全 文 ：红芽芋茎尖的包埋玻璃化法超低温保存∗
王艾平ꎬ 尹明华ꎬ 洪森荣∗∗
(上饶师范学院生命科学学院ꎬ 江西 上饶　 ３３４００１)
摘要: 对红芽芋 (Ｃｏｌｏｃａｓｉａ ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ｃｏｒｍｏｓｕｓ ‘Ｈｏｎｇｙａｙｕ’)茎尖的包埋玻璃化法超低温保存技术进行了
研究ꎮ 茎尖从培养 ８周的试管苗上切下并包埋成海藻酸钙凝胶珠ꎬ 并在 ＭＳ＋３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡ＋０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１
ＩＢＡ＋ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３＋０􀆰 ３ ｍｏｌ􀅰Ｌ
－１蔗糖的液体培养基中预培养 ２４ ｈꎬ 随后用 ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１甘油＋０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１
蔗糖的混合物在 ２５ ℃下装载 ３０ ｍｉｎꎬ 并用 ＰＶＳ２在 ２５ ℃脱水 ２０ ｍｉｎ 后将包埋的茎尖直接投入液氮保存ꎮ
保存 １ ｄ后取出材料在 ４０ ℃水浴快速复温 ３ ｍｉｎ后ꎬ 吸去冷冻管中 ＰＶＳ２ꎬ 并用 ＭＳ＋３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡ＋０􀆰 ５
ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡ＋０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３＋１􀆰 ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ
－１蔗糖的液体培养基在 ２５ ℃洗涤 ３次ꎬ 每次 １０ ｍｉｎꎮ 最后将茎尖接
种于 ＭＳ＋３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡ＋０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡ＋０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３的固体培养基上ꎬ 暗培养 ３ ｄ后转入正常的光
周期中培养ꎮ 红芽芋茎尖冻后成活率约为 ８０％ꎬ 其再生植株没有发生形态学的变化ꎮ 这种包埋玻璃化法
程序有望成为红芽芽茎尖超低温保存的常规方法ꎮ
关键词: 超低温保存ꎻ 包埋玻璃化法ꎻ 红芽芋ꎻ 茎尖
中图分类号: Ｑ ９４３ꎬ Ｓ ６３２􀆰 ３　 　 　 　 文献标志码: Ａ　 　 　 　 　 文章编号: ２０９５－０８４５(２０１５)０６－８０１－１２
Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣Ｇｒｏｗｎ Ｓｈｏｏｔ Ｔｉｐｓ ｏｆ Ｒｅｄ
Ｂｕｄ Ｔａｒｏ ｂｙ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣Ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ
ＷＡＮＧ Ａｉ￣ｐｉｎｇꎬ ＹＩＮ Ｍｉｎｇ￣ｈｕａꎬ ＨＯＮＧ Ｓｅｎ￣ｒｏｎｇ∗∗
(Ｃｏｌｌｅｇｅ ｏｆ Ｌｉｆｅ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ Ｓｈａｎｇｒａｏ Ｎｏｒｍａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙꎬ Ｓｈａｎｇｒａｏꎬ Ｊｉａｎｇｘｉ ３３４００１ꎬ Ｃｈｉｎａ)
Ａｂｓｔｒａｃｔ: Ａ ｓｉｍｐｌｅ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ (Ｃｏｌｏｃａｓｉａ ｅｓｃｕｌｅｎｔａ
Ｌ. Ｓｃｈｏｔｔ ｖａｒ. ｃｏｒｍｏｓｕｓ ‘Ｈｏｎｇｙａｙｕ’) ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｉｓ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅｄ. Ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｅｘｃｉｓｅｄ ｆｒｏｍ ８￣
ｗｅｅｋ￣ｏｌｄ ｓｔｏｃｋ ｓｈｏｏｔｓ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｉｎｔｏ ａｌｇｉｎａｔｅ￣ｇｅｌ ｂｅａｄｓ. Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｉｎ ｌｉｑｕｉｄ
ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡꎬ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ ａｎｄ ０􀆰 ３ ｍｏｌ􀅰Ｌ
－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｆｏｒ
２４ ｈꎬ ｔｈｅｎ ｔｈｅｙ ｗｅｒｅ ｌｏａｄｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｍｉｘｔｕｒｅ ｏｆ ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｇｌｙｃｅｒｏｌ ｐｌｕｓ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｆｏｒ ３０ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃ . Ａｆｔｅｒ
ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ＰＶＳ２ ａｔ ２５ ℃ ｆｏｒ ２０ ｍｉｎꎬ ｔｈｅ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ａｎｄ ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｌｕｎｇｅｄ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｉｎｔｏ
ｌｉｑｕｉｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎ. Ａｆｔｅｒ ｒａｐｉｄｌｙ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｉｎ ａ ４０ ℃ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ｆｏｒ ３ ｍｉｎꎬ ＰＶＳ２ ｗａｓ ｄｒａｉｎｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｃｒｙｏｔｕｂｅｓ ａｎｄ
ｒｅｐｌａｃｅｄ ｔｈｉｒｄ ｗｉｔｈ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡꎬ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３
ａｎｄ １􀆰 ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ａｎｄ ｅａｃｈ ｋｅｐｔ ｆｏｒ １０ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃ａｎｄ ｔｈｅｎ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｏｎ ｓｏｌｉｄｉｆｉｅｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅ￣
ｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡ ａｎｄ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ｆｏｒ ３ ｄａｙｓ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ
ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ. Ｔｈｅ ａｖｅｒａｇｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ａｍｏｕｎｔｅｄ ｔｏ ａｂｏｕｔ ８０％. Ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｅｄ ｆｒｏｍ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌｌｙ ｕｎｉｆｏｒｍ. Ｔｈｉｓ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅ ｐｒｏｍｉｓｅｓ ｔｏ ｂｅｃｏｍｅ ａ ｒｏｕｔｉｎｅ ｍｅｔｈｏｄ ｆｏｒ
ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ Ｃｈｉｎｅｓｅ ｇｅｎｕｉｎｅ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ.
植 物 分 类 与 资 源 学 报　 ２０１５ꎬ ３７ (６): ８０１~８１２
Ｐｌａｎｔ Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 ＤＯＩ: １０.７６７７ / ｙｎｚｗｙｊ２０１５１５０６７
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Ｆｕｎｄｉｎｇ: Ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｇｒｏｕｎｄ Ｐｌａｎ Ｐｒｏｊｅｃｔ ｏｆ Ｃｏｌｌｅｇｅ ａｎｄ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｉｎ Ｊｉａｎｇｘｉ Ｐｒｏｖｉｎｃｅ ｉｎ ２０１３ (ＫＪＬＤ１３０８８)ꎻ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ
Ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｓｕｐｐｏｒｔ Ｐｒｏｇｒａｍ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅ ＆ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｄｅｐａｒｔｍｅｎｔ ｏｆ Ｊｉａｎｇｘｉ Ｐｒｏｖｉｎｃｅ (２０１２２ＢＢＦ６０１２６) ａｎｄ Ｎａ￣
ｔｉｏｎａｌ Ｎａｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｆｕｎｄ ｉｎ Ｃｈｉｎａ (３１３６００７２)
Ａｕｔｈｏｒ ｆｏｒ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｅｎｃｅꎻ Ｅ￣ｍａｉｌ: ｈｏｎｇｓｅｎｒｏｎｇ＠１６３􀆰 ｃｏｍ
Ｒｅｃｅｉｖｅｄ ｄａｔｅ: ２０１５－０４－２２ꎬ Ａｃｃｅｐｔｅｄ ｄａｔｅ: ２０１５－０６－２３
作者简介: 王艾平 (１９６１－) 男ꎬ 教授ꎬ 主要从事植物组织培养方面的研究ꎮ
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ: Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎꎻ Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎻ Ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ (Ｃｏｌｏｃａｓｉａ ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ｃｏｒｍｏｓｕｓ ‘Ｈｏｎｇｙ￣
ａｙｕ’)ꎻ Ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ
　 Ｃｏｌｏｃａｓｉａ ｅｓｃｕｌｅｎｔａ Ｌ. Ｓｃｈｏｔｔ ｖａｒ. ｃｏｒｍｏｓｕｓ
‘Ｈｏｎｇｙａｙｕ’ (Ａｒａｃｅａｅ)ꎬ ｋｎｏｗｎ ａｓ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｉｎ
Ｃｈｉｎａꎬ ｉｓ ｏｎｅ ｏｆ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ｅｃｏｎｏｍｉｃａｌｌｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ
ｈｅｒｂａｃｅｏｕｓꎬ ｖｅｇｅｔａｔｉｖｅｌｙ ｐｒｏｐａｇａｔｅｄ ｔｕｂｅｒ ｃｒｏｐ (Ｌｉꎬ
２０１２). Ａｌｌ ｐａｒｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｃｏｒｍꎬ ｓｔａｌｋꎬ
ｌｅａｖｅｓ ａｎｄ ｆｌｏｗｅｒｓ ａｒｅ ｅｄｉｂｌｅ ａｎｄ ｃｏｎｔａｉｎ ａｂｕｎｄａｎｔ
ｓｔａｒｃｈꎬ ｐｒｏｔｅｉｎꎬ ｖｉｔａｍｉｎꎬ ｐｏｌｙｓａｃｃｈａｒｉｄｅｓ ａｎｄ ｖａｒｉ￣
ｏｕｓ ｔｒａｃｅ ｅｌｅｍｅｎｔｓ ａｎｄ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｕｓｅｄ ａｓ ａｎ ｉｍｍｕ￣
ｎｏｓｔｉｍｕｌａｎｔ (Ｊｉａｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２). Ｉｎ ｒｅｃｅｎｔ ｙｅａｒｓꎬ ｉｔ
ｈａｓ ａｌｓｏ ｂｅｃｏｍｅ ａ ｐｏｐｕｌａｒ ｔｏｎｉｃ ａｎｄ ｈｅａｌｔｈ ｆｏｏｄꎬ
ｔｈｅｒｅｆｏｒｅ ｔｈｅ ｄｅｍａｎｄ ｆｏｒ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔｒａｏ ｈａｓ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ
ｄｒａｍａｔｉｃａｌｌｙ. Ｉｎ Ｃｈｉｎａꎬ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ Ｌ. Ｓｃｈｏｔｔ ｖａｒ.
ｃｏｒｍｏｓｕｓ ‘Ｈｏｎｇｙａｙｕ’ ｉｓ ａ ｇｅｎｕｉｎｅ ｔａｒｏ ｂｅｌｏｎｇ ｔｏ
Ｙａｎｓｈａｎ Ｃｏｕｎｔｙꎬ Ｓｈａｎｇｒａｏ Ｃｉｔｙꎬ Ｊｉａｎｇｘｉ Ｐｒｏｖｉｎｃｅ
ａｎｄ ｍａｉｎｌｙ ｃｕｌｔｉｖａｔｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｓｏｕｔｈｅａｓｔ ｏｆ Ｃｈｉｎａ (Ｘｉ￣
ａｏꎬ ２００６)ꎬ Ｙａｎｓｈａｎ Ｃｏｕｎｔｙ ｉｓ ｔｈｅ ｏｎｌｙ ｃｏｕｎｔｙ ｒｅｄ
ｂｕｄ ｔａｒｏ ｇｒｅｅｎ ｆｏｏｄ ｒａｗ ｍａｔｅｒｉａｌ ｓｔａｎｄａｒｄ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ
ｂａｓｅꎬ ｗｈｏｓｅ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｗａｓ ａｗａｒｄｅｄ ｎａｔｉｏｎａｌ ｐｏｌ￣
ｌｕｔｉｏｎ￣ｆｒｅｅ ｇｒｅｅｎ ｆｏｏｄ ｃｅｒｔｉｆｉｃａｔｅ. Ａｔ ｐｒｅｓｅｎｔꎬ ｔｈｅ
ｐｌａｎｔｉｎｇ ａｒｅａ ｏｆ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｉｎ Ｙａｎｓｈａｎ Ｃｏｕｎｔｙ ｉｓ
６８ × １０４ ｈａꎬ ｗｉｔｈ ａｎ ａｎｎｕａｌ ｏｕｔｐｕｔ ｏｆ １５０ ０００ ｔｏｎｓ.
Ｙａｎｓｈａｎ Ｃｏｕｎｔｙ ｈａｓ ｂｅｃｏｍｅ ｔｈｅ ｂｉｇｇｅｓｔ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ
ｂａｓｅ ｉｎ Ｅａｓｔ Ｃｈｉｎａ ａｒｅａ.
Ａｓ ｗｉｔｈ ａｎｙ ｃｌｏｎａｌｌｙ ｐｒｏｐａｇａｔｅｄ ｃｒｏｐꎬ ｇｅｒｍ￣
ｐｌａｓｍ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ｏｆ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ａｒｅ ｍａｉｎｌｙ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ
ｖｅｇｅｔａｔｉｖｅｌｙ ｉｎ ｆｉｅｌｄ ｇｅｎｅ ｂａｎｋｓ ｏｒ ｇｒｅｅｎｈｏｕｓｅ. Ｊｉａｎ￣
ｇｔｉａｎ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｌｉｍｉｔｅｄ
ｃｏｍｐａｎｙ ｉｎ Ｙａｎｓｈａｎ Ｃｏｕｎｔｙ ｏｆ Ｊｉａｎｇｘｉ Ｐｒｏｖｉｎｃｅ ｈａｓ
ａ ｂｒｅｅｄｉｎｇ ｐｒｏｊｅｃｔ ｏｆ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ (Ｌｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９).
Ｉｎ ｔｈｉｓ ｃａｓｅꎬ ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｖａｌｕａｂｌｅ ｍａｔｅｒｉａｌｓ ａｒｅ ｏｆｔｅｎ
ｅｘｐｏｓｅｄ ｔｏ ｐｅｓｔｓꎬ ｄｉｓｅａｓｅｓꎬ ａｎｄ ｓｏｉｌ ｏｒ ｃｌｉｍａｔｉｃ ｓｔｒｅｓ￣
ｓｅｓ. Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｒｏｕｔｉｎｅ ｍａｉｎｔｅｎａｎｃｅ ｏｆ ｐｌａｎｔｓ ｉｎ
ｆｉｅｌｄ ｇｅｎｅ ｂａｎｋｓ ｉｓ ｈｉｇｈｌｙ ｅｘｐｅｎｓｉｖｅ ｄｕｅ ｔｏ ｔｈｅ ｌａｒｇｅ
ｓｉｚｅ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ｐｌａｎｔｓ. Ｔｈｅｒｅ ｉｓ ａ ｇｒｏｗｉｎｇ ｎｅｅｄ ｆｏｒ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｇｅｒｍｐｌａｓｍ ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｒｅｄ
ｂｕｄ ｔａｒｏ.
