全 文 ：植物科学学报　 ２０１４ꎬ ３２(４): ４２１~４２６
Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｊｏｕｒｎａｌ
　 　 ＤＯＩ: １０􀆰 ３７２４ / ＳＰ􀆰 Ｊ􀆰 １１４２􀆰 ２０１４􀆰 ４０４２１
希茉莉(Ｈａｍｅｌｉａ ｐａｔｅｎｓ Ｊａｃｑ.)花粉发育时期快速检测
岳 琳１ꎬ２ꎬ 匡延凤１∗ꎬ 廖景平１
(１. 中国科学院华南植物园ꎬ 中国科学院资源保护与可持续利用重点实验室ꎬ 广州 ５１０６５０ꎻ ２. 中国科学院大学ꎬ 北京 １０００４９)
摘　 要: 茜草科希茉莉(Ｈａｍｅｌｉａ ｐａｔｅｎｓ Ｊａｃｑ.)的花粉用 ＤＡＰＩ(４’ꎬ６￣ｄｉａｍｉｄｉｎｏ￣２￣ｐｈｅｎｙｌｉｎｄｏｌｅ)直接染色不能观
察到花粉核ꎬ 本研究探索出适宜在 ＤＡＰＩ染色前处理希茉莉花粉壁的水浴加热￣氧化方法ꎬ 使得希茉莉花粉核能
在荧光显微镜下清晰地显示出来ꎬ 从而快速检测花粉所处的发育阶段ꎮ 结果表明: (１)单核花粉和二核花粉最适
宜的水浴加热温度和时间分别为 ６５℃、 ２０ ~ ５０ ｍｉｎ和 ５５℃、 ２０ ~ ４０ ｍｉｎꎻ (２)花粉发育阶段与花朵、 花药长
度的对应关系为: 花朵 ０􀆰 ９０ ~ １􀆰 ００ ｃｍ、 花药 ０􀆰 ５０ ~ ０􀆰 ６０ ｃｍ时对应花粉的四分体时期ꎬ 花朵 １􀆰 １０ ~ １􀆰 ６０ ｃｍ、
花药 ０􀆰 ６０ ~ ０􀆰 ８５ ｃｍ时对应单核花粉时期ꎬ 花朵 １􀆰 ８０ ~ ２􀆰 ７０ ｃｍ(花冠裂片张开前)、 花药 ０􀆰 ９１ ~ １􀆰 ０１ ｃｍ
时对应二核花粉时期ꎮ
关键词: 希茉莉ꎻ 花粉发育ꎻ ＤＡＰＩ (４’ꎬ６￣ｄｉａｍｉｄｉｎｏ￣２￣ｐｈｅｎｙｌｉｎｄｏｌｅ)
中图分类号: Ｑ９４４􀆰 ４２　 　 　 　 　 文献标识码: Ａ　 　 　 　 　 文章编号: ２０９５￣０８３７(２０１４)０４￣０４２１￣０６
　 　 　 收稿日期: ２０１４￣０１￣２３ꎬ 退修日期: ２０１４￣０２￣１４ꎮ
　 基金项目: 国家自然科学基金(３１２００１７６)ꎻ 中国科学院资源保护与可持续利用重点实验室青年基金ꎻ 中国科学院华南植物园博士启
动项目ꎮ
　 作者简介: 岳琳(１９９０－)ꎬ 女ꎬ 硕士研究生ꎬ 主要研究方向为植物结构与发育生物学(Ｅ￣ｍａｉｌ: ｙｕｅｌｉｎ９０＠ｓｃｂｇ􀆰 ａｃ􀆰 ｃｎ)ꎮ
　 ∗通讯作者(Ａｕｔｈｏｒ ｆｏｒ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｅｎｃｅ􀆰 Ｅ￣ｍａｉｌ: ｋｕａｎｇｙｆ０５＠ｓｃｂｇ􀆰 ａｃ􀆰 ｃｎ)ꎮ
Ｑｕｉｃｋ Ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｏｆ Ｐｏｌｌｅｎ Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌ
Ｓｔａｇｅｓ ｏｆ Ｈａｍｅｌｉａ ｐａｔｅｎｓ Ｊａｃｑ.
ＹＵＥ Ｌｉｎ１ꎬ２ꎬ ＫＵＡＮＧ Ｙａｎ￣Ｆｅｎｇ１∗ꎬ ＬＩＡＯ Ｊｉｎｇ￣Ｐｉｎｇ１
(１. Ｋｅｙ Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ Ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｓｕｓｔａｉｎａｂｌｅ Ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎꎬ Ｓｏｕｔｈ Ｃｈｉｎａ Ｂｏｔａｎｉｃａｌ Ｇａｒｄｅｎꎬ Ｃｈｉｎｅｓｅ
Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ Ｇｕａｎｇｚｈｏｕ ５１０６５０ꎬ Ｃｈｉｎａꎻ ２. Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ Ｂｅｉｊｉｎｇ １０００４９ꎬ Ｃｈｉｎａ)
Ａｂｓｔｒａｃｔ: ＤＡＰＩ ｉｓ ａ ＤＮＡ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｆｌｕｏｒｏｃｈｒｏｍｅ ｔｈａｔ ｆａｃｉｌｉｔａｔｅｓ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｎｕｃｌｅｉ ｄｕｒｉｎｇ
ｐｏｌｌｅｎ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ａｎｄ ｃａｎ ｃｏｎｆｉｒｍ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌ ｓｔａｇｅｓ ｏｆ ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ
