免费文献传递   相关文献

甜土植物根部的钠离子应对策略研究进展



全 文 :植物生理学报 Plant Physiology Journal 2011, 47 (11): 1025~1032 1025
收稿 2011-07-15  修定 2011-10-12
资助 山东省自然科学基金青年基金(ZR2010CQ024)和山东省
高等学校科技计划(J10LC72)。
* 通讯作者(E-mail: dkgha@sina.com; Tel: 0535-6927262)。
甜土植物根部的钠离子应对策略研究进展
郭美丽*, 臧剑甬
烟台职业学院食品与生化工程系, 山东烟台264670
摘要: 土壤盐渍化严重影响了甜土植物(特别是农作物)的生长速率和产量。植物根部是与土壤中Na+接触的重要界面, 也是
吸收Na+的主要器官, 正日益成为甜土植物耐盐研究靶标。本文概述近10年来对Na+进入甜土植物根部的2种途径(共质体
和质外体)以及根部维持离子稳态的3种应对方式(Na+的细胞外排、液泡区隔化和地上部分转运)新的认识和观点。通过阐
述Na+在甜土植物根部的转运机制, 以期为提高农作物抗盐性以及在盐渍环境中的产量提供理论基础。
关键词: Na+; 甜土植物; 根部
Current Progress of Na+ Coping Strategies in the Roots of Glycophytic Plants
GUO Mei-Li*, ZANG Jian-Yong
Department of Food and Biochemistry Engineering, Yantai Vocational College, Yantai, Shandong 264670, China
Abstract: Soil salinity seriously impacts the growth and production of the glycophytic plants (especially crops).
The root is an important interface connecting with Na+ in the soil, and also a major organ of Na+ uptake. It be-
comes the target of salt-resistant researches. In this paper, two pathways (symplast and apoplast) of Na+ influx
into the roots and three ways (Na+ efflux from the cytoplasm membrane, partitioning of Na+ within the vacu-
oles, and transport of Na+ to the shoot) to maintain the ion balance in the root are discussed based on the recent
10-year progress, and aims to provide the knowledge to improve the salt-resistance of the glycophytic plants
and increase the productivity of the crops in the saliferous soil.
Key words: Na+; glycophytic plants; root
土壤中的盐分来自宇宙尘埃、火山活动、海
洋、岩石、土壤和人类活动等多个方面。例如在
干旱季节, 由于土壤蒸发量大, 地下水中的可溶性
盐类带到土壤表层, 随着时间持续, 土壤表层的盐
分越来越多, 原来非盐渍化的土壤即变成盐渍化
的土壤。同时由于在农业生产中的大水漫灌, 造
成地下水位上升, 也增加了土壤的含盐量, 形成所
谓的次生盐渍化土壤(赵可夫和范海2005)。盐渍
化土壤的特点之一就是土壤中以Na+为主的多种
盐离子浓度较高, 并且严重影响了植物的生长速
率并降低了农作物的产量。Na+对植物的胁迫中,
离子胁迫是原初胁迫, 而水分胁迫、氧化胁迫和
营养胁迫都是次生胁迫。土壤中大量的Na+不仅
降低了土壤的水势, 影响植物水分吸收, 而且大量
涌入细胞内的Na+能够竞争K+的结合位点, 而K+能
激活细胞内超过50种的酶, Na+占据K+的结合位点
直接干扰了多种酶活性(Bhandala和Malika 1988),
也影响了蛋白质合成 , 进而影响植物生长发育
(Blaha等2000)。
植物根系是植物地下部分且与土壤密切接触,
同时是Na+进入植物体内的主要屏障, 因此深入了解
Na+在植物根中的转运机制对于提高植物耐盐性
以及农作物在盐渍环境中的产量具有重要意义。
1 Na+进入根中的途径
土壤中Na+进入根中主要通过共质体和质外
体2种途径进行转运(图1)。
1.1 共质体运输
当Na+内流到根表皮和皮层细胞的细胞质后,
有可能通过共质体连续的细胞经内皮层细胞的径
向转运到根的木质部。共质体通过胞间连丝保持
连续性(Wegner等2001)。共质体转运表明了非维
综 述 Reviews
植物生理学报1026
管束的细胞胞质中分子的转运和分布, 这些分子
通过胞间连丝从一个细胞进入另一个细胞(Pickard
2003)。而这些离子的内流是通过离子梯度、细胞
质流和水流引起的被动运输进行的。现在还不是
很清楚Na+在共质体中的径向转运是否通过胞间
