全 文 ：药用植物黄芪离体培养茎尖的包埋脱水法和包埋玻璃化法超低温保存∗
尹明华ꎬ 洪森荣∗∗
(上饶师范学院生命科学学院ꎬ 江西 上饶　 ３３４００１)
摘要: 为找出一条黄芪种质长期包埋脱水法保存和包埋玻璃化法保存的程序ꎬ 以来源于黄芪离体生长腋芽
的黄芪茎尖并包埋成海藻酸钙珠ꎮ 随后ꎬ 在 ＭＳ＋０􀆰 ７５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１蔗糖的液体培养基中 ２５ ℃下预培养 ５ ｄ 后ꎬ
放于干硅胶上无菌干燥 ５ ｈꎬ 直至含水量达 ２３􀆰 １％ (以鲜重为基础) 时将材料投入液氮保存ꎮ 保存 １ ｄ 后ꎬ
茎尖在 ４０ ℃水浴中化冻 ２~３ ｍｉｎ并转入固体培养基上进行再生培养ꎬ ２周后大约 ５０％的茎尖可再生出芽ꎮ
黄芪茎尖包埋玻璃化法超低温保存程序也被优化ꎬ 同样包埋成海藻酸钙凝胶珠的茎尖在 ＭＳ＋１ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣
ＢＡ＋０􀆰 ０５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ＋０􀆰 ７５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１蔗糖的液体培养基中 ２５ ℃预培养 ３ ｄꎬ 用 ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１甘油＋０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１
蔗糖装载液 ２５ ℃装载 ９０ ｍｉｎ并再用 ＰＶＳ２在 ０ ℃下处理 １２０ ｍｉｎ后直接投入液氮ꎮ 保存 １ ｄ后ꎬ 取出材料
在 ３７ ℃水浴中化冻 ２~３ ｍｉｎꎬ 并用ＭＳ＋１ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡ＋０􀆰 ０５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ＋１􀆰 ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１蔗糖的液体培养基进
行 １０ ｍｉｎ的洗涤后转入 ＭＳ＋１ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡ＋０􀆰 ０５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ的固体培养基上进行再生培养ꎮ 茎尖的再生
率接近 ８０％ꎮ 以上两种超低温保存方式均未造成再生植株形态学上的变化ꎮ 因此ꎬ 包埋脱水法和包埋玻
璃化法两种常规方法对于黄芪茎尖超低温保存来说均具有重要的意义ꎮ
关键词: 超低温保存ꎻ 包埋脱水法ꎻ 包埋玻璃化法ꎻ 黄芪ꎻ 茎尖ꎻ 种质保存
中图分类号: Ｑ ９４３ꎬ Ｓ ６３２􀆰 ３　 　 　 　 文献标志码: Ａ　 　 　 　 　 文章编号: ２０９５－０８４５(２０１５)０６－７６７－１２
Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ￣Ｂａｓｅｄ
Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣Ｇｒｏｗｎ Ｓｈｏｏｔ￣Ｔｉｐｓ ｏｆ
Ｍｅｄｉｃｉｎａｌ Ｐｌａｎｔ Ａｓｔｒａｇａｌｕｓ ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ
ＹＩＮ Ｍｉｎｇ￣ｈｕａꎬ ＨＯＮＧ Ｓｅｎ￣ｒｏｎｇ∗∗
(Ｃｏｌｌｅｇｅ ｏｆ Ｌｉｆｅ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ Ｓｈａｎｇｒａｏ Ｎｏｒｍａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙꎬ Ｓｈａｎｇｒａｏꎬ Ｊｉａｎｇｘｉ ３３４００１ꎬ Ｃｈｉｎａ)
Ａｂｓｔｒａｃｔ: Ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｅｘｃｉｓｅｄ ｆｒｏｍ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ ａｘｉｌｌａｒｙ ｂｕｄ ｗｅｒｅ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｉｎ ｃａｌｃｉｕｍ￣ａｌｇｉ￣
ｎａｔｅ ｂｅａｄｓ. Ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔｌｙꎬ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｉｎ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｅｎｒｉｃｈｅｄ ｗｉｔｈ ０􀆰 ７５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｆｏｒ
５ ｄ ａｔ ２５ ℃ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｄｅｓｉｃｃａｔｅｄ ａｓｅｐｔｉｃａｌｌｙ ｏｎ ｄｒｉｅｄ ｓｉｌｉｃａ ｇｅｌ ｆｏｒ ５ ｈ ｔｏ ａ ｗａｔｅｒ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ２３􀆰 １％ (ｆｒｅｓｈ ｗｅｉｇｈｔ ｂａ￣
ｓｉｓ) ｐｒｉｏｒ ｔｏ ｉｍｍｅｒｓｉｏｎ ｉｎ ｌｉｑｕｉｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎ (ＬＮ) ｆｏｒ １ ｄ. Ａｆｔｅｒ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ａｔ ａ ４０ ℃ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ｆｏｒ ２－３ ｍｉｎ ａｎｄ ｔｒａｎｓ￣
ｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｏｌｉｄ ｃｕｌｔｕｒｅ ｍｅｄｉｕｍ ｆｏｒ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐ ｒｅｃｏｖｅｒｙ. Ａｂｏｕｔ ５０％ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｇｒｅｗ ｉｎｔｏ ｓｈｏｏｔｓ ｗｉｔｈｉｎ
２ ｗｅｅｋｓ ａｆｔｅｒ ｐｌａｔｉｎｇ. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ Ａｓｔｒａｇａｌｕｓ ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ. ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎ ｈａｓ ａｌｓｏ ｂｅｅｎ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ. Ｅｘｃｉｓｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｆｉｒｓｔｌｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｉｎｔｏ ａｌｇｉｎａｔｅ￣ｇｅｌ ｂｅａｄｓ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｐｒｅｃｕｌ￣
ｔｕｒｅｄ ｉｎ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ０５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ａｎｄ ０􀆰 ７５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ａｔ ２５℃ ｆｏｒ ３ ｄ.
Ａｆｔｅｒ ｌｏａｄｉｎｇ ｆｏｒ ９０ ｍｉｎ ｗｉｔｈ ａ ｍｉｘｔｕｒｅ ｏｆ ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｇｌｙｃｅｒｏｌ ａｎｄ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ａｔ ２５ ℃ꎬ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｄｅ￣
ｈｙｄｒａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＰＶＳ２ ｆｏｒ １２０ ｍｉｎ ａｔ ０ ℃ ｐｒｉｏｒ ｔｏ ｄｉｒｅｃｔ ｉｍｍｅｒｓｉｏｎ ｉｎ ｌｉｑｕｉｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎ ｆｏｒ １ ｄ. Ａｆｔｅｒ ｒａｐｉｄｌｙ ｔｈａｗｉｎｇ ａｔ ａ
３７ ℃ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ｆｏｒ ２－３ ｍｉｎꎬ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｗａｓｈｅｄ ｆｏｒ １０ ｍｉｎ ｗｉｔｈ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ １ ｍｇ􀅰Ｌ－１
６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ０５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ａｎｄ １􀆰 ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ａｔ ２５ ℃ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｏｎ ｓｏｌｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎ￣
植 物 分 类 与 资 源 学 报　 ２０１５ꎬ ３７ (６): ７６７~７７８
Ｐｌａｎｔ Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 ＤＯＩ: １０.７６７７ / ｙｎｚｗｙｊ２０１５１５０９１
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∗∗
Ｆｕｎｄｉｎｇ: Ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ｎａｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｆｕｎｄ ｉｎ Ｃｈｉｎａ (３１３６００７２)
Ａｕｔｈｏｒ ｆｏｒ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｅｎｃｅꎻ Ｅ￣ｍａｉｌ: ｈｏｎｇｓｅｎｒｏｎｇ＠１６３􀆰 ｃｏｍ
Ｒｅｃｅｉｖｅｄ ｄａｔｅ: ２０１５－０５－２６ꎬ Ａｃｃｅｐｔｅｄ ｄａｔｅ: ２０１５－０９－２３
作者简介: 尹明华 (１９７３－) 女ꎬ 副教授ꎬ 主要从事植物生物技术方面的研究ꎮ
ｔｅｄ ｗｉｔｈ ２ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ０５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ. Ｔｈｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｒａｔｅ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ａｍｏｕｎｔｅｄ ｔｏ ｎｅａｒｌｙ ８０％. Ｂｏｔｈ ｏｆ
ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｅｄ ｆｒｏｍ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌｌｙ ｕｎｉｆｏｒｍꎬ ｗｈｉｃｈ ｂｏｔｈ ｓｈｏｗｅｄ ａｓ ｔｈａｔ ｏｆ ｃｏｎ￣
ｔｒｏｌ ｐｌａｎｔｓ. Ｔｈｕｓꎬ ｔｈｉｓ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅ ａｐｐｅａｒｓ ｐｒｏｍｉｓｉｎｇ ａｓ ａ
ｒｏｕｔｉｎｅ ｍｅｔｈｏｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ.
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ: Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎꎻ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎꎻ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎻ Ａｓｔｒａｇａｌｕｓ ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ
(Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ.ꎻ Ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓꎻ Ｇｅｒｍｐｌａｓｍ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ
　 Ａｓｔｒａｇａｌｕｓ ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ.ꎬ ｂｅｌｏｎｇ￣
ｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｆａｍｉｌｙ Ｌｅｇｕｍｅｎｏｓａｅ (Ｘｕｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８)ꎬ
ａｌｓｏ ｋｎｏｗｎ ａｓ Ｈｕａｎｇｑｉ ｉｎ Ｃｈｉｎｅｓｅꎬ ｉｓ ｏｎｅ ｏｆ ｔｈｅ
ｍｏｓｔ ｗｉｄｅｌｙ ｃｏｍｍｏｎｌｙ ｕｓｅｄ ｉｎ ｔｒａｄｉｔｉｏｎａｌ Ｃｈｉｎｅｓｅ
ｍｅｄｉｃｉｎｅ ( ＴＣＭ) ｆｏｒ ｃｅｎｔｕｒｉｅｓ ｔｏ ｅｎｈａｎｃｅ ｔｈｅ ｉｍ￣
ｍｕｎｅ ｓｙｓｔｅｍꎬ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｓｔａｍｉｎａ ａｎｄ ｅｎｄｕｒａｎｃｅꎬ ａｎｄ
ｔｏ ｔｒｅａｔ ｍａｎｙ ｄｉｓｅａｓｅｓ ａｓ ａｎ ｉｍｍｕｎｏｓｔｉｍｕｌａｎｔꎬ ｔｏｎｉｃꎬ
ｄｉｕｒｅｔｉｃꎬ ａｎｔｉｄｉａｂｅｔｉｃꎬ ａｎａｌｇｅｓｉｃꎬ ｅｘｐｅｃｔｏｒａｎｔꎬ ａｎｄ
ｓｅｄａｔｉｖｅ (Ｈｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２ꎻ Ｓｈｉｂｌｉ ａｎｄ Ａｌ￣Ｊｕｂｏｏｒｙꎬ
２０００). Ｔｏ ｄａｔｅꎬ ｂｅｃａｕｓｅ ｏｆ ｅｘｃｅｓｓｉｖｅ ｃｏｍｍｅｒｃｉａｌ
ｅｘｐｌｏｉｔａｔｉｏｎ ａｎｄ ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎ ｂｙ ｐｅｏｐｌｅ ｔｏ ｂｅ ｕｓｅｄ ｉｎ
ｔｈｅ Ｃｈｉｎｅｓｅ ｈｅｒｂａｌ ｄｒｕｇ ｉｎｄｕｓｔｒｙꎬ ｔｈｅ ｎａｔｕｒａｌ ｒｅ￣
ｓｏｕｒｃｅｓ ｏｆ ｔｈｉｓ ｍｅｄｉｃｉｎａｌ ｐｌａｎｔ ｄｒａｓｔｉｃａｌｌｙ ｂｅｉｎｇ ｒｅ￣
ｄｕｃｅｄ ｈｅｎｃｅ ｎｅｅｄｓ ｂｅ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ.
Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｃｏｎｓｉｄｅｒｅｄ ｔｏ ｂｅ ａｎ ｉ￣
ｄｅａｌ ｔｏｏｌ ｏｆ ｌｏｎｇ￣ｔｅｒｍ ｓｔｏｒａｇｅ ｏｆ ｇｅｒｍｐｌａｓｍꎬ ｗｈｉｃｈ
ｍａｙ ｆａｃｉｌｉｔａｔｅ ｔｈｅ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｇｅｒｍ￣
ｐｌａｓｍ ｒｅｓｏｕｒｃｅ (Ｓａｒａｂ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２) ａｎｄ ｈａｓ ｍａｎｙ
ａｄｖａｎｔａｇｅｓ ｉｎ ｔｅｒｍｓ ｏｆ ｌｏｎｇ￣ｔｅｒｍ ｓｔｏｒａｇｅｃａｐａｂｉｌｉｔｙ ａｎｄ
ｍｉｎｉｍａｌ ｓｔｏｒａｇｅ ｓｐａｃｅ ａｎｄ ｍａｉｎｔｅｎａｎｃｅ ｒｅｑｕｉｒｅｍｅｎｔｓ
(Ｈｏｎｇ ａｎｄ Ｙｉｎꎬ ２０１２ａꎬｂ). Ｎｏｗａｄａｙｓꎬ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａ￣
ｔｉｏｎ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ｕｓｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｓｔｏｒａｇｅ ｏｆ ｖａｒｉ￣
ｏｕｓ ｔｉｓｓｕｅ ｃｕｌｔｕｒｅｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｃｅｌｌ ｓｕｓｐｅｎｓｉｏｎｓꎬ ｃａｌｌｉꎬ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｍａｎｙ ｍｅｄｉｃｉｎａｌ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎꎬ
ｓｏｍｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅｓ ｓｕｃｈ ａｓ ｖｉｔｒｉｆｉｃａ￣
ｔｉｏｎꎬ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎꎬ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎꎬ ｄｒｏｐｌｅｔ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ (Ｍａ
ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２). Ａｍｏｎｇ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅｓꎬ ｔｈｅ ｅｎｃａｐ￣
ｓｕｌａｔｉｏｎ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ
ｔｅｃｈｎｉｑｕｅｓ ａｒｅ ｔｗｏ ｍｅｔｈｏｄｓ ｏｆ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ｐｏｐｕｌａｒ (Ｋｈｏｄ￣
ｄａｍｚａｄｅｈ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ꎻ Ｍａｒｔíｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１).
Ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ａｐｐｅａｒ ａｓ ｉｄｅａｌ ｃａｎｄｉｄａｔｅｓ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒ￣
ｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ａｎｄ ａｒｅ ｐｒｅｆｅｒｒｅｄ ｏｖｅｒ ｃｅｌｌ ａｎｄ ｃａｌｌｕｓ ｃｕｌ￣
ｔｕｒｅｓ ｂｅｃａｕｓｅ ｔｈｅ ｃｏｎｓｔｉｔｕｅｎｔ ｃｅｌｌｓ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ａｒｅ
ｌｉｔｔｌｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｔｅｄ ａｎｄ ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ ｓｔａｂｌｅ ｃｏｍｐａｒｅｄ
ｔｏ ｔｈｅ ｃａｌｌｕｓ ａｎｄ ｓｕｓｐｅｎｓｉｏｎ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ( Ｆｌｏｒｅｎｃｅ ｅｔ
ａｌ.ꎬ １９９３ꎻ Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００２ꎻ Ｅｒｉｃａ ａｎｄ Ｋｅｉｔｈꎬ
２０１２). Ｔｏ ｄａｔｅꎬ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ
ｇｅｒｍｐｌａｓｍ ｈａｓ ａｌｓｏ ｂｅｅｎ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ａｐｐｌｉｅｄ ｔｏ
ｈａｉｒｙ ｒｏｏｔ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ( Ｘｕｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８) ａｎｄ ｓｅｅｄｓ
(Ｔｏｓｈｉｒｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９５). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅｒｅ ａｒｅ ｎｏ ｒｅ￣
ｐｏｒｔｓ ｏｎ ｔｈｅ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｔｏ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ. Ｔｈｅ ｏｂｊｅｃｔｉｖｅ ｏｆ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ
ｓｔｕｄｙ ｗａｓꎬ ｔｈｅｒｅｆｏｒｅꎬ ｔｏ ｄｅｖｅｌｏｐ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ ａ ｓｉｍｐｌｅ
ｍｅｔｈｏｄ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍ￣
ｂｒａｎａｃｅｕｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕ￣
ｌａｔｉｏｎ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ.
１　 Ｍａｔｅｒｉａｌｓ ａｎｄ ｍｅｔｈｏｄｓ
１􀆰 １　 Ｐｌａｎｔ ｍａｔｅｒｉａｌｓ
Ｔｈｅ ｓｅｅｄｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｗｅｒｅ ｐｕｒｃｈａｓｅｄ
ｉｎ Ｍａｙ ２００８ ｆｒｏｍ ｍｅｄｉｃｉｎｅ ｐｒｏｆｅｓｓｉｏｎａｌ ｃｏｏｐｅｒａｔｉｖｅｓ
ｏｆ Ｗｕｔｏｎｇ Ｔｏｗｎ ( Ｊｉｎｇｎｉｎｇ Ｃｏｕｎｔｙꎬ Ｚｈｅｊｉａｎｇ ｐｒｏｖ￣
ｉｎｃｅꎬ Ｐｅｏｐｌｅ’ｓ Ｒｅｐｕｂｌｉｃ ｏｆ Ｃｈｉｎａ)ꎬ ｔｈｅｉｒ ｏｒｉｇｉｎ ｗａｓ
Ｂｏｚｈｏｕ Ｃｉｔｙ ｉｎ Ａｎｈｕｉ ｐｒｏｖｉｎｃｅ.
１􀆰 ２　 Ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｃｕｌｔｕｒｅ
Ｆｉｒｓｔｌｙꎬ ｔｈｅ ｓｅｅｄｓ ｗｅｒｅ ｉｍｍｅｒｓｅｄ ｉｎ ７０％ ｅｔｈａ￣
ｎｏｌ ｆｏｒ ２０ ｓ ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｂｙ ０􀆰 １％ ＨｇＣｌ２ ｆｏｒ １２ ｍｉｎ ａｎｄ
ｔｈｅｎ ｗａｓｈｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ ｗｉｔｈ ｓｔｅｒｉｌｅ ｄｉｓｔｉｌｌｅｄ ｗａｔｅｒ.
Ｆｉｎａｌｌｙ ｔｈｅ ｓｅｅｄｓ ｗｅｒｅ ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｏｎ １ / ２￣ｓｔｒｅｎｇｔｈ ＭＳ
ｂａｓａｌ ｍｅｄｉｕｍ ｗｈｉｃｈ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ １ / ２￣ｍａｃｒｏ￣ ａｎｄ ｍｉ￣
ｃｒｏ￣ｎｕｔｒｉｅｎｔｓ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ Ｍｕｒａｓｈｉｇｅ ａｎｄ Ｓｋｏｏｇ (Ｍｕｒ￣
ａｓｈｉｇｅ ａｎｄ Ｓｋｏｏｇꎬ １９６２)ꎬ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３０ ｇ􀅰Ｌ－１
ｓｕｃｒｏｓｅ ａｎｄ ｓｅｍｉ￣ｓｏｌｉｄｉｆｉｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｇ􀅰Ｌ－１ ａｇａｒ. Ｎｏ
ｐｌａｎｔ ｇｒｏｗｔｈ ｒｅｇｕｌａｔｏｒｓ ｗｅｒｅ ａｄｄｅｄ. Ｍｅｄｉａ ｗｅｒｅ ａｄ￣
ｊｕｓｔｅｄ ｔｏ ｐＨ ５􀆰 ８ ｐｒｉｏｒ ｔｏ ａｕｔｏｃｌａｖｉｎｇ ａｔ １２１ ℃ ｆｏｒ
２０ ｍｉｎ. Ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ａｔ (２５ ± １) ℃
ｕｎｄｅｒ ａ １４ ｈ ｌｉｇｈｔ / １０ ｈ ｄａｒｋ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ｗｉｔｈ ａ ｌｉｇｈｔ
ｉｎｔｅｎｓｉｔｙ ｏｆ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ ｓ－１ ｐｒｏｖｉｄｅｄ ｂｙ ｃｏｏｌ￣ｗｈｉｔｅ
ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｔ ｔｕｂｅｓ (Ｈｏｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０). Ｔｈｅｒｅａｆｔｅｒꎬ ｔｈｅ
ｓｅｅｄｓ ｇｅｒｍｉｎａｔｅｄ ａｆｔｅｒ ｏｎｅ ｗｅｅｋ ａｎｄ ｆｏｒｍｅｄ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ.
８６７　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３７卷
Ｔｈｅ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｗｅｒｅ ｔｈｅｎ ｃｕｔ ｉｎｔｏ ｎｏｄａｌ ｓｅｇｍｅｎｔｓ
(１－２ ｃｍ ｉｎ ｌｅｎｇｔｈ) ｗｉｔｈ ｏｎｅ ａｘｉｌｌａｒｙ ｂｕｄ ａｎｄ ｃｕｌ￣
ｔｕｒｅｄ ｏｎ ４０ ｍＬ ｂａｓａｌ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ
２ ｍｇ􀅰Ｌ－１ Ｋｉｎｅｔｉｎ (ＫＴ)ꎬ １ ｍｇ􀅰Ｌ－１α￣ｎａｐｈｔｈａｌｅｎｅ￣
ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ (ＮＡＡ)ꎬ ３０ ｇ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ａｎｄ ７􀆰 ５ ｇ􀅰
Ｌ－１ ａｇａｒ ａｎｄ ｈｅｌｄ ａｔ (２５ ± １) ℃ ｕｎｄｅｒ １４ ｈ ｌｉｇｈｔ / １０ ｈ
ｄａｒｋ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ ｓ－１ . Ｓｕｂｃｕｌｔｕｒｅ ｏｆ
ｓｉｎｇｌｅ￣ｎｏｄｅ ｓｔｅｍ ｓｅｇｍｅｎｔｓ ｔｏ ｆｒｅｓｈ ｍｅｄｉｕｍ ｗｅｒｅ
ｍａｄｅ ａｔ ４￣ｗｅｅｋ ｉｎｔｅｒｖａｌｓ. Ａｘｉｌｌａｒｙ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓꎬ ａｂｏｕｔ
１ ｍｍ ｉｎ ｌｅｎｇｔｈꎬ ｃｏｎｓｉｓｔｉｎｇ ｏｆ ａｎ ａｐｉｃａｌ ｄｏｍｅ ｗｉｔｈ １
－３ ｌｅａｆ ｐｒｉｍｏｒｄｉａ ｗｅｒｅ ｅｘｃｉｓｅｄ ｕｎｄｅｒ ａ ｓｔｅｒｅｏ ｍｉｃｒｏ￣
ｓｃｏｐｅ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｔｅｍ ｏｆ ２０￣ｄａｙ￣ｏｌｄ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ (３－５ ｃｍ
ｉｎ ｈｅｉｇｈｔ) ｔｈａｔ ｈａｄ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｆｒｏｍ ｓｉｎｇｌｅ￣ｎｏｄｅ ｓｔｅｍ
ｓｅｇｍｅｎｔｓ ａｎｄ ｕｓｅｄ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ.
１􀆰 ３　 Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａ￣
ｔｉｏｎ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ
Ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｓｕｓｐｅｎｄｅｄ ｉｎ ｃａｌｃｉｕｍ￣ｆｒｅｅ
ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ２％ ｓｏｄｉｕｍ ａｌｇｉｎａｔｅ
(Ｖｉｓｃｏｓｉｔｙ: ２００ ± ２０ ｍｐａ􀆰 ｓ / １ Ｋｇꎻ Ｓｈａｎｇｈａｉ Ｙｕａｎｙｅ
Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｃｏ. Ｌｔｄ. ９００５￣３８￣３) ａｎｄ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１
ｓｕｃｒｏｓｅ. Ｔｈｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗａｓ
ｄｉｓｐｅｎｓｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｗｉｄｅ ｍｏｕｔｈ ｓｔｅｒｉｌｅ ｐｉｐｅｔｔｅ ｉｎｔｏ ０􀆰 １
ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ＣａＣｌ２ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ
－１ ｓｕ￣
ｃｒｏｓｅ ａｔ (２５ ± １) ℃ ｆｏｒ ４０ ｍｉｎꎬ ｔｏ ａｌｌｏｗ ｓｏｌｉｄｉｆｉｃａ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｃａｌｃｉｕｍ ａｌｇｉｎａｔｅ ｂｅａｄｓ (ａｂｏｕｔ ４ ｍｍ ｉｎ ｄｉ￣
ａｍｅｔｅｒ)ꎬ ｅａｃｈ ｂｅａｄ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｏｎｅ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐ. Ｔｈｅ ｍｅ￣
ｄｉｕｍ ｗａｓ ｐｏｕｒｅｄ ｏｆｆ ａｎｄ ｔｈｅ ｂｅａｄｓ ｗａｓｈｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ
ｗｉｔｈ ＭＳ ｂａｓａｌ ｍｅｄｉｕｍ. Ｔｈｅ ｂｅａｄｓ ｗｅｒｅ ｔｈｅｎ ｐｒｅｃｕｌ￣
ｔｕｒｅｄ ｉｎ ＭＳ ｂａｓａｌ ｍｅｄｉｕｍ ｂｕｔ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｖａｒｉｏｕｓ ｓｕ￣
ｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ (０ꎬ ０􀆰 ２５ꎬ ０􀆰 ５ꎬ ０􀆰 ７５ꎬ １ｍｏｌ􀅰Ｌ－１)
ｏｎ ａ ｒｏｔａｒｙ ｓｈａｋｅｒ ａｔ ３０ ｒ / ｍｉｎ ａｔ (２５ ± １) ℃ ｕｎｄｅｒ ａ
１４ ｈ ｌｉｇｈｔ / １０ ｈ ｄａｒｋ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ｗｉｔｈ ａ ｌｉｇｈｔ ｉｎｔｅｎｓｉ￣
ｔｙ ｏｆ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ ｓ－１ꎬ ５ ｄ ｉｎ ｅａｃｈ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎ￣
ｔｒａｔｉｏｎ. Ａｆｔｅｒ ｒｅｍｏｖｉｎｇ ａｎｙ ｒｅｍａｉｎｉｎｇ ｌｉｑｕｉｄ ｐｒｅｃｕｌ￣
ｔｕｒｅ ｍｅｄｉｕｍ ｂｙ ｓｔｅｒｉｌｅ ｐｉｐｅｔｔｅꎬ ｔｈｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｂｅａｄｓ
ｗｅｒｅ ｒａｐｉｄｌｙ ｓｕｒｆａｃｅ￣ｄｒｉｅｄ ｏｎ ｓｔｅｒｉｌｅ ｆｉｌｔｅｒ ｐａｐｅｒ ａｎｄ
ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｉｎ ｓｅａｌｅｄ ｐｅｔｒｉ ｄｉｓｈｅｓ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｓｔｅｒｉｌｅ
ｄｒｉｅｄ ｓｉｌｉｃａ￣ｇｅｌ (５０ ｇ / ２０ ｂｅａｄｓ) ｆｏｒ ５ ｈ. Ｔｅｍｐｅｒａ￣
ｔｕｒｅ ａｎｄ ｒｅｌａｔｉｖｅ ａｉｒ ｈｕｍｉｄｉｔｙ ｄｕｒｉｎｇ ｄｅｓｉｃｃａｔｉｏｎ
ｗｅｒｅ ｃｏｎｔｒｏｌｌｅｄ ｔｏ (２５ ± １) ℃ ａｎｄ １４％－１５％ꎬ ｒｅ￣
ｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ ａｓ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｗｉｔｈ ａ Ｔｈｅｒｍｏ ｒｅｃｏｒｄｅｒꎬ
ａｎｄ ｒｅｍａｉｎｅｄ ｓｔａｂｌｅ ａｍｏｎｇ ｔｒｅａｔｍｅｎｔｓ.
