全 文 ：作物学报 ACTA AGRONOMICA SINICA 2015, 41(1): 114 http://zwxb.chinacrops.org/
ISSN 0496-3490; CODEN TSHPA9 E-mail: xbzw@chinajournal.net.cn

本研究由重庆市自然科学基金重点项目(cstc2012jjB80010)资助。
第一作者联系方式: 朱利泉, E-mail: zhuliquan@swu.edu.cn, Tel: 023-68250794
Received(收稿日期): 2013-11-06; Accepted(接受日期): 2014-11-05; Published online(网络出版日期): 2014-11-11.
URL: http://www.cnki.net/kcms/detail/11.1809.S.20141111.1557.010.html
DOI: 10.3724/SP.J.1006.2015.00001
甘蓝自交不亲和性信号传导元件与传导过程
朱利泉 周 燕
西南大学农学与生物技术学院, 重庆 400715
摘 要: 甘蓝自交不亲和性是由多态性的 S 位点基因编码的蛋白质介导的信号传导途径实现的。该信号传导途径由
8个蛋白质元件(SLG、SCR、SRK、MLPK、THL、ARC1、Exo70A1和 MOD/MIP-MOD)组成, 本文详细综述了这些
元件的编码基因、蛋白质元件的结构和功能, 以及元件间的相互作用所构成的信号传导过程。在此基础上, 根据新进
展提出了今后可能的研究重点, 以期为包括甘蓝在内的芸薹属自交不亲和性的深入研究提供新的内容。
关键词: 甘蓝; SI; S位点; 信号传导
Protein Elements and Signal Transduction Process of Self-Incompatibility in
Brassica oleracea
ZHU Li-Quan and ZHOU Yan
College of Agronomy and Biotechnology, Southwest University, Chongqing 400715, China
Abstract: The self-incompatibility (SI) system in Brassica oleracea is genetically controlled by a single polymorphic S-locus that
encodes proteins initiating a process of SI signaling transduction. This process involves eight protein elements including SLG,
SCR, SRK, MLPK, THL, ARC1, Exo70A1, and MIP-MOD. Here, based on their corresponding gene’s architecture, we summa-
rized these elements on their advances both in structure and function of their genes and proteins, as well as their interaction along
the whole SI signal transduction process. Furthermore, we put forward some insights into unknown areas of SI, hoping to provide
a few of clues for further exploration of SI mechanism in B. oleracea or other Brassica species.
Keywords: Brassica oleracea; Self-incompatibility; S-locus; Signal transduction
自交不亲和性(self-incompatibility, SI)是指可育
的雌雄同株植物柱头乳突细胞识别“自花”和“异花”
花粉, 并特异地拒绝“自花”花粉, 不产生或不能产
生足量合子的现象,“自花”花粉, 既指同株花粉, 也
指不同株但具有相同 S单倍型的花粉。因此, SI的概
念相近于“自交不育”, 但却进一步承认了自交不育
的程度。SI 是在长期进化过程中形成的一种更为复
杂而完善的重要遗传机制以更有效地限制自交衰败
和促进杂交优势。甘蓝自交不亲和性在遗传上受具
有多态性的 S 位点基因所控制, 是迄今为止研究最
多、机理也最为清楚的自交不亲和性作物[1]。
在经典遗传学上, 甘蓝 S 等位基因最初被假想
为定位于染色体上的一个未知的遗传学位点, 称为
S位点(S-locus)。对甘蓝 S等位基因的分离鉴定从 20
世纪 70年代初开始, 所采用的方法包括生物化学方
法、分子遗传学方法和现代生物技术方法等。1985
年 Nasrallah 等[2]采用生物化学方法分离了其含量与
SI反应相连锁的 S位点糖蛋白(S-locus glycoprotein,
SLG)的编码基因。1991 年 Stein 等[3]利用分子杂交
法, 即同时采用 SLG 编码序列和激酶结构域编码序
列为探针, 在甘蓝乳突细胞的 cDNA 文库中筛选克
隆了 S受体激酶(S-locus receptor kinase, SRK)的编
码基因, SRK也是在 S位点上分离到的第 2个 S等位
基因。模仿分离 SRK的方法, Schopfer等[4]1999年以
双酶切 SLG8-SRK8基因间序列得到的 400 bp片段为
探针, 在甘蓝花粉 cDNA 中克隆了第 3 个 S 位点基
因 S半胱氨酸富集蛋白(S-locus cystine-rich protein,
SCR)的编码基因。这 3个 S位点基因的克隆促进了
2 作 物 学 报 第 41卷

乳突细胞外的 SI 相关分子研究, 也促进了乳突细胞
内的 SI相关分子鉴定。采用酵母双杂交法先后从甘
蓝柱头细胞的 cDNA 文库中筛选克隆了 THL (thiore-
doxin-h-like)[5]、ARC1 (armadillo-repeat containing
protein 1)[6]和 Exo70A1 (exocyst 70A1)[7]的编码基
因。2004年 Murase等[8]利用图位克隆法(map based
cloning, MBC)在甘蓝材料中克隆了M位点蛋白激酶
(M-locus protein kinase, MLPK)的编码基因。Hinata
等[9]结合差别显示和反转录 PCR (differential display
combined with reverse transcription-polymerase chain
reaction analysis, DDRT-PCR)等技术 , 从油菜变种
Brassica campestris var. yellow sarson 柱头细胞的
cDNA 文库中克隆了类水孔蛋白的编码基因, 命名
为 MOD (modifier)。THL、MLPK、ARC1、Exo70A1
和 MOD等 S位点相关基因不同于 SLG、SRK和 SCR
基因, 后三者真正位于 S 位点上, 而前五者只是在
功能上与 S 位点相关, 对它们成功的分离克隆使经
典遗传学上的 S位点具有了新的内容。
1 甘蓝 S位点基因及其编码元件
从甘蓝的 S 位点上已成功分离了 SLG、SRK 和
SCR这3个基因, 它们的共同特点是序列的高度多态
性, 以及由这些多态性产生的蛋白质元件在甘蓝乳
突细胞外发生特异的相互作用: “自花”授粉时, SCR
在 SLG 的协助下特异结合 SRK 胞外域(SRK ex-
tracellular domain, eSRK), 并在柱头表皮乳突细胞
内引发 SRK 胞内激酶域的磷酸化级联反应, 最终导
致“自花”花粉不能生长。
1.1 SLG
Nasrallah 等[2]1985 年采用生物化学方法, 在甘
蓝柱头上分离到一种未知糖蛋白质, 其表达量与 SI
反应完全连锁, 最高表达量可以达到柱头总蛋白的
5%, 称为 S 位点糖蛋白。进一步的免疫化学和原位
杂交实验证明, SLG 主要分布在甘蓝等芸薹属植物
柱头的乳突区[10], 并进一步分泌到乳突细胞的细胞
壁和胞间区, 而不存在于近乳突细胞的花柱、子房
和远乳突细胞的营养组织, 如叶、根和苗, 这一特点
可能与它的功能密切相关。1987 年 Nasrallah等[11]
利用甘蓝中 SLG 相应的 cDNA 序列首先推导得到
SLG的序列, 发现白菜(Brassica campestris L.) SLG6
为单链蛋白质[12], 总长 436 个氨基酸残基, 从 N 端
到 C端包括信号肽、LLD1 (lectin-like domain 1)和
LLD2 (lectin-like domain 2)、EGF-like (epidermal
growth factor like domain)、PAN (PAN_APPLE), N端
具高度疏水性和较高的序列保守性, 中间区和 C 端
序列变异幅度较大。通过比较分析成熟 SLG与原初
SLG的氨基酸组成(约 405个氨基酸残基), 发现前者
并没有包含后者 N 端约 30个氨基酸残基的疏水区,
而这段消失的疏水区氨基酸序列具有典型的信号肽
特征[13], 其作用极有可能是指令 SLG泊位到柱头乳
突细胞壁外。Kandasamy 等[10]进一步用金粒子标记
含该信号肽的 SLG抗原决定簇特异性单克隆抗体检
测发现, 从蕾期至花期期间 SLG 从近细胞壁的质膜
上泊位到乳突细胞壁上, 并最终在乳突细胞的细胞
壁和胞间区分泌, 证明了这一过程由信号肽指引完
成。LLD1和 LLD2由 12个 N连接的糖基化位点组
成, EGF-like、PAN分别包括 6个完全保守的半胱氨
酸残基, 突变研究表明 PAN的 6个 Cys残基通常为
SLG与其他蛋白质的互作区域[14]。
最初认为, 甘蓝 SLG符合柱头 SI反应决定因子
的3种特性[15], 即编码序列与 S位点连锁、具有 S等
位基因特异多态性[3]和参与 SI 反应。但深入研究后
发现, 小部分芸薹属和萝卜属的 SLG 并不完全具有
以上特性, 如在某些芸薹属甘蓝植株[16]和自交亲和
系拟南芥 A. lyrata[17]、荠属 C. grandiflora[18]植株中
SLG基因不表达; 在甘蓝自交不亲和系 S18和 S60单
倍型中[19], 因 SLG 23 bp 的缺失导致移码突变而最
终不能正常转录和翻译, 由以上两点表明 SLG 在自
交不亲和中并不是完全必需 [20]。同一 S 单倍型中
SLG 与 eSRK 在核酸序列上相似性程度达到85%~
98%, 这种高度同源性表明二者具有类似的功能 ,
且这种高度同源得以保持可能与进化过程中二者发
生高频率的基因转换(gene conversion)有关[21], 因为
这既有助于产生新型 SRK, 也为其特异识别新型
SCR 提供了更好的突变累积。Fujimoto等[21]研究白
菜型油菜时, 通过序列比对亲和/不亲和 SLG-54与
亲和 eSRK-54, 发现它们的高变区内存在4~5个不同
的氨基酸残基, 前者 SLG-54中的 Asp/Ile/Trp/Pro 在
后者 eSRK-54中依次变为His/Thr/Ser/Ala, 而恰巧这
些突变致使 eSRK-54不能识别同单倍型的 SCR蛋白
而发生自交亲和反应, 揭示了 SLG 与 eSRK 基因之
间的转换引起的氨基酸的突变会导致植物从 SI转变
为自交亲和, 也进一步说明这种基因转换为识别新
型 SCR提供了累积突变。在白菜型油菜 B. rapa scf1
突变体中 , 尽管突变体 SRK 转录水平正常 , 但
SRK、SLG表达量同时缺乏或急剧降低, 这2种蛋白
表达水平同比降低暗示很可能存在一种典型的基因
第 1期 朱利泉等: 甘蓝自交不亲和性信号传导元件与传导过程 3


