全 文 ：热带亚热带植物学报　2015， 23(3)： 245 ~ 251
Journal of Tropical and Subtropical Botany
麻竹miR172a靶基因DlAP2的克隆及其表达
高志民1, 娄永峰1, 王丽丽1, 杨丽1, 赵韩生1, 陈东亮1,2*
(1. 国际竹藤中心，竹藤科学与技术重点实验室， 北京 100102； 2. 北京市农林科学院生物中心， 北京 100097)
摘要： 为了解开花麻竹(Dendrocalamus latiflorus)的 DlAP2 基因功能，采用 RT-PCR 和 RACE 技术克隆了 miR172a 靶基因 AP2
同源序列 cDNA 全长，命名为 DlAP2。结果表明，DlAP2 基因 cDNA 全长为 1729 bp，包含 5′ 端非编码区 81 bp、开放阅读框
1464 bp、3′ 端非编码区 160 bp 和 24 个碱基的 Poly A 尾巴，在编码框靠近 3′ 端 130 bp 处有 1 个高度匹配 miR172a 的结合位
点(CTGCAGCATCATCAGGATTCT)。DlAP2 编码 487 个氨基酸的蛋白，具有两个 AP2 结构域，属于 AP2/ERF 家族 AP2 亚
家族的 AP2 组，与来自其它单子叶植物的 AP2 蛋白均有较高同源性。RLM-5′ RACE 分析表明，miR172a 主要在靶序列的第
11~12 个碱基之间剪切靶基因 DlAP2 的 miRNA。qRT-PCR 结果表明，麻竹花芽中 DlAP2 基因的表达规律与 miR172a 表达变
化正好相反，证明 miR172a 对 DlAP2 基因的表达具有调控作用。
关键词： 麻竹； AP2 基因； miR172a； 基因表达
doi: 10.11926/j.issn.1005–3395.2015.03.003
Cloning and Expression Analysis of miR172a Targeted Gene DlAP2 in
Dendrocalamus latiflorus
GAO Zhi-min1, LOU Yong-feng1, WANG Li-li1, YANG Li1, ZHAO Han-sheng1, CHEN Dong-liang1,2*
(1. International Center for Bamboo and Rattan, Key Laboratory on Science and Technology of Bamboo and Rattan, Beijing 100102, China; 2. Beijing
Agro-Biotechnology Research Center, Beijing 100097, China)
Abstract: In order to understand the function of DlAP2 in Dendrocalamus latiflorus, one miR172a targeted gene
named as DlAP2 was cloned from D. latiflorus by RT-PCR and RACE. Sequence analysis showed that the full
length cDNA of DlAP2 was 1729 bp, including 5′ untranslated region (UTR) 81 bp, open reading frame (ORF)
1464 bp, 3′ UTR 351 bp, 24 bp polyA, and one miR172a complementary site (CTGCAGCATCATCAGGATTCT)
at 130 bp of the 3′ end in ORF. DlAP2 encodes a putative protein with 487 amino acids with two AP2 domains,
which indicate that it belongs to AP2 group of AP2 subfamily in AP2/ERF family. DlAP2 has a high homology
with those AP2 from other monocots. RLM-5′ RACE analysis showed that DlAP2 was regulated by miR172a
through cutting mainly at the site between the 11th and 12th bases. Real-time quantitative PCR results showed that
the expression pattern of DlAP2 was opposite to that of miR172a in flower buds. These validated that miR172a
played a regulatory role in regulating the expression of DlAP2.