ｎｕｃｌｅｉ ｉｎ Ｈａｍｅｌｉａ ｐａｔｅｎｓ Ｊａｃｑ. ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ ａｒｅ ｌｉｔｔｌｅ ｓｔａｉｎｅｄ ｂｙ ＤＡＰＩ ｄｕｅ ｔｏ ｔｈｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆ
ｔｈｅ ｐｏｌｌｅｎ ｗａｌｌ. Ａｎ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ “ｗａｔｅｒ￣ｂａｔｈ ｈｅａｔｉｎｇ ａｎｄ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ” ｍｅｔｈｏｄ ｗａｓ ｕｓｅｄ ｔｏ ｔｒｅａｔ ｔｈｅ
ｐｏｌｌｅｎ ｗａｌｌ ｏｆ Ｈ. ｐａｔｅｎｓ. Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ: (１) ｂｅｓｔ ｉｎｃｕｂａｔｉｎｇ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｆｏｒ
ｕｎｉｎｕｃｌｅａｔｅ ｍｉｃｒｏｓｐｏｒｅｓ ａｎｄ ｂｉｃｅｌｌｕｌａｒ ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ ｗｅｒｅ ２０~ ５０ ｍｉｎ ａｔ ６５°Ｃ ａｎｄ ２０~ ４０ ｍｉｎ
ａｔ ５５°Ｃꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙꎻ ａｎｄꎬ (２) ｌｅｎｇｔｈｓ ｏｆ ｆｌｏｗｅｒｓ ａｎｄ ａｎｔｈｅｒｓ ｗｅｒｅ ０􀆰 ９０ ~ １􀆰 ００ ｃｍ ａｎｄ
０􀆰 ５０ ~ ０􀆰 ６０ ｃｍ ａｔ ｔｈｅ ｔｅｔｒａｄ ｓｔａｇｅꎬ １􀆰 １０~ １􀆰 ６０ ｃｍ ａｎｄ ０􀆰 ６０~ ０􀆰 ８５ ｃｍ ａｔ ｔｈｅ ｕｎｉｎｕｃｌｅａｔｅ
ｍｉｃｒｏｓｐｏｒｅ ｓｔａｇｅꎬ ａｎｄ １􀆰 ８０ ~ ２􀆰 ７０ ｃｍ ａｎｄ ０􀆰 ９１ ~ １􀆰 ０１ ｃｍ ａｔ ｔｈｅ ｂｉｃｅｌｌｕｌａｒ ｐｏｌｌｅｎ ｓｔａｇｅꎬ
ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ.
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ: Ｈａｍｅｌｉａ ｐａｔｅｎｓ Ｊａｃｑ.ꎻ Ｐｏｌｌｅｎ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔꎻ ＤＡＰＩ (４’ꎬ６￣ｄｉａｍｉｄｉｎｏ￣２￣ｐｈｅｎｙｌｉｎ￣
ｄｏｌｅ)
　 　 花粉在花药中产生ꎬ 它的形态结构尤其是其表
面的纹饰特征常常作为植物分类和系统演化研究中
的重要依据[１]ꎮ 花粉壁是包裹着花粉粒的一层特
殊细胞壁ꎬ 在保护花粉免受环境破坏、 促进花粉与
昆虫以及花粉与柱头之间的附着与识别等方面具有
重要作用[２]ꎮ 虽然花粉壁的形态特征及其发育过
程已有大量研究ꎬ 但对于花粉壁形成过程的分子调
控机制还知之甚少ꎬ 需要进行深入的解析ꎮ 茜草科
(Ｒｕｂｉａｃｅａｅ)植物花粉类型丰富多样ꎬ 其花粉大
小、 花粉表面纹饰、 萌发孔沟数目及类型、 花粉壁
层次结构等特征的变异均较为显著ꎮ 其中ꎬ 有些特
征是茜草科部分族、 属或种的分类依据ꎬ 有些是茜
草科植物区别于被子植物其它类群的独有特征[３]ꎬ
因此茜草科植物的花粉具有较高的研究价值ꎮ
希茉莉(Ｈａｍｅｌｉａ ｐａｔｅｎｓ Ｊａｃｑ.)为茜草科长隔
木属多年生常绿灌木ꎬ 原产于热带美洲ꎬ 我国南部
和西南部有栽培ꎬ 花期常为 ５ － １０ 月ꎬ 但在热带
地区温度适宜时ꎬ 可全年开花ꎮ 希茉莉花期长ꎬ 是
研究茜草科植物花药及花粉发育较为理想的材料ꎮ
目前ꎬ 国内还未见希茉莉花粉研究的相关报道ꎬ 为
了对希茉莉花粉发育过程进行深入的细胞学及分子
生物学分析ꎬ 取材并准确判断花粉的发育时期是首
要解决的问题ꎮ
花粉发育一般分为花粉母细胞时期、 四分体时
期、 单核花粉时期、 二核花粉时期及成熟花粉时
期ꎬ 花粉内细胞核数目是区分发育时期的重要标
准ꎮ 在检测 ＤＮＡ 的各种染料中ꎬ ＤＡＰＩ(４’ꎬ６￣ｄｉａ￣
ｍｉｄｉｎｏ￣２￣ｐｈｅｎｙｌｉｎｄｏｌｅ)特异性强、 灵敏度高ꎬ 可
以穿透细胞膜与细胞核中的双链 ＤＮＡ 结合ꎬ 产生
比 ＤＡＰＩ 本身更为强烈的荧光信号(是 ＤＡＰＩ 的 ２０
多倍)ꎬ 从而发挥标记的作用[４]ꎬ 因此 ＤＡＰＩ 是检
测花粉发育时期的理想标记染料ꎮ Ｅｒｉｃｋｓｏｎ 和
