全 文 ：第 35 卷第 21 期
2015年 11月
生 态 学 报
ACTA ECOLOGICA SINICA
Vol.35,No.21
Nov., 2015
http: / / www.ecologica.cn
基金项目:国家自然科学基金资助项目(41271255,41222005); 江苏省高校自然科学研究重大项目(12KJA170001); 江苏省高校优势学科建设
工程项目(164320H101)
收稿日期:2013鄄10鄄19; 摇 摇 网络出版日期:2015鄄04鄄14
*通讯作者 Corresponding author.E鄄mail: zhongwenhui@ njnu.edu.cn
DOI: 10.5846 / stxb201310192525
张逸飞,刘娟娟,孟磊,邓欢,姜允斌,张金波.钟文辉.农业利用对海南省天然次生林土壤微生物的影响.生态学报,2015,35(21):6983鄄6992.
Zhang Y F, Liu J J, Meng L, Deng H, Jiang Y B, Zhang J B, Zhong W H. Agricultural use of natural secondary forests affects soil microorganisms in
Hainan Province, China.Acta Ecologica Sinica,2015,35(21):6983鄄6992.
农业利用对海南省天然次生林土壤微生物的影响
张逸飞1,2,刘娟娟1,孟摇 磊3,邓摇 欢1,姜允斌1,张金波1,钟文辉1,*
1 南京师范大学地理科学学院,江苏省环境演变与生态建设重点实验室, 南京摇 210046
2 南京化工职业技术学院, 南京摇 210048
3 海南大学农学院, 海口摇 570228
摘要:为揭示天然次生林经过长期农业利用后土壤微生物学性质以及土壤养分状况的变异,采集了海南省天然次生林土壤以及
由天然次生林经农业开垦转变而成的香蕉、桉树和橡胶林区表层土壤样品,利用磷脂脂肪酸(PLFA)分析、变性梯度凝胶电泳
(DGGE)、群落水平生理特征(CLPP)分析等方法探究天然次生林经农业利用对土壤微生物生物量、微生物活性、群落多样性和
功能多样性的影响。 研究结果显示,天然次生林土壤总磷脂脂肪酸显著高于经农业利用的土壤,分别是香蕉和橡胶林土壤的 3
倍和 2倍。 平均颜色变化率(AWCD)以及由 PLFA、DGGE和 CLPP 分析获得的土壤微生物群落多样性和功能多样性均显示出
天然次生林高于农业利用的土壤。 天然次生林土壤与农业利用土壤的微生物群落结构也存在明显的分异。 另外,天然次生林
土壤 pH值、有机碳、总氮、总磷、速效氮和速效钾含量高于经农业利用的土壤。 逐步回归分析显示土壤 pH值、有机碳和速效氮
是影响土壤微生物生物量、微生物活性、群落多样性和功能多样性的主要因素。 研究结果表明,天然次生林经农业利用后,由于
种植单一树种和农业管理措施可能造成土壤有机质和养分含量下降,导致土壤酸化,对土壤微生物群落造成负面影响。
关键词:香蕉;桉树;橡胶;土壤微生物;土壤养分
Agricultural use of natural secondary forests affects soil microorganisms in
Hainan Province, China
ZHANG Yifei1,2, LIU Juanjuan1, MENG Lei3, DENG Huan1, JIANG Yunbin1, ZHANG Jinbo1, ZHONG Wenhui1,*
1 Jiangsu Key Laboratory of Environmental Change & Ecological Construction, School of Geography Science, Nanjing Normal University, Nanjing
210046, China
2 Nanjing College of Chemical Technology, Nanjing 210048, China
3 Collage of Agriculture, Hainan University, Haikou 570228, China
Abstract: Natural forests tend to be converted into agricultural lands in developing countries for economic development. In
the subtropical regions of China, natural secondary forests are generally converted to banana, rubber, and eucalyptus
plantations. Unlike natural forests, agricultural lands are mainly characterized by mono鄄plantations, tillage, fertilization,
and litter removal. These practices may have unfavorable consequences on the soil ecosystem. Moreover, the soil in the
subtropical regions of China is classi覱ed as Ultisol, which is vulnerable to erosion and degradation under improper soil
management. Yet, knowledge about the effects of the conversion of natural forests to agricultural lands on soil quality in
these regions remains scarce. Soil microorganisms are critical for organic matter conversion and nutrient cycling, in addition
to being sensitive to environmental changes. Thus, soil microbial parameters such as microbial biomass, activity,
biodiversity, and composition are considered as reliable indicators of soil quality. To understand the effect of forest
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conversion to agricultural lands on soil microbial parameters, as well as soil chemical properties, we collected soil samples
from a well鄄conserved natural secondary forest, in addition to transformed banana, eucalyptus, and rubber forests.
Phospholipid fatty acid ( PLFA) analysis, denaturing gradient gel electrophoresis ( DGGE ), and community鄄level
physiological profiles (CLPP) were used to investigate various microbial parameters, including microbial biomass, activity,
community diversity, and functional diversity. Microbial diversity was expressed as Shannon diversity ( H忆) . Principal
component analysis (PCA) was performed to analyze the soil microbial structure based on PLFA, CLPP, and DGGE data.
