免费文献传递   相关文献

甘蔗体内的蔗糖转运与运输途径



全 文 :植物生理学通讯 第 44卷 第 3期,2008年 6月 605
甘蔗体内的蔗糖转运与运输途径
王俊刚,赵婷婷,张树珍 *,杨本鹏,蔡文伟
中国热带农业科学院热带生物技术研究所,海口 571101
Sucrose Transport and Translocation Pathways in the Sugarcane
WANG Jun-Gang, ZHAO Ting-Ting, ZHANG Shu-Zhen*, YANG Ben-Peng, CAI Wen-Wei
Institute of Tropical Bioscience and Biotechnology, Chinese Academy of Tropical Agricultural Sciences, Haikou 571101, China
提要:从生物学角度对甘蔗中蔗糖装载、运输、卸载、积累以及其调节过程的研究进展进行概述。
关键词:甘蔗;蔗糖;装载和卸载;运输;积累;调节
收稿 2008-03-10 修定 2008-05-09
资助 国家自然科学基金(30660097)和中央级公益科研院所基
本科研业务费。
* 通讯作者(E-ma i l:zha ng sz.2 0 0 7 @ ya hoo.co m.cn;
T el:0 8 9 8 -6 6 8 9 2 7 3 5 )。
甘蔗(Saccharum officinarum L.)生长于热带和
亚热带地区,是人类最早利用的C4光合途径的高
光效植物。蔗糖是甘蔗光合作用的主要产物之
一,也是植物体内光合产物运输与分配的主要形
式。甘蔗光合作用形成的蔗糖从源到库(消耗或贮
存同化物的器官)的运输过程是由多个生化过程和
组织结构所控制的一个高度完整的系统。整个运
输系统包括蔗糖从光合组织叶肉细胞到韧皮部的运
输、蔗糖在韧皮部的装载、筛管中的运输、韧
皮部卸载和库器官中蔗糖的吸收、积累等过程(图
1)。蔗糖在甘蔗中以一种定向运输和分配的方式
调控甘蔗的整个生长和发育进程(包括相关的生理
过程、生化代谢途径和基因表达等),同时也决
定甘蔗产量和品质。鉴于蔗糖转运及其对甘蔗生
理过程影响的重要性,本文就蔗糖在甘蔗体内的
转运途径作了介绍。
1 蔗糖的韧皮部装载
韧皮部装载(phloem loading)是指光合同化物从
叶肉细胞运出后直至最终进入筛管的整个过程。
其又分为共质体和质外体装载 2种方式:在装载
过程中,如果溶质是通过胞间连丝进入 SE-CC复
合体,韧皮部装载属于共质体的装载;如果溶质
是跨过质膜通过细胞间隙进入 SE-CC复合体,韧
皮部装载属于质外体装载。而韧皮部不同的装载
途径主要取决于不同的组织类型和不同的生长阶段
(Lalonde等 2003)。
1.1 共质体装载 蔗糖在甘蔗叶片光合作用组织叶
肉细胞中合成。合成的蔗糖如果是通过胞间连丝
从叶肉细胞直接转运到韧皮部传导细胞,就形成
了共质体装载,进行长距离和短距离运输(van Bel
和 Gamalei 1992)。Robinson-Beers和 Evert
(1991a,b)采用透射电子显微镜观察到甘蔗的成
熟叶片中有胞间连丝的存在,且不同细胞之间的
胞间连丝形状有很大差异;Walsh等 (2005)用共
质体示踪剂 5,6-羧基荧光素(5,6-carboxy fluores-
cein CF)喷施甘蔗第 4片叶后,在其相应的茎节发
现有示踪剂的存在,说明蔗糖可以通过共质体进
行装载。Gamalei (2000)、Hoffmann-Thoma等
(2001)、Turgeon和Medville(2004)用蔗糖转运蛋
白抑制剂PCMBS (对氯高汞苯磺酸)处理植物叶圆
片时,PCMBS并不能抑制叶脉处蔗糖的装载,说
明蔗糖装载是通过胞间连丝到达 SC-CC复合体,
未进行跨膜转运,属于共质体装载。
蔗糖的共质体装载机制主要有“聚合陷阱”
机制(polymerization trap mechanism)和“集体流”
(mass flow) 2种学说。Turgeon和 Beebe (1991)认
为蔗糖是通过“聚合陷阱”机制进行装载:叶
肉细胞内形成的蔗糖顺着浓度梯度扩散进人一种特
化的伴胞(中间细胞),随之合成棉子糖,最终合
成水苏糖或毛蕊花糖。前述合成的寡聚糖分子的
直径超过了叶肉细胞和中间细胞间的胞间连丝可运