Ｇｏｕｌｄ等研究发现ꎬ 花器官的表型特征与该器官内
各组织细胞发育时期有着密切的联系[５ꎬ６]ꎬ 故本实
验拟找出希茉莉花朵总长度、 花药长度与花粉发育
阶段的对应关系ꎬ 为后续研究的取材提供便利ꎮ
Ｈｏｎｙｓ等和 Ｄｅｖｅｓｈｗａｒ等研究表明ꎬ 拟南芥、
水稻花粉未经预处理ꎬ 即可被 ＤＡＰＩ 成功染色ꎬ 显
示出细胞核[７ꎬ８]ꎮ 而本研究预实验结果显示ꎬ 希茉
莉花粉不经预处理ꎬ 则细胞核不能被 ＤＡＰＩ 成功染
色ꎻ 不经预处理的花粉即使用加有 Ｔｒｉｔｏｎ Ｘ￣１００表
面活性剂的 ＤＡＰＩ溶液染色ꎬ 在荧光显微镜下细胞
核仍然不可见ꎮ 关于花粉壁的处理方法有化学
法[９]、 酶解法[１０ꎬ１１]、 物理法[１２]等ꎬ 这些方法都在
不同程度上去除了花粉壁ꎬ 得到了花粉原生质体ꎬ
但同时也具有实验条件要求高、 易使花粉原生质体
失活、 操作繁琐、 耗时长等缺点ꎮ 在总结前人经验
的基础上ꎬ 本研究采用水浴加热￣氧化方法处理希
茉莉花粉ꎬ 使 ＤＡＰＩ成功与细胞核结合ꎬ 观察到花
粉中细胞核的数目ꎬ 探索出了快速检测希茉莉花粉
发育时期的方法ꎮ
１　 材料与方法
１􀆰 １　 实验材料
供试材料为茜草科希茉莉 (Ｈａｍｅｌｉａ ｐａｔｅｎｓ
Ｊａｃｑ􀆰 )ꎬ 种植于中国科学院华南植物园内ꎬ 常规
栽培管理ꎮ 采摘希茉莉新鲜花朵ꎬ 测量花朵的总长
度(从子房底部至花冠顶部)ꎬ 并按长度将其进行
分组ꎮ
１􀆰 ２　 实验方法
１􀆰 ２􀆰 １　 处理方法Ⅰ
解剖分组后的新鲜花朵ꎬ 将各组的完整花药分
别置于不同的 １􀆰 ５ ｍＬ离心管中ꎬ 用卡诺固定液固
定ꎬ ４℃ 冰箱中过夜ꎻ 挑出适量已固定好的花药放
入新的 １􀆰 ５ ｍＬ 离心管中ꎬ 用 ＰＢＳ ( ｐｈｏｓｐｈａｔｅ
ｂｕｆｆｅｒ ｓａｌｉｎｅ)缓冲液洗涤 ３ 次(每次 １０ ｍｉｎ)ꎻ 将
花药放在载玻片上捣碎ꎬ 滴加 ０􀆰 ４ μｇ / ｍＬ ＤＡＰＩ溶
液 １００ μＬ 染色ꎬ 然后置于 ＺＥＩＳＳ ＡＸＩＯＰＬＡＮ ２
ｉｍｉｎａｇｅ 荧光显微镜下观察、 随机拍照ꎮ 统计至少
３０粒花粉中的单核花粉数、 二核花粉数、 未见核
花粉数ꎬ 计算花粉见核率ꎮ
１􀆰 ２􀆰 ２　 处理方法Ⅱ
解剖分组后的新鲜花朵ꎬ 将各组的完整花药分
别置于不同的 １􀆰 ５ ｍＬ 离心管中ꎬ 用 ４％多聚甲醛
溶液在室温下固定 １ ｈꎻ 挑出适量已固定好的花药
放入新的 １􀆰 ５ ｍＬ离心管中ꎬ 用 ＰＢＳ缓冲液洗涤 ３
次(每次 １０ ｍｉｎ)后ꎬ 加入 ５００ μＬ １０％次氯酸钠溶
液ꎬ 放入 ４５℃、 ５５℃、 ６５℃水浴锅中分别处理
２０、 ３０、 ４０、 ５０ ｍｉｎꎻ 然后用 ＰＢＳ 缓冲液洗涤花
药 ３次(每次 １０ ｍｉｎ)ꎬ 最后保存于 ＰＢＳ 溶液中ꎻ
将花药取出置于载玻片上ꎬ 在解剖镜下解剖并使花
粉释放出来ꎬ 待花粉液滴略干后滴加 ２ μｇ / ｍＬ
ＤＡＰＩ溶液 １００ μＬꎬ 迅速盖片且适度轻压ꎮ 将制备
好的花粉玻片放在 ＺＥＩＳＳ ＡＸＩＯＰＬＡＮ ２ ｉｍｉｎａｇｅ荧
光显微镜下观察、 随机拍照ꎮ 统计各处理条件下至
少 ３０粒花粉中的单核花粉数、 二核花粉数、 未见
２２４ 植 物 科 学 学 报 第 ３２卷　
核花粉数ꎬ 计算花粉见核率ꎮ
１􀆰 ２􀆰 ３　 花粉壁超微结构观察
采集不同发育阶段的花序并剥离出花药ꎬ 迅速
用 ２􀆰 ５％戊二醛(ｐＨ ７􀆰 ２ꎬ ０􀆰１ ｍｏｌ / Ｌ 磷酸缓冲液
配制)固定 ２４ ｈ以上ꎻ 用磷酸缓冲液充分洗涤后转
入 １％锇酸中固定(≥２ ｈ)ꎻ 用 ０􀆰１ ｍｏｌ / Ｌ磷酸缓冲
液浸泡 ２ ｈꎬ 并在浸泡过程中冲洗 ４ 次(３０ ｍｉｎ /
次)ꎻ 再经不同浓度梯度酒精(１５％ꎬ ３０％ꎬ ５０％ꎬ
７５％ꎬ ９０％ꎬ １００％)逐级脱水、 环氧丙烷过渡、
Ｓｐｕｒｒ树脂包埋和 ７０℃烘箱热聚合ꎻ 最后在半薄切
片机上用玻璃刀切成厚度为 １ ~ ２ μｍ的半薄切片ꎬ
０􀆰１％甲苯胺蓝染色后在光学显微镜下初步观察ꎬ
确定花药发育的大致时期ꎻ 定位标记后用超薄切片
机切片ꎬ 厚度为 ８０ ~ ９０ ｎｍꎬ ２％(Ｗ / Ｖ)醋酸双氧
铀染色 ６０ ~ ９０ ｍｉｎ后ꎬ 再用 ６％(Ｗ / Ｖ)柠檬酸铅
染色 １５ ｍｉｎꎬ 最后在 ＪＥＭ￣１０１０型透射电子显微镜
下 １００ ＫＶ观察、 拍照ꎮ
２　 结果与分析
２􀆰 １　 四分体时期的观察
希茉莉花朵长度为 ０􀆰 ９０ ~ １􀆰 ００ ｃｍ、 花药长
度为 ０􀆰 ５０ ~ ０􀆰 ６０ ｃｍ时ꎬ 花粉正处于四分体时期
(表 １)ꎬ 其 ４ 个小孢子被包藏在共同的胼胝质壁
中ꎮ 此时ꎬ ＤＡＰＩ易与小孢子的核结合ꎬ 采用方法Ⅰ
对希茉莉花粉进行预处理后ꎬ 可在荧光显微镜下清
楚地观察到四分体状态(图版Ⅰ: Ａꎬ Ｂ)ꎮ