Ｉｎ ｏｔｈｅｒ ｐａｒａｌｌｅｌ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｓꎬ ｔｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｔｈｅ
ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｔｉｍｅ ｗｉｔｈ ＭＳ ｂａｓａｌ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐ￣
ｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ０􀆰 ７５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅꎬ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ
ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｉｍｅ ｔｏ ＬＮ ｏｎ ｔｈｅ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ａｆｔｅｒ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｐｅｒｉｏｄｓ ｏｆ ｂｅａｄｓꎬ ｔｈｅ
ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｔｉｍｅ ａｎｄ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｔｉｍｅ ｏｆ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ
ｂｅａｄｓ ｗｅｒｅ ｒａｎｇｅｄ ｆｒｏｍ ０ ｔｏ ７ ｄꎬ ０ ｔｏ １１ ｈ ａｎｄ １ ｔｏ
１５０ ｄꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ｗｅ ａｌｓｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｔｈｅ ｐｅｒｃｅｎｔ￣
ａｇｅ ｏｆ ｗａｔｅｒ ｌｏｓｓ ｆｒｏｍ ｆｒｅｓｈ ａｎｄ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ( ｆｏｒ ３
ｄａｙｓ) ｂｅａｄｓ ａｆｔｅｒ ０－９ ｈ ｏｆ ｄｒｙｉｎｇ. Ａ ｗａｔｅｒ ｃｏｎｔｅｎｔ
ｃｕｒｖｅ ｗａｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｂｙ ｗｅｉｇｈｉｎｇ ｅｖｅｒｙ ｔｗｏ ｈｏｕｒｓ. Ｅａｃｈ
ｐｏｉｎｔ ｏｆ ｃｕｒｖｅ ｉｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｅｓ ｏｆ ｆｉｖｅ
ｂｅａｄｓ ｅａｃｈ. Ｔｈｅ ｗａｔｅｒ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅ ｂｅａｄｓ ( ｏｎ ａ
ｆｒｅｓｈ￣ｗｅｉｇｈｔ ｂａｓｉｓ) ｗａｓ ａｓｓｅｓｓｅｄ ｂｙ ｄｒｙｉｎｇ ｔｈｅｍ ｉｎ ａｎ
ｏｖｅｎ ａｔ ８０ ℃ ｆｏｒ ４８ ｈ ｔｏ ｃｏｎｓｔａｎｔ ｗｅｉｇｈｔ ａｆｔｅｒ ｄｅｈｙ￣
ｄｒａｔｉｏｎ. Ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｄｅｓｉｃｃａｔｉｏｎꎬ ａｐｐｒｏｘｉｍａｔｅｌｙ １０ ｄｒｉｅｄ
ｂｅａｄｓ ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｉｎｔｏ １０￣ｍｌ ｃｒｙｏｔｕｂｅｓ ａｎｄ ｄｉ￣
ｒｅｃｔｌｙ ｉｍｍｅｒｓｅｄ ｉｎ ｌｉｑｕｉｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎ (ＬＮ) ｆｏｒ １ ｄ.
Ａｆｔｅｒ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｉｎ ａ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ａｔ ２５℃ꎬ ３０℃ꎬ
４０ ℃ꎬ ４５ ℃ ｆｏｒ ２－３ ｍｉｎꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙꎬ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ
ｂｅａｄｓ ｗｅｒｅ ｒｅｍｏｖｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｃｒｙｏｖｉａｌ ａｎｄ ｄｉｒｅｃｔｌｙ
ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｃｕｌｔｕｒｅ. Ｏｎｅ ｈａｌｆ ｏｆ ｔｈｅ ｂｅａｄｓ ｗｅｒｅ
ｓｕｒｆａｃｅ￣ｄｒｉｅｄ ｂｙ ｂｌｏｔｔｉｎｇ ｏｎ ｓｔｅｒｉｌｉｚｅｄ ｆｉｌｔｅｒ ｐａｐｅｒ ａｎｄ
ｔｈｅｎ ｐｌａｔｅｄ ｏｎ ｓｏｌｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ
２ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ０５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ａｔ (２５ ± １) ℃
ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ｆｏｒ ３ ｄａｙｓ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｔｈｅ
ｌｉｇｈｔ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ (ｕｎｄｅｒ １４ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰
ｍ－２ ｓ－１)ꎬ Ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ ｈａｌｆ ｗｅｒｅ ｓｕｒｆａｃｅ￣ｄｒｉｅｄ ａｎｄ ｔｈｅｎ
ｐｌａｔｅｄ ｏｎ ｓｏｌｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ２ ｍｇ􀅰
Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ０５ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ａｔ (２５ ± １) ℃ ｕｎｄｅｒ １４
ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ ｓ－１ ｗｉｔｈｏｕｔ ３￣ｄａｙ
ｄａｒｋ ｉｎｃｕｂａｔｉｏｎ.
Ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｒｅｃｏｒｄｅｄ ａｓ ｒｅｇｒｏｗｉｎｇ ｉｆ ｔｈｅｙ
ｓｈｏｗｅｄ ｏｂｖｉｏｕｓ ｓｉｇｎｓ ｏｆ ｇｒｏｗｔｈꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｅｘｐａｎｓｉｏｎ
ｏｆ ｌｅａｖｅｓ. Ｓｕｒｖｉｖａｌ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗａｓ
ｒｅｃｏｒｄｅｄ ａｓ ａ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ ｔｈｅ ｔｏｔａｌ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ｆｏｒｍｉｎｇ ｎｏｒｍａｌ ｓｈｏｏｔｓ ４ ｗｅｅｋｓ ａｆｔｅｒ ｐｌａｔｉｎｇ. Ｓｕｒ￣
ｖｉｖｉｎｇ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ａｌｇｉｎａｔｅ
ｂｅａｄｓ ｏｎｅ ｗｅｅｋ ａｆｔｅｒ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓ￣
ｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｆｒｅｓｈ ｓｏｌｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｗｉｔｈ ２ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＫＴꎬ
１ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ｆｏｒ ｐｌａｎｔ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ (ｕｎｄｅｒ １４ ｈ
ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ ｓ－１) (Ｙｉｎ ａｎｄ Ｃａｏꎬ
９６７６期　 　 　 ＹＩＮ ａｎｄ ＨＯＮＧ: Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ￣Ｂａｓｅｄ Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ 􀆺　 　 　
２０１１). Ｔｈｅ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｉｎｄｅｘ ( ｉ􀆰 ｅ. ｔｈｅ ｈｅｉｇｈｔ ｏｆ
ｐｌａｎｔｌｅｔꎬ ｔｈｅ ｌｅｎｇｔｈ ｏｆ ｉｎｔｅｒｎｏｄｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ
ｌｅａｆ ａｎｄ ｒｏｏｔ) ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ａｎｄ ｎｏｎ￣
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ( ｉ􀆰 ｅ. ｓａｍｐｌｅｓ ｗｉｔｈｏｕｔ ａｎｙ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔ) ｗａｓ ｃｏｍｐａｒｅｄ ａｆｔｅｒ ６０ ｄａｙｓ.
１􀆰 ４　 Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａ￣
ｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ
Ｅｘｃｉｓｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｓｕｓｐｅｎｄｅｄ ｉｎ ｃａｌｃｉｕｍ￣ｆｒｅｅ
ＭＳ ｉｎｏｒｇａｎｉｃ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ２％ Ｎａ￣ａｌｇｉ￣
ｎａｔｅ ａｎｄ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ. Ｔｈｅ ｍｉｘｔｕｒｅ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｉｃｋｅｄ ｕｐ ｕｓｉｎｇ １ ｍＬ ｓｔｅｒｉｌｅ ｗｉｄｅ￣
ｍｏｕｔｈ ｐｉｐｅｔｔｅ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｄｉｓｐｅｎｓｅｄ ｉｎｔｏ ０􀆰 １ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１
ＣａＣｌ２ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ
－１ ｓｕ￣
ｃｒｏｓｅ ａｎｄ ｋｅｐｔ ｉｎ ｃａｌｃｉｕｍ ｃｈｌｏｒｉｄｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｆｏｒ ４０ ｍｉｎ
ｆｏｒ ｐｏｌｙｍｅｒｉｚａｔｉｏｎ ａｔ ２５ ℃ ｔｏ ｆｏｒｍ ｂｅａｄｓ ａｂｏｕｔ ４ ｍｍ
ｉｎ ｄｉａｍｅｔｅｒꎬ ｅａｃｈ ｂｅａｄ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｏｎｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐ.
Ｔｈｅｓｅ ｂｅａｄｓ ｗｅｒｅ ｓｕｒｆａｃｅ￣ｄｒｉｅｄ ｂｙ ｐｌａｔｉｎｇ ｔｈｅｍ
ｏｎ ａ ｓｔｅｒｉｌｉｚｅｄ ｆｉｌｔｅｒ ｐａｐｅｒ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｉｎ
ｌｉｑｕｉｄ ｂａｓａｌ ＭＳ ｍｅｄｉａ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ０􀆰 ７５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕ￣
ｃｒｏｓｅ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ０５ ｍｇ􀅰
Ｌ－１ ＮＡＡ ｆｏｒ ０ꎬ １ꎬ ３ꎬ ５ ｏｒ ７ ｄａｙｓ ｏｎ ａ ｒｏｔａｒｙ ｓｈａｋｅｒ
ａｔ ３０ ｒ / ｍｉｎ ａｔ (２５ ± １) ℃ ｕｎｄｅｒ １４ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ
３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ｓ－１ . Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｏｎ ｔｈｅ
ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ａｌｓｏ ｍｅａｓ￣
ｕｒｅｄ ａｔ ａ ｒａｎｇｅ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ (０ꎬ ０􀆰 ２５ꎬ
０􀆰 ５ꎬ ０􀆰 ７５ ａｎｄ １ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１) ｉｎ ｌｉｑｕｉｄ ｂａｓａｌ ＭＳ ｍｅｄｉ￣
ｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ０５ ｍｇ􀅰Ｌ－１
ＮＡＡ ｆｏｒ ３ ｄａｙｓ.
Ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅꎬ ｔｈｅ ｂｅａｄｓ ｗｅｒｅ ｓｕｒｆａｃｅ￣
ｄｒｉｅｄ ｂｙ ｐｌａｔｉｎｇ ｔｈｅｍ ｏｎ ａ ｓｔｅｒｉｌｉｚｅｄ ｆｉｌｔｅｒ ｐａｐｅｒ ａｎｄ
ｌｏａｄｅｄ ｉｎ ａ ｌｏａｄｉｎｇ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｉｎ ａ １００￣ｍｌ Ｅｒｌｅｎｍｅｙｅｒ
ｆｌａｓｋ ｆｏｒ ｖａｒｉｏｕｓ ｄｕｒａｔｉｏｎｓ ｒａｎｇｉｎｇ ｆｒｏｍ ０ ｔｏ １８０ ｍｉｎ
ａｔ ２５ ℃ . Ｔｈｅ ｌｏａｄｉｎｇ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｗａｓ ｃｏｍｐｏｓｅｄ ｏｆ ｌｉｑ￣
ｕｉｄ ｂａｓａｌ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ０􀆰 ４ ｓｕｃｒｏｓｅ
ａｎｄ ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｇｌｙｃｅｒｏｌ (Ｍａｔｓｕｍｏｔｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９４).
