免费文献传递   相关文献

植物C4 光合途径的形成及其影响因素



全 文 :植物生理学通讯 第 45 卷 第 7 期,2009 年 7 月 711
收稿 2008-12-23 修定  2009-05-18
资助 辽宁省科技厅攻关项目(20 0820 8001 )、辽宁省教育厅
项目(2008S211)、沈阳市科技局项目(108119 1-3-00)
和沈阳农业大学青年基金(2 0 0 7 )。
* 通讯作者(E-mail: lijunzhang8@yahoo.com.cn; Tel: 024-
8 8 4 8 7 1 6 3 )。
植物C4光合途径的形成及其影响因素
崔国瑞, 张立军 *, 朱延姝, 崔震海, 李振华
沈阳农业大学生物科学技术学院, 沈阳 110161
Formation of Plant C4 Photosynthetic Pathway and Its Influencing Factors
CUI Guo-Rui, ZHANG Li-Jun*, ZHU Yan-Shu, CUI Zhen-Hai, LI Zhen-Hua
College of Biological Science and Technology, Shenyang Agricultural University, Shenyang 110161, China
提要: 本文介绍植物 C4光合途径形成的发育、光照、CO2浓度、温度和湿度等因素的调节, 以及C4途径建立的分子调控
的研究进展。
关键词: C4光合途径; 叶片解剖结构; 叶片发育; 环境因子; 分子调控
根据CO2固定途径的不同, 高等植物可以分为
三大类: C3 植物、C4 植物和景天酸代谢兼性植物
(CAM)。在 C3 植物中, 由于 Calvin 循环中的核酮
糖 -1,5- 二磷酸羧化酶 / 加氧酶(Rubisco)具有双重
催化作用, 其所引起的光呼吸, 会导致光合作用中
所固定碳素的损失(Decker 1955; Keys 1986)。所
以, C3 植物需要更多的 Rubisco和更大的气孔开度
才能固定较多的碳素。大量合成Rubisco需要消耗
更多的氮素, 更大的气孔开度会散失更多的水分。
而在C4植物中, C4循环增加Rubisco周围的CO2浓
度, 抑制其加氧反应, 致使 C4 植物在高温、强光、
干旱和低CO2条件下, 具有更高的光合效率、水分
利用效率和氮素利用效率, 并表现出更高的产量潜
力和产量稳定性。所以长期以来, 人们一直试图将
C4植物光合途径中的关键酶基因转入到C3植物中,
在 C3 植物中建立 C4 循环以提高其光合效率, 进而
提高其产量和适应环境变化的能力。但是许多这
类的实验并没有达到预期效果, 未能达到增强C3植
物光合作用的目的。这可能与C4植物和C3植物叶
片的解剖学结构差异有关, 也可能与 C4 途径中关
键酶基因在 C3 植物中的表达调节、酶活性调节或
定位有关(Häusler 等 2002; Imaizumi 等 1997; 李卫
华等 1999)。阐释 C4 植物光合途径形成与植物发
育阶段或环境因子的关系, 将有助于揭示C4途径的
发育机制, 为进一步改善C4植物的生产潜力和通过
基因工程改良 C3 植物的光合作用建立基础。
C4光合途径的研究已有较大进展, 关于C4植物
叶片的解剖学结构(Nelson 和 Langdale 1989)、C3-
C4 中间植物的解剖和光合特性(陈宗权和张维经
1988; Ueno 2001)、CO2 浓缩机制(Leegood 2002)、
C4 植物的地理分布(牛书丽等 2004)、C4 光合途径
相关基因的特异性表达(赵银锁和吴相钰 1995)、
克隆及对C3植物的转化(罗遵喜等 2008; 何立斌等
2005)等已多有介绍和展望。本文主要介绍植物C4
光合途径的形成及其影响因素的研究进展。
1 C4植物的叶片解剖学结构
在多数C4植物中, CO2的固定和还原发生在叶
片不同类型的细胞中, 光合作用的进行与叶片的解
剖结构密切相关。
1.1 花环结构和叶绿体 多数C4植物有不同于C3植
物的叶片解剖结构。在 C3 植物中, 进行光合的部
位是叶肉细胞(MC), 含有固定和还原 CO2 的酶系,
而它的维管束鞘细胞(BSC)不发达, 没有叶绿体, 不
能进行光合作用。多数C4 植物除具有能够进行光
合作用的 MC以外, 还具有含叶绿体的BSC。BSC
和 MC 像 “ 花环 ” 一样呈环形围绕维管束排列, 因
此称为 “ 花环结构(Kranz)” (Brown 1975)。C4植物
的花环结构有多种形式, 主要是典型的花环结构, 此
外还有皇冠型花环结构(P’yankov 等 1997)、“ 相
间型 ”花环结构(Wakayama等 2006)和多层鞘细胞
型花环结构(Muhaidat等 2007)。玉米(Zea mays L.)
和高粱[Sorghum bicolor (L.) Moench]均具有典型
的花环结构。C4 植物花环结构的多样性反映出植
物对于不同环境条件的适应性。例如, 大多数藜科
植物生理学通讯 第 45 卷 第 7 期,2009 年 7 月712
植物具有典型的花环结构, 但是, 在高海拔和低温
环境下生长的一些藜科植物, 却拥有皇冠型花环结
构(P’yankov 等 1997)。虽然各种花环结构在形式
上不同, 但在行使功能方面却是相同的。但也有些
植物具有花环结构, 却没有 C4 光合循环, 如 C3-C4
中间型黍属植物的 Panicum milioides (Kanai 和
Kashiwagi 1975)。
值得注意的是, 在C4植物中, 叶绿体结构和功
能具有二型性。C3 植物只有一种类型的叶绿体,
位于 MC 中, 其类囊体片层发育良好, 其中有一些
垛叠在一起形成基粒, 具有高 PSII 活性, 有利于非
环式光合电子传递和还原型辅酶 I (NADPH)的合
成, 并有高的 Rubisco 活性。在 C4 植物中, MC 叶
绿体的基粒结构和 PSII 活性与 C3 植物相似, 不同
的是, 它缺少 Rubisco 活性, 但具有磷酸丙酮酸双
激酶(PPDK)活性; 而C4 植物BSC叶绿体的结构和
功能不同于 MC 叶绿体, 且因 C4 植物的亚型而异。
在NAD-ME (烟酰胺腺嘌呤二核苷酸-苹果酸酶)亚
型和PEP-CK (磷酸烯醇式丙酮酸羧激酶)亚型的C4
植物中, MC 输出 CO2 的载体主要是天冬氨酸, 其
四碳酸脱羧场所是BSC的线粒体。在这些亚型中,
BSC 中的叶绿体有基粒和高 PSII 活性(Pfündel 和