连丝完成的, 这仍值得研究。但是共质体运输首
先需要通过根细胞质膜, 即Na+在共质体中转运受
到表皮细胞、皮层细胞和内皮层细胞膜的控制。
细胞膜上介导Na+跨质膜吸收涉及多种蛋白: K+通
道、K+载体和非选择性阳离子通道(nonselective
cation channel, NSCC)等(Tyerman等1997), 其中
NSCC被认为是Na+进入植物的主要通道。
NSCC以被动方式介导一价或者二价阳离子
通过植物细胞质膜。根据NSCC对电压依赖的程
度分为3种: 去极化激活型NSCC (depolarization-
activated NSCC, DA-NSCC)、非电压依赖型NSCC
(voltage-independent NSCC, VI-NSCC)和超极化激
活型NSCC (hyperpolarization-activated NSCC, HA-
NSCC) (Demidchik和Maathuis 2007)。
DA-NSCC是第一个被发现的组成型的NSCC,
在大麦(Hordeum vulgare)根木质部(De Boer和
Wegner 1997)和拟南芥(Arabidopsis thaliana)叶肉
细胞、根表皮细胞(Shabala等2006)都有表达, 它通
过质膜去极化被激活的同时又受到Ca2+的刺激。
DA-NSCC的激活动力学和对电压依赖程度与外向
型整流K+通道(K+ outward rectifiers, KORs)非常相
似, 但也有不同之处, DA-NSCC的通道活性不受细
胞内外Na+浓度影响, 却可被细胞外Ca2+抑制。
DA-NSCC负责一价离子的内流和外流及二价离子
的内流。DA-NSCC对一价的Na+有较高的透性, 可
能在耐盐方面具有重要作用。盐胁迫发生时, 植
物细胞中会积累高浓度的Na+, 因而直接干扰K+的
正常功能。维持细胞内较高的K+/Na+选择比有助
于提高耐盐性, 同时减少盐诱导的K+外流和Na+的
内流都有助于提高植物耐盐性。盐害发生时, 细
胞内外高浓度的Na+直接封闭了KORs, 同时增加
细胞外Ca+浓度有助于进一步封闭KORs。在这种
条件下, DA-NSCC成为细胞膜上一价阳离子透过
的重要通道, 参与K+的外流损失和Na+的内流增
加。Volkov和Amtmann (2006)研究发现, 盐生植物
盐芥和非盐生植物拟南芥的DA-NSCC具有明显区
别: 盐芥根中DA-NSCC的K+/Na+选择比是拟南芥
的4倍, 因而盐芥根Na+的内流远小于拟南芥, 这可
能与盐芥较高的耐盐性有关(Wang等2006)。
VI-NSCC的开放不受细胞膜电压的控制, 因
此对外向电流和内向电流表现相同。VI-NSCC不
受Ca2+通道的有机拮抗物(硝苯地平和戊脉安)或者
K+通道传统封闭物(四乙胺、河豚毒素、Cs+、Li+
和Na+)的抑制, 但是却对Gd3+和La3+敏感(White和
Davenport 2002; White等2002)。根据VI-NSCC对
Ca2+、Ba2+、Mg2+和Zn2+的敏感程度, 分为2个类
型: 部分封闭型和不敏感的可透过型。很多VI-
NSCC研究是在植物根细胞中完成的, 此外, 保卫
细胞和叶肉细胞也被用作研究材料。目前还没有
确切证据证实VI-NSCC的功能, 但是被普遍接受
的观点是VI-NSCC在催化阳离子内流方面具有主
要的生理学功能, 包括不能透过选择性K+通道的
Na+和NH4
+, 同时当K+选择性通道受到抑制或不表
达时能够辅助K+的内流; 此外也能介导Ca2+和Mg2+
透过质膜。与DA-NSCC相比, Vi-NSCC才是Na+内
流主要通道, 目前已有确切证据证明植物根中Na+
内流在很大程度是由VI-NSCC介导的(Maathuis
2006)。值得注意的是, Ca2+能够阻止VI-NSCC介
导的Na+的内流因而减少了Na+内流进入整个植
株。这也证明Ca2+确能够缓解由Na+引起的盐害,
因此在国内有些地区通过施加石膏以减轻土壤的
图1 Na+在根中的转运方式及通道
Fig.1 The channels and pathway of Na+ transport in the root
根据文献(Plett和Møller 2010)改画。
郭美丽等: 甜土植物根部的钠离子应对策略研究进展 1027
盐渍化(Essah等2003)。
HA-NSCC常被作为超极化激活的Ca2+通道
(hyperpolarization-activated Ca2+ channels, HACaCs)
(Demidchik等2007)。有研究结果显示, HA-NSCC
催化的Ca2+内流对于拟南芥根冠和伸长区细胞的
生长具有重要意义(Kiegle等2000), 而一价阳离子
(例如Na+)是否能通过HA-NSCC进入到细胞内, 仍
缺少相关证据。
在目前众多的NSCC中, 环核苷酸门控通道
(cyclic nucleotide-gated channels, CNGCs) (Moeder
等2011)和谷氨酸受体(glutamate receptors, GLRs)
通道(Teardo等2010)仍被广泛研究。
在拟南芥中有20种CNGCs, 其中AtCNGC1, 3,
4和10可以促进Na+的吸收(Guo等2008), 但是
AtCNGC2并不能介导Na+通过细胞质膜, 这表明
CNGCs家族中只有部分成员可以介导Na+的内流
(Leng等2002)。在水稻(Oryza sativa)中, 当受到盐
胁迫时耐盐品种与盐敏感性水稻相比OsCNGC1表