输物质的最大直径,可防止糖向叶肉细胞的倒
流,而中间细胞和筛管分子间的分枝胞间连丝直
径较大,可以让这些寡聚糖分子通过进人筛管。
之后的研究也支持“聚合陷阱”理论( Knop 等
2001,2004;Turgeon和Medville 2004)。但是
在甘蔗茎内棉子糖含量与蔗糖的浓度呈正相关,
植物生理学通讯 第 44卷 第 3期,2008年 6月606
图 1 甘蔗体内的蔗糖转运途径(Etxeberria等 2005a;Rae等 2005a;Sauer 2007)
说明在甘蔗中不可能通过“聚合陷阱”机制途径
进行装载(Glassop等 2007)。Moore (1995)认为甘
蔗中应该是通过源器官合成蔗糖,在维管束鞘细
胞和韧皮部细胞之间形成净压力,产生集体流使
蔗糖通过胞间连丝运输到韧皮部,而甘蔗质外体
高浓度的蔗糖减少了筛分子渗透压,从而有利于
形成净压力,产生集体流促进蔗糖在筛管中的运
输。
1.2 质外体装载 甘蔗光合组织叶肉细胞中合成的
蔗糖也有一部分进入质外体空间,然后通过位于
SE-CC复合体质膜上的蔗糖转运蛋白逆浓度梯度进
入伴胞细胞最后进入筛管。Gottwald等(2000)发
现蔗糖转运蛋白的插入突变体能够引起蔗糖的不正
常积累;杨彩菊等(2006)在源端韧皮部细胞膜上
也多次定位了可允许蔗糖从细胞外溶液进入细胞内
的转运蛋白。蔗糖在质外体韧皮部装载中的途径
仍不很清楚,但维管组织被认为是蔗糖最可能的
释放位点(Lalonde等 2003)。Rae等(2005b)曾从成
熟甘蔗的茎中分离得到了一个蔗糖转运蛋白
ShSUT1,但它定位在叶片维管束周围的细胞中,
其表达量非常强,说明其对蔗糖的装载起作用。
2 蔗糖在筛管中的运输和调节
蔗糖在筛管内的运输是通过一种集体流途径
进行的,受源库两侧 SE-CC内渗透作用所形成的
压力梯度所驱动。压力梯度的形成是由源端蔗糖
不断向 SE-CC复合体进行装载,库端蔗糖不断从
SE-CC复合体卸出,以及韧皮部和木质部之间水
分的不断再循环所引起的(Vaughn等 2002)。因
此,只要源端蔗糖的韧皮部装载和库端蔗糖的卸
出过程不断进行,源库间就能维持一定的压力梯
度,并在压力梯度驱动下蔗糖可源源不断地由源
端向库端运输。
蔗糖在筛管中运输的调节主要集中在源器官
和库器官两端的净压力上。R oi t s ch 和 E hn eβ
(2000)报道,细胞分裂素能够调节细胞壁转化酶
和己糖转运蛋白的表达,并使蔗糖水解加快,同
时己糖转运蛋白的增加能够加速单糖的转运,从
而使库端的净压力减小,源库间压力梯度增加,
最终蔗糖在筛管中的运输速率加快。源端的光合
作用也能够正调节库端蔗糖的积累,并调节蔗糖
植物生理学通讯 第 44卷 第 3期,2008年 6月 607
在筛管中的运输(Casu等 2003;McCormick等
2006)。库端的蔗糖也起生理信号的作用,当库
端蔗糖积累过高时,源器官蔗糖的合成下降,反
之合成增加,从而影响源库端的净压力,进而调
节蔗糖在筛管中的运输(Pammenter 和 Alli son
2002)。
3 库端蔗糖卸载
3.1 蔗糖的共质体卸载 共质体卸载同样是利用细
胞间的天然通道——胞间连丝而进行的。胞间连
丝的运输可以避免跨膜运输对能量的依赖,因此
比跨膜运输具备更大的转运能力(Murphy 1989); 同
时共质体运输也利于水分的运输,消除水分对筛
分子中溶液的稀释。在细胞间的共质连续体中,
溶质是通过胞间连丝顺着筛管和库细胞的浓度梯度
进行移动的,筛分子与库细胞通过聚合形式(贮存
库)或通过将同化物用于生长发育(消耗库)以维持浓
度梯度(Patrick 1990;Oparka 1990)。
甘蔗中蔗糖从韧皮部到贮藏组织的转运方式
受到贮藏组织结构的影响。在甘蔗茎维管束周围
环绕着一层厚壁细胞(随着植物的生长细胞逐渐栓
化),这层细胞阻挡了蔗糖转运过程中质外体中溶
质的移动(Jacobsen等 1992;Grof和 Campbell
2001)。因此依靠单一外质体途径蔗糖很可能难以
从韧皮部到达薄壁组织细胞。此外还有研究表明
甘蔗茎节维管束中的所有细胞可以通过胞间连丝形
成共质体连结。采用共质体示踪剂萤光黄(lucifer
yellow)和羧基荧光素(carboxy fluorescein)检测表
明,示踪剂可以从韧皮部向维管束薄壁组织细胞
中移动,并且穿过厚壁细胞和通过胞间连丝进入