表 １　 希茉莉花粉发育时期与花朵、 花药长度的对应关系
Ｔａｂｌｅ １　 Ｃｌａｓｓｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｌｅｎｇｔｈｓ ｏｆ Ｈａｍｅｌｉａ ｐａｔｅｎｓ
ｆｌｏｗｅｒｓ ａｎｄ ａｎｔｈｅｒｓ ｆｏｒ ｃａｔｅｇｏｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｉｔｓ
ｐｏｌｌｅｎ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌ ｓｔａｇｅｓ
花朵长度
Ｆｌｏｗｅｒ ｌｅｎｇｔｈ
(ｃｍ)
花药长度
Ａｎｔｈｅｒ ｌｅｎｇｔｈ
(ｃｍ)
花粉发育时期
Ｐｏｌｌｅｎ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌ
ｓｔａｇｅ
０􀆰 ９０ ~ １􀆰 ００ ０􀆰 ５０ ~ ０􀆰 ６０ 四分体时期Ｔｅｔｒａｄ ｓｔａｇｅ
１􀆰 １０ ~ １􀆰 ６０ ０􀆰 ６０ ~ ０􀆰 ８５ 单核花粉时期Ｕｎｉｎｕｃｌｅａｔｅ ｍｉｃｒｏｓｐｏｒｅ ｓｔａｇｅ
１􀆰 ８０ ~ ２􀆰 ７０ ０􀆰 ９１ ~ １􀆰 ０１ 二核花粉时期Ｂｉｃｅｌｌｕｌａｒ ｐｏｌｌｅｎ ｓｔａｇｅ
２􀆰 ２　 单核花粉时期的观察
希茉莉花朵长度为 １􀆰 １０ ~ １􀆰 ６０ ｃｍ、 花药长
度为 ０􀆰 ６０ ~ ０􀆰 ８５ ｃｍ 时ꎬ 花粉正处于单核时期
(表 １)ꎬ 细胞核尚未进行有丝分裂ꎬ 花粉外壁已经
形成ꎮ 在希茉莉花朵的这一长度范围内(１􀆰 １０ ~
１􀆰 ６０ ｃｍ)ꎬ 花粉均显示为单核(图版Ⅰ: Ｃꎬ Ｄ)ꎬ
未见二核花粉和四分体ꎮ 经本实验的方法Ⅰ对花药
进行预处理ꎬ ＤＡＰＩ 无法进入花粉内ꎬ 观察不到花
粉核(图版Ⅰ: Ｅ)ꎮ 而采用本实验的方法Ⅱ处理后
发现(表 ２)ꎬ 水浴温度对花粉见核率具有显著影响
(Ｐ < ０􀆰 ０５)ꎻ ６５℃水浴加热 ２０ ~ ５０ ｍｉｎ 时ꎬ 花粉
核易被 ＤＡＰＩ 染色ꎬ 花粉见核率可达 ６８􀆰 ３７％ ~
８５􀆰 ８７％ꎬ 且表现稳定ꎮ
表 ２　 水浴温度和时间对希茉莉花粉见核率的影响
Ｔａｂｌｅ ２　 Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ａｎｄ ｔｉｍｅ ｏｆ ｗａｔｅｒ￣ｂａｔｈ
ｈｅａｔｉｎｇ ｏｎ ｔｈｅ ｐｒｏｐｏｒｔｉｏｎ ｏｆ ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ
ｗｉｔｈ ｖｉｓｉｂｌｅ ｎｕｃｌｅｉ
水浴
Ｗａｔｅｒ￣ｂａｔｈ ｈｅａｔｉｎｇ
花粉见核率(％)
Ｐｒｏｐｏｒｔｉｏｎ ｏｆ ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ
ｗｉｔｈ ｖｉｓｉｂｌｅ ｎｕｃｌｅｉ
温度
Ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ
(℃)
时间
Ｔｉｍｅ
(ｍｉｎ)
单核花粉
Ｕｎｉｎｕｃｌｅａｔｅ
ｍｉｃｒｏｓｐｏｒｅ
二核花粉
Ｂｉｃｅｌｌｕｌａｒ ｐｏｌｌｅｎ
４５
２０ ５７􀆰 ００ ａ ４１􀆰 ２４ ａｃ
３０ ５７􀆰 １８ ａ ４２􀆰 ８５ ａｃｄ
４０ ４７􀆰 ０６ ａ ３７􀆰 ９０ ａｃｄ
５０ ３０􀆰 ７７ ａ ７􀆰 ６９ ａｄ
５５
２０ ４４􀆰 ４４ ａ ７９􀆰 ４９ ｂｅ
３０ ６４􀆰 ５８ ａ ４６􀆰 ６７ ｂｅｆ
４０ ５３􀆰 ３３ ａ ５７􀆰 ４５ ｂｅｆ
５０ ２９􀆰 １７ ａ ４１􀆰 ９６ ｂｆ
６５
２０ ６８􀆰 ３７ ｂ ５２􀆰 ５３ ａｂｇ
３０ ７２􀆰 ５６ ｂ ５１􀆰 ７８ ａｂｇｈ
４０ ８５􀆰 ８７ ｂ ２５􀆰 ８１ ａｂｇｈ
５０ ７５􀆰 ８１ ｂ 　 ２８􀆰 ７９ ａｂｈ
　 　 注: 同一列中不同字母表示在 ０􀆰 ０５水平上差异显著ꎮ
Ｎｏｔｅ: Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ｉｎ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｃｏｌｕｍｎ ｒｅｆｅｒ ｔｏ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ ａｔ ｔｈｅ ０􀆰 ０５ ｌｅｖｅｌ ｕｎｄｅｒ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｄｅｖｅｌｏｐ￣
ｍｅｎｔａｌ ｓｔａｇｅ ｏｆ ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ.