转换中间体, 该中间体的翻译产物可能形成 SLG 和
eSRK嵌合体[22], 嵌合体减少, SI反应降低。2011年
Nasrallah 等[23]也提出 SLG 可能在稳定 SRK 的构象
中起作用, 而稳定的 SRK 构象使其形成二聚体处于
非活性状态[24-25]。
1.2 SRK
SRK (S-locus receptor kinase)是由 S基因编码、
在柱头乳突细胞中单次跨膜的蛋白激酶, 为 PKC类
超家族(protein kinase C-like superfamily)的成员。
Stein等[3]同时采用 SLG编码序列和激酶结构域编码
序列为探针, 在甘蓝基因组文库中分离克隆了 SRK
基因, 该基因与 SLG 在 S 位点上连锁, 并在柱头中
特异表达。甘蓝 SRK6基因序列分析表明[26], SRK基
因组DNA包含7个外显子和6个内含子, 内含子大小
为76~896 bp不等, SRK cDNA长度为2832 bp, 编码
含857个氨基酸残基的肽链 , 该肽链包括胞外结构
域、跨膜结构域和激酶结构域。第1个外显子编码信
号肽(signal peptide, SP)和 eSRK , 其中 SP在 N端,
由32个疏水氨基酸残基组成, eSRK与 SLG有很高的
同源性 , 被认为是花粉配体 SCR 结合位点 [27]。
Naithani等[14]通过序列比对, 发现 eSRK6的N端到C
端包括类凝集素 LLD1 (lectin-like domain 1)、类凝
集素 LLD2 (lectin-like domain 2)、EGF-like (epi-
dermal growth factor like domain)、 PAN (PAN_
APPLE domain) 4个区域。LLD1/LLD2为 D-甘露糖
结合的类凝集素 , 二者的功能可能是结合单糖。
EGF-like 和 PAN 中各包含6个半胱氨酸残基, 酵母
表面展示技术研究结果表明这2个区域可表现自凝
集现象, 推测其为二聚体的发生区域。进一步分析
发现, C末端仅包含 PAN这一区域, 且 PAN引起自
凝集的效率可等同于 eSRK6全长引起的效率, 由此
证实了 PAN 是引发 eSRK 二聚体的关键, 而其他的
区域只是增强凝集的作用[14]。第2个外显子编码跨膜
域(transmembrane domain, TM), 含20个疏水氨基酸
残基, 在细胞膜上形成单次的跨膜螺旋。Mazzurco
等[28]点突变跨膜区 C 末端的一个 Cys 残基后, 植株
不能顺利完成 SI反应, 序列比对发现这个 Cys存在
于所有自交不亲和的 SRK 序列中, 推测该 Cys 为
SRK 与 THL1/THL2相互作用所必需, 也为 SRK 与
SI 反应之间的特异关联。第3至第7个外显子编码
SRK 激酶域 (SRK kinase domain, KD), KD 具有
Ser/Thr 蛋白激酶活性[29], 特异催化蛋白质丝氨酸和
苏氨酸残基的磷酸化反应。
自 Gu 等[6]在油菜中发现 SRK 激酶域是下游底
物ARC1的C端臂重复区的结合区后, SRK激酶域成
为进一步研究 SI信号传导的关键。1994年 Walker[30]
研究了包括 SRK6在内的多个类受体激酶, 首次将
SRK激酶域分为12亚结构域(I、II、III、IV、V、VI、
VIIa、VIIb、VIII、X、XI 和 IX), 并在此基础上提
出了6个关键亚结构域(I、II、VI、VII、VIII、IX), 包
含一些保守性较强的基序 (motif), 如 GxGxxG、
AxK、HRDLKxxN、DFG、APE 等。Walker 等 [30]
分析的关键亚结构域符合 Hanks 等 [31]在研究
cAPK-α 蛋白激酶时提出蛋白激酶催化域的相似轮
廓图, 如图1[31], 进一步表明蛋白激酶域由12亚结构
域组成 , 含6个氨基酸序列相似性高的关键亚结构
域, 轮廓图中的横、纵坐标分别为每个氨基酸在序
列中的位置、每个氨基酸序列比对的相似性矩阵打
分。关键亚结构域的保守性强, 可能是蛋白激酶功
能域中心, 且其中的motif极可能是与下游蛋白互作
的区域。2003年 Takaaki 等 [32]研究 PKCζ (protein
kinase C ζ)激酶时, 提到了将激酶域从N端到C端分
为4个基序: ATP结合域(ATP binding region)、活性环
(activation loop)、转角模体(turn motif)、疏水基序
(hydrophobic motif)。ATP结合域主要在激酶域的 N
端, 其作用是以 ATP 为磷酸供体磷酸化激酶域使其
活化。多序列比对十字花科 SRK 胞内激酶域序列,
发现其中就包含类受体激酶所特有的活性环, 其序
列即为 Walker、Hanks 等提出的基序之一(DFG...
APE), 二级结构预测此活性环为无规则卷曲, 模型
分析(图2)表明其处于“瓣唇”(lip)的下片 , 可能是结
合下游蛋白的区域[32-33]。2008年 Samule 等[34]酵母双
杂交进一步验证了 Gu 等[6]提出的 SRK 激酶域与臂
重复区ARC1 (arm repeat containing protein 1)相互作
用, 并推测这种相互作用依赖于被磷酸化而活化的
SRK 激酶域磷酸化臂重复区, 进而向胞内进一步传
导传递来自胞外的信号。利用酵母双杂交技术还鉴
定了其他与 SRK胞内激酶域相互作用的蛋白, 包括
2种负调节 SRK 活性的类硫氧还蛋白(thioredoxin-
h-like, THL) THL1 (thioredoxin h-like proteins 1)和
THL2 (thioredoxin h-like proteins 2)[5], 这种负调控
作用是 THL在缺乏相同单倍型配体 SCR时, 通过某
种作用使 SRK之间自身磷酸化后形成二聚体而保持
无活性[35]。配体激活受体激酶通常是在无配体存在
时, 受体单体而处于非活化, 仅当配体诱导受体形
成二聚体后被活化[36], 但某些动物[37]和植物[24-25]中
4 作 物 学 报 第 41卷

的受体激酶在无配体时, 形成二聚体而处于非活性
状态, 活化时则是由配体诱导超级二聚体形成或构
象发生改变[36]。SRK 与后一种受体激酶相似[14], 在
未授粉的柱头上形成二聚体。转基因植株中共表达
SLG与 SRK发现 SRK蛋白构象更稳定, 但也有研究
证明相同单倍型 SRK 之间形成二聚体而使 SRK 胞
内激酶域保持无活性的稳定状态 [6,35], 所以目前尚
不清楚形成该二聚体的是 SRK-SRK还是 SRK-SLG,
或是2种二聚体皆有。

图 1 蛋白激酶域相似性轮廓图[31]
Fig. 1 Similarity profile of protein kinase catalytic domains[31]
曲线图横坐标为每个氨基酸在激酶域序列中的位置(aa), 纵坐标
为激酶域序列比对中氨基酸序列相似性的矩阵打分(%)。
Abscissa represents the amino acid position in sequence of protein
kinase catalytic domain, ordinates represents similarity scores
calculated as the sum of all possible pairwise comparisons between
the individual amino acids at each position and expressed as the
percentage of the highest possible score.

图 2 甘蓝受体激酶激酶域模型
Fig. 2 Model of Brassica oleracea L. SRK

以 SRK为中心的 SI反应主要依靠 SCR单倍型
特异识别 eSRK 而激活 SRK 胞内激酶域, 通过特异
地催化蛋白质的丝氨酸和苏氨酸残基磷酸化传递来
自胞外的信号至下游底物蛋白——ARC1的臂重复
区。SRK 蛋白的磷酸化作用在信号传递中, 一方面
可以对来自花粉的 SCR 做出迅速、持续的反应, 直
到被蛋白磷酸化酶脱去磷酸为止; 另一方面可以将
信号传递、放大。SRK作用机制的研究将是解释 SI
反应的关键入口, 也是进而探索它所引起的蛋白质
磷酸化级联反应、信号转导途径以及相关的基因表
达与调控机制的重要依据, 并将可能为利用植物雄
性不育和植物自交不亲和性进行杂交种子生产的基
因工程奠定基础。
1.3 SCR
S位点富含半胱氨酸蛋白 SCR (S-locus cystine-
rich protein)是一种花粉胞被蛋白(pollen coat protein,
PCP), 且在白菜型油菜中确定的22个 SCR 等位基因
编码的蛋白均具有花粉外壳蛋白家族的特性[27]。如
前所述, Schopfer等[4]在分析 SLG8与 SRK8之间13 kb
的序列时, Hind III和 Xba I双酶切得到400 bp的片
段, 以该片段为探针, RNA 杂交分析证实其为某基
因的一部分。接着, 在筛选 S8花粉 cDNA 文库时分
离到一个全长约450 bp cDNA 的克隆, 序列比对该
克隆与 SLG8-SRK8基因间片段, 发现该基因包含2
个外显子和一个长达1.4 kb的内含子, 由此鉴定 S位
点上第3个多态性 S 等位基因, S 位点编码基因 SCR
(S-locus cysteine rich protein gene)[2], 体外授粉试验
有力说明该基因编码的蛋白 SCR 是 SI 反应的雄性
专一性决定因子[15]。RNA杂交、免疫组织化学分析
表明 SCR 蛋白主要积累于花粉外壳, 在花药中特异
表达[4], 分子量为8.4~8.6 kD, 其编码基因约400 bp,
在所包含的2个外显子中, 一个编码形成信号肽 SP,
另一个编码约50个氨基酸残基的蛋白质分子。SCR
氨基酸序列保守性很低, 但预测的三级结构却很相
似, 序列比对芸薹属中所有的 SCR 序列, 发现均富
含8个半胱氨酸残基[38], 在分子内相互形成3~4个二
硫键[39], 正是这些二硫键稳定了 SCR相似的三级结
构[40]。
2001年 Cabrillac等[35]通过体内、体外的磷酸化
试验, 发现甘蓝 SRK3分子在离体细胞中磷酸化不
需要配体, 而在活体细胞中的磷酸化需要额外的蛋
白, 说明 SCR 在柱头上可能需要和其他蛋白形成复
合物而启动自交不亲和信号传导过程。同年, Taka-
yama 等[41]在油菜中进一步说明 SCR8能特异地与相
同单倍型的 SRK8结合。2007年 Shimosato等[27]通过
免疫沉淀法也检测到 SCR8能高亲和地结合 SRK8或
一个60 kD的蛋白, 但与仅仅包含胞外域的 SRK 却
无高亲和结合 , 免疫沉淀鉴定和生化特性分析该
第 1期 朱利泉等: 甘蓝自交不亲和性信号传导元件与传导过程 5


