全 文 ：　 核 农 学 报　 ２０１５，２９（１）：０００１ ～ ０００９
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｎｕｃｌｅａｒ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ
收稿日期：２０１４⁃０３⁃１２　 接受日期：２０１４⁃０５⁃０１
基金项目：国家 ８６３ 计划（２０１２ＡＡｌ０１２０２），农业部公益性行业项目（２０１１０３００７），国际原子能机构项目（ＲＡＳ５０５６）
作者简介：杨震，男，副研究员，主要从事小麦诱发突变与生物技术育种研究。 Ｅｍａｉｌ：ｙｚ４７３＠ １６３． ｃｏｍ
通讯作者：刘录祥，男，研究员，主要从事作物诱发突变与生物技术育种研究。 Ｅ⁃ｍａｉｌ：ｌｉｕｌｕｘｉａｎｇ＠ ｃａａｓ． ｃｎ
文章编号：１０００⁃８５５１（２０１５）０１⁃０００１⁃０９
６０ Ｃｏ⁃γ 射线诱导的小麦基因组 ＤＮＡ的甲基化变异
杨　 震１，２，３ 　 郭会君２ 　 赵林姝２ 　 古佳玉２ 　 谢永盾２ 　 刘录祥２
（ １湖南农业大学， 湖南 长沙　 ４１０１２５；２中国农业科学院作物科学研究所 ／国家农作物基因资源与
基因改良重大科学工程 ／国家农作物航天诱变技术改良中心，北京　 １０００８１；３湖南省农业科学院
核农学与航天育种研究所，湖南 长沙　 ４１０１２５）
摘　 要：诱发突变技术在小麦品种改良中具有重要作用，辐射诱变能通过改变 ＤＮＡ甲基化的方式而影响
基因组稳定性。 本研究分别采用 １００ 和 １５０Ｇｙ６０Ｃｏ⁃γ射线处理小麦品种京 ４１１（Ｊ４１１）干种子，利用甲基
化敏感扩增多态性技术检测处理后幼根和幼叶基因组甲基化相对水平的变化及甲基化模式的变异规
律。 结果表明，γ 射线处理对幼苗的苗高和根长都有显著抑制作用。 与未处理对照比较，处理后小麦幼
苗叶片和根部 ＤＮＡ胞嘧啶甲基化相对水平均发生变化，叶片的甲基化相对水平下降， 而根中升高。 ２
种处理剂量下，叶片和根的甲基化模式变异均表现为 ＣＧ位点变化率高于 ＣＮＧ 位点变化率。 不同位点
的甲基化模式变异在诱变后也存在一定的差异。 叶片中不同剂量下 ＣＧ 位点和 ＣＮＧ 位点的去甲基化
率都高于相应位点的甲基化率；根部 ＣＮＧ 位点在所有剂量下的去甲基化率都低于相应位点的甲基化
率，而 ＣＧ位点在 １００Ｇｙ剂量下去甲基化率高于相应位点的甲基化率，而在 １５０Ｇｙ剂量下的去甲基化率
则低于相应位点的甲基化率，反映出同一组织同一位点在不同诱变剂量处理下甲基化模式变异存在一
定的差异。
关键词：小麦；６０Ｃｏ⁃γ射线； 甲基化敏感扩增多态性； 变异
ＤＯＩ：１０􀆰 １１８６９ ／ ｊ． ｉｓｓｎ． １００⁃８５５１􀆰 ２０１５􀆰 ０１． ０００１
　 　 小麦（Ｔｒｉｔｉｃｕｍ ａｅｓｔｉｖｕｍｌｉｎｎ Ｌ． ）是重要的粮食作
物，小麦的稳定增产对国民经济的发展具有重要的战
略意义。 然而近年来随着全球性气候的变化，尤其是
诸如极端性冷热、干旱、沙化等气候变化对小麦的丰产
带来严重的影响，迫切需要新的小麦种质资源的利用
来应对这种气候改变。 实践证明，利用人工诱发遗传
变异是丰富小麦种质资源，选育新品种的重要手段之
一［１］。 诱发突变技术应用于农作物新材料创制和优
良新品种培育，在解决世界粮食安全与营养供给中发
挥了显著作用［２］。６０Ｃｏ⁃γ 射线辐照作为一种传统的物
理诱变方式在改良植物单一性状（如早熟、矮秆、产量
等）方面具有显著效果，因此被育种学家广泛利用。
虽然关于植物在辐射诱变后的表型特征、生理生化变
化等方面国内外已经做了大量研究报道［３ － ６］，但诱变
的分子机理尚不明确。
ＤＮＡ 甲基化是最早发现的基因表观修饰方式之
一，能抑制或减弱某些基因的活性，去甲基化则能诱导
基因的重新活化和表达。 同一个体在不同的生理条件
下，ＤＮＡ甲基化特征都会不一致［７］。 ＤＮＡ 甲基化作为
一种重要的表观遗传标记，在维持高等植物体基因组稳
定和调控基因表达方面有重要作用［８ － ９］。 在外界环境
胁迫下，ＤＮＡ甲基化利用甲基转移酶或 ＲＮＡ介导机制
能快速和可逆的修饰植物基因组 ＤＮＡ，提高基因组
ＤＮＡ适应复杂环境的能力，从而避免外界环境胁迫对
植物体产生的影响［１０ － １２］。 研究表明在诱变与非诱变胁
迫条件下植物体能通过适当调节基因组的 ＤＮＡ 甲基
化，形成新的表观等位基因来应对特定环境［１３ － １４］。
甲基化敏感扩增多态性 （ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｓｅｎｓｉｔｉｖｅ
ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍ，ＭＳＡＰ）是改良的 ＡＦＬＰ 技
术，采用对基因组甲基化敏感性不同的 ２ 种限制性内
１
核　 农　 学　 报 ２９ 卷
切酶 Ｈｐａ Ⅱ和 Ｍｓｐ Ｉ对 ５′⁃ＣＣＧＧ位点甲基化进行特异
性切割。 Ｈｐａ Ⅱ和Ｍｓｐ Ｉ都能识别并切割 ＣＣＧＧ序列，
但对该位点胞嘧啶甲基化的敏感性不同，可产生不同
的 ＤＮＡ切割片段来揭示甲基化位点。 因此，能够很好
地反映基因组 ＤＮＡ ５′⁃ＣＣＧＧ 位点胞嘧啶的甲基化状
态和程度。 现在，ＭＳＡＰ 技术被广泛应用于水稻、高
粱、棉花等基因组的胞嘧啶甲基化评定［１５ － １７］，已成为
检测基因组甲基化水平和模式的重要方法之一。 本研
究利用 ＭＳＡＰ标记检测６０Ｃｏ⁃γ射线诱导的小麦基因组
ＤＮＡ甲基化变异，分析小麦在应答辐射诱变胁迫时
ＤＮＡ甲基化变异可能存在的规律。
１　 材料与方法
１􀆰 １　 试验材料
中国农业科学院作物科学研究所航天诱变技术改
良中心繁殖保存的小麦品种京 ４１１（‘ Ｊ４１１’）风干种
子。
１􀆰 ２６０Ｃｏ⁃γ 诱变处理 　 风干的小麦种子被平均分为 ３
份，１ 份留作对照，其余 ２ 份分别用来进行６０Ｃｏ⁃γ 射线
辐照处理。 辐照所用剂量率约为１１􀆰 ５６Ｇｙ·ｍｉｎ － １，照射
剂量分别为 １００Ｇｙ和 １５０Ｇｙ。
１􀆰 ３　 小麦幼苗培养
小麦种子用 ７５％的酒精消毒后用无菌水浸泡
９ｈ，当种子呈露白状态时，将其转移至有无菌水的
培养发芽架上，保持一致的温度、光照时间、湿度和
光强。
１􀆰 ４　 ＭＳＡＰ分析
１􀆰 ４􀆰 １　 ＤＮＡ的提取　 采用中国农业科学院作物科学
研究所航天诱变技术改良中心改良的 ＰＶＰ４０ 法提取
小麦基因组 ＤＮＡ。
１􀆰 ４􀆰 ２　 ＭＳＡＰ检测　 ２５０ ｎｇ基因组 ＤＮＡ样品在 ３７℃
酶切 １２ｈ，各限制性酶切包含 ３Ｕ ＥｃｏＲＩ（Ｎｅｗ Ｅｎｇｌａｎｄ）
和 ３ Ｕ ＨｐａⅡ或 ＭｓｐⅠ（Ｎｅｗ Ｅｎｇｌａｎｄ），终体系为
２５μＬ。 １６℃连接过夜，连接体系包含 ５ ｐｍｏｌ·Ｌ － １
ＥｃｏＲＩ 接头（表 ２），５０ ｐｍｏｌ·Ｌ － １ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠａｄａｐｔｏｒ
接头（表 ２），０􀆰 ５ ｍｍｏｌ·Ｌ － １ ＡＴＰ 和 １ Ｕ Ｔ４ ＤＮＡ 连接
酶（ＴａＫａＲａ），终体系为 ２０μＬ。
预扩增体系：总体积 １０μＬ，其中包含连接产物
１μＬ，ＥｃｏＲ Ｉ预扩引物（１０μＭ） ０􀆰 ３μＬ，Ｈｐａ ＩＩ ／Ｍｓｐ Ｉ 预
扩引物（１０μＭ） ０􀆰 ３μＬ，ｄＮＴＰｓ （１０μＭ） ０􀆰 ２μＬ，１０ ×
ＰＣＲ Ｂｕｆｆｅｒ １􀆰 ５μＬ，ｒＴａｑ ＤＮＡ ｐｏｌｙｍｅｒｓｅ ０􀆰 １μＬ，补水至
终体积 １０μＬ。
选扩增体系：总体积 ２０μＬ，其中包含预扩增产物
（稀释 ２０ 倍 ～ ３０ 倍） ８μＬ，ＥｃｏＲ Ｉ 选扩引物（１０μＭ）
０􀆰 ８μＬ，Ｈｐａ ＩＩ ／Ｍｓｐ Ｉ 选扩引物（１０μＭ） ０􀆰 ８μＬ，ｄＮＴＰｓ