２􀆰 ３　 二核花粉时期的观察
希茉莉花朵长度为 １􀆰 ８０ ~ ２􀆰 ７０ ｃｍ(花冠裂
片张开前)、 花药长度为 ０􀆰 ９１ ~ １􀆰 ０１ ｃｍ 时ꎬ 花
粉正处于二核时期(表 １)ꎬ 细胞核已进行有丝分
裂ꎬ 形成了一个生殖核和一个营养核ꎬ 生殖核较小
且荧光亮度很强ꎬ 营养核较大但荧光强度较弱ꎮ 在
希茉莉花朵的这一长度范围(１􀆰 ８０ ~ ２􀆰 ７０ ｃｍ)内ꎬ
花粉均显示为二核(图版Ⅰ: Ｆꎬ Ｇ)ꎬ 未见单核花
粉和三核花粉ꎮ 经本实验的方法Ⅰ对花药进行预处
理ꎬ ＤＡＰＩ无法进入花粉内ꎬ 观察不到花粉核ꎮ 而
采用本实验的方法Ⅱ对花药进行处理后发现(表
３２４　 第 ４期　 　 　 　 　 　 　 　 　 岳 琳等: 希茉莉(Ｈａｍｅｌｉａ ｐａｔｅｎｓ Ｊａｃｑ.)花粉发育时期快速检测
２)ꎬ 水浴温度对花粉见核率具有显著影响 (Ｐ <
０􀆰 ０５)ꎻ ５５℃水浴加热 ２０ ~ ４０ ｍｉｎ时ꎬ 花粉核的
染色效果较好ꎬ 比率为 ４６􀆰 ６７％ ~ ７９􀆰 ４９％ꎮ ６５℃
水浴加热 ３０ ~ ５０ ｍｉｎ时ꎬ 花粉出现了脱外壁现象
(图版Ⅰ: Ｈꎬ Ｉ)ꎬ 且 ３０ ｍｉｎ 时外壁脱除的现象尤
为明显ꎻ ４０ ｍｉｎ、 ５０ ｍｉｎ 时很多花粉破碎ꎬ 无法
观察到花粉核的情况ꎮ
２􀆰 ４　 花粉的超微结构观察
希茉莉的花粉壁分为外壁(ｅｘｉｎｅ)和内壁( ｉｎ￣
ｔｉｎｅ)ꎬ 外壁又可分为覆盖层 ( ｔｅｃｔｕｍ)、 柱状层
(ｃｏｌｕｍｅｌｌａ)、 基足层( ｆｏｏｔ ｌａｙｅｒ)和外壁内层(ｅｎ￣
ｄｅｘｉｎｅ)(图版Ⅰ: Ｊ)ꎮ 单核花粉时期的花粉壁厚
度约 １􀆰 ８ ~ ３ μｍ(图版Ⅰ: Ｋ)ꎬ 二核花粉时期的
花粉壁厚度约 ２ ~ ４􀆰 ５ μｍ(图版Ⅰ: Ｌ)ꎬ 二核花
粉时期花粉内壁在萌发孔区域出现加厚现象ꎬ 厚度
达到 ６ μｍ左右(图版Ⅰ: Ｍ)ꎮ
花粉的超微结构观察结果与 ＤＡＰＩ 染色的结果
一致ꎬ 均表明希茉莉花朵长度为 ０􀆰 ９０ ~ １􀆰 ００ ｃｍ、
花药长度为 ０􀆰 ５０ ~ ０􀆰 ６０ ｃｍ时对应花粉的四分体
时期ꎬ 花朵长度为 １􀆰 １０ ~ １􀆰 ６０ ｃｍ、 花药长度为
０􀆰 ６０ ~ ０􀆰 ８５ ｃｍ时对应单核花粉时期ꎬ 花朵长度
为 １􀆰 ８０ ~ ２􀆰 ７０ ｃｍ(花冠裂片张开前)、 花药长度
为 ０􀆰 ９１ ~ １􀆰 ０１ ｃｍ时对应二核花粉时期ꎮ
３　 讨论
３􀆰 １　 花粉发育时期与花朵、 花药长度对应关系
有研究表明ꎬ 花器官的形态与该器官的组织细
胞发育有着密切的联系ꎮ Ｅｒｉｃｋｏｎ[５]综述了小孢子、
大孢子发育时期与花芽长度之间的关系ꎬ 并提出可
以基于它们的对应关系快速取材ꎻ Ｇｏｕｌｄ 和
Ｌｏｒｄ[６]对麝香百合(Ｌｉｌｉｕｍ ｌｏｎｇｉｆｌｏｒｕｍ)的花药长度
和花药内各层细胞的发育时期做了详细的统计和分
析ꎬ 总结出它们之间的对应关系ꎻ 冯九焕等[１３]观
察了水稻(Ｏｒｙｚａ ｓａｔｉｖａ Ｌ􀆰 )小孢子不同发育时期
的形态特征ꎬ 并探索出小孢子发育时期与小穗长度
之间的对应关系ꎻ 本实验结果也表明花粉发育的时
期与花朵、 花药的长度有着明确的对应关系ꎮ 希茉
莉花粉发育的四分体时期、 单核花粉时期及二核花
粉时期与花朵长度、 花药长度的对应关系为: 花朵
０􀆰 ９０ ~ １􀆰 ００ ｃｍ、 花药 ０􀆰 ５０ ~ ０􀆰 ６０ ｃｍ 时对应
花粉的四分体时期ꎬ 花朵 １􀆰 １０ ~ １􀆰 ６０ ｃｍ、 花药
０􀆰 ６０ ~ ０􀆰 ８５ ｃｍ 时对应单核花粉时期ꎬ 花朵
１􀆰 ８０ ~ ２􀆰 ７０ ｃｍ(花冠裂片张开前)、 花药 ０􀆰 ９１ ~
１􀆰 ０１ ｃｍ时对应二核花粉时期ꎬ 这些对应关系将
为希茉莉花粉发育研究的细胞学、 分子生物学实验
取材提供依据ꎬ 大大提高了取材的效率和准确性ꎮ
３􀆰 ２　 希茉莉花粉壁结构
茜草科植物的花粉壁包括覆盖层、 柱状层、 基