In addition, soil chemical properties were determined, including pH, organic carbon, available nitrogen, total phosphorus,
available phosphorus, and available potassium. Stepwise multiple regression analysis was used to determine the main soil
properties that influenced soil microbial parameters. The results showed that the natural secondary forest had the highest
total PLFA, which was 3 and 2 times higher than that recorded for the banana and rubber forests, respectively. The average
color development (AWCD), community diversity, and functional diversity determined from the PLFA, DGGE, and CLPP
profiles were also highest in the natural secondary forest. Soil microbial community structure differed between the natural
secondary forest and agricultural lands, as well as between the vegetation types. In addition, soil pH, organic carbon, total
nitrogen, total phosphorus, available nitrogen, and available potassium were higher in the natural secondary forest compared
to the agricultural lands. The stepwise analysis showed that soil pH and available phosphorus affected H忆 and CLPP values,
while organic carbon affected AWCD, H忆 of fungal DGGE, and fungal biomass values. Total nitrogen and available nitrogen
generally affected microbial biomass ( total, bacterial, and fungal PLFAs) and community diversity (H忆 of DGGE and
PLFA data) . Our results indicate that the conversion of natural secondary forests to agricultural lands leads to soil
acidification and a significant decrease in soil organic carbon and nutrient content. Furthermore, conversion decreases
microbial biomass, activity, diversity, and functional diversity, causing shifts in soil microbial community structure. The
adverse effects of this conversion on soil chemical and microbial properties may be due to the agricultural management
practices being followed at local sites.
Key Words: banana; eucalyptus; rubber; soil microorganisms; soil nutrient
天然次生林向农业利用转变在发展中国家很普遍[1],在我国热带和亚热带地区,天然次生林被砍伐、焚
烧并种植单一作物如桉树、香蕉、橡胶等[2]。 天然次生林向农业利用转变可能使土壤生态系统承受巨大压力
甚至造成土壤严重退化[3],对天然次生林的农业利用进行生态影响评价显得尤为重要。 土壤微生物群落结
构、功能多样性、微生物生物量以及活性是研究土地利用方式转变的常用微生物指标,这些指标反映的信息对
于了解土壤健康和土壤质量至关重要[4]。 已有研究表明,在森林转换为农田或牧场过程中,耕作、施肥、灌
溉、放牧、除草等管理措施易扰动土壤微生物并可能改变其多样性[5鄄6],Jangid 等人提出森林转换对土壤微生
物多样性的影响取决于管理实践的强度以及植物类型[7],其中植被类型决定了碳输入的质与量并影响土壤
理化性质,从而影响土壤微生物群落[8]。 在亚热带地区,土地管理措施是影响土壤微生物的主要因素[9]。 目
前关于管理措施对亚热带地区农田土壤微生物影响的研究较多[10鄄11]。 天然次生林转化为单一树种如香蕉、
桉树和橡胶,其耕作强度低于农田土壤,这种转化对土壤微生物群落和功能多样性、微生物生物量和活性将产
生什么影响? 目前关于这方面的研究报道比较少。
群落水平生理特征(CLPP)分析、磷脂脂肪酸(PLFA)分析和变性梯度凝胶电泳(DGGE)是评价土壤微生
物多样性常用方法。 CLPP 用于表征微生物功能多样性,而 PLFA 和 DGGE 用于表征群落多样性。 土壤微生
物的总体活性可以通过 CLPP 测定中获得的平均颜色变化率(AWCD)表示[12],总 PLFA量被认为是微生物总
生物量的一个指标[13]。 PLFA分析相对比较敏感但分辨率低;DGGE 结合测序方法可以确定微生物种类,但
会因 PCR(Polymerase Chain Reaction)技术的缺陷而产生偏差。 因此,将 3种方法结合起来可较为全面地评价
土壤微生物学性质,包括微生物生物量、活性、群落多样性和功能多样性。 在本研究中,采集位于海南省热带