Ｔｈｅ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｔｈｅｎ ｒａｐｉｄｌｙ
ｓｕｒｆａｃｅ￣ｄｒｉｅｄ ｂｙ ｐｌａｔｉｎｇ ｔｈｅｍ ｏｎ ａ ｓｔｅｒｉｌｉｚｅｄ ｆｉｌｔｅｒ
ｐａｐｅｒ ａｎｄ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｈｉｇｈｌｙ ｃｏｎｃｅｎ￣
ｔｒａｔｅｄ ｐｌａｎｔ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｓｏｌｕｔｉｏｎ２ ( ＰＶＳ２) ｓｏｌｕｔｉｏｎ
(Ｓａｋａｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９０) ｉｎ ａ １００￣ｍｌ Ｅｒｌｅｎｍｅｙｅｒ ｆｌａｓｋ
ａｔ ２４ ℃ ｏｒ ０ ℃ ｆｏｒ ｖａｒｉｏｕｓ ｌｅｎｇｔｈｓ ｏｆ ｔｉｍｅ (０－１８０
ｍｉｎ). ＰＶＳ２ ｃｏｎｔａｉｎｓ ３０％ ｇｌｙｃｅｒｏｌꎬ １５％ ｅｔｈｙｌｅｎｅ
ｇｌｙｃｏｌ ａｎｄ １５％ ｄｉｍｅｔｈｙｌｓｕｌｆｏｘｉｄｅ (ＤＭＳＯ) ｉｎ ＭＳ
ｍｅｄｉｕｍ ｗｉｔｈ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ (ｐＨ ５􀆰 ８). Ａｆｔｅｒ
ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｂｅａｄｓ ｗｅｒｅ ｒａｐｉｄｌｙ ｓｕｒｆａｃｅ￣ｄｒｉｅｄ ｂｙ
ｂｌｏｔｔｉｎｇ ｏｎ ｃｅｌｌｕｌｏｓｅ ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ ｔｈｅｎ １０ ｂｅａｄｓ ｗｅｒｅ
ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｉｎｔｏ ａ １０￣ｍｌ ｃｒｙｏｔｕｂｅ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ２􀆰 ５ ｍＬ
ｆｒｅｓｈ ＰＶＳ２ ａｎｄ ｉｍｍｅｒｓｅｄ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｉｎ ｌｉｑｕｉｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎ
(ＬＮ) ｆｏｒ ａｔ ｌｅａｓｔ １ ｄ.
Ａｆｔｅｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎꎬ ｃｒｙｏｔｕｂｅｓ ｗｅｒｅ ｒａｐｉｄｌｙ
ｒｅｗａｒｍｅｄ ｉｎ ａ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ａｔ ２５ ℃ꎬ ３７ ℃ ａｎｄ ４５ ℃
ｆｏｒ ２－３ ｍｉｎ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. ＰＶＳ２ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｗａｓ ｄｒａｉｎｅｄ
ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｃｒｙｏｔｕｂｅｓ ａｎｄ ｒｅｐｌａｃｅｄ ｗｉｔｈ ０ꎬ ０􀆰 ４ꎬ ０􀆰 ８ꎬ
１􀆰 ２ꎬ １􀆰 ６ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｐｒｅｐａｒｅｄ ｉｎ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ
ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ０５ ｍｇ
􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ａｔ ２５ ℃ꎬ ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｃｈａｎｇｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓꎬ
ｅｖｅｒｙ ｔｉｍｅ ｈｅｌｄ ｆｏｒ １０ ｍｉｎ. Ｏｎｅ ｈａｌｆ ｏｆ ｔｈｅ ｂｅａｄｓ
ｗｅｒｅ ｓｕｒｆａｃｅ￣ｄｒｉｅｄ ｂｙ ｂｌｏｔｔｉｎｇ ｏｎ ｓｔｅｒｉｌｉｚｅｄ ｆｉｌｔｅｒ ｐａ￣
ｐｅｒ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｐｌａｔｅｄ ｏｎ ｓｏｌｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎ￣
ｔｅｄ ｗｉｔｈ ２ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ０５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ａｔ (２５
± １) ℃ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ｆｏｒ ３ ｄａｙｓ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ
ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ (ｕｎｄｅｒ １４ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６
μｍｏｌ􀅰ｍ－２ ｓ－１)ꎬ Ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ ｈａｌｆ ｗｅｒｅ ｓｕｒｆａｃｅ￣ｄｒｉｅｄ ａｎｄ
ｔｈｅｎ ｐｌａｔｅｄ ｏｎ ｓｏｌｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ２
ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ０５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ａｔ (２５ ± １) ℃
ｕｎｄｅｒ １４ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ ｓ－１ ｗｉｔｈｏｕｔ
３￣ｄａｙ ｄａｒｋ ｉｎｃｕｂａｔｉｏｎ.
Ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｒｅｃｏｒｄｅｄ ａｓ ｒｅｇｒｏｗｉｎｇ ｉｆ ｔｈｅｙ
ｓｈｏｗｅｄ ｏｂｖｉｏｕｓ ｓｉｇｎｓ ｏｆ ｇｒｏｗｔｈꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｅｘｐａｎｓｉｏｎ ｏｆ
ｌｅａｖｅｓ. Ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗａｓ ｒｅｃｏｒｄｅｄ ａｓ
ａ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ ｔｈｅ ｔｏｔａｌ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｆｏｒｍｉｎｇ
ｎｏｒｍａｌ ｓｈｏｏｔｓ ２ ｗｅｅｋｓ ａｆｔｅｒ ｐｌａｔｉｎｇ. Ｓｕｒｖｉｖｉｎｇ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ａｌｇｉｎａｔｅ ｂｅａｄｓ ｏｎｅ ｗｅｅｋ
ａｆｔｅｒ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｏｌｉｄ ＭＳ
ｍｅｄｉｕｍ ｗｉｔｈ ２ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＫＴꎬ １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ｆｏｒ ｐｌａｎｔ
ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ (ｕｎｄｅｒ １４ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰
ｍ－２ ｓ－１) (Ｙｉｎ ａｎｄ Ｃａｏꎬ ２０１１). Ｔｈｅ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ
ｉｎｄｅｘ (ｉ􀆰 ｅ. ｔｈｅ ｈｅｉｇｈｔ ｏｆ ｐｌａｎｔｌｅｔꎬ ｔｈｅ ｌｅｎｇｔｈ ｏｆ ｉｎ￣
ｔｅｒｎｏｄｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｌｅａｆ ａｎｄ ｒｏｏｔ) ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅ￣
ｓｅｒｖｅｄ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｗｉｔｈｏｕｔ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒ￣
ｖａｔｉｏｎ ｗａｓ ｃｏｍｐａｒｅｄ ａｆｔｅｒ ６０ ｄａｙｓ.
１􀆰 ５　 Ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ ａｎａｌｙｓｉｓ
Ｅａｃｈ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｉｎｃｌｕｄｅｄ ａｔ
ｌｅａｓｔ １５ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ. Ｅａｃｈ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ
０７７　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３７卷
ｗａｓ ｒｅｐｅａｔｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ. Ａｌｌ ｄａｔａ ｗｅｒｅ ｓｕｂｊｅｃｔｅｄ ｔｏ
ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｖａｒｉａｎｃｅ (ｏｎｅ ｗａｙ ＡＮＯＶＡ) ａｎｄ ｓｉｇｎｉｆｉ￣
ｃａｎｃｅ (Ｐ < ０􀆰 ０５) ｗａｓ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｗｉｔｈ Ｄｕｎｃａｎ’ ｓ
ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｒａｎｇｅ ｔｅｓｔ. Ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ ｔｅｓｔｓ ｗｅｒｅ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ
ｂｙ ｔｈｅ ｈｅｌｐ ｏｆ ＳＰＳＳ ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ ｓｏｆｔｗａｒｅ (１９􀆰 ０).
２　 Ｒｅｓｕｌｔｓ
２􀆰 １　 Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ
２􀆰 １􀆰 １　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ　 Ａｌｌ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ￣
ｔｉｐｓ ｗｉｔｈｏｕｔ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｄｉｅｄ ａｆｔｅｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒ￣
ｖａｔｉｏｎ (Ｆｉｇ􀆰 １－２). Ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｖａｒｉａｔｉｏｎｓ ｉｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ａｌｏｎｇ ｗｉｔｈ ｔｈｅ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ (０－１ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１) ｉｎ
ｔｈｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｍｅｄｉｕｍ. Ｍａｘｉｍｕｍ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ
(５２􀆰 ６％) ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗａｓ ｒｅｃｏｒｄｅｄ
ｗｈｅｎ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｗｉｔｈ ０􀆰 ７５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ (Ｆｉｇ􀆰 １).
Ｔｈｅｒｅ ｗａｓ ａ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｗｉｔｈ ０􀆰 ７５
ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｆｏｒ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｐｅｒｉｏｄｓ (０－７ ｄａｙｓ) ｏｎ
ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓꎬ ｐｒｏｌｏｎｇｅｄ ｐｒｅｃｕｌ￣
ｔｕｒｅ ｗａｓ ｆｏｕｎｄ ｔｏ ｉｍｐｒｏｖｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ａｎｄ ｔｈｅ
ｇｒｅａｔｅｓｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ (４９􀆰 ６％) ｗａｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｗｈｅｎ ｃｒｙｏｐｒｅ￣
ｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｆｏｒ ５ ｄａｙｓ (Ｆｉｇ􀆰 ２).
２􀆰 １􀆰 ２　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｄｅｓｉｃｃａｔｉｏｎ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ　 Ｔｈｅ ｉｎｉｔｉａｌ
ｗａｔｅｒ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｂｅａｄｓ ｗａｓ ７６􀆰 ８％
ｏｎ ａ ｆｒｅｓｈ ｗｅｉｇｈｔ ｂａｓｉｓ (ａｆｔｅｒ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｉｎ ０􀆰 ７５ ｍｏｌ
􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｆｏｒ ３ ｄａｙｓ)ꎬ ｂｕｔ ａｂｒｕｐｔｌｙ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｔｏ
３６􀆰 ５％ ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ３ ｈ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｇｒａｄｕａｌｌｙ ｄｒｏｐｐｅｄ
ｔｏ ａｐｐｒｏｘｉｍａｔｅｌｙ ２５􀆰 ３％ ａｆｔｅｒ ５ ｈꎬ ２３􀆰 １％ ａｆｔｅｒ ７ ｈꎬ
１７􀆰 ９％ ａｆｔｅｒ ９ ｈ ａｎｄ １５􀆰 ４％ ａｆｔｅｒ １１ ｈ ( Ｆｉｇ􀆰 ３).
Ｍｅａｎｗｈｉｌｅꎬ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ￣
ｔｉｐｓ ｇｒｅａｔｌｙ ｃｈａｎｇｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｗａｔｅｒ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｂｅａｄｓ
ｄｕｒｉｎｇ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｐｅｒｉｏｄｓ ｒａｎｇｉｎｇ ｆｒｏｍ ０ ｔｏ １１ ｈ
(Ｆｉｇ􀆰 ４). Ｕｎｄｅｒ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｏｆ ｎｏ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｎｏ ｓｕｒ￣
ｖｉｖａｌ ｗａｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ａｆｔｅｒ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＬＮ. Ｆｏｒ ｓｕｒｖｉｖａｌ
ｏｆ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｔｈｅ ｗａｔｅｒ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ
ｂｅａｄｓ ｈａｄ ｔｏ ｂｅ ２５􀆰 ３％ ｏｒ ｌｅｓｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｒｅａｃｈｅｄ
Ｆｉｇ􀆰 １　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｍｅｄｉｕｍ ｏｎ
ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣
ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ.
Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ
Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 ２　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｔｉｍｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ
Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ
ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ
Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 ３　 Ａ ｄｅｓｉｃｃａｔｉｏｎ ｃｕｒｖｅ ｏｆ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｂｅａｄｓ.
Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ
ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ
Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 ４　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｗａｔｅｒ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒ￣
ａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ
ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉ￣
ｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
１７７６期　 　 　 ＹＩＮ ａｎｄ ＨＯＮＧ: Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ￣Ｂａｓｅｄ Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ 􀆺　 　 　
ｂｙ ５ ｈ ｏｆ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ. Ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｐｅｒｃｅｎｔ￣
ａｇｅ (５３􀆰 ４％) ｗａｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ａｔ ２３􀆰 １％ ｗａｔｅｒ ｃｏｎｔｅｎｔ
(ｄｒｉｅｄ ｆｏｒ ７ ｈ).
２􀆰 １􀆰 ３　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｔｉｍｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ　 Ａｓ ｉｓ
ｓｈｏｗｅｄ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 ５ꎬ ｅｘｔｅｎｄｉｎｇ ｓｔｏｒａｇｅ ｄｕｒａｔｉｏｎ ｉｎ ＬＮ １
ｔｏ １５０ ｄａｙｓ ｄｉｄ ｎｏｔ ｃａｕｓｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｃｈａｎｇｅ ｉｎ ｔｈｅ
ｓｕｒｖｉｖａｌ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ.
２􀆰 １􀆰 ４　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ 　 Ｆｒｏｍ ｔｈｅ
ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 ６ꎬ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｐｅｒｃｅｎｔ￣
ａｇｅ ｗａｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ａｔ ４０ ℃ .
２􀆰 １􀆰 ５　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｄａｒｋ ｃｕｌｔｕｒｅ ａｆｔｅｒ ＬＮ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｏｎ
ｓｕｒｖｉｖａｌ　 Ａｓ ｉｓ ｓｈｏｗｅｄ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 ７ꎬ ｃｕｌｔｕｒｅ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎ
ａｆｔｅｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ａｆｆｅｃｔｅｄ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ. Ｗｈｅｎ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｉｎ
ｔｈｅ ｄａｒｋ ｆｏｒ ３ ｄａｙｓ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ
ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ (ｕｎｄｅｒ １４ ｈ ｌｉｇｈｔ / １０ ｈ ｄａｒｋ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ
ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ ｓ－１)ꎬ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｉｎ￣
ｃｒｅａｓｅｄ ｔｏ ５４􀆰 ４％.