足层、 外壁内层和内壁ꎬ 不同结构层的厚度在不同
的类群中存在较大差异ꎬ 即使在同一粒花粉的不同
部位也有差异ꎬ 少数植物还具有特殊的花粉壁结
构[３]ꎮ 希茉莉的花粉壁结构符合茜草科植物花粉
壁的一般特征ꎬ 同样也包括上述 ５层ꎮ 希茉莉单核
花粉时期的花粉壁厚度约 １􀆰 ８ ~ ３ μｍꎬ 二核花粉
时期的花粉壁厚度约 ２ ~ ４􀆰 ５ μｍꎬ 二核花粉时期花
粉内壁在萌发孔区域出现加厚现象ꎬ 厚度达到 ６ μｍ
左右ꎮ 有研究表明ꎬ 拟南芥的花粉壁厚度约 １􀆰 ２ ~
１􀆰 ５ μｍꎬ 水稻花粉壁厚度约 １􀆰 ５ ~ １􀆰 ８ μｍ[１４]ꎬ 且
其花粉不经过预处理即可被 ＤＡＰＩ 染色显示出细胞
核ꎮ 拟南芥和水稻的花粉壁厚度比希茉莉小ꎬ 并且
未见报道内壁在萌发孔区域有加厚现象ꎬ 据此我们
推测希茉莉花粉壁的厚度是影响 ＤＡＰＩ 染色的重要
限制因素ꎬ 具体原因仍需进一步研究证明ꎮ 本实验
采用加有 Ｔｒｉｔｏｎ Ｘ￣１００ 的 ＤＡＰＩ 溶液处理花粉ꎬ 花
粉核在荧光显微镜下也不可见ꎬ 此结果表明表面活
性剂也不能促进 ＤＡＰＩ染料渗入花粉内部从而使花
粉核成功染色ꎮ
３􀆰 ３　 花粉预处理方法
为了去除花粉壁得到花粉原生质体ꎬ 前人探
索出了多种处理方法ꎬ 如化学法、 酶解法、 物理
法等ꎮ Ｔａｎａｋａ 等[１０] 用 ４￣甲基吗啉￣Ｎ￣氧化物
(ＭＭＮＯ􀅰Ｈ２Ｏꎬ４￣ｍｅｔｈｙｌ ｍｏｒｐｈｏｌｉｎｅ Ｎ￣ｏｘｉｄｅ ｍｏ￣
ｎｏｈｙｄｒａｒｅ)并热激的方法处理麝香百合 ( Ｌｉｌｉｕｍ
ｌｏｎｇｉｆｌｏｒｕｍ)花粉ꎬ 得到了花粉原生质体ꎬ 但是热
激温度高达 １２５℃ꎬ 实验条件要求较严格ꎬ 普通实
验室难以做到ꎬ 且实验试剂与高温易使原生质体失
活ꎮ 周嫦[１１]用酶解法分离出鸢尾 ( Ｉｒｉｓ ｔｅｃｔｏｒｕｍ
Ｍａｘｉｍ)、 风雨花(Ｚｅｐｈｙｒａｎｔｈｅｓ ｇｒａｎｄｉｆｌｏｒａ Ｌｉｎｄｌ)
和萱草(Ｈｅｍｅｒｏｃａｌｌｉｓ ｆｕｌｖａ Ｌ􀆰)３ 种植物成熟花粉
的原生质体ꎬ 分离率高达 ９０％以上ꎬ 但其实验操
４２４ 植 物 科 学 学 报 第 ３２卷　
作步骤复杂且条件要求严格ꎬ 适于花粉原生质体培
养ꎮ 吴旺泽等[１２]将 ３ 个马铃薯(Ｓｏｌａｎｕｍ ｔｕｂｅｒｏ￣
ｓｕｍ Ｌ􀆰)普通栽培种的花粉经低温饥饿、 低温水
合、 高温热激和渗激处理后ꎬ 分离出有活力的脱外
壁花粉ꎬ 花粉最高脱壁率为 ３４􀆰 ５％ꎬ 此方法操作
步骤较多且耗时长ꎮ 本研究中ꎬ 对固定过的花粉粒
进行 １０％次氯酸钠溶液氧化和水浴加热处理后滴
加 ＤＡＰＩ溶液染色ꎬ 即能在荧光显微镜下观察到花
粉核ꎬ 且在一定处理条件下花粉核染色率高达
８４％ꎬ 也无花粉破裂的现象ꎮ 水浴加热的温度对
ＤＡＰＩ染色的效果具有显著影响(Ｐ < ０􀆰 ０５)ꎬ 而时
间长短的影响不显著ꎮ 单核花粉时期ꎬ 希茉莉花粉
在 ６５℃、 ２０ ~ ５０ ｍｉｎ处理条件下染色的见核率较
高ꎬ 而低于 ６５℃时花粉核不易被 ＤＡＰＩ结合ꎻ 二核
花粉时期ꎬ 希茉莉花粉在 ５５℃、 ２０ ~ ４０ ｍｉｎ处理
条件下见核率较高ꎬ 低于 ５５℃时花粉核不易被
ＤＡＰＩ结合ꎬ 高于 ５５℃时花粉易破碎ꎮ 本研究探索
出的水浴加热￣氧化方法可能改变了花粉外壁、 内
壁和原生质体三者之间的结合状态ꎬ 使得花粉壁结
构变得疏松或完全被去除ꎬ 因而 ＤＡＰＩ 染液能成功
渗入并与花粉核结合ꎮ 但值得注意的是ꎬ 经该方法
处理得到的是没有生活力的花粉ꎬ 不可作为花粉萌
发、 离体培养和遗传转化实验的花粉材料[１５]ꎮ
致谢: 感谢华南植物园公共实验室邓汝芳工程师协助
制作透射电镜样品和拍摄照片ꎮ 感谢审稿人对本文提出的
宝贵意见ꎮ
参考文献:
[ １ ] 　 朱骏ꎬ 杨仲南. 花粉壁发育研究进展[Ｊ] . 自然杂志ꎬ
２０１３ꎬ ３５(２): １１２－１１７.