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地区的天然次生林和由天然次生林转换而来的香蕉、桉树和橡胶林土壤,通过 CLPP,PLFA 和 DGGE 方法研
究土壤微生物群落多样性、功能多样性、微生物生物量以及活性,以评价天然次生林向农业利用转变对土壤微
生物的影响。
1摇 研究地区与研究方法
1.1摇 采样地点描述和土壤取样
采样地位于海南省儋州市的中国热带农业科学院实验场内,天然次生林自原始林在 20世纪 60年代破坏
后发育而来,育林时间约 50a。 该地区属于热带海洋季风气候,海拔 260—455 m,年平均气温 23.2 益,年降水
量 1815 mm,年平均蒸发量 1628 mm。 土壤类型均为花岗岩发育而来的砖红壤。 20 世纪 80 年代中期一些地
区的天然次生林地转为农用,用于栽种橡胶;20 世纪 90 年代末另一些地区的天然次生林转变为香蕉林和桉
树林。 天然次生林与农业利用区相距约 3 km,香蕉林、桉树林和橡胶林相距 1—2 km。 天然次生林的优势种
主要是美叶菜豆树 (Radermachera frondosa Chun et How)、中平树(Macarangadenticulata) 和橄榄 (Canarium
album)。 桉树林、天然次生林和人工橡胶林下的灌木草本植物主要是矛叶荩草(Arthraxon lanceolatus)、香泽
兰(Eupatorium odoratum)、盾蕨(Neolepisorusovatus)、益智 (Alpinia oxyphylla Miq) 和九节木 (Psychotria rubra)
等。 天然次生林和桉树林未施肥,橡胶林、香蕉主要以施化肥为主,橡胶林年施肥量为 90 kg N / hm2,30 kg
P 2O5 / hm2,40 kg K2O / hm2香蕉年施肥量为 528 kg N / hm2, 190 kg P 2O5 / hm2,1300 kg K2O / hm2。
本研究选择上述天然次生林以及由其转化而来的香蕉林、桉树林和橡胶林土壤进行研究。 土壤样品采集
于 2010年 3月。 采集土壤样品前,在每种利用方式土地中,选取 3个相邻小区,每个小区面积约为 100 m2(10
m 伊 10 m)。 在每个小区按照 S形采集 10 个样点土壤并混合代表该小区。 每个样点面积 0.25 m2(0.5 m 伊
0.5 m),用铁锹取表层土壤 (0—20 cm),土壤样品用 2 mm筛网过筛。 用于 PLFA和 CLPP 测定的土壤样品 4
益保存,1周内测定;-70 益保存用于 DNA提取;自然干燥后土壤样品用于化学分析。
1.2摇 土壤化学分析
土壤化学分析采用常规的方法[14]。 土壤 pH值采用 pH玻璃电极测定,土水质量体积比 1颐2.5。 土壤有机
碳采用重铬酸钾氧化法测定,总氮用凯氏定氮法测定,速效氮采用碱解扩散法测定,总磷采用磷钼蓝法测定,
速效磷采用 HCl鄄NH4F萃取再用分光光度法测定,速效钾采用醋酸铵提取再用原子吸收光谱法测定。
1.3摇 磷脂脂肪酸(PLFA)分析
采用 Bligh Dyer方法进行脂类提取和磷酸酯脂肪酸分析[15],土样用 15 mL Bligh Dyer 提取液 (0.1 mol / L
柠檬酸缓冲液颐氯仿颐甲醇= 0.8颐1颐2) 提取,提取液用硅酸键合固相抽提柱(SPE鄄SI)层析,分别用氯仿、丙酮和
无水甲醇洗脱,将含磷脂的洗脱液用氮气吹干,然后用碱性甲醇水解和皂化 (甲基化) 得到磷酯脂肪酸甲基
酯 (FAME),用 Sherlock微生物鉴定系统 (MIDI,Newark,DE) 确定 PLFA种类和量,其中 PLFA定量采用 19颐
0FAM内标法。 根据结构不同,不同的特征脂肪酸对应不同的微生物,如细菌、真菌,细菌又可分为革兰氏阳
性菌、革兰氏阴性菌、放线菌。 本研究中分离获得的 PLFA见表 1。
表 1摇 土壤微生物 PLFA生物标记物[16鄄17]
Table 1摇 Phospholipid fatty acids (PLFA) signatures of soil micro鄄organisms[16鄄17]
微生物类型 Microbes type 脂肪酸 Fatty acid
细菌(除放线菌)
Bacteria (actinobacter excluded)
11:0 iso,12:0 iso,12:0,11:0 iso3OH,12:0 anteiso,13:0 anteiso,14:0 iso,14:0 anteiso,14:1 w5c,14:
0,15:1 iso G,15:0 iso,15:0 anteiso,16:1 iso H,16:0 N alcohol,16:0 iso,16:0 anteiso,16:0,17:0 iso,
17:0 anteiso,17:0 cyclo,17:0,16:1 2OH,16:0 2OH,18:0 iso,18:0,18:1 w7c 11鄄methyl,17:0 iso
3OH,19:0 iso,19:0 cyclo w8c,19:0,20:4 w6、9、12、15c,20:0
放线菌 Actinobacter 10Me17:0,10Me18:0
真菌 Fungi 16:1棕5c,18:3 棕6、9、12c,18:1棕9c
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1.4摇 群落水平生理特征 (CLPP) 分析[18]
将 10 g新鲜土壤样品加入到 100 mL无菌磷酸盐缓冲液 (0.05 mol / L,pH 值 7.0),摇床震荡 30 min,取
1 mL土壤悬浮液于 9 mL无菌磷酸盐缓冲液 (0.05 mol / L,pH值 7.0),混匀,制得 10-2土壤悬浮液。 取 150 滋L
该 10-2土壤悬浮液接种于 BIOLOG Eco 微平板孔中 (Biolog,Hayward,CA) 置 25 毅C 培养,用自动快速菌类鉴
定系统 (Biolog,Hayward,CA) 每隔 12 h测定 590 nm波长处的吸光值。 采用培养 96 h 数据分析为每孔平均
颜色变化率 (AWCD)、Shannon指数 (H忆)、主成分 (PCA) 分析。
1.5摇 DNA提取和 PCR扩增
土壤总 DNA提取方法依照土壤 DNA快速提取试剂盒 (Bio 101)制造商提供的说明书。 DNA浓度采用微量紫
