全 文 ：植物科学学报 ２０１６ꎬ ３４(３): ３９７~４０５
Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｊｏｕｒｎａｌ ｈｔｔｐ: / / ｗｗｗ.ｐｌａｎｔｓｃｉｅｎｃｅ.ｃｎ
ＤＯＩ:１０ １１９１３ / ＰＳＪ ２０９５－０８３７ ２０１６ ７０００１
徐德宏ꎬ 谭朝阳. 益母草糖基转移酶基因的克隆及原核表达分析[Ｊ] . 植物科学学报ꎬ ２０１６ꎬＤＯＩ:１０ １１９１３ / ＰＳＪ ２０９５－０８３７ ２０１６ ７０００１
ＸＵ ＤＨꎬ ＴＡＮ ＣＹ. Ｇｅｎｅ ｃｌｏｎｉｎｇ ａｎｄ ｐｒｏｋａｒｙｏｔｉｃ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｆｒｏｍ Ｌｅｏｎｕｒｕｓ ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ Ｓｗｅｅｔ[Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅ
Ｊｏｕｒｎａｌꎬ２０１６ꎬＤＯＩ:１０ １１９１３ / ＰＳＪ ２０９５－０８３７ ２０１６ ７０００１
益母草糖基转移酶基因的克隆及原核表达分析
徐德宏ꎬ 谭朝阳∗
(湖南中医药大学药学院生物工程实验室ꎬ 长沙 ４１０２０８)
摘 要: 通过 ｃＤＮＡ 末端快速扩增技术 ( ｒａｐｉｄ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｃＤＮＡ ｅｎｄｓꎬ ＲＡＣＥ)从益母草 ( Ｌｅｏｎｕｒｕｓ
ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ Ｓｗｅｅｔ)叶片中克隆获得了一个编码糖基转移酶的基因(ＬｈｓＵＧＴ)ꎮ 该基因 ｃＤＮＡ全长为 １５６２ ｂｐꎬ
开放阅读框(ｏｐｅｎ ｒｅａｄｉｎｇ ｆｒａｍｅꎬ ＯＲＦ)为 １３６８ ｂｐꎬ 编码 ４５５ 个氨基酸残基ꎬ 其分子量和等电点分别为
５０ ４７ ｋＤ 和 ５ ５２ꎮ 生物信息学分析结果显示: ＬｈｓＵＧＴ 编码的酶蛋白含有 ３ 种二级结构ꎬ 其中 α 螺旋占
４３ １％ꎬ β折叠片占 １７ ５％ꎬ 无规卷曲占 ３９ ４％ꎬ 其 Ｃ 端还发现了一段高度保守的 ＰＳＰＧ 结构域ꎬ 说明
ＬｈｓＵＧＴ 编码的酶蛋白属于植物糖基转移酶超家族ꎻ 对 ＬｈｓＵＧＴ的氨基酸序列进行 ＢＬＡＳＴ 同源比对ꎬ 发现益母
草与其它植物的糖基转移酶序列相似性为 ２６ ４％~６８ ０％ꎻ 系统进化树分析表明ꎬ ＬｈｓＵＧＴ 蛋白属于拟南芥糖
基转移酶超家族的 Ｌ组ꎬ 故推测它可能具有催化简单酚类发生糖基化的功能ꎻ ＳＤＳ￣ＰＡＧＥ 电泳显示ꎬ 原核表达
系统成功表达出分子量约为 ６９ ｋＤ的 ＬｈｓＵＧＴ重组蛋白ꎬ 其 Ｎ端含有一段 １７ ９ ｋＤ的 Ｈｉｓ标签ꎬ 且在 ＩＰＴＧ诱导
５ ｈ后达到最高表达量ꎮ 本研究结果为进一步开展体外酶促反应、 阐明益母草糖基转移酶的生物学功能奠定了
基础ꎮ
关键词: 益母草ꎻ 糖基转移酶基因ꎻ ｃＤＮＡ克隆ꎻ 生物信息学分析ꎻ 原核表达
中图分类号: Ｑ９４３ 文献标识码: Ａ 文章编号: ２０９５￣０８３７(２０１６)０３￣０３９７￣０９
收稿日期: ２０１５￣１０￣１０ꎬ 退修日期: ２０１５￣１１￣１２ꎮ
基金项目: 湖南省“中药学”重点学科建设项目资助(湘教通[２０１１]７６ 号)ꎻ 湖南省教育厅资助科研项目(１３Ｃ６７０)ꎻ 湖南中医药大学
青年科研基金项目(９９８２０００１￣９３)ꎮ
Ｔｈｉｓ ｗｏｒｋ ｗａｓ ｓｕｐｐｏｒｔｅｄ ｂｙ ｇｒａｎｔｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ Ｃｏｎｓｔｒｕｃｔ Ｐｒｏｇｒａｍ ｏｆ ｔｈｅ Ｋｅｙ Ｄｉｓｃｉｐｌｉｎｅ ｏｆ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ｐｈａｒｍａｃｙ ｉｎ Ｈｕｎａｎ Ｐｒｏｖｉｎｃｅ
([２０１１]７６)ꎬ Ｓｃｉｅｎｔｉｆｉｃ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｆｕｎｄ ｏｆ Ｈｕｎａｎ Ｐｒｏｖｉｎｃｉａｌ Ｅｄｕｃａｔｉｏｎ Ｄｅｐａｒｔｍｅｎｔ(１３Ｃ６７０)ꎬ ａｎｄ ｔｈｅ Ｙｏｕｔｈ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｆｕｎｄ ｏｆ Ｈｕ￣
ｎａｎ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ｍｅｄｉｃｉｎｅ (９９８２０００１￣９３) .
作者简介: 徐德宏(１９８６－)ꎬ 男ꎬ 硕士ꎬ 讲师ꎬ 研究方向为中药生物技术(Ｅ￣ｍａｉｌ: ｘｕｄｅｈｏｎｇ１６３＠１２６ ｃｏｍ)ꎮ
∗通讯作者(Ａｕｔｈｏｒ ｆｏｒ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｅｎｃｅ Ｅ￣ｍａｉｌ: ｔｏｍｔｚｙ＠１６３ ｃｏｍ)ꎮ
Ｇｅｎｅ Ｃｌｏｎｉｎｇ ａｎｄ Ｐｒｏｋａｒｙｏｔｉｃ Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ Ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ
ｆｒｏｍ Ｌｅｏｎｕｒｕｓ ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ Ｓｗｅｅｔ
ＸＵ Ｄｅ￣Ｈｏｎｇꎬ ＴＡＮ Ｃｈａｏ￣Ｙａｎｇ∗
(Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｏｆ Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ Ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇꎬ Ｃｏｌｌｅｇｅ ｏｆ Ｐｈａｒｍａｃｙꎬ Ｈｕｎａｎ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ｍｅｄｉｃｉｎｅꎬ Ｃｈａｎｇｓｈａ ４１０２０８ꎬ Ｃｈｉｎａ)
Ａｂｓｔｒａｃｔ: Ａ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｇｅｎｅ ( ＬｈｓＵＧＴ) ｗａｓ ｃｌｏｎｅｄ ｆｒｏｍ Ｌｅｏｎｕｒｕｓ ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ
Ｓｗｅｅｔ ｕｓｉｎｇ ｒａｐｉｄ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｃＤＮＡ ｅｎｄｓ (ＲＡＣＥ) . Ｔｈｅ ｆｕｌｌ ｌｅｎｇｔｈ ｃＤＮＡ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｗａｓ
１５６２ ｂｐꎬ ｗｉｔｈ ａ １３６８ ｂｐ ｏｐｅｎ ｒｅａｄｉｎｇ ｆｒａｍｅ (ＯＲＦ) ｅｎｃｏｄｉｎｇ ａ ４５５ ａｍｉｎｏ￣ａｃｉｄ ｐｒｏｔｅｉｎ
(ＬｈｓＵＧＴ) ａｎｄ ａ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｗｅｉｇｈｔ ｏｆ ５０４７ ｋＤ ａｎｄ ｉｓｏｅｌｅｃｔｒｉｃ ｐｏｉｎｔ ｏｆ ５５２. Ｂｙ ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃｓ
ａｎａｌｙｓｉｓꎬ ｔｈｒｅｅ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅｓ ｗｅｒｅ ｄｉｓｃｏｖｅｒｅｄ ｉｎ ＬｈｓＵＧＴꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ４３１％ ｈｅｌｉｘꎬ
１７５％ β￣ｓｈｅｅｔ ａｎｄ ３９４％ ｒａｎｄｏｍ ｃｏｉｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｅｌｅｍｅｎｔｓ. Ｔｈｅｒｅ ｗａｓ ａ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ＰＳＰＧ
ｄｏｍａｉｎ ａｔ ｔｈｅ Ｃ￣ｔｅｒｍｉｎａｌ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴꎬ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｉｎｇ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｅｎｚｙｍｅ ｅｎｃｏｄｅｄ ｂｙ ＬｈｓＵＧＴ
ｂｅｌｏｎｇｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｇｌｕｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｓｕｐｅｒ ｆａｍｉｌｙ. Ｈｏｍｏｌｏｇｙ ａｎａｌｙｓｉｓ ｂｙ ＢＬＡＳＴ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ
ｔｈｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｓｉｍｉｌａｒｉｔｉｅｓ ｏｆ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｂｅｔｗｅｅｎ Ｌ. ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ ａｎｄ ｏｔｈｅｒ ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ
２６４％ － ６８０％. Ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ｔｒｅｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ＬｈｓＵＧＴ ｍｉｇｈｔ ｇｌｙｃｏｓｙｌａｔｅ ｓｉｍｐｌｅ
ｐｈｅｎｏｌｉｃ ｃｏｍｐｏｕｎｄｓ ａｓ ｉｔ ｗａｓ ｆｏｕｎｄ ｔｏ ｂｅ ｃｌｕｓｔｅｒｅｄ ｗｉｔｈ ｇｒｏｕｐ Ｌ ｉｎ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ.
ＳＤＳ￣ＰＡＧＥ ａｎａｌｙｓｉｓ ｓｈｏｗｅｄ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ＬｈｓＵＧＴ ｗｉｔｈ ａｐｐｒｏｘｉｍａｔｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｗｅｉｇｈｔ ｏｆ ６９ ｋＤ
ｗａｓ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｂｙ ａ ｐｒｏｋａｒｙｏｔｉｃ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｓｙｓｔｅｍꎬ ｗｈｉｃｈ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ Ｈｉｓ ｔａｇｓ ｏｆ
１７９ ｋＤ ａｔ ｔｈｅ Ｎ￣ｔｅｒｍｉｎａｌ ａｎｄ ｒｅａｃｈｅｄ ｍａｘｉｍｕｍ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｌｅｖｅｌ ｕｎｔｉｌ ５ ｈ ａｆｔｅｒ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｂｙ
ＩＰＴＧ (Ｉｓｏｐｒｏｐｙｌ β￣Ｄ￣１￣ｔｈｉｏｇａｌａｃｔｏｐｙｒａｎｏｓｉｄｅ). Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｓｔｕｄｙ ｗｉｌｌ ｌａｙ ｔｈｅ ｆｏｕｎｄａｔｉｏｎ ｆｏｒ
ｆｕｔｕｒｅ ｓｔｕｄｉｅｓ ｏｎ ｔｈｅ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｂｙ ｅｎｚｙｍａｔｉｃ ｒｅａｃｔｉｏｎｓ ｉｎ ｖｉｔｒｏ.