达量是下降的, 而表达量下降很可能限制了Na+的内
流, 提高了耐盐品种耐受盐胁迫的能力(Senadheera
等2009)。
在拟南芥中有20种GLR组成离子通道家族,
研究表明GLR具有NSCC的性质, 运用膜片钳检测
拟南芥根细胞来源的原生质体发现谷氨酸能够同
时激活Na+流和Ca2+流(Demidchik等2004)。在非洲
爪蟾卵母细胞中异源表达的AtGLR3;7可介导Na+
的内流(Roy等2008)。Tapken和Hollmann (2008)将
17种AtGLR孔穴结构域拼接到大鼠GluR1和GluR6
的亚基中, 然后在非洲爪蟾卵母细胞中进行融合
蛋白表达, 结果表明只有AtGLR1;1和AtGLR1;4的
孔穴能够介导Na+转运而其他则不能。
高亲和K+转运载体(high affinity K+ transporter,
HKT)是NSCC以外并与植物耐盐胁迫有关的Na+
转运体(邵群等2006)。HKT分为两类: 第一类HKT
倾向转运Na+; 第二类HKT倾向转运K+, 也能转运
Na+ (Kronzucker和Britto 2011; Jabnoune等2009)。
在水稻中OsHKT2;1和OsHKT2;2均在根中表达
(Kader等2006)。OsHKT2;2催化Na+依赖的K+吸收
(Horie等2001); 在钾缺乏的情况下OsHKT2;1以高
亲和方式催化Na+吸收到根部。这表明Na+可能会
部分替代钾的功能, 相似的高亲和Na+吸收也在钾
饥饿的大麦根中发现(Horie等2007)。说明HKT转
运体很可能在调控Na +内流至根部中起关键作
用。拟南芥的AtHKT1;1被认为参与根部Na+内流;
但也有研究支持AtHKT不参与根中Na+的内流, 只
是负责根部Na+的积累, 以及Na+在从木质部中的
卸载(Davenport等2007)。
1.2 质外体运输
质外体是由植物细胞原生质体外围的细胞
壁、胞间隙和导管组成的, 因为存在许多解离的
羧基, 所以适合与阳离子结合。当溶液中的Na+、
K+、Ca2+、Mg2+结合到质外体中的阳离子结合位
点并使其饱和后, 后续离子不再受结合位点束缚,
可以更加自由地进入。近年来, 质外体运输途径
的研究日益增多(Zhao等2010)。
Na+等阳离子通过质外体向根中转运的主要
障碍是内皮层的凯氏带。通常质外体途径中的
Na+可以流到内皮层, 在那里跨质膜共质体的运输
方式对离子继续运动是必需的。如果在内皮细胞
中出现木栓层, 这些细胞的离子吸收能力受到限
制, 结果造成Na+在质外体运输过程中只能通过表
皮或者是皮层细胞跨质膜的共质体继续完成离子
转运。
在某些情况下, Na+可以通过质外体途径进入
内皮层细胞。水稻的质外体运输可能是一种主要
的Na+运输方式, 因为外部的Ca2+很少影响Na+的吸
收以及对盐的抗性, 而这被认为是Na+的跨质膜吸
收, 免疫定位显示定位在质外体, 同时发现水稻地
上部分茎叶中有高浓度的Na+累积, 暗示根部的侧
根或是根尖的内皮层细胞有泄漏, 或者是内皮层
细胞通透性增加(Yeo 1999)。质外体运输途径在不
同物种间是不同的, 水稻中的质外体运输途径比
小麦活跃10倍, 在盐耐性和盐敏感的水稻品系中
也不同, 进一步表明种间和种内都存在不同的质
外体运输效率(Krishnamurthy等2009), 这个结果和
经典的观察非常吻合, 即凯氏带在盐生植物中比
非盐生植物中宽2~3倍(Peng等2004)。
在拟南芥中, 根部质外体的Na+径向转运是很
少的。研究表明拟南芥突变体中增加的根部内皮
层细胞的木栓层限制了质外体途径中的Na+径向
转运, 同时Na+在地上部分茎叶中的Na+浓度比野
生型明显增加, 这表明拟南芥中Na+主要是通过共
植物生理学报1028
质体完成在根中的径向转运(Baxter等2009)。
土壤中的硅成分的增加减少了根部质外体运
输途径Na+等离子的转运, 因为硅的沉积减少了内
皮层细胞以及外皮层细胞的空隙, 压缩了根部质
外体的空间, 限制了Na+通过质外体途径向根中运
输, 有助于耐盐性的增加(Zuccarini 2008)。基于蛋
白质组学研究结果, 盐胁迫改变了水稻根中质外
体的蛋白质表达谱, 这是否是对Na+特异性或是对
渗透胁迫的一种反应, 这些蛋白表达的改变是否
直接影响了Na+的转运, 或与Na+的传导有关, 都需
要进一步研究(Zhang等2009)。
2 Na+维持根中离子稳态的方式
大量Na+通过共质体和质外体2种途径进入到
根细胞后, 直接干扰细胞内已存在的离子稳态, 尤
其是取代K+在生物酶上的结合位点, 直接降低了
酶活性, 造成细胞代谢障碍, 严重时造成细胞凋亡,
植株枯萎、死亡(Zhu 2001; Bhandala和Malika
1988)。因此进入根细胞中的Na+必须及时清除, 以
维持根细胞, 乃至整个植株的正常生长发育。根
细胞应对过多涌入的Na+主要有3种方式: Na+的细
胞外排、Na+的液泡区隔化、Na+的地上部分转运。
2.1 Na+的细胞外排
Oh等(2010)在拟南芥根细胞质膜上发现一个
Na+/H+反向转运体(Arabidopsis thaliana salt overly
sensitive 1, AtSOS1)与Na+的细胞外排密切相关。
AtSOS1在根的中柱和根尖表皮细胞中表达, At-
SOS1基因突变后导致根和地上部分茎叶中的Na+
过量积累, 而过量表达AtSOS1基因导致地上部分
的茎叶和木质部中的Na+减少, 这表明AtSOS1基因
可能与根细胞的Na+外排有关, 但是AtSOS1在根中