外分光光度计 ND鄄1000 (NanoDrop Technologies Inc.,Wilmington,DE) 测定,提取的 DNA置-70 毅C存储。
细菌 16S rRNA基因扩增采用引物 338F鄄GC (5忆鄄ACT CCT ACG GGA GGC AGC AG CGC CCG CCG CGC
GCG GCG GGC GGG GCG GGG G鄄3忆) 和 518R (5忆鄄ATT ACC GCG GCT GCT G鄄3忆) [19]。 50 滋L反应体系含有:
1.25 U聚合酶(TaKaRa Bio Inc., Shiga, Japan),每种引物均为 25 pmol,每种核苷酸为 10 nmol,5 滋L 10伊缓冲
液和 0.1 滋mol MgCl2,1 滋L提取的 DNA为模板。 PCR反应在 iCycler thermocycler (Bio鄄Rad Laboratories Inc.,
CA) 上进行。 反应程序为:预变性 94 益4 min,35个循环包括 94 益变性 30 s,55 益退火 30 s,72 益延伸 90 s,
最后 72 益延伸 5 min。
真菌 18S rRNA基因扩增采用引物 NS26 (5忆鄄CTG CCC TAT CAA CTT TCG A鄄3忆) 和 518R鄄GC (5忆鄄CGC
CCG CCG CGC GCG GCG GGC GGG GCG GGG GCA CGG GGG GAT TAC CGC GGC TGC TGG鄄3忆) [20]。 50 滋L
反应体系含有:1.25 U聚合酶(TaKaRa Bio Inc., Shiga, Japan),每种引物均为 25 pmol,每种核苷酸为 10 nmol,
5 滋L 10伊缓冲液和 0.1 滋mol MgCl2,1 滋L 提取的 DNA 为模板。 PCR 反应在 iCycler thermocycler (Bio鄄Rad
Laboratories Inc., CA) 上进行。 反应程序为:预变性 94 益4 min,30 个循环包括 95 益变性 30 s,55 益退火
30 s,72 益延伸 90 s,最后 72 益延伸 5 min。
1.6摇 DGGE
本研究采用 Dcode (BIO RAD Laboratories, Hercules, CA)系统分析细菌 16S rRNA、真菌 18S rRNA 基因
的 DGGE (deneaturant gradient gel electrophoresis) 分子指纹图谱。 细菌及真菌 PCR产物在 8%聚丙烯酰胺凝
胶中电泳,变性梯度范围 35%—70% (其中 100%的变性剂含有 7 mol / L 尿素和 40%甲酰胺),电泳缓冲液为
0.5伊TAE,电泳温度 60 益。 电泳结束,将凝胶置于 SYBR Green I染液 (1颐10000 体积分数,Invitrogen Probe 产
品) 中染色 30 min,用分子成像器 FX (Bio鄄Rad Laboratories Inc. Hercules, CA) 扫描。 DGGE 图像用 Quantity
One软件进行分析。
1.7摇 数据分析
不同土地利用类型之间的显著差异采用单因素方差分析 (Analysis of Variance,ANOVA) 来确定,显著性
水平为 P < 0.05。 对 PLFA、CLPP 和 DGGE图谱计算 Shannon多样性指数 (H忆) 并进行主成分分析 (PCA)。
采用多元逐步回归分析确定土壤 pH、有机碳以及养分含量中影响土壤微生物生物量、活性、微生物群落多样
性及功能多样性的主要变量,所有的统计分析采用 SPSS 16进行。
2摇 结果与分析
2.1摇 土壤 pH值和养分含量
天然次生林土壤 pH值、有机碳、总氮、总磷、速效氮和速效钾含量显著高于农用利用土壤 (表 2)。 香蕉
林由于施磷肥较多,土壤中速效磷含量最高。 橡胶林土壤中 pH值、总磷、速效磷和速效钾含量最低。
2.2摇 DGGE图谱分析
细菌 16S rRNA基因和真菌 18S rRNA 基因的 DGGE 图谱用来分析不同土地利用类型对细菌群落 (图
1a) 和真菌群落的影响 (图 1b)。 天然次生林、香蕉、桉树林和橡胶林的细菌 16S rRNA基因的 DGGE平均条
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表 2摇 4种不同土地利用类型土壤 pH值和养分含量
Table 2摇 Soil pH and nutrient content under the four land use types
土地利用类型
Land use type pH
有机碳
Soil organic
carbon / (g / kg)
总氮
Total Nitrogen
/ (g / kg)
总磷 Total
phosphorus
(g / kg)
速效氮
Available
Nitrogen
/ (mg / kg)
速效磷
Available
phosphorus
/ (mg / kg)
速效钾
Available
potassium
/ (mg / kg)
天然次生林
Natural secondary forest 5.51a 63.39a 3.73a 0.91a 197.32a 17.69b 260.99a
香蕉 Banana 5.49a 15.52b 0.79c 0.76b 57.03b 89.83a 93.01b
桉树 Eucalyptus 5.12ab 14.58b 0.79c 0.23c 68.10b 13.98c 50.13c
橡胶 Rubber 4.47b 18.41b 0.94b 0.20c 62.32b 3.86d 40.65d
摇 摇 同列相同英文小写字母表示差异不显著 (P > 0.05)
图 1摇 四种利用类型土壤 16S rRNA基因 DGGE图谱(a)和 4种利用类型土壤 18S rRNA基因 DGGE图谱(b)
Fig.1摇 The DGGE pattern of 16S rRNA gene fragment from soils under the four land use types (a) The DGGE pattern of 18S rRNA gene
fragment from soils under the four land use types (b)
#1、#2、#3代表 4种利用类型的 3个小区土壤样品
带数分别为 78、70、76、72条 (以条带亮度大于所在泳道条带总亮度 1%的条带计);真菌 18S rRNA 基因的