Key words: Dendrocalamus latiflorus; AP2 gene; miR172a; Gene expression
收稿日期： 2014–09–18　　　　接受日期： 2014–11–14
基金项目： 国家林业局 948 项目(2011-4-55)资助
作者简介： 高志民(1971~ )，男，博士，研究员，主要从事生物技术与功能基因组学研究。E-mail: gaozhimin@icbr.ac.cn
* 通信作者 Corresponding autjor. E-mail: dlchen984@126.com
竹子开花调控研究一直倍受关注，借助分子
生物学手段从分子水平揭示其调控机制已成为研
究热点之一。目前对竹子花发育相关基因的研究
已有一些报道，如麻竹(Dendrocalamus latiflorus)的
MADS-box 基因 DlMADS18 可能参与麻竹开花时
间的调控[1]；绿竹(Bambusa oldhmii)的 MADS1 属于
246 第23卷热带亚热带植物学报
E 类功能基因，对花分生组织起调控作用[2]；早竹
(Phyllostachys praecox)的 MADS1 和 MADS2 参 与
花早期发育，还与小花的雄蕊发育有关[3]；毛竹(P.
edulis)的 MADS1 可能参与由营养生长转向生殖生
长的发育调控[4]；毛竹 PeAP2 基因为组成型表达，
可能在毛竹的生长发育及信号转导等过程中均具
有重要的调节作用[5]。通过对毛竹开花转录组的研
究，揭示出干旱是诱导毛竹开花的重要因素[6]，同时
证明环境胁迫和 GA 信号传导与毛竹开花具有潜
在的关联[7]。
APETALA2 (AP2)转录因子主要参与植物的生
长、发育以及多种生理生化反应，如调控花、分生组
织、胚珠和种子发育[8–10]。AP2 基因属于花发育模
型中的 A 类功能基因，参与花萼和花瓣的发育调
控，并调控着与花分生组织启动有关的基因。同时，
AP2 基因自身表达又受到 miR172 的调控，如在拟
南芥(Arabidopsis thaliana)营养生长向生殖生长转
换 的 过 程 中，AP2 转 录 因 子 基 因 TOE1、TOE2、
SNZ 和 SMZ 均受到 miR172 的调控[11]。miR172 是
通过降解靶 mRNA 和抑制其翻译两种方式来发挥
功能[12–14]。本研究以麻竹为材料，在分离 AP2 同源
基因的基础上，通过 FLM-PCR 技术分析 miR172
对其 mRNA 的切割降解情况，并采用 qRT-PCR 技
术对 miR172 及其靶基因的表达情况进行分析，以
期为揭示 miR172 及其靶基因在毛竹花发育过程中
的表达调控提供参考。
1 材料和方法
1.1 材料
麻 竹(Dendrocalamus latiflorus)组 培 苗 经 过 2
年盆栽培养(光照 200 μmol m–2s–1，光 / 暗 =16 h/8 h，
温度 25℃)，分别从开花植株和未开花植株上采取
花芽、幼枝、叶片等材料。
1.2 基因克隆与分析
采用 Trizol 法分别提取麻竹 1.0 cm、1.5 cm、
2.0 cm 花芽、开花幼枝、开花枝条顶端叶片、开花
植株未开花枝条顶端叶片和未开花植株叶片的
总 RNA[15]，按 照 反 转 录 试 剂 盒(Promega 公 司)和
SMART RACE 试 剂 盒(Clontech)分 别 合 成 cDNA
和 RACE cDNA。
根据玉米(Zea may)的 AP2 基因(EU974370)保
守区序列设计引物：DlAP2-F：5′-ATGGAGCTGGA-
TCTGAACGTG-3′ 和 DlAP2-R：5′-CGGCTTCTCT-
ACCATTGCAT-3′。以麻竹叶片 cDNA 为模板，进行
PCR 扩增。电泳检测 PCR 产物，回收目的片段并
连接到 pGEM-T easy 载体(Promega 公司)，阳性克
隆送上海生工生物工程技术服务有限公司(北京分
公司)测序。根据获得的保守区序列设计 3′ RACE
引物 3-1：5′-GATGGGAGGCTCGCATGGGCCAGT-
TC-3′；3-2：5′-GCGATCAAATGCAATGGTAGAGA-
AGCCG-3′ 和 5′ RACE 引物 5-1：5′-GTGCAGGGT-
GACGCCTCTGTATTTGGA-3′；5-2：5′-GCCTGCG-
GGAGCGGCAAGATTC TGATGT-3′。参考 SMART
RACE 试剂盒说明书进行 PCR 扩增。测序后获得
3′ 和 5′ 端序列，与保守区序列拼接获得基因的全长
cDNA 序列。
分 别 用 ProtScale[16]、SOMPA[17]、Motif Scan
(在线分析软件)等分析获得基因编码蛋白的理化
性质、预测结构和功能域。利用 NCBI 公共数据库
进行 BLASTP 分析，采用 Mega 4.0 软件的邻接法
(Neighbor-Joining, NJ)构建基于 AP2 同源蛋白序列
的系统进化树。用在线软件 http://plantgrn.noble.