Ｆｏｒ ｍａｎｙ ｃｒｏｐｓꎬ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｉｓ ｃｕｒｒｅｎｔｌｙ
ｂｅｉｎｇ ａｐｐｌｉｅｄ ｔｏ ｏｖｅｒｃｏｍｅ ｔｈｅ ｌｉｍｉｔａｔｉｏｎｓ ｅｎｃｏｕｎ￣
ｔｅｒｅｄ ｂｙ ｔｒａｄｉｔｉｏｎａｌ ｇｅｒｍｐｌａｓｍ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ
ｉｎ ｆｉｅｌｄ (Ｅｎｇｅｌｍａｎｎ￣Ｓｙｌｖｅｓｔｒｅ ａｎｄ Ｅｎｇｅｌｍａｎｎꎬ ２０１５).
Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎꎬ ｉ􀆰 ｅ. ｓｔｏｒａｇｅ ａｔ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｆ
ｌｉｑｕｉｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎꎬ ｉｓ ａｎ ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇｌｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ａｓｐｅｃｔ
ｏｆ ｐｌａｎｔ ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ｓｉｎｃｅꎬ ｉｎ ｔｈｅ ｆｕｔｕｒｅ ｉｔ ｗｉｌｌ ｂｅ
ｎｅｃｅｓｓａｒｙ ｔｏ ｅｓｔａｂｌｉｓｈ ｓａｆｅ ｒｅｐｏｓｉｔｏｒｉｅｓ ｆｏｒ ｐａｔｅｎｔｅｄ
ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｏｆ ｃｏｍｍｅｒｃｉａｌ ｉｎｔｅｒｅｓｔ ( Ｌｉｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１５ꎻ
Ｖｉｅｉｒａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１５). Ｆｕｒｔｈｅｒꎬ ｔｈｉｓ ｍｅｔｈｏｄ ｅｎａｂｌｅｓ
ｕｓ ｔｏ ｐｒｅｓｅｒｖｅ ｔｉｓｓｕｅ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｗｉｔｈ ｖａｌｕａｂｌｅ ｍｏｒｐｈｏ￣
ｇｅｎｅｔｉｃ ｏｒ ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｔｒａｉｔｓ (Ｐａｎｔａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１５).
Ｉｎ ｒｅｃｅｎｔ ｙｅａｒｓꎬ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅｓ
ｓｕｃｈ ａｓ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎꎬ ｄｒｏｐ￣
ｌｅｔ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｈａｖｅ
ｂｅｅｎ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ (Ｓａｋａｉ ａｎｄ Ｅｎｇｅｌｍａｎｎꎬ ２００７ꎻ Ｋａｃ￣
ｚｍａｒｃｚｙｋ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ꎻ Ｔａｈｔａｍｏｕｎｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１５ꎻ
Ｇａｎｔａｉｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１５). Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ
ｇｅｎｅｒａｌｌｙ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅꎬ ｌｏａｄｉｎｇꎬ ｄｅｈｙｄｒａ￣
ｔｉｏｎꎬ ｃｏｏｌｉｎｇꎬ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ａｎｄ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅꎬ ｉｓ ａ ｓｉｍ￣
ｐｌｉｆｉｅｄ ｃｒｙｏｓｔｏｒａｇｅ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅ ｂｅｃａｕｓｅ ｉｔ ｄｏｅｓ ｎｏｔ ｒｅ￣
ｑｕｉｒｅ ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ ｅｘｐｅｎｓｉｖｅ ｃｏｏｌｉｎｇ ｄｅｖｉｃｅｓ (Ｓｈｉｎ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２０１４) ａｎｄ ｔｈｅ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｍａｔｅｒｉａｌｓ ａｒｅ ｍｕｃｈ
ｅａｓｉｅｒ ｔｏ ｍａｎｉｐｕｌａｔｅ ａｎｄ ｐｅｒｍｉｔ ｇｒｅａｔｅｒ ｆｌｅｘｉｂｉｌｉｔｙ ｉｎ
ｈａｎｄｌｉｎｇ ｌａｒｇｅ ａｍｏｕｎｔｓ ｏｆ ｍａｔｅｒｉａｌ ( Ｓｈａｒａｆ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１２ꎻ Ｇｏｇｏｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２). Ｒｅｃｅｎｔｌｙ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒ￣
ｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｈａｓ ｂｅｅｎ ａｐｐｌｉｅｄ
ｔｏ ａ ｗｉｄｅ ｒａｎｇｅ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ ｓｕｃｈ ａｓ ａｐｐｌｅ
(Ｐａｕｌꎬ ２０００)ꎬ ｍｉｎｔ (Ｈｉｒａｉ ａｎｄ Ｓａｋａｉꎬ １９９９ａ)ꎬ
ｐｏｔａｔｏ (Ｈｉｒａｉ ａｎｄ Ｓａｋａｉꎬ １９９９ｂ)ꎬ ｓｔｒａｗｂｅｒｒｙ (Ｈｉｒａｉ
ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９８)ꎬ ‘Ｔｒｏｙｅｒ’ ｃｉｔｒａｎｇｅ (Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００２)ꎬ
ｃａｓｓａｖａ (Ｃｈａｒｏｅｎｓｕｂ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４)ꎬ ｃａｒｎａｔｉｏｎ (Ｈａｌ￣
ｍａｇｙｉ ａｎｄ Ｄｅｌｉｕꎬ ２００７).
Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｈａｓ ａｌｓｏ ｂｅｅｎ ａｐｐｌｉｅｄ ｔｏ ｔａｒｏ
ｇｅｎｅｔｉｃ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ. Ｓｈｉｍｏｎｉｓｈｉ ｅｔ ａｌ. ( １９９３) ｒｅｐｏｒｔ
ｆｏｒ ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ｔｉｍｅ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｔａｒｏ ｅｍｂｒｙｏ￣
ｇｅｎｉｃ ｃａｌｌｕｓ ｂｙ ｓｌｏｗ ｃｏｏｌｉｎｇ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ａｒｅ
ｂｅｔｔｅｒ ｍａｔｅｒｉａｌｓ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｃｅｌｌ ａｎｄ ｃａｌｌｕｓ ｃｕｌ￣
ｔｕｒｅｓ ｂｅｃａｕｓｅ ｔｈｅｙ ｒｅｓｕｌｔ ｉｎ ｔｒｕｅ￣ｔｏ￣ｔｙｐｅ ｐｒｏｇｅｎｙ ｉｎ
ｈｉｇｈｅｒ ｆｒｅｑｕｅｎｃｙ ｔｈａｎ ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｃｅｌｌｓ ａｎｄ ｃａｌｌｕｓ ａｎｄ
ｈａｖｅ ｎｏ ｇｅｎｅｔｉｃ ｃｈａｎｇｅｓ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈ ｐｈａｓｅ ｂｅ￣
ｆｏｒｅ ａｎｄ ａｆｔｅｒ ｓｔｏｒａｇｅ (Ｓｈａｒａｆ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２). Ｉｎ ｒｅ￣
２０８　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３７卷
ｃｅｎｔ ｙｅａｒｓꎬ ｔｈｅ ｕｓｅ ｏｆ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｆｏｒ ｇｅｒｍｐｌａｓｍ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｈａｓ ｂｅｅｎ ａｃｈｉｅｖｅｄ ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ
(Ｔａｋａｇｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９４ꎬ １９９７ꎬ １９９８ꎻ Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００６) ａｎｄ ｂｙ ｄｒｏｐｌｅｔ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ( Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００８).
Ａｆｔｅｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｔｈｅ
ａｖｅｒａｇｅ ｒａｔｅ ｏｆ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ａｍｏｕｎｔｅｄ ｔｏ ａ￣
ｒｏｕｎｄ ８０％ (Ｔａｋａｇｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９７). Ｗｈｉｌｅ ｔｈｅ ｂｅｓｔ
ｍｅａｎ ｒｅｃｏｖｅｒｉｅｓ ｆｏｒ ｔｈｒｅｅ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ ｏｆ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｔａｒｏ
(Ｃｏｌｏｃａｓｉａ ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ｓｃｕｌｅｎｔａ (Ｌ.) Ｓｃｈｏｔｔ) ｗｅｒｅ
ｏｎｌｙ ２１％ꎬ ２９％ ａｎｄ ３０％ ｆｏｒ Ｅ３９９ꎬ ＣＰＵＫ ａｎｄ
ＴＮＳꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ ａｎｄ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａ￣
ｔｉｏｎ ｗａｓ ｅｖａｌｕａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｆｉｖｅ ｏｔｈｅｒ ｔａｒｏ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ ｗｉｔｈ
ｎｏ ｓｕｃｃｅｓｓ (Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６). Ｔｈｅ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ
ｔｈｅ ｄｒｏｐｌｅｔ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅ ｔｏ
ｔａｒｏ ａｃｃｅｓｓｉｏｎｓ ｆｒｏｍ ａ ｒａｎｇｅ ｏｆ Ａｓｉａ Ｐａｃｉｆｉｃ ｃｏｕｎｔｒｉｅｓ
ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｍｐｒｏｖｅ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｔｈｅ ｍｅａｎ ｐｏｓｔ￣ｔｈａｗ
ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅｓ ｔｏ ７３％ － １００％ ｆｒｏｍ ２１％ － ３０％ ｏｂ￣
ｔａｉｎｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｃｒｙｏ￣ｖｉａｌ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｐｒｏｔｏｃｏｌ (Ｓａｎｔ
ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８). Ｔｈｅｒｅｆｏｒｅꎬ ｆｏｒ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｖａｒｉｅｔｉｅｓ ｏｆ
ｔａｒｏꎬ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅｓ ｎｅｅｄ ｆｕｒ￣
ｔｈｅｒ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｏ ｏｕｒ ｋｎｏｗｌｅｄｇｅꎬ ｔｈｅｒｅ
ａｒｅ ｎｏ ｒｅｐｏｒｔｓ ｏｎ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｔｈｅ ｏｂｊｅｃ￣
ｔｉｖｅ ｏｆ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙ ｗａｓꎬ ｔｈｅｒｅｆｏｒｅꎬ ｔｏ ｄｅｖｅｌｏｐ ａ
ｓｉｍｐｌｅ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ｍｅｔｈｏｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ Ｌ. Ｓｃｈｏｔｔ ｖａｒ. ｃｏｒｍｏｓｕｓ
‘Ｈｏｎｇｙａｙｕ’ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ.
１　 Ｍａｔｅｒｉａｌｓ ａｎｄ ｍｅｔｈｏｄｓ
１􀆰 １　 Ｐｌａｎｔ ｍａｔｅｒｉａｌｓ ａｎｄ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｃｕｌｔｕｒｅ
Ｆｉｅｌｄ￣ｇｒｏｗｎ ｃｏｒｍｅｌｓ ｏｆ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ Ｌ. Ｓｃｈｏｔｔ
ｖａｒ. ｃｏｒｍｏｓｕｓ ‘Ｈｏｎｇｙａｙｕ’ ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｆｒｏｍ Ｊｉａｎ￣
ｇｔｉａｎ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｌｉｍｉｔｅｄ
ｃｏｍｐａｎｙꎬ Ｙａｎｓｈａｎ Ｃｏｕｎｔｙꎬ Ｊｉａｎｇｘｉ Ｐｒｏｖｉｎｃｅꎬ Ｃｈｉｎａ.
Ｆｉｒｓｔｌｙꎬ ｔｈｅ ｃｏｒｍｅｌｓ ｗｅｒｅ ｉｍｍｅｒｓｅｄ ｉｎ ７０％ ｅｔｈａｎｏｌ
ｆｏｒ ２０ ｓ ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｂｙ ０􀆰 １％ ＨｇＣｌ２ ｆｏｒ １２ ｍｉｎ ａｎｄ
ｗａｓｈｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ ｗｉｔｈ ｓｔｅｒｉｌｅ ｄｉｓｔｉｌｌｅｄ ｗａｔｅｒ ｒｅ￣
ｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｓｔｏｃｋ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｏｆ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ Ｌ.
Ｓｃｈｏｔｔ ｖａｒ. ｃｏｒｍｏｓｕｓ ‘Ｈｏｎｇｙａｙｕ’ ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｂｙ
ｃｕｌｔｕｒｉｎｇ ０􀆰 ３－０􀆰 ６ ｍｍ￣ｌｏｎｇ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓꎬ ｉｓｏｌａｔｅｄ ｆｒｏｍ
ｓｔｅｒｉｌｉｚｅｄ ｃｏｒｍｅｌｓ (Ｔａｋａｇｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９７) ａｎｄ ｐｒｏｐａ￣
ｇａｔｅｄ ｏｎ ｓｏｌｉｄｉｆｉｅｄ ＭＳ (Ｍｕｒａｓｈｉｇｅ ａｎｄ Ｓｋｏｏｇꎬ １９６２)
ｂａｓａｌ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ
０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡꎬ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ꎬ ２０ ｇ􀅰Ｌ
－１ ｓｕ￣
ｃｒｏｓｅ ａｎｄ ６􀆰 ５ ｇ􀅰Ｌ－１ ａｇａｒ ａｔ ｐＨ ５􀆰 ８ (Ｌｉꎬ ２０１２).
Ｓｈｏｏｔｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ ｓｔｏｃｋ ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｐｒｏ￣
ｌｉｆｅｒａｔｅｄ ｏｎ ｓｏｌｉｄｉｆｉｅｄ ＭＳ ｂａｓａｌ ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ３
ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡꎬ ２０ ｇ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ
ａｎｄ ６􀆰 ５ ｇ􀅰Ｌ－１ ａｇａｒ ａｔ ｐＨ ５􀆰 ８ (Ｌｉꎬ ２０１２ꎻ Ｔａｋａｇｉ ｅｔ
ａｌ.ꎬ １９９７). Ｔｈｅ ｓｈｏｏｔｓ ｃｏｎｓｔｉｔｕｔｅｄ ｔｈｅ ｓｔｏｃｋ ｍａｔｅｒｉ￣
ａｌｓ ｕｓｅｄ ｆｏｒ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｗｅｒｅ ｓｕｂ￣
ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｅｖｅｒｙ ８ ｗｅｅｋｓ. Ａｌｌ ｏｆ ｔｈｅ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｗｅｒｅ
ｍａｉｎｔａｉｎｅｄ ａｔ ａ ｃｏｎｓｔａｎｔ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｆ ２５ ℃ ａｎｄ
ｅｘｐｏｓｅｄ ｔｏ ａ １６ / ８￣ｈ ( ｌｉｇｈｔ / ｄａｒｋ) ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ｗｉｔｈ
ａ ｌｉｇｈｔ ｉｎｔｅｎｓｉｔｙ ｏｆ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ ｓ－１ ｐｒｏｖｉｄｅｄ ｂｙ
ｃｏｏｌ￣ｗｈｉｔｅ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｔ ｔｕｂｅｓ. Ｉｍｍｅｄｉａｔｅｌｙ ｐｒｉｏｒ ｔｏ
ｕｓｅꎬ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓꎬ ０􀆰 ８－１􀆰 ０ ｍｍ ｌｏｎｇ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ １ ｌｅａｆ
ｐｒｉｍｏｒｄｉａꎬ ｗｅｒｅ ｅｘｃｉｓｅｄ ｆｒｏｍ ａｘｉｌｌａｒｙ ｂｕｄｓ ｏｆ ８￣
ｗｅｅｋ￣ｏｌｄ ｓｔｏｃｋ ｓｈｏｏｔｓ (Ｔａｋａｇｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９７ꎻ Ｓａｎｔ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２００６ꎬ ２００８).
１􀆰 ２　 Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ
Ｅｘｃｉｓｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｓｕｓｐｅｎｄｅｄ ｉｎ ｃａｌｃｉｕｍ￣
ｆｒｅｅ ＭＳ ｉｎｏｒｇａｎｉｃ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ２％
Ｎａ￣ａｌｇｉｎａｔｅ ａｎｄ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ. Ｔｈｅ ｍｉｘｔｕｒｅ
ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗａｓ ｄｉｓｐｅｎｓｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｓｔｅｒｉｌｅ ｐｉ￣
ｐｅｔｔｅ ｉｎｔｏ ０􀆰 １ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ＣａＣｌ２ ｐｌｕｓ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ
－１ ｓｕ￣
ｃｒｏｓｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｆｏｒ ３０ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃ ｔｏ ｆｏｒｍ Ｃａ￣ａｌｇｉｎａｔｅ
ｂｅａｄｓ ( ４ ｍｍ ｉｎ ｄｉａｍｅｔｅｒ) . Ｅａｃｈ ｂｅａｄ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ
ｏｎｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐ. Ｔｈｅｓｅ ｂｅａｄｓ ｗｅｒｅ ｓｕｒｆａｃｅ￣ｄｒｉｅｄ ｂｙ
ｐｌａｔｉｎｇ ｔｈｅｍ ｏｎ ａ ｓｔｅｒｉｌｉｚｅｄ ｆｉｌｔｅｒ ｐａｐｅｒ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｐｒｅ￣
ｃｕｌｔｕｒｅｄ.
Ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ａｆｔｅｒ ｂｅｉｎｇ ｅｘｃｉｓｅｄ
ｆｒｏｍ ８￣ｗｅｅｋ￣ｏｌｄ ｓｔｏｃｋ ｓｈｏｏｔｓ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｉｎｔｏ
ａｌｇｉｎａｔｅ￣ｇｅｌ ｂｅａｄｓ. Ｔｈｅ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｐａｒａｍｅｔｅｒｓ ｏｆ ｔｈｅ
ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｗｅｒｅ ｓｔｕｄｉｅｄ:
(１) Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｐｒｅｃｕｌ￣
ｔｕｒｅ ｍｅｄｉｕｍ: Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｒｅｃｕｌ￣
ｔｕｒｅｄ ｉｎ ａ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｖａｒｉｏｕｓ ｃｏｎ￣
ｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ (０ꎬ ０􀆰 １５ꎬ ０􀆰 ３ꎬ ０􀆰 ４５ꎬ ０􀆰 ６
ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ) ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ
０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡꎬ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ ｆｏｒ ２４ ｈ.
(２) Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｄｕｒａｔｉｏｎ: Ｅｎ￣
ｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｉｎ ａ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ
３０８６期　 　 　 　 　 ＷＡＮＧ Ａｉ￣ｐｉｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣Ｇｒｏｗｎ Ｓｈｏｏｔ Ｔｉｐｓ ｏｆ Ｒｅｄ Ｂｕｄ Ｔａｒｏ ｂｙ 􀆺　 　 　 　 　 　
ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ０􀆰 ３ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎ￣
ｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡꎬ ０􀆰 １
ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ ｆｏｒ ０ꎬ １２ꎬ ２４ꎬ ４８ꎬ ６０ ｈ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ.
Ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｌｏａｄｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｍｉｘ￣
ｔｕｒｅ ｏｆ ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｇｌｙｃｅｒｏｌ ｐｌｕｓ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ
ａｔ ２５ ℃ ｆｏｒ ０ꎬ １０ꎬ ２０ꎬ ３０ꎬ ４０ꎬ ５０ꎬ ６０ ｍｉｎ ｒｅｓｐｅｃ￣
ｔｉｖｅｌｙ. Ｃｒｙｏｐｒｏｔｅｃｔｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ａ
２ ｍＬ ｐｌａｓｔｉｃ ｃｒｙｏｔｕｂｅ (Ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ５ ｂｅａｄｓ) ａｎｄ １
ｍＬ￣ＰＶＳ２ ｗａｓ ｔｈｅｎ ａｄｄｅｄ.
Ｔｈｅ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｐａｒａｍｅｔｅｒｓ ｏｆ ｔｈｅ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｐｒｏ￣
ｔｏｃｏｌ ｗｅｒｅ ｓｔｕｄｉｅｄ:
(３) Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｄｕｒａｔｉｏｎ ａｔ ２５ ℃:
Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄꎬ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ａｎｄ ｌｏａｄｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ
ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＰＶＳ２ ａｔ ２５ ℃ ｆｏｒ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｉｎｔｅｒｖａｌｓ
(０ꎬ １０ꎬ ２０ꎬ ３０ꎬ ４０ꎬ ５０ꎬ ６０ ｍｉｎ).
(４) Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｄｕｒａｔｉｏｎ ａｔ ０ ℃: Ｅｎ￣
ｃａｐｓｕｌａｔｅｄꎬ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ａｎｄ ｌｏａｄｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ
ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＰＶＳ２ ａｔ ０ ℃ ｆｏｒ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｎｇｔｈｓ ｏｆ
ｔｉｍｅ (０ꎬ １０ꎬ ２０ꎬ ３０ꎬ ４０ꎬ ５０ꎬ ６０ ｍｉｎ).
Ａｆｔｅｒ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ＰＶＳ２ꎬ ｔｈｅ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ
ａｎｄ ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｌｕｎｇｅｄ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｉｎｔｏ
ｌｉｑｕｉｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎ (ＬＮ) ｆｏｒ １ ｄ.
Ａｆｔｅｒ ｒａｐｉｄｌｙ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｉｎ ａ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ａｔ ２５ ℃ꎬ
４０ ℃ ａｎｄ ４５ ℃ ｆｏｒ ３ ｍｉｎ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙꎬ ＰＶＳ２ ｗａｓ
ｄｒａｉｎｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｃｒｙｏｔｕｂｅｓ ａｎｄ ｗａｓｈｅｄ ｔｈｉｒｄ ｗｉｔｈ
ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｖａｒｉｏｕｓ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ
ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ (０ꎬ ０􀆰 ４ꎬ ０􀆰 ８ꎬ １􀆰 ２ꎬ １􀆰 ６ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１) ｓｕｐ￣
ｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡꎬ
０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ (ｐＨ ５􀆰 ８) ａｎｄ ｅａｃｈ ｋｅｐｔ ｆｏｒ １０ ｍｉｎ
ａｔ ２５ ℃ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｏｎ ｓｏｌｉｄｉｆｉｅｄ ＭＳ ｍｅ￣
ｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ５ ｍｇ
􀅰Ｌ－１ ＩＢＡ ａｎｄ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ . Ｔｈｅ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｐａｒａｍ￣
ｅｔｅｒｓ ｏｆ ｔｈｅ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｗｅｒｅ ｓｔｕｄｉｅｄ:
(５) Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ３￣ｄａｙ ｄａｒｋ ｃｕｌｔｕｒｅ ｐｒｉｏｒ ｔｏ １６ ｈ
ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ: Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄꎬ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄꎬ ｌｏａｄｅｄꎬ ｄｅ￣
ｈｙｄｒａｔｅｄꎬ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄꎬ ｔｈａｗｅｄꎬ ｌｏａｄｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ
ｗｅｒｅ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ｆｏｒ ３ ｄａｙｓ ａｎｄ ｔｈｅｎ
ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ (ｕｎｄｅｒ １６ ｈ ｐｈｏｔｏ￣
ｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ｓ－１).
(６) Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ １６ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ｗｉｔｈｏｕｔ ３ ｄａｙ
ｄａｒｋ ｃｕｌｔｕｒｅ: Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄꎬ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄꎬ ｌｏａｄｅｄꎬ
ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄꎬ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄꎬ ｔｈａｗｅｄꎬ ｕｎｌｏａｄｅｄ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｕｎｄｅｒ １６ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉ￣
ｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ｓ－１ .
Ｓｕｒｖｉｖｉｎｇ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｏｌｉｄｉ￣
ｆｉｅｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ３ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡ ａｎｄ ０􀆰 ５
ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ｕｎｄｅｒ １６ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰
ｍ－２ ｓ－１ ｆｏｒ ｓｈｏｏｔ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ａｆｔｅｒ ｏｎｅ ｍｏｎｔｈ ｔｈｅ
ｓｈｏｏｔｓ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｏｌｉｄｉｆｉｅｄ ｈｏｒｍｏｎｅ￣ｆｒｅｅ ＭＳ ｒｏｏ￣
ｔｉｎｇ ｍｅｄｉｕｍ ｕｎｄｅｒ １６ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰
ｍ－２ ｓ－１ . Ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｗａｓ ｅｓｔｉｍａｔｅｄ ａｓ ｔｈｅ ｐｅｒ￣
ｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ ｔｈｅ ｔｏｔａｌ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｔｈａｔ ｄｅｖｅｌ￣
ｏｐｅｄ ａ ｐｌａｎｔｌｅｔ ａｆｔｅｒ ４ ｍｏｎｔｈｓ ｃｕｌｔｕｒｅ.
Ｔｈｅ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ａｎｄ ｐｌａｎｔ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅ￣
ｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗａｓ ｓｔｕｄｉｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｔｗｏ
ｇｒｏｕｐｓ:
(７) Ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｇｒｏｕｐ: Ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｅｘｃｉｓｅｄ
ｆｒｏｍ ８￣ｗｅｅｋ￣ｏｌｄ ｓｔｏｃｋ ｓｈｏｏｔｓ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｉｎｔｏ
ａｌｇｉｎａｔｅ￣ｇｅｌ ｂｅａｄｓ. Ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｒｅ￣
ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｉｎ ａ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ０􀆰 ３ ｍｏｌ
􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ
０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡꎬ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ ｆｏｒ ２４ ｈ ａｎｄ
ｔｈｅｎ ｌｏａｄｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｍｉｘｔｕｒｅ ｏｆ ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｇｌｙｃｅｒｏｌ
ｐｌｕｓ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｆｏｒ ３０ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃ . Ｃｒｙｏ￣
ｐｒｏｔｅｃｔｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ａ ２ ｍＬ ｐｌａｓ￣
ｔｉｃ ｃｒｙｏｔｕｂｅ ａｎｄ ＰＶＳ２ ｗａｓ ｔｈｅｎ ａｄｄｅｄ. Ａｆｔｅｒ ｄｅｈｙ￣
ｄｒａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ＰＶＳ２ ａｔ ２５ ℃ ｆｏｒ ２０ ｍｉｎꎬ ｔｈｅ ｅｎｃａｐｓｕ￣
ｌａｔｅｄ ａｎｄ ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｌｕｎｇｅｄ ｄｉｒｅｃｔｌｙ
ｉｎｔｏ ｌｉｑｕｉｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎ (ＬＮ) ｆｏｒ １ ｄ. Ａｆｔｅｒ ｒａｐｉｄｌｙ ｒｅ￣
ｗａｒｍｉｎｇ ｉｎ ａ ４０ ℃ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ｆｏｒ ３ ｍｉｎꎬ ＰＶＳ２ ｗａｓ
ｄｒａｉｎｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｃｒｙｏｔｕｂｅｓ ａｎｄ ｒｅｐｌａｃｅｄ ｔｈｉｒｄ ｗｉｔｈ
ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１
６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡꎬ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ ａｎｄ １􀆰 ２
ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ( ｐＨ ５􀆰 ８) ａｎｄ ｅａｃｈ ｋｅｐｔ ｆｏｒ １０
ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｏｎ ｓｏｌｉｄｉｆｉｅｄ ＭＳ
ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ５
ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡ ａｎｄ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ｆｏｒ ３
ｄａｙｓ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ (ｕｎ￣
ｄｅｒ １６ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ｓ－１). Ｓｕｒｖｉｖｉｎｇ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｏｌｉｄｉｆｉｅｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ
ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ３ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡ ａｎｄ ０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ
ｕｎｄｅｒ １６ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ｓ－１ ｆｏｒ ｇｒｏｗｔｈ
ａｎｄ ａｆｔｅｒ ｏｎｅ ｍｏｎｔｈ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔｓ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｏｌｉｄｉ￣
ｆｉｅｄ ｈｏｒｍｏｎｅ￣ｆｒｅｅ ＭＳ ｒｏｏｔｉｎｇ ｍｅｄｉｕｍ ｕｎｄｅｒ １６ ｈ
４０８　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３７卷
ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ｓ－１ .