Neubohn 1999), CO2还原需要的还原力来自BSC叶
绿体的非环式光合电子传递。在玉米等 NADP-
ME (烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸 - 苹果酸酶)亚型
植物中, MC 输出 CO2 的载体是苹果酸, 苹果酸同
时又是还原力的载体, 其在BSC中的脱羧场所是叶
绿体。在NADP-ME亚型中, BSC叶绿体不形成基
粒, 缺少 PSII活性(Gregory等 1979; Takabayashi等
2005), 主要进行环式光合电子传递合成 ATP, CO2
还原所需要的 NADPH 来自苹果酸脱羧反应。
1.2 胞间连丝 C4植物在BSC和MC之间有丰富的
胞间连丝, 作为光合代谢物跨细胞运输的通道
(Sowiński 等 2008)。Evert 等(1977)的研究表明, 玉
米BSC的细胞壁上存在许多凹陷区, BSC-MC间每
个凹陷区的胞间连丝数量在 3 4 ~ 1 0 3 个之间。
Botha (1992)发现画眉草属(Eragrostis) C4 植物
Eragrostis plana每微米叶脉中的BSC-MC胞间连丝
为 2 587.35 个; 大黍(Panicum maximum)每微米叶
脉中的 BSC-MC 胞间连丝为 857.41 个; 黄背草
(Themeda triandra)每微米叶脉中的 BSC-MC 胞间
连丝为 284.92 个。
代谢物通过胞间连丝在BSC和MC之间的转
运与其浓度有关(Leegood 1985)。在玉米的BSC和
MC 中, 磷酸丙糖浓度分别为 7.0 mmol·L-1 和 14.8
mmol·L-1, 三磷酸甘油酸分别为 16.0 mmol·L-1 和
6.6 mmol·L-1。胞间连丝对通过其转运的物质也具
有选择性和方向性。在玉米等 NADP-ME 亚型植
物中, 苹果酸通过胞间连丝由 MC 进入 BSC, 丙酮
酸则通过胞间连丝以相反的方向运输(E ver t 等
1977)。Furbank 和 Hatch (1987)研究多种 C4 植物
的结果表明, HCO3-通过胞间连丝由BSC转运进入
MC, 而四碳酸的转运方向是由MC进入BSC, 与四
碳酸相比, 胞间连丝转运HCO3-的量少很多。C4植
物 MC 和 BSC 之间胞间连丝的发育、多寡和转运
效率都影响C4光合循环运转, 甚至可能影响维管束
鞘细胞的发育, 但还未见相关报道。Evert等(1996)
的研究表明, 玉米叶片较晚发育成熟的结构之一是
MC之间和MC-BSC之间的胞间连丝, 而且胞间连
丝的成熟与厚壁筛管的成熟有同步性。Sowiński
等(2008)认为, C4中间产物在MC和BSC之间的运
输可能不是简单的扩散, 而可能是通过一个尚未得
到鉴定的机制进行的。
1.3 单细胞的C4光合作用 有些 C4 植物叶片中没
有花环结构, 也能进行C4光合循环。Voznesenskaya
等(2002)发现, 一种藜科植物Bienertia cycloptera具
有与 C4 植物相同的 C4 同化途径, 但是没有花环结
构, 光合循环是在同一细胞内完成的。水生的单子
叶植物轮叶黑藻[Hydrilla verticillata (L. f) Royle],
其在水下(即深水处)生长的叶片进行 C3 光合作用,
而在水上(近水面处)生长的叶片可诱导出C4光合循
环, 但不形成花环结构(Reiskind 等 1997)。在具有
花环结构的C4植物叶片中, C4途径通过MC中的磷
酸烯醇式丙酮酸羧化酶(PEPC)进行 PEP 羧化反应
形成四碳酸固定CO2, 四碳酸在BSC中进行脱羧反
应释放 CO2, 从而在 BSC 内的 Rubisco周围起到浓
缩CO2 的作用。但在单一细胞内进行C4循环的植
物是通过何种机制将CO2浓缩在Rubisco周围的呢?
Voznesenskaya等(2002)的研究表明, 藜科植物
B. cycloptera 叶片光合细胞的胞质分成两部分: 中
央区域和周边区域, 二者之间通过细胞质通道连接,
叶绿体也具有二型性。中央区域的叶绿体含有发
达的基粒、Rubisco 和淀粉粒, 中央区域胞质中含
有很少的 PEPC; 在周边区域的胞质空间中富集有
植物生理学通讯 第 45 卷 第 7 期,2009 年 7 月 713
大量的 P E P C , 这个区域的叶绿体缺乏基粒、
Rubisco 和淀粉粒, 但含有 PPDK。所以周边区域
类似于花环结构中的MC, 是C4途径中固定CO2的
场所, 其中的叶绿体姑且称为 “C4型叶绿体”; 中央
区域类似于 BSC, 是 CO2 浓缩和还原的场所, 其
中的叶绿体姑且称为 “C3 型叶绿体 ”。在异子蓬
(Borszczowia aralocaspica Bunge)的绿色细胞中,
PEPC 和 PPDK 分布在远离内部储水细胞端, 而
NAD-ME和Rubisco分布在靠近储水细胞端, 四碳
酸在靠近储水细胞的一端脱羧释放CO2进入C3循
环(Voznesenskaya 等 2001)。以上这两种植物催化
四碳酸脱羧的酶都是NAD-ME, 脱羧反应发生在线
粒体中。水生植物轮叶黑藻也在单一细胞中进行
C4光合作用, 其叶片中的CO2浓度是周围水环境中
的 5 倍, 存在 CO2 的浓缩机制, 其中 PEPC 存在于
细胞质中, PPDK 和 NADP-ME 定位于叶绿体中
(Reiskind等1997; Rao等2006), 但是这种植物是否
存在类似于藜科植物B. cycloptera的细胞质光合功
能分区, 以及类似于具有花环结构C4植物的两种类
型的叶绿体, 还未见后续报道。
如果在单一细胞中进行C4光合的效率与具有
花环结构的 C4 植物相近或者更高, 这可为改造 C3
植物提供一条新的思路或依据。然而, 在非极端条
件下, 单一细胞的C4光合系统并没有出现高效率C4
途径(Sage 2004)。由此可以推测, 在单一细胞中
完成C4光合的机制可能是这类植物为适应极端环
境而进化形成的, 并不是为了获得高的光合效率; 而
花环结构是高效率C4光合的结构的基础, 这也可以
解释为什么典型的C4植物都进化有花环结构的原
因。但无论如何, 阐明单一细胞C4 光合的机制, 尤
其是NADP-ME亚型的单一细胞C4光合机制和形成
机制, 对人们企图用基因工程方法将C4光合途径导
入 C3 植物来说, 是有一定启示的。
2 C4植物光合途径形成的影响因素
2.1 叶片发育 C4植物C4途径的形成与叶位和叶片