org/psRNATarget/ 预测 miRNA 靶点。
1.3 miR172a介导靶基因的切割位点分析
根据靶基因预测剪切位点，在位点下游设计 5′
RACE 引物 Outer primer 172F1：5′-CCAATCCACT-
ACAAGAAACCACCCCGG-3′ 和 Inner primer
172F2：5′-CTTCCCGGCAAATTTACAGTGTG-
GC-3′。 按 照 TaKaRa 的 RLM-RACE 试 剂 盒(Full
RACE Kit with TAP, Code No. 6107)操作说明，分别
进行 RNA 纯化、 RACE Adaptor 的连接、反转录，
获得 RLM-RACE 的 cDNA，采用试剂盒提供的 5′
RACE Outer Primer 与 172F1 配对进行 Outer PCR
反应，体系为 20 µL：10×GC Buffer Ⅱ 2 μL、1×cDNA
Dilution Buffer Ⅱ 8 μL、cDNA 模板 2 μL、靶基因
引物 172F1 (10 μmol L–1) 1 μL、5′ RACE Outer Primer
(10 μmol L–1) 1 μL、LA Taq DNA 聚合酶 (5 U μL–1)
0.25 μL、ddH2O 5.75 μL；反应程序： 先 94℃ 3 min；
然后 94℃ 30 s，55℃ 30 s，72℃ 30 s，共 30 个循环。然
后进行 Inner PCR 反应，体系为 20 µL：5×PrimerSTAR
Buffer (Mg2+ plus) 4 μL、dNTP mix (2.5 mmol L–1
each) 1.6 μL、模 板 为 Outer PCR 反 应 液 1 μL、靶
基因引物 172F2 (10 μmol L–1) 1 μL、5′ RACE Inter
第3期 247
Primer (10 μmol L–1) 1 μL、PrimerSTAR HS DNA
Polymerase (2.5 U μL–1) 0.2 μL、ddH2O 11.2 μL；反
应程序：先 98℃ 3 min；然后 98℃ 30 s, 55℃ 30 s,
72℃ 30 s，共 30 个循环。
1.4 miR172a及其靶基因的表达分析
利用 qRT-PCR 方法检测 miR172a 及其靶基
因在不同组织中的表达情况。采用茎环法[18]设计
miR172a 的反转录引物(5′-CTCAACTGGTGTCGT-
GGAGTCGGCAATTCAGTTGAGCTGCAGCA-3′)，
并分别利用麻竹 1.0 cm、1.5 cm、2.0 cm 花芽、
开花幼枝、开花枝条顶端叶片、开花植株未开花枝
条顶端叶片和未开花植株叶片的总 RNA 反转录
合成 miRNA 的 cDNA。设计 miR172a 定量引物
miR172a-F：5′-AGCAGCATATATAGAATCCTGA-
TG-3′和miR172a-R：5′-CTCAACTGGTGTCGTGG-
AGTC-3′，选用 U6 snRNA 为内参[19]；靶基因定量
引物 F1：5′-TTACTGAAGT TGGTGCTGAAGGT-3′
和 R1：5′-TTACTGAAGTTGGTGCTGAAGGT-3′，
选用 NTB 基因为内参[20]，引物序列由上海生工技
术有限公司合成。
利用 Roche LightCycler®480 SYBR Green 1 Master
试剂盒进行定量，反应体系(10 µL)：SYBR Green
Mix (2×) 5 µL，引物(10 µmol L–1)各 0.4 µL，cDNA
1 µL 和 ddH2O 3.2 µL。PCR 反应在 QTower 实时
定量 PCR 仪(Analytikjena 公司)上进行，反应程序：
先 95℃ 2 min；然后 95℃ 30 s，58℃ 60 s，共 45 个
循环。每个反应重复 3 次，反应结束后应用 2–△△Ct
算法进行分析[21]。