(８ ) Ｃｏｎｔｒｏｌ ｇｒｏｕｐ: Ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｅｘｃｉｓｅｄ
ｆｒｏｍ ８￣ｗｅｅｋ￣ｏｌｄ ｓｔｏｃｋ ｓｈｏｏｔｓ ａｎｄ ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｏｎ ｓｏｌｉｄｉ￣
ｆｉｅｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣
ＢＡꎬ ０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡ ａｎｄ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ ｉｎ ｔｈｅ
ｄａｒｋ ｆｏｒ ３ ｄａｙｓ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ ｃｏｎ￣
ｄｉｔｉｏｎｓ ( ｕｎｄｅｒ １６ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２
ｓ－１). Ｓｕｒｖｉｖｉｎｇ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｏｌｉｄｉ￣
ｆｉｅｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ３ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡ ａｎｄ ０􀆰 ５
ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ｕｎｄｅｒ １６ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰
ｍ－２ ｓ－１ ｆｏｒ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ａｆｔｅｒ ｏｎｅ ｍｏｎｔｈ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔｓ
ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｏｌｉｄｉｆｉｅｄ ｈｏｒｍｏｎｅ￣ｆｒｅｅ ＭＳ ｒｏｏｔｉｎｇ ｍｅ￣
ｄｉｕｍ ｕｎｄｅｒ １６ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ｓ－１ .
Ａｆｔｅｒ ４ ｍｏｎｔｈｓ ｃｕｌｔｕｒｅꎬ ｖａｒｉｏｕｓ ｐｈｅｎｏｔｙｐｉｃ ｃｈａｒ￣
ａｃｔｅｒｉｓｔｉｃｓ (ｈｅｉｇｈｔ ｏｆ ｐｌａｎｔｌｅｔꎬ ｌｅｎｇｔｈ ｏｆ ｒｏｏｔꎬ ｎｕｍ￣
ｂｅｒ ｏｆ ｒｏｏｔꎬ ａｎｄ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｌｅａｆ) ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｅｄ
ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｇｒｏｕｐ ａｎｄ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｇｒｏｕｐ
ｗｅｒｅ ｅｓｔｉｍａｔｅｄ.
１􀆰 ３　 Ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ ａｎａｌｙｓｉｓ
Ｅａｃｈ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｉｎｃｌｕｄｅｄ ａｔ
ｌｅａｓｔ １５ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ. Ｅａｃｈ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ
ｗａｓ ｒｅｐｅａｔｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ. Ａｌｌ ｄａｔａ ｗｅｒｅ ｓｕｂｊｅｃｔｅｄ ｔｏ
ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｖａｒｉａｎｃｅ (ｏｎｅ ｗａｙ ＡＮＯＶＡ) ａｎｄ ｓｉｇｎｉｆｉ￣
ｃａｎｃｅ (Ｐ < ０􀆰 ０５) ｗａｓ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｗｉｔｈ Ｄｕｎｃａｎ’ ｓ
ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｒａｎｇｅ ｔｅｓｔ. Ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ ｔｅｓｔｓ ｗｅｒｅ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ
ｂｙ ｔｈｅ ｈｅｌｐ ｏｆ ＳＰＳＳ ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ ｐａｃｋａｇｅ ｖｅｒｓｉｏｎ １９􀆰 ０.
２　 Ｒｅｓｕｌｔｓ
２􀆰 １　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｄｕｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎ￣
ｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｍｅｄｉｕｍ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ
Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ (Ｆｉｇ􀆰 １) ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅ ｔｈａｔ ｈｉｇｈ ｓｕ￣
ｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ (０􀆰 ３ － ０􀆰 ４５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１) ｄｕｒｉｎｇ
ｐｒｅｃｕｌｕｒｅ ｉｍｐｒｏｖｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ａｆｔｅｒ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ. Ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅｓ ａｂｏｖｅ ８０％ ｗｅｒｅ ｏｎｌｙ
ｎｏｔｅｄ ｗｉｔｈ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ０􀆰 ３ ｔｏ ０􀆰 ４５ ｍｏｌ
􀅰Ｌ－１ . Ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ８２􀆰 ５％ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｗｉｔｈ ０􀆰 ３
ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｄｉｆｆｅｒｅｄ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｆｒｏｍ ｔｈａｔ ｎｏｔ￣
ｅｄ ｗｉｔｈ ｏｔｈｅｒ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓꎬ ａｎｄ ０􀆰 ３ ｍｏｌ􀅰
Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃａｎ ｔｈｕｓ ｂｅ ｃｏｎｓｉｄｅｒｅｄ ｏｐｔｉｍａｌ ｆｏｒ ｒｅ￣
ｇｒｏｗｔｈ. Ｓｕｒｖｉｖａｌ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｔｏ ３７􀆰 ６％ ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｃｅ
ｏｆ ０􀆰 ６ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ａｎｄ ｔｏ ２１􀆰 ５％ ｗｉｔｈ ０ ｍｏｌ􀅰
Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ａｎｄ ｔｏ ４２􀆰 １％ ｗｉｔｈ ０􀆰 １５ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ.
Ｔｈｕｓꎬ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｕｓｉｎｇ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ
０􀆰 ３ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１
６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡꎬ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ ｆｏｒ ２４ ｈ
ｗａｓ ａｎ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｓｔｅｐ ｆｏｒ ｔｈｅ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒ￣
ｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ.
Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 ２ꎬ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｗｉｔｈ
ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｔｉｍｅꎬ ｈｉｇｈｅｓｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｗａｓ
ａｃｈｉｅｖｅｄ (８４􀆰 ２％) ｗｈｅｎ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｉｎｇ ｆｏｒ ２４ ｈꎬ ａｎｄ
ｔｈｅｎ ｒａｐｉｄｌｙ ｄｅｃｌｉｎｅｄ ｗｈｅｎ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｉｎｇ ｆｏｒ ４８ ｈ ｏｒ
６０ ｈ. Ａｔ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｔｉｍｅꎬ Ｔｈｅ ｂｅｎｅｆｉｔ ｏｆ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｅｆｏｒｅ ｔｈｅｉｒ ｌｏａｄｉｎｇ ｗａｓ ａｌｓｏ ｔｅｓｔｅｄ ｕｓｉｎｇ
ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｖａｒｉｏｕｓ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ
ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ
０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡꎬ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＧＡ３ ｆｏｒ ２４ ｈ.
Ｆｉｇ􀆰 １　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｍｅｄｉｕｍ ｏｎ ｒｅｇ￣
ｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣
ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ.
Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ
Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 ２　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｔｉｍｅ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｒｅｄ
ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ
ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ
ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ
Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
５０８６期　 　 　 　 　 ＷＡＮＧ Ａｉ￣ｐｉｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣Ｇｒｏｗｎ Ｓｈｏｏｔ Ｔｉｐｓ ｏｆ Ｒｅｄ Ｂｕｄ Ｔａｒｏ ｂｙ 􀆺　 　 　 　 　 　
２􀆰 ２　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｄｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｏｎ
ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ
Ｔｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｔｈｅ ａｐｐｒｏｐｒｉａｔｅ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｉｍｅ ｆｏｒ
ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓꎬ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｐｅｒｉｏｄｓ ｏｆ ｔｉｍｅ ｉｎ ａ
ｍｉｘｔｕｒｅ ｏｆ ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｇｌｙｃｅｒｏｌ ａｎｄ １􀆰 ６ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕ￣
ｃｒｏｓｅ ａｔ ２５ ℃ ｂｅｆｏｒｅ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ＰＶＳ２ ｗｅｒｅ
ｅｘａｍｉｎｅｄ. Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 ３ꎬ ｌｏａｄｉｎｇ ｗａｓ ｖｅｒｙ ｅｆ￣
ｆｅｃｔｉｖｅ ｉｎ ｉｍｐｒｏｖｉｎｇ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ
ｖｉｔｒｉｆｉｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｃｏｏｌｅｄ ｔｏ －１９６ ℃ ｉｎ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ
ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｕｎｌｏａｄｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ. Ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｗａｓ ０ ｆｏｒ
ｎｏｎ￣ｌｏａｄｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ. Ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｈｉｃｈ
ｗｅｒｅ ｌｏａｄｅｄ ｆｏｒ ３０ ｍｉｎ ｐｒｏｄｕｃｅｄ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｐｅｒｃｅｎｔ￣
ａｇｅ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ (７９􀆰 ８％). Ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ ｔｈｅ
ｌｏａｄｉｎｇ ｐｅｒｉｏｄ ｆｒｏｍ ４０ ｔｏ ６０ ｍｉｎꎬ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐ ｓｕｒ￣
ｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｉｎｓｔｅａｄ. Ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｉｓ ｒｅｓｕｌｔꎬ
Ｆｉｇ􀆰 ３　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｉｍｅ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｒｅｄ
ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ
ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ
ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ
Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
ａ ３０ ｍｉｎｕｔｅ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｉｍｅ ｏｆ ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｇｌｙｃｅｒｏｌ ｐｌｕｓ
０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｗａｓ ａｄｏｐｔｅｄ ａｓ ｔｈｅ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｉｍｅ
ｆｏｒ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｉｎ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｓ.
２􀆰 ３　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｄｕｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｆ ｅｘ￣
ｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ
Ｔｏ ｏｐｔｉｍｉｚｅ ｔｈｅ ｄｕｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｆ ｅｘ￣
ｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２ ｃｏｎｔｒｏｌｌｉｎｇ ｔｈｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ｄｕｒｉｎｇ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ ｗｅ ｄｅｈｙｄｒａ￣
ｔｅｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄꎬ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ａｎｄ ｌｏａｄｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ
ｗｉｔｈ ＰＶＳ２ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｆｏｒ ｖａｒｉｏｕｓ ｌｅｎｇｔｈｓ ｏｆ ｔｉｍｅ ａｔ ０ ℃
ａｎｄ ２５ ℃ ｂｅｆｏｒｅ ｉｍｍｅｒｓｉｏｎ ｉｎ ＬＮ. Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ
Ｆｉｇ􀆰 ４ ａｎｄ Ｆｉｇ􀆰 ５ꎬ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２ ｆｏｒ ５０ ｍｉｎ ａｔ ０ ℃
ｏｒ ２０ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃ ｇａｖｅ ｈｉｇｈ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｆｏｒ ｔｈｅ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｔｅｓｔｅｄꎬ ｂｕｔ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ ｒａｔｅ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｒｅｇｅｎ￣
ｅｒａｔｉｏｎ (８３􀆰 ２％) ｗａｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｂｙ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２
ｆｏｒ ２０ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃ . Ｂａｓｅｄ ｏｎ ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ ａｎａｌｙｓｉｓꎬ
ｔｈｉｓ ｖａｌｕｅ ｉｓ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｆｒｏｍ ｔｈａｔ (７１􀆰 １％)
ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｔｒｅａｔｅｄ ｆｏｒ ５０ ｍｉｎ ａｔ ０ ℃ (Ｐ<０􀆰 ０５).
Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２ ｆｏｒ ３０ ｔｏ ６０ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃
ｏｒ ｆｏｒ ｕｐ ｔｏ ６０ ｍｉｎ ａｔ ０ ℃ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｓｈｏｏｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ
ｒａｔｅ. Ｔｈｕｓꎬ ｉｎ ａｌｌ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｓꎬ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｒｅ￣
ｖｉｏｕｓｌｙ ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＰＶＳ２ ｆｏｒ ２０ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃
ｐｒｉｏｒ ｔｏ ａ ｐｌｕｎｇｅ ｉｎｔｏ ＬＮ.
２􀆰 ４　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｔｏｒａｇｅ ｄｕｒａｔｉｏｎ ｏｎ
ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ
Ｉｎ ｏｒｄｅｒ ｔｏ ｅｘａｍｉｎｅ ｔｈｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ｆｏｒ ｌｏｎｇ ｔｅｒｍ ｓｔｏｒａｇｅ ｉｎ ＬＮꎬ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｒｅｄ
ｂｕｄ ｔａｒｏ ｗｅｒｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｉｎ ＬＮ ｆｏｒ １ ｔｏ １５０ ｄａｙｓ
Ｆｉｇ􀆰 ４　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２ ａｔ ２５℃ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ.
Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ
ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 ５　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２ ａｔ ０℃ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ.
Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ
ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
６０８　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３７卷
ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｌｏｎｇ ｔｅｒｍ ｓｔｏｒａｇｅ ｉｎ
ＬＮ ｄｉｄ ｓｌｉｇｈｔｌｙ ｖａｒｙ ｔｈｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｓｕｒｖｉｖｉｎｇ ＬＮ ｅｘｐｏｓｕｒｅ (Ｆｉｇ􀆰 ６)ꎬ ｓｔａｔｉｓｔｉ￣
ｃａｌｌｙꎬ ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅ ｉｓ ｎｏｔ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ.
Ｆｉｇ􀆰 ６　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｔｉｍｅ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ
ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ
ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｍｅａｎ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎｓ ｏｆ ｅａｃｈ
ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｗｅｒｅ ｎｏｔ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ (Ｐ>０􀆰 ０５)
２􀆰 ５　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ
Ｔｏ ｔｅｓｔ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎꎬ
ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｖｉｔｒｉｆｉｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｉｎ ＬＮ ｗｅｒｅ ｔｈａｗｅｄ
ｒａｐｉｄｌｙ ｉｎ ａ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ａｔ ２５ ℃ꎬ ４０ ℃ ａｎｄ ４５ ℃ ｆｏｒ
３ ｍｉｎ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 ７ꎬ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ
ｒａｐｉｄｌｙ ｉｎ ａ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ａｔ ２５ ℃ ａｎｄ ４５ ℃ ｐｒｏｄｕｃｅｄ
ｌｏｗ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ (６２􀆰 ７％ ａｎｄ ４９􀆰 ８％
ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ). Ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ａｔ ｈｉｇｈｅｒ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ (４０ ℃)
ｈａｄ ａ ｍｕｃｈ ｈｉｇｈｅｒ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ (８０􀆰 ９％) ｔｈａｎ ｔｈａｔ
ａｔ ｌｏｗｅｒ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ (２５ ℃ ａｎｄ ４５ ℃).
Ｆｉｇ􀆰 ７　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ
ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ
ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ
ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ Ｄｕｎｃａｎ’ｓ
Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
２􀆰 ６　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｕｎｌｏａｄｉｎｇ
ｍｅｄｉｕｍ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ
　 　 Ｔｏ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ
ｉｎ ｕｎｌｏａｄｉｎｇ ｍｅｄｉｕｍ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅ￣
ｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｗａｓ
ｕｎｌｏａｄｅｄ ｔｈｉｒｄ ｗｉｔｈ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ
ｖａｒｉｏｕｓ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ
３􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ６￣ＢＡꎬ ０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＩＢＡꎬ ０􀆰 １ ｍｇ􀅰Ｌ－１
ＧＡ３ (ｐＨ ５􀆰 ８) ａｎｄ ｅａｃｈ ｋｅｐｔ ｆｏｒ １０ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃ .
Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 ８ꎬ ｒｅｇｒｏｗｔｈ ａｆｔｅｒ ｉｍｍｅｒｓｉｏｎ ｉｎ ＬＮ
ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ
ｓｕｃｒｏｓｅ ｉｎ ｕｎｌｏａｄｉｎｇ ｍｅｄｉｕｍ ａｎｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｕｎｌｏａ￣
ｄｅｄ ｗｉｔｈ １􀆰 ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｓｔ
ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ (８５􀆰 ４％).
２􀆰 ７　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ
Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｉｓ ｓｈｏｗｎ
ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 ９. Ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｖａｒｉｅｄ ｃｏｎｓｉｄｅｒａ￣
ｂｌｙꎬ ｄｅｐｅｎｄｉｎｇ ｏｎ ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ ｃｕｌｔｕｒｅ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ａｆｔｅｒ
ｃｏｏｌｉｎｇ. Ｗｈｅｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｉｎ ｔｈｅ
ｄａｒｋ ｆｏｒ ３ ｄａｙｓ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ ｃｏｎ￣
ｄｉｔｉｏｎｓ (ｕｎｄｅｒ １６ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ｓ－１)ꎬ
ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｗａｓ ｍａｘｉｍｕｍ (８２􀆰 ６％). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ
ｗｈｅｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｕｎｄｅｒ １６ ｈ
ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｔｏ ６９􀆰 ８％.
２􀆰 ８　 Ｐｌａｎｔ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ
Ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄꎬ ｖｉｔｒｉｆｉｅｄ ａｎｄ ｗａｒｍｅｄ
Ｆｉｇ􀆰 ８　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｕｎｌｏａｄｉｎｇ ｍｅｄｉｕｍ ｏｎ ｒｅｇ￣
ｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣
ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ｂａｒｓ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ.
Ｖａｌｕｅｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ
Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
７０８６期　 　 　 　 　 ＷＡＮＧ Ａｉ￣ｐｉｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣Ｇｒｏｗｎ Ｓｈｏｏｔ Ｔｉｐｓ ｏｆ Ｒｅｄ Ｂｕｄ Ｔａｒｏ ｂｙ 􀆺　 　 　 　 　 　
Ｆｉｇ􀆰 ９　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅ ｏｎ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ
ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. Ａｒｓ
ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｖａｌｕｅｓ
ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｕｓｉｎｇ
Ｄｕｎｃａｎ’ｓ Ｍｕｌｔｉｐｌｅ Ｒａｎｇｅ Ｔｅｓｔ (Ｐ<０􀆰 ０５)
ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｒｅｍａｉｎｅｄ ｇｒｅｅｎ ｃｏｎｔｉｎｕｏｕｓｌｙ ａｆｔｅｒ ｐｌａｔｉｎｇꎬ
ｒｅｓｕｍｅｄ ｇｒｏｗｔｈ ｗｉｔｈｉｎ ａ ｗｅｅｋ ａｎｄ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｎｏｒｍａｌ
ｓｈｏｏｔｓ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｒｅｅ ｗｅｅｋｓ ｗｉｔｈｏｕｔ ｉｎｔｅｒｍｅｄｉ￣
ａｒｙ ｃａｌｌｕｓ ｆｏｒｍａｔｉｏｎ. Ｓｕｒｖｉｖｉｎｇ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓ￣
ｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｏｌｉｄｉｆｉｅｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ３ ｍｇ􀅰Ｌ－１
６￣ＢＡ ａｎｄ ０􀆰 ５ ｍｇ􀅰Ｌ－１ ＮＡＡ ｕｎｄｅｒ １６ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ
ａｔ ３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ ｓ－１ ｆｏｒ ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ａｆｔｅｒ ｏｎｅ
ｍｏｎｔｈ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔｓ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｓｏｌｉｄｉｆｉｅｄ ｈｏｒｍｏｎｅ￣
ｆｒｅｅ ＭＳ ｒｏｏｔｉｎｇ ｍｅｄｉｕｍ ｕｎｄｅｒ １６ ｈ ｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ
３６ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ｓ－１ ａｎｄ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｉｎｔｏ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｗｉｔｈｉｎ
２ ｍｏｎｔｈｓ ｏｆ ｃｕｌｔｕｒｅ. Ｖａｒｉｏｕｓ ｐｈｅｎｏｔｙｐｉｃ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓ￣
ｔｉｃｓ ( ｈｅｉｇｈｔ ｏｆ ｐｌａｎｔｌｅｔꎬ ｌｅｎｇｔｈ ｏｆ ｒｏｏｔꎬ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ
ｒｏｏｔꎬ ａｎｄ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｌｅａｆ) ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｅｄ ｐｌａｎｔ￣
ｌｅｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｇｒｏｕｐ ａｎｄ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｇｒｏｕｐ
ｗｅｒｅ ｅｓｔｉｍａｔｅｄ. Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 １０ ａｎｄ Ｆｉｇ􀆰 １１ꎬ ｒｅ￣
ｇｅｎｅｒａｔｅｄ ｐｌａｎｔｓ ｄｅｒｉｖｅｄ ｆｒｏｍ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｗｅｒｅ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉ￣
ｃａｌｌｙ ｉｄｅｎｔｉｃａｌ ｔｏ ｃｏｎｔｒｏｌｓ ａｎｄ ｎｏ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ａｂ￣
ｎｏｒｍａｌｉｔｉｅｓ ｗｅｒｅ ｏｂｓｅｒｖｅｄ.
３　 Ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ
Ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｒｅｓｕｌｔｓ ｈａｖｅ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈｅ ｆｅａｓｉ￣
ｂｉｌｉｔｙ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ (Ｃ􀆰 ｅｓｃｕ￣
ｌｅｎｔａ Ｌ. Ｓｃｈｏｔｔ ｖａｒ. ｃｏｒｍｏｓｕｓ ‘Ｈｏｎｇｙａｙｕ’) ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ
ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ.
Ｉｎ ｔｈｅ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｍｅｔｈｏｄꎬ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ａｒｅ ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄ ｂｙ ａ ｈｉｇｈｌｙ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｅｄ ｖｉｔｒｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎ ｓｏｌｕｔｉｏｎ (ＰＶＳ２). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｄｉｒｅｃｔ ｅｘｐｏｓｕｒｅ
Ｆｉｇ􀆰 １０　 Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｉｎｄｅｘｅｓ ｏｆ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｇｒｏｕｐ (ｗｉｔｈ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ) ａｎｄ ｃｏｎｔｒｏｌ ｇｒｏｕｐ (ｗｉｔｈｏｕｔ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ). Ｂａｒｓ
ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄ ｔｏ ＳＥ ｏｆ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ. Ｍｅａｎ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎｓ
ｏｆ ｅａｃｈ ｏｆ ｔｈｅ ｍｏｒｐｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｉｎｄｅｘｅｓ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ｔｗｏ ｔｙｐｅｓ
ｏｆ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｗｅｒｅ ｎｏｔ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ (Ｐ>０􀆰 ０５)
Ｆｉｇ􀆰 １１　 Ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｏｆ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｇｒｏｕｐ
(Ｌｅｆｔꎬ ｗｉｔｈ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ) ａｎｄ ｃｏｎｔｒｏｌ ｇｒｏｕｐ
(Ｒｉｇｈｔꎬ ｗｉｔｈｏｕｔ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ)
ｏｆ ｌｅｓｓ ｔｏｌｅｒａｎｔ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｔｏ ＰＶＳ２ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎ ｈａｒｍｆｕｌ
ｅｆｆｅｃｔｓ ｄｕｅ ｔｏ ｏｓｍｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓ ａｎｄ ｃｈｅｍｉｃａｌ ｔｏｘｉｃｉｔｙ
(Ｓａｋａｉ ａｎｄ Ｅｎｇｅｌｍａｎｎꎬ ２００７). Ｔｈｅ ｈａｒｍｆｕｌ ｅｆｆｅｃｔｓ
ｄｕｅ ｔｏ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｃａｎ ｂｅ ａｌｌｅｖｉａｔｅｄ ｏｒ ｅｌｉｍｉｎａｔｅｄ ｂｙ
ａｄｅｑｕａｔｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｗｉｔｈ ｈｉｇｈ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｕ￣
ｃｒｏｓｅ (Ｓｈａｒａｆ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２). Ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｓ ｏｆ ｅｘｃｉｓｅｄ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｓｕｃｒｏｓｅ
ｐｒｉｏｒ ｔｏ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｔｏ ｂｅ
ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ｉｎ ｉｍｐｒｏｖｉｎｇ ｐｏｓｔ￣ＬＮ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅｓ ｏｆ ｓｈｏｏｔ￣
ｔｉｐｓ ｏｆ ｓｏｍｅ ｔａｒｏ ｖａｒｉｅｔｉｅｓ. Ｗｈｅｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ
Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ｅｓｃｕｌｅｎｔａ (Ｌ.) Ｓｃｈｏｔｔ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ (Ｅ３９９ꎬ
ＣＰＵＫ ａｎｄ ＴＮＳ) ｗｅｒｅ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅｄ ｏｎ ＭＳ ｗｉｔｈ ０􀆰 ３
ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ｆｏｒ １６ ｈ ａｔ ２５ ℃ ｐｒｉｏｒ
ｔｏ ｌｏａｄｉｎｇꎬ ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｒｅｃｏｖｅｒｉｅｓ ｗｅｒｅ ２１％ꎬ ２９％ ａｎｄ
８０８　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３７卷
３０％ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ (Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ａｆｔｅｒ
１６ ｈｏｕｒｓ ｏｆ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｉｎ ０􀆰 ３ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｕｎｄｅｒ
ａ １６ ｈ ｐｈｔｏｐｅｒｉｏｄ ａｔ ２５ ℃ ｂｅｆｏｒｅ ｃｏｏｌｉｎｇ ｉｎ ＬＮ ｂｙ
ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ａｖｅｒａｇｅ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｒａｔｅ ｏｆ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ
ｖａｒ. ａｎｔｉｑｕｏｒｕｍ ｃｖ. ‘Ｅｇｕｉｍｏ’ ａｎｄ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ.
ａｎｔｉｑｕｏｒｕｍ ｃｖ. ‘Ｄｏｄａｒｅ’ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｃｏｕｌｄ ｒｅａｃｈ ８３􀆰 １％
ａｎｄ ６７％ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ (Ｔａｋａｇｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９７). Ｔｈｅｒｅ￣
ｆｏｒｅꎬ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｔｉｍｅ ａｎｄ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｉｎ
ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ｍｅｄｉｕｍ ａｒｅ ｍａｉｎｌｙ ｄｅｐｅｎｄｉｎｇ ｏｎ ｐｌａｎｔ
ｓｐｅｃｉｅｓ ａｎｄ ｖａｒｉｅｔｉｅｓ. Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙꎬ ｃｕｌｔｕｒｉｎｇ
ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｅｄ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｉｎ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ
ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ０􀆰 ３ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｆｏｒ
２４ ｈ ｗａｓ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ｉｎ ｉｎｄｕｃｉｎｇ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｃｏｏｌ￣
ｉｎｇ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ. Ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｉｎｇ ｆｏｒ １２ ｈ ｒｅｓｕｌｔｅｄ ｉｎ ｌｏｗｅｒ
ｓｕｒｖｉｖａｌꎬ ｗｈｉｃｈ ｃａｎ ｂｅ ａｔｔｒｉｂｕｔｅｄ ｔｏ ａｎ ｉｎｓｕｆｆｉｃｉｅｎｔ
ａｃｑｕｉｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｄｅｓｉｃｃａｔｉｏｎ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｒ ｃｒｙｏｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ
(Ｆｌｏｒｅｎｃｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９３). Ｌｏｎｇｅｒ ｐｅｒｉｏｄｓ ｏｆ ｐｒｅｃｕｌ￣
ｔｕｒｅ (>２４ ｈ) ｗｉｔｈ ０􀆰 ３ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｄｉｄ ｎｏｔ ｆｕｒ￣
ｔｈｅｒ ｉｍｐｒｏｖｅ ｔｈｅ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｆｏｒｍａｔｉｏｎꎬ ｍｏｓｔ
ｌｉｋｅｌｙ ｄｕｅ ｔｏ ｔｉｓｓｕｅ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｐｈｙｓｉ￣
ｏｌｏｇｉｃａｌ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎ (Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００５ａ). Ｓｉｍｉｌａｒ
ｈｉｇｈ ｓｕｃｒｏｓｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅ ａｌｓｏ ｒｅｓｕｌｔｅｄ ｉｎ
ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ＰＶＳ２ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ｃｏｏｌ￣
ｉｎｇ ｉｎ ｄｒｏｐｌｅｔ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｅｄ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ
ｖａｒ. ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ (Ｅ３９９ꎬ ＣＰＵＫ ａｎｄ ＴＮＳꎬ ｅｔ
ａｌ.) ( Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８). ｂｅｆｏｒｅ ｃｏｏｌｉｎｇ ｉｎ ＬＮ ｂｙ
ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ.
Ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｐｒｅｃｕｌｔｕｒｅꎬ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｍｕｓｔ ｂｅ ｌｏａｄｅｄ
ｗｉｔｈ ａ ｍｉｘｔｕｒｅ ｏｆ ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｇｌｙｃｅｒｏｌ ｐｌｕｓ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１
ｓｕｃｒｏｓｅ ｐｒｉｏｒ ｔｏ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２ ｉｎ ｏｒｄｅｒ ｔｏ ｐｒｅｖｅｎｔ
ｉｎｊｕｒｙ ｂｙ ｅｘｃｅｓｓ ｏｓｍｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓｅｓ ｏｒ ｃｈｅｍｉｃａｌ ｔｏｘｉｃｉｔｙ
ｄｕｒｉｎｇ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ (Ｈｉｒａｉ ａｎｄ Ｓａｋａｉꎬ １９９９ａꎻ Ｈｏｎｇ
ａｎｄ Ｙｉｎꎬ ２０１２ａ). Ｉｎ ｐｒｅｖｉｏｕｓ ｓｔｕｄｉｅｓꎬ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ
Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ｅｓｃｕｌｅｎｔａ (Ｌ.) Ｓｃｈｏｔｔ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ (Ｓａｎｔ
ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６ꎬ ２００８) ａｎｄ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ａｎｔｉｑｕｏ￣
ｒｕｍ ｃｖ. ‘Ｅｇｕｉｍｏ’ ａｎｄ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ａｎｔｉｑｕｏｒｕｍ
ｃｖ. ‘Ｄｏｄａｒｅ’(Ｔａｋａｇｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９７) ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｓｕｃ￣
ｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｂｙ ｌｏａｄｉｎｇ ｆｏｒ ２０ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃
ｂｅｆｏｒｅ ｔｈｅ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２. Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙꎬ ａ
３０ ｍｉｎ ｐｅｒｉｏｄ ｏｆ ｌｏａｄｉｎｇ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｗｉｔｈ ａ ｍｉｘｔｕｒｅ ｏｆ
２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｇｌｙｃｅｒｏｌ ｐｌｕｓ ０􀆰 ４ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ａｔ ２５ ℃
ｗａｓ ａｌｓｏ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ｔｏ ｐｒｏｄｕｃｅ ａ ｈｉｇｈ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｉｎ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｒｅｄ
ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ. Ａｃｃｏｒｄｉｎｇｌｙꎬ ｌｏａｄｉｎｇ ｍｉｇｈｔ ｂｅ
ｃａｐａｂｌｅ ｏｆ ｅｎｈａｎｃｉｎｇ ｔｈｅ ｐｅｒｍｅａｔｉｏｎ ｏｆ ＰＶＳ２ ａｎｄ
ｐｒｏｖｉｄｅ ｄｅｓｉｒｅｄ ｄｅｇｒｅｅ ｏｆ ｄｅｓｉｃｃａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ. Ｏｕｒ ｒｅｓｕｌｔｓ ａｐｐｅａｒｅｄ ｔｏ ａｇｒｅｅ ｗｉｔｈ ｔｈｏｓｅ
ｏｆ Ｓａｒａｂ ｅｔ ａｌ. (２０１２).
Ｉｎ ｔｈｅ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｍｅｔｈｏｄꎬ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ａｒｅ ｕｓｕａｌｌｙ ｄｅｈｙｄｒａｔｅｄ ｂｙ ＰＶＳ２ (Ｍａｎａｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１２). Ｔｈｅｒｅｆｏｒｅꎬ ｔｈｅ ｋｅｙｓ ｔｏ ｓｕｃｃｅｓｓ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒ￣
ｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｒｅ ｔｏ ｃａｒｅ￣
ｆｕｌｌｙ ｃｏｎｔｒｏｌ ｔｈｅ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅ ｆｏｒ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ
ＰＶＳ２ꎬ ｗｈｉｃｈ ｒｅｑｕｉｒｅｓ ｔｈｅ ｏｐｔｉｍｕｍ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｉｍｅ
ａｎｄ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２. Ｔｏ ｅｓｔａｂｌｉｓｈ ｔｈｉｓ ｏｂｊｅｃ￣
ｔｉｖｅꎬ ａ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅ ａｔ ａｂｏｕｔ ２５ ℃ ｏｒ ０ ℃
ｈａｓ ｂｅｅｎ ｕｓｅｄ (Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８). Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ
ｓｔｕｄｙꎬ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｔｒｅａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＰＶＳ２ ｆｏｒ
５０ ｍｉｎ ａｔ ０ ℃ ｏｒ ２０ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃ ｐｒｉｏｒ ｔｏ ａ ｄｉｒｅｃｔ
ｐｌｕｎｇｅ ｉｎ ＬＮ ｐｒｏｄｕｃｅｄ ｍａｘｉｍｕｍ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ. Ｉｎｃｕ￣
ｂａｔｉｏｎ ｔｉｍｅ ａｎｄ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ＰＶＳ２ ａｐｐｅａｒｓ ｔｏ ｂｅ
ｔａｒｏ￣ｖａｒｉｅｔｙ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ａｎｄ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ￣ｐｒｏｔｏｃｏｌ￣ｓｐｅ￣
ｃｉｆｉｃ. Ｉｎ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎꎬ ｉｔ ｗａｓ １２ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃ ｆｏｒ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ
ｃｕｌｔｉｖａｒｓ ｏｆ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｔａｒｏ (Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ｅｓｃｕｌｅｎｔａ
(Ｌ.) Ｓｃｈｏｔｔ) (Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６) ａｎｄ ２０ ｍｉｎ ａｔ ２５ ℃
ｆｏｒ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ａｎｔｉｑｕｏｒｕｍ ｃｖ. ‘Ｅｇ￣
ｕｉｍｏ’ ａｎｄ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ａｎｔｉｑｕｏｒｕｍ ｃｖ. ‘Ｄｏｄａｒｅ’
(Ｔａｋａｇｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９７). Ｂｕｔ ｉｎ ｔｈｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ
ｏｆ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｏｆ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ｅｓｃｕｌｅｎｔａ (Ｌ.) Ｓｃｈｏｔｔ
ｃｕｌｔｉｖａｒｓ ｂｙ ｄｒｏｐｌｅｔ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｉｍｅ ａｎｄ
ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｔｏ ＰＶＳ２ ｗａｓ ２０－４０ ｍｉｎ ａｔ ０ ℃ ｉｎｓｔｅａｄ
ｏｆ ２５ ℃ (Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８)ꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｔｈｅ
ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅｓ ｔｏ ７３％ － １００％ ｆｒｏｍ ２１％ － ３０％ ｏｂ￣
ｔａｉｎｅｄ ｗｉｔｈ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｐｒｏｔｏｃｏｌ (Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６).
Ｂｕｔ ｔｈｅ ｒｅａｓｏｎ ｗｈｙ ｔｈｅ ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｏｆ ＰＶＳ２ ａｔ ２５ ℃
ｏｒ ０ ℃ ｒｅｓｕｌｔｅｄ ｉｎ ｈｉｇｈｅｒ ｓｈｏｏｔ ｓｕｒｖｉｖａｌ ａｒｅ ｕｎｃｌｅａｒ.
Ｔｈｅ ｄｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｔｏｒａｇｅ ｇｅｎｅｒａｌｌｙ ｄｏｅｓ ｎｏｔ ａｆｆｅｃｔ
ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｏｆ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｓｔｏｒｅｄ ｉｎ ＬＮ (Ｙｉｎ ａｎｄ
Ｈｏｎｇꎬ ２０１０). Ｔｈｅ ｍａｘｉｍａｌ ｓｔｏｒａｇｅ ｄｕｒａｔｉｏｎ ｉｓ ｔｈｅｏ￣
ｒｅｔｉｃａｌｌｙ ｕｎｌｉｍｉｔｅｄꎬ ｐｒｏｖｉｄｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｓａｍｐｌｅｓ ａｒｅ
ｐｅｒｍａｎｅｎｔｌｙ ｋｅｐｔ ａｔ ｏｒ ｎｅａｒ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｆ ｌｉｑｕｉｄ
ｎｉｔｒｏｇｅｎ ( Ｅｎｇｅｌｍａｎｎꎬ １９９１). Ｂｏｔｈ Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ.
(２００５ｂ) ａｎｄ Ｔｓａｉ ｅｔ ａｌ. (２００９) ｈａｖｅ ａｌｓｏ ｄｅｍｏｎ￣
９０８６期　 　 　 　 　 ＷＡＮＧ Ａｉ￣ｐｉｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣Ｇｒｏｗｎ Ｓｈｏｏｔ Ｔｉｐｓ ｏｆ Ｒｅｄ Ｂｕｄ Ｔａｒｏ ｂｙ 􀆺　 　 　 　 　 　
ｓｔｒａｔｅｄ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｏｆ ｐａｐａ￣
ｙａ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｓｔｏｒａｇｅ ｉｎ ＬＮ ｆｏｒ ２ ｍｏｎｔｈｓ ａｎｄ ２ ｙｅａｒｓ
ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ.
Ｉｎ ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ｓｔｕｄｙꎬ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｒｅｄ ｂｕｄ
ｔａｒｏ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ｒｅｃｏｖｅｒｅｄ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｌｉｑ￣
ｕｉｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎ ｓｔｏｒａｇｅ ｆｏｒ １５０ ｄａｙｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｈｉｇｈ
ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ａｓ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｆｏｒ ｏｎｅ
ｄａｙ. Ｏｕｒ ｒｅｓｕｌｔｓ ｗｅｒｅ ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｔｈｏｓｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｉｎ ｔｈｅ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ Ｃａｒｉｃａ ｐａｐａｙａ (Ｋａｉｔｙ ｅｔ ａｌ. ２０１３).
Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｉｎ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎꎬ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｈａｓ
ｂｅｅｎ ｃｏｎｓｉｄｅｒｅｄ ｔｏ ｂｅ ｃｒｉｔｉｃａｌ ( Ｅｎｇｅｌｍａｎｎꎬ １９９１ꎻ
Ｇｕｚｍáｎ￣Ｇａｒｃíａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３ꎻ Ｈüｌｙａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３).
Ｉｎ ｔｈｅ ｍａｊｏｒｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅ ｃａｓｅｓꎬ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｉｓ ｃａｒｒｉｅｄ ｏｕｔ
ｒａｐｉｄｌｙ ｂｙ ｉｍｍｅｒｓｉｎｇ ｔｈｅ ｃｒｙｏｔｕｂｅｓ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｔｈｅ
ｓａｍｐｌｅｓ ｉｎ ａ ｗａｔｅｒ￣ｂａｔｈ ｔｈｅｒｍｏｓｔａｔｅｄ ａｔ ａｒｏｕｎｄ ４０ ℃
(Ｈｏｎｇ ａｎｄ Ｙｉｎꎬ ２０１２ｂ). Ｏｕｒ ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｒｅ￣
ｗａｒｍｉｎｇ ａｔ ｈｉｇｈｅｒ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ (４０ ℃) ｈａｄ ａ ｍｕｃｈ
ｈｉｇｈｅｒ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ａｔ ｌｏｗｅｒ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ
(２５ ℃ ａｎｄ ４５ ℃). Ｒｅｓｕｌｔｓ ｆｒｏｍ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ ａｒｅ ｃｏｎ￣
ｓｉｓｔｅｎｔ ｗｉｔｈ ｒｅｓｕｌｔｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｗｉｔｈ ｏｔｈｅｒ ｔａｒｏ ｖａｒｉｅｔｉｅｓ.
Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ. ( ２００６) ｆｏｕｎｄ ｗｈｅｎ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｏｆ ｔｈｒｅｅ
ｃｕｌｔｉｖａｒｓ ｏｆ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｔａｒｏ (Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ｅｓｃｕｌｅｎｔａ
(Ｌ.) Ｓｃｈｏｔｔ) (Ｅ３９９ꎬ ＣＰＵＫ ａｎｄ ＴＮＳ) ｗｅｒｅ ｗａｒｍｅｄ
ｂｙ ｒａｐｉｄ ｓｈａｋｉｎｇ ｉｎ ａ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ａｔ ４０ ℃ ｆｏｒ １ ｍｉｎ
３０ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｂｅｓｔ
ｍｅａｎ ｒｅｃｏｖｅｒｉｅｓ ｗｅｒｅ ２１％ꎬ ２９％ ａｎｄ ３０％ ｒｅｓｐｅｃ￣
ｔｉｖｅｌｙ. Ｔａｋａｇｉ ｅｔ ａｌ. (１９９７) ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｔｈａｔ ａｆｔｅｒ ｒａｐｉｄ
ｗａｒｍｉｎｇ ｉｎ ａ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ａｔ ４０ ℃ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｃｒｙｏｐｒ￣
ｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐ ａｖｅｒａｇｅ ｒｅ￣
ｃｏｖｅｒｙ ｒａｔｅ ｏｆ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ａｎｔｉｑｕｏｒｕｍ ｃｖ. ‘Ｅｇｕｉｍｏ’
ａｎｄ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ａｎｔｉｑｕｏｒｕｍ ｃｖ. ‘Ｄｏｄａｒｅ’ ｓｈｏｏｔ
ｔｉｐｓ ｃｏｕｌｄ ｒｅａｃｈ ８３􀆰 １％ ａｎｄ ６７％ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ｈｏｗ￣
ｅｖｅｒꎬ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｂｙ ｄｒｏｐｌｅｔ ｖｉｔｒｉｆｉｃａ￣
ｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｐｏｓｔ￣ｔｈａｗ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅｓ ｏｆ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ
ｔｒｏｐｉｃａｌ ｔａｒｏ (Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ｅｓｃｕｌｅｎｔａ (Ｌ.) Ｓｃｈｏｔｔ)
ｃｕｌｔｉｖａｒｓ ｒｅａｃｈｅｄ ７３％－１００％ (Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８).
Ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｖｉｅｗｐｏｉｎｔｓ ｏｆ Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ. (２００６ꎻ
２００８) ａｎｄ Ｔａｋａｇｉ ｅｔ ａｌ. (１９９７)ꎬ ｉｔ ｗａｓ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ｔｏ
ｐｌａｔｅ ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｕｎｌｏａｄｉｎｇ ｆｏｒ ｔｈｅ ｒｅ￣
ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ. Ｔｈｅｙ ａｌｓｏ ｎｏｔｅｄ ｔｈａｔ ｕｎｌｏａ￣
ｄｉｎｇ ｕｓｉｎｇ １􀆰 ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｗａｓ ｂｅｎｅｆｉｃｉａｌ ｔｏ
ｐｏｓｔ￣ｔｈａｗ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｏｆ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ａｎｔｉｑｕｏｒｕｍ ｃｖ.
‘Ｅｇｕｉｍｏ’ ａｎｄ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ａｎｔｉｑｕｏｒｕｍ ｃｖ. ‘Ｄｏ￣
ｄａｒｅ’ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ (Ｔａｋａｇｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９７) ａｎｄ ｕｎｌｏａｄｉｎｇ
ｕｓｉｎｇ ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｗｉｔｈ １􀆰 ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｓｕｃｒｏｓｅ ｗａｓ ｆａｖｏｒａ￣
ｂｌｅ ｆｏｒ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｔａｒｏ (Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ.