60 kD蛋白为缩短的 SRK8 (truncated SRK8, tSRK8),
包括 SRK8的胞外域、跨膜域及近膜区的激酶域。由
以上三点可知, SCR与 SRK的结合具有单倍型特异
性, 使后者在胞内发生磷酸化反应。究竟是 SCR 中
的哪些氨基酸残基决定了 SCR-SRK 单倍型互作的
特异性呢？芸薹属 SCR6和 SCR13的8个保守半胱氨
酸残基(Cys)之间的结构域交换(domain swapping)实
验表明, SCR6的第5个与第6个 Cys 之间的 VPTGR
序列被 SCR13中对应区域的 TDTQ 取代形成 SCR6
变体后 , SCR6可表现 SCR13的功能 , 即特异结合
eSRK13, 由此可知少数连续的氨基酸残基可决定
SCR13的特异性 [39]。进一步利用生物信息学分析
SCR13模型[39], 发现 TDTQ 这几个残基刚好定位于
模型表面暴露的环上, 而一般暴露于表面的残基具
有特殊的活性, 比如能与底物结合, 由此进一步验
证了这4个氨基酸残基的功能。
SCR特异性研究是分析 SCR-SRK互作的基础。
Goh 等[42-43]2000年和2002年相继提出相互作用的蛋
白质通常具有相似的进化关系, 表现为互作区段的
相似进化树。Sato 等[16]在芜菁和萝卜中也发现有相
似的 SRK等位基因就有高度相似的 SCR等位基因[44],
揭示了种间 SRK与 SCR以成对方式构成的 S单倍型,
再联系 SCR作为配体具有与 SRK特异识别并启动信
号传导过程的作用, 故推测 SCR 编码基因的突变必
须与 SRK编码序列的突变相协调, 即 SCR和 SRK胞
外域两者编码区的序列之间进行着趋异的协同进化。
在授粉过程中 , 落到柱头乳突细胞表面的“自
花”花粉分泌的特异单倍型 SCR 配体, 由分泌到乳
突细胞的细胞壁上的 SLG的信号肽引导[10], 从细胞
壁经历胞间区最终定位于 SRK 锚定的细胞膜附近,
由此引发 SCR 与 eSRK 相互作用[45], 完成信号从胞
外到胞内的传递。
1.4 SRK、SLG和 SCR三者的关系
SI研究经历了从最初对各个 S 位点基因的分离
鉴定到现在各个基因间的协同进化。协同进化主要
指功能所要求的构象稳定性所限制的突变方向和突
变率累计。SLG、SCR和 eSRK三者的序列在甘蓝和
芜菁中呈现明显的协同进化[16], 如相同 S 单倍型的
SLG、SRK聚类于一个进化分支, 同时, 在一些物种
上找到了基因从 SLG转换到 eSRK及从 eSRK转换到
SLG[46], 暗示相同单倍型的 SLG与 SRK胞外域经常
发生基因转换。结合 SLG可利用自身的信号肽引导
SCR 到乳突细胞外侧与 eSRK 相互作用, 由此推测
SLG的突变可能为形成新 SRK单倍型提供新的变异
序列[47], 二者曾进行着趋同的协同进化。Sato 等[16]
在芜菁及萝卜中发现有相似的 SRK等位基因就有高
度相似的 SCR等位基因[44], 揭示 SCR和 eSRK两者
编码区的序列之间曾进行着趋异的协同进化。
此外, 遗传学、生物化学和系统发育分析表明,
SCR、SRK及 SLG三者存在连锁关系。SLG和 SRK
界定了 S 位点的范围, 雄蕊决定因子 SCR 处于 SLG
和 SRK之间, 进一步用脉冲场凝胶电泳、DNA位点
分析发现 SLG与 SRK分别在 S2和 S6中处于完全连
锁[48], 在其他 S 等位基因系中, 虽然 SCR 也位于
SLG 和 SRK 之间, 但与 SLG、SRK 的相对距离却因
S基因型的不同而有明显差异。
虽然 SRK-SCR 特异互作及 SRK 激酶域引发的
级联反应等后续过程是 SI信号传导过程的主要部分,
但 SLG 最初所起的辅助受体作用也是很重要的。
SRK 是锚定在膜上的蛋白, 若仅由 SCR“自主”到细
胞膜上与同单倍型的 SRK激酶域作用, 这一反应速
率满足不了这类信号传导迅速、持续的要求, 而与
eSRK 高度同源的 SLG 似乎就是为了提高这一反应
速率而存在的。目前研究认为, SLG信号肽引导 SCR
穿过乳突细胞壁、间质至膜上与 eSRK相互作用, 这
一过程得以实现, 极有可能是因为与 eSRK 高度同
源的 SLG通过某些 SCR-eSRK互作类似的位点, 如
PAN_APPLE区的6个半胱氨酸残基, 打开 SCR分子
内的二硫键而形成了 SLG-SCR 复合物。单倍型
SRK8和 SLG8形成的受体复合物与 SCR8高亲和结
合[46], 这很可能是 SLG引导 SCR到达膜上时信号肽
还未解离的一种中间态 , 待信号肽解离时 , 引起
SLG 从中间态复合物中解离, 整个构象改变, 同时
释放 SCR, 与此时膜上存在的 SLG-SRK受体复合物
高亲和结合, 由于 eSRK 包含比较多的底物结合位
点更能“抢占”SCR半胱氨酸, 发生 SCR与 SRK特异
结合, 二者互作基序可能是暴露在模型 SCR13表面
的环, 该环包括 TDTQ 四个残基, 并决定了 SCR 的
识别具有特异性和稳定性。
2 甘蓝 S位点相关基因及其编码元件
2.1 THL1/THL2
THL (thioredoxin-h-like)类似于硫氧还蛋白
(thioredoxin, Trx)家族 I六大类(h、f、m、o、x和 v)[49]
中的 h 类, 主要大量分布于高等植物中, 在拟南芥
中已发现了至少 20 个 Trx 基因的完全序列。Bower
等[5]利用酵母双杂交系统在自交不亲和甘蓝中检测
6 作 物 学 报 第 41卷

到硫氧还蛋白 h——THL1/THL2, 它们是硫氧还蛋
白 h家族的 2个成员, 在许多植物组织中表达, 其中,
THL2 大量表达于花组织。2003 年刘东等 [50]采用
PCR和 RT-PCR技术从甘蓝基因组和柱头总 RNA中
扩增, 得到硫氧还蛋白(THL1)的全长基因序列, 序
列分析表明该基因 719 bp, 包含 2个内含子, cDNA
为 430 bp, 编码 117个氨基酸, 不含信号肽, 说明存
在于细胞质中。虽然 Trx 蛋白在不同种属的生物体
中结构有所不同, 但因共有一个保守序列-Cys-Pro-
Pro-Cys-, 即 CPPC, 故可通过这段序列上的 2 个半
胱氨酸残基的-S-S-之间的变换而发挥作用。在缺少
配体 SCR 时, 采用 Ser 取代该保守序列中的 2 个
Cys[28]或缺失第一个 Cys 均可导致 SRK 与 THL1/
THL2 特异结合作用的消失[51], 表明保守序列中第
一个 Cys是 SRK 与 THL1/THL2 相互作用的必需氨
基酸。
在自交亲和系油菜 B. napus SRK910 [52]中, 以 B.
napus SRK910 为诱饵, 通过酵母双杂交检测到 SRK
与 THL1 的相互作用, 且抑制 THL1/THL2 基因的表
达导致自交亲和植株表现为自交不亲和。当 SCR与
相同单倍型 eSRK结合时, SRK构象改变而挣脱负调
节的 THL1/THL2, 激活 SRK激酶域, 发生自体磷酸
化, 暗示这 2 种硫氧还蛋白在自交不亲和中的功能
是在缺乏配体 SCR 时与 SRK 激酶域在保守序列
CPPC 处特异结合[35], 致使 SRK 之间形成二聚体或
自身磷酸化而保持无活性 , 最终导致自交亲和反
应。但是, 在自交亲和系油菜中, THL 负调节 SRK
激酶域这一结论在拟南芥研究中受到了质疑。2013
年 Yamamoto等[53]将自交不亲和系 A. lyrata成对的
SRKb-SCRb 基因共转化入模式植物拟南芥 A.
thaliana 中, 转基因植株 A. thaliana 可正常表现 SI,
进一步或移码突变 SRKb, 使其为缺少一个被认为是
SRK与 THL互作关键的 Cys氨基酸残基, 或插入突
变 THL1/THL2, 授粉实验表明均没有观察到 SRKb
与亲和或不亲和的花粉配体结合。因此, THL可能只
是 SRK的一种负调节因子, 而不是唯一的负调节因
子 , 在十字花科自交不亲和系及亲和系的转变中 ,
是否还存在其他调节因子, 或 THL是否还调节其他
信号传导元件, 还有待进一步的研究。
2.2 MLPK
M位点蛋白激酶(M-locus protein kinase, MLPK)
是一种膜锚定蛋白, 属于胞质类受体激酶(receptor-
like cytoplasmic kinase, RLCK)VII 亚家族成员。
Murase等[8]采用图位克隆方法鉴定了甘蓝 MLPK基
因全序列, 序列分析表明, 该基因包含 8 个外显子
和 7 个内含子, 编码含 404 个氨基酸残基的蛋白。
序列比对 MLPK 发现其包括 Ser/Thr 蛋白激酶活性
位点、蛋白激酶磷酸化位点、cAMP 磷酸化位点及
典型的植物 N-豆寇酰化 (N-myristoylation)序列。
Northern杂交显示, MLPK主要在柱头中表达, 在授
粉初期表达量较低, 开花后 2~3 d 表达量达到最高,
推测 MLPK参与了自交不亲和信号传导过程。进一
步在芜菁 B. rapa 材料自交亲和突变体中瞬间表达
MLPK, 结果柱头乳突细胞恢复抑制“自花”授粉的
能力, 从而证明 SI信号传导途径还受M基因座的控
制。遗传分析[9]则表明, M 位点与 S 位点独立, 与
SRK共区域化, 对 S位点起隐性上位作用。
Takada等[54]在分析 sui和 mlpk表型的后代分离
比率后, 发现了一条依赖 MLPK 参与花粉与柱头识
别的路径, 暗示 MLPK 参与了并在一定程度上影响
着以 SRK为柱头决定因子的反应, 因MLPK也存在
于柱头, 故该路径被命名为“柱头单侧调节不亲和反
应”, 它是单侧不亲和(unilateral incompatibility, UI)
中的一种。单侧不亲和分为柱头和花粉两方面, 分
别由 2个很相似的位点控制 , 分别命名为柱头单侧
不亲和(stigmatic unilateral incompatibility, SUI)位点
和花粉单侧不亲和(pollen unilateral incompatibility,
PUI)位点, 这 2个位点之间紧密连锁但均不与 S位点
连锁。MLPK 选择不同起始位置转录和翻译得到
MLPKf1 和 MLPKf2, 二者在柱头乳突细胞中表达,
仅在 N 端不同, 依次靠甲基化和疏水残基定位于细
胞膜, 双分子荧光互补分析实验表明 MLPK 的这 2
种同型物(MLPKf1和MLPKf2)可与 SRK直接相互作
用来传导 SI信号[55], 但MLPK本身不同于这 2种亚
型, 其功能有待进一步探索。
烟草原生质体内发现 SRK与MLPK复杂的相互
作用[14], 但酵母双杂交系统却没有检测到二者直接
相互作用[55-56], 据此认为, 可能是在 SCR 激活 SRK
前MLPK与未活化的 SRK在质膜上发生了短暂相互
作用。点突变油菜变种 Brassica rapa var. yellow
sarson MLPK 中的核酸序列, 使一个氨基酸残基被
替换, 结果 MLPK 自磷酸化活性丧失[56], 自交不亲
和性也随之丧失, 这既意味着MLPK参与了 SRK调
控的信号途径, 也支撑着MLPK与 SRK形成信号复
合物共同调控自交不亲和反应的假设。体外磷酸化
试验[57]发现, SRK 激酶域能有效地磷酸化 MLPK,
第 1期 朱利泉等: 甘蓝自交不亲和性信号传导元件与传导过程 7