2 结果和分析
2.1 基因cDNA全长的获得
用引物 DlAP2-F 和 DlAP2-R 进行 PCR 扩增，
经测序获得了 990 bp 的序列。NCBI BLAST 分析
表明，该序列与水稻(Oryza sativa)、玉米(Zea mays)、
小麦(Triticum aestivum)等单子叶植物的 AP2 基因
有着较高的同源性，初步确认为麻竹中 AP2 同源基
因的部分序列。进一步通过 3′ RACE 和 5′ RACE
获得基因的 3′ 和 5′ 端序列，并与保守区序列拼
接，去除重叠部分，获得基因的全长 cDNA 序列为
1729 bp，其中包括 5′ 端非编码区 81 bp、开放阅读
框 1464 bp、3′ 端非编码区 160 bp 及 24 个碱基的
Poly A 尾巴，在编码框靠近 3′ 端 130 bp 处有 1 个高
度匹配 miR172a 的结合位点(CTGCAGCATCATC-
AGGATTCT)(图 1)。该基因编码含 487 个氨基酸
的蛋白，分子量为 52.75 kDa，理论等电点为 6.859。
BLASTP 分析表明，该蛋白具有 2 个 AP2/ERF 结
构域(图 1)，属于 AP2/EREBP 家族 AP2 亚家族的
AP2 组，并且与来自其它单子叶植物的 AP2 蛋白
均有着较高同源性，因此将该基因命名为 DlAP2
(GenBank 注册号：KM267641)。
2.2 DlAP2蛋白性质与结构预测
软件分析表明，DlAP2 编码的蛋白中含有强
碱性氨基酸 56 个，强酸性氨基酸 59 个，疏水氨基
酸 146 个，极性氨基酸 119 个。蛋白亲水性 / 疏水
性分析表明，DlAP2 具有较强的亲水性。
蛋白结构预测显示，DlAP2 蛋白除了含有两
个AP2/ERF结构域，还包含1个脯氨酸富集区域(第
103~148 位)和 1 个丝氨酸富集区域(第 444~483
位)。另外，还含有 1 个酰胺化位点，1 个 N 端糖
基化修饰，1 个依赖于 cAMP-和 cGMP-蛋白激酶
磷酸化位点，6 个酪蛋白激酶Ⅱ磷酸化位点，8 个
N-豆蔻酰化位点，5 个蛋白激酶 C 磷酸化位点。
DlAP2 蛋白共含有无规则卷曲、β 折叠、延伸链和
α 螺旋 4 种二级结构，其中无规则卷曲最长，覆盖
了 64.68% 的氨基酸残基(315 个)，其次为 α 螺旋结
构覆盖了 97 个氨基酸残基(19.92%)，β 折叠和延
伸链分别覆盖了 22 个(4.52%)和 53 个(10.88%)氨
基酸残基。
按照同源建模的方法，以拟南芥 AtERF1 的
GBD (GCC-box binding domain)蛋白的三维构型做
模板(1gccA)，预测 DlAP2 蛋白的三维构型，得到
DlAP2 蛋白中两个 AP2 结构域的三维结构，与模
板的相似度分别为 45.16% 和 32.79%，具有 AP2 结
构域典型的 3 个 α 螺旋和 3 个 β 回转(图 2)。
2.3 同源性比较与系统进化树分析
经 NCBI BLASTP 分析，在 NCBI 中与 DlAP2
蛋白一致性在 50% 以上的有 91 条同源序列，
其 中 与 毛 竹 的 AP2 (AGH68972)一 致 性 最 高
(84.6%)，与模式植物水稻的转录因子 AP2D23-like
(AAW78371)和拟南芥(Arabidopsis thaliana)的 ARGET
OF EARLY ACTIVA-TION TAGGED1 (NP_001189625)
的一致性分别为 75.1% 和 49.6%。构建基于不同
高志民等：麻竹miR172a靶基因DlAP2的克隆及其表达
248 第23卷热带亚热带植物学报
图 1 DlAP2 核酸序列及其推导出的氨基酸序列。　　：AP2/ERF 结构域； □：miR172a 结合位点。
Fig. 1 Nucleotide sequence of DlAP2 and deduced amino acid sequence. 　　: AP2/ERF domains; □: miR172a binding site.