到环绕在维管束周围的薄壁细胞中贮存起来(Walsh
等 2005;Rae等 2005b)。这些研究均表明,甘
蔗中蔗糖从韧皮部向维管束薄壁组织细胞中的卸载
是一种共质体卸载。
3.2 蔗糖质外体卸载 为了维持蔗糖流动的动力梯
度,蔗糖一部分通过胞间连丝运输到贮藏薄壁细
胞,另一部分直接卸载到贮藏薄壁细胞的质外体
空间后再通过蔗糖载体蛋白转运到贮藏薄壁细胞。
Welbaum和Meinzer (1990)在贮藏组织质外体溶质
中检测到高浓度的蔗糖,这表明围绕在维管束周
围厚壁细胞外的某一处存在着蔗糖质外体卸载途
径。即 SE-CC复合体内的蔗糖通过蔗糖运转蛋白
介导跨过筛分子膜进入贮藏薄壁细胞,同时伴随
着能量的代谢运输过程(Delrot 1981)。
甘蔗维管束周围疏水的栓化细胞常形成一种
单独的质外体隔室,因此甘蔗蔗糖在质外体中的
转运与其他植物不同(Welbaum和Meinzer 1990;
Jacobsen等 1992)。在甘蔗茎中,蔗糖还经过伴
胞从筛管释放到细胞壁质外体中,并在其中的酸
性转化酶的作用下水解成己糖,己糖又在己糖转
运蛋白协助下进入贮藏薄壁细胞再进入其液泡中重
新合成蔗糖,这一途径对维持蔗糖的卸载梯度有
一定的作用(Glasziou和 Gayler 1972;Casu等
2003,2005;Lakshmanan等 2005;王俊刚等
2007)。随着甘蔗的成熟,其茎节间的蔗糖酶活
性和己糖含量逐渐下降,表明质外体卸载途径只
是在幼嫩茎节处较为显著(Welbaum和Meinzer
1990;Rose和 Botha 2000;Albertson等 2001)。
Weschke等(2003)发现,蔗糖转化酶和转运蛋白
在甘蔗中呈规律性的表达,因而认为其在调节体
内己糖和蔗糖比例中起作用,它们可能是作为一
种发育信号调节植物的生长。
共质体卸载和质外体卸载并不是互相排斥
的,二者在不同的植物生长发育状态下是可以协
调作用的。在甘蔗的茎中,当同化物从输导组织
到邻近贮藏细胞通过共质体途径卸载达到饱和时,
累积到较高浓度的蔗糖即会通过质外体卸载途径进
行卸载,从而增加库端的容积,增加蔗糖的积
累。Moore和 Cosgrove (1991)报道,蔗糖既可以
质外体途径进行卸载,也可以共质体途径进行卸
载。此外,植物体内糖类的卸载也可能通过小囊
泡的形式运输和储存到薄壁细胞中(Etxeberria等
2005a,b,c)。总之,不同植物和不同库器官
的卸载途径和机制不同,并且随着发育阶段和生
理状态的变化卸载途径也会发生改变。
4 蔗糖转运蛋白的功能
蔗糖转运蛋白在蔗糖韧皮部装载和卸载中起
作用,但其在卸载和韧皮部后运输过程中的作用
并不很清楚(Rae等 2005a;白雪梅等 2006)。目
前已经在多种植物中发现了具有蔗糖运输活性的转
运蛋白,它们存在于预期的蔗糖转运部位,如正
在生长的小麦珠心发射细胞(necellar projection cells)
(Bagnall等 2000)和拟南芥根尖部位(Truernit和
Sauer 1995)。在突变的酵母中,这些转运蛋白具
有质子和蔗糖共转运的能力,但在一些条件下,
植物生理学通讯 第 44卷 第 3期,2008年 6月608
这些蔗糖载体还具备通过促进扩散来转运蔗糖的能
力(Lemoine等 1996;Lalonde等 2003),并对植物
的生长发育、植物的抗逆及其经济器官的形成起
作用。Rae等(2005b)在甘蔗茎中分离到一个蔗糖
转运蛋白 ShSUT1,定位于茎维管束周围的组织
中,它能将在长距离运输过程中遗漏质外体的蔗
糖重新转入共质体中,也有可能将蔗糖转入贮存
组织的质外体中或在相隔的质外体空间中转运蔗
糖,以保持质外体空间蔗糖浓度的平衡,但其具
体作用机制还不清楚,尚待进一步研究。
5 韧皮部装载和卸载的调控
5.1 共质体装载和卸载的调控 蔗糖的共质体装载
和卸载都是通过胞间连丝实现的,由于胞间连丝
的转运能力很容易受到生理变化的影响,因此这
一领域的研究进展较慢,但也在调节胞间连丝结
构、通透性、以及胞间连丝两端的净压力方面取
得了一定的进展。Roberts和Oparka (2003)的研究
表明,在胞间连丝末端的狭窄颈区(neck region)内
部存在多种蛋白质,胞间连丝结构和通透性的调
节很可能是由于蛋白质中某些酶起作用的结果
(Walsh等 2005); 甘蔗质外体中含有大量的与蔗糖