这很可能是因为二者均拥有 Ser/Thr激酶活性, 活化
的 SRK激酶域首先磷酸化 MLPK, 磷酸化的二者再
同时与 ARC1 结合。但是, 目前还不确定 MLPK 是
否在抑制花粉管生长中起作用[58]。
2.3 ARC1
ARC1 (armadillo-repeat containing protein 1) 是
一类具有 E3泛素化酶活性的蛋白, 含有 U-box及 C
末端臂重复区(ARM)等重要区域, 主要在芸薹属柱
头中表达。Gu等[6]在筛选自交不亲和性油菜开花前
1~2 d花蕾柱头 cDNA文库时发现了 ARC1基因, 刘
东等[59]利用 PCR和 RT-PCR技术分别克隆了高度自
交不亲和性的甘蓝和油菜中ARC1的基因组DNA和
cDNA, ARC1 编码基因只包含一个开放阅读框, 无
内含子存在, 全长 2073 bp, 编码 663个氨基酸残基,
其高级结构也含有几个基序集结区[60], 即 N 端亮氨
酸拉链、卷曲结构、核定位信号、2个核输出信号、
U-box、C末端臂重复(ARM)。亮氨酸拉链(leu zipper)
和卷曲结构域(coiled-coil domain)是 ARC1的 N端假
设的 2 个蛋白质相互作用区域, 这 2 个区域将促进
U-box 和 E2 泛素连接酶(E2 ubiquitin-conjugating
enzyme)同底物的结合[61]。
ARM及 U-box这 2个区域在 ARC1同上下游底
物结合中具有相当重要的作用。酵母双杂交系统及
体外实验证实了ARC1通过 C末端的臂重复区ARM
与 SRK激酶结构域相互作用, 且两者的相互作用依
赖于磷酸化作用[62]。ARM 由约 40 氨基酸组成, 在
不同 ARM蛋白中, 甚至在同一蛋白中 ARM氨基酸
序列保守性都很低, 但在空间结构上具有高度的保
守性。ARC1约含有 3~8个 ARM串联组成的超螺旋
结构, 这就使本身并不具功能的 ARM 通过相互衔
接形成了一个特异的超螺旋结构, 提供了与蛋白相
互作用的独特区域[63]。该独特区域由 3个 α螺旋(Helix
1、Helix 2 和 Helix 3)组成, 其中 2 个较长的 α 螺旋
(Helix 2和 Helix 3)紧密相互作用形成一个反向平行排
列的发卡结构, 而较短的 α 螺旋(Helix 1)通常垂直于
发卡结构[64-65], 构成三联体。三联体重复紧密的组装
形成一右手α超螺旋结构, 该结构形成的ARM功能域
是一个连续的疏水中心。此外, 在超螺旋的表面还形
成一条大沟, 提供了与靶蛋白结合的区域[64,66]。
U-box 是真核生物体内广泛存在的一种高度保
守的基序, 约由 70个氨基酸残基组成 , 发挥泛素连
接酶 E3作用, 促进下游底物蛋白的泛素化降解[67]。
U-box 与典型 ring–finger 具有相似的氨基酸序列和
ββαβ 折叠构象, 且在相同的部位暴露出疏水氨基酸
和芳香族氨基酸残基[60], 但不同的是 U-box 功能域
主要依靠盐键和氢键来稳定其结构, 而非典型的螯
合“Zn”[68]。2003年 Stone等[69]研究认为, ARC1具有
E3 连接酶的活性, 它和泛素激活酶(Ub-activation
enzymes, E1)、泛素结合酶(Ub-conjugating enzymes,
E2)参与的泛素化反应能够使底物蛋白泛素化。
Newhigin 等[70]则进一步确定了该泛素化反应过程,
即 E1＋Ub＋ATP→E1-Ub＋AMP＋PPi; E2＋E1-Ub→
E2-Ub＋E1; E2-Ub＋E3＋Substrate→Substrate-Ub＋
E3＋E2, 反应过程如图 3 [71]。Samuel等[72]酵母双杂
交技术表明 ARC1的 N端与外分泌蛋白 Exo70A1结
合。这些研究表明, 具有 E3连接酶活性的 U-box与
下游底物 Exo70A1结合, 在 E1与 E2协助下完成对
底物的泛素化。亚细胞定位研究[60]表明, ARC1在细

图 3 泛素化系统示意图(Dodd R B作图; Deshaies等[71])
Fig. 3 Schematic diagram of the ubiquitination system (Created by Dodd R B, from http://en.wikipedia.org/; Deshaies et al.[71])
8 作 物 学 报 第 41卷