DGGE 平均条带数分别为 39、30、26、34条。 天然次生林土壤 16S rRNA 基因的 H忆最高,香蕉、橡胶林明显较低
(图 2)。 18S rRNA基因的 H忆也表现出相似的模式:天然次生林>橡胶林>香蕉>桉树林。 其中,天然次生林显
著高于桉树和香蕉林 (P<0.05)。 PCA分析(图 3)显示天然次生林,橡胶林、香蕉林和桉树林在 PC1 和 PC2
方向上存在明显分异,表明土地利用方式是影响细菌和真菌群落结构的重要因素。
2.3摇 磷脂脂肪酸多样性分析
从 4种不同利用类型土壤中共检测出 58种脂肪酸,其中含量大于 1%的有 38 种(表 1)。 土地利用类型
显著影响土壤微生物 PLFA量(表 3)。 天然次生林中总磷脂脂肪酸以及细菌、革兰氏阳性菌、革兰氏阴性菌、
放线菌和真菌的磷脂脂肪酸最高,香蕉林土壤中上述指标含量最少。
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摇 图 2摇 4种利用类型土壤中微生物群落多样性和功能多样性指数(H忆)
摇 Fig.2摇 The Shannon diversity (H忆) of soil microbial diversity and
functional diversity from the four land use types. Means with the
same letter are not significantly different
具有相同字母者表示差异不显著 (P > 0.05,邓肯测验,n = 3),短
竖代表的标准误差
4种土地利用方式下 PLFA 图谱分析表明,香蕉林
H忆显著低于其他 3种土地利用类型 (图 2) (P<0.05)。
对 4种土地利用类型的 PLFA 分析结果进行 PCA 分析
显示,其 PC1的方差贡献率为 63%,PC2 的方差贡献率
为 13% (图 3)。 4种土地利用类型在 PC2 方向上彼此
分离。 包括真菌和放线菌在内的 26种磷脂脂肪酸沿着
沿 PC1 (图 3) 有较高方差贡献率 (> 0.60),11种磷脂
脂肪酸沿 PC2有较高方差贡献率 (> 0.60) (图 4)。
2.4摇 CLPP 多样性分析
不同土地利用方式对土壤微生物活性和功能多样
性存在显著影响。 天然次生林土壤的 AWCD 显著高于
农用利用土壤,而桉树林、橡胶林和香蕉土壤之间没有
显著差异 (表 3)。 对 4 种土地利用类型的 CLPP 图谱
进行 PCA 分析的结果显示 (图 3),天然次生林和农业
利用区分异明显,桉树林与橡胶林无明显分异,但都与
橡胶林存在明显分异。 BIOLOG Eco微平板的碳源可分为 6类,由于胺类和酚类混合物的碳源数目较少,各为
2种,故分别与氨基酸类和聚合物类合并成 4 大类,分别为聚合物、碳水化合物、羟酸和胺 /氨基酸[21]。 吐温
80,吐温 40,琢鄄环糊精和糖原等 4种聚合物沿 PC1和 PC2具有较高的方差贡献率 (> 0.60,图 5),7 种碳水合
物沿 PC1和 PC2具有方差贡献率 (> 0.60),4种胺 /氨基酸、2 种羧酸沿 PC1 和 PC2 具有较高的方差贡献率
(> 0.60)。
图 3摇 4种利用类型土壤中细菌和真菌 DGGE图谱、群落水平生理特征图谱 (CLPP)、磷脂脂肪酸图谱 (PLFA) 的主成分分析图(n= 3)
Fig.3摇 PCA (n= 3) of bacterial and fungal DGGE patterns, and CLPP and PLFA profiles of soils under four land use types
十字线代表标准误
2.5摇 逐步回归分析
逐步回归分析表明,土壤微生物活性、生物量和多样性受土壤 pH 值和养分含量的影响显著 (表 4)。 速
效氮显著影响细菌 DGGE和 PLFA的 H忆指数。 总 PLFA,细菌、放线菌的 PLFA,CLPP 的 H忆指数与速效磷和土
壤 pH显著相关。 AWCD、真菌 DGGE图谱和真菌 PLFA的 H忆指数与有机碳显著相关。
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表 3摇 4种土地利用类型下的磷脂脂肪酸 (PLFA) 总量,细菌、革兰氏阳性菌、革兰氏阴性菌、真菌、放线菌的磷脂脂肪酸总量和每孔平均颜色变
化率 (AWCD)
Table 3摇 The amounts of total PLFAs, bacterial, Gram鄄positive bacterial, Gram鄄negative bacterial, fungal and actinobacterial PLFAs and the
average color development (AWCD) under four land use types
土地利用类型 Land use type 天然次生林 Natural secondary forest 香蕉 Banana 桉树 Eucalyptus 橡胶 Rubber
总磷脂脂肪酸 Total PLFA / (nmol / g干重) 48.90a 15.92c 40.33b 24.54bc
细菌磷脂脂肪酸 Bacterial PLFA / (nmol / g干重) 41.14a 13.19b 36.20a 19.60b
革兰氏阳性菌 /革兰氏阴性菌 G+ / G- 2.11b 3.15a 1.50c 3.02a
真菌磷脂脂肪酸 Fungal PLFA / (nmol / g干重) 7.76a 2.73c 4.13b 4.94b
放线菌磷脂脂肪酸
Actinobacterial PLFA / (nmol / g干重) 2.33a 1.09c 1.17c 1.74b
平均颜色变化率 AWCD 1.02a 0.69b 0.75b 0.88ab
摇 摇 同一行内英文小写字母相同表示差异不显著(P > 0.05)
图 4摇 土壤中单独磷脂脂肪酸沿主成分 1和 2的负荷
Fig.4摇 Loadings of the individual PLFAs from the PCA of the PLFAs data along principal components 1 and 2
3摇 讨论
本研究中,综合采用 PLFA,DGGE和 CLPP 分析等方法较为全面地评价了天然次生林与由天然次生林转
换而来的香蕉、桉树和橡胶林土壤微生物群落多样性、功能多样性、活性和微生物生物量的差异。 结果表明,