图 2 DlAP2 蛋白中 2 个 AP2/ERF 的三级结构预测
Fig. 2 Tertiary structure prediction of two AP2/ERFs in DlAP2
第3期 249
图 3 基于 AP2 同源蛋白序列的系统进化树分析。每个分支上的数字表示 1000 次重复搜索的靴带值。
Fig. 3 Phylogenetic tree analysis based on AP2 homologue proteins. Numbers on major branches indicate bootstrap estimates for 1000 replicate
analyses.
图 4 miR172a 对 DlAP2 转录切割的位点鉴定。↓: 切割位置。
Fig. 4 Target sites for miR172a in DlAP2 transcription. ↓: Cleavage sites.
物种 AP2 同源蛋白的系统进化树表明，来自单子
叶植物和双子叶植物 AP2 同源蛋白分别聚集成
两个大的分支，麻竹则与毛竹聚集在一起，与大麦
(Hordeum vulgare)、小麦和二穗短柄草(Brachypodium
distachyon)的分支靠近，其次是谷子(Setaria italica)、
玉米、高粱(Sorghum bicolor)等单子叶植物，而与双
子叶植物的距离较远(图 3)。
2.3 miR172a对靶基因的剪切鉴定
采用连接酶介导的 5′ RACE (RLM-5′ RACE)
来验证 miR172a 对靶基因的剪切。RLM-5′ RACE
产物经测序表明，10 个样品中仅有 1 个样品的剪
切位点在第 12~13 个碱基之间，其余 9 个样品的
剪切位点都在第 11~12 个碱基之间(图 4)，这与拟
南芥 miR172a 对其 AP2 的转录切割位置主要在第
11~12 个碱基之间相一致[12]，表明 miR172a 能在转
录水平对其靶基因 DlAP2 进行调控。
2.4 miR172a及DlAP2基因表达检测
采用 qRT-PCR 对 miR172a 和 DlAP2 基因进行
定量分析，结果表明(图 5)，在 1.0 cm、 1.5 cm、 2.0 cm
花芽中 miR172a 的表达量呈逐渐上升的趋势，其中
2.0 cm 花芽中的表达丰度最高；而 DlAP2 基因的表
达量则呈下降的趋势，其中 2.0 cm 花芽中的表达量
最低，说明 miR172a 和 DlAP2 基因的表达量呈现相
反的变化规律。在开花株幼枝和未开花植株叶片
中 miR172a 和 DlAP2 基因的表达没有明显的差异。
开花枝条顶端叶片、开花植株未开花枝条顶端叶片
中 miR172a 和 DlAP2 基因的表达丰度较低。
高志民等：麻竹miR172a靶基因DlAP2的克隆及其表达
250 第23卷热带亚热带植物学报
图 5 miR172a (A)和 DlAP2 (B)的表达情况。1: 开花株幼枝； 2: 1.0 cm 花芽； 3: 1.5 cm 花芽； 4: 2.0 cm 花芽； 5: 开花枝条顶端叶片； 6: 开花植株
未开花枝条顶端叶片； 7: 未开花植株叶片。
Fig. 5 Expression of miR172a (A) and DlAP2 (B) in different tissues. 1: Young branches of flowering plant; 2: 1.0 cm buds; 3: 1.5 cm buds; 4: 2.0 cm
buds; 5: Top leaves on flowering branch; 6: Top leaves on unflowering branch of flowering plant; 7: Leaves of unflowering plant.