（１０μＭ） ０􀆰 ４μＬ， １０ × ＰＣＲ Ｂｕｆｆｅｒ ６μＬ， ｒＴａｑ ＤＮＡ
ｐｏｌｙｍｅｒｓｅ ０􀆰 ２μＬ，补水至终体积 ２０μＬ。
ＰＣＲ程序：预扩增，９４℃预变性 ２ｍｉｎ，２０ 个循环：
９４℃变性 ３０ｓ，５６℃退火 １ｍｉｎ，７２℃延伸 １ｍｉｎ。 ７２℃延
伸 ７ｍｉｎ，４℃保存。
选扩增，９４℃预变性 ２ｍｉｎ，１４ 个循环：９４℃变性
３０ｓ，６０℃（每循环 － ０􀆰 ７℃）退火 ３０ ｓ，７２℃延伸 １ｍｉｎ。
２４ 个循环：９４℃变性 ３０ｓ，５６℃退火 ３０ ｓ，７２℃延伸
１ｍｉｎ。 ７２℃延伸 ７ｍｉｎ，４℃保存。
１􀆰 ４􀆰 ３　 条带记录与多态性差异分类　 将 ＨｐａⅡ和Ｍｓｐ
Ⅰ酶切产物的扩增条带分为 ４ 种类型（表 ２）。
１􀆰 ４􀆰 ４　 多态性差异分类　 与对照比较，根据诱变前后
条带的差异（图 ２），将其主要分类：Ａ 类型为单态性：
诱变处理前后甲基化状态未发生改变，Ａ１ 为未发生甲
基化，Ａ２、Ａ３ 均为全甲基化，Ａ２ 为双链内侧甲基化，
Ａ３ 为双链内外侧甲基化，Ａ４ 为半甲基化；Ｂ、Ｃ、Ｄ类型
为多态性：Ｂ 类型为甲基化条带增加状态，其中 Ｂ１、
Ｂ２、Ｂ３ 为重新甲基化状态，Ｂ４、Ｂ５ 为超甲基化状态；Ｃ
类型与 Ｂ类型相反，为去甲基化状态，其中 Ｃ１、Ｃ２、Ｃ３
为完全去甲基化状态，Ｃ４ 为部分去甲基化状态，Ｄ 类
型为不确定类型。
１􀆰 ４􀆰 ５　 生物损伤计算　 在第 ７ 天随机取 ３０ 个单株进
行幼苗根长和苗高的测量。
生物损伤（刺激） ＝ （处理 －对照） ／对照 × １００％
正值为生理损伤，表示株高或根长受到抑制，值越
大抑制越强。
２　 结果与分析
２􀆰 １　 ６０Ｃｏ⁃γ射线诱变对当代小麦幼苗生长的影响
由图 １ 可知，与对照（ＣＫ）相比，采用 １００、１５０Ｇｙ
诱变剂量的６０Ｃｏ⁃γ 射线处理对其小麦品种 Ｊ４１１ 苗高
和根长都有抑制作用。 经 ｔ测验（表 ３），在 １００、１５０Ｇｙ
剂量６０Ｃｏ⁃γ 射线诱变处理下，Ｊ４１１ 的苗高和根长均出
现一定的生理损伤，并且 ２ 个诱变剂量下对苗高的抑
制作用而产生的这种生理损伤效果达显著差异水平，
１５０Ｇｙ 剂量下对根长的抑制作用达显著差异水平。
１５０Ｇｙ诱变剂量对苗高与根长造成的生物损伤率均高
于 １００Ｇｙ的。
２􀆰 ２　 ６０Ｃｏ⁃γ射线辐射诱导小麦叶片和根基因组甲基
化水平的改变
为了检测６０Ｃｏ⁃γ 射线辐射诱变过程中引起的小麦
２
　 １ 期 ６０Ｃｏ⁃γ 射线诱导的小麦基因组 ＤＮＡ的甲基化变异
　 　 　 　 表 １　 ＭＳＡＰ检测所使用的接头和引物序列
Ｔａｂｌｅ １　 Ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｏｆ ＭＳＡＰ ａｄａｐｔｏｒｓ ａｎｄ ｐｒｉｍｅｒｓ
名称
Ｎａｍｅ
引物
Ｐｒｉｍｅｒｓ
引物序列
Ｐｒｉｍｅｒｓ ｓｅｑｕｅｎｃｅ
接头 ＥｃｏＲ Ｉ接头⁃Ｆ ５′⁃ＣＴＣＧＴＡＧＡＣＴＧＣＧＴＡＣＣ ⁃３′
Ａｄａｐｔｏｒｓ ＥｃｏＲ Ｉ接头⁃Ｒ ５′⁃ＡＡＴＴＧＧＴＡＣＧＣＡＧＴＣ⁃３′
ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ接头⁃Ｆ ５′⁃ＧＡＴＣＡＴＧＡＧＴＣＣＴＧＣＴ⁃３′
ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ接头⁃Ｒ ５′⁃ＣＧＡＧＣＡＧＧＡＣＴＣＡＴＧＡ⁃３′
预扩增引物 ＥｃｏＲ Ｉ⁃Ａ ５′⁃ＧＡＣＴＧＣＧＴＡＣＣＡＡＴＴＣＡ⁃３′
Ｐｒｅ⁃ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｐｒｉｍｅｒｓ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃Ｔ ５′⁃ＡＴＣＡＴＧＡＧＴＣＣＴＧＣＴＣＧＧＴ ⁃３′
选扩增引物 ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＡＣ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＡＧ ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＡＧ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＡＧ
Ｓｅｌｅｃｔｉｖｅ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｐｒｉｍｅｒ ｃｏｍｂｉｎａｔｉｏｎｓ ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＡＣ ＋ Ｈｐａ Ⅱ ／ ＭｓｐⅠ⁃ＴＣＧ ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＡＧ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＡＣ
ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＡＣ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＴＣ ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＡＧ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＴＣ
ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＡＣ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＴＡ ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＣＡ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＡＣ
ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＡＧ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＴＡ ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＣＡ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＡＧ
ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＡＧ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＣＧ ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＣＡ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＣＧ
ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＣＡ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＴＣ ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＣＧ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＡＣ
ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＣＡ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＴＡ ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＣＧ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＡＧ
ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＣＧ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＣＧ ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＡＣ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＡＣ
ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＡＧ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＡＡ
表 ２　 ＨｐａⅡ和 ＭｓｐⅠ酶切小麦基因组 ＤＮＡ
Ｔａｂｌｅ ２　 Ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｐａｔｔｅｒｎｓ ｏｆ ＨｐａⅡａｎｄ ＭｓｐⅠｄｉｇｅｓｔｅｄ ｇｅｎｏｍｉｃ ＤＮＡ ｏｆ ｗｈｅａｔ
类型
Ｔｙｐｅ
甲基化状态
Ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｓｔａｔｕｓ
酶切识别位点
Ｓｅｎｓｉｔｉｖｉｔｙ ｏｆ ｅｎｚｙｍｅｓ
条带记录方式
Ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｂａｎｄｓ ｐａｔｔｅｒｎｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ
Ｈｐａ Ⅱ Ｍｓｐ Ⅰ ＥｃｏＲ Ⅰ／ Ｈｐａ Ⅱ ＥｃｏＲ Ⅰ／Ｍｓｐ Ⅰ
Ⅰ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
有活性 有活性 １ １
Ⅱ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
有活性 无活性 １ ０
Ⅲ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
无活性 有活性 ０ １
Ⅳ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
无活性 无活性 ０ ０
　 　 注：１，表示有条带；０，表示无条带；Ｃ，表示胞嘧啶甲基化位点。
Ｎｏｔｅ： １， ｂａｎｄ ｐｒｅｓｅｎｔ； ０，ｂａｎｄ ａｂｓｅｎｔ； Ｃ， ｔｈｅ ｓｉｔｅ ｉｓ ｍｅｔｈｙｌａｔｅｄ．
基因组甲基化水平的变化，利用 １９ 对引物组合对对照
和诱变处理的小麦幼苗叶片和根基因组 ＤＮＡ 进行
ＭＳＡＰ分析（图 ２）。 表 ４ 结果表明，２ 种不同诱变剂量
处理能引起小麦幼苗叶片和根中全基因组 ＤＮＡ 胞嘧
啶甲基化水平的变化，叶片胞嘧啶甲基化比率 １００
（４８􀆰 ２７％ ）、１５０Ｇｙ（４７􀆰 ６％ ）低于对照（５０􀆰 ３９％ ），但在
根部胞嘧啶甲基 化 比 率 １００ （ ５２􀆰 ７８％ ）、 １５０Ｇｙ
（５２􀆰 ６％ ）高于对照（４９􀆰 ７７％ ）。 在诱变的叶片和根
３
核　 农　 学　 报 ２９ 卷
　 　 　 　 表 ３　 不同剂量６０Ｃｏ⁃γ诱变对小麦品种 Ｊ４１１ 苗高和根长的影响
Ｔａｂｌｅ ３　 Ｄａｍａｇｅ ｒａｔｅ ｏｆ ｓｅｅｄｌｉｎｇ ｈｅｉｇｈｔ ａｎｄ ｒｏｏｔ ｌｅｎｇｔｈ ｉｒｒａｄｉａｔｅｄ ｂｙ ｇａｍｍａ ｒａｙ ｏｆ ｗｈｅａｔ ｖａｒｉｅｔｙ Ｊ４１１
剂量
Ｄｏｓｅ ／ Ｇｙ
苗高 Ｓｅｅｄｌｉｎｇ ｈｅｉｇｈｔ ／ ｃｍ 根长 Ｒｏｏｔ ｌｅｎｇｔｈ ／ ｃｍ
平均值
Ａｖｅｒａｇｅ
生物损伤 ／刺激率
Ｓｔｉｍｕｌａｔｅ ｒａｔｅ ／ ％
ｔ值
ｔ ｖａｌｕｅ
平均值
Ａｖｅｒａｇｅ
生物损伤 ／刺激率
Ｓｔｉｍｕｌａｔｅ ｒａｔｅ ／ ％
ｔ值
ｔ ｖａｌｕｅ
０ １６􀆰 ７５ ± ０􀆰 ６２ １５􀆰 ４３ ± ０􀆰 ９２
１００ １２􀆰 ５５ ± ０􀆰 ６０ ２５􀆰 ０７ １６􀆰 ９１∗∗ １３􀆰 ３０ ± ０􀆰 ８６ １３􀆰 ８ ２􀆰 ４５
１５０ ９􀆰 ３０ ± １􀆰 ０６ ４４􀆰 ４８ １３􀆰 ０９∗∗ １０􀆰 ００ ± １􀆰 ００ ３５􀆰 １９ ６􀆰 ９１∗∗
　 　 注：平均值用平均数 ± Ｓ． Ｄ表示，∗∗表示 Ｐ ＜ ０􀆰 ０１ 水平差异。
Ｎｏｔｅ：Ｖａｌｕｅｓ ａｒｅ ｍｅａｎｓ ± Ｓ． Ｄ． ｏｆ ｆｉｖｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｅｓ （ ｉｎｄｅｐｅｎｄｅｎｔ ｐｌａｎｔ ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌｓ） ． ∗∗ｍｅａｎ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ ａｔ ０􀆰 ０１ ｌｅｖｅｌ．
表 ４　 不同剂量６０Ｃｏ⁃γ诱变对小麦品种 Ｊ４１１ 幼苗叶片和根部基因组 ＤＮＡ甲基化水平的影响
Ｔａｂｌｅ ４　 ＤＮＡ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｌｅａｆ ａｎｄ ｒｏｏｔ ｉｎ ｗｈｅａｔ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｄｏｓｅ ｏｆ ｇａｍｍａ ｒａｙ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ
ＭＳＡＰ扩增带谱类型
ＭＳＡＰ ｂａｎｄ ｔｙｐｅｓ
甲基化状态
Ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｓｔａｔｕｓ
叶片 Ｌｅａｆ 根部 Ｒｏｏｔ
ＣＫ １００Ｇｙ １５０Ｇｙ ＣＫ １００Ｇｙ １５０Ｇｙ
Ⅰ Ｈ Ｍ （１ １） ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
５０７ ５４６ ５３７ ４３８ ４２４ ４１９
Ⅱ Ｈ Ｍ （１ ０） ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
６６ ９９ １４３ １０７ １７８ １９１
Ⅲ Ｈ Ｍ （０ １） ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
１６０ ２２６ １８６ １７２ １４１ １２５
Ⅳ Ｈ Ｍ （０ ０） ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
２８９ １７１ １７２ １５５ １５５ １４９
总扩增条带数
Ｔｏｔａｌ ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｂａｎｄｓ
１０２２ １０４２ １０３８ ８７２ ８９８ ８８４
总甲基化条带总数
Ｔｏｔａｌ ｍｅｔｈｙｌａｔｅｄ ｂａｎｄｓ
５１５ ４９６ ５０１ ４３４ ４７４ ５１１
甲基化条带比率
ＭＳＡＰ ／ ％
５０􀆰 ３９ ４７􀆰 ６ ４８􀆰 ２７ ４９􀆰 ７７ ５２􀆰 ７８ ５２􀆰 ６
全甲基化条带数
Ｆｕｌｌ ｍｅｔｈｙｌａｔｅｄ ｂａｎｄｓ