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ: Ｌｅｏｎｕｒｕｓ ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ Ｓｗｅｅｔꎻ Ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅꎻ ｃＤＮＡ ｃｌｏｎｉｎｇꎻ Ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃｓ
ａｎａｌｙｓｉｓꎻ Ｐｒｏｋａｒｙｏｔｉｃ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ
Ｐｌａｎｔ ｃｅｌｌｓ ｈａｖｅ ｔｈｅ ａｂｉｌｉｔｙ ｔｏ ｐｒｏｄｕｃｅ ｄｉｆｆｅ￣
ｒｅｎｔ ｋｉｎｄｓ ｏｆ ｎａｔｕｒａｌ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｔｈｒｏｕｇｈ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ
ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ. Ｔｈｅｓｅ ｎａｔｕｒａｌ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ( ｃａｌｌｅｄ ｓｅ￣
ｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｓ) ｎｅｅｄ ｔｏ ｂｅ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｄｕｒｉｎｇ
ｔｈｅ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｐｒｏｃｅｓｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｎｃｌｕｄｅｓ ｍｅｔｈｙｌａ￣
ｔｉｏｎꎬ ｈｙｄｒｏｘｙｌａｔｉｏｎꎬ ａｎｄ ａｃｙｌａｔｉｏｎ[１ꎬ ２] . Ｇｌｙｃｏｓｙｌａ￣
ｔｉｏｎ ｃａｎ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅ ｔｈｅ ｓｔａｂｉｌｉｔｙꎬ
ｓｏｌｕｂｉｌｉｔｙ ａｎｄ ｂｉｏａｃｔｉｖｉｔｙ ｏｆ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｓ
ｉｎ ｐｌａｎｔ ｃｅｌｌｓ[３ꎬ ４] . Ｆｕｒｔｈｅｒｍｏｒｅꎬ ｇｌｙｃｏｓｙｌａｔｉｏｎ ｉｓ
ｃａｔａｌｙｚｅｄ ｂｙ ａ ｆａｍｉｌｙ ｏｆ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ
(ＧＴｓ)ꎬ ｗｈｉｃｈ ｃａｎ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｓｕｇａｒｓ ｆｒｏｍ ｎｕｃｌｅｏ￣
ｔｉｄｅ ｓｕｇａｒｓ (ｕｓｕａｌｌｙ ＵＤＰ￣ｇｌｕｃｏｓｅꎬ ＵＤＰＧ) ｔｏ ｄｉ￣
ｆｆｅｒｅｎｔ ａｃｃｅｐｔｏｒｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｐｈｅｎｏｌｉｃ ｃｏｍｐｏｕｎｄｓꎬ
ｔｅｒｐｅｎｏｉｄｓꎬ ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓꎬ ａｎｄ ａｌｋａｌｏｉｄｓꎬ ｒｅｓｕｌｔｉｎｇ
ｉｎ ｔｈｅｓｅ ａｃｃｅｐｔｏｒｓ ｆｏｒｍｉｎｇ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｇｌｙｃｏｓｙｌａｔｅｄ
ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｓ[５－８] .
Ｌｅｏｎｕｒｕｓ ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ Ｓｗｅｅｔ ｂｅｌｏｎｇｓ ｔｏ
Ｌａｂｉａｔａｅ ｉｎ ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｋｉｎｇｄｏｍ ａｎｄ ｉｓ ａｎ ａｎｎｕａｌ ｏｒ
ｂｉｅｎｎｉａｌ ｈｅｒｂ ｗｉｔｈ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｅｆｆｉｃａｃｙ ｉｎ ｔｒａｄｉｔｉｏｎａｌ
Ｃｈｉｎｅｓｅ ｍｅｄｉｃｉｎｅ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ａｃｔｉｖａｔｉｎｇ
ｂｌｏｏｄ ｔｏ ｒｅｇｕｌａｔｅ ｍｅｎｓｔｒｕａｔｉｏｎꎬ ｒｅｍｏｖｉｎｇ ｈｅａｔ
ａｎｄ ｔｏｘｉｃ ｍａｔｅｒｉａｌꎬ ａｎｄ ｅｎｃｏｕｒａｇｉｎｇ ｄｉｕｒｅｓｉｓ ｄｅ￣
ｔｕｍｅｓｃｅｎｃｅ. Ｍｏｄｅｒｎ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｈａｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ
ａｍｏｎｇ ａｌｌ ｃｈｅｍｉｃａｌ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎｓ ｄｅｒｉｖｅｄ ｆｒｏｍ Ｌ.
ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓꎬ ｓｏｍｅ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｓꎬ
ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ａｌｋａｌｏｉｄｓꎬ ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓꎬ ａｎｄ ｄｉｔｅｒｐｅ￣
ｎｏｉｄｓꎬ ｅｘｈｉｂｉｔ ｐｈａｒｍａｃｏｌｏｇｉｃａｌ ｅｆｆｅｃｔｓ[９] . Ｏｕｒ
ｐｒｅｌｉｍｉｎａｒｙ ｓｔｕｄｙ ｆｏｕｎｄ ｔｈａｔ ｉｆ ｓｏｍｅ ｐｒｅｃｕｒｓｏｒｓ
ｗｅｒｅ ａｄｄｅｄ ｔｏ ｎｕｔｒｉｅｎｔ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｆｏｒ Ｌ. ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌ￣
ｌｕｓ ｃｕｌｔｕｒｅꎬ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｓ
ｃｏｕｌｄ ｂｅ ｓｙｎｔｈｅｓｉｚｅｄ. Ｆｏｒ ｅｘａｍｐｌｅꎬ Ｌ. ｈｅｔｅｒｏ￣
ｐｈｙｌｌｕｓ ｃｏｕｌｄ ｓｙｎｔｈｅｓｉｚｅ ｓａｌｉｄｒｏｓｉｄｅ ｉｎ ｎｕｔｒｉｅｎｔ
ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｔｙｒｏｓｏｌ[１０] . Ａｓ ｃｅｒｔａｉｎ ｒｅｓｅａｒｃｈ
ｈａｓ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｔｈａｔ ｓａｌｉｄｒｏｓｉｄｅ ｉｓ ｔｈｅ ｐｒｏｄｕｃｔ ｏｆ
ｔｙｒｏｓｏｌ ａｆｔｅｒ ｇｌｙｃｏｓｙｌａｔｉｏｎ[１１－１３]ꎬ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅ￣
ｒａｓｅ ｍａｙ ｅｘｉｓｔ ｉｎ Ｌ. ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ ｉｎ ｏｒｄｅｒ ｔｏ
ｇｌｙｃｏｓｙｌａｔｅ ｔｙｒｏｓｏｌ ｉｎｔｏ ｓａｌｉｄｒｏｓｉｄｅ.
Ｈｅｒｅꎬ ｗｅ ｉｓｏｌａｔｅｄ ａ ｇｅｎｅ ｃｏｄｉｎｇ ｇｌｙｃｏ￣
ｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｆｒｏｍ Ｌ. ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ ( ｎａｍｅｄ
ＬｈｓＵＧＴ) ｂｙ ｒａｐｉｄ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｃＤＮＡ ｅｎｄｓ
(ＲＡＣＥ)ꎬ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｔｈｅ ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅ ａｎｄ ａｎａｌｙｚｅｄ ｉｔ ｕｓｉｎｇ ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃｓ. Ｗｅ
ａｌｓｏ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｅｄ ａ ｐｒｏｋａｒｙｏｔｉｃ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｓｙｓｔｅｍ
ｏｆ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ａｎｄ ａｓｓａｙｅｄ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓ￣
ｓｉｏｎ ｏｆ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ｐｒｏｔｅｉｎ ｗｉｔｈ ＳＤＳ￣ＰＡＧＥ ａｎｄ
Ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔ. Ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙ ｗｉｌｌ ｈｅｌｐ ｌａｙ ａ ｔｈｅｏｒｅｔｉｃａｌ
ｆｏｕｎｄａｔｉｏｎ ｆｏｒ ｕｓｉｎｇ Ｌ. ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａ￣
ｎｓｆｅｒａｓｅ ｔｏ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｓｉｚｅ ｃｅｒｔａｉｎ ｖａｌｕａｂｌｅ ｎａｔｕｒａｌ
ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｆｕｔｕｒｅ.
１ Ｍａｔｅｒｉａｌｓ ａｎｄ Ｍｅｔｈｏｄｓ
１ １ Ｍａｔｅｒｉａｌｓ
Ｔｈｅ Ｌ. ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ ｓａｍｐｌｅｓ ｗａｓ ｃｕｌｔｕｒｅｄ
ｂｙ ｔｈｅ Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｏｆ Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ Ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇꎬ
Ｃｏｌｌｅｇｅ ｏｆ Ｐｈａｒｍａｃｙꎬ Ｈｕｎａｎ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｃｈｉｎｅｓｅ
Ｍｅｄｉｃｉｎｅꎬ ｕｓｉｎｇ ｎｕｔｒｉｅｎｔ ｓｏｌｕｔｉｏｎ. Ｔｈｅ ｐＭＤ１９￣Ｔ
ｖｅｃｔｏｒ (Ｔａｋａｒａ)ꎬ ＬＡ Ｔａｑ (Ｔａｋａｒａ)ꎬ ＤＮＡ ｌａｄｄｅｒ
ｍａｒｋｅｒｓ (Ｔａｋａｒａ)ꎬ Ｔｒｉｚｏｌ ｒｅａｇｅｎｔ ( Ｉｎｖｉｔｒｏｇｅｎ)ꎬ
ＱＩＡｑｕｉｃｋ® ｇｅｌ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｋｉｔ (Ｑｉａｇｅｎ)ꎬ ＳＭＡＲＴＴＭ
ｒａｃｅ ｃＤＮＡ ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｋｉｔ (Ｃｌｏｎｔｈｅｃｈ)ꎬ ｒｅｓｔｒｉｃ￣
ｔｉｏｎ ｅｎｚｙｍｅ (Ｔｈｅｒｍｏ Ｆｉｓｈｅｒ Ｓｃｉｅｎｔｉｆｉｃ)ꎬ ａｎｔｉ￣Ｈｉｓ￣
Ｔａｇ ｒａｂｂｉｔ ｐｏｌｙｃｌｏｎａｌ ａｎｔｉｂｏｄｙ (ＥａｒｔｈＯｘ)ꎬ ｇｏａｔ
ａｎｔｉ￣ｒａｂｂｉｔ ＩｇＧ￣ＨＲＰ (Ａｂｍａｒｔ)ꎬ ＤＡＢ ｈｏｒｓｅｒａｄｉｓｈ
ｐｅｒｏｘｉｄａｓｅ ｃｏｌｏｒ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｋｉｔ ( Ｂｅｙｏｔｉｍｅ)ꎬ
ａｎｄ ｐＥＴ￣３２ａ ｅｘｐｒｅｓｓ ｖｅｃｔｏｒ ( Ｎｏｖａｇｅｎ) ｗｅｒｅ
ｐｕｒｃｈａｓｅｄ ｆｒｏｍ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｃｏｍｐａｎｉｅｓ. Ａｌｌ ｏｔｈｅｒ
８９３ 植 物 科 学 学 报 第 ３４卷
ｃｈｅｍｉｃａｌｓ ａｎｄ ｒｅａｇｅｎｔｓ ｗｅｒｅ ｏｆ ａｎａｌｙｔｉｃａｌ ｇｒａｄｅ.