代谢相关的酶,它们通过水解蔗糖调节胞间连丝
两端的净压力,同时调节蔗糖的运输效率。
Roitsch和González (2004)报道,库细胞中的催化
蔗糖降解的酶(转化酶或蔗糖合成酶)其活性也可以
影响胞间连丝的运输效率。现在已在甘蔗中克隆
得到蔗糖转化酶和蔗糖合成酶的基因( S t u r m
1999;Schäfer等 2005;黄东杰等 2006)。Russin
等(1996)在玉米叶中鉴定了一个胞间连丝的功能性
突变体 sxd1,它能够阻止维管束鞘和维管薄壁细
胞之间蔗糖通过胞间连丝;Mezitt Provencher等
(2001)进一步研究表明,sxd1不是胞间连丝蛋白
而是一种多功能的突变体,影响维管束鞘细胞的
分化,从而影响蔗糖的运输。Medina Escobar等
(2003)采用高通量基因筛选技术与GFP融合蛋白
相结合的方法获得了 11个编码胞间连丝的蛋白。
这些新技术的应用将对胞间连丝的调节机制的研究
产生一定的影响。
另外,在其他物种中发现胞间连丝的超微结
构和通透性还受细胞的生理条件、发育阶段和环
境条件的影响(Cleland等 1994;王冬梅等 2000) ;
胞间连丝颈口的变化也直接影响共质体的运输效率
(Tucker 1990;Fengshan和 Peterson 2001;简令
成等2003)。甘蔗体内蔗糖的运输是否也受上述条
件的影响还有待进一步研究。
5.2 质外体装载和卸载的调控 蔗糖的质外体运输
是一种跨膜主动运输。细胞膜上蔗糖载体利用相
耦联的H+-ATPase形成的质膜电化学势梯度,进
行蔗糖的同向跨膜运输(Walker等 2000)。因此认
为,蔗糖的跨膜运输需要ATP和韧皮部汁液的高
pH。凡是影响蔗糖跨膜运输的因素均可以影响蔗
糖的质外体运输。植物激素和光照可以影响蔗糖
转运蛋白的表达,从而也调节蔗糖的质外体运输
(Kühn 2003)。Roblin等(1998)用蛋白磷酸酶抑制
剂——岗田酸(okadaic acid)处理甜菜叶片后,蔗
糖转运蛋白的活性降低,而转运蛋白的表达量并
不发生变化,于是认为岗田酸是通过抑制蔗糖转
运蛋白的磷酸化而影响转运蛋白活性。蛋白质合
成抑制剂——放线菌酮能抑制蔗糖转运蛋白的合
成,因此也可以调节蔗糖的质外体转运(Kühn等
1997)。蔗糖本身也可作为糖信号分子在转导过程
中引起蔗糖转运蛋白的磷酸化和去磷酸化,调节
蔗糖转运蛋白的活性与表达,进而调节蔗糖的质
外体运输。如甜菜质外体中蔗糖浓度的升高就能
够引起蔗糖转运蛋白BvSUT1的转录和表达减少,
从而降低蔗糖的转运速率(Vaughn等 2002)。Ran-
som-Hodgkins等(2003)进一步证实,蔗糖可作为
一种信号分子调节质外体蔗糖的运输。此外,蔗
糖类似物蔗糖素也能够抑制蔗糖转运蛋白对蔗糖的
转运(Reinders等 2006)。
6 蔗糖在库器官中的积累
控制甘蔗茎中蔗糖积累的关键性决定因素是
存在于快速发育的茎细胞中蔗糖糖代谢相关酶的活
性和蔗糖的跨膜运输能力,而不是作为源叶中输
出光合产物的能力和韧皮部运输蔗糖的效率
(Rohwer和 Botha 2001;Uys等 2007)。液泡是甘
蔗积累蔗糖的主要细胞器,它决定甘蔗品质与质
量。蔗糖进入液泡有H+-蔗糖反向转运(H+-sucrose
antiporters)系统和易化扩散(facilitated diffusion) 2种
方式。Echeverria等(1997)证实,甜柠檬(Citrus
limmetioides)中糖份向液泡运输是通过易化扩散来
完成的,但甜柠檬液泡中的糖份是以单糖的形式
存在而不是蔗糖。Maeshima (2001)的研究表明,
液泡膜上H+-ATP水解酶和焦磷酸化酶能维持液泡
植物生理学通讯 第 44卷 第 3期,2008年 6月 609
内的低 pH,为 H+-蔗糖反向转运系统提供能量。
Weschke等(2000)和 Endler等(2006)证实,定位在
液泡膜上的大麦蔗糖转运蛋白HvSUT2与淀粉的积
累密切相关。Thom和 Komor (1985)在甘蔗悬浮
细胞培养的液泡膜上也曾发现一种液泡膜ATP水
解酶,认为甘蔗蔗糖在液泡中的积累过程很可能
是由H+-蔗糖反向转运系统介导的。我们也分离
得到一个蔗糖转运蛋白基因,可能定位液泡上,
并与蔗糖的积累呈正相关(王俊刚等未发表资料)。