的发育阶段有关。Crespo 等(1979)发现玉米不同
叶位的光合碳同化途径不同。第 1~3 位叶 BSC 的
叶绿体紧贴着细胞壁排列, 类囊体片层排列紧密, 更
类似于C3植物的特征, PEPC/Rubisco活力比值小于
1, 是典型C3植物的羧化酶活性比率, 运转C3循环;
而 4 位和 5 位叶的 BSC 叶绿体数量多、体积大、
呈离心式排列, 类囊体片层排列相对松散, 具有 C4
植物的特征, PEPC/Rubisco 活力比值大于 1, 是典
型C4植物的羧化酶活性比率, 运转C4循环。Cousins
等(2003)观察高粱叶片的发育情况时也发现, 幼嫩
组织中 BSC 的叶绿体较小, 紧贴细胞壁排列, 表现
出C3的结构特征; 而成熟组织中BSC的叶绿体大,
呈离心方式排列, 是典型的 C4 结构特征。用高粱
第5叶的研究表明, 处于胚芽鞘包裹中的幼嫩组织
MC和BSC先表达Rubisco, 利用C3 途径固定CO2;
随着叶片伸出胚芽鞘, PEPC 开始表达, PEPC 和
Rubisco 表达量快速升高, PEPC/Rubisco 活力比值
开始大于 1 并一直维持, C 4 途径占据优势地位
(Cousins 等 2003)。用蛋白质印迹分析表明, 从玉
米叶片基部至 2.5 cm处, Rubisco、PEPC、NADP-
ME 和 PPDK 的含量都很低; 从 3 cm开始, 这些酶
蛋白的数量迅速增加(Aoyagi 和 Bassham 1986)。
在单一细胞中进行 C4 光合的藜科植物 Bienertia
sinuspersici 在其发育早期, Rubisco 亚基、乙醇酸
途径的甘氨酸脱羧酶和丝氨酸羟甲基转移酶含量迅
速增加, 而C4循环相关酶PPDK和PEPC表达量很
低; 当叶片成熟并且细胞中央区域和周边区域分化
完成时, C4 途径酶才大量积累(Lara 等 2008)。在
雁来红(Amaranthus tricolor)生长和发育的大多数阶
段, 产生全绿的叶片。然而, 接近开花时又长出一
些特殊的叶片, 这些叶片由3种不同的颜色区域组
成: 顶端为绿色、中部为黄色、基部为红色。绿
色的顶端区域在色素组成、光合功能和C4 基因表
达上与全绿叶是一致的。黄色和红色区域缺少光
合活性, 与绿色区域相比, C4 基因表达发生改变。
首先, Rubisco 大亚基合成缺乏; 其次, 质体编码的
2个光合基因: Rubisco大亚基(rbcL)和PSII反应中
心 Di 蛋白(psbA)的相对转录速率下降; 再次, BSC
特异性积累 rbcL和 Rubisco 小亚基(rbcS) mRNAs
功能的丧失(McCormac 等 1997)。迄今, 这种光
合活性变化与颜色变化的关系尚不清楚。以上实
验表明, 不管是在典型的C4植物, 还是在单一细胞
C4光合植物中, 与C4光合有关酶的积累与叶片的发
育阶段是密切相关的。
尽管是花环结构发育直到完全时C4光合才能
高效运转(Nelson和 Dengler 1992), 但有研究表明,
C4 途径酶基因的细胞特异性表达并不与叶片解剖
结构的形成完全同步。在玉米叶片中 , 编码
Rubisco大亚基的mRNA在BSC中特异性表达, 是
植物生理学通讯 第 45 卷 第 7 期,2009 年 7 月714
BSC 细胞分化的已知标记(Langdale 等 1988a)。尽
管高粱叶片幼嫩组织表现出C3植物的结构特征, 但
其MC和BSC都表达Rubisco, 并且PEPC随着叶片
的分化而开始表达(Cousins 等 2003)。玉米 A188
愈伤组织的研究表明, 叶绿体PPDK mRNA的产生
先于叶片形态的建成(Aoyagi 和 Bassham 1986)。
这说明C4生化途径所需要的一些酶的基因在解剖
结构分化以前或正在分化过程中就开始表达。
W a n g 等( 1 9 9 3 )发现, 千穗谷( A m a r a n t h u s
hypochondriacus L.)在黑暗条件下能够形成花环结
构, 但是其 Rubisco、PEPC 和 PPDK 表达量很少,
而且没有出现细胞特异性分布。另外, 有些 C4 植
物C4光合发育完成后移到低光强下, 羧化酶的含量
并不减少, 在其细胞中有大量过剩的 Rubisco 和
PEPC 羧化能力(Sage 和 McKown 2006)。如此看
来, C4途径中酶基因的表达和特异性分布既受发育
的调控, 也受环境因子的调控, 而且在不同类型植
物中的表现是有差异的。
还有研究表明, C4光合途径的形成影响BSC的
发育。Roth 等(1996)的实验表明, 玉米 BSC 发育
缺失突变体(bsd2-m1)的黄化质体(etioplast)超微结
构与野生型相同, 所以该突变基因不是质体结构在
黑暗下正常发育所必需的。一般来说, Rubisco 大
亚基的mRNA是BSC发育的最早标记, 但是, 在突
变体的叶原基发育期、叶片基部和顶部, rbcL 的
mRNA 积累都没有表现出细胞特异性, 在 MC 和
BSC 中等量表达(Langdale 等 1988b)。然而, 在叶
片中却检测不到 Rubisco 大、小亚基蛋白的存在,
同时, 与野生型相比, 突变体的叶绿体有些膨胀, 且
随着叶片的发育而加重(Roth 等 1996)。这表明 C4
同化途径的形成对完善叶片解剖结构具有促进作
用, 但其机制还未见报道。
2.2 CO2浓度 C4植物叶片解剖结构的发育受环境
中CO2浓度的影响。高粱在日间的CO2浓度为566
μL·L-1和夜间为607 μL·L-1的条件下生长时, 其叶片
成熟组织的花环结构中的 BSC 叶绿体较大、发育
良好, 相对于维管束细胞而言是呈离心式排列
(Cousins等2003); 但是当高梁生长环境中CO2浓度
为 700 μL·L-1时, 其BSC细胞壁的厚度仅为正常浓
度CO2下的一半。这种BSC的细胞壁厚度下降, 以
致BSC中CO2浓度下降, 可能是高浓度CO2引起C4
植物光合效率下降的原因之一(Watling 等 2000)。
当环境中CO2浓度升高时, C4植物可以在不影
响CO2同化速率的情况下改变C3和C4循环中相关
酶的含量和活性。当 CO2 浓度提高到 1 100 μL·L-1
时, 玉米中的 PEPC 和 Rubisco 等酶的活性下降,
ADP - 葡萄糖焦磷酸化酶活性升高( Ma r oco 等
1999)。提高CO2浓度对任何发育阶段的高粱叶片
细胞中的 Rubisco 或 PEPC 特异性分布没有影响,
Rubisco/PEPC的活性比值保持恒定, 但在叶尖的老