１ ２ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｃｌｏｎｉｎｇ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｃＤＮＡ
Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｃｌｏｎｉｎｇ ｍａｎｉｐｕｌａｔｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ｐｅ￣
ｒｆｏｒｍｅｄ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ ｂｙ
Ｚｈａｏ ｅｔ ａｌ.[１４] ａｎｄ ｔｈｅ ＳＭＡＲＴＴＭ ｒａｃｅ ｃＤＮＡ
ａｍｐｌｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｋｉｔ ｕｓｅｒ ｍａｎｕａｌ. Ｆｉｒｓｔꎬ ｔｏｔａｌ ＲＮＡ ｗａｓ
ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｆｒｏｍ Ｌ. ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ ｌｅａｖｅｓ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ
Ｔｒｉｚｏｌ ｒｅａｇｅｎｔꎬ ａｎｄ ｗａｓ ｔｈｅｎ ｃｏｎｖｅｒｔｅｄ ｉｎｔｏ
ｃＤＮＡ ｕｓｉｎｇ ＳＭＡＲＴＳｃｒｉｂｅＴＭ ｒｅｖｅｒｓｅ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔａｓｅ
ｗｉｔｈ ａ ｕｎｉｖｅｒｓａｌ ｏｌｉｇｏ ( ｄＴ) ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ａｄａｐｔｅｒ
ｐｒｉｍｅｒ (Ｔａｂｌｅ １) . Ｓｅｃｏｎｄꎬ ａ ｐａｉｒ ｏｆ ｄｅｇｅｎｅｒａｔｅ
ｐｒｉｍｅｒｓ ( ＬｈｓＵＧＴ￣Ｆ ａｎｄ ＬｈｓＵＧＴ￣Ｒꎬ Ｔａｂｌｅ １ )
ｗｅｒｅ ｄｅｓｉｇｎｅｄ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ
ｄｏｍａｉｎｓ ｏｆ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｆｒｏｍ ｒｅｌａｔｅｄ ｓｐｅ￣
ｃｉｅｓ. Ｔｈｅ ｃＤＮＡ ｗａｓ ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｂｙ ＰＣＲ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ
ｄｅｇｅｎｅｒａｔｅ ｐｒｉｍｅｒｓ ａｎｄ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｐｒｏ￣
ｇｒａｍ: ｉｎｉｔｉａｌ ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ (９４℃ ｆｏｒ ３ ｍｉｎ)ꎬ ３０
ｃｙｃｌｅｓ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｄｅｎａｔｕｒａｔｉｏｎ ( ９４℃ ｆｏｒ ３０ ｓ)ꎬ
ａｎｎｅａｌｉｎｇ (５５℃ ｆｏｒ ３０ ｓ)ꎬ ｅｌｏｎｇａｔｉｏｎ (７２℃ ｆｏｒ
１ ｍｉｎ)ꎬ ａｎｄ ｆｉｎａｌ ｅｌｏｎｇａｔｉｏｎ (７２℃ ｆｏｒ １０ ｍｉｎ) .
Ｆｉｎａｌｌｙꎬ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｐａｒｔｉａｌ ｃＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ
ＬｈｓＵＧＴ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｂｙ ＰＣＲꎬ ｔｈｅ ３′ＲＡＣＥ ｇｅｎｅ
ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｐｒｉｍｅｒｓ (３′ＧＳＰ１ ａｎｄ ３′ＧＳＰ２ꎬ Ｔａｂｌｅ １)
ａｎｄ ５′ＲＡＣＥ ｇｅｎｅ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｐｒｉｍｅｒｓ (５′ＧＳＰ１ ａｎｄ
５′ＧＳＰ２ꎬ Ｔａｂｌｅ １) ｗｅｒｅ ｄｅｓｉｇｎｅｄ. Ｂｏｔｈ ３′ＲＡＣＥ
ａｎｄ ５′ＲＡＣＥ ＰＣＲ ｗｅｒｅ ｃａｒｒｉｅｄ ｏｕｔ ａｓ ｐｅｒ ｔｈｅ ｋｉｔ
ｕｓｅｒ ｍａｎｕａｌ. Ａｌｌ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ｗｅｒｅ ｇｅｌ￣ｐｕｒｉｆｉｅｄ
ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ＱＩＡｑｕｉｃｋ® ｇｅｌ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ｋｉｔꎬ ｌｉｇａｔｅｄ
ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｐＭＤ１９￣Ｔ ｖｅｃｔｏｒ ａｎｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅｄ ｂｙ ａ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｉｎｇ ｃｏｍｐａｎｙ. Ｔｈｅ ３′ＲＡＣＥ ａｎｄ ５′ＲＡＣＥ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｉｎｇ ｒｅｓｕｌｔｓ ｗｅｒｅ ｏｖｅｒｌａｐｐｅｄ ｔｏ ｓｐｌｉｃｅ ａ ｆｕｌｌ￣
ｌｅｎｇｔｈ ｃＤＮＡ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ.
１ ３ Ｂｉｏｉｎｆｏｒｍａｔｉｃｓ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ
Ｗｅ ｕｓｅｄ ＯＲＦ Ｆｉｎｄｅｒ (ｈｔｔｐ: / / ｗｗｗ.ｎｃｂｉ.ｎｌｍ.
ｎｉｈ.ｇｏｖ / ｐｒｏｊｅｃｔｓ / ｇｏｒｆ / ) ｔｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｔｈｅ ｏｐｅｎ
ｒｅａｄｉｎｇ ｆｒａｍｅ (ＯＲＦ) ｏｆ ｔｈｅ ｆｕｌｌ￣ｌｅｎｇｔｈ ｃＤＮＡ ｏｆ
ＬｈｓＵＧＴ. Ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ＯＲＦ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴꎬ ｔｈｅ
ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｗａｓ ｄｅｄｕｃｅｄ
ｂｙ ＤＮＡｍａｎ ｓｏｆｔｗａｒｅ. Ｔｈｅ ｏｎｌｉｎｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ａｎａｌｙｓｉｓ
ｄａｔａｂａｓｅ ＥｘＰＡＳｙ (ｈｔｔｐ: / / ｗｗｗ.ｅｘｐａｓｙ.ｏｒｇ / )
ｗａｓ ｕｓｅｄ ｔｏ ａｎａｌｙｚｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｗｅｉｇｈｔ (ＭＷ)ꎬ
ｉｓｏｅｌｅｃｔｒｉｃ ｐｏｉｎｔ (ｐＩ) ａｎｄ ｈｉｇｈｌｙ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｍｏｔｉｆ
ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ. Ｔｏ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅ ｔｈｅ ａｍｉｎｏ￣
ａｃｉｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｓｉｍｉｌａｒｉｔｉｅｓ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｗｉｔｈ ｏｔｈｅｒ
ＵＧＴｓ ｆｒｏｍ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｐｌａｎｔｓꎬ ａ ＢＬＡＳＴＰ ｓｅａｒｃｈ
(ｈｔｔｐ: / / ｂｌａｓｔ.ｎｃｂｉ.ｎｌｍ.ｎｉｈ.ｇｏｖ / Ｂｌａｓｔ.ｃｇｉ) ｗａｓ
ｃｏｎｄｕｃｔｅｄ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ＮＣＢＩ ｄａｔａｂａｓｅ. Ｕｓｉｎｇ
Ｍｅｇａ ３１ ｓｏｆｔｗａｒｅ ｔｏ ａｌｉｇｎ ＬｈｓＵＧＴ ｗｉｔｈ ｔｈｅ Ａ.
ｔｈａｌｉａｎａ ＵＧＴ ｓｕｐｅｒｆａｍｉｌｙꎬ ａ ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ｔｒｅｅ
ｗａｓ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｅｄꎬ ｗｈｉｃｈ ｃｏｕｌｄ ｒｏｕｇｈｌｙ ｐｒｅｄｉｃｔ ｔｈｅ
ｓｕｂｓｔｒａｔｅ ｔｙｐｅ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ. Ｗｅ ｕｓｅｄ ＭＩＴＯＰＲＯＴ
(ｈｔｔｐ: / / ｉｈｇ.ｇｓｆ.ｄｅ / ｉｈｇ / ｍｉｔｏｐｒｏｔ.ｈｔｍｌ) ａｎｄ Ｔａｒｇｅｔ
Ｐ ( ｈｔｔｐ: / / ｗｗｗ. ｂｓ. ｄｔｕ. ｄｋ / ｓｅｒｖｉｃｅｓ / ＴａｒｇｅｔＰ / )
ｔｏ ｄｅｓｃｒｉｂｅ ｌｏｃａｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｉｎ ｃｅｌｌｓ. Ｔｏ
ｐｒｅｄｉｃｔ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ａｎｄ ｔｅｒｔｉａｒｙ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅｓ ｏｆ
ＬｈｓＵＧＴꎬ ｔｈｅ ｄｅｄｕｃｅｄ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｗａｓ
ｓｕｂｍｉｔｔｅｄ ｔｏ ｔｗｏ ｄａｔａｂａｓｅｓ: ＰＯＲＴＥＲ ( ｈｔｔｐ: / /
ｄｉｓｔｉｌｌ.ｕｃｄ.ｉｅ / ｐｏｒｔｅｒ / ) ａｎｄ ＳＷＩＳＳ￣ＭＯＤＥＬ (ｈｔｔｐ: / /
ｓｗｉｓｓｍｏｄｅｌ.ｅｘｐａｓｙ.ｏｒｇ / ) .