3 讨论
AP2 基因编码一类参与植物花发育的重要
调控因子，具有特有的 AP2 结构域，不同于其他
MADS-box 家 族 的 基 因。 根 据 所 含 AP2 功 能 域
数量的差异，将该家族分为 AP2 亚家族、EREBP
亚家族和 RAV1/RAV2 亚家族[22]。对拟南芥的大
规模测序表明，在花器官决定基因 AP2 中有一个
miR172 结合位点[23]，而且 miR172 的积累导致转基
因植株花器官产生的异常表型和 apetala2 突变体
非常相似，证实了 miR172 能调控 AP2 的表达[24]。
本研究获得的 DlAP2 属于 AP2 亚家族，在编码框
靠近 3′ 端有 1 个高度匹配 miR172a 的结合位点，
miR172a 与靶基因 DlAP2 在开花麻竹不同组织中
的表达初步证实了 miR172a 对 DlAP2 的转录调控
作用，RLM-5′ RACE 的研究结果进一步证实了
miR172a 对 DlAP2 的精确切割。
miR172a 在开花麻竹组织中的表达丰度明显
高于未开花植株叶片，这类似于 miR172 的过表
达能导致西红柿(Lycopersicum esculentum)开花提
前[25]。随着麻竹花芽的伸长，miR172a 的表达量
呈上升趋势，而 DlAP2 基因呈下降趋势，这可能与
花芽发育趋于完成有关，因为麻竹花芽达到 2.0 cm
时其花器官各部分已经分化完成。在开花幼枝、开
花枝条顶端叶片、开花植株未开花枝条顶端叶片中
miR172a 和 DlAP2 的表达丰度都变化不大，这可能
是它们在营养器官中处于一种平衡状态。类似的
现象已在拟南芥中得到证实，当营养生长向生殖生
长转变时，miR172 调控 AP2 家族转录因子 TOE1、
TOE2、SNZ 和 SMZ，这些 AP2 家族成员中任何一
个组成型表达都使开花延迟[11]。
miR172 除了自身调控其靶基因外，还和其它
miRNA 一起行使调控功能。玉米 AP2 基因 sidl 含
有 1 个 miR172 结合位点，miR172 不但参与幼年
期的发育调控[26]，而且在 miR156 的间接作用下，
调控玉米花序分生组织的决定[27]。另外，研究表
明 miR172 通过翻译抑制来调控 AP2 的表达，利用
破坏 miR172 的碱基配对，而不影响其中的 AP2 的
RNA 水平，导致 AP2 蛋白水平的升高[13]。在麻竹
中存在许多与其生长发育调控相关的 miRNA，通
过构建麻竹叶片小 RNA 文库，鉴别出 84 个保守的
miRNA，同时还鉴别出 81 个新 miRNA[19]。对毛
竹竿发育不同阶段以及毛竹叶片和根中的 miRNA
表达模式分析发现，miRNA 的表达具有时空、组
织表达特异性[28–29]。因此，miR172a 对麻竹生长
发育的调控将是一个复杂的调控网络，对于与其
它 miRNA 以及靶基因的相互调节机制尚有待于系
统研究，才能对其生长发育调控做出科学全面的解
析。
参考文献
[1]　 Tian B, Chen Y Y, Yan Y X, et al. Cloning of a MADS box gene
from bamboo and its expression in Arabidopsis thaliana [J]. Chin
Sci Bull, 2005, 50(2): 145–151.