组织中, Rubisco和PEPC的活性随着CO2浓度的升
高而下降(Cousins 等 2003)。Watling等(2000)的研
究表明, 在CO2浓度为700 μL·L-1时, 高粱叶片中的
PEPC 含量下降, Rubisco 含量不变, 叶片中的羧化
效率和光合速率均下降。但这一方面还有许多尚
待阐明的问题(如高浓度CO2影响C4结构发育的机
制等 ) 。
2.3 光照 光照调节C4植物C4光合关键酶基因的表
达。有人用高梁第 5 位叶的研究表明,由叶鞘包围
的高粱幼嫩组织处于弱光条件下, Rubisco可在MC
和 BSC 中表达, 但 PEPC 不表达, 当这部分幼嫩组
织伸出叶鞘并暴露于日光下时, PEPC开始表达, 而
且 PEPC 和 Rubisco 表达量都快速升高(Cousins 等
2003)。C4光合途径中的关键酶的细胞特异性分布
也受光照和光照时间长短的调节。在黑暗条件下,
千穗谷植株能够形成花环结构, 但是 Rubisco、
PEPC 和 PPDK 表达量很少, 也不表现出特异性的
细胞分布; 在光照初期, Rubisco 的 mRNA 和蛋白
出现在 BSC 和 MC 中, 但 2 d 后仅在 BSC 中表达,
PEPC和PPDK的mRNA和蛋白在MC中表达(Wang
等 1993)。黄花菊属植物 Flaveria trinervia 在光下
生长 4 d 时, Rubisco、PEPC 和 PPDK 的 mRNA 的
表达都没有表现出细胞特异性, 但在光下生长 7 d
时, Rubisco 的 mRNA 在 BSC 中表达, 而 PPDK 的
mRNA 则在 MC 中表达(Shu 等 1999)。在单一细
胞中进行C4光合的植物中C4酶基因的表达也受光
照的调节。例如, 将异子蓬幼苗进行暗处理时, 叶
片中Rubisco的表达量逐渐增加, 而PEPC和PPDK
的表达量则很低, PEPC/Rubisco表达量比值小于1,
具有 C3 植物的特征; 而生长在 400 μmol·m-2·s-1 光
强下的幼苗, 其叶片中的PEPC和PPDK表达增强,
PEPC/Rubisco表达量比值大于1, 表现出C4植物的
特征(Voznesenskaya 等 2004)。还有证据表明, 光
照并不直接影响花环结构的形成(Wang等1993), 但
植物生理学通讯 第 45 卷 第 7 期,2009 年 7 月 715
是光照可间接影响BSC的结构发育。玉米BSC缺
陷突变体(bsd2-ml)在 BSC 中特异表达的光合酶水
平下降, 光下 BSC 叶绿体结构迅速破坏(Roth 等
1996)。以上可以推测, C4 植物的花环结构形成是
由内在的发育机制调节的, 并不依赖于光照; 而 C4
光合循环中的关键酶基因的表达和酶蛋白的细胞特
异性分布则受光照的调节或控制。
2.4 湿度 低湿度也是促使植物进化出C4叶片解剖
学结构和光合途径的环境因子。例如, 沼泽芦苇
(Phragmites communis Trin.)的 BSC 叶绿体呈近似
于圆形, 基粒发育退化, 不含淀粉粒, 具有更接近于
C3 植物小麦(Triticum aestivum)中BSC的叶绿体的
特征; 沙丘芦苇(Phragmites communis Trin.)的BSC
虽不具有典型的 C4 植物中的花环结构特征, 然而,
其BSC叶绿体呈近似于椭圆形, 具有不发达的基粒,
形态和超微结构更接近于 C4 植物玉米(郑文菊等
1999)。
环境湿度变化还可以引起植物C3与C4光合途
径之间的相互转化。一些水生植物, 如轮叶黑藻,
其水上叶片进行 C4 光合, 而水下叶片进行 C3 光合
(Reiskind等1997)。植物光合作用的这种转变与植
物的C4解剖结构的形成和C4光合酶基因的表达有
关。莎草科的大莎草(Eleocharis vivipara)在水中
生长时表现出 C3 植物的特征, 没有明显的 BSC
(Uchino等1998), 当它在水中长出的茎秆露出水面
时, 就迅速干枯, 长出具有C4花环结构和生化特征
的新茎秆, 当陆生植株浸没在水中时, 将长出具有
C3 结构和生化特征的新茎秆(Ueno 2001)。禾本科
的虎尾草亚科(Chloridoideae) Orcuttieae族的一个种
Orcuttia viscida 也存在与大莎草相似的结构转变
(Keeley 1998)。但 Orcutt ieae 族的另一个种
Neostapfia colusana, 无论在水生或陆生环境下都具
有花环结构, 但在水生和陆生时, 花环结构不同。
在水生时, BSC 垂直于叶脉排列, 叶绿体在细胞壁
内侧呈向心排列, 不形成基粒, 明显不同于陆生植
株。湿度变化还参与C3和C4光合途径中关键酶基
因表达的调节。Uchino等(1998)的研究表明, 在大
莎草陆生的节间组织中, Rubisco 在 BSC 中表达,
PEPC 在 MC 中表达, 与典型的 C4 植物一致; 在水
生节间组织中, Rubisco在BSC和MC中都表达, 而
PEPC不表达。这些实验表明, 低湿度对C4植物的
BSC发育的调节很复杂。对于一些植物来说, 低湿
度调节起主要作用, 如大莎草和O. viscida; 而在另
一些植物中则以发育调控为主, 低湿度起辅助性的
调节作用, 如 N. colusana; 同时, 还应注意的是, 叶
绿体基粒形成和花环结构形成可能有不同的调节机
制。
3 C4光合途径形成的分子调节
C4光合途径和解剖结构的形成是在发育和环
境调节下的相关基因表达的结果。多年来, C4 光
合途径一直是一个活跃的研究领域, 但仍有诸多问
题需要解决, 其中之一是 C3 光合转向 C4 光合的分
子机制, 人们对这一领域仍知之不多。
3.1 C4途径形成受多基因调控 C4途径的进化以前
一直认为只涉及到相当少的几个关键突变(Ku 等
1996), 但是最近的研究表明, 玉米 C4 途径涉及细
胞特异表达的基因占总基因的 18% (Sawers 等
2007)。这些转录变化可能是BSC和MC质体蛋白
质组差异的原因或至少是部分原因(Majeran 等
2005, 2008)。二行芥[Diplotaxis muralis (L.) DC]
是由 Diplotaxis tenuifolia (L.) DC 和 Diplotaxis
viminea (L.) DC 杂交得到的。D. tenuifolia 是十
字花科二行芥属的C3-C4中间型植物, 其BSC中含
有大量的叶绿体和线粒体, 呈向心分布; 同属的 D.