但是还没有足够的证据证明究竟是哪种方式介导甘
蔗中蔗糖转运到液泡。蔗糖在液泡中的累积可以
维持细胞质中蔗糖的低浓度状态,从而为薄壁细
胞中蔗糖运输提供动力。但甘蔗组织中液泡中蔗
糖和细胞质浓度之间有什么相关性还未查明,用
微量采样技术有可能解决这一问题。
甘蔗茎液泡中蔗糖的积累速率还受各种代谢
相关酶活性的平衡以及蔗糖“无效循环” (futile
cycling)中的蔗糖积累共同调节(Wendler等 1990;
Whittaker和 Botha 1997)。在“无效循环”中蔗
糖积累可能有微弱的改变,这种改变可能对整个
蔗糖积累速率产生较大的影响(Wendler等1990) ;
Moore (1995)认为蔗糖的积累是多种因素共同作用
的结果,通常情况下单一因素的改变并不影响甘
蔗成熟茎中的蔗糖含量。Bosch等(2004)的研究表
明,中性转化酶的含量与蔗糖含量呈负相关。
Rossouw等(2007)构建了 35S和 ubi启动子驱动甘
蔗中性转化酶的反义植物表达载体,并用农杆菌
介导法转化甘蔗,得到的结果表明,中性转化酶
的表达量显著减少,而己糖积累增加,但随着甘
蔗的成熟,转基因甘蔗与非转基因甘蔗中的蔗糖
积累差异逐渐消失。焦磷酸:果糖 1,6-二磷酸磷酸
转移酶(PFP)的表达减少也能够增强未成熟茎节中
的蔗糖积累,但对成熟茎节中的蔗糖的积累则没有
影响,只是转基因植株中的纤维含量增多
(Groenewald和 Botha 2008)。Wu和 Birch (2007)将
蔗糖异构酶转入甘蔗后,甘蔗中大量积累蔗糖异
构体,总糖含量增加,但蔗糖含量并不发生变
化。这表明代谢酶经过改造后,蔗糖即转变成其
他结构的糖,以致甘蔗中总糖含量增加,因此认
为这对甘蔗高糖育种来说可能有一定的意义。
7 结语
甘蔗体内蔗糖的运输及其在茎中积累是一个
复杂的过程。迄今,人们对蔗糖进入茎的途径、
积累过程中的有关酶活力动态变化以及酶和蔗糖在
细胞内的分布的认识已较为清晰;并以此为基础
建立了甘蔗成熟茎节蔗糖积累的动力学模型。但
是蔗糖积累不仅只是各种酶相互作用的结果,同
时还与茎蔗糖积累的起始、韧皮部后运输的细胞
途径和蔗糖运输蛋白之间的相互作用、影响蔗糖
运输的主要渗透调节物及其调节机制以及糖的信号
作用等有非常密切的关系。但从整体来说这些因
素对蔗糖积累影响的认识还不很清楚,今后运用
分子生物学、反向遗传学和细胞生物学手段研究
有关酶基因、功能性蛋白糖信号对甘蔗蔗糖运输
和积累的作用可能是进一步的研究方向,从而最
终为有效控制不同库组织中蔗糖的分配比例,提
高蔗糖含量,获得高收获指数和高经济效益提供
参考。
参考文献
白雪梅, 张立军, 吴晓丹, 胡凯, 阮燕晔(2006). 植物蔗糖转运蛋
白. 植物生理学通讯, 42 (6): 1195~1202
黄东杰, 张树珍, 范海阔, 蔡文伟(2006). 甘蔗的蔗糖代谢. 植物
生理学通讯, 42 (4 ): 1~6
简令成, 王红, 孙德兰(2003). 胞间连丝研究的进展. 植物学通报,
20 (4): 439~452
王冬梅, 王学臣, 张伟成(2000). 胞间连丝与大分子物质的胞间
转运机制. 植物生理学通讯, 36 (5): 393~400
王俊刚, 赵婷婷, 张树珍, 杨本鹏, 黄彩霞(2007). 植物单糖转运
蛋白. 植物生理学通讯, 43 (6): 1195~1201
杨彩菊, 郝大海, 杨素祥, 王芳, 李灿辉, 陈善娜(2006). 高等植物
中的蔗糖载体. 植物生理学通讯, 42 (4): 767~776
Albertson PL, Peters KF, Grof CPL (2001). An improved method
for the measurement of cell wall invertase activity in sugar-
cane tissue. Aust J Plant Physiol, 28: 323~328
Bagnall N,Wang XD, Scofield GN, Furbank RT, Offler CE, Patrick
JW (2000). Sucrose transport-related genes are expressed in
both maternal and filial tissues of developing wheat grains.