[ ２ ] 　 Ｈｅｓｌｏｐ￣Ｈａｒｒｉｓｏｎ Ｊ. Ｐｏｌｌｅｎ ｗａｌｌｓ ａｓ ａｄａｐｔｉｖｅ ｓｙｓ￣
ｔｅｍｓ[Ｊ] . Ａｎｎ Ｍｏ Ｂｏｔ Ｇａｒｄꎬ １９７９ꎬ ６６(４): ８１３－
８２.
[ ３ ] 　 Ｄｅｓｓｅｉｎ Ｓꎬ Ｏｃｈｏｔｅｒｅｎａ Ｈꎬ Ｂｌｏｃｋ ＰＤꎬ Ｌｅｎｓ Ｆꎬ
Ｒｏｂｂｒｅｃｈｔ Ｅꎬ Ｓｃｈｏｌｓ Ｐꎬ Ｓｍｅｔｓ Ｅꎬ Ｖｉｎｃｋｉｅｒ Ｓꎬ
Ｈｕｙｓｍａｎｓ Ｓ. Ｐａｌｙｎｏｌｏｇｉｃａｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒｓ ａｎｄ ｔｈｅｉｒ
ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ｓｉｇｎａｌ ｉｎ Ｒｕｂｉａｃｅａｅ [ Ｊ] . Ｂｏｔ Ｒｅｖꎬ
２００５ꎬ ７１(３): ３５４－４１４.
[ ４ ] 　 朱澂ꎬ 林辰涛. 一种新型的 ＤＮＡ 荧光染料 ＤＡＰＩ 的
光学特性及其应用[Ｊ] . 武汉植物学研究ꎬ １９８６ꎬ ４
(１): ９１－１０２.
[ ５ ] 　 Ｅｒｉｃｋｓｏｎ ＲＯ. Ｍｏｄｅｌｉｎｇ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｇｒｏｗｔｈ [ Ｊ] . Ａｎｎ
Ｒｅｖ Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌꎬ １９７６ꎬ ２７: ４０７－３４.
[ ６ ] 　 Ｇｏｕｌｄ ＫＳꎬ Ｌｏｒｄ ＥＭ. Ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ ａｎｔｈｅｒｓ ｉｎ Ｌｉｌｉｕｍ
ｌｏｎｇｉｆｌｏｒｕｍ[Ｊ] . Ｐｌａｎｔａꎬ １９８８ꎬ １７３(２): １６１－１７１.
[ ７ ] 　 Ｈｏｎｙｓ Ｄꎬ Ｔｗｅｌｌ Ｄ. Ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｈａｐ￣
ｌｏｉｄ ｍａｌｅ ｇａｍｅｔｏｐｈｙｔｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｉｎ Ａｒａｂｉｄｏｐ￣
ｓｉｓ[Ｊ] . Ｇｅｎｏｍｅ Ｂｉｏｌꎬ ２００４ꎬ ５(１１): Ｒ８５.
[ ８ ] 　 Ｄｅｖｅｓｈｗａｒ Ｐꎬ Ｂｏｖｉｌｌ ＷＤꎬ Ｓｈａｒｍａ Ｒꎬ Ａｂｌｅ ＪＡꎬ
Ｋａｐｏｏｒ Ｓ. Ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ａｎｔｈｅｒ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｅｓ ｔｏ
ｉｄｅｎｔｉｆｙ ｇｅｎｅｓ ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｉｎｇ ｔｏ ｍｅｉｏｓｉｓ ａｎｄ ｍａｌｅ
ｇａｍｅｔｏｐｈｙｔｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｉｎ ｒｉｃｅ[Ｊ] . ＢＭＣ Ｐｌａｎｔ
Ｂｉｏｌꎬ ２０１１ꎬ １１(１): ７８.
[ ９ ] 　 Ｌｏｅｗｕｓ ＦＡꎬ Ｂａｌｄｉ ＢＧꎬ Ｆｒａｎｃｅｓｃｈｉ ＶＲꎬ Ｍｅｉｎｅｒｔ
ＬＤꎬ ＭｃＣｏｌｌｕｍ ＪＪ. Ｐｏｌｌｅｎ ｓｐｏｒｏｐｌａｓｔｓ: ｄｉｓｓｏｌｕｔｉｏｎ
ｏｆ ｐｏｌｌｅｎ ｗａｌｌｓ[ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌꎬ １９８５ꎬ ７８ (３):
６５２－６５４.
[１０] 　 Ｔａｎａｋａ Ｉꎬ Ｋｉｔａｚｕｍｅ Ｃꎬ Ｉｔｏ Ｍ. Ｔｈｅ ｉｓｏｌａｔｉｏｎ ａｎｄ
ｃｕｌｔｕｒｅ ｏｆ ｌｉｌｙ ｐｏｌｌｅｎ ｐｒｏｔｏｐｌａｓｔｓ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉꎬ
１９８７ꎬ ５０(３): ２０５－２１１.