viminea是C3型植物, 其BSC中仅含有少量的叶绿
体和线粒体; 杂交种二行芥BSC中的这2种细胞器
数量及分布情况介于二者之间。在光照强度为
1 000 μmol·m-2·s-1 时, D. tenuifolia 具有典型 C3-C4
中间型植物的胞间CO2浓度值, D. viminea胞间CO2
浓度值在 C3 植物的范围中, 二行芥介于二者之间
(Ueno 等 2006)。Ueno 等(2003)的研究表明, 萝卜
(Raphanus sativus; RR)与 D.viminea 一样, 其 BSC
中仅含有少量细胞器, 与 D. tenuifolia (DtDt)的杂
交后代的 BSC 中叶绿体和线粒体的数量、向心排
列的比率和线粒体大小, 均随着基因组中Dt:R比率
的增加而增加。基因型为 DtDt RR 的后代表现介
于双亲之间, Dt RR的后代表现出一些C3植物特征,
DtDt R 的后代表现接近于 C3-C4 中间型亲本。可
见, 属间或种间杂交可以影响某些植物光合途径的
形成, 同时也表明, C4 特征是由较多基因决定的。
相信随着研究的不断深入, 今后会有更多的不同光
合途径植物的杂交实验开展, 这将有助于人们了解
C4光合途径的发育和形成机制, 但这一领域的研究
由于难以找到合适的杂交亲本和材料而受到限制。
植物生理学通讯 第 45 卷 第 7 期,2009 年 7 月716
3.2 C4途径形成受多水平调节
3.2.1 C4酶基因细胞特异性表达调节序列 虽然C4
途径的形成涉及众多的细胞特异表达的基因
(Sawers 等 2007), 但是, Covshoff 等(2008)认为 C4
植物通过改变影响细胞环境的关键调节元件, 而不
是通过广泛的顺式和反式调节元件的变化, 来导致
BSC 和 MC 之间的转录组的差异。C4 途径酶细胞
特异性的表达调节显然是C4光合进化的关键步骤
(Hibberd 和 Quick 2002)。这种调节的途径之一是
C4 基因获得细胞特异性表达的调节序列。Gowik
等( 2 0 0 4 )在黄花菊属双子叶 C 4 植物 Fl a ve r i a
trinervia 的 PEPC基因 ppcA1启动子中鉴定到 2个
关键调控区域: 近端区域(-570 至-1)和远端区域
(-1 566 至 -2 141) , 当将远端区域插入 C3 植物
Flaveria pringlei的ppcA1启动子中时, 起增强子样
表达模块(expression module)的作用, 能够指导该
基因在叶肉细胞中的特异性表达。据推测, F .
trinervia的ppcA1启动子近端区域(-570至-1)对于
基因在叶肉细胞内的特异性表达量有调节作用
(Engelmann 等 2008)。然而, 发育和环境因子如何
通过这些调节序列影响 PEPC 基因表达, 还未见报
道。Nomura 等(2000)研究玉米和水稻 PPDK 基因
(Pdk)启动子时发现, 虽然 2 种 Pdk 结构相似, 但玉
米Pdk启动子功能更为强大, 其转录活性远高于水
稻, 基因表达具有细胞特异性, 仅在 MC 中表达。
从 PPDK蛋白进化关系来看, 玉米和水稻PPDK的
氨基酸同源性很高, 由此可见, 通过转C4植物PPDK
基因的方式改造C3植物光合碳同化途径具有可能
性(贾永光等 2009)。此外, 玉米Pdk 启动子包含一
个光调节区域(-330 至-76)。与 C3 植物 PPDK 基
因(Pdk)启动子相比, C4 植物 PPDK 基因(Pdk)启动
子对C4光合循环形成更为重要, 其中存在着环境因
子的调控位点。
3.2.2 细胞所处位置的调节 C4 途径的形成需要
MC 和 BSC 中基因表达的同步性(Bailey等 2007)。
Langdale等(1988a)的研究表明, 光对玉米C4解剖结
构和生化途径形成诱导效应受细胞相对于维管的位
置影响。在光诱导下, 从 C3 型转变为 C4 型的细胞
主要位于维管的附近。据此, 有人认为, 光引起叶
肉细胞Rubisco基因表达的抑制是通过与维管系统
有关的机制进行。以正常和突变体argentia (ar) 玉
米幼苗为材料, 用NADP-ME、PEPC和Rubisco的
mRNA作为细胞特异性的标记, 原位跟踪这3个基
因在幼苗发育过程中的表达(Langdale 等 1988b)。
在光下, 这3种mRNA在正常植株和突变体叶片都
以细胞特异性的方式表达。C4 mRNA 围绕维管并
沿着维管方向积累, 表明BSC和MC细胞发育具有
空间和时间上的顺序性。BSC特异性的 mRNA在
花环结构明显形成之前, 围绕正在发育的维管束积
累。在 ar 突变体中, C4 mRNA 晚于花环结构的出
现。这表明, 沿着单个维管的 BSC 结构和生化途
径形成的激活是异步的, 可能受维管发育的影响。
3.2.3 细胞内环境的调节效应 在C4植物进化过程
中, 细胞内环境的变化可能起一定的作用(Covshoff
等 2008), 影响许多与C4途径形成有关基因的特异
表达。植物的 PEPC 和 Rubisco 的 rbcS 分别特异
性的在 MC 和 BSC 中表达。将玉米的 PEPC 基因
(pepc)和Rubisco的小亚基(rbcS)的启动子分别与β-
glucuronidase (GUS)构成嵌合基因导入C3植物水稻
中后, 这 2种嵌合基因只在叶片的MC和叶鞘中高
水平表达, 在其他细胞中没有观察到表达或表达量
非常低。这 2 个基因的表达也受光照调节。这个
结果表明, 在C4植物中制约 pepc和 rbcS基因细胞
特异性表达和光诱导的调节系统也存在于C3植物
MC 中。据此可以推测, rbcS 在玉米 MC 中的低水
平表达和在BSC中高水平表达可能有2个原因: 一
是rbcS表达所需要的转录因子在BSC中活化, 而这
种活化与细胞的内环境有关; 另一种解释是, 在玉
米的 MC 中存在 rbcS 表达的阻遏蛋白, rbcS 的
mRNA已经在玉米与 BSC 不毗邻的黄化 MC 和绿
色细胞中发现(La ngda le 等 198 8a , b )。据此,
Langdale和Nelson (1991)提出阻遏蛋白存在于毗邻
BSC的MC中, 在光照条件下起阻遏作用。最近有
人在玉米叶片中已鉴定出一个在BSC中富集的
1 000 kDa NADPH脱氢酶的超级复合体, 可能在调
节细胞内无机碳浓度中起作用(Majeran和van Wijk
2009)。
3.2.4 C4酶基因转录后的调节 Boinski 等(1993)利
用千穗谷的成熟叶片研究时发现, 在活体叶片中,
Rubisco的 mRNA和 rbcL多肽只存在于 BSC的叶
绿体制备液中, 而 PPDK 只存在于MC的叶绿体制
备液中。但是, 体外转录分析表明, rbcL 基因既优
先在 BSC, 也在 MC 叶绿体制备液中转录。因此,
C4叶绿体中rbcL基因的差异表达可能与rbcL转录