Aust J Plant Physiol, 27: 1009~1020
Bosch S, Grof CPL, Botha FC (2004). Expression of neutral
invertase in sugarcane. Plant Sci, 166: 1125~1133
Casu RE, Grof CPL, Rae AL, McIntyre CL, Dimmock CM, Man-
ners JM (2003). Expressed sequence tag and microarray analy-
sis of carbohydrate metabolism genes of sugarcane: identifi-
cation of a novel sugar transporter homologue up-regulated
in sucrose-accumulating tissues. Plant Mol Biol, 52: 371~386
Casu RE, Manners JM, Bonnett GD, Jackson PA, McIntyre CL,
Dunne R, Chapman SC, Rae AL, Grof CPL (2005). Genomics
approaches for the identification of genes determining im-
portant traits in sugarcane. Field Crops Res, 92: 137~147
Cleland RE, Fujiwara T, Lucas WJ (1994). Plasmodesmal-medi-
ated cell-to-cell transport in wheat roots is modulated by
anaerobic stress. Protoplasma, 178: 81~85
植物生理学通讯 第 44卷 第 3期,2008年 6月610
Delrot S (1981). Proton fluxes associated with sugar uptake in Vicia
faba leaf tissue. Plant Physiol, 68: 706~711
Echeverria E, Gonzalez PC, Brune A (1997). Characterization of
proton and sugar transport at the tonoplast of sweet lime
(Citrus limmetioides) juice cells. Physiol Plant, 101: 291~300
Endler A, Meyer S, Schelbert S, Schneider T, Weschke W, Peters
SW, Keller F, Baginsky S, Martinoia E, Schmidt UG (2006).
Identification of a vacuolar sucrose transporter in barley
and Arabidopsis mesophyll cells by a tonoplast proteomic
approach. Plant Physiol, 141 (1): 196~207
Etxeberria E, Baroja-Fernandez E, Muňoz FJ, Pozueta-Romero J
(2005a). Sucrose inducible endocytosis as a mechanism for
nutrient uptake in heterotrophic plant cells. Plant Cell
Physiol, 46: 474~481.
Etxeberria E, González P, Tomlinson P, Pozueta-Romero J (2005b).
Existence of two parallel mechanisms for glucose uptake in
heterotrophic plant cells. J Exp Bot, 56: 1905~1912
Etxeberria E, Gonzalez P, Pozueta-Romero J (2005c). Sucrose
transport into the vacuole of citrus juice cells: evidence for
an endocytic transport system. J Am Soc Hort Sci, 130:
269~274
Fengshan MA, Peterson CA (2001). Plasmodesmata: dynamic
channels for symplastic transport. Acta Bot Sin, 43: 441~460
Gamalei Y (2000). Comparative anatomy and physiology of mi-
nor veins and paraveinal parenchyma in the leaves of dicots.
Bot Z, 85: 34~49
Glassop D, Roessner U, Bacic A, Bonnett GD (2007). Changes in
the sugarcane metabolome with stem development. Are they
related to sucrose accumulation? Plant Cell Physiol, 48 (4):
573~584
Glasziou KT, Gayler KR (1972). Sugar accumulation in sugarcane:
role of cell walls in sucrose transport. Plant Physiol, 49:
912~913
Gottwald JR, Krysan PJ, Young JC, Evert RF, Sussman MR (2000).
Genetic evidence for the in planta role of phloem-specific
plasma membrane sucrose transporters. Proc Natl Acad Sci
USA, 97 (25): 13979~13984
G roenewa ld J H , Botha CK (2 0 0 8) . Down-regu la tion of
pyrophosphate: fructose 6-phosphate 1-phosphotransferase
(PFP) activity in sugarcane enhances sucrose accumulation
in immature internodes. Transgenic Res, 17 (1): 85~92
Grof CPL, Campbell JA (2001). Sugarcane sucrose metabolism:
scope for molecular manipulation. Aust J Plant Physiol, 28:
1~12
Hoffmann-Thoma G, van Bel AJE, Ehlers K (2001). Ultrastruc-
ture of minor-vein phloem and assimilate export in summer
and winter leaves of the symplasmically loading evergreens
Ajuga reptans L., Aucuba japonica Thunb., and Hedera helix
L. Planta, 212: 231~242
Jacobsen KR, Fisher DG, Maretzki A, Moore PH (1992). Devel-
opmental changes in the anatomy of the sugarcane stem in
relation to phloem unloading and sucrose storage. Bot Acta,
105: 70~80
Knop C, Stadler R, Sauer N, Lohaus G (2004). AmSUT1, a sucrose
transporter in collection and transport phloem of the puta-
tive symplastic phloem loader Alonsoa meridionalis. Plant
Physiol, 134: 204~214
Knop C, Voitsekhovskaja O, Lohaus G (2001). Sucrose transport-
ers in two members of the Scrophulariaceae with different
types of transport sugar. Planta, 213: 80~91
Kühn C (2003). A comparison of sucrose transporter systems of
different plant species. Plant Biol, 5: 215~232
Kühn C, Franceschi VR, Schulz A, Lemoine R, Frommer WB
(1997). Localization and turnover of sucrose transporters in
enucleate sieve elements indicate macromolecular trafficking.