田波, 陈永燕, 严远鑫, 等. 一个竹类植物MADS盒基因的克隆
及其在拟南芥中的表达 [J]. 科学通报, 2005, 50(2): 145–151.
[2]　 Gao Z M, Liu Y L, Li X P, et al. Cloning and sequence analysis
of a flowering-related MADS-box gene in Bambusa oldhamii [J].
Mol Plant Breed, 2007, 5(6): 866–870.
高志民, 刘颖丽, 李雪平, 等. 一个绿竹MADS-box基因的克隆
与序列分析 [J]. 分子植物育种, 2007, 5(6): 866–870.
第3期 251
[3]　 Lin E P. Functions of AP1/SQUA-, REV-, TB1-like genes and isolation
and expression of microRNAs in Phyllostachys praecox [D].
Hangzhou: Zhejiang University, 2009: 37–45.
林二培. 早竹AP1/SQUA-、REV-、TB1-like基因的功能研究与
竹笋microRNAs的克隆和表达分析 [D]. 杭州: 浙江大学, 2009:
37–45.
[4]　 Gao Z M, Zheng B, Peng Z H. Isolation of PeMADS1 gene from
Phyllostachys edulis and its transformation in Arabidopsis thaliana
[J]. Sci Silv Sin, 2010, 46(10): 37–41.
高志民, 郑波, 彭镇华. 毛竹PeMADS1基因的克隆及转化拟南
芥初步研究 [J]. 林业科学, 2010, 46(10): 37–41.
[5]　 Chen D L, Peng Z H, Gao Z M. Cloning and express analysis of
PeAP2 gene and its promoter in Phyllostachys edulis [J]. For Res,
2013, 26(2): 200–206.
陈东亮, 彭镇华, 高志民. 毛竹PeAP2基因的克隆及其启动子的
克隆与表达初步分析 [J]. 林业科学研究, 2013, 26(2): 200–206.
[6]　 Peng Z H, Lu Y, Li L B, et al. The draft genome of the fast-
growing non-timber forest species moso bamboo (Phyllostachys
heterocycla) [J]. Nat Genet, 2013, 45(4): 456–461.
[7]　 Gao J, Zhang Y, Zhang C L, et al. Characterization of the floral
transcriptome of moso bamboo (Phyllostachys edulis) at different
flowering developmental stages by transcriptome sequencing and
RNA-seq analysis [J]. PLoS One, 2014, 9(6): e98910.
[8]　 Elliott R C, Betzner A S, Huttner E, et al. AINTEGUMENTA, an
APETALA2-like gene of Arabidopsis with pleiotropic roles in ovule
development and floral organ growth [J]. Plant Cell, 1996, 8(2):
155–168.
[9]　 Chuck G, Meeley R B, Hake S. The control of maize spikelet
meristem fate by the APETALA2-like gene indeterminate spikelet
[J]. Genes Dev, 1998, 12(8): 1145–1154.
[10]　 Boutilier K, Offringa R, Sharma V K, et al. Ectopic expression of
BABY BOOM triggers a conversion from vegetative to embryonic
growth [J]. Plant Cell, 2002, 14(8): 1737–1749.
[11]　 Jung J H, Seo J H, Reyes J L, et al. The GIGANTEA-regulated
microRNA172 mediates photoperiodic flowering independent of
CONSTANS in Arabidopsis [J]. Plant Cell, 2007, 19(9): 2736–
2748.
[12]　 Aukerman M J, Sakai H. Regulation of flowering time and floral
organ identity by a microRNA and its APETALA2-like target
genes [J]. Plant Cell, 2003, 15(11): 2730–2741.