４４９ ３９７ ３５８ ３２７ ２９６ ２７４
全甲基化比率
Ｆｕｌｌ ｍｅｔｈｙｌａｔｅｄ ｌｏｃｉ ｒａｔｉｏ ／ ％
４３􀆰 ９３ ３８􀆰 １ ３４􀆰 ４９ ３７􀆰 ５ ３２􀆰 ９６ ３１
　 　 注：总甲基化条带数 ＝Ⅱ ＋Ⅲ ＋Ⅳ；全甲基化条带数 ＝Ⅲ ＋Ⅳ，表示双链 ＤＮＡ发生甲基化。
Ｎｏｔｅ：Ｔｏｔａｌ ｍｅｔｈｙｌａｔｅｄ ｂａｎｄｓ ＝ Ⅱ ＋Ⅲ ＋Ⅳ； Ｆｕｌｌ ｍｅｔｈｙｌａｔｅｄ ｂａｎｄｓ ＝ Ⅲ ＋Ⅳ， ｍｅａｎｓ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｄｏｕｂｌｅ ｓｔｒａｎｄ ＤＮＡ．
中，１００Ｇｙ与 １５０Ｇｙ相比，总的甲基化相对水平基本相
当。 在对照与各个诱变处理中，叶片和根组织的全甲
基化率均高于半甲基化率。 此外，在 ２ 个诱变剂量下
的叶片和根部组织中 ＤＮＡ 胞嘧啶全甲基化率与对照
相比均有所下降。
２􀆰 ３　 ６０Ｃｏ⁃γ射线辐射诱导小麦叶片和根基因组胞嘧
啶甲基化状态的变化
由表 ５ 可知，不同诱变剂量处理下，都有 ５０％以
上的甲基化状态在处理前后未发生变化，通过 ２ 种剂
量诱变处理后与对照比较，小麦 Ｊ４１１ 在应答诱变胁迫
时的甲基化变化类型叶片中，１００、１５０Ｇｙ 诱变剂量处
理下 Ｂ类型即甲基化增加类型（８􀆰 ８％ 、１４􀆰 ４３％ ）均低
于 Ｃ类型即去甲基化类型（１８􀆰 ９６％ 、２２􀆰 ２５％ ），而根
部中，１００、１５０Ｇｙ 诱变剂量处理下 Ｂ 类型（２１􀆰 ９５％ 、
２４􀆰 ８６％ ）均高于 Ｃ类型（１２􀆰 ９７％ 、１０􀆰 ０８％ ）。
４
　 １ 期 ６０Ｃｏ⁃γ 射线诱导的小麦基因组 ＤＮＡ的甲基化变异
表 ５　 不同６０Ｃｏ⁃γ诱变剂量处理下小麦幼苗叶片和根部基因组 ＤＮＡ甲基化状态变化情况
Ｔａｂｌｅ ５　 Ｔｈｅ ｃｈａｎｇｅｓ ｏｆ ＤＮＡ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｓｔａｔｕｓ ｏｆ ｌｅａｆ ａｎｄ ｒｏｏｔ ｉｎ ｗｈｅａｔ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｄｏｓｅ ｏｆ ｇａｍｍａ ｒａｙ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ
分类
Ｃｌａｓｓｉｆｙ
酶切
Ｅｎｚｙｍｅ ｄｉｇｅｓｔｉｏｎ
甲基化状态
Ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｓｔａｔｕｓ
差异位点数量（比率）
Ｎｏ． ｏｆ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｃ ｂａｎｄｓ （ｒａｔｅ）
叶片 Ｌｅａｖｅｓ 根 Ｒｏｏｔｓ
对照
ｃｏｎｔｒｏｌ Ｈ Ｍ
诱变
ｔｒｅａｔｍｅｎｔ Ｈ Ｍ
对照
ｃｏｎｔｒｏｌ
诱变处理
ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ＣＫ⁃１００ ＣＫ⁃１５０ ＣＫ⁃１００ ＣＫ⁃１５０
Ａ ２１（６６􀆰 ２７％ ） １５（５１􀆰 ６８％ ） １２（５７􀆰 ３１％ ） １６（５４􀆰 ７６％ ）
Ａ１ １　 １ １　 １ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
４３８（４２􀆰 ８２％ ） ３９３（３６􀆰 ５９％ ） ３３９（３７􀆰 ５８％ ） ２８５（３１􀆰 ９１％ ）
Ａ２ ０　 １ ０　 １ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
７５（７􀆰 ３３％ ） ４６（４􀆰 ２８％ ） ５８（６􀆰 ４３％ ） ７１（７􀆰 ９５％ ）
Ａ３ ０　 ０ ０　 ０ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
１３９（１３􀆰 ５９％ ） １０４（９􀆰 ６８％ ） ７０（７􀆰 ７６％ ） ９８（１０􀆰 ９７％ ）
Ａ４ １　 ０ １　 ０ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
２６（２􀆰 ５４％ ） １２（１􀆰 １２％ ） ５０（５􀆰 ５４％ ） ３５（３􀆰 ９２％ ）
Ｂ ９０（８􀆰 ８０％ ） １５（１４􀆰 ４３％ ） １９（２１􀆰 ９５％ ） ２２（２４􀆰 ８６％ ）
Ｂ１ １　 １ １　 ０ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
１７（１􀆰 ６６％ ） ２１（１􀆰 ９６％ ） ６６（７􀆰 ３２％ ） ３６（４􀆰 ０３％ ）
Ｂ２ １　 １ ０　 １ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
４６（４􀆰 ５％ ） ７０（６􀆰 ５２％ ） ４４（４􀆰 ８８％ ） ６３（７􀆰 ０５％ ）
Ｂ３ １　 １ ０　 ０ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
６（０􀆰 ５９％ ） ２３（２􀆰 １４％ ） １５（１􀆰 ６６％ ） ３６（４􀆰 ０３％ ）
Ｂ４ ０　 １ ０　 ０ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
１２（１􀆰 １７％ ） ２８（２􀆰 ６１％ ） ４１（４􀆰 ５５％ ） ３９（４􀆰 ３７％ ）
Ｂ５ １　 ０ ０　 ０ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
９（０􀆰 ８８％ ） １３（１􀆰 ２１％ ） ３０（３􀆰 ３３％ ） ４８（５􀆰 ３８％ ）
Ｃ １９４（１８􀆰 ９６％ ） ２３９（２２􀆰 ２５％ ） １１７（１２􀆰 ９７％ ） ９０（１０􀆰 ０８％ ）
Ｃ１ １　 ０ １　 １ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
２１（２􀆰 ０５％ ） ２３（２􀆰 １４％ ） １９（２􀆰 １１％ ） ９（１􀆰 ０１％ ）
Ｃ２ ０　 ０ １　 １ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
２１（２􀆰 ０５％ ） １０３（９􀆰 ５９％ ） １４（１􀆰 ５５％ ） １６（１􀆰 ７９％ ）
Ｃ３ ０　 １ １　 １ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
６１（５􀆰 ９６％ ） ６６（６􀆰 １５％ ） ５３（５􀆰 ８８％ ） ５３（５􀆰 ９４％ ）
Ｃ４ ０　 ０ ０　 １ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
９１（８􀆰 ９％ ） ４７（４􀆰 ３８％ ） ３１（３􀆰 ４４％ ） １２（１􀆰 ３４％ ）
Ｄ ８７（５􀆰 ９６％ ） １３７（１１􀆰 ６４％ ） １２２（７􀆰 ９９％ ） １２７（１０􀆰 ３０％ ）
Ｄ１ １　 ０ ０　 １ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
１０（０􀆰 ９８％ ） １９（１􀆰 ７７％ ） ９（１％ ） １４（１􀆰 ５７％ ）
Ｄ２ ０　 １ １　 ０ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
１２（１􀆰 １７％ ） ２０（１􀆰 ８６％ ） ２２（２􀆰 ４４％ ） ４４（４􀆰 ９３％ ）
Ｄ３ ０　 ０ １　 ０ ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