１ ４ Ｐｒｏｋａｒｙｏｔｉｃ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ
ｏｆ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ＬｈｓＵＧＴ
Ｔｏ ｏｂｔａｉｎ ｔｈｅ ＯＲＦ ｆｒａｇｍｅｎｔ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴꎬ
ｃＤＮＡ ｆｒｏｍ ｔｏｔａｌ ＲＮＡ ｏｆ Ｌ. ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ ｌｅａｖｅｓ
ｗａｓ ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｐａｉｒ ｏｆ ｅｘｐｒｅｓｓｉｖｅ ｐｒｉｍｅｒｓ
Ｔａｂｌｅ １ Ｐｒｉｍｅｒ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ
Ｐｒｉｍｅｒ ｎａｍｅ Ｐｒｉｍｅｒ ｓｅｑｕｅｎｃｅ (５′ － ３′)
Ａｄａｐｔｅｒ ｐｒｉｍｅｒ ＡＡＧＣＡＧＴＧＧＴＡＴＣＡＡＣＧＣＡＧＡＧＴＡＣ(Ｔ) ３０Ｎ－１Ｎ
ＬｈｓＵＧＴ￣Ｆ ＴＴＣＣＡＧＣＮＣＡＡＧＧＣＣＡＹＡＴＨＡＡＴ
ＬｈｓＵＧＴ￣Ｒ ＴＣＲＡＡＴＧＣＡＴＣＡＡＡＹＧＴＲＴＴＣＡＣ
３′ＧＳＰ１ ＡＴＧＴＣＡＣＣＴＴＣＧＣＣＡＣＣＡＧＣＧＴＴＴＡ
３′ＧＳＰ２ ＣＴＡＣＣＡＣＴＡＴＴＴＣＣＡＣＧＧＣＴＡＣＧＧ
５′ＧＳＰ１ ＣＧＣＧＴＴＴＧＧＣＧＡＧＧＧＴＴＧＴＡＡＴＴ
５′ＧＳＰ２ ＧＧＣＧＧＧＴＴＧＡＡＴＣＣＡＧＡＧ
ＬｈｓＵＧＴ￣ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ￣Ｆ ＣＡＴＧＣＣＡＴＧＧＣＴＧＡＣＧＡＣＧＡＣＧＡＣＡＡＧＡＴＧＧＡＧＡＧＧＣＧＣＣＡＣＧＴＧＣＴＣＣＴＧＧ
ＬｈｓＵＧＴ￣ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ￣Ｒ ＣＣＧＣＴＣＧＡＧＴＴＡＡＴＴＧＡＡＡＡＡＣＧＣＣＴＴＣＡＡＡＴＴＣ
Ｎｏｔｅｓ: Ｔｈｅ ｕｎｄｅｒｌｉｎｅ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ ｔｈｅ ｒｅｓｔｒｉｃｔｉｏｎ ｓｉｔｅｓ.
９９３ 第 ３期 徐德宏等: 益母草糖基转移酶基因的克隆及原核表达分析(英文)
(ＬｈｓＵＧＴ￣ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ￣Ｆ ａｎｄ ＬｈｓＵＧＴ￣ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ￣
Ｒꎬ Ｔａｂｌｅ １)ꎬ ｗｈｉｃｈ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ ａ ＮｃｏⅠ
ｓｉｔｅ ａｎｄ ＸｈｏⅠｓｉｔｅ ａｔ ｔｈｅ ５′ ｅｎｄ. Ｔｈｅ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔ
ｗａｓ ｌｉｇａｔｅｄ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｐＥＴ￣３２ａ ｅｘｐｒｅｓｓ ｖｅｃｔｏｒ
ｄｉｇｅｓｔｅｄ ｗｉｔｈ ＮｃｏⅠａｎｄ ＸｈｏⅠ. Ｔｈｅ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ
ｃｏｎｓｔｒｕｃｔ ｗａｓ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ａｓ ａ ｆｕｓｉｏｎ ｐｒｏｔｅｉｎꎬ ｗｉｔｈ
ｂｉｇ ｔａｇｓ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ａ ＴｒｘＴａｇꎬ ａ ６ × Ｈｉｓ￣Ｔａｇꎬ ａｎ
ＳＴａｇꎬ ａ ｔｈｒｏｍｂｉｎ ｃｌｅａｖａｇｅ ｓｉｔｅ ａｎｄ ｔｗｏ ｅｎｔｅ￣
ｒｏｋｉｎａｓｅ ｓｉｔｅｓ. Ｔｈｅ ｌｉｇａｔｅｄ ｖｅｃｔｏｒ ｗａｓ ｔｈｅｎ ｔｒａ￣
ｎｓｆｏｒｍｅｄ ｉｎｔｏ Ｅ. ｃｏｌｉ ｓｔｒａｉｎ ＢＬ２１ ( ＤＥ３ ) ａｎｄ
ｐｌａｔｅｄ ｏｎ ＬＢ ｐｌａｔｅｓ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ １００ μｇ / ｍＬ
ａｍｐｉｃｉｌｌｉｎ. Ｓｉｎｇｌｅ ｃｏｌｏｎｉｅｓ ｃａｒｒｙｉｎｇ ＬｈｓＵＧＴ / ｐＥＴ￣
３２ａ ｗｅｒｅ ｉｎｏｃｕｌａｔｅｄ ｉｎｔｏ ＬＢ ｌｉｑｕｉｄ ｍｅｄｉｕｍ
(１００ μｇ / ｍＬ ａｍｐｉｃｉｌｌｉｎ) ａｎｄ ｇｒｏｗｎ ｏｖｅｒｎｉｇｈｔ ａｔ
３７℃. Ｔｈｅ ｃｕｌｔｕｒｅ ｗａｓ ｄｉｌｕｔｅｄ １ ∶ １００ ｉｎｔｏ ５０ ｍＬ
ＬＢ ｂｒｏｔｈ ａｎｄ ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ａｔ ３７℃ ｕｎｔｉｌ ｔｈｅ ＯＤ６００
ｗａｓ ０６. Ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｗａｓ ｉｎｄｕｃｅｄ
ｂｙ ｔｈｅ ａｄｄｉｔｉｏｎ ｏｆ ＩＰＴＧ ( Ｉｓｏｐｒｏｐｙｌ β￣Ｄ￣１￣
ｔｈｉｏｇａｌａｃｔｏｐｙｒａ￣ｎｏｓｉｄｅ) ｔｏ ａ ｆｉｎａｌ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ
０５ ｍｍｏｌ / Ｌ ａｎｄ ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ｆｏｒ ５ ｈ ａｔ ２７℃. Ｂｅｆｏｒｅ
ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ａｎｄ １ꎬ ２ꎬ ３ꎬ ４ꎬ ａｎｄ ５ ｈ ａｆｔｅｒ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎꎬ
ｔｈｅ ｃｅｌｌｓ ｗｅｒｅ ｈａｒｖｅｓｔｅｄ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｓａｍｅ
ｂｉｏｍａｓｓ ｂｙ ｃｅｎｔｒｉｆｕｇａｔｉｏｎ ａｔ ５０００ ｒ / ｍｉｎ ｆｏｒ
２０ ｍｉｎ. Ａｆｔｅｒ ｃｅｎｔｒｉｆｕｇａｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｓｕｐｅｒｎａｔａｎｔ ｗａｓ
ａｓｐｉｒａｔｅｄꎬ ｗｈｉｌｅ ｔｈｅ ｐｒｅｃｉｐｉｔａｔｅ ｗａｓ ｒｅｓｕｓｐｅｎｄｅｄ
ｉｎ ａ ｌｏａｄｉｎｇ ｓａｍｐｌｅ ｂｕｆｆｅｒ (１００ ｍｍｏｌ / Ｌ Ｔｒｉｓ￣
ＨＣｌꎬ ｐＨ ６.８ꎬ ２０％ ｇｌｙｃｅｒｏｌꎬ ４％ ＳＤＳꎬ ２００ ｍｍｏｌ / Ｌ
ＤＴＴꎬ ａ ｔｒａｃｅ ｏｆ ｂｒｏｍｏｐｈｅｎｏｌ ｂｌｕｅ) ａｎｄ ｂｏｉｌｅｄ
ｆｏｒ ５ ｍｉｎ. ＳＤＳ￣ＰＡＧＥ ｗａｓ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ
ｔｏ Ｌａｅｍｍｌｉ[１５] ｕｎｄｅｒ ｄｅｎａｔｕｒｉｎｇ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｏｎ ａ
１２％ ｐｏｌｙａｃｒｙｌａｍｉｄｅ ｓｌａｂ ｇｅｌ ｔｏ ａｎａｌｙｚｅ ｔｈｅ
ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ＬｈｓＵＧＴ ｗｅｉｇｈｔ ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｉｏｎ. Ｔｈｅ
ｒｅｓｏｌｖｅｄ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｉｎ ｔｈｅ ｇｅｌ ｗｅｒｅ ｆｉｘｅｄ ｗｉｔｈ １０％
ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ / ４０％ ｍｅｔｈａｎｏｌ ａｎｄ ｖｉｓｕａｌｉｚｅｄ ｂｙ ｓｔａｉ￣
ｎｉｎｇ ｗｉｔｈ Ｃｏｏｍａｓｓｉｅ ｂｒｉｌｌｉａｎｔ ｂｌｕｅ Ｇ￣２５０. Ｆｏｒ ｖｅｒｉ￣
ｆｙｉｎｇ ｔｈｅ ｃｏｒｒｅｃｔ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ
ＬｈｓＵＧＴꎬ Ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔ ａｎａｌｙｓｉｓ ｗａｓ ｃａｒｒｉｅｄ ｏｕｔ.
Ａｆｔｅｒ ＳＤＳ￣ＰＡＧＥꎬ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｉｎ ｇｅｌ ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ
ｉｎｔｏ ｎｉｔｒｏｃｅｌｌｕｌｏｓｅ ｆｉｌｔｅｒｓ. Ｔｈｅ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｗｅｒｅ
ｔｈｅｎ ｂｌｏｃｋｅｄ ｂｙ ｓｋｉｍ ｍｉｌｋ ａｎｄ ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ｉｎ
ｐｒｉｍａｒｙ ａｎｔｉ￣Ｈｉｓ￣Ｔａｇ ｒａｂｂｉｔ ｐｏｌｙｃｌｏｎａｌ ａｎｔｉｂｏｄｙ
(１ ∶ ２００００ ｄｉｌｕｔｉｏｎ) . Ａｆｔｅｒ ｗａｓｈｉｎｇꎬ ｈｏｒｓｅｒａｄｉｓｈ
ｐｅｒｏｘｉｄａｓｅ ｃｏｎｊｕｇａｔｅｄ ａｎｔｉ￣ｒａｂｂｉｔ ｇｏａｔ ＩｇＧ (１ ∶
３０００ ｄｉｌｕｔｉｏｎ) ｗａｓ ｕｓｅｄ ａｓ ａ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ａｎｔｉｂｏｄｙ
ａｎｄ ｔｈｅ ｒｅａｃｔｉｏｎ ｗａｓ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｗｉｔｈ ＤＡＢ ａｓ ｔｈｅ
ｓｕｂｓｔｒａｔｅ.