ｅｓｃｕｌｅｎｔａ (Ｌ.) Ｓｃｈｏｔｔ) ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ (Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６ꎬ
２００８). Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙꎬ ｕｎｌｏａｄｉｎｇ ｔｈｉｒｄ ｗｉｔｈ
ｌｉｑｕｉｄ ＭＳ ｍｅｄｉｕｍ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ １􀆰 ２ ｍｏｌ􀅰Ｌ－１
ｓｕｃｒｏｓｅ ａｌｓｏ ｃｏｕｌｄ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｏｆ ｃｒｙｏ￣
ｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ. Ｏｕｒ ｒｅｓｕｌｔｓ ａｌｓｏ
ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｗｈｅｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｉｎ ｔｈｅ
ｄａｒｋ ｆｏｒ ３ ｄａｙｓ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ ｃｏｎ￣
ｄｉｔｉｏｎｓꎬ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｗａｓ ｍａｘｉｍｕｍ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ
ｗｈｅｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｗｅｒｅ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｐｏｓｔ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｕｎｄｅｒ １６
ｈｐｈｏｔｏｐｅｒｉｏｄ ｔｈｅ ｓｕｒｖｉｖａｌ ｒａｔｅ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ￣
ｌｙ. Ｔｈｉｓ ｓｕｇｇｅｓｔｓ ｔｈａｔ ｃｕｌｔｕｒｅ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ｉｍｍｅｄｉａｔｅｌｙ
ａｆｔｅｒ ｒｅｗａｒｍｉｎｇ ｍａｙ ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｅ ｔｏ ｉｍｐｒｏｖｅ ｒｅｃｏｖｅｒｙ
ｂｙ ｌｉｍｉｔｉｎｇ ｔｈｅ ｄｅｔｒｉｍｅｎｔａｌ ｐｈｏｔｏｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｐｈｅｎｏｍｅ￣
ｎａ (Ｂｅｎｓｏｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９８９)ꎬ ａｓ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｉｎ
ｔｒｏｐｉｃａｌ ｔａｒｏ (Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ｅｓｃｕｌｅｎｔａ (Ｌ.) Ｓｃｈｏｔｔ)
ｃｕｌｔｉｖａｒｓ ｍａｉｎｔａｉｎｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ ｆｏｒ ｔｈｒｅｅ ｄａｙｓ ａｎｄ
ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｄｉｍ ｌｉｇｈｔ (３􀆰 ５ μｍｏｌ􀅰ｍ－２ｓ－１) ｆｏｒ
ｏｎｅ ｗｅｅｋ (Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６) ｏｒ ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｏｖｅｒｎｉｇｈｔ
ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ (Ｓａｎｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８) ａｎｄ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ.
ａｎｔｉｑｕｏｒｕｍ ｃｖ. ‘Ｅｇｕｉｍｏ’ ａｎｄ Ｃ􀆰 ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ａｎ￣
ｔｉｑｕｏｒｕｍ ｃｖ. ‘Ｄｏｄａｒｅ’ ｋｅｐｔ ｉｎ ｄｉｍ ｌｉｇｈｔ ｆｏｒ １０ ｄａｙｓ
ｐｒｉｏｒ ｔｏ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｕｎｄｅｒ ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ (Ｔａｋａｇｉ
ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９７).
Ｉｎ ｃｏｎｃｌｕｓｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｐｒ￣
ｏｃｅｄｕｒｅ ａｐｐｅａｒｓ ｔｏ ｂｅ ａ ｓｉｍｐｌｅ ａｎｄ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｍｅｔｈｏｄ
ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ. Ｆｕｒ￣
ｔｈｅｒ ｓｔｕｄｉｅｓ ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ ｄｉｒｅｃｔｅｄ ａｔ ｅｘａｍｉｎｉｎｇ ｔｈｅ ａｐ￣
ｐｌｉｃａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｔｈｉｓ ｔｅｃｈｎｉｑｕｅ ａｃｒｏｓｓ ｔａｒｏ ｇｅｎｏｔｙｐｅｓ.
Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ:
Ｂｅｎｓｏｎ ＥＥꎬ Ｈａｒｄｉｎｇ Ｋꎬ Ｓｍｉｔｈ Ｈꎬ １９８９. Ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｉｎ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｏｆ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖｅｄ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｏｆ Ｓｏｌａｎｕｍ ｔｕｂｅｒｏｓｕｍ ｅｘｐｏｓｅｄ ｔｏ ｄｉｆｆｅｒ￣
ｅｎｔ ｐｒｅ￣ ａｎｄ ｐｏｓｔ￣ｆｒｅｅｚｅ ｌｉｇｈｔ ｒｅｇｉｍｅｓ [Ｊ] . Ｃｒｙｏ￣Ｌｅｔｔꎬ １０: ３２３—
３４４
Ｃｈａｒｏｅｎｓｕｂ Ｒꎬ Ｈｉｒａｉ Ｄꎬ Ｓａｋａｉ Ａꎬ ２００４. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣
ｇｒｏｗｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｃａｓｓａｖａ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｍｅｔｈｏｄ
[Ｊ] . ＣｒｙｏＬｅｔｔｅｒｓꎬ ２５: ５１—５８
Ｅｎｇｅｌｍａｎｎ Ｆꎬ １９９１. Ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｐｌａｎｔ ｇｅｒｍｐｌａｓｍ￣
ａ ｒｅｖｉｅｗ [Ｊ] . Ｅｕｐｈｙｔｉｃａꎬ ５７: ２２７—２４３
０１８　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３７卷
Ｅｎｇｅｌｍａｎｎ￣Ｓｙｌｖｅｓｔｒｅ Ｉꎬ Ｅｎｇｅｌｍａｎｎ Ｆꎬ ２０１５. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ
ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ Ｃｌｉｎｏｐｏｄｉｕｍ ｏｄｏｒｕｍ ｕｓｉｎｇ ａｌｕｍｉｎｉｕｍ
ｃｒｙｏ￣ｐｌａｔｅｓ [ Ｊ ] . Ｉｎ Ｖｉｔｒｏ Ｃｅｌｌｕｌａｒ ＆ Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌ Ｂｉｏｌｏｇｙ￣
Ｐｌａｎｔꎬ ５１: １８５—１９１
Ｆｌｏｒｅｎｃｅ Ｐꎬ Ｅｎｇｅｌｍａｎｎ Ｆꎬ Ｊｅａｎ￣Ｃｈｒｉｓｔｏｐｈｅ Ｇꎬ １９９３. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ａｐｉｃｅｓ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ ｏｆ ｓｕｇａｒｃａｎｅ ( Ｓａｃｃｈａｒｕｍ ｓｐ.
ｈｙｂｒｉｄｓ) ｕｓｉｎｇ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ / ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｒｅ￣
ｐｏｒｔｓꎬ １２: ５２５—５２９
Ｇａｎｔａｉｔ Ｓꎬ Ｓｉｎｎｉａｈ ＵＲꎬ Ｓｕｒａｎｔｈｒａｎ Ｐ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１５. Ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｃｒｙｏｐｒ￣
ｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｏｉｌ ｐａｌｍ (Ｅｌａｅｉｓ ｇｕｉｎｅｅｎｓｉｓ Ｊａｃｑ.) ｐｏｌｙｅｍｂｒｙｏｉｄｓ ｕ￣
ｓｉｎｇ ｄｒｏｐｌｅｔ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｐｐｒｏａｃｈ ａｎｄ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｏｆ ｇｅｎｅｔｉｃ ｆｉｄｅｌ￣
ｉｔｙ [Ｊ] . Ｐｒｏｔｏｐｌａｓｍａꎬ ２５２: ８９—１０１
Ｇｏｇｏｉ Ｋꎬ Ｋｕｍａｒｉａ Ｓꎬ Ｔａｎｄｏｎ Ｐꎬ ２０１２. Ａ ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ｓｔｕｄｙ ｏｆ ｖｉｔｒｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｒｏ￣
ｔｏｃｏｒｍｓ ｏｆ Ｃｙｍｂｉｄｉｕｍ ｅｂｕｒｎｅｕｍ Ｌ.ꎬ ａ ｔｈｒｅａｔｅｎｅｄ ａｎｄ ｖｕｌｎｅｒａｂｌｅ
ｏｒｃｈｉｄ ｏｆ Ｉｎｄｉａ [Ｊ] . ＣｒｙｏＬｅｔｔｅｒｓꎬ ２０１２ꎬ ３３ (６): ４４３—４５２
Ｇｕｚｍáｎ￣Ｇａｒｃíａ Ｅꎬ Ｂｒａｄａï Ｆꎬ Ｓáｎｃｈｅｚ￣Ｒｏｍｅｒｏ Ｃꎬ ２０１３. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒ￣
ｖａｔｉｏｎ ｏｆ ａｖｏｃａｄｏ ｅｍｂｒｙｏｇｅｎｉｃ ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ｄｒｏｐｌｅｔ￣ｖｉｔｒｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎ ｍｅｔｈｏｄ [Ｊ] . Ａｃｔａ Ｐｈｙｓｉｏｌ Ｐｌａｎｔꎬ ３５: １８３—１９３
Ｈａｌｍａｇｙｉ Ａꎬ Ｄｅｌｉｕ Ｃꎬ ２００７. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｃａｒｎａｔｉｏｎ (Ｄｉａｎｔｈｕｓ
ｃａｒｙｏｐｈｙｌｌｕｓ Ｌ.) ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [ Ｊ] .
Ｓｃｉｅｎｔｉａ Ｈｏｒｔｉｃｕｌｔｕｒａｅꎬ １１３: ３００—３０６
Ｈｉｒａｉ Ｄꎬ Ｓｈｉｒａｉ Ｋꎬ Ｓｈｉｒａｉ Ｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９８. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣
ｇｒｏｗｎ ｍｅｒｉｓｔｅｍｓ ｏｆ ｓｔｒａｗｂｅｒｒｙ (Ｆｒａｇａｒｉａ × ａｎａｎａｓｓａ Ｄｕｃｈ.) ｂｙ
ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｅｕｐｈｙｔｉｃａꎬ １０１: １０９—１１５
Ｈｉｒａｉ Ｄꎬ Ｓａｋａｉ Ａꎬ １９９９ａ. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ ａｘｉｌｌａｒｙ
ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐ ｍｅｒｉｓｔｅｍｓ ｏｆ ｍｉｎｔ (Ｍｅｎｔｈａ ｓｐｉｃａｔａ Ｌ.) ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ
ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ １９: １５０—１５５
Ｈｉｒａｉ Ｄꎬ Ｓａｋａｉ Ａꎬ １９９９ｂ. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ ｍｅｒｉ￣
ｓｔｅｍｓ ｏｆ ｐｏｔａｔｏ (Ｓｏｌａｎｕｍ ｔｕｂｅｒｏｓｕｍ Ｌ.) ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉ￣
ｃａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｐｏｔａｔｏ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ４２: １５３—１６０
Ｈｏｎｇ ＳＲꎬ Ｙｉｎ ＭＨꎬ ２０１２ａ Ａ ｓｉｍｐｌｅ ａｎｄ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒ￣
ｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｍｂｒｙｏｇｅｎｉｃ ｃａｌｌｉ ｏｆ ｔｈｅ ｍｅｄｉｃｉｎａｌ ｐｌａｎｔ Ａｎｅｍａｒ￣
ｒｈｅｎａ ａｓｐｈｏｄｅｌｏｉｄｅｓ Ｂｕｎｇｅ ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓ￣
ｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ １０９: ２８７—２９６
Ｈｏｎｇ ＳＲꎬ Ｙｉｎ ＭＨꎬ ２０１２ｂ Ｈｉｇｈ￣ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ
ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｆｏｒ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｍｂｒｙｏｇｅｎｉｃ ｃａｌｌｉ ｏｆ ｔｈｅ ｏｒｉｅｎｔａｌ
ｍｅｄｉｃｉｎａｌ ｐｌａｎｔ Ａｎｅｍａｒｒｈｅｎａ ａｓｐｈｏｄｅｌｏｉｄｅｓ Ｂｕｎｇｅ. [ Ｊ] . Ｃｒｙｏ￣
Ｌｅｔｔｅｒｓꎬ ３３: １９０—２００
Ｈüｌｙａ Ａꎬ Ｖｅｙｓｅｌ Ｓꎬ Ｅｎｇｉｎ Ｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３ Ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ａｎｄ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏ ｎ ｏ ｆ ｍａｔｕｒｅ ｐｉｓｔａｃｈｉｏ (Ｐｉｓｔａｃｉａ ｖｅｒａ Ｌ.) ｇｅｒｍ￣
ｐｌａｓｍ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ ａｎｄ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ
２２: ４３—５１
Ｊｉａｎｇ ＳＴꎬ Ｃｈｅｎｇ ＹＺꎬ Ｚｈｅｎｇ Ｚ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ａｎａｌｙｓｉｓ ａｎｄ ｅｖａｌｕａｔｉｏｎ
ｏｆ ｎｕｔｒｉｔｉｏｎａｌ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓ ｏｆ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ (Ｃｏｌｏｃａｓｉａ ｅｓｕｌｅｎｌａ Ｌ.