与天然次生林土壤相比,农业利用之后土壤微生物活性(AWCD)、微生物生物量(PLFA)和功能多样性
(CLPP)显著降低,微生物群落多样性也降低,且天然次生林土壤与农业利用土壤之间、不同农业利用土壤之
间微生物群落结构有显著差异。
天然次生林的农业利用对土壤微生物群落的负面影响很大程度上归因于管理措施。 管理过程中的人为
扰动和植被类型都可能对土壤微生物群落产生负面影响[22]。 经农业利用的土壤比天然次生林土壤受到更多
的人为干扰,如耕作和清扫凋落物会导致土壤碳和养分的减少[23]。 pH 值对于微生物的多样性、活性和生物
量具有重要影响[24鄄25],通常偏离中性条件对微生物群落产生胁迫,在本研究中,橡胶林和香蕉林土壤比天然
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摇 图 5摇 CLPP测定过程中的 31种碳源利用率沿主成分 1和 2负荷
摇 Fig.5 摇 Loadings of the 31 carbon sources from the PCA of the
CLPP along principal components 1 and 2
具有相同字母者表示差异不显著 (P > 0.05,邓肯测验,n = 3),短
竖代表的标准误差
次生林土壤 pH值低,可能是由于氮肥输入增强硝化作
用导致土壤酸化[26];另外,不同土地利用方式下,凋落
物和根系分泌物有机碳输入的差异造成土壤有机碳的
数量及质量的差异,并进而导致不同土壤 pH,因此施肥
和碳输入可能是本研究中经农业利用的林区 pH 值显
著低于天然次生林的主要原因,这与 Deekor 等人的研
究结果相似[27]。
以往的研究表明,天然次生林土壤转换为栽种香蕉
后,碳输入的减少并导致土壤有机碳减少[28],而橡胶树
和桉树凋落物中木质素与氮的比例较高,因而凋落物的
可分解性较差[29鄄30]。 因此本研究中 3 种经农业利用的
土壤有机碳的减少也可能是由于碳输入的减少。 土壤
有机质为生物反应和生命活动提供了良好基质,因此经
农业利用的土壤中有机碳含量的减少导致了微生物生
物量、活性以及群落多样性和功能多样性的降低[8,31]。
摇 表 4摇 由 4种利用类型土壤中微生物指标及其相关变量得到的的逐
步回归分析
Table 4 摇 The microbial indicators or indices and their correlated
variables obtained by stepwise regression analysis in the soils under
four land use types
因变量
Dependents
相关变量
Correlated R
2
平均颜色变化率
AWCD 有机碳 0.854
**
细菌 DGGE图谱的 H忆指数
H忆 of bacterial DGGE 速效氮 0.605
**
真菌 DGGE图谱的 H忆指数
H忆 of fungal DGGE 有机碳 0.511
*
磷脂脂肪酸的 H忆指数
H忆 of PLFA 速效氮 0.685
**
CLPP 图谱的 H忆指数
H忆 of CLPP 速效磷,pH 0.894
**, 0.995***
总磷脂脂肪酸
Total PLFA pH,速效氮 0.904
***, 0.782**
细菌磷脂脂肪酸
Bacterial PLFA 速效氮 0.941
***
放线菌磷脂脂肪酸
Actinobacterial PLFA 总氮 0.785
**
真菌磷脂脂肪酸
Fungal PLFA 速效氮,有机碳 0.917
***, 0.915***
摇 摇 摇 *P < 0.1, ** P < 0.01, *** P < 0.001,ns:P > 0.1. AWCD:
Average color development; DGGE: denaturing gradient gel
electrophoresis; CLPP: Community鄄level physiological profiles; PLFA:
Phospholipid fatty acid.
微生物群落多样性和功能多样性还与植物的类型有
关[32],天然次生林比单一树种拥有更加多样的植物,这
会使得次生林碳输入的种类更加多样,有助于提高土壤
中微生物的多样性和功能多样性。 CLPP 图谱显示出
的微生物群落结构在不同利用方式土壤间的差异,很有
可能由于不同植被下的碳输入种类不同,导致了土壤微
生物利用碳源的差异。 另外,逐步回归分析表明,细菌
多样性和包括革兰氏阳性菌、革兰氏阴性菌、放线菌在
内的细菌 PLFA含量在很大程度上受速效氮影响,而真
菌多样性及生物量主要受到有机碳的影响,以往的研究
结果显示细菌生物量增长却更依赖氮[33],真菌生物量
的增加更多的依赖有机碳[34,35]。 通常细菌生物体内 C /
N比约为 3—6,而真菌生物体中的 C / N 比约为 5—
15[36],本研究的结果能与已有的研究结论相互印证。
本研究显示经农业利用后土壤中真菌和放线菌
PLFA总量低于天然次生林。 以往的研究也显示农业
活动如耕作、土壤压实会破坏放线菌菌丝体以及真菌菌
丝体从而导致生物量的减少[37鄄38]。 表明真菌和放线菌
对土地利用变化较为敏感。 革兰氏阳性菌与阴性菌的
比例变化可以反映土壤微生物群落所受到的胁迫[25]。
本研究中香蕉、橡胶林土壤中革兰氏阳性菌与阴性菌的
比例明显高于次生林土壤。 与革兰氏阳性菌相比,革兰
氏阴性细菌外膜存在额外的稳定层以抵抗渗透压[39],
不施肥的天然次生林土壤的 N、P、K 含量最高,其含盐
量较高,可能造成革兰氏阳性菌与阴性菌的比例较低。 另一方面,本研究中显示桉树林土壤中革兰氏阳性菌
与阴性菌的比例明显低于次生林及其它农业利用土壤,这可能是桉树的落叶产生的抑菌作用引起的,杨东升
0996 摇 生摇 态摇 学摇 报摇 摇 摇 35卷摇
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等人的研究表明桉叶浸提物对部分革兰氏阳性菌有抑菌作用, 而对革兰氏阴性菌无抑菌作用[40]。
参考文献(References):
[ 1 ]摇 Smith C K, de Assis Oliveira F, Gholz Hl, Baima A. Soil carbon stocks after forest conversion to tree plantations in lowland Amazonia, Brazil.