２ Ｒｅｓｕｌｔｓ ａｎｄ Ａｎａｌｙｓｉｓ
２ １ Ｃｌｏｎｉｎｇ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ
Ａ ５８５ ｂｐ ｃＤＮＡ ｆｒａｇｍｅｎｔ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｗａｓ
ａｍｐｌｉｆｉｅｄ ｂｙ ａ ｐａｉｒ ｏｆ ｄｅｇｅｎｅｒａｔｅ ｐｒｉｍｅｒｓꎬ
ＬｈｓＵＧＴ￣Ｆ ａｎｄ ＬｈｓＵＧＴ￣Ｒ (Ｆｉｇ １: Ａ) . Ｂａｓｅｄ ｏｎ
ｔｈｉｓ ｃＤＮＡ ｆｒａｇｍｅｎｔꎬ ３′ＲＡＣＥ ａｎｄ ５′ＲＡＣＥ ｇｅｎｅ
ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｐｒｉｍｅｒｓ ｗｅｒｅ ｄｅｓｉｇｎｅｄ ｔｏ ｏｂｔａｉｎ ａ
１０８６ ｂｐ ３′ ｃＤＮＡ ｅｎｄ ａｎｄ ａ ５１２ ｂｐ ５′ ｃＤＮＡ
ｅｎｄ ｕｓｉｎｇ ｎｅｓｔｅｄ ＰＣＲ ( Ｆｉｇ １: Ｂ ａｎｄ Ｃ) . Ｂｙ
ｏｖｅｒｌａｐｐｉｎｇ ｔｈｅ ３′ ｃＤＮＡ ａｎｄ ５′ ｃＤＮＡ ｅｎｄｓꎬ
ａ １５６２ ｂｐ ｆｕｌｌ￣ｌｅｎｇｔｈ ｃＤＮＡ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｗａｓ
ａｓｓｅｍｂｌｅｄ. Ｉｔ ｈａｄ ｔｈｒｅｅ ｄｉｓｔｉｎｃｔ ｐａｒｔｓ: ａ ５′￣
ｕｎｔｒａｎｓｌａｔｅｄ ｒｅｇｉｏｎ (ＵＴＲ)ꎬ ａｎ ＯＲＦ ａｎｄ ａ ３′￣
ＵＴＲ (Ｆｉｇ. ２) . Ｔｈｅ ５′￣ＵＴＲ ｗａｓ ５９ ｂｐ ｌｏｎｇ ａｎｄ
ｔｈｅ ＯＲＦ ｗａｓ １３６８ ｂｐ ｌｏｎｇ (Ｆｉｇ １: Ｄ) . Ｔｈｅ ３′￣
4M M M M1 2 3
100
500
600
800
400
300
200
A
2000
1200
1000
800
600
400
200
B
800
1000
600
400
200
C
2000
1400
1000
800
600
400
200
D
bp bp bp bp
Ａ: Ｍ ｉｓ ａ １００ ｂｐ ｍａｒｋｅｒꎬ ｌａｎｅ １ ｉｓ ｔｈｅ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔ ｏｆ ｔｈｅ ＬｈｓＵＧＴ ｃＤＮＡ ｆｒａｇｍｅｎｔ. Ｂ: Ｍ ｉｓ ａ ２００ ｂｐ ｍａｒｋｅｒꎬ ｌａｎｅ ２ ｉｓ ｔｈｅ ＰＣＲ
ｐｒｏｄｕｃｔ ｏｆ ｔｈｅ ＬｈｓＵＧＴ ３′ＲＡＣＥ ｅｎｄ. Ｃ: Ｍ ｉｓ ａ ２００ ｂｐ ｍａｒｋｅｒꎬ ｌａｎｅ ３ ｉｓ ｔｈｅ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔ ｏｆ ｔｈｅ ＬｈｓＵＧＴ ５′ＲＡＣＥ ｅｎｄ. Ｄ: Ｍ ｉｓ ａ
２００ ｂｐ ｍａｒｋｅｒꎬ ｌａｎｅ ４ ｉｓ ｔｈｅ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔ ｏｆ ｔｈｅ ＯＲＦ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ. Ａｇａｒｏｓｅ ｇｅｌ: １％ꎻ Ｖｏｌｔａｇｅ: １２０ ｍＶꎻ Ｔｉｍｅ: ３０ ｍｉｎ.
Ｆｉｇ. １ Ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｏｒｅｓｉｓ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ＰＣＲ ｐｒｏｄｕｃｔｓ
００４ 植 物 科 学 学 报 第 ３４卷
ＵＴＲ ｗａｓ １３５ ｂｐ ｌｏｎｇ ａｎｄ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ ａ １２ ｂｐ ｐｏｌｙ
(Ａ) ｔａｉｌ (Ｆｉｇ. ２) . Ｔｈｅ ｆｕｌｌ￣ｌｅｎｇｔｈ ｃＤＮＡ ｓｅｑｕｅｎｃｅ
ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｗａｓ ｓｕｂｍｉｔｔｅｄ ｔｏ ＧｅｎＢａｎｋ ａｎｄ ａｓ￣
ｓｉｇｎｅｄ ｔｈｅ ａｃｃｅｓｓｉｏｎ ｎｕｍｂｅｒ ＫＰ０２５９６６.
２ ２ Ｓｅｑｕｅｎｃｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ
Ｔｈｅ ＯＲＦ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｅｎｃｏｄｅｄ ａ ４５５ ａｍｉｎｏ￣
ａｃｉｄ ｐｏｌｙｐｅｐｔｉｄｅ ｗｉｔｈ ａｎ ａｖｅｒａｇｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ
ｗｅｉｇｈｔ ｏｆ ５０４７ ｋＤ ａｎｄ ｔｈｅｏｒｅｔｉｃａｌ ｐＩ ｏｆ ５５２. Ｔｈｅ
ａｍｉｎｏ￣ａｃｉｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｓｉｍｉｌａｒｉｔｉｅｓ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｗｉｔｈ
ｏｔｈｅｒ ｐｌａｎｔ ＵＧＴｓ ｆｒｏｍ Ｓｅｓａｍｕｍ ｉｎｄｉｃｕｍ (ＸＰ＿
０１１１０１５９２１)ꎬ Ｌｙｃｉｕｍ ｂａｒｂａｒｕｍ (ＢＡＧ８０５４４１)ꎬ
Ｍｅｄｉｃａｇｏ ｔｒｕｎｃａｔｕｌａ ( ＸＰ００３６０１７０６１)ꎬ Ｏｒｙｚａ
ｓａｔｉｖａ Ｊａｐｏｎｉｃａ Ｇｒｏｕｐ ( ＢＡＤ３４４０１)ꎬ Ｒｈｏｄｉｏｌａ
ｓａｃｈａｌｉｎｅｎｓｉｓ (ＡＢＰ４９５７４１) ａｎｄ Ｇｏｓｓｙｐｉｕｍ ｈｉ￣
ｒｓｕｔｕｍ (ＡＢＮ５８７４０) ｗｅｒｅ ６８％ꎬ ６６％ꎬ ５３８％ꎬ
４１４％ꎬ ３６６％ꎬ ａｎｄ ２６４％ꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ (Ｆｉｇ ３).
Ｕｓｉｎｇ ＭＩＴＯＰＲＯＴ ａｎｄ Ｔａｒｇｅｔ Ｐ ｔｏ ａｎａｌｙｚｅ ｔｈｅ
ｌｏｃａｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｉｎ ｃｅｌｌｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ
ＬｈｓＵＧＴ ｗａｓ ｐｒｏｂａｂｌｙ ａ ｍｉｔｏｃｈｏｎｄｒｉａｌ ｐｒｏｔｅｉｎ
ｗｉｔｈ ａ ｌｅａｄｅｒ ｐｅｐｔｉｄｅ ａｔ ｔｈｅ Ｎ￣ｔｅｒｍｉｎａｌ (Ｆｉｇ. ２) .
Ａ ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ｔｒｅｅ ｗａｓ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｅｄ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ
ｔｈｅ ＵＧＴｓ ｆｒｏｍ Ｌ. ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ ａｎｄ Ａ. ｔｈａｌｉａｎａ
(Ｆｉｇ. ４) . Ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｐｒｅｄｉｃｔｉｏｎ ｓｈｏｗｅｄ
ｔｈａｔ ＬｈｓＵＧＴ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ α￣ｈｅｌｉｘ ( ４３１％)ꎬ β￣
ｅｘｔｅｎｄｅｄ (１７５％) ａｎｄ ｃｏｉｌ (３９４％) ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ
ｅｌｅｍｅｎｔｓ. Ｗｉｔｈ ｈｏｍｏｌｏｇｙ ｍｏｄｅｌｉｎｇꎬ ａ ｔｅｒｔｉａｒｙ
ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｗａｓ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｅｄ (Ｆｉｇ. ５) .
２ ３ Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ＬｈｓＵＧＴ
Ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ＬｈｓＵＧＴ ｗａｓ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｂｙ
Ｅ. ｃｏｌｉ ｓｔｒａｉｎ ＢＬ２１ (ＤＥ３) ａｎｄ ａｎａｌｙｚｅｄ ｂｙ ＳＤＳ￣
ＰＡＧＥ ａｎｄ Ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔ. Ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ａ ｂａｎｄ
ｏｆ ａｐｐｒｏｘｉｍａｔｅｌｙ ６９ ｋＤ ｏｎ ＳＤＳ￣ＰＡＧＥꎬ ｓｉｍｉｌａｒ
ｔｏ ｔｈｅ ｃａｌｃｕｌａｔｅｄ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｍａｓｓ ｏｆ ６８４ ｋＤꎬ
ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｔａｇｓ ｏｆ １７９ ｋＤ (Ｆｉｇ. ６: Ａ) . Ｔｈｅ ｔｉｍｅ
ｇｒａｄｉｅｎｔ ｗａｓ ｕｓｅｄ ｔｏ ａｓｓａｙ ｔｈｅ ｏｐｔｉｍｕｍ ｅｘｐｒｅｓ￣
ｓｉｖｅ ｔｉｍｅ ａｆｔｅｒ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｂｙ ＩＰＴＧ. Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎｄｉ￣
ｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｅｘｔｅｎｓｉｏｎ ｏｆ ｔｉｍｅꎬ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓ￣
ｓｉｖｅ ａｍｏｕｎｔ ｏｆ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ＬｈｓＵＧＴ ｇｒａｄｕａｌｌｙ
ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｕｎｔｉｌ ５ ｈ ａｆｔｅｒ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｗｈｅｎ ｉｔ ｒｅａｃｈｅｄ
ｍａｘｉｍｕｍ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ( Ｆｉｇ. ６: Ａ) . Ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔ
ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｓａｍｐｌｅｓ ｃｏｎｆｉｒｍｅｄ ｔｈｅ ｃｏｒｒｅｃｔ ｅｘｐｒｅｓ￣
ｓｉｏｎ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｉｎ Ｅ. ｃｏｌｉ (Ｆｉｇ. ６: Ｂ) .
３ Ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ
Ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ ａｒｅ ａ ｃｌａｓｓ ｏｆ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ
ｅｎｚｙｍｅｓ ｔｈａｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｔｏ ｇｌｙｃｏｓｙｌａｔｅ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ
ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｓ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ. Ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙꎬ ａ ＵＧＴ ｆｒｏｍ
Ｌ. ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ ｗａｓ ｃｌｏｎｅｄ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｅｄ.
Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ＬｈｓＵＧＴ ｈａｄ ａ ｈｉｇｈｌｙ
ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｐｌａｎｔ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｐｒｏｄｕｃｔ ＧＴａｓｅ ｄｏ￣
ｍａｉｎ ( ｎａｍｅｄ ＰＳＰＧ ｄｏｍａｉｎꎬ Ｆｉｇ. ２ ) [８ꎬ １６ꎬ１７]ꎬ
ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ＵＧＴｓ ｆｒｏｍ Ｓ. ｉｎｄｉｃｕｍ ａｎｄ Ｌ.
ｂａｒｂａｒｕｍ ａｎｄ ｂｅｌｏｎｇｅｄ ｔｏ ｇｒｏｕｐ Ｌ ｏｆ ｔｈｅ Ａ.
ｔｈａｌｉａｎａ ｆａｍｉｌｙ １ ＵＧＴｓ ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ
ａｎａｌｙｓｉｓ.
Ｔｈｅ ＰＳＰＧ ｄｏｍａｉｎ ｉｓ ｒｅｌａｔｅｄ ｔｏ ｓｕｂｓｔｒａｔｅ
ｒｅｃｏｇｎｉｔｉｏｎ ａｎｄ ｃａｔａｌｙｔｉｃ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｏｆ ＧＴｓ ａｎｄ
ｃｏｎｔａｉｎｓ ４４ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄｓꎬ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ２２ｎｄꎬ ２３ｒｄꎬ ａｎｄ
４４ｔｈ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄｓ ｐｌａｙｉｎｇ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｒｏｌｅｓ ｉｎ ｔｈｅ
ｃｈｏｉｃｅ ｏｆ ｓｕｇａｒ ｄｏｎｏｒｓ[１８] . Ｔｒｐ２２ ｉｎ ＰＳＰＧ ｉｓ
ｒｅｓｐｏｎｓｉｂｌｅ ｆｏｒ ｒｅｃｏｇｎｉｚｉｎｇ ＵＤＰ￣ｇｌｕｃｏｓｅꎬ ｗｈｉｌｅ
Ａｒｇ２２ ｕｔｉｌｉｚｅｓ ＵＤＰ￣ｇｌｕｃｕｒｏｎｉｃ ａｃｉｄ ａｓ ａ ｓｕｇａｒ
ｄｏｎｏｒ[１９－２１] . Ｓｅｒ２３ ｉｎ ＰＳＰＧ ｏｆ ＵＤＰ￣ｇｌｕｃｕｒｏｎｏ￣
ｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ ｉｓ ｈｉｇｈｌｙ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ. Ｔｈｅ Ｈｉｓ４４ ｉｎ
ＰＳＰＧ ｅｘｈｉｂｉｔｓ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｗｉｔｈ ＵＤＰ￣ｇａｌａｃｔｏｓｅ ａｓ ａ
ｓｕｇａｒ ｄｏｎｏｒꎬ ｗｈｅｒｅａｓ Ｇｌｎ４４ ｉｎ ＰＳＰＧ ｅｘｈｉｂｉｔｓ
ｇｌｕｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ[２２] . Ｔｈｅ ２２ｎｄꎬ ２３ｒｄꎬ ａｎｄ ４４ｔｈ
ａｍｉｎｏ ａｃｉｄｓ ｉｎ ｔｈｅ ＰＳＰＧ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ａｒｅ Ｔｒｐꎬ Ａｓｎ
ａｎｄ Ｇｌｎꎬ ｓｏ ｗｅ ｍｉｇｈｔ ｓｐｅｃｕｌａｔｅ ｔｈａｔ ＬｈｓＵＧＴ ｉｓ ａ
ｇｌｕｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｕｓｉｎｇ ＵＤＰ￣ｇｌｕｃｏｓｅ ａｓ ａ
ｓｕｇａｒ ｄｏｎｏｒ.
Ｔｈｅ Ａ. ｔｈａｌｉａｎａ ｇｅｎｏｍｅ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅｄ ａｎｄ ａｎｎｏｔａｔｅｄꎬ ｗｉｔｈ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ １００
ｇｅｎｅｓ ｐｒｅｄｉｃｔｅｄ ｔｏ ｅｘｐｒｅｓｓ ｆａｍｉｌｙ １ ＵＧＴｓ. Ｃｏｍ￣
ｐｒｅｈｅｎｓｉｖｅ ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ Ａ. ｔｈａｌｉａ￣
ｎａ ｆａｍｉｌｙ １ ＵＧＴ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｔｈｅｙ ｗｅｒｅ
ｇｒｏｕｐｅｄ ｉｎｔｏ １４ ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ｃｌｕｓｔｅｒｓ (ｇｒｏｕｐ Ａ－
Ｎ)ꎬ ｗｈｉｃｈ ｅｖｏｌｖｅｄ ｆｒｏｍ １４ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ
ａｎｃｅｓｔｒａｌ ｇｅｎｅｓ[８ꎬ １６ꎬ１７] . Ｔｈｅ ｐｈｙｌｏｇｅｎｙ ｏｆ ｔｈｅ Ａ.
ｔｈａｌｉａｎａ ｆａｍｉｌｙ １ ＵＧＴｓ ｓｕｇｇｅｓｔｓ ｔｈａｔ ｉｆ ＵＧＴｓ ｆｒｏｍ
ｏｔｈｅｒ ｐｌａｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ ｗｅｒｅ ｉｎｔｅｇｒａｔｅｄ ｉｎｔｏ ｔｈｅ Ａｒａ￣
ｂｉｄｏｐｓｉｓ ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ｔｒｅｅꎬ ｔｈｅｉｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｃｏｕｌｄ
ｂｅ ｐｒｅｌｉｍｉｎａｒｉｌｙ ｐｒｅｄｉｃｔｅｄ[８ꎬ １６ꎬ１７ꎬ ２３] . Ｔｈｕｓꎬ ｗｅ
ｅｘｅｃｕｔｅｄ ｔｈｅ ａｂｏｖｅ ｓｔｒａｔｅｇｙ ａｎｄ ａ ｃｏｍｐｒｅｈｅｎｓｉｖｅ
１０４ 第 ３期 徐德宏等: 益母草糖基转移酶基因的克隆及原核表达分析(英文)
２０４ 植 物 科 学 学 报 第 ３４卷
３０４ 第 ３期 徐德宏等: 益母草糖基转移酶基因的克隆及原核表达分析(英文)
UGT84A2
L
G
I
N
J
K
H
A
F
E
M
B
C
D
100
100
98
48
52
57
98
100
100
88
100
10
65
52
52
99
31
15
55
65
27
46
UGT84A1
UGT84B1
UGT75D1
UGT74B1
UGT74F2
UGT85A1
UGT83A1
UGT82A1
UGT87A1
UGT86A1
UGT76C1
UGT76C2
UGT91C1
UGT78D1
UGT72B1
UGT72E2
UGT71B6
UGT71C1
UGT92A1
UGT89B1
UGT90A2
UGT73C2
UGT73B2
LhsUGT
Ａ. ｔｈａｌｉａｎａ ｆａｍｉｌｙ１ ＵＧＴｓ ａｒｅ ｄｉｖｉｄｅｄ ｉｎｔｏ １４ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ
ｇｒｏｕｐｓ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔｅｄ ｂｙ Ａ － Ｎ. Ｔｈｅ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔａｔｉｖｅ ＵＧＴｓ ａｒｅ
ｓｈｏｗｎ ｉｎ ｅａｃｈ ｇｒｏｕｐ. Ｂｏｌｄｆａｃｅ ｌｅｔｔｅｒｓ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔ ＵＧＴｓ ｆｒｏｍ Ｌ.
ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ. ＧｅｎＢａｎｋ ａｃｃｅｓｓｉｏｎ ｎｕｍｂｅｒｓ: ＵＧＴ８４Ａ１ (ＸＰ＿
００２８６８２０２.１)ꎻ ＵＧＴ８４Ａ２ ( ＸＰ＿００２８８３３１１.１ )ꎻ ＵＧＴ８４Ｂ１ (ＮＰ＿
１７９９０７.１)ꎻ ＵＧＴ７５Ｄ１ (Ｏ２３４０６. ２)ꎻ ＵＧＴ７４Ｂ１ (ＮＰ＿１７３８２０.１)ꎻ
ＵＧＴ７４Ｆ２ (ＮＰ＿１８１９１０.１)ꎻ ＵＧＴ８５Ａ１ (ＮＰ＿１７３６５６.１)ꎻ ＵＧＴ８３Ａ１
(Ｑ９ＳＧＡ８.１)ꎻ ＵＧＴ８２Ａ１ (Ｑ９ＬＨＪ２.１)ꎻ ＵＧＴ８７Ａ１ (Ｏ６４７３２.１)ꎻ
ＵＧＴ８６Ａ１ (Ｑ９ＳＪＬ０.１)ꎻ ＵＧＴ７６Ｃ１ (ＮＰ＿１９６２０６.１)ꎻ ＵＧＴ７６Ｃ２ (ＮＰ＿
１９６２０５.１)ꎻ ＵＧＴ９１Ｃ１ (Ｑ９ＬＴＡ３.１)ꎻ ＵＧＴ７８Ｄ１ (ＮＰ＿５６４３５７.１)ꎻ
ＵＧＴ７２Ｂ１ (Ｑ９Ｍ１５６.１ )ꎻ ＵＧＴ７２Ｅ２ (ＮＰ＿２０１４７０.１ )ꎻ ＵＧＴ７１Ｂ６
(ＮＰ＿ １８８８１５.２ )ꎻ ＵＧＴ７１Ｃ１ (ＮＰ＿ １８０５３６.１)ꎻ ＵＧＴ９２Ａ１
(Ｑ９ＬＸＶ０.１)ꎻ ＵＧＴ８９Ｂ１ (ＮＰ＿１７７５２９.２)ꎻ ＵＧＴ９０Ａ２ (Ｑ９ＳＹ８４.１)ꎻ
ＵＧＴ７３Ｃ２ (ＮＰ＿１８１２１４.１)ꎻ ＵＧＴ７３Ｂ２ (ＸＰ＿００２８６７１３４.１) .
Ｆｉｇ.４ Ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ｔｒｅｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ＵＧＴｓ ｆｒｏｍ
Ｌｅｏｎｕｒｕｓ ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ ａｎｄ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ
Ｔｈｅ ｉｄｅｎｔｉｔｙ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ ｗｉｔｈ ｍｏｄｅｌ￣ｔｅｍｐｌａｔｅ ( ＳＭＴＬ ｉｄ ＝
２ＰＱ６.Ａ) ｉｓ ３１３６％.