ＣＣＧＧ
ＧＧＣＣ
３９（３􀆰 ８１％ ） ８６（８􀆰 ０１％ ） ４１（４􀆰 ５５％ ） ３４（３􀆰 ８１％ ）
２􀆰 ４　 ６０Ｃｏ⁃γ诱变处理小麦不同位点 ＤＮＡ 甲基化模
式的变异
ＣＣＧＧ 位点中内侧胞嘧啶甲基化的位点称为 ＣＧ
位点（ＣＣＧＧ）；外侧胞嘧啶的甲基化位点称为 ＣＮＧ 位
点（ＣＣＧＧ）；内外侧同时甲基化的位点既是 ＣＧ位点也
是 ＣＮＧ 位点。 如表 ６ 所示，在叶片中，１００Ｇｙ 剂量处
理下叶片中不同位点总甲基化率和总去甲基化率分别
为 ８􀆰 ２１％ 、２０􀆰 ７３％ ，１５０Ｇｙ 剂量下叶片中不同位点总
５
核　 农　 学　 报 ２９ 卷
图 １　 小麦品种 Ｊ４１１ 不同诱变剂量处理的效果
Ｆｉｇ，１　 Ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｏｆ Ｊ４１１ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ
ｄｏｓｅｓ ｏｆ ｇａｍｍａ ｒａｙ
注：箭头指示诱变前后扩增条带的变化；虚线框内显示 ＤＮＡ甲基化
　 　 的组织特异性。
Ｎｏｔｅ： Ａｒｒｏｗ ｉｎｄｉｃａｔｅ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｃ ｂａｎｄｓ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ ｇａｍｍａ ｒａｙ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔ． Ｔｈｅ ｔｉｓｓｕｅ⁃ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｏｆ ＤＮＡ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｉｓ ｄｉｓｐｌａｙｅｄ ｉｎ ｔｈｅ
ｄｏｔｔｅｄ ｌｉｎｅ ｂｏｘ． ‘Ｈ’ ｅｎｚｙｍｅ ＨｐａⅡ ｌａｎｅ． ‘Ｍ’ ｅｎｚｙｍｅ ＭｓｐⅠ ｌａｎｅ．
图 ２　 诱变处理 Ｍ１ 代幼苗叶和根基因组 ＭＳＡＰ 检测（引
　 　 物 ＥｃｏＲ Ｉ ⁃ＡＣＡ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＣＧ）
Ｆｉｇ． ２ 　 Ｔｈｅ ＭＳＡＰ ｉｎ ｗｈｅａｔ ｌｅａｆ ａｎｄ ｒｏｏｔ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ
ｇａｍｍａ ｒａｙ ｉｒｒａｄｉａｔｉｏｎ ｉｎ Ｍ１ ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ （ｐｒｉｍｅｒ：ＥｃｏＲ Ｉ ⁃
　 　 ＡＣＡ ＋ ＨｐａⅡ／ＭｓｐⅠ⁃ＴＣＧ）
甲基化率和总去甲基率化分别为 １２􀆰 ２９％ 、２０􀆰 ６７％ ，
不同剂量下总的去甲基化率高于甲基化率。 在根部，
１００Ｇｙ剂量下不同位点的总甲基化率和总去甲基化分
别为 ２０􀆰 ０６％ 、１５􀆰 ９６％ ，１５０Ｇｙ剂量下不同位点的总甲
基化率和总去甲基化分别为 ２０􀆰 ８３％ 、１２􀆰 ０９％ ，与叶
片中甲基化模式变异率正好相反，２ 者剂量下均表现
为总甲基化率高于总去甲基化率。 在根部与叶片中每
个位点的甲基化模式变异也存在差异，叶片中每个剂
量下 ＣＧ位点和 ＣＮＧ 位点的去甲基化率都高于相应
位点的甲基化率，而根部在 １００Ｇｙ 下 ＣＧ 位点的甲基
化模式变异率与叶片中表现一致，１５０Ｇｙ 剂量下 ＣＧ
位点的甲基化变异率高于去甲基化变异率，在 ＣＮＧ位
点甲基化模式的变异率则与叶片相反，即 ２ 者剂量下
ＣＮＧ位点的甲基化率均高于去甲基化率。
３　 讨论
ＤＮＡ 甲基化是抑制基因表达的一种有效手段，一
般甲基化主要发生在基因的启动子区域和编码区，在
转录水平抑制基因的表达，从而引起基因沉默，而去甲
基化则促进基因的表达。 ＤＮＡ 甲基化水平的改变在
植物生长发育过程中对于调控重要功能基因表达、基
因组防御以及细胞发育与分化等方面具有重要作
用［１９］。 分析小麦基因组甲基化水平的变异有助于研
究功能基因的表达调控以及小麦在受到诱变胁迫时适
应逆境的分子机理。
干旱胁迫会引起水稻 ＤＮＡ 甲基化水平及状态发
生改变，而且这种改变具有一定品种特异性和时空特
异性［１７］。 盐、碱胁迫对棉花幼苗叶片和根基因组
ＤＮＡ甲基化相对水平的影响具有组织特异性［２０］。 小
麦种子 Ｊ４１１ 经不同诱变剂量处理，诱变处理后的 Ｍ１
幼苗叶片基因组 ＤＮＡ甲基化的相对水平均低于对照，
而根部基因组 ＤＮＡ 甲基化相对水平则在诱变处理后
高于对照。 幼苗叶片基因组甲基化模式的变异主要以
去甲化状态为主，而根部则主要以重新或超甲基化状
态变化为主，说明诱变处理后小麦不同组织基因组以
不同的 ＤＮＡ甲基化变化状态来应答诱变胁迫。
有研究已经发现离子辐照、ＥＭＳ、空间诱变能引起
动植物（人体外培养的人角质形成细胞［２１］、水稻［２２］、
拟南芥［２３］ 等）胞嘧啶甲基化的改变。 在试验中发
现，６０Ｃｏ⁃γ射线辐射小麦 ＤＮＡ甲基化相对水平的变化
并没有随辐射剂量的增加而呈现一种正相关或负相关
的特定联动性，但在每个辐照剂量下小麦基因组全甲
基化率高于半甲基化，并且从辐射诱变的动态变化规
６
　 １ 期 ６０Ｃｏ⁃γ 射线诱导的小麦基因组 ＤＮＡ的甲基化变异
表 ６　 不同６０Ｃｏ⁃γ诱变剂量处理下小麦不同部位基因组 ＤＮＡ甲基化模式的变异
Ｔａｂｌｅ ６　 Ｔｈｅ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｏｆ ＤＮＡ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｐａｔｔｅｒ ｏｆ ｌｅａｖｅｒｓ ａｎｄ ｒｏｏｔ ｉｎ ｗｈｅａｔ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｄｏｓｅ ｏｆ ｇａｍｍａ ｒａｙ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ／ ％
组织
Ｔｉｓｓｕｅ
诱变剂量
Ｄｏｓｅ ／ Ｇｙ
ＣＧ去甲基化
ＣＧ Ｈｙｐｏ⁃ ＨｐａＩＩ（０→１）
ＣＮＧ去甲基化
ＣＮＧ ｈｙｐｏ⁃ ＭｓｐＩ（０→１）
ＣＧ甲基化
ＣＧ ｈｙｐｅｒ⁃ ＨｐａＩＩ（１→０）
ＣＮＧ甲基化
ＣＮＧ ｈｙｐｅｒ⁃ ＭｓｐＩ（１→０）
叶 １００ １００（９． ７８） １１２（１０． ９５） ５５（５． ３８） ２９（２． ８３）
Ｌｅａｆ １５０ １５２（１４． １５） ７０（６． ５２） ８３（７． ７３） ４９（４． ５６）
根 １００ ９４（１０． ４２） ５０（５． ５４） ７４（８． ２０） １０７（１１． ８６）
Ｒｏｏｔ １５０ ８７（９． ７４） ２１（２． ３５） １１１（１２． ４３） ７５（８． ４０）
律来看，每个辐照剂量下 ＣＧ 位点的变化率均高于
ＣＮＧ位点，与前人在研究激光辐射对水稻甲基化变异
分析的结果一致［２４］。 但在 ＣＧ 和 ＣＮＧ 位点不同甲基
化模式的变异率则因组织而异，说明辐射诱变诱导的
ＤＮＡ胞嘧啶甲基化模式变异的复杂性。
生物有机体有着一整套相当严密而复杂的调节功
能以适应外界条件的变化，使自身受外界环境的影响
最小化。 所以当小麦种子受到射线辐照诱变时，生物
体自身就会调动各方面的调节机制以迅速应对这种外
界环境的变化，并且在后续的生命周期中也会不断的
加以修复、调节，最后形成一种植物体自适应的相对稳
定的动态模式，而 ＤＮＡ甲基化变异仅仅是其迅速调节
机制之一，因此辐射诱变后的植物机理机制研究是一
个相当复杂的生命过程，还需要更深入的研究解析。