Forest Ecology and Management, 2002, 164(1 / 3): 257鄄263.
[ 2 ] 摇 Zhang P C, Shao G F, Zhao G, Le Master D C, Parker G R, Dunning J B Jr, Li Q L. China忆s forest policy for the 21st century. Science, 2000,
288(5474): 2135鄄2136.
[ 3 ] 摇 Venkatesan S, Senthurpandian V K. Comparison of enzyme activity with depth under tea plantations and forested sites in south India. Geoderma,
2006, 137(1 / 2): 212鄄216.
[ 4 ] 摇 Tilman D, Reich P B, Knops J M H. Biodiversity and ecosystem stability in a decade鄄long grassland experiment. Nature, 2006, 441(7093):
629鄄632.
[ 5 ] 摇 Levine U Y, Teal T K, Robertson G P, Schmidt T M. Agriculture忆s impact on microbial diversity and associated fluxes of carbon dioxide and
methane. The ISME Journal, 2011, 5(10): 1683鄄1691.
[ 6 ] 摇 Upchurch R, Chiu C Y, Everett K, Dyszynski G, Coleman D C, Whitman W B. Differences in the composition and diversity of bacterial
communities from agricultural and forest soils. Soil Biology and Biochemistry, 2008, 40(6): 1294鄄1305.
[ 7 ] 摇 Jangid K, Williams M A, Franzluebbers A J, Sanderlin J S, Reeves J H, Jenkins M B, Endale D M, Coleman D C, Whitman W B. Relative
impacts of land鄄use, management intensity and fertilization upon soil microbial community structure in agricultural systems. Soil Biology and
Biochemistry, 2008, 40(11): 2843鄄2853.
[ 8 ] 摇 Deng H, Zhang B, Yin R, Wang H L, Mitchell S M, Griffiths B S, Daniell T J. Long鄄term effect of re鄄vegetation on the microbial community of a
severely eroded soil in sub鄄tropical China. Plant and Soil, 2010, 328(1 / 2): 447鄄458.
[ 9 ] 摇 Bossio D A, Girvan M S, Verchot L, Bullimore J, Borelli T, Albrecht A, Scow K M, Ball A S, Pretty J N, Osborn A M. Soil microbial community
response to land use change in an agricultural landscape of western Kenya. Microbial Ecology, 2005, 49(1): 50鄄62.
[10] 摇 Zhong W H, Gu T, Wang W, Zhang B, Lin X G, Huang Q R, Shen W S. The effects of mineral fertilizer and organic manure on soil microbial
community and diversity. Plant and Soil, 2010, 326(1鄄2): 511鄄522.
[11] 摇 Chu H Y, Lin X G, Fujii T, Morimoto S, Yagi K, Hu J L, Zhang J B. Soil microbial biomass, dehydrogenase activity, bacterial community
structure in response to long鄄term fertilizer management. Soil Biology and Biochemistry, 2007, 39(11): 2971鄄2976.
[12] 摇 Loranger鄄Merciris G, Barthes L, Gastine A, Leadley P. Rapid effects of plant species diversity and identity on soil microbial communities in
experimental grassland ecosystems. Soil Biology and Biochemistry, 2006, 38(8): 2336鄄2343.
[13] 摇 Thoms C, Gattinger A, Jacob M, Thomas F M, Gleixner G. Direct and indirect effects of tree diversity drive soil microbial diversity in temperate
deciduous forest. Soil Biology and Biochemistry, 2010, 42(9): 1558鄄1565.
[14] 摇 鲁如坤. 土壤农业化学分析方法. 北京: 中国农业科技出版社, 2000.
[15] 摇 Bligh E G, Dyer W J. A rapid method of total lipid extraction and purification. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology, 1959, 37(8):
911鄄917.
[16] 摇 Zelles L. Fatty acid patterns of phospholipids and lipopolysaccharides in the characterisation of microbial communities in soil: a review. Biology and
Fertility of Soils, 1999, 29(2): 111鄄129.
[17] 摇 Buyer J S, Teasdale J R, Roberts D P, Zasada I A, Maul J E. Factors affecting soil microbial community structure in tomato cropping systems. Soil
Biology and Biochemistry, 2010, 42(5): 831鄄841.
[18] 摇 Campbell C D, Grayston S J, Hirst D J. Use of rhizosphere carbon sources in sole carbon source tests to discriminate soil microbial communities.
Journal of Microbiological Methods, 1997, 30(1): 33鄄41.
[19] 摇 Muyzer G, de Waal E, Uitterlinden A. Profiling of complex microbial populations by denaturing gradient gel electrophoresis analysis of polymerase
chain reaction鄄amplified genes coding for 16S rRNA. Applied and Environmental Microbiology, 1993, 59(3): 695鄄700.