[13]　 Chen X M. A microRNA as a translational repressor of APETALA2
in Arabidopsis flower development [J]. Science, 2004, 303(5666):
2022–2025.
[14]　 Schwab R, Palatnik J F, Riester M, et al. Specific effects of
microRNAs on the plant transcriptome [J]. Dev Cell, 2005, 8(4):
517–527.
[15]　 Gao Z M, Li X P, Li L B, et al. An effective method for total
RNA isolation from bamboo [J]. Chin For Sci Techn, 2006, 5(3):
52–54.
[16]　 Kyte J, Doolittle R F. A simple method for displaying the
hydropathic character of a protein [J]. J Mol Biol, 1982, 157(1):
105–132.
[17]　 Deléage G, Blanchet C, Geourjon C. Protein structure prediction.
Implications for the biologist [J]. Biochimie, 1997, 79(11):
681–686.
[18]　 Chen C, Ridzon D A, Broomer A J, et al. Real-time quantification
of microRNAs by stem-loop RT-PCR [J]. Nucleic Acids Res,
2005, 33(20): e179.
[19]　 Zhao H S, Chen D L, Peng Z H, et al. Identification and
characterization of microRNAs in the leaf of ma bamboo
(Dendrocalamus latiflorus) by deep sequencing [J]. PLoS One,
2013, 8(10): e78755.
[20]　 Fan C J, Ma J M, Guo Q R, et al. Selection of reference genes
for quantitative real-time PCR in bamboo (Phyllostachys edulis)
[J]. PLoS One, 2013, 8(2): e56573.
[21]　 Livak K J, Schmittgen T D. Analysis of relative gene expression
data using real-time quantitative PCR and the 2–△△Ct method [J].
Methods, 2001, 25(4): 402–408.
[22]　 Lin R M, Zhao W S, Meng X B, et al. Molecular cloning and
characterization of a rice gene encoding AP2/EREBP-type
transcription factor and its expression in response to infection
with blast fungus and abiotic stresses [J]. Physiol Mol Plant P,
2007, 70(1/2/3): 60–68.
[23]　 Jones-Rhoades M W, Bartel D P, Bartel B. MicroRNAs and their
regulatory roles in plants [J]. Annu Rev Plant Biol, 2006, 57:
19–53.
[24]　 Zhao L, Kim Y J, Dinh T T, et al. miR172 regulates stem cell fate
and defines the inner boundary of APETALA3 and PISTILLATA
expression domain in Arabidopsis floral meristems [J]. Plant J,
2007, 51(5): 840–849.
[25]　 Martin A, Adam H, Díaz-Mendoza M, et al. Graft-transmissible
induction of potato tuberization by the microRNA miR172 [J].
Development, 2009, 136(17): 2873–2881.
[26]　 Chuck G, Cigan A M, Saeteurn K, et al. The heterochronic maize
mutant Corngrass1 results from overexpression of a tandem
microRNA [J]. Nat Genet, 2007, 39(4): 544–549.
[27]　 Chuck G, Meeley R, Hake S. Floral meristem initiation and
meristem cell fate are regulated by the maize AP2 genes ids1 and
sid1 [J]. Development, 2008, 135(18): 3013–3019.
[28]　 He C Y, Cui K, Zhang J G, et al. Next-generation sequencing-
based mRNA and microRNA expression profiling analysis
revealed pathways involved in the rapid growth of developing
culms in moso bamboo [J/OL]. BMC Plant Biol, 2013, 13: 119.
doi:10.1186/1471-2229-13-119
[29]　 Xu P, Mohorianu I, Yang L, et al. Small RNA profile in moso
bamboo root and leaf obtained by high definition adapters [J].
PLoS One, 2014, 9(7): e103590.
高志民等：麻竹miR172a靶基因DlAP2的克隆及其表达