有文献报道甲基结合蛋白（ＭＢＤ）参与诱导甲基化的
沉默，也有研究表明小麦［２５］、大麦［２６］、玉米［２７］在受到
干旱胁迫时 ＭＢＤ 在叶和根中的表达不同，并且与
ＤＮＡ甲基化直接相关的 ＤＮＡ 甲基化转移酶的研究也
有助于理解 ＤＮＡ 甲基化的变异。 因此本研究下一步
将研究 ＭＢＤ和甲基化转移酶在诱变胁迫时的基因表
达情况，以进一步更好的理解诱变胁迫时的甲基化调
控机制。
４　 结论
６０Ｃｏ⁃γ射线辐照改变小麦基因组 ＤＮＡ 甲基化的
方式而影响基因组稳定性。 甲基化相对水平方面，小
麦种子经不同剂量 γ 射线辐照处理后，幼苗叶片的甲
基化相对水平下降，而根中有所升高。 甲基化变异模
式方面，甲基化模式的变异因组织和剂量而异。
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ＤＮＡ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ： ｌｉｆｅ ａｔ ｔｈｅ ｉｎｔｅｒｆａｃｅ ｂｅｔｗｅｅｎ ａ ｄｙｎａｍｉｃ
ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ ａｎｄ ａ ｆｉｘｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ［ Ｊ ］ ． Ｄｉａｌｏｇｕｅｓ ｉｎ Ｃｌｉｎｉｃａｌ
Ｎｅｕｒｏｓｃｉｅｎｃｅ， ２００５，２ （７）： １０３ － １２３
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Ｆｉｓｃｈｅｒ Ｄ，Ｈｏｌｓｂｏｅｒ Ｆ， Ｗｏｔｊａｋ Ｃ Ｔ，Ａｌｍｅｉｄａ Ｏ Ｆ Ｘ， Ｓｐｅｎｇｌｅｒ Ｄ．
Ｄｙｎａｍｉｃ ＤＮＡ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｐｒｏｇｒａｍｓ ｐｅｒｓｉｓｔｅｎｔ ａｄｖｅｒｓｅ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ
ｅａｒｌｙ⁃ｌｉｆｅ ｓｔｒｅｓｓ［ Ｊ］ ． Ｎａｔｕｒｅ Ｎｅｕｒｏｓｃｉｅｎｃｅ，２００９， １２（１２）：１５５９ －
１５６６
［１３］ 　 Ｆｉｎｎｅｇａｎ Ｅ Ｊ． Ｅｐｉａｌｌｅｌｅｓ⁃ａ ｓｏｕｒｃｅ ｏｆ ｒａｎｄｏｍ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｉｎ ｔｉｍｅｓ ｏｆ
ｓｔｒｅｓｓ［Ｊ］ ． Ｃｕｒｒｅｎｔ Ｏｐｉｎｉｏｎ ｉｎ Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙ，２００２，５（２）： １０１ － １０６
［１４］　 Ｒｉｃｈａｒｄｓ Ｅ Ｊ． Ｉｎｈｅｒｉｔｅｄ ｅｐｉｇｅｎｅｔｉｃ ｖａｒｉａｔｉｏｎ⁃ｒｅｖｉｓｉｔｉｎｇ ｓｏｆｔ
ｉｎｈｅｒｉｔａｎｃｅ［Ｊ］， Ｎａｔｕｒｅ Ｒｅｖｉｅｗｓ Ｇｅｎｅｔｉｃｓ，２００６，７（２）： ３９５ － ４０１
［１５］　 Ｚｈａｎｇ Ｍ Ｓ， Ｘｕ Ｃ Ｍ， Ｗｅｔｔｓｔｅｉｎ Ｄ Ｖ， Ｌｉｕ Ｂ． Ｔｉｓｓｕｅ⁃ｓｐｅｃｉｆｉｃ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ ｉｎ ｃｙｔｏｓｉｎｅ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｔｈｅｉｒ ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ
７
核　 农　 学　 报 ２９ 卷
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ ｓｏｒｇｈｕｍ［Ｊ］ ． Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２０１１，
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ｏｓｍｏｔｉｃ ａｎｄ ｓａｌｔ ｓｔｒｅｓｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ⁃ｓｅｎｓｉｔｉｖｅ ａｍｐｌｉｆｉｅｄ
ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍ ［ Ｊ］ ． Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， ２０１０， ４８
（１）：２１ － ２６
［１７］　 Ｗａｎｇ Ｗ Ｓ，Ｐａｎ Ｙ Ｊ，Ｚｈａｏ Ｘ Ｑ，Ｄｗｉｖｅｄｉ Ｄ，Ｚｈｕ Ｌ Ｈ，Ａｌｉ Ｊ， Ｆｕ Ｂ Ｙ，
Ｌｉ Ｚ Ｋ． Ｄｒｏｕｇｈｔ⁃ｉｎｄｕｃｅｄ ｓｉｔｅ⁃ｓｐｅｃｉｆｉｃ ＤＮＡ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｉｔｓ
ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ｄｒｏｕｇｈｔ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｉｎ ｒｉｃｅ （Ｏｒｙｚａ ｓａｔｉｖａ Ｌ． ） ［ Ｊ］ ．
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｂｏｔａｎｙ，２０１１，６（６２）： １９５１ － １９６０
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Ｇｅｎｅｔ，１９９７，１３（８）：３１９ － ３２３
［１９］　 Ｃａｏ Ｄ Ｈ，Ｇａｏ Ｘ，Ｌｉｕ Ｊ， Ｋｉｍａｔｕ Ｊ Ｎ， Ｇｅｎｇ Ｓ Ｊ， Ｗａｎ Ｘ Ｐ ｇ， Ｚｈａｏ Ｊ，
Ｓｈｉ Ｄ Ｃ． Ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｓｅｎｓｉｔｉｖｅ ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍ （ ＭＳＡＰ）
ｒｅｖｅａｌｓ ｔｈａｔ ａｌｋａｌｉ ｓｔｒｅｓｓ ｔｒｉｇｇｅｒｓ ｍｏｒｅ ＤＮＡ ｈｙｐｏｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｌｅｖｅｌｓ ｉｎ
ｃｏｔｔｏｎ （Ｇｏｓｓｙｐｉｕｍ ｈｉｒｓｕｔｕｍ Ｌ． ） ｒｏｏｔｓ ｔｈａｎ ｓａｌｔ ｓｔｒｅｓｓ［ Ｊ］ ． Ａｆｒｉｃａｎ
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ，２０１１，１０（８２）：１８９７１ － １８９８０
［２０］　 Ｋａｕｐ Ｓ，Ｇｒａｎｄｊｅａｎ Ｖ，Ｍｕｋｈｅｒｊｅｅ Ｒ，Ｋａｐｏｏｒ Ａ， Ｋｅｙｅｓ Ｅ， Ｓｅｙｍｏｕｒ Ｃ
Ｂ， Ｍｏｔｈｅｒｓｉｌｌ Ｃ Ｅ， Ｓｃｈｏｆｉｅｌｄ Ｐ Ｎ． Ｒａｄｉａｔｉｏｎ⁃ｉｎｄｕｃｅｄ ｇｅｎｏｍｉｃ
ｉｎｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｉｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＤＮＡ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｃｕｌｔｕｒｅｄ
ｈｕｍａｎ ｋｅｒａｔｉｎｏｃｙｔｅｓ［Ｊ］ Ｍｕｔａｔｉｏｎ Ｒｅｓｅａｒｃｈ，２００６，５９７（１ ／ ２）： ８７ －
９７