Ｆｉｇ. ５ Ｔｅｒｔｉａｒｙ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｐｒｅｄｉｃｔｉｏｎ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ
1
170
130
100
70
55
40
35
25
15
10
2 3 4 5 6 7
1 2 3 4 5 6 7
A
B
kD
Ａ ａｎｄ Ｂ ａｒｅ ＳＤＳ￣ＰＡＧＥ ａｎｄ Ｗｅｓｔｅｒｎ ｂｌｏｔ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｏｔａｌ
ｃｅｌｌｕｌａｒ ｐｒｏｔｅｉｎ ｕｎｄｅｒ ｉｎｄｕｃｅｄ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｉｎ ｔｉｍｅ ｇｒａｄｉｅｎｔꎬ
ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ｌａｎｅ １ ｓｈｏｗｓ ｔｈｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｗｅｉｇｈｔ
ｍａｒｋｅｒｓꎻ Ｌａｎｅｓ ２ －７ ｉｎｄｉｃａｔｅ ０ －５ ｈ ａｆｔｅｒ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｗｉｔｈ
０ ５ ｍｍｏｌ / Ｌ ＩＰＴＧ ａｔ ２７℃ꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ａｒｒｏｗ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔｓ
ｔｈｅ ｔａｒｇｅｔ ｂａｎｄｓ.
Ｆｉｇ.６ Ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ＬｈｓＵＧＴ
ｉｎ Ｅ. ｃｏｌｉ ＢＬ２１ (ＤＥ３)
ｌｉｔｅｒａｔｕｒｅ ｓｅａｒｃｈ ｏｎ ｔｈｅ ＵＧＴｓ ｏｆ ｇｒｏｕｐ Ｌ ｔｏ ｐｒｅ￣
ｄｉｃｔ ｔｈｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ. Ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ
ｔｈａｔ ＬｈｓＵＧＴ ｃａｎ ｐｒｏｂａｂｌｙ ｇｌｙｃｏｓｙｌａｔｅ ｓｉｍｐｌｅ
ｐｈｅｎｏｌｉｃ ｃｏｍｐｏｕｎｄｓ ａｓ ｏｔｈｅｒ ＵＧＴｓ ｉｎ ｇｒｏｕｐ Ｌ
ｃａｎ ｃａｔａｌｙｚｅ ｓｉｍｐｌｅ ｐｈｅｎｏｌｉｃ ｃｏｍｐｏｕｎｄｓ ｔｏ
ｇｌｙｃｏｓｙｌａｔｉｏｎꎬ ｓｕｃｈ ａｓ Ｎｉｃｏｔｉａｎａ ｔａｂａｃｕｍ ＵＧＴ
(ＡＦ１９０６３４)ꎬ Ｒａｕｖｏｌｆｉａ ｓｅｒｐｅｎｔｉｎｅ ＵＧＴ (Ｑ９ＡＲ７３)ꎬ
Ｒｈｏｄｉｏｌａ ｓａｃｈａｌｉｎｅｎｓｉｓ ＵＧＴ (ＥＦ５０８６８９) [２４－２６] .
Ｔｙｒｏｓｏｌ ｉｓ ｏｎｅ ｏｆ ｔｈｅ ｓｉｍｐｌｅ ｐｈｅｎｏｌｉｃ ｃｏｍｐｏｕｎｄｓ
ｔｈａｔ ｍｉｇｈｔ ｂｅ ｇｌｙｃｏｓｙｌａｔｅｄ ｉｎｔｏ ｓａｌｉｄｒｏｓｉｄｅ ｂｙ Ｌ.
ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ.
Ａ ｐｒｏｋａｒｙｏｔｉｃ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｓｙｓｔｅｍ ｏｆ ＬｈｓＵＧＴ
ｗａｓ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｅｄ ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙꎬ ｗｈｉｃｈ
ｌａｙｓ ｔｈｅ ｆｏｕｎｄａｔｉｏｎ ｔｏ ｈｅｌｐ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｉｔｓ ｆｕｎｃｔｉｏｎ
ｉｎ ｖｉｔｒｏ ａｓ ｗｅｌｌ ａｓ ｐｒｏｄｕｃｅ ｖａｌｕａｂｌｅ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ
ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｓ ｖｉａ ｉｔｓ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｉｎ ｔｈｅ ｆｕｔｕｒｅ.
Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ:
[ １ ] Ｈｅ ＣＡꎬ Ｙｕ ＸＹꎬ Ｍｅｎｇ ＱＸꎬ Ｗａｎｇ ＹＭ. Ｒｅｓｅａｒｃｈ ｉｎ ｓｔｒｕｃ￣
ｔｕｒａｌ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｂｉｏｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｎａｔｕｒａｌ ｄｒｕｇｓ [Ｊ] .
Ｎａｔ Ｐｒｏｄ Ｒｅｓ Ｄｅｖꎬ ２０１２ꎬ ２４(６): ８４３－８４７.
４０４ 植 物 科 学 学 报 第 ３４卷
[ ２ ] Ｓｃｈｗａｂ Ｗ. Ｍｅｔａｂｏｌｏｍｅ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ: ｔｏｏ ｆｅｗ ｇｅｎｅｓꎬ ｔｏｏ
ｍａｎｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｔｅｓ? [ Ｊ] . Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙꎬ ２００３ꎬ ６２ ( ６):
８３７－８４９.
[ ３ ] Ｊｉ ＸＮꎬ Ｈｅ Ｆꎬ Ｄｕａｎ ＣＱꎬ Ｗａｎｇ Ｊ. Ｒｅｃｅｎｔ ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｉｎ ｂｉｏ￣
ｃｈｅｍｉｃａｌ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ＵＤＰ￣ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅ￣
ｒａｓｅ ｄｕｒｉｎｇ ｐｌａｎｔ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ [ Ｊ] . Ｆｏｏｄ Ｓｃｉꎬ
２０１３ꎬ ３４(９): ３１６－３２３.
[ ４ ] Ｇａｃｈｏｎ ＣＭꎬ Ｌａｎｇｌｏｉｓ￣Ｍｅｕｒｉｎｎｅ Ｍꎬ ＳａｉｎｄｒｅｎａｎＰ. Ｐｌａｎｔ
ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ: ｔｈｅ ｅｍｅｒｇｉｎｇ
ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ａｎａｌｙｓｉｓ [Ｊ] . Ｔｒｅｎｄｓ Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉꎬ ２００５ꎬ １０(１１):
５４２－５４９.
[ ５ ] Ｚｈｏｕ ＷＬꎬ Ｃｈｅｎ Ｇꎬ Ｗａｎｇ ＹＨꎬ Ｌｉ Ｌ. Ｐｌａｎｔ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅ￣
ｒａｓｅｓ ａｎｄ ｉｔｓ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｉｎ ｍｅｔａｂｏｌｉｃ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ[Ｊ] . Ｂｉｏ￣
ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ２００８ꎬ １９(６): ９５－９７.
[ ６ ] Ｗａｎｇ Ｊꎬ Ｈｏｕ ＢＫ. Ｇｌｙｃｏｓｙｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｏｆ
ｓｍａｌｌ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｃｏｍｐｏｕｎｄｓ ｏｆ ｐｌａｎｔ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ
Ｃｏｍｍｕｎｉｃａｔｉｏｎｓꎬ ２００８ꎬ ４４(５): ９９７－１００３.
[ ７ ] Ｂｏｗｌｅｓ ＤＪꎬ Ｉｓａｙｅｎｋｏｖａ Ｊꎬ Ｌｉｍ ＥＫꎬ Ｐｏｐｐｅｎｂｅｒｇｅｒ Ｂ.
Ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ: ｍａｎａｇｅｒｓ ｏｆ ｓｍａｌｌ ｍｏｌｅｃｕｌｅｓ [ Ｊ] .
Ｃｕｒｒ Ｏｐｉｎ Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｌꎬ ２００５ꎬ ８(３): ２５４－２６３.
[ ８ ] Ｒｏｓｓ Ｊꎬ Ｌｉ Ｙꎬ Ｌｉｍ ＥＫꎬ Ｂｏｗｌｅｓ ＤＪ. Ｈｉｇｈｅｒ ｐｌａｎｔ
ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ [ Ｊ ] . Ｇｅｎｏｍｅ Ｂｉｏｌꎬ ２００１. ｄｏｉ:
１０１１８６ / ｇｂ￣２００１￣２￣２￣ｒｅｖｉｅｗｓ３００４.
[ ９ ] Ｓｈｅｎｇ ＬＨꎬ Ｗａｎｇ ＳＬ. Ｒｅｓｅａｒｃｈ ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｏｎ Ｌｅｏｎｕｒｕｓ
ｈｅｔｅｒｏｐｈｙｌｌｕｓ Ｓｗｅｅｔ [ Ｊ ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｎｈｕｉ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ
Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ ２０１０ꎬ ３８(８): ４４１４－４４１６.
[１０] Ｔａｎ ＣＹꎬ Ｐｅｎｇ Ｆꎬ Ｙｕ Ｊꎬ Ｌｕｏ ＹＬꎬ Ｘｕ ＤＨꎬ Ｍｅｎｇ Ｌ. Ａ ｃｕｌｔｉ￣
ｖａｔｉｏｎ ｍｅｔｈｏｄ ａｎｄ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｌａｎｔｓ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｓａｌｉｄｒｏ￣
ｓｉｄｅ[Ｐ] . Ｃｈｉｎａ: ２０１３１００６１８２６ꎬ ２０１３￣０８￣２７.
[１１] Ｂａｉ ＹＦꎬ Ｂｉ ＨＰꎬ Ｚｈｕａｎｇ ＹＢꎬ ＬｉｕＣｈꎬ Ｃａｉ Ｔꎬ Ｌｉｕ ＸＮꎬ Ｚｈａｎｇ
ＸＬꎬ Ｔａｏ Ｌꎬ Ｍａ ＹＨ. Ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｓａｌｉｄｒｏｓｉｄｅ ｉｎ ｍｅｔａｂｏｌｉ￣
ｃａｌｌｙ ｅｎｇｉｎｅｅｒｅｄ Ｅｓｃｈｅｒｉｃｈｉａ ｃｏｌｉ [ ＤＢ / ＯＬ ] . Ｓｃｉ Ｒｅｐꎬ
２０１４ꎬ ４: ６６４０. ＤＯＩ:１０１０３８ / ｓｒｅｐ０６６４０.
[１２] Ｌａｎ ＸＺꎬ Ｃｈａｎｇ Ｋꎬ Ｚｅｎｇ ＬＪꎬ Ｌｉｕ ＸＱꎬ Ｑｉｕ Ｆꎬ Ｚｈｅｎｇ ＷＬꎬ
Ｑｕａｎ Ｈꎬ Ｌｉａｏ ＺＨꎬ Ｃｈｅｎ Ｍꎬ Ｈｕａｎｇ ＷＬꎬ Ｌｉｕ ＷＨꎬ Ｗａｎｇ Ｑ.
Ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｓａｌｉｄｒｏｓｉｄｅ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｐａｔｈｗａｙ ｉｎ ｈａｉｒｙｒｏｏｔ
ｃｕｌｔｕｒｅｓ ｏｆ Ｒｈｏｄｉｏｌａ ｃｒｅｎｕｌａｔａ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｍｅｔａｂｏｌｉｃ ｃｈａｒａｃ￣
ｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｙｒｏｓｉｎｅ ｄｅｃａｒｂｏｘｙｌａｓｅ [ＤＢ / ＯＬ] . ＰＬｏＳ ＯＮＥꎬ
８(１０): ｅ７５４５９. ｄｏｉ:１０１３７１ / ｊｏｕｒｎａｌ ｐｏｎｅ ００７５４５９.
[１３] Ｓｈｉ ＬＬꎬ Ｗａｎｇ Ｌꎬ Ｚｈａｎｇ ＹＸꎬ Ｌｉｕ ＹＪ. Ａｐｐｒｏａｃｈｅｓ ｏｎ ｂｉｏ￣
ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｏｆ ｓａｌｉｄｒｏｓｉｄｅ ａｎｄ ｉｔｓ ｋｅｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｃ ｅｎｚｙｍｅｓ
[Ｊ] . Ｃｈｉｎｅｓｅ Ｂｕｌｌｅｔｉｎ ｏｆ Ｌｉｆｅ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ ２００８ꎬ ２０(２): ２８７－
２９０.
[１４] Ｚｈａｏ ＴＢꎬ ＺｈａｏＸＱꎬ Ｃｈａｎｇ ＺＪꎬ Ｚｈａｏ Ｗꎬ Ｓｕｎ Ｐꎬ Ｘｕ ＳＸꎬ
Ｓｏｎｇ ＹＬ. Ｒａｐｉｄ ｃｌｏｎｉｎｇ ｈｏｍｏｌｏｇｏｕｓ ｃＤＮＡ ｆｒｏｍ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ
ｓｐｅｃｉｅｓ [Ｊ] . Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｂｕｌｌｅｔｉｎꎬ ２００３(５): １３－１４.
[１５] Ｌａｅｍｍｌｉ ＵＫ. Ｃｌｅａｖａｇｅ ｏｆ ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ａｓ￣
ｓｅｍｂｌｙ ｏｆ ｔｈｅ ｈｅａｄ ｏｆ ｂａｃｔｅｒｉｏｐｈａｇｅ Ｔ４ [ Ｊ ] . Ｎａｔｕｒｅꎬ
１９７０ꎬ ２２７(５２５９): ６８０－６８５.
[１６] Ｌｉ Ｙꎬ Ｂａｌｄａｕｆ Ｓꎬ Ｌｉｍ ＥＫꎬ Ｂｏｗｌｅｓ ＤＪ. Ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ａｎａ￣
ｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ＵＤＰ￣ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｍｕｌｔｉｇｅｎｅ ｆａｍｉｌｙ ｏｆ
Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ [ Ｊ] . Ｊ Ｂｉｏｌ Ｃｈｅｍꎬ ２００１ꎬ ２７６ (６):
４３３８－４３４３.
[１７] Ｃａｐｕｔｉ Ｌꎬ Ｍａｌｎｏｙ Ｍꎬ Ｇｏｒｅｍｙｋｉｎ Ｖꎬ Ｎｉｋｉｆｏｒｏｖａ Ｓꎬ Ｍａｒｔｅｎｓ
Ｓ. Ａ ｇｅｎｏｍｅ￣ｗｉｄｅ ｐｈｙｌｏｇｅｎｅｔｉｃ ｒｅｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｆａｍｉｌｙ １
ＵＤＰ￣ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｔｈｅ ｅｘｐａｎｓｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ
ｆａｍｉｌｙ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｌａｎｔｓ ｔｏ ｌｉｆｅ ｏｎ ｌａｎｄ [ Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｊꎬ ２０１２ꎬ ６９(６): １０３０－１０４２.
[１８] Ｗａｎｇ ＹＬꎬ Ｈｕａｎｇ ＷＪꎬ Ｗａｎｇ Ｙ. Ｃｌｏｎｉｎｇ ａｎｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ
ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ＥｓＵＦ３ＧＴ ｇｅｎｅ ｉｎ Ｅｐｉｍｅｄｉｕｍ ｓａｇｉｔｔａｔｕｍ
(Ｓｉｅｂ. ａｎｄ Ｚｕｃｃ.) Ｍａｘｉｍ. [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｊｏｕｒｎａｌꎬ
２０１４ꎬ ３２(６): ６０２－６１１.
[１９] Ｓｈａｏ Ｈꎬ Ｈｅ ＸＺꎬ Ａｃｈｎｉｎｅ Ｌꎬ Ｂｌｏｕｎｔ ＪＷꎬ Ｄｉｘｏｎ ＲＡꎬ Ｗａｎｇ
ＸＱ. Ｃｒｙｓｔａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅｓ ｏｆ ａ ｍｕｌｔｉｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｔｒｉｔｅｒｐｅｎｅ / ｆｌａ￣
ｖｏｎｏｉｄ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｆｒｏｍ Ｍｅｄｉｃａｇｏ ｔｒｕｎｃａｔｕｌａ [Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ ２００５ꎬ １７(１１): ３１４１－３１５４.
[２０] Ｌｉ ＬＮꎬ Ｍｏｄｏｌｏ ＬＶꎬ Ｅｓｃａｍｉｌｌａ￣Ｔｒｅｖｉｎｏ ＬＬꎬ Ａｃｈｎｉｎｅ Ｌꎬ
Ｄｉｘｏｎ ＲＡꎬ Ｗａｎｇ ＸＱ. Ｃｒｙｓｔａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｏｆ Ｍｅｄｉｃａｇｏ
ｔｒｕｎｃａｔｕｌａ ＵＧＴ８５Ｈ２￣ｉｎｓｉｇｈｔｓ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｂａｓｉｓ ｏｆ ａ
ｍｕｌｔｉｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ( ｉｓｏ) ｆｌａｖｏｎｏｉｄ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ [ Ｊ] . Ｊ
Ｍｏｌ Ｂｉｏｌꎬ ２００７ꎬ ３７０(５): ９５１－９６３.
[２１] Ｍｏｄｏｌｏ ＬＶꎬ Ｌｉ Ｌꎬ Ｐａｎ Ｈꎬ Ｂｌｏｕｎｔ ＪＷꎬ Ｄｉｘｏｎ ＲＡꎬ Ｗａｎｇ
ＸＱ. Ｃｒｙｓｔａｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅｓ ｏｆ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ＵＧＴ７８Ｇ１ ｒｅ￣
ｖｅａｌ ｔｈｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｂａｓｉｓ ｆｏｒ ｇｌｙｃｏｓｙｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｄｅｇｌｙｃｏｓｙｌａ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ( ｉｓｏ) ｆｌａｖｏｎｏｉｄｓ [ Ｊ] . Ｊ Ｍｏｌ Ｂｉｏｌꎬ ２００９ꎬ ３９２(５):
１２９２－１３０２.
[２２] Ｋｕｂｏ Ａꎬ Ａｒａｉ Ｙꎬ Ｎａｇａｓｈｉｍａ Ｓꎬ Ｙｏｓｈｉｋａｗａ Ｔ. Ａｌｔｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ
ｓｕｇａｒ ｄｏｎｏｒ ｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｉｅｓ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ ｂｙ ａ
ｓｉｎｇｌｅ ｐｏｉｎｔ ｍｕｔａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ａｒｃｈ Ｂｉｏｃｈｅｍ Ｂｉｏｐｈｙｓꎬ ２００４ꎬ
４２９(２): １９８－２０３.
[２３] Ｎｉｓｈｉｍｕｒａ Ｙꎬ Ｔｏｋｉｍａｔｓｕ Ｔꎬ Ｋｏｔｅｒａ Ｍ. Ｇｅｎｏｍｅ￣ｗｉｄｅ ａｎａ￣
ｌｙｓｉｓ ｏｆ ｐｌａｎｔ ＵＧＴ ｆａｍｉｌｙ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ａｎｄ ｓｕｂ￣
ｓｔｒａｔｅ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｇｅｎｍｏｎｅ Ｉｎｆｏｒｍꎬ ２０１０ꎬ ２４: １２７－
１３８.
[２４] Ｌｅｅ ＨＩꎬ Ｒａｓｋｉｎ Ｉ. Ｐｕｒｉｆｉｃａｔｉｏｎꎬ ｃｌｏｎｉｎｇꎬ ａｎｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ
ａ ｐａｔｈｏｇｅｎ ｉｎｄｕｃｉｂｌｅ ＵＤＰ￣ｇｌｕｃｏｓｅ: Ｓａｌｉｃｙｌｉｃ ａｃｉｄ ｇｌｕｃｏ￣
ｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｆｒｏｍ ｔｏｂａｃｃｏ [Ｊ] . Ｊ Ｂｉｏｌ Ｃｈｅｍꎬ １９９９ꎬ ２７４
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[２５] Ｈｅｆｎｅｒ Ｔꎬ Ａｒｅｎｄ Ｊꎬ Ｗａｒｚｅｃｈａ Ｈꎬ Ｓｉｅｍｓ Ｋꎬ Ｓｔöｃｋｉｇｔ Ｊ.
Ａｒｂｕｔｉｎ ｓｙｎｔｈａｓｅꎬ ａ ｎｏｖｅｌ ｍｅｍｂｅｒ ｏｆ ｔｈｅ ＮＲＤ１ｂｅｔａ ｇｌｙｃｏ￣
ｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｆａｍｉｌｙꎬ ｉｓ ａ ｕｎｉｑｕｅ ｍｕｌｔｉｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｅｎｚｙｍｅ
ｃｏｎｖｅｒｔｉｎｇ ｖａｒｉｏｕｓ ｎａｔｕｒａｌ ｐｒｏｄｕｃｔｓ ａｎｄ ｘｅｎｏｂｉｏｔｉｃｓ [ Ｊ] .
Ｂｉｏｏｒｇ Ｍｅｄ Ｃｈｅｍꎬ ２００２ꎬ １０(６): １７３１－４１.
[２６] ＹＵ ＨＳ. Ｃｌｏｎｉｎｇ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅ￣
ｒａｓｅｓ ｃＤＮＡ ｆｒｏｍ Ｒｈｏｄｉｏａ ｓａｃｈａｌｉｎｅｓｉｓ ａｎｄ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｍｅｎｔ
ｏｆ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｈａｉｒｙ ｒｏｏｔ ｃｕｌｔｕｒｅｓ [Ｄ] . Ｃｈａｎｇｃｈｕｎ: Ｊｉｌｉｎ
ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙꎬ ２００８.
(责任编辑: 刘艳玲)
５０４ 第 ３期 徐德宏等: 益母草糖基转移酶基因的克隆及原核表达分析(英文)