柱的功能还没有被完全解释(Shi等2003)。进一步
研究还发现AtSOS1的活性受其他蛋白的调控, 包
括一个钙结合蛋白(Arabidopsis thaliana salt overly
sensitive 3, AtSOS3), 它能招募一种丝氨酸或苏氨
酸的蛋白激酶(Arabidopsis thaliana salt overly sen-
sitive 2, AtSOS2)到质膜上形成一个由AtSOS1、
AtSOS2和AtSOS3组成的复合体, 以磷酸化方式激
活AtSOS1增加其Na+/H+交换的能力(Qiu等2003)。
近年研究表明, 在根中, SOS3和SOS2发生相互作
用; 而在地上部分的茎叶中, SOS2和SOS3的类似
物发生相互作用(Lin等2009)。
此外, 类似AtSOS1的基因或者阳离子/H+反向
转运体(cation/H+ exchanger, CHX)基因家族都有可
能编码Na+/H+反向转运体(Pardo等2006)。在拟南
芥中有28个CHX家族成员, 但目前认为至少有一
个成员与Na+的转运相关, 命名为AtCHX21, 但是
它不在根外层细胞表达, 仅在内皮层细胞表达, 因
此不太可能与Na+的从根到土壤的外排有关(Hall
等2006)。在根外层细胞表达的CHX家族成员中,
只有AtCHX17具有K+/H+的交换能力。在水稻
CHX家族中, OsCHX11在耐盐的水稻品系中高表
达, 这有利于维持耐盐品系的K+稳态。AtCHX13
能介导高亲和的K+跨膜吸收, 在根尖中高表达, 而
这很有可能是由钾饥饿所诱导的(Zhao等2008)。
尽管如此, 研究人员仍然预测CHX家族中的其他
成员可能参与Na+从表皮细胞和皮层细胞向土壤
外排, 但这尚有待于进一步研究。
2.2 Na+的液泡区隔化
对植物来讲, 保持细胞质中较低的Na+水平或
者较高的K+/Na+是在盐渍环境中生存的重要条
件。一旦Na+进入到根细胞内, 保持低Na+水平最
简单的方法就是将其区隔化到液泡中, 以避免Na+
的累积, 造成细胞质中蛋白质的毒害。这一过程
的完成依赖于液泡中的Na+/H+反向转运体(Na+/H+
antiporter, NHX), 通过NHX将Na+转运到液泡中, 而
将H+交换出液泡, 而这也有可能由SOS信号通路调
控(Qiu等2004), 而跨液泡膜H+浓度的维持是靠膜
上的2个质子泵 : 三磷酸腺苷酶 ( H +- AT P a s e )
(Migocka等2011; 陈敏和王宝山2006)和焦磷酸酶
(H+-pyrophosphatase, H+-PPase) (Paez-Valencia等
2011)。研究表明, 在玉米(Zea mays)和苜蓿(Medi-
cago sativa)根细胞中的液泡膜NHX活性随着Na+
浓度增加而增强(Zahran等2007)。拟南芥中有8个
NHX基因家族成员, 其中1, 4, 7, 8的功能已被研究,
NHX7就是SOS1, NHX8是Li+/Na+反向转运体, 但
是Li+转运的生物学意义还不是很清楚(An等2007;
Yokoi等2002)。NHX4定位在液泡中, 功能可能与
NHX1相同(Li等2009)。拟南芥液泡膜NHX过表达
显著增加了耐盐性, 很多谷类作物的类似基因过
表达表现出类似拟南芥的耐盐性(Brini等2007), 原
因在于使细胞维持在一个适当的离子平衡中, 保
持细胞质中的Na+在一个较低水平; 而NHX1突变
郭美丽等: 甜土植物根部的钠离子应对策略研究进展 1029
体显著降低了Na+/H+交换的能力, 影响了对Na+的
耐受性。NHX1在拟南芥中过表达或者是敲除的
同时很显著改变很多其他基因的表达, 而这些基
因都与对盐胁迫的响应有关。这表明耐盐性的提
高是多个基因协调作用的结果。
在拟南芥中, 液泡H+-PPase过表达同样增加了
其耐盐性以及Na+的积累, 过表达植株液泡中的
Na+水平显著高于野生型, 证明H+-PPase的过表达
能显著增加NHX的活性(Gaxiola等2001)。在大麦
中, 液泡H+-PPase和NHX的表达量均受盐胁迫而增
加(Fukuda等2004)。同时, 在拟南芥中过表达H+-
PPase和NHX也有与单独表达上述基因相同的结
果。此外, 过表达H+-PPase能够显著增加植物的生
长速率, 因其能与生长素的转运体相互作用, 结果
导致生长素转运体的增加, 引起更加茁壮的生长,
增加了适应胁迫环境的能力(Yang等2007)。
Na+通过液泡膜的转运是双向和动态的, Na+
从液泡的外流被认为是通过非选择性阳离子通道
完成的, 所以在液泡中不断过量积累的Na+不太可
能。也有研究认为, 在耐盐和盐敏感植物中, 液泡
通道的性质没有太大的差别(Maathuis和Prins
1990)。
2.3 Na+的地上部分转运
土壤中的Na+进入到根细胞后, 经过共质体和
质外体途径继续径向转运到达木质部, 通过蒸腾
作用向地上转运。无论是单子叶还是双子叶植物,
地上部分的茎叶中最高浓度的Na+积累在最老的
叶子中, 植株抛弃这些老化枯黄的叶片有助于降
低植株的Na+水平, 这也是根部对过多吸收的Na+
的一种处理策略(Ghanem等2009)。因此根木质部
的Na+装载是一个重要的步骤, 对植物耐盐性非常
重要。但对木质部中如何完成Na+的装载, 以及如
何驱动Na+进入木质部的机制知道很少, 有待于更
深入研究(Krishnamurthy等2011)。Na+装载进入木
质部可能是一个主动运输过程, 据估计木质部汁