[20] 摇 Schabereiter鄄Gurtner C, Pi觡ar G, Lubitz W, R觟lleke S. Analysis of fungal communities on historical church window glass by denaturing gradient gel
electrophoresis and phylogenetic 18S rDNA sequence analysis. Journal of Microbiological Methods, 2001, 47(3): 345鄄354.
[21] 摇 Choi K H, Dobbs F C. Comparison of two kinds of Biolog microplates (GN and ECO) in their ability to distinguish among aquatic microbial
communities. Journal of Microbiological Methods, 1999, 36(3): 203鄄213.
[22] 摇 Steenwerth K L, Jackson L E, Calderon F J, Stromberg M R, Scow K M. Soil microbial community composition and land use history in cultivated
and grassland ecosystems of coastal California. Soil Biology and Biochemistry, 2002, 34(11): 1599鄄1611.
[23] 摇 Doran J W, Zeiss M R. Soil health and sustainability: managing the biotic component of soil quality. Applied Soil Ecology, 2000, 15(1): 3鄄11.
1996摇 21期 摇 摇 摇 张逸飞摇 等:农业利用对海南省天然次生林土壤微生物的影响 摇
http: / / www.ecologica.cn
[24]摇 B覽覽th E, Anderson T H. Comparison of soil fungal / bacterial ratios in a pH gradient using physiological and PLFA鄄based techniques. Soil Biology
and Biochemistry, 2003, 35(7): 955鄄963.
[25] 摇 Deng H, Li X F, Cheng W D, Zhu Y G. Resistance and resilience of Cu鄄polluted soil after Cu perturbation, tested by a wide range of soil microbial
parameters. FEMS Microbiology Ecology, 2009, 70(2): 293鄄304.
[26] 摇 Brown T T, Koenig R T, Huggins D R, Harsh J B, Rossi R E. Lime effects on soil acidity, crop yield, and aluminum chemistry in direct鄄seeded
cropping systems. Soil Science Society of America Journal, 2008, 72(3): 634鄄640.
[27] 摇 Deekor T N, Iwara A I, Ogundele F O, Amiolemen S O, Ita A E. Changes in soil properties under different land use covers in parts of Odukpani,
Cross River State, Nigeria. Journal of Environment and Ecology, 2012, 3(1): 86鄄99.
[28] 摇 Powers J S. Changes in soil carbon and nitrogen after contrasting land鄄use transitions in northeastern Costa Rica. Ecosystems, 2004, 7( 2):
134鄄146.
[29] 摇 Guo L B, Sims R E H. Litter decomposition and nutrient release via litter decomposition in New Zealand eucalypt short rotation forests. Agriculture,
Ecosystems & Environment, 1999, 75(1 / 2): 133鄄140.
[30] 摇 Maulin S P, Reddy G V, Banerjee R, Ravindra Babu P, Kothari I L. Microbial degradation of banana waste under solid state bioprocessing using
two lignocellulolytic fungi (Phylosticta spp. MPS鄄001 and Aspergillus spp. MSP鄄002) . Process Biochemistry, 2005, 40(1): 445鄄451.
[31] 摇 Yin R, Deng H, Wang H L, Zhang B. Vegetation type affects soil enzyme activities and microbial functional diversity following re鄄vegetation of a
severely eroded red soil in sub鄄tropical China. CATENA, 2014, 115: 96鄄103.
[32] 摇 Fierer N, Jackson R B. The diversity and biogeography of soil bacterial communities. Proceeding of the National Academy of Science of the United
States of America, 2006, 103(3): 626鄄631.
[33] 摇 Carney K M, Hungate B A, Drake B G, Megonigal J P. Altered soil microbial community at elevated CO2 leads to loss of soil carbon. Proceedings
of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2007, 104(12): 4990鄄4995.
[34] 摇 de Vries F T, Hoffland E, van Eekeren N, Brussaard L, Bloem J. Fungal / bacterial ratios in grasslands with contrasting nitrogen management. Soil
Biology and Biochemistry, 2006, 38(8): 2092鄄2103.
[35] 摇 G俟sewell S, Gessner M O. N: P ratios influence litter decomposition and colonization by fungi and bacteria in microcosms. Functional Ecology,
2009, 23(1): 211鄄219.
[36] 摇 Strickland M S, Rousk J. Considering fungal: bacterial dominance in soils鄄methods, controls, and ecosystem implications. Soil Biology and
Biochemistry, 2010, 42(9): 1385鄄1395.
[37] 摇 Vargas鄄Gil S, Pedelini R, Oddino C, Zuza M, Marinelli A, March G J. The role of potential biocontrol agents in the management of peanut root rot
in Argentina. Journal of Plant Pathology, 2008, 90(1): 35鄄41.
[38] 摇 Perez鄄Brand佗n C, Arzeno J L, Huidobro J, Gr俟mberg B, Conforto C, Hilton S, Bending G D, Meriles J M, Vargas鄄Gil S. Long鄄term effect of
tillage systems on soil microbiological, chemical and physical parameters and the incidence of charcoal rot by Macrophomina phaseolina (Tassi)
Goid in soybean. Crop Protection, 2012, 40: 73鄄82.
[39] 摇 Silhavy T J, Kahne D, Walker S. The bacterial cell envelope. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology, 2010, 2(5): a000414.
[40] 摇 杨东升, 张青苗, 谢晓红, 罗先群. 海南桉叶浸提物的抗菌及降解双酚 A研究. 化学与生物工程, 2007, 24(11): 35鄄37.
2996 摇 生摇 态摇 学摇 报摇 摇 摇 35卷摇