Science, 275: 298~130
Lakshmanan P, Geijskes RJ, Aitken KS, Grof CLP, Bonnett GD,
Smith GR (2005). Sugarcane biotechnology: the challenges
and opportunities. In Vitro Cell Develop Biol, 41: 345~363
Lalonde S, Tegeder M, Throne-Holst M, Frommer WB, Patrick JW
(2003). Phloem loading and unloading of sugars and amino
acids. Plant Cell Environ, 26: 37~56
Lemoine R, Kuhn C, Thiele N, Delrot S, Frommer WB (1996).
Antisense inhibition of the sucrose transporter in potato:
effects on amount and activity. Plant Cell Environ, 19:
1124~1131
Maeshima M (2001). Tonoplast transporters: organization and
function. Annu Rev Plant Physlol Plant Mol Biol, 52:
469~497
McCormick AJ, Cramer MD, Watt DA (2006). Sink strength
regulates photosynthesis in sugarcane. New Phytol, 171 (4):
759~770
Medina Escobar N, Haupt S, Thow G, Boevink P, Chapman S,
Oparka K (2003). High-throughput vira l expression of
cDNA-green fluorescent protein fusions reveals novel
subcellula addresses and identifies unique proteins that inter-
act with plasmodesmata. Plant Cell, 15: 1507~1523
Mezitt Provencher L, Miao L, Sinha N, Lucas WJ (2001). Su-
crose Export Defective1 encodes a novel protein implicated
in chloroplast -to-nu cleus signal ing . P lant Cel l, 13 :
1127~1141
Moore PH (1995). Temporal and spatial regulation of sucrose
accumulation in the sugarcane stem. Aust J Plant Physiol,
22: 661~679
Moore PH, Cosgrove DJ (1991). Developmental changes in cell
and tissue water relations. Parameters in storage parenchyma
of sugarcane. Plant Physiol, 96: 794~801
Murphy R (1989). Water flow across the sieve tube boundary:
estimating turgor and some implications for phloem loading
and unloading. IV: Root tips and seed coats. Ann Bot, 63:
571~579
Oparka KJ (1990). What is phloem unloading. Plant Physiol, 94:
393~396
Pammenter NW, Allison JCS (2002). Effects of treatments
potentially influencing the supply of assimilate on its parti-
tioning in sugarcane. J Exp Bot, 53: 123~129
Patrick JW (1990). Sieve element unloading: celluar pathway,
mechanism and control. Plant Physiol, 78: 298~308
Rae AL, Grof CPL, Casu RE, Bonnett GD (2005a). Sucrose accu-
mulation in the sugarcane stem: pathways and control points
for transport and compartmentation. Field Crops Res, 92:
159~168
Rae AL, Perroux JM, Grof CPL (2005b). Sucrose partitioning
between vascular bundles and storage parenchyma in the
植物生理学通讯 第 44卷 第 3期,2008年 6月 611
sugarcane stem: a potential role for the ShSUT1 sucrose
transporter. Planta, 220: 817~825
Ransom-Hodgkins WD, Vaughn MW, Bush DR (2003). Protein
phosphorylation plays a key role in sucrose-mediated tran-
scriptional regulation of a phloem-specific proton-sucrose
symporter. Planta, 217: 483~489
Reinders A, Sivitz AB, Grof CPL, Perroux JM, Ward JM (2006).
Sugarcane ShSUT1: analysis of sucrose transport activity
and inhibition by sucra lose. Plant Cell Environ, 2 9:
1871~1880
Roberts AG, Oparka KJ (2003). Plasmodesmata and the control
of symplastic transport. Plant Cell Environ, 26: 103~124
Robinson-Beers K, Evert RF (1991a). Ultrastructure of and
plasmodesmatal frequency in mature leaves of sugarcane.
Planta, 184: 291~306
Robinson-Beers K, Evert RF (1991b). Fine structure of plasmodes-
mata in mature leaves of sugarcane. Planta, 184: 307~318
Roblin G, Sakr S, Bonmort J, Delrot S (1998). Regulation of a plant
plasma membrane sucrose transporter by phosphorylation.