液中Na+的浓度变化范围为1~10 mmol·L-1, 而在根
细胞质Na+的浓度变化范围为10~30 mmol·L-1
(Koyro和Stelzer 1988), 在木质部薄壁细胞和木质
部之间大约产生-100 mV电势差, 表明Na+进入木
质部很可能是一种主动运输的过程 (De Boe r
1999)。这也被NHX更倾向于在根木质部和共质
体的交界处表达所佐证(Shi等2002)。但是, 当玉
米中柱Na+浓度接近100 mmol·L-1 (Harvey 1985),
或大麦木质部Na+接近2 mmol·L-1 (Munns 1985),
Na+进入木质部的被动运输就有可能发生了。研
究表明, 脱落酸能够促进H+进入到木质部, 这有可
能提供足够的质子推动力促进NHX介导的Na+转
运; 另一个可能控制Na+在木质部装载的机制是质
膜的H+-ATPase, 该蛋白定位于根部的内皮层, 可能
提供NHX将Na+泵出中柱所需的质子梯度(Vitart等
2001)。
此外, 木质部中Na+转运过程中, HKT家族发
挥重要作用, 比如拟南芥的AtHKT1;1和水稻的Os-
HKT1;5对于Na+从木质部的再循环以及减少Na+向
上部茎叶的转运量, 提高植物的耐盐性有重要意
义。普遍认为根部木质部薄壁细胞中的HKT将
Na+从木质部中卸载, 再通过韧皮部循环排到土壤
中, 但HKT难以单独完成对地上部分Na+浓度水平
控制, 因此可能还有其他转运体或者转运方式的
存在(Hauser和Horie 2010; Horie等2009), 这仍需要
进一步的实验验证。
3 展望
Na+作为一种最廉价、易得的溶质对于提高
非盐生植物根细胞渗透势而便于根细胞从土壤中
吸收水分是有益处的, 同时在K+缺乏的土壤中,
Na+仍有可能替代K+而执行部分功能, 从这个角度
Na+不应该被完全否定。但实际上, 随着土地盐渍
化加快, 非盐生植物面临的是土壤高浓度的Na+所
带来的离子胁迫, 严重威胁着植株生长发育, 乃至
人类食品安全。
非盐生植物的根是与Na+接触的主要界面 ,
Na+的内流与外排的平衡直接关系到非盐生植物
在盐渍土壤中的存活问题。本文从Na+进入根的2
种途径——共质体和质外体, 以及根维持离子稳
态的3种方式——Na+的细胞外排、液泡区隔化和
地上部分转运入手, 概述了涉及其中与耐盐性相
关的多种基因及其表达蛋白, 有助于提高对根中
Na+转运的认识。同时也可以看到, 组学的概念已
经深入到耐盐性的研究中, 因为耐盐行为并不是
单一基因或者单一蛋白所能完成, 而是多种基因
和多种蛋白协同作用的结果, 随着未来研究的不
断深入, 更多的耐盐基因或者蛋白将被揭示, 一张
植物生理学报1030
立体的、多节点的相互作用网络将更加全面揭示
耐盐的分子机制, 为提高非盐生植物的抗盐性以
及农作物在盐渍环境中的产量提供坚实的理论基
础。
参考文献
陈敏, 王宝山(2006). 植物质膜H+-ATPase响应盐胁迫的分子机制.
植物生理学通讯, 42 (5): 805~811
邵群, 丁同楼, 韩宁, 王宝山(2006). 高亲和K+转运载体(HKT)与植
物抗盐性. 植物生理学通讯, 42 (2): 175~181
赵可夫, 范海(2005). 盐生植物及其对盐渍生境的适应生理. 北京:
科学出版社, 1~3
An R, Chen QJ, Chai MF, Lu PL, Su Z, Qin ZX, Chen J, Wang XC
(2007). AtNHX8, a member of the monovalent cation: proton an-
tiporter-1 family in Arabidopsis thaliana, encodes a putative Li+/
H+ antiporter. Plant J, 49 (4): 718~728
Baxter I, Hosmani PS, Rus A, Lahner B, Borevitz JO, Muthukumar B,
Mickelbart MV, Schreiber L, Franke RB, Salt DE (2009). Root
suberin forms an extracellular barrier that affects water rela-
tions and mineral nutrition in Arabidopsis. PLOS Genetics, 5:
e1000492
Bhandala IS, Malika CP (1988). Potassium estimation, uptake, and its
role in the physiology and metabolism of flowering plants. Int
Rev Cytol, 110: 205~254
Blaha G, Stelzl U, Spahn CMT, Agrawal RK, Frank J, Nierhaus KH
(2000). Preparation of functional ribosomal complexes and effect
of buffer conditions on tRNA positions observed by cryoelectron
microscopy. Methods Enzymol, 317: 292~309
Brini F, Hanin M, Mezghani I, Berkowitz GA, Masmoudi K (2007).