胞核、细胞质和 26S蛋白酶体/CSN (COP9 signalo-
some)之间穿梭, 26S蛋白酶体/CSN是泛素化蛋白降
解的主要场所。删除全部或部分 U-box 功能域, 或
点突变 U-box 功能域中保守的脯氨酸(Pro)残基为丙
氨酸(Ala)残基, 均可导致 ARC1 不能定位到 26S 蛋
白酶体/CSN上, 底物蛋白 Exo70A1也不能被泛素化,
证明 U-box功能域对于 ARC1定位到 26S蛋白酶体
/CSN上是必需的[60], 且被 ARC1泛素化标记的蛋白
只能通过 26S蛋白酶体/CSN的作用才能被降解。进
一步推测 SRK激酶域磷酸化 ARC1的 C端臂重复区
后, ARC1 N端与胞质内的靶蛋白 Exo70A1结合, 在
E1 与 E2 的共同协助下, 促使 Exo70A1 经泛素化作
用形成蛋白复合体 , 泛素化的 Exo70A1 在 ARC1
U-box 功能域作用下定位于 26S 蛋白酶体/CSN, 导
致 Exo70A1被降解。
2.4 Exo70A1
Exo70类蛋白质首先发现于酵母[72-73], 在酵母、
果蝇、线虫及动物细胞中仅发现 Exo70 家族的一个
成员, 而在拟南芥和水稻等[74-75]植物细胞中, Exo70
却是由 23 个成员组成的大家族。这 23 种拟南芥中
的 Exo70 基因的分子量差异不大, 序列一致性较低,
在 15.8%到 76.5%之间变化, 系统发育分析发现, 23
种 Exo70 基因可分为 3 个进化主枝及 9 个亚枝, 可
知 Exo70家族成员的功能差异很大。RT-PCR及半定
量 RT-PCR分析[75]表明, Exo70家族在拟南芥不同器
官中存在表达差异, 且只有 Exo70A1、Exo70D2、
Exo70H4、Exo70H5和 Exo70H7这 5个成员在十字
花科自交不亲和的雌蕊柱头中表达, 这意味着该 5
个成员不同于 Exo70 家族的其他成员, 可能在植物
体发育过程中发挥特殊功能。而其中通过 Synek[75]
克隆的 Exo70A1 是 Exo70 家族中唯一通过 GUS 表
达分析、基因敲除和 RNA原位杂交技术研究的基因,
揭示它不仅在胚轴和根毛伸长及柱头与花粉识别中
均有重要作用 [74-75], 还作为植物胞外泌复合体
(exocyst)的一个组分调节植物生殖器官的发育。
Samuel等[74]推测 Exo70A1很可能是 SI反应中ARC1
的一个下游底物分子, 甘蓝型油菜的转基因柱头中
Exo70A1 蛋白超量表达, 结果该油菜植株由自交不
亲和变为亲和, 相反, 抑制 Exo70A1 基因表达却导
致甘蓝柱头表面的花粉粒萌发与花粉管伸长进程受
到抑制。遗传、生理、嫁接等实验也表明 Exo70A1
在生长中的导管处表达, 并介导细胞次生壁加厚过
程中的囊泡运输[76], 而加厚的次生壁锁住柱头表面的
水, 使柱头逐渐变干燥而不适合“自花”花粉的萌发。
Samuel 等 [74]虽然运用 Northern 杂交技术对
Exo70A1 在甘蓝型油菜花期的雄蕊、雌蕊和叶片中
的表达进行了分析, 然而并未阐述其在不同发育时
期的各个器官中的表达量变化, 所以探索该家族的
其他同源蛋白的生理作用也是进一步丰富整个 SSI
(sporophytic self-incompatibility)途径所要求的。
Exo70A1作为一类新的 SI信号传导元件, 涉及的功
能包括水合和根毛的伸长、植物生长素根中的极性
运输等[75], 这些可能与花粉管被抑制时生长物质运
输相关。
拟南芥其他的 Exo70 家族成员也一直是研究热
点。Li等[76]发现 Exo70A1的一种同源蛋白 Exo70C1
在成熟花粉和萌发的花粉管中特异表达 ; 除了
Exo70B2 没有 GUS 表达外, 其他 22 种基因在潜在
的胞外分泌活性的细胞中都有 GUS表达; 利用拟南
芥 Exo70E2和 GFP作为探针, 发现一类新的双膜细
胞器 EXPO (exocyst-positive organelle)[77], Exo70E2
表达受抑制时, 拟南芥原生质体中短暂表达的胞外
分泌蛋白亚基无法聚集形成 EXPO, 而这一过程不
能由 Exo70A1替代。荧光共振能量转移及双分子荧
光互补方法验证了 Exo70E2与其他分泌蛋白相互作
用, 在动物细胞中电镜检测也确认了 EXPO 类似物
需要 Exo70E2 的参与, 其作用与聚集胞外分泌亚基
形成 EXPO有关[77]。23种 Exo70基因中某些成员截
然不同的表达模式在一定程度上暗示了这些基因功
能的多样性和特异性, 这意味着 Exo70 在植物体发
育过程中可能发挥着许多重要功能。
Exo70A1 参与 SI 反应是当 Exo70A1 泛素化水
平达到一定程度时, 蛋白复合体(E2/ARC1/Exo70A1)
中泛素结合酶 E2 脱落 , ARC1 引导泛素化的
Exo70A1 移至蛋白酶体/CSN, 并在蛋白酶体处诱导
自交亲和蛋白质Exo70A1的降解, 继而引发级联反应,
致使“自花”花粉的萌发与花粉管的生长被抑制[78]。
2.5 MOD/MIP-MOD
水孔蛋白(aquaporin, AQP)是指在细胞膜上能选
择性地高效转运水分子的膜内在蛋白, 以四聚体形
式存在, 每个单体均含有 5个短环相连、6个跨膜 α
螺旋 , 形成了独特的水通道 , 属于 MIP (major in-
trinsic protein )超家族。根据氨基酸序列同源性和结
构特征, AQP可分为 5类, 其中, 质膜内在蛋白 PIPs
(plasma membrane intrinsic proteins, PIPs)位于质膜
上, 分为 PIP1、PIP2和 PIP3亚类。1983年, Hinata
第 1期 朱利泉等: 甘蓝自交不亲和性信号传导元件与传导过程 9


等[9]首次在芸薹属植物中克隆了一种类似水孔蛋白
AQP 的编码基因 MOD。进一步遗传位点鉴定表明,
MOD 在柱头中表达和发挥作用 [79], 但其编码基因
与 S 位点不存在连锁关系, 这是首次将 MOD 与 SI
联系在一起。Ikeda等[79]通过隐性突变 mod, 致使植
株从自交不亲和变为亲和, 扫描电子显微观察芸薹
属自交亲和授粉表明, 在授粉初期水孔蛋白将柱头
的水或者其他物质运至花粉, 说明 MOD 可能在芸
薹属自交不亲和中是不可或缺的,它所含有的 4个可
能的磷酸化位点暗示 MOD 可能以磷酸化方式调控
水分的运输, 实现芸薹属孢子体自交不亲和的分子
过程[80]。Dixit等[81]2001年发现了一类编码定位质膜
的类水孔蛋白的基因 , 命名为 MIP-MOD (major
intrinsic protein associated with the MOD locus)。氨基
酸序列比对发现MIP-MOD与 Arabidopsis PIP1相似
性超过 90%, 且研究已证实 Arabidopsis PIP1蛋白与
爪蟾卵母细胞 Xenopus oocytes水运输活性[82]及水穿
梭植物细胞相关[83], 揭示 MIP-MOD 编码蛋白属于
MIP超级族 AQP中的亚类 PIP1家族。RNA凝胶图
谱分析[79](RNA gel plot ananlysis)野生型 MIP-MOD/
突变体 MIP-mod、报告基因(reporter gene)结合 uidA
基因导入芸薹属植株表达 [81], uidA 基因编码融合
MIP-MOD 5端 1.7 kb片段的 β-葡萄糖醛酸酶 GUS
(β-glucuronidase), 结果表明 MIP-MOD 在芸薹属柱
头乳突细胞及植物营养组织中表达。利用自交不亲
和 B. rapa S8/自交亲和 B. rapa var. Yellow Sarson F2
代 158 植株进行限制性片段长度多态性(restricted
fragment length polymorphisms, RFLP)分析, 揭示了
MIP-MOD 不同于 MOD[79], 但二者在膜上的位点连
锁紧密。2001年 Fukai等发现MIP-MOD是一类MOD
候补基因, 进一步命名为MLM (for MIP gene linked to
MOD)[84], 分析其他自交不亲和的白菜 B. rapa 中
MIP-MOD核酸序列可知, 若 MIP-MOD基因与自交
亲和 B. rapa var. Yellow Sarson MIP- MODYS为纯合
子等位基因, 即使该基因高表达也不是自交不亲和
反应的关键, 推测 MIP-MOD 蛋白可能联合某些目
前还未鉴定的 PIP 家族蛋白调节水的跨膜运输, 参
与自交不亲和。由此, MIP-MOD蛋白的功能有待进
一步研究。
在“自花”授粉时, 磷酸化的 SRK 通过信号传导
途径, 激活 MOD及其它候补基因, 如 MIP-MOD蛋
白 , 活化的 MOD 和结合其他 PIP 家族蛋白的
MIP-MOD 可能通过潜在的磷酸化位点来调节花粉
与柱头之间的水分或者某些小分子的分配来调控水
通道开关, 降低“自花”花粉吸水速率, 致使水分从
花粉中流失转移至乳突细胞, 花粉因缺水不能萌发
而发生 SI 反应; 或阻止乳突细胞分泌水分子, 从而
在芸薹属植物干性柱头的表面发生 SI 反应, 由于花
粉附着于比较缺水的环境, 缺乏表面分泌物而停止
生长, 反之, 亲和花粉能凭借分泌水或者小分子物
质粘附在柱头的乳突细胞上而继续生长。
3 甘蓝自交不亲和性信号传导的分子过程
包括甘蓝在内的十字花科 SRK信号传导途径中
的蛋白元件已经被确定。目前研究认为 SLG可同时
与 eSRK 和 SCR 相互作用, 而 SLG 与 SCR 结合极
有可能是通过某些 SCR与 eSRK相互作用类似的位
点, 再利用 SLG的信号肽一起泊位到乳突细胞壁上,
信号肽解离后, 导致复合物构象改变, 实现了 SCR
与 SRK 结合。SCR 与 SRK 结合的特异性同时受正
调节元件及负调节元件共同调控。2种与 SRK 作用
的负调节物是硫氧还蛋白(thioredoxin-h-like, THL)
蛋白 THLl和 THL2, 当配体 SCR不存在时, THL1和
THL2使 SRK 之间形成二聚体或自身磷酸化, 这种
负调控只在部分十字花科植物中出现。2种与 SRK
作用的正调节物分别是 MLPK (M-locus protein
kinase)和 ARC1 (arm repeat containing1) E3泛素连接
酶, 酵母双杂交系统没有检测到 MLPK 与 SRK 的
直接相互作用, 而体外磷酸化试验表明, SRK 激酶
域能有效地磷酸化 MLPK[51], 可能是 SRK 激酶域
磷酸化MLPK, 促进了MLPK和 SRK共同与 ACR1
作用[55-56]。酵母双杂交实验则表明, ARC1的 C端臂
重复区 ARM、N 端分别与 SRK 激酶域、胞外分泌
蛋白 Exo70A1相互作用[[15,74]。其中, ARC1的 C端臂
重复区 ARM被 SRK激酶域磷酸化, 而 ARC1 N端
引导泛素化的 Exo70A1移至蛋白酶体/CSN, 在蛋白
酶体处诱导其降解, 继而引发自体花粉的萌发与花
粉管生长的被抑制[78]。
前述各个蛋白元件的功能形成了一个框架上完
整地、涉及胞外和胞内的自交不亲和分子过程, 如
图4。“自花”授粉前, 未被 SCR激活的部分物种中的
SRK激酶在 THL1和 THL2的负调控下形成二聚体复
合物, 当柱头乳突细胞表面的“自花”花粉分泌的配
体 SCR 落到柱头时, 分泌到乳突细胞的细胞壁上的
SLG与 SCR识别后形成二硫键复合物, 复合物再利
用 SLG 的信号肽经细胞壁、胞间区, 并最终定位到
10 作 物 学 报 第 41卷