２􀆰 １􀆰 ６　 Ｐｌａｎｔ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ　 Ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｅｇａｎ ｔｏ ｔｕｒｎ ｇｒｅｅｎ ａｆｔｅｒ ３ ｄａｙｓ ａｎｄ ｒｅ￣
ｓｕｍｅｄ ｇｒｏｗｔｈ ａｆｔｅｒ ７ ｄａｙｓ ａｎｄ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｎｏｒｍａｌ
ｓｈｏｏｔｓ ｗｉｔｈｉｎ １４ ｄａｙｓ ｗｉｔｈｏｕｔ ｉｎｔｅｒｍｅｄｉａｒｙ ｃａｌｌｕｓ ｆｏｒ￣
ｍａｔｉｏｎ. Ｔｈｅ ｓｈｏｏｔｓ ｗｅｒｅ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔｌｙ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｆｒｏｍ
ｔｈｅ ａｌｇｉｎａｔｅ ｂｅａｄｓ ｏｎｅ ｗｅｅｋ ａｆｔｅｒ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅ ａｎｄ
ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｏｌｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｗｉｔｈ ２ ｍｇ􀅰Ｌ－１
ＫＴꎬ １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ. Ａｆｔｅｒ ３０ ｄａｙｓ ｒｏｏｔｉｎｇ ｏｃｃｕｒｒｅｄ
ａｎｄ ｆｏｒｍｅｄ ｃｏｍｐｌｅｔｅ ｐｌａｎｔｓ (Ｆｉｇ􀆰 ８). Ｎｏ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇ￣
ｉｃａｌ ａｂｎｏｒｍａｌｉｔｉｅｓ ｗｅｒｅ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ
ａｎｄ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌｌｅｄ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ (Ｐ > ０􀆰 ０５) (Ｆｉｇ􀆰 ９).
２􀆰 ２　 Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ
２􀆰 ２􀆰 １　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ　 Ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ
ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ａｓ ｔｈｅ ｓｕｃｒｏｓｅ
ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｍｅｄｉｕｍ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ａｎｄ
ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ (７２􀆰 ６％) ｗａｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｗｉｔｈ
０􀆰 ７５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ (Ｆｉｇ􀆰 １０). Ａｔ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｔｉｍｅꎬ
ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｒｅｍａｉｎｅｄ
ｃｏｎｔｉｎｕｏｕｓ ｉｎｃｒｅａｓｅ ａｎｄ ｕｐ ｔｏ ａ ｍａｘｉｍｕｍ ｖａｌｕｅ (ａ￣
ｂｏｕｔ ７８􀆰 ５％) ａｓ ｔｈｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｐｅｒｉｏｄ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｆｒｏｍ
１ ｔｏ ３ ｄａｙｓꎬ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｓｔａｒｔｅｄ ｔｏ ｄｅｃｒｅａｓｅ (Ｆｉｇ􀆰 １１).
２􀆰 ２􀆰 ２　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｉｍｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ　 Ａｓ ｓｈｏｗｎ
ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 １２ꎬ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗａｓ ｍａｒｋｅｄｌｙ ａｆ￣
ｆｅｃｔｅｄ ｂｙ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｉｍｅ. Ｗｉｔｈｏｕｔ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ
ｎｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｓｕｒｖｉｖｅｄ ｆｒｅｅｚｉｎｇ ｉｎ ＬＮꎬ ｗｈｅｒｅａｓ ａ
ｌｏａｄｉｎｇ ｔｉｍｅ ｏｆ ９０ ｍｉｎ ｇａｖｅ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ
ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ (ａｂｏｕｔ ７２􀆰 ９％).
Ｆｉｇ􀆰 ５　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｔｉｍｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ
Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ
ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ
Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 ６　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ
Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ
ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ
Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 ７　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｄａｒｋ ｃｕｌｔｕｒｅ ａｆｔｅｒ ＬＮ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐ￣
ｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ.
Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ
ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ
Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
２７７　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３７卷
Ｆｉｇ􀆰 ８　 Ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｅｄ ｆｒｏｍ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ
Ｆｉｇ􀆰 ９　 Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｉｎｄｅｘｅｓ ｏｆ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｅｄ
ｆｒｏｍ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ａｎｄ ｎｏｎ￣ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ
Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ. Ｍｅａｎ ｏｆ ｅａｃｈ ｏｆ ｔｈｅ ｉｎｄｅｘｅｓ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ｔｗｏ
ｔｙｐｅｓ ｏｆ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｗｅｒｅ ｎｏｔ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ (Ｐ>０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 １０　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｍｅｄｉｕｍ ｏｎ
ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ. ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ
ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ
ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 １１　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｔｉｍｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅ￣
ｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ. ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ.
Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ
Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 １２　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｉｍｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅ￣
ｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ. ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ.
Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ
Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
２􀆰 ２􀆰 ３　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｔｉｍｅ ａｎｄ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｆ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ
ＰＶＳ２ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ 　 Ａｔ ２４ ℃ꎬ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗａｓ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｃｏｎｓｉｄｅｒａｂｌｙ ｂｅｔｗｅｅｎ ３０
ａｎｄ ６０ ｍｉｎ ａｎｄ ｒｅａｃｈｅｄ ａ ｍａｘｉｍｕｍ (ａｂｏｕｔ ７４􀆰 ５％)
ａｔ ９０ ｍｉｎ (Ｆｉｇ􀆰 １３). Ａｔ ０ ℃ꎬ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｔｒｅａｔｅｄ ｗｉｔｈ
ＰＶＳ２ ｆｏｒ １２０ ｍｉｎ ｒｅｔａｉｎｅｄ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ
(Ｆｉｇ􀆰 １４). Ｍｏｒｅｏｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ
ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＰＶＳ２ ａｔ ０ ℃ ｗａｓ ｍｕｃｈ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ
ｔｈａｔ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＰＶＳ２ ａｔ ２４ ℃ (Ｐ
<０􀆰 ０５).
３７７６期　 　 　 ＹＩＮ ａｎｄ ＨＯＮＧ: Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ￣Ｂａｓｅｄ Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ 􀆺　 　 　
Ｆｉｇ􀆰 １３　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｔｉｍｅ ｏｆ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２ ａｔ ２４ ℃ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ
ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ. ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ
ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ
ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 １４　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｔｉｍｅ ｏｆ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２ ａｔ ０ ℃ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ
ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ. ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ
ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ
ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
２􀆰 ２􀆰 ４　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｆｒｅｅｚｉｎｇ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｔｉｍｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ
Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 １５ꎬ ｔｈｅｒｅ ｗｅｒｅ ｓｏｍｅ ｄｉｆｆｅｒ￣
ｅｎｃｅ ｉｎ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓꎬ ｂｕｔ ｔｈｅ ｄｉｆｆｅｒ￣
ｅｎｃｅｓ ｗｅｒｅ ｎｏｔ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ (Ｐ>０􀆰 ０５).
２􀆰 ２􀆰 ５　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｔｈａｗｉｎｇ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ
Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 １６ꎬ ｔｈｅ ｏｐｔｉｍａｌ ｔｈａｗｉｎｇ ｔｅｍ￣
ｐｅｒａｔｕｒｅ ｗａｓ ３７ ℃ . Ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ａｂｏｖｅ ａｎｄ ｂｅ￣
ｌｏｗ ３７ ℃ ｂｏｔｈ ｒｅｓｕｌｔｅｄ ｉｎ ｒｅｄｕｃｅｄ ｖｉａｂｉｌｉｔｙ ａｎｄ
ｓｈｏｗｅｄ ｐｏｏｒ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅｓ.
２􀆰 ２􀆰 ６ 　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｗａｓｈｉｎｇ
ｍｅｄｉｕｍ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ　 Ａｓ ａｒｅ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 １７ꎬ ｗｈｅｎ
ｔｈｅ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｗａｓ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｕｐ ｔｏ １􀆰 ２
ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ꎬ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｗａｓ ｍａｘｉｍｕｍ (７６􀆰 ８％).
Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｂｅｇａｎ ｔｏ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｗｉｔｈ
ｈｉｇｈｅｒ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ.
２􀆰 ２􀆰 ７　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｄａｒｋ ｃｕｌｔｕｒｅ ａｆｔｅｒ ｆｒｅｅｚｉｎｇ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ
Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 １８ꎬ ｗｈｅｎ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ (ｕｎｄｅｒ
１４ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ ｓ－１) ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ｔｏ
ａ ３￣ｄ ｄａｒｋꎬ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｗａｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｈｉｇｈｅｒ
ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ ｃｏｎｄｉ￣
ｔｉｏｎｓ (ｕｎｄｅｒ １４ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ ｓ－１)
ｗｉｔｈｏｕｔ ａ ３￣ｄ ｄａｒｋ.
２􀆰 ２􀆰 ８　 Ｐｌａｎｔ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ 　 Ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａ￣
ｔｅｄ ｖｉｔｒｉｆｉｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｒｅｓｕｍｅｄ ｇｒｏｗｔｈ ｉｎ ａｂｏｕｔ ７ ｄａｙｓ
ａｎｄ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｖｉｇｏｒｏｕｓ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌｌｙ ｎｏｒｍａｌ ｓｈｏｏｔｓ.
Ｔｈｅ ｓｈｏｏｔｓ ｗｅｒｅ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔｌｙ ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ａｌｇｉ￣
ｎａｔｅ ｂｅａｄｓ ｏｎｅ ｗｅｅｋ ａｆｔｅｒ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓ￣
ｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｏｌｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｗｉｔｈ ２ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＫＴꎬ １ ｍｇ􀅰
Ｌ－１ ＮＡＡ. Ａｆｔｅｒ ３０ ｄａｙｓ ｒｏｏｔｉｎｇ ａｌｓｏ ｏｃｃｕｒｒｅｄ ａｎｄ
ｆｏｒｍｅｄ ｃｏｍｐｌｅｔｅ ｐｌａｎｔｓ (Ｆｉｇ􀆰 １９). Ａｌｍｏｓｔ ａｌｌ ｏｆ ｔｈｅ
ｓｕｒｖｉｖｉｎｇ ｓｈｏｏｔｓ ｆｏｒｍｅｄ ｒｏｏｔｓ ａｎｄ ｎｏ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ
ａｂｎｏｒｍａｌｉｔｉｅｓ ｗｅｒｅ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ
ｆｒｏｍ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ (Ｆｉｇ􀆰 ２０ꎬ Ｐ>０􀆰 ０５).
Ｆｉｇ. １５　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｆｒｅｅｚｉｎｇ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｔｉｍｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ. ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ
ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ
ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｍｅａｎ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎｓ ｏｆ ｅａｃｈ ｏｆ ｔｈｅ
ｓｕｒｖｉｖａｌｓ ｉｎ １－１５０ ｄ ｗｅｒｅ ｎｏｔ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ (Ｐ>０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 １６　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｔｈａｗｉｎｇ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ
Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ. ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉ￣
ｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ.
Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ
Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
４７７　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３７卷
Ｆｉｇ􀆰 １７　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｗａｓｈｉｎｇ ｍｅｄｉｕｍ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ
ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ. ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ
ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ
ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 １８　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｄａｒｋ ｃｕｌｔｕｒｅ ａｆｔｅｒ ｆｒｅｅｚｉｎｇ ｏｎ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅ￣
ｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ. ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ
ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ.
Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ
Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 １９　 Ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｅｄ ｆｒｏｍ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ
Ｆｉｇ􀆰 ２０　 Ｅｖａｌｕａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｉｎｄｅｘｅｓ ｏｆ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｅｄ
ｆｒｏｍ Ａ􀆰ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｃｈ.) Ｂｇｅ. ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｔｒｅａｔｅｄ ｗｉｔｈ ａｎｄ ｗｉｔｈｏｕｔ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ
ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｍｅａｎ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎｓ ｏｆ
ｅａｃｈ ｏｆ ｔｈｅ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｉｎｄｅｘｅｓ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ｔｗｏ ｔｙｐｅｓ
ｏｆ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｗｅｒｅ ｎｏｔ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ (Ｐ>０􀆰 ０５)
３　 Ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ
３􀆰 １　 Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ
Ａｔ ｐｒｅｓｅｎｔꎬ ｔｈｅ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｔｅｃｈ￣
ｎｉｑｕｅ ｉｓ ｅａｓｙ ｔｏ ａｐｐｌｙ ｔｏ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ
ｏｆ ａ ｗｉｄｅ ｒａｎｇｅ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ ( Ｐａｗｌｏｗｓｋａ ａｎｄ
Ｂａｃｈꎬ ２０１１). Ｉｎ ｔｈｉｓ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅꎬ ｓｕｃｒｏｓｅ ｉｓ ｔｈｅ ｏｎｌｙ
ｃｒｙｏｐｒｏｔｅｃｔｏｒ ( Ｅｎｇｅｌｍａｎｎꎬ ２０１１ ). Ｍａｎｙ ｓｔｕｄｉｅｓ
ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｄｕｒａｔｉｏｎ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｎｆｌｕ￣
ｅｎｃｅｄ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ. Ｔｈｅ
ｐｏｓｉｔｉｖｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｅｘｔｅｎｄｉｎｇ ｄｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ
ｗｉｔｈ ｈｉｇｈ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｒｅｐｏｒｔｅｄ
ｆｏｒ Ｒａｂｄｏｓｉａ ｒｕｂｅｓｃｅｎｓ (Ａｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２)ꎬ ｗｉｌｄ Ｓｈｉｈ
(Ｓａｒａｂ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２) ａｎｄ ｗｈｉｔｅ ｍｕｌｂｅｒｒｙ (Ｐａｄｒｏ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２０１２). Ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙ ｏｂｔａｉｎｅｄ ａ ｓｉｍｉｌａｒ ｒｅ￣
ｓｕｌｔ: ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｔｏ ａｂｏｕｔ ５０％ ｗｈｅｎ ｔｈｅｙ ｗｅｒｅ ｐｒｅｃｕｌ￣
ｔｕｒｅｄ ｗｉｔｈ ０􀆰 ７５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｆｏｒ ５ ｄａｙｓ (Ｆｉｇ􀆰 １ꎬ
Ｆｉｇ􀆰 ２)ꎬ ａｓ ｉｔ ｗａｓ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｔｏ ｐｒｏｍｏｔｅ ｍａｘｉｍｕｍ
ｓｕｒｖｉｖａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｈａｉｒｙ
ｒｏｏｔ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｅａｒｌｉｅｒ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｕｓｉｎｇ ｅｎｃａｐｓｕ￣
ｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｃａｔｉｏｎ ｍｅｔｈｏｄ (Ｘｕｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８).