Overexpression of wheat Na+/H+ antiporter TNHX1 and H+-pyro-
phosphatase TVP1 improve salt- and drought-stress tolerance in
Arabidopsis thaliana plants. J Exp Bot, 58: 301~308
Davenport RJ, Muñoz-Mayor A, Jha D, Essah PA, Rus A, Tester M
(2007). The Na+ transporter AtHKT1;1 controls retrieval of Na+
from the xylem in Arabidopsis. Plant Cell Environ, 30: 497~507
De Boer AH (1999). Potassium translocation into the root xylem.
Plant Biol, 1: 36~45
De Boer AH, Wegner LH (1997). Regulatory mechanisms of ion
channels in xylem parenchyma cells. J Exp Bot, 48: 441~449
Demidchik V, Essah PA, Tester M (2004). Glutamate activates cat-
ion currents in the plasma membrane of Arabidopsis root cells.
Planta, 219: 167~175
Demidchik V, Maathuis FJ (2007). Physiological roles of nonselec-
tive cation channels in plants: from salt stress to signalling and
development. New Phytol, 175: 387~404
Demidchik V, Shabala S, Davies J (2007). Spatial variation in H2O2
response of Arabidopsis thaliana root epidermal Ca2+ flux and
plasma membrane Ca2+ channels. Plant J, 49: 377~386
Essah PA, Davenport R, Tester M (2003). Sodium influx and accumu-
lation in Arabidopsis. Plant Physiol, 133: 307~318
Fukuda A, Chiba K, Maeda M, Nakamura A, Maeshima M, Tanaka Y
(2004). Effect of salt and osmotic stresses on the expression of
genes for the vacuolar H+-pyrophosphatase, H+-ATPase subunit
A, and Na+/H+ antiporter from barley. J Exp Bot, 55: 585~594
Gaxiola RA, Li J, Undurraga S, Dang LM, Allen GJ, Alper SL, Fink
GR (2001). Drought- and salt-tolerant plants result from overex-
pression of the AVP1 H+-pump. Proc Natl Acad Sci USA, 98 (20):
11444~11449
Ghanem ME, van Elteren J, Albacete A, Quinet M, Martínez-Andújar
C, Kinet JM, Pérez-Alfocea F, Lutts S (2009). Impact of salinity
on early reproductive physiology of tomato (Solanum lycopersi-
cum) in relation to a heterogeneous distribution of toxic ions in
flower organs. Funct Plant Biol, 36: 125~136
Guo KM, Babourina O, Christopher DA, Borsics T, Rengel Z (2008).
The cyclic nucleotide-gated channel, AtCNGC10, influences salt
tolerance in Arabidopsis. Physiol Plant, 134: 499~507
Hall D, Evans AR, Newbury HJ, Pritchard J (2006). Functional analy-
sis of CHX21: a putative sodium transporter in Arabidopsis. J
Exp Bot, 57: 1201~1210
Harvey DMR (1985). The effects of salinity on ion concentrations
within the root cells of Zea mays L. Planta, 165: 242~248
Hauser F, Horie T (2010). A conserved primary salt tolerance mecha-
nism mediated by HKT transporters: a mechanism for sodium
exclusion and maintenance of high K+/Na+ ratio in leaves during
salinity stress. Plant Cell Environ, 33: 552~565
Horie T, Costa A, Kim TH, Han MJ, Horie R, Leung HY, Miyao A,
Hirochika H, An G, Schroeder JI (2007). Rice OsHKT2;1 trans-
porter mediates large Na+ influx component into K+-starved roots
for growth. EMBO J, 26: 3003~3014
Horie T, Hauser F, Schroeder JI (2009). HKT transporter-mediated
salinity resistance mechanisms in Arabidopsis and monocot crop
plants. Trends Plant Sci, 14: 660~668
Horie T, Yoshida K, Nakayama H, Yamada K, Oiki S, Shinmyo A
(2001). Two types of HKT transporters with different properties
of Na+ and K+ transport in Oryza sativa. Plant J, 27: 129~138
Jabnoune M, Espeout S, Mieulet D, Fizames C, Verdeil JL, Conejero
G, Rodríguez-Navarro A, Sentenac H, Guiderdoni E, Abdelly
C et al (2009). Diversity in expression patterns and functional
properties in the rice HKT transporter family. Plant Physiol, 150:
1955~1971
Kader MA, Seidel T, Golldack D, Lindberg S (2006). Expressions
of OsHKT1, OsHKT2, and OsVHA are differentially regulated
under NaCl stress in salt-sensitive and salt-tolerant rice (Oryza
sativa L.) cultivars. J Exp Bot, 57: 4257~4268
Kiegle E, Gilliham M, Haseloff J, Tester M (2000). Hyperpolarisation
activated calcium currents found only in cells from the elonga-
tion zone of Arabidopsis thaliana roots. Plant J, 21: 225~229
Koyro HW, Stelzer R (1988). Ion concentrations in the cytoplasm and
vacuoles of rhizodermis cells from NaCl treated Sorghum, Spar-
郭美丽等: 甜土植物根部的钠离子应对策略研究进展 1031
tina and Puccinellia plants. J Plant Physiol, 133: 441~446
Krishnamurthy P, Ranathunge K, Franke R, Prakash HS, Schreiber
L, Mathew MK (2009). The role of root apoplastic transport
barriers in salt tolerance of rice (Oryza sativa L.). Planta, 230:
119~134
Krishnamurthy P, Ranathunge K, Nayak S, Schreiber L, Mathew MK
(2011). Root apoplastic barriers block Na+ transport to shoots in
rice (Oryza sativa L.). J Exp Bot, 62 (12): 4215~4228
Kronzucker HJ, Britto DT (2011). Sodium transport in plants: a criti-
cal review. New Phytol, 189 (1): 54~81
Leng Q, Mercier RW, Hua BG, Fromm H, Berkowitz GA (2002).