植物生理学通讯 第 45 卷 第 7 期,2009 年 7 月 717
本的差异加工或差异稳定性有关。至少部分调节
是在转录后水平上。Hudson 等(1990)将来自于 3
个属(黄花菊属 Flaveria, 滨藜属 Atriplex 和脉颖草
属Neurachne)的3对C3和C4植物叶绿体的 rbcL基
因进行克隆和测序时发现, 在启动子和转录区没有
显著的或一致的变化, 来自同属植物的每对多肽的
预测氨基酸变化数量也非常有限(3~6个), 其中只有
一个[309Met (C3) 到 Ile (C4)]观察到, 所以认为, rbcL
的突变导致Rubisco动力学的变化而不是表达的变
化。在不同光合功能 C4 植物的细胞中, 核糖体的
组成也有差异(Zhao 等 1999)。
3.2.5 激素和光照调节 尽管水蕴草(Egeria densa)
叶片没有表现出细胞二型性, 外施 ABA 对在低光
强和低温下生长的植株会引起PEPC和NADP-ME
活性的增加, 与在温度诱导时发生的情况类似。但
PEPC 活性的增加与分子量为 108 kDa 和 115 kDa
的亚基的增加有关。因此有人认为, 有些物种对高
温或ABA处理可能存在不同的信号系统。二者都
会导致光合代谢的变化(Lara 和 Andreo 2005)。光
照不仅是植物质体转变为能够进行光合作用的叶绿
体的必需因子, 同时也是诱导C4植物MC和BSC光
合功能分化的关键因子。例如, L2 是一种玉米叶
绿体核糖体蛋白, 含有L2的核糖体在黄化苗MC和
BSC中含量相同, 但在光下, 它只在BSC中增加, 而
不在 MC 中增加(Zhao 等 1999)。此外, 藜科植物
B. sinuspersici是在单一细胞中进行C4光合作用的
植物, 其光合细胞的胞质被分成 2 个部分: 中央区
域和周边区域, 将其置于光下培养才能诱导出细胞
内光合功能的空间分区(Lara 等 2008)。
3.3 影响 BSC叶绿体结构形成的基因 在拟南芥
(Arabidopsis thaliana)中, HCF136位于类囊体膜上,
行使PSII稳定或组装因子的功能, 其缺失会引起叶
片叶绿素大量释放荧光( P l ü c k e n 等 2 0 0 2 ) 。
Covshoff等(2008)从玉米中克隆到hcf136的同源物
(ZmHcf136)并进行了特性分析。在野生型玉米中,
ZmHcf136 的 mRNA 主要在 MC 中积累, 与在拟南
芥中的功能一致。这个基因突变, 不仅使得质体编
码的 psbB-psbT-psbH-petB-petD (PSII 组成蛋白基
因)多顺反子在 MC 中未能加工, 影响 PSII 的结构,
而且改变 MC 和 BSC 的转录组。例如, 与野生型
相比, MC 叶绿体有 57 个基因表达发生变化, BSC
叶绿体有 18个基因表达发生变化。尽管目前在玉
米中已鉴定出多个影响 PSII 功能的突变体, 包括
hcf-3、hcf-19G和hcf-19YG 等(Leto和Miles 1980),
还未见到直接影响BSC叶绿体中 PSII形成的突变
体, 但是, 上述研究暗示, 叶绿体中 PSII 的发育在
C4 途径形成过程中具有调节作用。最近的蛋白质
组学研究揭示, 玉米叶中的代谢物转运蛋白有C4细
胞的特异性分化(Majeran和 van Wijk 2009)。但C4
植物叶绿体被膜转运蛋白的研究还相当薄弱(宋超
等 2009)。
3.4 转入C3植物的C4酶基因的表达和效应 近几
年来, 人们曾尝试将 C4 光合关键酶基因转入 C3 植
物中, 以期在C3植物中建立C4光合循环和提高光合
效率, 但并未取得理想的结果。F uka y a ma 等
(2003)将PEPC基因转入水稻(Oryza sativa)中后, 水
稻的光呼吸增强, Rubisco活性下降, 光合作用受到
抑制。Taniguchi 等(2008)将 PEPC、PPDK、
NADP-ME和NADP-苹果酸脱氢酶(NADP-MDH)的
基因以不同组合形式转入不同水稻品种中的结果表
明: PEPC和PPDK同时过量表达会引起茎秆长度变
短和穗重下降; PEPC和NADP-ME同时过量表达还
会引起茎秆长度变短和穗重下降, 个别品种发育迟
缓, 营养生长阶段尤其明显; 上述 4 种酶同时过量
表达, 在一定程度上对植株光合作用有促进作用。
总之, C4光合关键酶基因能够在转基因C3植株中大
量表达, 但转基因植株并不表现出人们期望中的高
光合效率。其原因可能是 C3 植物中无法形成 CO2
的浓缩机制, 不能有效的提高 Rubisco 周围的 CO2
浓度, 因而 C4 光合的高效率也就表现不出来。
4 结束语
将C4途径引入C3植物中, 有 2个可能的途径:
一是诱导C3植物分化出与C4植物相似的MC和BSC,
两者有效分工, 协同运转, 行使C4光合作用功能; 二
是在C3植物的单一叶肉细胞中诱导产生C4光合作
用。但不论是哪一条途径, 都面临着许多困难。
在第一条途径中, BSC发育机制和调节控制迄今仍
然知之甚少, 还没有基因操作的具体目标。至于第
二条途径, 看似简单, 但目前仍有难以克服的问题。
首先, 如果采用单一细胞 C4 光合的 NAD-ME 亚型
机制, C3植物在单一叶肉细胞中的结构和光合功能
分区又如何诱导?如果采取单一细胞的 NADP-ME
亚型机制, 但与这个途径有关的细胞结构和功能分
区的信息很少, 仍难以启动。因此, C4 途径形成中
植物生理学通讯 第 45 卷 第 7 期,2009 年 7 月718
的C4解剖结构的形成机制和调节机制(包括叶绿体
代谢物的转运蛋白分化特性)仍应值得考虑。
参考文献
陈宗权, 张维经(1988). C3-C4 中间植物. 植物生理学通讯, 25 (2):
72~76
何立斌, 李平, 向珣朝, 李季航, 张楷正(2005). 转玉米 pepc 基因
水稻的某些光合特性. 植物生理学通讯, 41 (4): 461~463
贾永光, 张立军, 刘淳, 宋超, 崔震海, 朱延姝(2009). 丙酮酸磷酸
双激酶及其基因结构. 植物生理学通讯, 45 (3): 305~311
李卫华, 郝乃斌, 戈巧英, 张其德(1999). C3 植物中 C4 途径的研究
进展. 植物学通报, 16 (2): 97~106
罗遵喜, 张树珍, 杨本鹏(2008). C4 光合关键酶基因转化 C3 植物.
植物生理学通讯, 44 (2): 187~193
牛书丽, 蒋高明, 李永康(2004). C3 与 C4 植物的环境调控. 生态学
报, 24 (2): 308~314
宋超, 张立军, 贾永光, 崔国瑞, 崔震海, 朱延姝(2009). 植物的苹
果酸代谢和转运. 植物生理学通讯, 45 (5): 419~428
赵银锁, 吴相钰(1995). C4 植物基因的细胞特异性表达. 植物生
理学通讯, 31 (1): 9~14
郑文菊, 王双, 张承烈(1999). 四种生态型芦苇叶片结构的研究.