图 4 甘蓝柱头乳突细胞拒绝“自花”花粉的自交不亲和分子过程(Newbigin等[70], Deshaies等[85])
Fig. 4 Brassica oleracea L. self-incompatible molecular process that papilla cell rejects self-pollen
“自花”分泌的 SCR存在于细胞壁中, 在 SLG协助下穿过细胞壁到达细胞膜表面, 与处于非活性状态的 SRK-SRK二聚体结合, 活化的
SRK二聚体解聚, SRK胞内激酶域被磷酸化并瞬间磷酸化 MLPK, 同时引起 ARC1从细胞核定位到膜附近[60], ARC1 C端臂重复区同
时与磷酸化的 SRK激酶域、MLPK作用, ARC1活化, 其 N端与 Exo70A1结合, 在 E1、E2共同协助下, Exo70A1被多个泛素分子泛
素化, 至一定阈值时, ARC1 N端的 U-box引导泛素化的 Exo70A1至 26S蛋白酶体处[71], 在酶体中心被降解, 不断被降解的 Exo70A1
间接或直接致 MOD和 MIP-MOD蛋白关闭, 柱头细胞表面缺水, 将不再向花粉运输水分等物质, 最终抑制自花花粉管的生长及花粉
的萌发, 发生自交不亲和反应.
In the absence of SCR, SRK binds to the same haplotype SRK, forming SRK-SRK dimer; the protein ARC1 shuttles between the nucleas and
cytoplasm. In the presence of self-pollen, SCR, released from the pollen coat, binds to and actives SRK, causing the dimer depolymerized,
SRK then phosphorylates(P) itself and in a moment phosphorylates MLPK, the two phosphorylated moleculars then both interactive with the
C terminal of ARC1, ARM, made ARC1 phosphorylated and activated, changing location from nucleus to membrane[60], at the same time,
ARC1 N terminal attaches to Exo70A1, by the means of Ub-activation enzymes, E1, and Ub-conjugating enzymes, E2, Exo70A1 be ubiq-
uitined by several Ubs, then ARC1 U-box leads this Exo70A1 to 26S proteasome[71] and be degraded, as the lever of Exo70A1 protein lower
some threshold value causes the MOD and MIP-MOD closing, preventing water and other material from being delivered to the pollen,
inhibiting the development of pollen tube and the germination of self pollen, that is the essential display of SI reaction.

SRK 锚定的细胞膜附近, 信号肽解离导致复合物构
象改变, SRK 释放 THLI/THL2、解除抑制并被磷酸
化 , 由磷酸化活化的 SRK 激酶域再瞬间磷酸化
MLPK[51], 磷酸化的 MLPK、SRK 可能通过某些基
序与 ARC1相互作用[55-56], 引发 ARC1的磷酸化, 继
而改变细胞质定位。活化的具有 E3连接酶酶活性的
ARC1与胞质中一潜在的靶蛋白——Exo70A1结合 ,
在泛素活化酶 E1与泛素接合酶 E2的共同协助下 ,
Exo70A1经 “泛素化—蛋白酶体途径 ”而降解 , 当
Exo70A1数量减少到不能直接或间接与 MOD 及其
候补基因蛋白 MIP-MOD 相互作用时, 柱头细胞不
再将水或者其他物质运至乳突细胞表面, 从而降低
甚至阻止花粉水合的速率, 最终导致“自花”花粉管
不能萌发或即使萌发也没有足够的能力到达子房完
成受精, 致使发生自交不亲和反应。
4 展望
自交不亲和性一般表现为 4 种情况 [86]: 第一,
花粉落到雌蕊的柱头上后花粉粒并没有萌发; 第二,
花粉落到柱头上时花粉粒可以萌发但花粉管不能进
入柱头; 第三 , 花粉管不能在柱头中正常伸长 , 不
能到达胚囊; 第四, 到达胚囊的花粉管释放的精子
不能与卵子正常结合形成受精卵。根据这 4种情况,
可以对整个自交不亲和信号传导可能涉及的元件及
可能的反应途径深入探究。
甘蓝中已发现有 50多种 S等位基因, 至今已分
离到 SCR、SLG和 SRK三类与该位点连锁的基因。
根据 Goh等 2000年[42]和 2002年[43]提出相互作用的
蛋白质通常具有相似的进化关系, 表现为互作区域
相似的进化树, 对 SCR/SLG/SRK 三种蛋白进行序
列上进化分析, 可能从进化的角度诠释蛋白相互作
第 1期 朱利泉等: 甘蓝自交不亲和性信号传导元件与传导过程 11


用。酵母双杂交等技术揭示的 SRK激酶域与 ARC1
臂重复蛋白区等相互作用[87]又从构象上研究和发现
SI 蛋白元件相互作用基序奠定了基础。随着甘蓝基
因组框架图的完成[88]和精细测序的逐步完成, 以及
对 SI机理的深入研究, 可能还会发现更多的 S 位点
基因或 S位点相关基因, 这方面是值得期待的。
此外, 还有一些甘蓝 SI 信号传导元件的分子功
能还需进一步明确。THL是 SRK负调节因子, 这一
结果只在自交亲和系油菜 B. napus 中被发现[52], 将
自交不亲和系拟南芥 A. lyrata中成对的 SRKb-SCRb
基因共转化拟南芥 A. thaliana, 突变 SRKb基因, 授
粉试验表明 THL 的作用与这一结论完全相反[53]。
MLPK具有 Ser/Thr蛋白激酶的功能, 目前还没有完
全弄清MLPK与 SRK激酶域之间的关系, 对其深入
研究将进一步解释MLPK在胞内 SI中的作用。ARC1
作为胞内重要的信号传导分子, 其 C 端臂重复区与
SRK 激酶域结合, N 端在 E1和 E2协助下泛素化
Exo70A1; Exo70A1参与自交不亲和反应, 其泛素化
后被蛋白酶体降解, 致使“自花”花粉的萌发受阻及
抑制花粉管的生长, 但不清楚 Exo70A1是 ARC1的
唯一底物还是底物之一。 Exo70A1的同源蛋白
Exo70C1的突变导致拟南芥柱头中花粉管伸长减缓,
说明其在一定程度上与 SI 反应相关; Exo70E2蛋白
也被发现可在胞外分泌蛋白亚对基聚集形成 EXPO
细胞器有关键作用 [77]。对 Exo70A1、Exo70C1和
Exo70E2这3个 Exo70家族成员的深入研究, 是探索
Exo70家族其他20多种同源蛋白生理作用的基础与先
导, 完全有可能将 SI 信号传导分子过程, 同更为广泛
的诸如植物对环境响应的分子生理过程联系起来。
甘蓝 SI信号传导过程还涉及很多其他的功能分
子 [89], 如 KAPP (kinase-associated protein phos-
phatase)、钙调蛋白、微管连接蛋白等。KAPP 是一
种蛋白磷酸化酶 , 酵母双杂交实验证明甘蓝的
KAPP 在体外与 SRK 激酶域相互作用并被磷酸化,
同时使 SRK 去磷酸化。SRK 作为 SI 反应雌蕊中的
决定因子, 无论其与 MLPK、KAPP的互作, 还是与
下游的 ARC1的互作, 都离不开磷酸化的作用, SRK
磷酸化与否直接将决定下游 SI 信号传导, 但 KAPP
与MLPK是否共同调节 SRK的磷酸化, 从而达到调
节其与 ARC1 的相互作用的机理还需要进一步明
确。钙调蛋白广泛参与酶与功能蛋白的活性调节 ,
钙调蛋白的活性调节与细胞内 Ca 离子浓度水平有
关, 而花粉的萌发和花粉管的伸长对 Ca离子变化非
常敏感, 自花授粉后, 刚萌发的花粉管与柱头的乳
突细胞接触数分钟后, 花粉管呈螺旋状, 不能侵入
乳突细胞, 而此时钙浓度却上升了 65% [89], 但目前
基于钙离子相关信号传导途径与 SI信号传导途径的
关系还不十分清楚, 可能钙离子作为植物细胞的第
二信使对花粉和花粉管的生长进行调节。微管连接
蛋白也与花粉管萌发有关, 推测其可能在 SI 反应信
号传导中也有一定作用。
References
[1] Ockendon D J. Distribution of self-incompatibility alleles and
breeding structure of open-pollinated cultivars of Brussels sprouts.
Heredity, 1974, 33: 159–171
[2] Nasrallah J B, Kao T H, Goldberg M L, Nasrallah J B. A cDNA
clone encoding an S locus specific glycoprotein from Brassica
oleracea. Nature, 1985, 318: 263–267
[3] Stein J C, Howlett B, Boyes D C, Nasrallah M E, Nasrallah J B.
Molecular cloning of a putative receptor protein kinase gene en-
coded at the self-incompatibility locus of Brassica oleracea. Proc
Natl Acad Sci USA, 1991, 88: 8816–8820
[4] Schopfer C R, Nasrallah M E, Nasrallah J B. The male determi-
nant of self-incompatibility in Brassica. Science, 1999, 286:
1697–1700
[5] Bower M S, Matias D D, Fernandes-Carvalho E, Mazzurco M,
Gu T, Rothsteinand S J, Goring D R. Two members of the thio-
redoxin-h family interact with the kinase domain of a Brassica S
locus receptor kinase. Plant Cell, 1996, 8: 1641–1650
[6] Gu T, Mazzurco M, Sulaman W, Matias D, Goring D R. Binding
of an arm repeat protein to the kinase domain of the S-locus re-
ceptor kinase. Proc Natl Acad Sci USA, 1998, 95: 382–387
[7] Elias M, Drdova E, Ziak D. The exocyst complex in plants. Cell
Biol, 2003, 27: 199–201
[8] Murase K, Shiba H, Iwano M, Che F S, Watanabe M, Isogai A,
Takayama S. A membrane-anchored protein kinase involved in
Brassica self-incompatibility signaling. Science, 2004, 303:
1516–1519
[9] Hinata K, Okazaki K, Nishio T. Gene analysis of self-compa-
tibility in Brassica campestris var. yellow sarson (a case of reces-
sive epistatic modifier). In: Proceeding of the 6th International
Rapeseed Conference, 1983. pp 354–359
[10] Kandasamy M K, Paolillo D J, Faraday C D, Nasrallah J B, Nas-
rallah M E. The S-locus specific glycoproteins of Brassica accu-
mulate in the cell wall of developing stigma papillae. Dev Biol,
1989, 134: 462–472
[11] Nasrallah J B, Kao T H, Chen C H, Goldberg M L, Nasrallah M
E. Amino-acid sequence of glycoproteins encoded by three alleles
of the S locus of Brassica oleracea. Nature, 1987, 326: 617–619
[12] Takayama S, Isogai A, Tsukamoto C, Ueda Y, Hinata K, Okazaki
K, Suzuki A. Sequences of S-glycoproteins products of the Bras-
sica campestris self-incompatibility locus. Nature, 1987, 326:
102–105
[13] Takasaki T, Hatakeyama1 K, Suzuki G, Watanabe M, Isogai A,
Hin K. The S receptor kinase determines self-incompatibility in
12 作 物 学 报 第 41卷