Electrophysiological analysis of cloned cyclic nucleotide-gated
ion channels. Plant Physiol, 128: 400~410
Li HT, Liu H, Gao XS, Zhang H (2009). Knock-out of Arabidopsis
AtNHX4 gene enhances tolerance to salt stress. Biochem Bioph
Res Commun, 382: 637~641
Lin H, Yang Y, Quan R, Mendoza I, Wu Y, Du W, Zhao S, Schumaker
KS, Pardo JM, Guo Y (2009). Phosphorylation of SOS3-LIKE
CALCIUM BINDING PROTEIN8 by SOS2 protein kinase
stabilizes their protein complex and regulates salt tolerance in
Arabidopsis. Plant Cell, 21: 1607~1619
Maathuis FJ (2006). The role of monovalent cation transporters in
plant responses to salinity. J Exp Bot, 57: 1137~1147
Maathuis FJM, Prins HBA (1990). Patch clamp studies on root cell
vacuoles of a salt-tolerant and a salt-sensitive Plantago species.
Plant Physiol, 92: 23~28
Migocka M, Papierniak A, Kosatka E, Klobus G (2011). Compara-
tive study of the active cadmium efflux systems operating at the
plasma membrane and tonoplast of cucumber root cells. J Exp
Bot, 62 (14): 4903~4916
Moeder W, Urquhart W, Ung H, Yoshioka K (2011). The role of cyclic
nucleotide-gated ion channels in plant immunity. Mol Plant, 4:
442~452
Munns R (1985). Na+, K+ and Cl- in xylem sap flowing to shoots of
NaCl-treated barley. J Exp Bot, 36: 1032~1042
Oh DH, Lee SY, Bressan RA, Yun DJ, Bohnert HJ (2010). Intracel-
lular consequences of SOS1 deficiency during salt stress. J Exp
Bot, 61: 1205~1213
Paez-Valencia J, Patron-Soberano A, Rodriguez-Leviz A, Sanchez-
Lares J, Sanchez-Gomez C, Valencia-Mayoral P, Diaz-Rosas
G, Gaxiola R (2011). Plasma membrane localization of the type
I H+-PPase AVP1 in sieve element-companion cell complexes
from Arabidopsis thaliana. Plant Sci, 181 (1): 23~30
Pardo JM, Cubero B, Leidi EO, Quintero FJ (2006). Alkali cation
exchangers: roles in cellular homeostasis and stress tolerance. J
Exp Bot, 57: 1181~1199
Peng YH, Zhu YF, Mao YQ, Wang SM, Su WA, Tang ZC (2004). Al-
kali grass resists salt stress through high [K+] and an endodermis
barrier to Na+. J Exp Bot, 55: 939~949
Pickard WF (2003). The role of cytoplasmic streaming in symplastic
transport. Plant Cell Environ, 26: 1~15
Plett DC, Møller IS (2010). Na+ transport in glycophytic plants: what
we know and would like to know. Plant Cell Environ, 33 (4):
612~626
Qiu QS, Barkla BJ, Vera-Estrella R, Zhu JK, Schumaker KS (2003).
Na+/H+ exchange activity in the plasma membrane of Arabidop-
sis. Plant Physiol, 132: 1041~1052
Qiu QS, Guo Y, Quintero FJ, Pardo JM, Schumaker KS, Zhu JK
(2004). Regulation of vacuolar Na+/H+ exchange in Arabidop-
sis thaliana by the salt-overly-sensitive (SOS) pathway. J Biol
Chem, 279: 207~215
Roy SJ, Gilliham M, Berger B, Essah PA, Cheffings C, Miller AJ,
Davenport RJ, Liu LH, Skynner MJ, Davies JM et al (2008).