Ｓｃｈｏｔｔ) [Ｊ] . Ｆｏｏｄ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３３: ２６９—２７２
Ｋａｃｚｍａｒｃｚｙｋ Ａꎬ Ｒｏｋｋａ ＶＭꎬ Ｋｅｌｌｅｒ ＥＲＪꎬ ２０１１. Ｐｏｔａｔｏ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐ ｃｒｙｏ￣
ｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ. Ａ ｒｅｖｉｅｗ [Ｊ] . Ｐｏｔａｔｏ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ５４: ４５—７９
Ｋａｉｔｙ Ａꎬ Ｄｒｅｗ ＲＡꎬ Ａｓｈｍｏｒｅ ＳＥꎬ ２０１３. Ｇｅｎｅｔｉｃ ａｎｄ ｅｐｉｇｅｎｅｔｉｃ ｉｎｔｅｇ￣
ｒｉｔｙ ａｓｓｅｓｓｍｅｎｔ ｏｆ ａｃｃｌｉｍａｔｉｚｅｄ ｐａｐａｙａ ｐｌａｎｔｓ ｒｅｇｅｎｅｒａｔｅｄ ｄｉｒｅｃｔｌｙ
ｆｒｏｍ ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｓｈｏｒｔ￣ ａｎｄ ｌｏｎｇ￣ｔｅｒｍ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ
[Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ １１２: ７５—８６
Ｌｉ ＨＪꎬ ２０１２. Ｔｉｓｓｕｅ ｃｕｌｔｕｒｅ ａｎｄ ｃｕｌｔｉｖａｔｉｏｎ ｏｆ Ｙａｎｓｈａｎ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐ ｖｉｒｕｓ￣ｆｒｅｅ ｐｌａｎｔｌｅｔｓ [Ｊ] . Ｃｈｉｎａ Ｖｅｇｅｔａｂｌｅｓꎬ ３: ４５—４６
Ｌｉ ＨＪꎬ Ｇｕｏ ＹＹꎬ Ｊｉａｎｇ Ｈ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９. Ｐｌａｎｔｉｎｇ ｔｅｃｈｎｉｃａｌ ｅｘｐｅｒｉｅｎｃｅ
ｏｆ Ｙａｎｓｈａｎ Ｃｏｕｎｔｙ ｅａｒｌｙ￣ｍａｔｕｒｉｎｇ ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｏｎ ａ ｌａｒｇｅ ｓｃａｌｅ
[Ｊ] . Ｃｈｉｎａ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｅｘｔｅｎｓｉｏｎꎬ ２５: ２０—２１
Ｌｉｕ Ｑꎬ Ｌｉｕ Ｙꎬ Ｘｕ Ｊ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１５. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ Ｃｈｉｎｅｓｅ ｏｌｄ ｒｏ￣
ｓｅｓ (Ｒｏｓａ ｃｈｉｎｅｎｓｉｓ Ｊａｃｑ.) ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｐｒｏｐａ￣
ｇａｔｉｏｎ ｏｆ Ｏｒｎａｍｅｎｔａｌ Ｐｌａｎｔｓꎬ １５: ３５—４１
Ｍａｎａｒ ＭＲꎬ Ｒｉｄａ ＡＳꎬ Ｍｏｈａｍａｄ ＡＳꎬ ２０１２. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ Ｔｅｕ￣
ｃｒｉｕｍ ｐｏｌｉｕｍ Ｌ. ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅ￣
ｈｙｄｒａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ １１０:
３７１—３８２
Ｍｕｒａｓｈｉｇｅ Ｔꎬ Ｓｋｏｏｇ Ｅꎬ １９６２. Ａ ｒｅｖｉｓｅｄ ｍｅｄｉｕｍ ｆｏｒ ｒａｐｉｄ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ
ｂｉｏａｓｓａｙ ｗｉｔｈ ｔｏｂａｃｃｏ ｔｉｓｓｕｅ ｃｕｌｔｕｒｅ [ Ｊ] . Ｐｈｙｓｉｏｌ Ｐｌａｎｔꎬ １５:
４７３—４９７
Ｐａｎｔａ Ａꎬ Ｐａｎｉｓ Ｂꎬ Ｙｎｏｕｙｅ Ｃ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１５. Ｉｍｐｒｏｖｅｄ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ
ｍｅｔｈｏｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｌｏｎｇ￣ｔｅｒｍ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｗｏｒｌｄ ｐｏｔａｔｏ ｇｅｒｍ￣
ｐｌａｓｍ ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ
１２０: １１７—１２５
Ｐａｕｌ Ｈꎬ Ｄａｉｇｎｙ Ｇꎬ Ｓａｎｇｗａｎ￣Ｎｏｒｒｅｅｌ ＢＳꎬ ２０００. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ
ａｐｐｌｅ (Ｍａｌｕｓ× ｄｏｍｅｓｔｉｃａ Ｂｏｒｋｈ.) ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｅｎｃａｐｓｕｌａ￣
ｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ｏｒ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ
Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ １９: ７６８—７７４
Ｓａｋａｉ Ａꎬ Ｅｎｇｅｌｍａｎｎ Ｆꎬ ２００７. Ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａ￣
ｔｉｏｎ ａｎｄ ｄｒｏｐｌｅｔ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ: ａ ｒｅｖｉｅｗ [ Ｊ] . ＣｒｙｏＬｅｔｔｅｒｓꎬ ２８:
１５１—１７２
Ｓａｎｔ Ｒꎬ Ｔａｙｌｏｒ Ｍꎬ Ａｎａｎｄ Ｔꎬ ２００６. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｔａｒｏ (Ｃｏｌｏｃａｓｉａ ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ｖａｒ. ｅｓｃｕｌｅｎｔａ) ｂｙ
ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [Ｊ] . ＣｒｙｏＬｅｔｔｅｒｓꎬ ２７: １３３—１４２
Ｓａｎｔ Ｒꎬ Ｐａｎｉｓ Ｂꎬ Ｔａｙｌｏｒ Ｍ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｈｏｏｔ￣
ｔｉｐｓ ｂｙ ｄｒｏｐｌｅｔ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｐｐｌｉｃａｂｌｅ ｔｏ ａｌｌ ｔａｒｏ (Ｃｏｌｏｃａｓｉａ ｅｓｃｕ￣
ｌｅｎｔａ ｖａｒ. ｅｓｃｕｌｅｎｔａ) ａｃｃｅｓｓｉｏｎｓ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒ￣
ｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ ９２: １０７—１１１
Ｓａｒａｂ ＡＳꎬ Ｒｉｄａ ＡＳꎬ Ｍａｈｍｏｕｄ ＡＫ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ
ｗｉｌｄ Ｓｈｉｈ (Ａｒｔｅｍｉｓｉａ ｈｅｒｂａ￣ａｌｂａ Ａｓｓｏ.) ｓｈｏｏｔ￣ｔｉｐｓ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａ￣
ｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ
Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ １０８: ４３７—４４４
Ｓｈａｒａｆ ＳＡꎬ Ｓｈｉｂｌｉ ＲＡꎬ Ｋａｓｒａｗｉ ＭＡ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｓｌｏｗ￣ｇｒｏｗｔｈ ｐｒｅｓｅｒ￣
ｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｗｉｌｄ ｓｈｉｈ (Ａｒｔｅｍｉｓｉａ ｈｅｒｂａ￣ａｌｂａ Ａｓｓｏ.) ｍｉｃｒｏｓｈｏｏｔｓ ｆｒｏｍ
Ｊｏｒｄａｎ [ Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｆｏｏｄꎬ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ ＆ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔꎬ １０:
１３５９—１３６４
Ｓｈｉｍｏｎｉｓｈｉ Ｋꎬ Ｋａｒｕｂｅ Ｍꎬ Ｉｓｈｉｋａｗａ Ｍꎬ １９９３. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｔａｒｏ
( Ｃｏｌｏｃａｓｉａ ｅｓｃｕｌｅｎｔａ) ｅｍｂｒｙｏｇｅｎｉｃ ｃａｌｌｕｓ ｂｙ ｓｌｏｗ ｐｒｅｃｏｏｌｉｎｇ
[Ｊ] . Ｊｐｎ Ｊ Ｂｒｅｅｄꎬ ４３ [Ｓｕｐｐｌ ２]: １８７
Ｓｈｉｎ ＤＪꎬ Ｌｅｅ ＨＥꎬ Ｂａｅ ＣＨ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１４. Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ａｎ ｅｎｃａｐｓｕ￣
ｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｆｏｒ Ｒｕｂｉａ ａｋａｎｅ (Ｎａｋａｉ) ｈａｉｒｙ ｒｏｏｔｓ:
Ａ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｗｉｔｈ ｎｏｎｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ [ Ｊ ] . ＣｒｙｏＬｅｔｔｅｒｓꎬ ３５:
３７７—３８４
１１８６期　 　 　 　 　 ＷＡＮＧ Ａｉ￣ｐｉｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣Ｇｒｏｗｎ Ｓｈｏｏｔ Ｔｉｐｓ ｏｆ Ｒｅｄ Ｂｕｄ Ｔａｒｏ ｂｙ 􀆺　 　 　 　 　 　
Ｔａｈｔａｍｏｕｎｉ Ｒꎬ Ｓｈｉｂｌｉ Ｒꎬ Ａｌ￣Ａｂｄａｌｌａｔ Ａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１５. Ｉｎ Ｖｉｔｒｏ ｃｏｎｓｅｒ￣
ｖａｔｉｏｎ ａｎｄ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｅｄｉｃｉｎａｌ ａｎｄ ａｒｏｍａｔｉｃ ｐｌａｎｔｓ: Ａ
ｒｅｖｉｅｗ [Ｊ] . Ｊｏｒｄａｎ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ １１: １４７—
１６７
Ｔａｋａｇｉ Ｈꎬ Ｏｔｏｏ Ｅꎬ Ｉｓｌａｍ ＯＭ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９４. Ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ
ｇｅｒｍｐｌａｓｍ ｉｎ ｒｏｏｔ ａｎｄ ｔｕｂｅｒ ｃｒｏｐｓ. １. Ｐｒｅｌｉｍｉｎａｒｙ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎ ｏｆ
ｍｉｄ￣ ａｎｄ ｌｏｎｇ￣ｔｅｒｍ ｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｙａｍｓ (Ｄｉｏｓｃｏｒｅａ ｓｐｐ.) ａｎｄ ｔａ￣
ｒｏ (Ｃｏｌｏｃａｓｉａ ｅｓｃｕｌｅｎｔａ (Ｌ.) Ｓｈｏｔｔ) [Ｊ] . Ｂｒｅｅｄ Ｓｃｉꎬ ４４ [Ｓｕｐｐｌ
１]: ２７３
Ｔａｋａｇｉ Ｈꎬ Ｔｈｉｎｈ ＮＴꎬ Ｉｓｌａｍ ＯＭ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９７. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ
ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｔａｒｏ (Ｃｏｌｏｃａｓｉａ ｅｓｃｕｌｅｎｔａ ( Ｌ.) Ｓｃｈｏｔｔ)
ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ. １. Ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎ ｏｆ ｂａｓｉｃ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｏｆ ｔｈｅ ｖｉｔｒｉｆｉｃａ￣
ｔｉｏｎ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ １６: ５９４—５９９
Ｔａｋａｇｉ Ｈꎬ Ｔｈｉｎｈ ＮＴꎬ Ｋｙｅｓｍｕ ＰＭꎬ １９９８. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｖｅｇｅｔａ￣
ｔｉｖｅｌｙ ｐｒｏｐａｇａｔｅｄ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｃｒｏｐｓ ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ａｃｔａ Ｈｏｒｔ
( ＩＳＨＳ)ꎬ ４６１: ４８５—４９４
Ｔｓａｉ ＳＦꎬ Ｙｅｈ ＳＤꎬ Ｃｈａｎ ＣＦ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９. Ｈｉｇｈ￣ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｐｒｏｔｏｃｏｌｓ ｆｏｒ
ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｇｒｏｗｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐａｐａｙａ
ｌｉｎｅｓ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ ９８: １５７—１６４
Ｖｉｅｉｒａ ＲＬꎬ ｄａ Ｓｉｌｖａ ＡＬꎬ Ｚａｆｆａｒｉ ＧＲ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１５. Ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｅｌｉｍｉｎａｔｉｏｎ
ｏｆ ｖｉｒｕｓ ｃｏｍｐｌｅｘ ｆｒｏｍ ｇａｒｌｉｃ (Ａｌｌｉｕｍ ｓａｔｉｖｕｍ Ｌ.) ｂｙ ｃｒｙｏｔｈｅｒａｐｙ ｏｆ
ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ [Ｊ] . Ａｃｔａ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉａｅ Ｐｌａｎｔａｒｕｍꎬ ３７: １—１１
Ｗａｎｇ Ｑꎬ Ｂａｔｕｍａｎ Öꎬ Ｌｉ Ｐ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００２. Ａ ｓｉｍｐｌｅ ａｎｄ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｃｒｙｏ￣
ｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ‘ Ｔｒｏｙｅｒ’ ｃｉｔｒａｎｇｅ
[Ｐｏｎｃｉｒｕｓ ｔｒｉｆｏｌｉａｔａ (Ｌ.) Ｒａｆ. × Ｃｉｔｒｕｓ ｓｉｎｅｎｓｉｓ (Ｌ.) Ｏｓｂｅｃｋ.]
ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｅｕｐｈｙｔｉｃａꎬ １２８: １３５—１４２
Ｗａｎｇ Ｑꎬ Ｌａａｍａｎｅｎ Ｊꎬ Ｕｏｓｕｋａｉｎｅｎ Ｍ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００５ａ. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ
ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣ｇｒｏｗｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｒａｓｐｂｅｒｒｙ (Ｒｕｂｕｓ ｉｄａｅｕｓ Ｌ.) ｂｙ
ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｄｅｈｙｄｒａｔｉｏｎ [ Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ ２４: ２８０—２８８
Ｗａｎｇ ＹＬꎬ Ｆａｎ ＭＪꎬ Ｌｉａｗ ＳＩꎬ ２００５ｂ. Ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｎ ｖｉｔｒｏ￣
ｇｒｏｗｎ ｓｈｏｏｔ ｔｉｐｓ ｏｆ ｐａｐａｙａ (Ｃａｒｉｃａ ｐａｐａｙａ Ｌ.) ｂｙ ｖｉｔｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ
[Ｊ] . Ｂｏｔ Ｂｕｌｌ Ａｃａｄ Ｓｉｎｉｃａꎬ ４６: ２９—３４
Ｘｉａｏ ＹＴꎬ ２００６. Ｒｅｄ ｂｕｄ ｔａｒｏ ｎｕｉｓａｎｃｅｌｅｓｓ ｈｉｇｈ ｙｉｅｌｄ ｃｕｌｔｉｖａｔｉｏｎ ｔｅｃｈ￣
ｎｉｑｕｅ [Ｊ] . Ｃｒｏｐｓꎬ ２: ５５—５６
Ｙｉｎ ＭＨꎬ Ｈｏｎｇ ＳＲꎬ ２０１０. Ａ ｓｉｍｐｌｅ ｃｒｙｏｐｒｅｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｏｆ Ｄｉ￣
ｏｓｃｏｒｅａ ｂｕｌｂｉｆｅｒａ Ｌ. ｅｍｂｒｙｏｇｅｎｉｃ ｃａｌｌｉ ｂｙ ｅｎｃａｐｓｕｌａｔｉｏｎ￣ｖｉｔｒｉｆｉｃａ￣
ｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ １０１: ３４９—３５８
２１８　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３７卷