[１１] 　 周嫦. 三种植物花粉原生质体的大量分离与初步培
养[Ｊ] . 植物学报ꎬ １９８８ꎬ ３０(４): ３６２－３６７.
[１２] 　 吴旺泽ꎬ 王蒂ꎬ 王清ꎬ 彭晓莉. 马铃薯脱外壁花粉
的制备与人工萌发[Ｊ] . 园艺学报ꎬ ２００５ꎬ ３２(１):
３９－４３.
[１３] 　 冯九焕ꎬ 卢永根ꎬ 刘向东ꎬ 徐雪宾. 水稻花粉发育过
程及其分期[Ｊ] . 中国水稻科学ꎬ ２００１ꎬ １５(１): ２１－
２８.
[１４] 　 Ｚｈａｎｇ ＤＢꎬ Ｌｕｏ Ｘꎬ Ｚｈｕ Ｌ. Ｃｙｔｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎａｌｙｓｉｓ ａｎｄ
ｇｅｎｅｔｉｃ ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｒｉｃｅ ａｎｔｈｅｒ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ[ Ｊ] . Ｊ
Ｇｅｎｅｔ Ｇｅｎｏｍｉｃｓꎬ ２０１１ꎬ ３８(９): ３７９－３９０.
[１５] 　 岳洁瑜ꎬ 吴李君ꎬ 吴跃进ꎬ 张宝龙ꎬ 唐灿明. 陆地棉
脱外壁花粉粒的制备和花粉粒核 ＤＮＡ 检测[Ｊ] . 棉
花学报ꎬ ２００８ꎬ ２０(２): ９４－９８.
５２４　 第 ４期　 　 　 　 　 　 　 　 　 岳 琳等: 希茉莉(Ｈａｍｅｌｉａ ｐａｔｅｎｓ Ｊａｃｑ.)花粉发育时期快速检测
岳琳等: 图版Ⅰ ＹＵＥ Ｌｉｎ ｅｔ ａｌ.: Ｐｌａｔｅ Ⅰ
荧光显微镜和透射电子显微镜下希茉莉不同发育时期的花粉ꎮ Ａꎬ Ｃꎬ Ｅꎬ Ｆꎬ Ｈ: 荧光显微镜下(荧光)ꎻ Ｂꎬ Ｄꎬ
Ｇꎬ Ｉ: 荧光显微镜下(普通光)ꎮ Ｊꎬ Ｋꎬ Ｌꎬ Ｍ: 透射电子显微镜下ꎮ Ａꎬ Ｂ: 四分体时期花粉ꎻ Ｃꎬ Ｄꎬ Ｋ: 单核花
粉ꎻ Ｅ: 未见核花粉ꎻ Ｆꎬ Ｇꎬ Ｌ: 二核花粉ꎻ Ｈꎬ Ｉ: 正在去外壁的二核花粉ꎻ Ｊ: 单核花粉的花粉壁ꎻ Ｍ: 花粉内
壁在萌发孔区域加厚ꎮ Ｉｎ: 内壁ꎻ Ｅｎｅ: 外壁内层ꎻ ＦＬ: 基足层ꎻ Ｃｏ: 柱状层ꎻ Ｔｅ: 覆盖层ꎮ 箭头指花粉核ꎮ
Ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ ｏｆ Ｈａｍｅｌｉａ ｐａｔｅｎｓ Ｊａｃｑ. ｕｎｄｅｒ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ ａｎｄ ＴＥＭ. Ａꎬ Ｃꎬ Ｅꎬ Ｆꎬ Ｈ:
Ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ (Ｕｌｔｒａｖｉｏｌｅｔ ｌｉｇｈｔ)ꎻ Ｂꎬ Ｄꎬ Ｇꎬ Ｉ: Ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｍｉｃｒｏｓｃｏｐｅ (Ｖｉｓｉｂｌｅ ｌｉｇｈｔ)ꎻ Ｊꎬ Ｋꎬ
Ｌꎬ Ｍ: ＴＥＭ􀆰 Ａꎬ Ｂ: Ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ ａｔ ｔｅｔｒａｄ ｓｔａｇｅꎻ Ｃꎬ Ｄꎬ Ｋ: Ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ ａｔ ｕｎｉｎｕｃｌｅａｔｅ ｍｉｃｒｏｓｐｏｒｅ ｓｔａｇｅ ꎻ
Ｅ: Ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ ｗｉｔｈ ｉｎｖｉｓｉｂｌｅ ｎｕｃｌｅｉꎻ Ｆꎬ Ｇꎬ Ｌ: Ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ ａｔ ｂｉｃｅｌｌｕｌａｒ ｐｏｌｌｅｎ ｓｔａｇｅꎻ Ｈꎬ Ｉ: Ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ
ｒｅｍｏｖｉｎｇ ｅｘｉｎｅꎻ Ｊ: Ｓｔｒａｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｏｌｌｅｎ ｗａｌｌ ａｔ ｕｎｉｎｕｃｌｅａｔｅ ｍｉｃｒｏｓｐｏｒｅ ｓｔａｇｅꎻ Ｍ: Ｔｈｉｃｋｅｎｅｄ ｉｎｔｉｎｅ ａｔ ａｐｅｒｔｕｒｅ.
Ｉｎ: Ｉｎｔｉｎｅꎻ Ｅｎｅ: Ｅｎｄｅｘｉｎｅꎻ Ｆｌ: Ｆｏｏｔ ｌａｙｅｒꎻ Ｃｏ: Ｃｏｌｕｍｅｌｌａꎻ Ｔｅ: Ｔｅｃｔｕｍ. Ａｒｒｏｗｓ ｎｕｃｌｅｕｓ ｏｆ ｐｏｌｌｅｎ ｇｒａｉｎｓ.
(责任编辑: 刘艳玲)
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