Investigating glutamate receptor-like gene co-expression in Ara-
bidopsis thaliana. Plant Cell Environ, 31: 861~871
Senadheera P, Singh RK, Maathuis FJ (2009). Differentially expressed
membrane transporters in rice roots may contribute to cultivar
dependent salt tolerance. J Exp Biol, 60: 2553~2563
Shabala S, Demidchik V, Shabala L, Cuin TA, Smith SJ, Miller AJ,
Davies JM, Newman IA (2006). Extracellular Ca2+ ameliorates
NaCl-induced K+ loss from Arabidopsis root and leaf cells by
controlling plasma membrane K+-permeable channels. Plant
Physiol, 141: 1653~1665
Shi H, Lee BH, Wu SJ, Zhu JK (2003). Overexpression of a plasma
membrane Na+/H+ antiporter gene improves salt tolerance in
Arabidopsis thaliana. Nat Biotechnol, 21: 81~85
Shi H, Quintero FJ, Pardo JM, Zhu JK (2002). The putative plasma
membrane Na+/H+ antiporter SOS1 controls long-distance Na+
transport in plants. Plant Cell, 14: 465~477
Tapken D, Hollmann M (2008). Arabidopsis thaliana glutamate re-
ceptor ion channel function demonstrated by ion pore transplan-
tation. J Mol Biol, 383: 36~48
Teardo E, Segalla A, Formentin E, Zanetti M, Marin O, Giacometti
GM, Lo Schiavo F, Zoratti M, Szabò I (2010). Characterization
of a plant glutamate receptor activity. Cell Physiol Biochem, 26:
253~262
Tyerman SD, Skerrett M, Garrill A, Findlay GP, Leigh RA (1997).
Pathways for the permeation of Na+ and Cl- into protoplasts de-
rived from the cortex of wheat roots. J Exp Bot, 48: 459~480
Vitart V, Baxter I, Doerner P, Harper JF (2001). Evidence for a role in
growth and salt resistance of a plasma membrane H+-ATPase in
the root endodermis. Plant J, 27: 191~201
Volkov V, Amtmann A (2006). Thellungiella halophila, a salt-tolerant
relative of Arabidopsis thaliana, has specific root ion-channel
features supporting K+/Na+ homeostasis under salinity stress.
Plant J, 48: 342~353
Wang B, Davenport RJ, Volkov V, Amtmann A (2006). Low unidi-
rectional sodium influx into root cells restricts net sodium ac-
cumulation in Thellungiella halophila, a salt-tolerant relative of
Arabidopsis thaliana. J Exp Bot, 57: 1161~1170
植物生理学报1032
Wegner LH, Stefano G, Shabala L, Rossi M, Mancuso S, Shabala S
(2001). Sequential depolarization of root cortical and stelar cells
induced by an acute salt shock—implications for Na+ and K+
transport into xylem vessels. Plant Cell Environ, 34: 859~869
White PJ, Bowen HC, Demidchik V, Nichols C, Davies JM (2002).
Genes for calcium-permeable channels in the plasma membrane
of plant root cells. Biochim Biophys Acta, 1564 (2): 299~309
White PJ, Davenport RJ (2002). The voltage-independent cation chan-
nel in the plasma membrane of wheat roots is permeable to diva-
lent cations and may be involved in cytosolic Ca2+ homeostasis.
Plant Physiol, 130 (3): 1386~1395
Yang H, Knapp J, Koirala P, Rajagopal D, Peer WA, Silbart LK, Mur-
phy A, Gaxiola RA (2007). Enhanced phosphorus nutrition in
monocots and dicots over-expressing a phosphorus-responsive
type I H+-pyrophosphatase. Plant Biotechnol J, 5: 735~745
Yeo A (1999). Predicting the interaction between the effects of salinity
and climate change on crop plants. Sci Hortic, 78: 159~174
Yokoi S, Quintero FJ, Cubero B, Ruiz MT, Bressan RA, Hasegawa
PM, Pardo JM (2002). Differential expression and function of
Arabidopsis thaliana NHX Na+/H+ antiporters in the salt stress
response. Plant J, 30 (5): 529~539
Zahran HH, Marín-Manzano MC, Sánchez-Raya AJ, Bedmar EJ, Ven-
ema K, Rodríguez-Rosales MP (2007). Effect of salt stress on
the expression of NHX-type ion transporters in Medicago inter-
texta and Melilotus indicus plants. Physiol Plant, 131: 122~130
Zhang L, Tian LH, Zhao JF, Song Y, Zhang CJ, Guo Y (2009). Iden-
tification of an apoplastic protein involved in the initial phase of
salt stress response in rice root by two-dimensional electrophore-
sis. Plant Physiol, 149: 916~928
Zhao J, Cheng NH, Motes CM, Blancaflor EB, Moore M, Gonzales N,
Padmanaban S, Sze H, Ward JM, Hirschi KD (2008). AtCHX13
is a plasma membrane K+ transporter. Plant Physiol, 148:
796~807
Zhao KF, Song J, Fan H, Zhou S, Zhao M (2010). Growth response
to ionic and osmotic stress of NaCl in salt-tolerant and salt-
sensitive maize. J Integr Plant Biol, 52: 468~475
Zhu JK (2001). Plant salt tolerance. Trends Plant Sci, 6: 66~71
Zuccarini P (2008). Effcets of silicon on photosynthesis, water rela-
tions and nutrient uptake of Phaseolus vulgaris under NaCl
stress. Biol Plant, 52: 157~160