Ｔｈｅ ｗａｔｅｒ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｉｓ
５７７６期　 　 　 ＹＩＮ ａｎｄ ＨＯＮＧ: Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ￣Ｂａｓｅｄ Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ 􀆺　 　 　
ａ ｃｒｕｃｉａｌ ｆａｃｔｏｒ ａｆｆｅｃｔｉｎｇ ｓｕｒｖｉｖａｌ ａｎｄ ｓｈｏｏｔ ｆｏｒｍａｔｉｏｎ
(Ｍａｒｃｏ￣Ｍｅｄｉｎａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０). Ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙꎬ ｔｈｅ ｉｎ￣
ｉｔｉａｌ ｗａｔｅｒ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｗｉｔｈ ０􀆰 ７５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｆｏｒ
５ ｄａｙｓ ｗａｓ ７６􀆰 ８％ (Ｆｉｇ􀆰 ３)ꎬ ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｒｅｑｕｉｒｅｄ ｔｏ
ｆｕｒｔｈｅｒ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｗｉｔｈ ｓｉｌｉｃａ￣ｇｅｌ. Ｗｈｅｎ ｔｈｅ ｗａｔｅｒ
ｃｏｎｔｅｎｔ ｃｌｏｓｅｄ ｔｏ ２３􀆰 １％ꎬ ５３􀆰 ４％ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ
ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｃｏｕｌｄ ｓｕｒｖｉｖａｌ ａｎｄ ｒｅｇｅｎｅｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｓｈｏｏｔｓ
(Ｆｉｇ􀆰 ４). Ｓｉｍｉｌａｒｌｙꎬ ｗａｔｅｒ ｃｏｎｔｅｎｔ ａｒｏｕｎｄ ２０％ ｗａｓ
ｐｒｅｆｅｒａｂｌｅ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｅｖｅｒａｌ ｐｌａｎｔ ｓｐｅ￣
ｃｉｅｓ ｓｕｃｈ ａｓ ｐｅａｒ ｗｉｔｈ ２０％ (Ｓｅ￣Ｃｈａｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３)ꎬ
Ｏｌｉｖｅ ｗｉｔｈ ２１􀆰 １％ (Ｒｕｚˇｉｃ ａｎｄ Ｖｕｊｏｖｉｃꎬ ２０１２)ꎬ ａｐｐｌｅ
ｗｉｔｈ ２１％ (Ｐａｕｌ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０００) ａｎｄ ｇｒａｐｅｖｉｎｅ ｗｉｔｈ
２０􀆰 ６％ (Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００２).
Ｔｈｅ ｃｕｌｔｕｒｅ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ａｆｔｅｒ ＬＮ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｗｅｒｅ
ｖｅｒｙ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ. Ｃｕｌｔｕｒｅ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ｉｍｍｅｄｉａｔｅｌｙ ａｆｔｅｒ
ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｍａｙ ｈａｖｅ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｂｙ ｌｉｍｉｔｉｎｇ
ｔｈｅ ｄｅｔｒｉｍｅｎｔａｌ ｏｘｉｄａｔｉｖｅ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｌｉｇｈｔ. Ｉｎ ｔｈｉｓ ｒｅ￣
ｐｏｒｔꎬ ５４􀆰 ４％ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｅｘｈｉｂｉｔｅｄ
ｒｅｇｒｏｗｔｈ ２ ｗｅｅｋｓ ａｆｔｅｒ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｗｅｒｅ ｔｈｅｙ ｈａｄ
ｂｅｅｎ ｓｕｂｊｅｃｔｅｄ ｔｏ ３ ｄａｙｓ ｏｆ ｄａｒｋ ｉｎｃｕｂａｔｉｏｎ ｐｒｉｏｒ ｔｏ
１４ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄꎬ ｗｈｉｌｅ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ １４ ｈ
ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄꎬ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｗａｓ ｏｎｌｙ ４２􀆰 １％
(Ｆｉｇ􀆰 ８). Ｓｉｍｉｌａｒ ｒｅｓｕｌｔｓ ｗｅｒｅ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｂｙ Ｎａｉｒ ａｎｄ
Ｒｅｇｈｕｎａｔｈ (Ｎａｉｒ ａｎｄ Ｒｅｇｈｕｎａｔｈꎬ ２００９) ｗｉｔｈ ６２􀆰 ２％
ｒｅｇｒｏｗｔｈ ｏｆ Ｉｎｄｉｇｏｆｅｒａ ｔｉｎｃｔｏｒｉａ (Ｌ.). Ｂｕｒｒｉｔｔ (２００８)
ｒｅｐｏｒｔｅｄ Ｂｅｇｏｎｉａ ｘｅｒｙｔｈｒｏｐｈｙｌｌａ ｅｘｈｉｂｉｔｅｄ ｇｒｅａｔｅｒ ｔｈａｎ
５０％ ｒｅｇｒｏｗｔｈꎬ ａｎｄ Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ. (２００５) ｒｅｐｏｒｔｅｄ ７５％
ｒｅｇｒｏｗｔｈ ｏｆ ｒａｓｐｂｅｒｒｙ.
３􀆰 ２　 Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ
Ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｏｆ ｅｘｐｌａｎｔｓ ｉｎ ｓｕｉｔａｂｌｅ ｍｅｄｉｕｍ ｃａｎ
ｉｎｃｒｅａｓｅ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｔｏ ｂｏｔｈ ｄｅｓｉｃｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｆｒｅｅｚｉｎｇ ｉｎ
ＬＮ (Ｍｏｈａｎｔｙ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２). Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙꎬ ｉｔ
ｗａｓ ｆｏｕｎｄ ｔｈａｔ ａｌｌ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｉｔｈｓｔｏｏｄ ａ ｓｕｃｒｏｓｅ
ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ａｓ ｈｉｇｈ ａｓ ０􀆰 ７５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ . Ｈｏｗｅｖｅｒ
ｆｕｒｔｈｅｒ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｒｅｓｕｌｔｅｄ ｉｎ
ｄｅｃｒｅａｓｅ ｏｆ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ (Ｆｉｇ􀆰 １０ꎬ Ｆｉｇ􀆰 １１). ｏｕｒ ｒｅ￣
ｓｕｌｔｓ ｗａｓ ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎｓ ｍａｄｅ ｉｎ ｔｈｅ ｈａｉｒｙ
ｒｏｏｔ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｉｎ ｗｈｉｃｈ ａ ６％ ｓｕｒ￣
ｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｗｈｅｎ ｓｕｂｊｅｃｔｅｄ ｔｏ ３￣ｄａｙ ｐｒｅ￣
ｃｕｌｔｕｒｅ ｉｎ ｍｅｄｉｕｍ ｗｉｔｈ ０􀆰 ３ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ (Ｘｕｅ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２００８).
Ｉｎ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａ￣
ｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ ａ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｏｆ ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１
ｇｌｙｃｅｒｏｌ ａｎｄ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｗａｓ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ (Ｓａ￣
ｋａｉ ａｎｄ Ｅｎｇｅｌｍａｎｎꎬ ２００７). Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙꎬ
ｌｏａｄｉｎｇ ｗｉｔｈ ａ ｍｉｘｔｕｒｅ ｏｆ ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｇｌｙｃｅｒｏｌ ａｎｄ ０􀆰 ４
ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｏｓｍｏｔｏｌｅｒ￣
ａｎｃｅ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ａｎｄ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ
(Ｆｉｇ􀆰 １２). Ｂｕｔ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｔｈｅ ｈａｉｒｙ ｒｏｏｔ ｃｕｌ￣
ｔｕｒｅｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｉｎ ｔｈｅ ｃａｓｅ ｏｆ ｌｏａｄｉｎｇ ｓｏｌｕ￣
ｔｉｏｎ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｏｆ ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｇｌｙｃｅｒｏｌ ａｎｄ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰
Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｗａｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｌｏｗｅｒ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｉｎ ｔｈｅ
ｃａｓｅ ｏｆ ｌｏａｄｉｎｇ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｍｉｓｓｉｎｇꎬ ｃｈａｎｇｉｎｇ
ｆｒｏｍ ６􀆰 ６％ ｔｏ ０ (Ｘｕｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８). Ｔｈｅｓｅ ｒｅｓｕｌｔｓ
ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈｅ ｌｏａｄｉｎｇ ｏｆ ２􀆰 ０ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｇｌｙｃｅｒｏｌ ａｎｄ
０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｗａｓ ｖａｌｉｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓꎬ ｗｈｅｒｅａｓ
ｃｏｍｐｌｅｔｅｌｙ ｉｎｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ｏｎ ｔｈａｔ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ
ｈａｉｒｙ ｒｏｏｔ ｃｕｌｔｕｒｅｓꎬ ｗｈｉｃｈ ａｌｓｏ ｓｕｐｐｏｒｔ ｔｈｅ ｓｕｇｇｅｓ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ Ｈｕａｎｇ ｅｔ ａｌ. (１９９５) ｔｈａｔ ｔｈｅ ｐｏｓｉｔｉｖｅ ｅｆｆｅｃｔ
ｏｆ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｍａｙ ｂｅ ｍａｔｅｒｉａｌｓ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ.
Ｉｎ ｔｈｅ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｍｅｔｈｏｄꎬ ｌｏｗｅｒ
ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ｓｕｃｈ ａｓ ０ ℃ ｃａｎ ｒｅｄｕｃｅ ｔｏｘｉｃｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅ
ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ａｎｄ ｕｓｕａｌｌｙ ｅｎｈａｎｃｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ
(Ｈｏｎｇ ａｎｄ Ｙｉｎꎬ ２０１２ａ). Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙ ａ ｓｉｇ￣
ｎｉｆｉｃａｎｃｅ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｉｎ ｓｕｒｖｉｖａｂｉｌｉｔｙ ｗａｓ ｎｏｔｉｃｅｄ ｗｈｅｎ
Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐ ｗｅｒｅ ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄ ｉｎ ＰＶＳ２
ａｔ ０ ℃ ｆｏｒ １２０ ｍｉｎ ｗｉｔｈ ａ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ７８􀆰 ６％
(Ｆｉｇ􀆰 １３ꎬ Ｆｉｇ􀆰 １４). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｉｎ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ
ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕ ｈａｉｒｙ ｒｏｏｔ ｃｕｌｔｕｒｅｓꎬ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｂｙ
ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２ ｗａｓ ｆｏｕｎｄ ｃｏｍｐｌｅｔｅｌｙ ｉｎｅｆｆｅｃｔｉｖｅ
ａｎｄ ｎｏ ｃｅｌｌｓ ｓｕｒｖｉｖｅｄ (Ｘｕｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８).
Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙꎬ ｗｈｅｎ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｒａｐｉｄｌｙ ｒｅｗａｒｍｅｄ ｉｎ ａ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ａｔ
３７ ℃ ｆｏｒ ２－３ ｍｉｎꎬ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｓｉｇ￣
ｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ. Ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ａｂｏｖｅ ａｎｄ ｂｅ￣
ｌｏｗ ３７℃ ｂｏｔｈ ｒｅｓｕｌｔｅｄ ｉｎ ｒｅｄｕｃｅｄ ｖｉａｂｉｌｉｔｙ ａｎｄ ｓｈｏｗｅｄ
ｐｏｏｒ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅｓ (Ｆｉｇ􀆰 １６). Ｘｕｅ ｅｔ ａｌ. (２００８) ｒｅ￣
ｐｏｒｔｅｄ ｗｈｅｎ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕ ｈａｉｒｙ
ｒｏｏｔ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｗｅｒｅ ｗｅｒｅ ｔｈａｗｅｄ ｉｎ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ａｔ ４０ ℃
ｆｏｒ ２ ｍｉｎꎬ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅｓ ｗａｓ ｕｐ ｔｏ ６％. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ
Ｔｏｓｈｉｒｏ ｅｔ ａｌ. (１９９５) ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｒａｐｉｄ ｔｈａｗｉｎｇ ｒｅｓｕｌｔｅｄ
ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ａｎｄ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｓｅｅｄｓ ａｎｄ
６７７　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３７卷
ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｒｅｍａｒｋａｂｌｙ.
Ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎ ａｌｓｏ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ ｔｈａｔ
７６􀆰 ８％ ｏｆ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｃａｎ ｓｕｒ￣
ｖｉｖｅ ａｎｄ ｃｏｎｔｉｎｕｅ ｔｏ ｇｒｏｗꎬ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｗａｓｈｉｎｇ ｗｉｔｈ
１􀆰 ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｉｎ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅ￣
ｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ０５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ｆｏｒ
１０ ｍｉｎ ( Ｆｉｇ􀆰 １７). Ａｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ
Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｈａｉｒｙ ｒｏｏｔ ｃｕｌｔｕｒｅｓꎬ ｗｈｅｎ ｔｈｅ ｐｏｓｔ￣
ｔｈａｗ ｈａｉｒｙ ｒｏｏｔ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｗｅｒｅ ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ｆｏｒ ３０ ｍｉｎ ｉｎ
ＭＳ ｌｉｑｕｉｄ ｍｅｄｉｕｍ ｗｉｔｈ １􀆰 ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｆｏｒ １０
ｍｉｎꎬ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｈａｉｒｙ ｒｏｏｔ
ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ (Ｘｕｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８).
Ｌｉｇｈｔ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｍａｙ ｂｅ ａｎ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｄｅｔｅｒｍｉｎａｎｔ ｏｆ
ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ａｆｔｅｒ ｆｒｅｅｚｉｎｇꎬ ｗｈｉｃｈ ｐｒｅｓｕｍａ￣
ｂｌｙ ａｔｔｒｉｂｕｔｅｄ ｔｏ ｄａｍａｇｅ ｒｅｐａｉｒ ｏｆ ｔｉｓｓｕｅｓ ｔｈａｔ ｍｉｇｈｔ
ｔａｋｅ ｐｌａｃｅ ｄｕｒｉｎｇ ｄａｒｋｎｅｓｓ (Ｂｅｎｓｏｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９８９).
Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙꎬ ｗｈｅｎ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ
ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｗｅｒｅ ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ｕｎｄｅｒ ａ １４ ｈ
ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ｔｏ ａ ３￣ｄ ｄａｒｋ ｐｅｒｉｏｄꎬ ｔｈｅ
ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗａｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｂｅｔｔｅｒ ｔｈａｎ
ｔｈａｔ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ｕｎｄｅｒ ａ １４ ｈ
ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ｗｉｔｈｏｕｔ ａ ３￣ｄ ｄａｒｋ ｐｅｒｉｏｄ (Ｆｉｇ􀆰 １８).
Ｉｎ ｃｏｎｃｌｕｓｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｍｅｔｈｏｄｓ ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ ｉｎ ｔｈｉｓ
ｐａｐｅｒ ｏｆｆｅｒｓ ｔｗｏ ｓｉｍｐｌｅ ａｎｄ ｕｓｅｆｕｌ ｍｅｔｈｏｄｓ ｆｏｒ ｃｒｙｏ￣
ｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｔｈａｔ ｓｈｏｕｌｄ
ｂｅ ａｐｐｌｉｃａｂｌｅ ｔｏ ｏｔｈｅｒ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｌｅｇｕｍｅｎｏｓａｅ.
Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｉｓ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｍｅｔｈｏｄ ａｐ￣
ｐｅａｒｓ ｔｏ ｂｅ ｍｏｒｅ ｐｒｏｍｉｓｉｎｇ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒ￣
ｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐ ｂｅｃａｕｓｅ ｏｆ
ｉｔｓ ｈｉｇｈｅｒ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ. Ａｔ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｔｉｍｅꎬ ｉｔ ｉｓ ａｌｓｏ
ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｔｈａｔ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｃｅｌｌｓ ａｎｄ ｍｅｒｉｓｔｅｍｓ ｂｅ
ｃａｐａｂｌｅ ｏｆ ｐｒｏｄｕｃｉｎｇ ｐｌａｎｔｓ ｉｄｅｎｔｉｃａｌ ｔｏ ｔｈｅ ｎｏｎ￣ｔｒｅａ￣
ｔｅｄ ｐｈｅｎｏｔｙｐｅ (Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００５ꎻ Ｍｏｈａｎｔｙ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１２). Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙꎬ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｃｒｙｏｐｒｅ￣
ｓｅｒｖｅｄ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａ￣
ｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｒｅｇａｉｎｅｄ ｇｒｅｅｎ ｃｏｌｏｒ ａｎｄ ｒｅｓｕｍｅｄ
ｇｒｏｗｔｈ ７ ｄａｙｓ ａｆｔｅｒ ｐｌａｔｉｎｇ ａｎｄ ｎｏｒｍａｌｌｙ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ
ｓｈｏｏｔｓ ｗｉｔｈｏｕｔ ｉｎｔｅｒｍｅｄｉａｔｅｌｙ ｃａｌｌｕｓ ｆｏｒｍａｔｉｏｎ. Ｒｅ￣
ｇｅｎｅｒａｔｅｄ ｐｌａｎｔｓ ｆｒｏｍ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｗｅｒｅ ｍｏｒｐｈｏ￣
ｌｏｇｉｃａｌｌｙ ｕｎｉｆｏｒｍ ａｎｄ ｎｏｒｍａｌ. Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎꎬ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒ￣
ａｎａｃｅｕｓ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｍａｉｎｔａｉｎｅｄ ｉｎ ＬＮ ｆｏｒ ５ ｍｏｎｔｈｓ ｒｅ￣
ｍａｉｎｅｄ ｓｔａｂｌｅ ａｎｄ ｗｅｒｅ ｎｏｔ ａｆｆｅｃｔｅｄ ｂｙ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａ￣
ｔｉｏｎ. Ｏｎ ｔｈｅ ｂａｓｉｓ ｏｆ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎꎬ ｗｅ ｍａｙ ｃｏｎｓｉｄｅｒ
ｔｈａｔ ｎｏ ｍａｊｏｒ ｖａｒｉａｔｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ｉｎｄｕｃｅｄ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｃｒｙ￣
ｏｇｅｎｉｃ ｐｒｏｃｅｓｓ. Ｔｈｅ ｓａｍｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｗｅｒｅ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｉｎ
ｍａｎｙ ｓｐｅｃｉｅｓ (Ａｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２ꎻ Ｍａｒｉａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２).
Ｐｒｅｖｉｏｕｓ ｗｏｒｋ ｈａｓ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈａｔ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ
ｔｉｍｅ ｇｅｎｅｒａｌｌｙ ｄｏｅｓ ｎｏｔ ａｆｆｅｃｔ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ａｆｔｅｒ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ. Ｏｕｒ ｗｏｒｋｓ ａｌｓｏ ｓｕｐｐｏｒｔ ｔｈｅ ｖｉｅｗ￣
ｐｏｉｎｔ (Ｆｉｇ􀆰 ９ ａｎｄ Ｆｉｇ􀆰 ２０). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｉｔ ｒｅｍａｉｎｓ ｔｏ
ｂｅ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｗｈｅｔｈｅｒ ｔｈｅ ｔｗｏ ａｐｐｒｏａｃｈｅｓ ｐｒｅｓｅｒｖｅ
ｓｔａｂｌｅ ｇｅｒｍｐｌａｓｍｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ｗｉｔｈ ｒｅｓｐｅｃｔ
ｔｏ ｐｈｅｎｏｔｙｐｅ ａｎｄ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｂｉｏｌｏｇｙ.
Ｒｅｆｒｅｎｃｅｓ:
Ａｉ ＰＦꎬ Ｌｕ ＬＰꎬ Ｓｏｎｇ ＪＪꎬ ２０１２. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ
ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｏｆ Ｒａｂｄｏｓｉａ ｒｕｂｅｓｃｅｎｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ
ｅｖａｌｕａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅｉｒ ｇｅｎｅｔｉｃ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ
Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ １０８: ３８１—３８７
Ｂｅｎｓｏｎ ＥＥꎬ Ｈａｒｄｉｎｇ Ｋꎬ Ｓｍｉｔｈ Ｈꎬ １９８９. Ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｉｎ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｏｆ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｏｆ Ｓｏｌａｎｕｍ ｔｕｂｅｒｏｓｕｍ ｅｘｐｏｓｅｄ ｔｏ ｄｉｆｆｅｒ￣
ｅｎｔ ｐｒｅ￣ ａｎｄ ｐｏｓｔ￣ｆｒｅｅｚｅ ｌｉｇｈｔ ｒｅｇｉｍｅｓ [ Ｊ] . ＣｒｙｏＬｅｔｔｅｒｓꎬ １０:
３２３—３４４
Ｂｕｒｒｉｔｔ ＤＪꎬ ２００８. Ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ａｄｖｅｎｔｉｔｉｏｕｓ ｓｈｏｏｔｓ ｏｆ
Ｂｅｇｏｎｉａ ｘｅｒｙｔｈｒｏｐｈｙｌｌａ ｕｓｉｎｇ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｒｅｑｕｉｒｅｓ
ｐｒｅｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｗｉｔｈ ｂｏｔｈ ＡＢＡ ａｎｄ ｐｒｏｌｉｎｅ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ
ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ ９５: ２０９—２１５
Ｅｎｇｅｌｍａｎｎ Ｆꎬ ２０１１. Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ:
ｐａｓｔꎬ ｐｒｅｓｅｎｔ ａｎｄ ｆｕｔｕｒｅ [Ｊ] . Ａｃｔａ Ｈｏｒｔｉｃｕｌｔｕｒａｅ ( ＩＳＨＳ)ꎬ ９０８:
１６５—１７１
Ｅｒｉｃａ ＥＢꎬ Ｋｅｉｔｈ Ｈꎬ ２０１２. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ａｎｄ ｍｅｒｉ￣
ｓｔｅｍｓ: Ａｎ ｏｖｅｒｖｉｅｗ ｏｆ ｃｏｎｔｅｍｐｏｒａｒｙ ｍｅｔｈｏｄｏｌｏｇｉｅｓ [ Ｊ] . Ｍｅｔｈｏｄｓ
ｉｎ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ８７７: １９１—２２６
Ｆｌｏｒｅｎｃｅ Ｐꎬ Ｅｎｇｅｌｍａｎｎ Ｆꎬ Ｇｌａｓｚｍａｎｎ ＪＣꎬ １９９３. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ
ａｐｉｃｅｓ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｏｆ ｓｕｇａｒｃａｎｅ (Ｓａｃｃｈａｒｕｍ ｓｐ. ｈｙｂｒｉｄｓ)
ｕｓｉｎｇ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ / ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ １２:
５２５—５２９
Ｈｏｎｇ ＳＲꎬ Ｙｉｎ ＭＨꎬ ２０１２ａ. Ａ ｓｉｍｐｌｅ ａｎｄ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒ￣
ｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｍｂｒｙｏｇｅｎｉｃ ｃａｌｌｉ ｏｆ ｔｈｅ ｍｅｄｉｃｉｎａｌ ｐｌａｎｔ Ａｎｅｍａｒ￣
ｒｈｅｎａ ａｓｐｈｏｄｅｌｏｉｄｅｓ Ｂｕｎｇｅ ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓ￣
ｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ １０９: ２８７—２９６
Ｈｏｎｇ ＳＲꎬ Ｙｉｎ ＭＨꎬ ２０１２ｂ. Ｈｉｇｈ￣ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ
ｐｒｏｔｏｃｏｌｓ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｍｂｒｙｏｇｅｎｉｃ ｃａｌｌｉ ｏｆ ｏｒｉｅｎｔａｌ ｍｅ￣
ｄｉｃｉｎａｌ ｐｌａｎｔ Ａｎｅｍａｒｒｈｅｎａ ａｓｐｈｏｄｅｌｏｉｄｅｓ Ｂｕｎｇｅ. [ Ｊ] . ＣｒｙｏＬｅｔ￣
ｔｅｒｓꎬ ３３: １９０—２００
Ｈｏｎｇ ＳＲꎬ Ｙｉｎ ＭＨꎬ Ｙｅ ＬＭ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０. Ｉｎ Ｖｉｔｒｏ ｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｅｘｐｅｒｉ￣
ｍｅｎｔ ｏｆ ｓｅｅｄｓ ｏｆ Ａｔｒａｃｔｙｌｏｄｅｓ ｍａｃｒｏｃｅｐｈａｌａ Ｋｏｉｄｚ. ａｎｄ Ａｓｔｒａｇａｌｕｓ
ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ (Ｆｉｓｈ) Ｂｇｅ. [ Ｊ] . Ｈｕｎａｎ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ
５: ７—８ꎬ １１
７７７６期　 　 　 ＹＩＮ ａｎｄ ＨＯＮＧ: Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ￣Ｂａｓｅｄ Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ 􀆺　 　 　
Ｈｕ Ｇꎬ Ｇａｉｌ ＢＭꎬ Ｓｈａｎｇ Ｌ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｐｏｌｙｓａｃｃｈａｒｉｄｅｓ ｆｒｏｍ ａｓｔｒａｇａｌｉ
ｒａｄｉｘ ｒｅｓｔｏｒｅ ｃｈｅｍｉｃａｌ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｌｏｏｄ ｖｅｓｓｅｌ ｌｏｓｓ ｉｎ ｚｅｂｒａｆｉｓｈ
[Ｊ] . Ｖａｓｃｕｌａｒ Ｃｅｌｌꎬ ４: １—８
Ｈｕａｎｇ ＣＮꎬ Ｗａｎｇ ＪＨꎬ Ｙａｎ ＱＳ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９５. Ｐｌａｎｔ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｆｒｏｍ
ｒｉｃｅ ( Ｏｒｙｚａ ｓａｔｉｖａ Ｌ.) ｅｍｂｒｙｏｇｅｎｉｃ ｓｕｓｐｅｎｓｉｏｎ ｃｅｌｌｓ ｃｒｙｏｐｒｅ￣
ｓｅｒｖｅｄ ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ １４: ７３０—７３４
Ｋｈｏｄｄａｍｚａｄｅｈ ＡＡꎬ Ｓｉｎｎｉａｈ ＵＲꎬ Ｌｙｎｃｈ Ｐ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒ￣
ｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｒｏｔｏｃｏｒｍ￣ｌｉｋｅ ｂｏｄｉｅｓ ( ＰＬＢｓ) ｏｆ Ｐｈａｌａｅｎｏｐｓｉｓ ｂｅｌｌｉｎａ
( Ｒｃｈｂ. ｆ.) ｃｈｒｉｓｔｅｎｓｏｎ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ [ Ｊ ] .