Brassica stigma. Nature, 2000, 403: 913–916
[14] Naithani S, Chookajorn T, Ripoll D R, Nasrallah J B. Structural
modules for receptor dimerization in the S-locus receptor kinase
extracellular domain. Proc Natl Acad Sci USA, 2007, 104:
12211–12216
[15] Takayama S, Shiba H, Iwano M, Shimosato H, Che F S, Kai N,
Watanabe M, Suzuki G, Hinata K, Isogai A. The pollen determi-
nant of self-incompatibility in Brassica campestris. Proc Natl
Acad Sci USA, 1999, 97: 1920–1925
[16] Sato K, Nishio T, Kimura R, Kusaba M, Suzuki T, Hatakeyama K,
Ockendon A J, Satta Y. Coevolution of the S locus genes SRK,
SLG and SCR/SP11 in B. oleracea and B. rapa. Genetics, 2002,
162: 931–940
[17] Kusaba M, Dwyerb K, Hendershot J, Vrebalov J, Nasrallah J B,
Nasrallaha M E. Self-incompatibility in the genus Arabidopsis:
characterization of the S locus in the outcrossing A. lyrata and its
autogamous relative A. thaliana. Plant Cell, 2001, 13: 627–643
[18] Nasrallah J B, Liu P, Sherman-Broyles S, Schmidt R, Nasrallah
M E. Epigenetic mechanisms for breakdown of self-incompati-
bility in interspecific hybrids. Genetics, 2007, 175: 1965–1973
[19] Suzuki T, Kusaba M, Matsushita M, Okazaki K, Nishio T. Char-
acterization of Brassica S-haplotypes lacking S-locus glycopro-
tein. FEBS Lett, 2000, 482: 102–108
[20] Nasrallah J B, Yu S M, Nasrallah M E. Self-incompatibility genes
of Brassica oleracea expression, isolation, and structure. Proc
Natl Acad Sci USA, 1988, 85: 5551–5555
[21] Fujimoto R, Sugimura T, Nishio T. Gene conversion from SLG to
SRK resulting in self-compatibility in Brassica rapa. FEBS Lett,
2006, 580: 425–430
[22] Dixit R, Nasrallah M E, Nasrallah J B. Post-transcriptional matu-
ration of the S-receptor kinase of Brassica correlates with
co-expression of the S-locus glycoprotein in the stigmas of two
Brassica strains and in transgenic tobacco plants. Plant Physiol,
2000, 124: 297–312
[23] Nasrallah J B. Self-incompatibility in the Brassicaceae. In:
Schmidt R, Bancroft I, eds. Genetics and Genomics of the Bras-
sicaceae, 2011. pp 389–411
[24] Tsuchimatsu T, Suwabe K, Shimizu-Inatsugi R, Isokawa S, Pav-
lidis P, Stadler T, Suzuki G, Takayama S, Watanabe M, Shimizu K
K. Evolution of self-compatibility in Arabidopsis by a mutation
in the male specificity gene. Nature, 2010, 464: 1342–1346
[25] Bücherl C A, van Esse G W, Kruis A, Luchtenberg J, Westphal A
H, Aker J, van Hoek A, Albrecht C, Borst J W, de Vries S C.
Visualization of BRI1 and BAK1 (SERK3) membrane receptor
hetero oligomers during brassinosteroid signaling. Plant Physiol,
2013, 162: 1911–1925
[26] Stein J C, Nasrallah J B. A plant receptor-like gene, the S-locus
receptor kinase of Brassica oleracea L., encodes a functional
serine/threonine kinase. Plant Physiol, 1993, 101: 1103–1106
[27] Shimosato H, Yokota N, Shiba H, Iwano M, Entani T, Che F,
Watanabe M, Isogai A, Takayama S. Characterization of the
SP11/SCR high affinity binding site involved in self/nonself rec-
ognition in Brassica self-incompatibility. Plant Cell, 2007, 19:
107–117
[28] Mazzurco M, Sulaman W, Elina H, Cock M J, Goring D R. Fur-
ther analysis of the interactions between the Brassica S receptor
kinase and three interacting proteins (ARC1, THL1 and THL2) in
the yeast two-hybrid system. Plant Mol Biol, 2001, 45: 365–376
[29] Goring D R, Rothstein S J. The S-locus receptor kinase gene in a
self-incompatible Brassica napus line encodes a functional
serine/threonine kinase. Plant Cell, 1992, 4: 1273–1281
[30] Walker J C. Structure and function of the receptor-like protein
kinases of higher plants. Plant Mol Biol, 1994, 26: 1599–1609
[31] Hanks S K, Quinn A M, Hunter T. The protein kinase family:
conserved features and deduced phylogeny of the catalytic do-
mains. Sci New Series, 1988, 241: 42–52
[32] Takaaki H, Kazuhiro C. Protein Kinase Cζ (PKCζ): activation
mechanism and cellular functions. J Biochem, 2003, 133: 1–7
[33] Wang Z L, Liu J S, Sudom A, Ayres M, Li S, Wesche H, Powers J
P, Walker N P C. Crystal structure of IRAK-4 kinase in complex
with inhibitors: a serine/threonine kinase with tyrosine as a gate-
keeper. Structure, 2006, 14: 1835–1844
[34] Samuel M A, Yee D, Haasen K E, Goring D R. ‘Self’ pollen re-
jection through the intersection of two cellular pathways in the
brassicaceae: self-incompatibility and the compatible pollen re-
sponse. In: Franklin-Tong V E ed. Self-Incompatibility in Flow-
ering Plants – Evolution, Diversity, and Mechanisms, Springer-
Verlag Berlin Heidelberg 2008, pp 173–191
[35] Cabrillac D, Cock J M, Dumas C, Gaude T. The S-locus receptor
kinase is inhibited by thioredoxins and activated by pollen coat
proteins. Nature, 2001, 410: 220–223
[36] Lemmon M A, Schlessinger J. Cell signaling by receptor tyrosine
kinases. Cell, 2010, 141: 1117–1134
[37] Ehrlich M, Horbelt D, Marom B, Knaus P, Henis Y I. Homomeric
and heteromeric complexes among TGF-band BMP receptors and
their roles in signaling. Cell Signal, 2011, 23: 1424–1432
[38] Chookajorn T, Kachroo A, Ripoll D R, Clark A G, Nasrallah J B.
Specificity determinants and diversification of the Brassica
self-incompatibility pollen ligand. Proc Natl Acad Sci USA, 2004,
101: 911–917
[39] Kusaba M, Dwyerb K, Hendershot J, Vrebalov J, Nasrallah J B,
Nasrallaha M E. Self-incompatibility in the genus Arabidopsis:
characterization of the S locus in the outcrossing A. lyrata and its
autogamous relative A. thaliana. Plant Cell, 2001, 13: 627–643
[40] Mishima M, Takayama S, Sasaki K, Jee J, Kojima C, Isogai A,
Shirakawa M. Structure of the male determinant factor for Bras-
sica self-incompatibility. J Biol Chem, 2003, 278: 36389–36395
[41] Takayama S, Shimosato H, Shiba H, Funato M, Che F S, Wata-
nabe M, Iwano M, Isogai A. Direct ligand-receptor complex in-
teraction controls Brassica self-incompatibility. Nature, 2001,
413: 534–538
[42] Goh C S, Bogan A A, Joachimiak M, Walther D, Cohen F E.
Co-evolution of proteins with their interaction partners. J Mol
Biol, 2000, 299: 283–293
[43] Goh C S, Cohen F E. Co-evolutionary analysis reveals insights
into protein-protein interactions. J Mol Biol, 2002, 324: 177–192
[44] Okamoto S, Sato Y, Sakamoto K, Nishio T. Distribution of simi-
lar self-incompatibility (S) haplotypes in different genera, Rap-
hanus and Brassica. Sex Plant Rep, 2004, 17: 33–39
[45] Kachroo A, Schopfer C R, Nasrallah M E, Nasrallah J B. Allele-
specific receptor-ligand interactions in Brassica self-incompa-
tibility. Science, 2001, 293: 1824–1826
第 1期 朱利泉等: 甘蓝自交不亲和性信号传导元件与传导过程 13