植物学报, 41 (6): 580~584
Aoyagi K, Bassham JA (1986). Appearance and accumulation of
C4 carbon pathway enzymes in developing maize leaves and
differentiating maize A188 callus. Plant Physiol, 80 (2):
322~333
Bailey KJ, Gray JE, Walker RP, Leegood RC (2007). Coordinate
regulation of phosphoenolpyruvate carboxylase and phos-
phoenolpyruvate carboxykinase by light and CO2 during C4
photosynthesis. Plant Physiol, 144 (1): 479~486
Boinski JJ, Wang JL, Xu P, Hotchkiss T, Berry JO (1993). Post-
transcriptional control of cell type-specific gene expression
in bundle sheath and mesophyll chloroplasts of Amaranthus
hypochondriacus. Plant Mol Biol, 22 (3): 397~410
Botha CEJ (1992). Plasmodesmatal distribution, structure and
frequency in relation to assimilation in C3 and C4 grasses in
southern Africa. Planta, 187 (3): 348~358
Brown WV (1975). Variations in anatomy, associations and origins
of Kranz tissue. Am J Bot, 62 (4): 395~402
Cousins AB, Adam NR, Wall GW, Kimball BA, Pinter Jr PJ, Ottman
MJ, Leavitt SW, Webber AN (2003). Development of C4
photosynthesis in sorghum leaves grown under free-air CO2
enrichment (FACE). J Exp Bot, 54 (389): 1969~1975
Covshoff S, Majeran W, Liu P, Kolkman JM, van Wijk KJ, Brutnell
TP (2008). Deregulation of maize C4 photosynthetic devel-
opment in a mesophyll cell-defective mutant. Plant Physiol,
146 (4): 1469~1481
Crespo HM, Frean M, Cresswell CF, Tew J (1979). The occurrence
of both C3 and C4 photosynthetic characteristics in a single
Zea mays plant. Planta, 147 (3): 257~263
Decker JP (1955). A rapid, postillumination deceleration of
respiration in green leaves. Plant Physiol, 30 (1): 82~84
Engelmann S, Zogel C, Koczor M, Schlue U, Streubel M, Westhoff
P (2008). Evolution of the C4 phosphoenolpyruvate car-
boxylase promoter of the C4 species Flaveria trinervia: the
role of the proximal promoter region. BMC Plant Biol, 8: 4
Evert RF, Eschrich W, Heyser W (1977). Distribution and struc-
ture of the plasmodesmata in mesophyll and bundle-sheath
cells of Zea mays L.. Planta, 136 (1): 77~89
Evert RF, Russin WA, Bosabalidis AM (1996). Anatomical and
ultrastructural changes associated with sink-to-source tran-
sition in developing maize leaves. Int J Plant Sci, 157 (3):
247~261
Fukayama H, Hatch MD, Tamai T, Tsuchida H, Sudoh S, Furbank
RT, Miyao M (2003). Activity regulation and physiological
impacts of maize C4-specific phosphoenolpyruvate carboxy-
lase overproduced in transgenic rice plants. Photosynth Res,
77 (2-3): 227~239
Furbank RT, Hatch MD (1987). Mechanism of C4 photosynthesis:
the size and composition of the inorganic carbon pool in
bundle sheath cells. Plant Physiol, 85 (4): 958~964
Gowik U, Burscheidt J, Akyildiz M, Schlue U, Koczor M, Streubel
M, Westhoff P (2004). cis-Regulatory elements for meso-
phyll-specific gene expression in the C4 Plant Flaveria
trinervia , the promoter of the C4 phosphoenolpyruvate
carboxylase gene. Plant Cell, 16 (5): 1077~1090
Gregory RP, Droppa M, Horváth G, Evans EH (1979). A compari-
son based on delayed light emission and fluorescence induc-
tion of intact chloroplasts isolated from mesophyll proto-
plasts and bundle-sheath cells of maize. Biochem J, 180 (1):
253~256
Häusler RE, Hirsch HJ, Kreuzaler F, Peterhänsel C (2002).
Overexpression of C4-cycle enzymes in transgenic C3 plants:
a biotechnological approach to improve C3-photosynthesis.
J Exp Bot, 53 (369): 591~607
Hibberd JM, Quick WP (2002). Characteristics of C4 photosynthe-
sis in stems and petioles of C3 flowering plants. Nature, 415
(6870): 451~454
Hudson GS, Mahon JD, Anderson PA, Gibbs MJ, Badger MR,
Andrews TJ, Whitfeld PR (1990). Comparisons of rbcL genes
for the large subunit of ribulose-bisphosphate carboxylase
from closely related C3 and C4 plant species. J Biol Chem, 265
(2): 808~814
Imaizumi N, Ku MSB, Ishihara K, Samejima M, Kaneko S,
Matsuoka M (1997). Characterization of the gene for pyruvate,
orthophosphate dikinase from rice, a C3 plant, and a com-
parison of structure and expression between C3 and C4 genes
for this protein. Plant Mol Biol, 34 (5): 701~716
Kanai R, Kashiwagi M (1975). Panicum milioides, a Gramineae
plant having Kranz leaf anatomy without C4-photosynthesis.
Plant Cell Physiol, 16 (4): 669~679
Keeley JE (1998). C4 photosynthetic modifications in the evolu-
tionary transition from land to water in aquatic grasses.
Oecologia, 116 (1-2): 85~97
Keys AJ (1986). Rubisco: its role in photorespiration. Phil Trans
R Soc Lond B, 313 (1162): 325~336
Ku MSB, Kano-Murakami Y, Matsuoka M (1996). Evolution and
expression of C4 photosynthesis genes. Plant Physiol, 111
(4): 949~957
植物生理学通讯 第 45 卷 第 7 期,2009 年 7 月 719
Langdale JA, Rothermel BA, Nelson T (1988a). Cellular pattern
of photosynthetic gene expression in developing maize
leaves. Genes Dev, 2 (1): 106~115
Langdale JA, Zelitch I, Miller E, Nelson T (1988b). Cell position
and light influence C4 versus C3 patterns of photosynthetic
gene expression in maize. EMBO J, 7 (12): 3643~3651
Langdale JA, Nelson T (1991). Spatial regulation of photosyn-
thetic development in C4 plants. Trends Genet, 7 (6): 191~196
Lara MV, Andreo CS (2005). Photosynthesis in Nontypical C4
Species. In: Pessarakli M (ed). Handbook of Photosynthesis.
2nd ed. Cleveland: CRC Press, 394~395
Lara MV, Offermann S, Smith M, Okita TW, Andreo CS, Edwards
GE (2008). Leaf development in the single-cell C4 system in
Bienertia sinuspersici: expression of genes and peptide levels
for C4 metabolism in relation to chlorenchyma structure
under different light conditions. Plant Physiol, 148 (1):
593~610
Leegood RC (1985). The intercellu lar compartmentation of
metabolites in leaves of Zea mays L.. Planta , 164 (2):
163~171
Leegood RC (2002). C4 photosynthesis: principles of CO2 concen-
tration and prospects for its introduction into C3 plants. J
Exp Bot, 53 (369): 581~590
Leto KJ, Miles D (1980). Characterization of three photosystem
II mutants in Zea mays L. lacking a 32,000 Dalton lamellar
polypeptide. Plant Physiol, 66 (1): 18~24
Majeran W, Cai Y, Sun Q and van Wijk KJ (2005). Functional
differentiation of bundle sheath and mesophyll maize chlo-
roplasts determined by comparative proteomics. Plant Cell,
17 (11): 3111~3140
Majeran W, Zybailov B, Ytterberg AJ, Dunsmore J, Sun Q, van
Wijk KJ (2008). Consequences of C4 differentiation for chlo-
roplast membrane proteomes in maize mesophyll and bundle
sheath cells. Mol Cell Proteomics, 7 (9): 1609~1638
Majeran W, van Wijk KJ (2009). Cell-type-specific differentia-
tion of chloroplasts in C4 plants. Trends Plant Sci, 14 (2):
100~109
Maroco JP, Edwards GE, Ku MSB (1999). Photosynthetic accli-
mation of maize to growth under elevated levels of carbon
dioxide. Planta, 210 (1): 115~125
McCormac D, Boinski JJ, Ramsperger VC, Berry JO (1997). C4 gene
expression in photosynthetic and nonphotosynthetic leaf
regions of Amaranthus tricolor. Plant Physiol, 114 (3):
801~815
Muhaidat R, Sage RF, Dengler NG (2007). Diversity of Kranz
anatomy and biochemistry in C4 eudicots. Am J Bot, 94 (3):
362~381
Nelson T, Langdale JA (1989). Patterns of leaf development in C4
Plants. Plant Cell, 1 (1): 3~13
Nelson T, Dengler NG (1992). Photosynthetic tissue differentia-
tion in C4 Plants. Int J Plant Sci, 153 (3): S93~S105
Nomura M, Sentoku N, Nishimura A, Lin JH, Honda C, Taniguchi
M, Ishida Y, Ohta S, Komari T, Miyao-Tokutomi M et al
(2000). The evolution of C4 plants: acquisition of cis-
regulatory sequences in the promoter of C4-type pyruvate,
orthophosphate dikinase gene. Plant J, 22 (3): 211~221
Pfündel E, Neubohn B (1999). Assessing photosystem I and II
distribution in leaves from C4 plants using confocal laser
scanning microscopy. Plant Cell Environ, 22 (12): 1569~1577.