FEBS Lett, 424: 165~168
Rohwer JM, Botha FC (2001). Analysis of sucrose accumulation
in the sugarcane calm on the basis of in vitro kinetic data. J
Biochem, 358: 437~445
Roitsch T, Ehneβ R (2000). Regulation of source/sink relations by
cytokinins. Plant Growth Regul, 32: 359~367
Roitsch T, González MC (2004). Function and regulation of plant
invertases: sweet sensations. Trends Plant Sci, 9 (12):
606~613
Rose S, Botha FC (2000). Distribution patterns of neutral inver-
tase and sugar content in sugarcane internodal tissue. Plant
Physiol, 38: 819~824
Rossouw D, Bosch S, Kossmann J, Botha FC, Groenewald JH
(2007). Downregulation of neutral invertase activity in sug-
arcane cell suspension cultures leads to a reduction in respi-
ration and growth and an increase in sucrose accumulation.
Funct Plant Biol, 34: 490~498
Russin WA, Evert RF, Vanderveer PJ, Sharkey TD, Briggs SP
(1996). Modification of a specific class of plasmodesmata
and loss of sucrose export ability in the sucrose export defec-
tive1 maize mutant. Plant Cell, 8: 645~658
Sauer N (2007). Molecular physiology of higher plant sucrose
transporters. FEBS Lett, 581: 2309~2317
Schäfer WE, Rohwer JM, Botha FC (2005). Partial purification and
characterisation of sucrose synthase in sugarcane. J Plant
Physiol, 162: 11~20
Sturm A (1999). Primary structures, functions, and roles in plant
development a nd sucrose par tit ioning. P lant Physio l,
121: 1~8
Thom M, Komor E (1985). Electrogenic proton translocation
by the ATPase of sugarcane vacuoles. Plant Physiol, 77:
329~334
Truernit E, Sauer N (1995). The promoter of the Arabidopsis
thaliana SUC2 sucrose-H+ symporter gene directs expression
of β-glucuronidase to the phloem: Evidence for phloem
loading and unloading by SUC2. Planta, 196: 564~570
Tucker EB (1990). Calcium-loaded 1,2-bis (2-aminophenoxy)
ethane-N, N, N, N-tetraacetic acid blocks cell-to-cell diffu-
sion of carboxyfluorescein in staminal hair of Setcreasea
purpurea . Planta, 182: 34~38
Turgeon R, Medville R (2004). Phloem loading. A reevaluation
of the relationship between plasmodesmatal frequencies and
loading strategies. Plant Physiol, 136: 3795~3803
Turgeon R, Beebe DU (1991). The evidence for symplastic ph-
loem loading. Plant Physiol, 96: 349~354
Uys L, Botha FC, Hofmeyr JH, Rohwer JM (2007). Kinetic model
of sucrose accumulation in maturing sugarcane culm tissue.
Phytochemistry, 68: 2375~2392
van Bel AJE, Gamalei YV (1992). Ecophysiology of phloem load-
ing in source leaves. Plant Cell Environ, 15: 265~270
Vaughn MW, Harrington GN, Bush DR (2002). Sucrose-mediated
transcriptional regulation of sucrose symporter activity in
the phloem. Proc Natl Acad Sci USA, 99: 10876~10880
Walker N, Zhang WH, Harrington G, Holdaway N, Patrick J
(2000). Effluxes of solutes from developing seed coats of
Phaseolus vulgaris L. and Vicia faba L.: locating the effect
of turgor in a coupled chemiosmotic system. J Exp Bot, 51:
1047~1055
Walsh KB, Sky RC, Brown SM (2005). The anatomy of the
pathway of sucrose unloading within the sugarcane stalk.
Funct Plant Biol, 32: 367~374
Welbaum GE, Meinzer FC (1990). Compartmentation of solutes
and water in developing sugarcane stalk tissue. Plant Physiol,
93: 1147~1153
Wendler R, Veith R, Dancer J, Stitt M, Komor E (1990). Sucrose
storage in cell suspension cultures of Saccharum sp.
(sugarcane) is regulated by a cycle of synthesis a nd
degradation. Planta, 183: 31~39
Weschke W, Panitz R, Gubatz S, Wang Q, Radchuk R,Weber H,
Wobus U (2003). The role of invertases and hexose trans-
porters in controlling sugar ratios in maternal and filial tis-
sues of barley caryopses during early development. Plant J,
33: 395~411
Weschke W, Panitz R, Sauer N, Wang Q, Neubohn B, Weber H,
Wobus U (2000). Sucrose transport into barley seeds: mo-
lecular characterisation of two transporters and implications
for seed development and starch accumulation. Plant J, 21:
455~467
Whittaker A, Botha FC (1997). Carbon partitioning during su-
crose accumulation in sugarcane internodal t issue. Plant
Physiol, 115: 1651~1659
Wu L, Birch RG (2007). Doubled sugar content in sugarcane plants
modified to produce a sucrose isomer. Plant Biotech J, 5:
109~117