［２１］　 Ｗａｎｇ Ｘ Ｌ，Ｏｕ Ｘ Ｆ， Ｗａｎｇ Ｋ Ｆ，Ｄｏｎｇ Ｍ Ｙ， Ｍａｎ Ｇ Ｌ， Ｃａｉ Ｙ， Ｓｈｉ
Ｙ，Ｙｕ Ｘ Ｍ， Ｌｉｕ Ｂ． Ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｃｙｔｏｓｉｎｅ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ＤＮＡ
ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ ｅｔｈｙｌ ｍｅｔｈａｎｅｓｕｌｆｏｎａｔｅ ｉｎ ｒｉｃｅ ［ Ｊ］ Ｂｏｔａｎｙ，
２０１１，６ （８９）：４１７ － ４２４
［２２］　 Ｏｕ Ｘ Ｆ， Ｌｏｎｇ Ｌ Ｋ， Ｗｕ Ｙ， Ｙｕ Ｙ Ｊ， Ｌｉｎ Ｘ Ｙ， Ｑｉ Ｘ， Ｌｉｕ Ｂ．
Ｓｐａｃｅｆｌｉｇｈｔ⁃ｉｎｄｕｃｅｄ ｇｅｎｅｔｉｃ ａｎｄ ｅｐｉｇｅｎｅｔｉｃ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｒｉｃｅ
（Ｏｒｙｚａ ｓａｔｉｖａ Ｌ． ） ｇｅｎｏｍｅ ａｒｅ ｉｎｄｅｐｅｎｄｅｎｔ ｏｆ ｅａｃｈ ｏｔｈｅｒ ［ Ｊ ］
Ｇｅｎｏｍｅ，２０１０，７（５３）： ５２４ － ５３２
［２３］　 由万辉．激光辐射诱导水稻表观遗传变异与分子遗传变异的研
究［Ｄ］．长春：东北师范大学，２００９：２２ － ２３
［２４］　 Ｌｉ Ｙ Ｃ， Ｍｅｎｇ Ｆ Ｒ， Ｙｉｎ Ｊ， Ｌｉｕ Ｈ Ｙ， Ｓｉ Ｚ Ｆ， Ｎｉ Ｚ Ｆ， Ｓｕｎ Ｑ Ｘ，
Ｒｅｎ Ｊ Ｐ， Ｎｉｕ Ｈ Ｂ． Ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ
ｓｉｘ ＭＢＤ ｇｅｎｅｓ ｉｎ ｗｈｅａｔ［Ｊ］ ． Ｂｉｏｃｈｉｍｉｃａ ｅｔ Ｂｉｏｐｈｙｓｉｃａ Ａｃｔａ （ＢＢＡ）⁃
Ｇｅｎｅ Ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ Ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ，２００８，１７７９（２）： ９０ － ９８
［２５］　 Ｚｈｅｎｇ Ｊ， Ｚｈａｎ Ｊ Ｆ， ＺｈａｏＹ Ｚ， Ｔａｏ Ｙ Ｚ， Ｗａｎｇ Ｊ Ｈ， Ｌｉｕ Ｙ Ｊ， Ｆｕ Ｊ
Ｊ， Ｊｉｎ Ｙ， Ｇａｏ Ｐ， Ｚｈａｎｇ Ｊ Ｐ， Ｂａｉ Ｙ Ｆ， Ｗａｎｇ Ｇ Ｙ． Ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ａｎｄ
ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｗａｔｅｒ ｓｔｒｅｓｓ ｉｎｄｕｃｅｄ ｇｅｎｅ ｓ ｉｎ ｍａｉｚｅ ｓｅｅｄ ｌｉｎｇｓ ｂｙ ｓｕｂｔｒａｃｔ
ｉｖｅ ＰＣＲ ａｎｄ ｃＤＮＡ ｍａｃｒｏａｒｒａｙ［Ｊ］ ． Ｐｌａｎｔ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙ，２００４，
５５（６）： ８０７ － ８２３
［２６］　 Ｏｚｔｕｒｋ Ｚ Ｎ， Ｔａｌａｍｅ Ｖ， Ｄｅｙｈｏｌｏｓ Ｍ， Ｍｉｃｈａｌｏｗｓｋｉ Ｃ Ｂ， Ｇａｌｂｒａｉｔｈ Ｄ
Ｗ， Ｇｏｚｕｋｉｒｍｉｚｉ Ｎ， Ｔｕｂｅｒｏｓａ Ｒ， Ｂｏｈｎｅｒｔｅｔ Ｈ Ｊ． Ｍｏｎｉｔｏｒｉｎｇ ｌａｒｇｅ⁃
ｓｃａｌｅ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔ ａｂｕｎｄａｎｃｅ ｉｎ ｄｒｏｕｇｈｔ ⁃ ａｎｄ ｓａｌｔ⁃ｓｔｒｅｓｓｅｄ
ｂａｒｌｅｙ［Ｊ］ ． Ｐｌａｎｔ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙ， ２００２，４８（５ ／ ６）： ５５１ － ５７３
８
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｎｕｃｌｅａｒ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ
２０１５，２９（１）：０００１ ～ ０００９
Ｔｈｅ Ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｏｆ ＤＮＡ Ｃｙｔｏｓｉｎｅ Ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｉｎ Ｗｈｅａｔ Ｇｅｎｏｍｅ
Ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ６０ Ｃｏ⁃γ Ｒａｙｓ
ＹＡＮＧ Ｚｈｅｎ１，２，３ 　 ＧＵＯ Ｈｕｉｊｕｎ２ 　 ＺＨＡＯ Ｌｉｎｓｈｕ２ 　 ＧＵ Ｊｉａｙｕ２ 　 ＸＩＥ Ｙｏｎｇｄｕｎ２ 　 ＬＩＵ Ｌｕｘｉａｎｇ２
（ １ Ｈｕｎａｎ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ， Ｃｈａｎｇｓｈａ，Ｈｕｎａｎ　 ４１０１２５；２ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｃｒｏｐ Ｓｃｉｅｎｃｅ，
Ｎａｔｉｏｎａｌ Ｃｅｎｔｅｒ ｏｆ Ｓｐａｃｅ Ｍｕｔａｇｅｎｅｓｉｓ ｆｏｒ Ｃｒｏｐ Ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ ／ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ｋｅｙ Ｆａｃｉｌｉｔｙ ｆｏｒ Ｃｒｏｐ Ｇｅｎｅ
Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ａｎｄ Ｇｅｎｅｔｉｃ Ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ ／ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ，
Ｂｅｉｊｉｎｇ　 １０００８１；３ Ｈｕｎａｎ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｎｕｃｌｅａｒ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ
Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ａｎｄ ｓｐａｃｅ ｍｕｔａｇｅｎｅｓｉｓ ｂｒｅｅｄｉｎｇ， Ｃｈａｎｇｓｈａ， Ｈｕｎａｎ　 ４１０１２５）
Ａｂｓｔｒａｃｔ：Ｍｕｔａｔｉｏｎ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅ ｈａｓ ｐｌａｙｅｄ ａｎ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｒｏｌｅ ｉｎ ｗｈｅａｔ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ． Ｎｕｃｌｅａｒ ｉｒｒａｄｉａｔｉｏｎ ｍａｙ ａｆｆｅｃｔ ｇｅｎｏｍｅ
ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｂｙ ａｌｔｅｒｉｎｇ ＤＮＡ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｐａｔｔｅｒｎｓ （ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｈｙｐｅｒ⁃ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｈｙｐｏ⁃ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ）． Ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ， ｓｅｅｄｓ