Plücken H, Müller B, Grohmann D, Westhoff P, Eichacker LA
(2002). The HCF136 protein is essential for assembly of the
photosystem II reaction center in Arabidopsis thaliana.
FEBS Lett, 532 (1-2): 85~90
P’yankov VI, Voznesenskaya EV, Kondratschuk AV, Black CC
(1997). A comparative anatomical and biochemical analysis
in salsola (Chenopodiaceae) species with and without a Kranz
type l eaf a na tomy: a possib le reversion of C4 to C 3
photosynthesis. Am J Bot, 84 (5): 597~606
Rao S, Reiskind J, Bowes G (2006). Light regulation of the
photosynthetic phosphoenolpyruvate carboxylase (PEPC)
in Hydrilla verticillata. Plant Cell Physiol, 47 (9): 1206~1216
Reiskind JB, Madsen TV, van Ginkel LC, Bowes G (1997). Evidence
that inducible C4-type photosynthesis is a chloroplastic CO2-
concentrating mechanism in Hydrilla, a submersed monocot.
Plant Cell Environ, 20 (2): 211~220
Roth R, Hall LN, Brutnell TP, Langdale JA (1996). Bundle sheath
defective2, a mutation that disrupts the coordinated develop-
ment of bundle sheath and mesophyll cells in the maize leaf.
Plant Cell, 8 (5): 915~927
Sage RF (2004). The evolution of C4 photosynthesis. New Phytol,
161 (2): 341~370
Sage RF, McKown AD (2006). Is C4 photosynthesis less phenotypi-
cally plastic than C3 photosynthesis? J Exp Bot, 57 (2):
303~317
Sawers RJ, Liu P, Anufrikova K, Hwang JT, Brutnell TP (2007).
A multi-treatment experimental system to examine photo-
synthetic differentiation in the maize leaf. BMC Genomics,
8: 12
Shu G, Pontieri V, Dengler NG, Mets LJ (1999). Light induction
of cell type differentiation and cell-type-specific gene ex-
pression in cotyledons of a C4 plant, Flaveria trinervia. Plant
Physiol, 121 (3): 731~741
Sowiński P, Szczepanik J, Minchin PE (2008). On the mechanism
of C4 photosynthesis intermediate exchange between Kranz
mesophyll and bundle sheath cells in grasses. J Exp Bot, 59
(6): 1137~1147
Takabayashi A, Kishine M, Asada K, Endo T, Sato F (2005).
Differential use of two cyclic electron flows around photo-
system I for driving CO2-concentration mechanism in C4
photosynthesis . Proc Na tl Acad Sci USA, 102 (46 ):
16898~16903
Taniguchi Y, Ohkawa H, Masumoto C, Fukuda T, Tamai T, Lee
K, Sudoh S, Tsuchida H, Sasaki H, Fukayama H, Miyao M
(2008). Overproduction of C4 photosynthetic enzymes in
transgenic rice plants: an approach to introduce the C4-like
photosyntheti c pathway into ri ce. J Exp Bot, 59 (7):
1799~1809
Uchino A, Sentoku N, Nemoto K, Ishii R, Samejima M, Matsuoka
M (1998). C4-type gene expression is not directly dependent
on Kranz anatomy in an amphibious sedge Eleocharis vivipara
植物生理学通讯 第 45 卷 第 7 期,2009 年 7 月720
link. Plant J, 14 (5): 565~572
Ueno O (2001). Environmental regulation of C3 and C4 differen-
tiation in the amphibious sedge Eleocharis vivipara . Plant
Physiol, 127 (4): 1524~1532
Ueno O, Bang SW, Wada Y, Kondo A, Ishihara K, Kaneko Y,
Matsuzawa Y (2003). Structural and biochemical dissection
of photorespiration in hybrids differing in genome constitu-
tion between Diplotaxis tenuifolia (C3-C4) and radish (C3).
Plant Physiol, 132 (3): 1550~1559
Ueno O, Wada Y, Wakai M, Bang SW (2006). Evidence from
photosynthetic characteristics for the hybrid origin of
Diplotaxis muralis from a C3-C4 intermediate and a C3 species.
Plant Biol, 8 (2): 253~259
Voznesenskaya EV, Franceschi VR, Kiirats O, Freitag H, Edwards
GE (2001). Kranz anatomy is not essential for terrestrial C4
plant photosynthesis. Nature, 414: 543~546
Voznesenskaya EV, Franceschi VR, Kiirats O, Artyusheva EG,
Freitag H, Edwards GE (2002). Proof of C4 photosynthesis
w i t h o u t Kr a n z a n a t o my i n B ie n e r t i a c y c lo p t e r a
(Chenopodiaceae). Plant J, 31 (5): 649~662
Voznesenskaya EV, Franceschi VR, Edwards GE (2004). Light-
dependent development of single cell C4 photosynthesis in
cotyledons of Borszczowia aralocaspica (Chenopodiaceae)
during transformation from a storage to a photosynthetic
organ. Ann Bot, 93 (2): 177~187
Wakayama M, Ohnishi J, Ueno O (2006). Structure and enzyme
expression in photosynthetic organs of the atypical C4 grass
Arundinella hirta. Planta, 223 (6): 1243~1255
Wang JL, Long JJ, Hotchkiss T, Berry JO (1993). C4 photosyn-
thetic gene expression in light- and dark-grown amaranth
cotyledons. Plant Physiol, 102 (4): 1085~1093
Watling JR, Press MS, Quick WP (2000). Elevated CO2 induces
biochemical and ultrastructural changes in leaves of C4 cereal
sorghum. Plant Physiol, 123 (3): 1143~1152.
Zhao YY, Xu T, Zucchi P, Bogorad L (1999). Subpopulations of
chloroplast ribosomes change during photoregulated devel-
opment of Zea mays leaves: ribosomal proteins L2, L21, and
L29. Proc Natl Acad Sci USA, 96 (16): 8997~9002