[46] Nishio T, Kusaba M. Sequence diversity of SLG and SRK in
Brassica oleracea L. Ann Bot, 2000, 85: 141–146
[47] Miege C, Ruffio-Chable V, Schierup M H, Cabrillac D, Dumas C,
Gaude T, Cock J M. Intrahaplotype polymorphism at the Brassica
S locus. Genetics, 2001, 159: 811–822
[48] Boyes D C, Nasrallah J B. Physical linkage of the SLG and SRK
genes at the self-incompatibility locus of Brassica oleracea. Mol
Gen Genet, 1993, 236: 369–373
[49] Gelhaye E, Rouhier N, Navrot N, Jacquot J P. The plant thiore-
doxin system. Cell Mol Life Sci, 2005, 62: 24–35
[50] 刘东, 朱利泉, 王小佳. 芸薹属植物自交不亲和分子机制的研
究进展. 遗传, 2003, 25: 241–244
Liu D, Zhu L Q, Wang X J. Mechanism of self-incompatibility in
Brassica. Hereditas (Beijing), 2003, 25: 241–244
[51] Bréheĺin C, Mouaheb N, Verdoucq L, Lancelin J M, Meyer Y.
Characterization of determinants for the specificity of Arabidop-
sis thioredoxins h in yeast complementation. J Biol Chem, 2000,
275: 31641–31647
[52] Haffani Y, Gaude T, Cock J, Goring D. Antisense suppression of
thioredoxin h mRNA in Brassica napus cv. Westar pistils causes a
low level constitutive pollen rejection response. Plant Mol Biol,
2004, 55: 619–630
[53] Yamamoto M, Nasrallah J B. In planta assessment of the role of
thioredoxin h proteins in the regulation of S-locus receptor kinase
signaling in transgenic Arabidopsis. Plant Physiol, 2013, 163:
1387–1395
[54] Takada Y, Sato T, Suzuki G, Shiba H, Takayama S, Watanabe M.
Involvement of MLPK pathway in intraspecies unilateral incom-
patibility regulated by a single locus with stigma and pollen fac-
tors. Genes Genomes Genet, 2013, 3: 719–726
[55] Kakita M, Shimosato H, Murase K, Isogai A, Takayama S. Direct
interaction between S-locus receptor kinase and M-locus protein
kinase involved in Brassica self-incompatibility signaling. Plant
Biotech, 2007, 24: 185–190
[56] Kakita M, Murase K, Iwano M, Matsumoto T, Watanabe M,
Shiba H, Isogai A,Takayama S. Two distinct forms of M-locus
protein kinase localize to the plasma membrane and interact di-
rectly with S-locus receptor kinase to transducer self-incompa-
tibility signaling in Brassica rapa. Plant Cell, 2007, 19:
3961–3973
[57] 赵永斌, 朱利泉, 王小佳. 甘蓝MLPK基因的克隆与序列分析.
作物学报, 2006, 32: 46–50
Zhao Y B, Zhu L Q, Wang X J. Cloning and sequence analysis of
MLPK gene in Brassica oleracea. Acta Agron Sin, 2006, 32:
46–50 (in Chinese with English abstract)
[58] Fujimoto R, Nishio T. Self-incompatibility. Bot Res, 2007, 45:
139–154
[59] 刘东, 朱利泉, 王小佳. 甘蓝自交不亲和信号传导中 SRK 底
物 ARC1 蛋白编码序列的克隆与分析. 作物学报, 2004, 30:
427–431
Liu D, Zhu L Q, Wang X J. Cloning and characterization of en-
coding sequence of SRK-binding protein ARC1 from Brassica
olereacea L. in self-incompatibility signaling process. Acta Agron
Sin, 2004, 30: 427–431 (in Chinese with English abstract)
[60] Hatzfeld M. The armadillo family of structure proteins. Int Rev
Cytol, 1998, 186: 179–224
[61] Pringa E, Martinez-Noel G, Müller U, Harbers K. Interaction of the
RING finger-related U-box motif of a nuclear dot protein with
ubiquitin-conjugating enzymes. J Biol Chem, 2001, 276: 19617–19623
[62] Watanabe M, Ito A, Takada Y, Ninomiya C, Kakizaki T, Takahata
Y, Hatakeyama K, Hinata K, Suzuki G, Takasaki T. Highly diver-
gent sequences of the pollen self-incompatibility (S) gene in
class-I S haplotypes of Brassica campestris (syn. rapa) L. FEBS
Lett, 2000, 473: 139–144
[63] Groves M R, Barford D. Topological characteristics of helical
repeat proteins. Structure Biol, 1999, 9: 383–389
[64] Huber A H, Nelson W J, Weis W I. Three-dimensional structure
of the armadillo repeat region of β-catenin. Cell, 1997, 90:
871–882
[65] Coates J C. Armadillo repeat proteins: beyond the animal king-
dom. Cell Biol, 2003, 13: 463–471
[66] Harris T J, Peifer M. Decisions, decisions: β-catenin chooses be-
tween adhesion and transcription. Cell Biol, 2005, 15: 234–237
[67] Koegl M, Hoppe T, Schlenker S, Ulrich H D, Mayer T U, Jentsch
S. A novel ubiquitination factor, E4, is involved in multiubiquitin
chain assembly. Cell, 1999, 96: 635–644
[68] Ohi M D, Vander Kooi C W, Rosenberg J A, Chazin W J, Gould
K L. Structural insights into the U-box, a domain associated with
multi-ubiquitination. Nat Struct & Mol Biol, 2003, 10: 250–255
[69] Stone S L, Anderson E M, Mullen R T, Goring D R. ARC1 is an
E3 ubiquitin ligase and promotes the ubiquitination of proteins
during the rejection of self-incompatible Brassica pollen. Plant
Cell, 2003, 15: 885–898
[70] Newbigin E, Vierstra R D. Plant reproduction: sex and self-denial.
Nature, 2003, 425: 229–230
[71] Deshaies R J, Joazeiro C A P. Ring domain E3 ubiquitin ligases.
Annu Rev Biochem, 2009, 78: 399–434
[72] Bowser R, Novick P. Sec15 protein, an essential component of
the exocytotic apparatus, is associated with the plasma membrane
and with a soluble 19.5S particle. J Cell Biol, 1991, 112:
1117–1131
[73] Bowser R, Muller H, Govindan B, Novick P. Sec8p and Sec15p
are components of a plasma membrane-associated 19.5S particle
that may function downstream of Sec4p to control exocytosis. J
Cell Biol, 1992, 118: 1041–1056
[74] Samuel M A, Chong Y T, Haasen K E, Aldea-Brydges M G, Stone
S L, Goring D R. Cellular pathways regulating response to com-
patible and self-incompatible pollen in Brassica and Arabidopsis
stigmas intersect at Exo70A1, a putative component of exocyst
complex. Plant Cell, 2009, 21: 2655–2671
[75] Synek L, Schlager N, Eliás M, Quentin M, Hauser M T, Zárský V.
AtEXO70A1, a member of a family of putative exocyst subunits
specifically expanded in land plants, is important for polar
growth and plant development. Plant J, 2006, 48: 54–72
[76] Li S P, Chen M, Yu D L, Ren S C, Sun S F, Liu L D, Ketelaar T,
Emons A M C, Liu C M. Exo70A1-mediated vesicle trafficking is
critical for tracheary element development in Arabidopsis. Plant
Cell, 2013, 25: 1774–1786
[77] Ding Y, Wang J, Lai J H C, Chan V H L, Wang X F, Cai Y, Tan X
Y, Bao Y Q, Xia J, Robinson D G, Jiang L W. Exo70E2 is essen-
tial for exocyst subunit recruitment and EXPO formation in both
plants and animals. Mol Biol Cell, 2014, 25: 412–426
14 作 物 学 报 第 41卷

[78] Drdova E J, Synek L, Pecenková T, Hála M, Kulich I, Fowler J E,
Murphy A S, Zárský V. The exocyst complex contributes to PIN
auxin efflux carrier recycling and polar auxin transport in Arabi-
dopsis. Plant Cell, 2013, 73: 709–719
[79] Ikeda S, Nasrallah J B, Dixit R, Preiss S, Nasrallah M E. An aq-
uaporin-like gene required for the Brassica self-incompatibility
response. Science, 1997, 276: 1564–1566
[80] 吴志刚. 甘蓝自交不亲和相关基因 MOD的克隆及其与 ARC1
的 FISH定位研究. 西南大学硕士学位论文, 重庆, 2011
Wu Z G. Cloning of MOD gene in Brassica oleracea associated
with self-incompatibility and localization of MOD and ARC1 in
Brassica oleracea by FISH. MS Thesis of Southwest University,
Chongqing, China, 2011
[81] Dixit R, Rizzo C, Nasrallah M, Nasrallah J. The Brassica
MIP-MOD gene encodes a functional water channel that is ex-
pressed in the stigma epidermis. Plant Mol Biol, 2001, 45: 51–62
[82] Kammerloher W, Fischer U, Piechottka G P, Schäffner A R. Wa-
ter channels in the plant plasma membrane cloned by immunose-
lection from a mammalian expression system. Plant J, 1994. 6:
187–199
[83] Kaldenhoff R, Grote K, Zhu J J, Zimmerman U. Significance of
plasma lemma aquaporins for water-transport in Arabidopsis
thaliana. Plant J, 1998, 14: 121–128
[84] Fukai E, Nishio T, Nasrallah M E. Molecular genetic analysis of
the candidate gene for MOD, a locus required for self-incompa-
tibility in Brassica rapa. Mol Genet Genomics, 2001, 265:
519–525
[85] Deshaies R J, Joazeiro C A P. Ring domain E3 ubiquitin ligases.
Annu Rev Biochem, 2009, 78: 399–434
[86] 杨继涛. 芸薹属植物自交不亲和性研究进展. 陕西农业科学,
2008, 54(3): 115–121
Yang J T. Research progress in Brassica self-incompatibility.
Shaanxi J Agric Sci, 2008, 54(3): 115–121 (in Chinese)
[87] Stone S L, Anderson E M, Mullen R T, Goring D R. ARC1 is an
E3 ubiquitin ligase and promotes the ubiquitination of proteins
during the rejection of self-incompatible Brassica pollen. Plant
Cell, 2003, 15: 885–898
[88] Liu S Y, Liu Y M, Yang X H, Tong C B, Edwards D, Parkin I A P,
Zhao M X, Ma J X, Yu j Y, Huang S M, Wang X Y, Wang J Y, Lu
K, Fang Z Y, Bancroft I, Yang T J, Hu Q, Wang X F, Yue Z, Li H
J, Yang L F, Wu J, Zhou Q, Wang W X, King G J, Pires J C, Lu C
X, Wu Z Y, Sampath P, Wang Z, Guo H, Pan S K, Yang L M, Min
J M, Zhang D, Jin D C, Li W H, Belcram H, Tu J X, Guan G, Qi
C K, Du D Z, Li J N, Jiang L C, Batley J, Sharpe A G, Park B S,
Ruperao P, Cheng F, Waminal N E, Huang Y, Dong C H, Wang L,
Li J P, Hu Z Y, Zhuang M, Huang Y, Huang J Y, Shi J Q, Mei D S,
Liu J, Lee T H, Wang J P, Jin H Z, Li Z Y, Li X, Zhang J F, Xiao
L, Zhou Y M, Liu Z S, Liu X Q, Qin R, Tang X, Liu W B, Wang
Y P, Zhang Y Y, Lee J H, Kim H H, Denoeud F, Xu X, Liang X
M, Hua W, Wang X W, Wang J, Chalhoub B, Paterson A H. The
Brassica oleracea genome reveals the asymmetrical evolution of
polyploid genomes. Nat Commun, 2014, 5: 3930
[89] Vanoosthuyse V, Tichtinsky G, Dumas C, Gaude T, Cock J M.
Interaction of calmodulin, a sorting nexin and kinase-
associated protein phosphatase with the Brassica oleracea S
locus receptor kinase. Plant Physiol, 2003, 133: 919–929