ｏｆ ｗｈｅａｔ ｖａｒｉｅｔｙ Ｊｉｎｇ ４１１ ｗｅｒｅ ｉｒｒａｄｉａｔｅｄ ｂｙ ６０Ｃｏ⁃γ ｒａｙｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｄｏｓｅ ｏｆ １００Ｇｙ ａｎｄ １５０Ｇｙ， ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ． Ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｏｆ
ＤＮＡ ｃｙｔｏｓｉｎｅ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｉｎ ｓｅｅｄｌｉｎｇ ｌｅａｆ ａｎｄ ｒｏｏｔ ｗｅｒｅ ｄｅｔｅｃｔｅｄ ｂｙ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｓｅｎｓｉｔｉｖｅ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｐｏｌｙｍｏｒｐｈｉｓｍ
（ＭＳＡＰ）． Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｓｅｅｄｌｉｎｇ ｈｅｉｇｈｔ ａｎｄ ｒｏｏｔ ｌｅｎｇｔｈ ｗｅｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｎｈｉｂｉｔｅｄ ａｆｔｅｒ ６０ Ｃｏ⁃γ ｒａｙ
ｉｒｒａｄｉａｔｉｏｎ． ＤＮＡ ｃｙｔｏｓｉｎｅ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｉｎ ｌｅａｖｅｓ ａｎｄ ｒｏｏｔｓ ｗａｓ ａｌｔｅｒｅｄ ａｆｔｅｒ ６０ Ｃｏ⁃γ ｒａｙ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ． Ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ
ｃｏｎｔｒｏｌ， ｔｈｅ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｖａｒｉａｔｉｏｎｓ ｉｎ ｌｅａｖｅｓ ａｎｄ ｒｏｏｔｓ ｗｅｒｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ． Ｔｈｅ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｉｎ ｌｅａｖｅｓ ｗａｓ
ｄｅｃｒｅａｓｅｄ， ｂｕｔ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｉｎ ｒｏｏｔｓ， ｉｎｄｉｃａｔｉｎｇ ｔｉｓｓｕｅ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ． Ｔｈｅ ｒａｔｅｓ ｏｆ ｄｅｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｉｎ ｌｅａｖｅｓ ａｔ ｂｏｔｈ
ｄｏｓａｇｅｓ ｗｅｒｅ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈｏｓｅ ｏｆ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ， ａｎｄ ｉｔ ｗａｓ ｏｐｐｏｓｉｔｅ ｉｎ ｒｏｏｔｓ． Ａｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｓｉｔｅｓ， ｔｈｅ ｖａｒｉａｔｉｏｎｓ ｏｆ
ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｐａｔｔｅｒｎｓ ｗｅｒｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ． Ａｔ ＣＧ ａｎｄ ＣＮＧ ｓｉｔｅｓ ｏｆ ｌｅａｖｅｓ， ｄｅｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｒａｔｅｓ ｗｅｒｅ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈｏｓｅ ｏｆ
ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ａｔ ｂｏｔｈ ｄｏｓａｇｅｓ． Ｉｎ ｒｏｏｔ， ｄｅｍｅｔｈｙｌａｔｅｄ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｒａｔｅ ｏｆ ＣＮＧ ｓｉｔｅｓ ｗｅｒｅ ｌｏｗｅｒ ｔｈａｎ ｔｈｅ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ
ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｓｉｔｅｓ． Ｕｎｄｅｒ １００Ｇｙ， ｔｈｅ ｄｅｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｒａｔｅ ａｔ ＣＧ ｓｉｔｅｓ ｉｓ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈｅ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｒａｔｅ
ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ ｓｉｔｅｓ， ａｎｄ ｉｔ ｉｓ ｃｏｎｓｉｓｔｅｎｔ ｗｉｔｈ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｐａｔｔｅｒｎｓ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｏｆ ｌｅａｖｅｓ． ｕｎｄｅｒ １５０Ｇｙ， ｔｈｅ
ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｒａｔｅ ａｔ ＣＧ ｓｉｔｅｓ ｉｓ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈｅ ｄｅｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｒａｔｅ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ ｓｉｔｅｓ． Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔ
ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ ｐａｔｔｅｒｎ ， ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｄｏｓａｇｅ ｏｆ ６０ Ｃｏ⁃γ ｒａｙｓ， ｅｖｅｎ ｉｎ ｔｈｅ ｓａｍｅ
ｏｒｇａｎｉｚａｔｉｏｎ ａｎｄ ｓａｍｅ ｓｉｔｅ ｗａｓ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ．
Ｋｅｙｗｏｒｄｓ：ｗｈｅａｔ，６０Ｃｏ⁃γ ｒａｙ， ＭＳＡＰ， ｖａｒｉａｔｉｏｎ
９