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ １０７: ４７１—４８１
Ｍａ Ｘꎬ Ｂｕｃａｌｏ Ｋꎬ Ｄｅｔｅｒｍａｎｎ ＲＯ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｓｏｍａｔｉｃ ｅｍｂｒｙｏｇ ｅｎｅ￣
ｓｉｓꎬ ｐｌａｎｔ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎꎬ ａｎｄ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｆｏｒ Ｔｏｒｒｅｙａ ｔａｘｉｆｏ￣
ｌｉａꎬ ａ ｈｉｇｈｌｙ ｅｎｄａｎｇｅｒｅｄ ｃｏｎｉｆｅｒｏｕｓ ｓｐｅｃｉｅｓ [Ｊ] . Ｉｎ Ｖｉｔｒｏ Ｃｅｌｌｕ￣
ｌａｒ ＆ Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌ Ｂｉｏｌｏｇｙ￣Ｐｌａｎｔꎬ ４８: ３２４—３３４
Ｍａｒｃｏ￣Ｍｅｄｉｎａ Ａꎬ Ｃａｓａｓ ＪＬꎬ Ｅｌｅｎａ ＧＢＭꎬ ２０１０. Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｖｉｔｒｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ Ｔｈｙ￣
ｍｕｓ ｍｏｒｏｄｅｒｉ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ [Ｊ] . ＣｒｙｏＬｅｔｔｅｒｓꎬ ３１: ３０１—３０９
Ｍａｒｉａ ＤＡＰꎬ Ａｎｄｒｅａ Ｆꎬ Ａｌｅｓｓａｎｄｒａ Ｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ
ｗｈｉｔｅ ｍｕｌｂｅｒｒｙ (Ｍｏｒｕｓ ａｌｂａ Ｌ.) ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ
ａｎｄ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ
１０８: １６７—１７２
Ｍａｒｔíｎ Ｃꎬ Ｃｅｒｖｅｒａ ＭＴꎬ Ｇｏｎｚáｌｅｚ￣Ｂｅｎｉｔｏ ＭＥꎬ ２０１１. Ｇｅｎｅｔｉｃ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ
ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｃｈｒｙｓａｎｔｈｅｍｕｍ (Ｃｈｒｙｓａｎｔｈｅｍｕｍ ×Ｍｏｒｉｆｏｌｉｕｍ Ｒａｍａｔ)
ａｆｔｅｒ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｓｔａｇｅｓ ｏｆ ａｎ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａ￣
ｔｉｏｎ ｐｒｏｔｏｃｏｌ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ １６８: １５８—１６６
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ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ ａｐｉｃａｌ ｍｅｒｉｓｔｅｍｓ ｏｆ ｗａｓａｂｉ (Ｗａｓａｂｉａ ｊａｐｏｎｉｃａ) ｂｙ
ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ｈｉｇｈ ｐｌａｎｔ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ
Ｃｅｌｌ Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ １３: ４４２—４４６
Ｍｏｈａｎｔｙ Ｐꎬ Ｄａｓ ＭＣꎬ Ｋｕｍａｒｉａ Ｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｈｉｇｈ￣ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｃｒｙｏｐｒ￣
ｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｍｅｄｉｃｉｎａｌ ｏｒｃｈｉｄ Ｄｅｎｄｒｏｂｉｕｍ ｎｏｂｉｌｅ Ｌｉｎｄｌ [Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ １０９: ２９７—３０５
Ｍｕｒａｓｈｉｇｅ Ｔꎬ Ｓｋｏｏｇ Ｆꎬ １９６２. Ａ ｒｅｖｉｓｅｄ ｍｅｄｉｕｍ ｆｏｒ ｒａｐｉｄ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ
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Ｎａｉｒ ＤＳꎬ Ｒｅｇｈｕｎａｔｈ ＢＲꎬ ２００９. Ｃｒｙｏｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ａｎｄ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ
ａｘｉｌｌａｒｙ ｓｈｏｏｔ ｍｅｒｉｓｔｅｍｓ ｏｆ Ｉｎｄｉｇｏｆｅｒａ ｔｉｎｃｔｏｒｉａ (Ｌ.) ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕ￣
ｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅ [ Ｊ] . Ｉｎ Ｖｉｔｒｏ Ｃｅｌｌｕｌａｒ ＆ Ｄｅｖｅｌｏｐ￣
ｍｅｎｔａｌ Ｂｉｏｌｏｇｙ￣Ｐｌａｎｔꎬ ４５: ５６５—５７３
Ｐａｄｒｏ ＭＤＡꎬ Ｆｒａｔｔａｒｅｌｌｉ Ａꎬ Ｓｇｕｅｇｌｉａ Ａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ
ｏｆ ｗｈｉｔｅ ｍｕｌｂｅｒｒｙ (Ｍｏｒｕｓ ａｌｂａ Ｌ.) ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ
ａｎｄ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ
１０８: １６７—１７２
Ｐａｕｌ Ｈꎬ Ｄａｉｇｎｙ Ｇꎬ Ｓａｎｇｗａｎ￣Ｎｏｒｒｅｅｌ ＢＳꎬ ２０００. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ
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ｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｏｒ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ
Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ １９: ７６８—７７４
Ｐａｗｌｏｗｓｋａ Ｂꎬ Ｂａｃｈ Ａꎬ ２０１１. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅ￣
ｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｇｒｏｗｎ ｓｈｏｏｔ ｂｕｄｓ ｏｆ Ｒｏｓａ ‘Ｎｅｗ Ｄａｗｎ’ [Ｊ] .
Ａｃｔａ Ｈｏｒｔｉｃｕｌｔｕｒａｅ ( ＩＳＨＳ)ꎬ ９０８: ３０３—３０７
Ｒｕｚˇｉｃ ꎬ Ｖｕｊｏｖｉｃ ꎬ ２０１２. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｏｆ ｂｌａｃｋｂｅｒｒｙ ‘Ｃａ￣
ｃａｎｓｋａ Ｂｅｓｔｒｎａ’ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ [Ｊ]. Ａｃｔａ
Ｈｏｒｔｉｃｕｌｔｕｒａｅ ( ＩＳＨＳ)ꎬ ９４６: ５５—６０
Ｓａｋａｉ Ａꎬ Ｅｎｇｅｌｍａｎｎ Ｆꎬ ２００７. Ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ
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Ｓａｋａｉ Ａꎬ Ｋｏｂａｙａｓｈｉ Ｓꎬ Ｏｉｙａｍａ Ｉꎬ １９９０. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｎｕｃｅｌｌａｒ
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ｋａ) ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ ９: ３０—３３
Ｓａｒａｂ ＡＳꎬ Ｒｉｄａ ＡＳꎬ Ｍａｈｍｏｕｄ ＡＫ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ
ｗｉｌｄ Ｓｈｉｈ (Ａｒｔｅｍｉｓｉａ ｈｅｒｂａ￣ａｌｂａ Ａｓｓｏ.) ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａ￣
ｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ
Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ １０８: ４３７—４４４
Ｓｅ￣Ｃｈａｎ Ｋꎬ Ｈｅｅ ＪＫꎬ Ｍｉ￣Ｈｙｕｎ Ｋꎬ ２０１３. Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ａｓｔｒａｇａｌｕｓ ｍｅｍ￣
ｂｒａｎａｃｅｕｓ ｗｉｔｈ ｓｕｐｐｌｅ ｍｅｎｔａｌ ｃａｌｃｉｕｍ ｏｎ ｂｏｎｅ ｍｉｎｅｒａｌ ｄｅｎｓｉｔｙ
ａｎｄ ｂｏｎｅ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｉｎ ｃａｌｃｉｕｍ￣ｄｅｆｉｃｉｅｎｔ ｏｖａｒｉｅｃｔｏｍｉｚｅｄ ｒａｔｓ
[Ｊ] . Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ Ｔｒａｃｅ Ｅｌｅｍｅｎｔ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ １５１: ６８—７４
Ｓｈｉｂｌｉ ＲＡꎬ Ａｌ￣Ｊｕｂｏｏｒｙ ＫＨꎬ ２０００. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ‘Ｎａｂａｌｉ’ ｏｌｉｖｅ
(Ｏｌｅａ ｅｕｒｏｐｅａ Ｌ.) ｓｏｍａｔｉｃ ｅｍｂｒｙｏｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ
ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｃｒｙｏ￣Ｌｅｔｔｅｒｓꎬ ２１: ３５７—３６６
Ｔｏｓｈｉｒｏ Ｓꎬ Ｓａｋａｉ Ｅꎬ Ｋｏｉｃｈｉｒｏ Ｓꎬ １９９５. Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｒａｐｉｄ ｆｒｅｅｚｉｎｇ ａｎｄ ｔｈａ￣
ｗｉｎｇ ｏｎ ｈａｒｄ￣ｓｅｅｄ ｂｒｅａｋｉｎｇ ｉｎ Ａｓｔｒａｇａｌｕｓ ｍｏｎｇｈｏｌｉｃｕｓ Ｂｕｎｇｅ (Ｌｅ￣
ｇｕｍｉｎｏｓａｅ) [Ｊ]. Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ １４７: １２７—１３１
Ｗａｎｇ ＱＣꎬ Ｌａａｍａｎｅｎ Ｊꎬ Ｕｏｓｕｋａｉｎｅｎ Ｍ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００５. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ
ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｒａｓｐｂｅｒｒｙ (Ｒｕｂｕｓ ｉｄａｅｕｓ Ｌ.) ｂｙ
ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ [ Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ ２４: ２８０—２８８
Ｗａｎｇ ＱＣꎬ Öｚｇｕｒ Ｂꎬ Ｌｉ Ｐ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００２. Ａ ｓｉｍｐｌｅ ａｎｄ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｃｒｙｏｐｒ￣
ｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ‘ Ｔｒｏｙｅｒ ’ ｃｉｔｒａｎｇｅ
[Ｐｏｎｃｉｒｕｓ ｔｒｉｆｏｌｉａｔａ (Ｌ.) Ｒａｆ. × Ｃｉｔｒｕｓ ｓｉｎｅｎｓｉｓ (Ｌ.) Ｏｓｂｅｃｋ.]
ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｅｕｐｈｙｔｉｃａꎬ １２８: １３５—１４２
Ｗａｎｇ ＱＣꎬ Ｒｏｎ Ｇꎬ Ｎａｃｈｍａｎ Ｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００２. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｇｒａ￣
ｐｅｖｉｎｅ (Ｖｉｔｉｓ ｖｉｎｉｆｅｒａ Ｌ.) ｅｍｂｒｙｏｇｅｎｉｃ ｃｅｌｌ ｓｕｓｐｅｎｓｉｏｎｓ ｂｙ ｅｎ￣
ｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ｐｌａｎｔ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ [Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ １６２: ５５１—５５８
Ｘｕｅ ＳＨꎬ Ｌｕｏ ＸＪꎬ Ｗｕ ＺＨ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８. Ｃｏｌｄ ｓｔｏｒａｇｅ ａｎｄ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒ￣
ｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｈａｉｒｙ ｒｏｏｔ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｏｆ ｍｅｄｉｃｉｎａｌ ｐｌａｎｔ Ｅｒｕｃａ ｓａｔｉｖａ Ｍｉｌｌ.ꎬ
Ａｓｔｒａｇａｌｕｓ ｍｅｍｂｒａｎａｃｅｕｓ ａｎｄ Ｇｅｎｔｉａｎａ ｍａｃｒｏｐｈｙｌｌａ Ｐａｌｌ. [ Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ ９２: ２５１—２６０
Ｙｉｎ ＭＨꎬ Ｃａｏ ＺＬꎬ ２０１１. Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ＫＴ ａｎｄ ＮＡＡ ｏｎ ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｉｏｎ
ｏｆ Ａｓｔｒａｇａｌｕｓ ｍｅｍｂｒａｎｃｅｕｓ ｓｔｅｍ ｗｉｔｈ ａ ｂｕｄ ａｎｄ ｉｔｓ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ
ｃａｌｌｕｓ ａｎｄ ｒｏｏｔｉｎｇ [Ｊ] . Ｓｕｂｔｒｏｐｉｃａｌ Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ４０: ４１—４４
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