse
experimental brain ischemia. Neuroscience, 2005, 132(2):
233~238
[11] Kikuchi H, Hikage M, Miyashita H, et al. NADPH oxidase
subunit, gp91phox homologue, preferentially expressed in
human colon epithelial cells. Gene, 2000, 254(1-2): 237~243
[12] Lim S D, Sun C, Lambeth J D, et al. Increased Nox1 and
hydrogen peroxide in prostate cancer. Prostate, 2005, 62(2):
200~207
[13] Thannickal V J, Fanburg B L. Reactive oxygen species in cell
signaling. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol, 2000, 279(6):
L1005~L1028
[14] Lassègue B, Sorescu D, Szöcs K, et al. Novel gp91phox ho-
mologues in vascular smooth muscle cells: nox1 mediates
angiotensin II–induced superoxide formation and redox-sen-
sitive signaling pathways. Circ Res, 2001, 88(9): 888~894
[15] Katsuyama M, Fan C Y, Yabe-Nishimura C. NADPH oxi-
dase is involved in prostaglandin F2α-induced hypertrophy
of vascular smooth muscle cells: induction of NOX1 by F2α.
J Biol Chem, 2002, 277: 13438~13442
[16] Lambeth J D. NOX enzymes and the biology of reactive
oxygen. Nat Rev Immunol, 2004, 4(3): 181~189
[17] Arbiser J L, Petros J, Klafter R, et al. Reactive oxygen
generated by NOX1 triggers the angiogenic switch. Proc
Natl Acad Sci USA, 2002, 99(2): 715~720
[18] Brar S S, Corbin Z, Kennedy T P, et al. NOX5 NAD(P)H
oxidase regulates growth and apoptosis in DU 145 prostate
cancer cells. Am J Physiol Cell Physiol, 2003, 285(2):
C353~C369
[19] Piao Y J, Seo Y H, Hong F, et al. NOX2 stimulates muscle
differentiation via NF-κB/iNOS pathway. Free Radic Biol
Med, 2005, 38(8): 989~1001
[20] Geiszt M, Lekstrom K, Brenner S, et al. NADPH oxidase1,
a product of differentiated colon epithelial cells, can par-
tially replace glycoprotein 91phox in the regulated production
of superoxide by phagocytes. J Immunol, 2003, 171: 299~306
[21] Zekry D, Epperson T K, Krause K H. A role for NOX
NADPH oxidases in Alzheimer’s disease and other types of
dementia? IUBMB Life, 2003, 55(6): 307~313
[22] Pedruzzi E, Guichard C, Ollivier V, et al. NAD(P)H oxidase
NOX-4 mediates 7-ketocholesterol-induced endoplasmic
reticulum stress and apoptosis in human aortic smooth
muscle cells. Mol Cell Biol, 2004, 24(24): 10703~10717
[23] Chou W C, Jie C F, Kenedy A A, et al. Role of NADPH
oxidase in arsenic-induced reactive oxygen species forma-
tion and cytotoxicity in myeloid leukemia cells. Proc Natl
Acad Sci USA, 2004, 101(13): 4578~4583
[24] Vaquero E C, Edderkaoui M, Pandol S J, et al. Reactive
oxygen species produced by NAD(P)H oxidase inhibit
apoptosis in pancreatic cancer cells. J Biol Chem, 2004, 279
(33): 34643~34654
[25] Arnold R S, Shi J, Murad E, et al. Hydrogen peroxide medi-
ates the cell growth and transformation caused by the mito-
genic oxidase NOX1. Proc Natl Acad Sci USA, 2001, 98(10):
5550~5555
[26] Shiose A, Kuroda J, Tsuruya K, et al. A novel superoxide-
producing NAD(P)H oxidase in kidney. J Biol Chem, 2001,
276(2): 1417~1423
[27] Elbert B L, Bunn H F. Regulation of the erythropoietin
gene. Blood, 1999, 94(6): 1864~1877
[28] Bunn H F, Gu J, Huang L E, et al. Erythropoietin: a model
system for studying oxygen-dependent gene regulation. J
Exp Biol, 1998, 201(Pt8): 1197~1201
[29] Wang D S, Youngson C, Wong V, et al. NADPH-oxidase and
a hydrogen peroxide-sensitive K+ channel may function as an
oxygen sensor complex in airway chemoreceptors and small
cell lung carcinoma cell lines. Proc Natl Acad Sci USA, 1996,
93(23): 13182~13187
[30] Darden A G, Ries W L, Wolf W C, et al. Osteoclastic super-
oxide production and bone resorption: stimulation and inhi-
bition by modulators of NADPH oxidase. J Bone Miner Res,
1996, 11(5): 671~675
[31] Ries W L, Key L L, Rodriguiz R M. Nitroblue tetrazolium
reduction and bone resorption by osteoclasts in vitro inhib-
ited by a manganese-based superoxide dismutase mimic. J
Bone Miner Res, 1992, 7(8): 931~939
[32] Imagawa S, Yamamoto M, Miura Y. Negative regulation of
the erythropoietin gene expression by the GATA transcrip-
tion factors. Blood, 1997, 89(4): 1430~1439
[33] Yang S, Madyastha P, Bingel S, et al. A new superoxide-
generating oxidase in murine osteoclasts. J Biol Chem, 2001,
276: 5452~5458