全 文 ：圆锥南芥适应高山环境极端高温的系统性耐热能力∗
唐　 婷１ꎬ２ꎬ 郑国伟１∗∗ꎬ 李唯奇１∗∗
(１ 中国科学院昆明植物研究所中国西南野生生物种质资源库ꎬ 云南 昆明　 ６５０２０１ꎻ ２ 中国科学院大学ꎬ 北京　 １０００４９)
摘要: 高山生态系统的主要气候特征是温度变化幅度较大ꎬ 目前研究主要集中于高山植物的抗冻机制ꎬ 而
很少关注其对极端高温 (高于 ４５ ℃) 的适应性ꎮ 本研究发现高山物种圆锥南芥跟拟南芥比ꎬ 具有更强的
基础耐热性和获得性耐热性ꎮ 通过叶绿素荧光检测发现在极端高温下ꎬ 圆锥南芥具有更稳定的光系统 ＩＩ
和更有效的能量耗散机制来维持更高水平的光合效率ꎮ 通过电导率和丙二醛含量的检测发现圆锥南芥的膜
伤害更小ꎬ 膜流动性与脂肪酸链的长度和不饱和度紧密相关ꎬ 圆锥南芥脂肪酸具有更低的 １６ ∶ ３ 含量ꎬ 更
长的碳链ꎬ 不饱和度没有明显的变化ꎬ 这些可能有助于维持膜的稳定ꎮ 另外ꎬ 更高表达量的 ＨＳＰ１０１ 和
ＨＳＰ７０可能为圆锥南芥提供了更好的保护作用ꎮ 以上结果表明ꎬ 圆锥南芥能利用生理生化活动的调整来适
应高山环境中的极端高温ꎬ 这种耐热策略与低地耐热植物相似ꎬ 因此圆锥南芥具有系统性耐热能力ꎬ 可以
作为研究植物耐热分子机制的模式物种ꎮ
关键词: 高山植物ꎻ 圆锥南芥ꎻ 耐热能力ꎻ 光系统ꎻ 脂肪酸ꎻ 热激蛋白
中图分类号: Ｑ ９４５　 　 　 　 　 　 文献标识码: Ａ　 　 　 　 　 　 　 　 文章编号: ２０９５－０８４５(２０１４)０６－６８３－１５
Ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ Ｅｘｔｒｅｍｅｌｙ Ｈｉｇｈ Ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ａｎ Ａｌｐｉｎｅ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ:
Ｓｙｓｔｅｍｉｃ Ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｉｎ Ａｒａｂｉｓ ｐａｎｉｃｕｌａｔａ
ＴＡＮＧ Ｔｉｎｇ１ꎬ２ꎬ ＺＨＥＮＧ Ｇｕｏ￣Ｗｅｉ１∗∗ꎬ ＬＩ Ｗｅｉ￣Ｑｉ１∗∗
(１ Ｇｅｒｍｐｌａｓｍ Ｂａｎｋ ｏｆ Ｗｉｌｄ Ｓｐｅｃｉｅｓ ｉｎ Ｓｏｕｔｈｗｅｓｔ Ｃｈｉｎａꎬ Ｋｕｎｍｉｎｇ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｂｏｔａｎｙꎬ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ
Ｋｕｎｍｉｎｇ ６５０２０１ꎬ Ｃｈｉｎａꎻ ２ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ Ｂｅｉｊｉｎｇ １０００４９ꎬ Ｃｈｉｎａ)
Ａｂｓｔｒａｃｔ: Ａｌｐｉｎｅ ｅｃｏｓｙｓｔｅｍｓ ａｒｅ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｅｄ ｂｙ ｆｒｅｑｕｅｎｔ ｆｌｕｃｔｕａｔｉｏｎｓ ｂｅｔｗｅｅｎ ｈｉｇｈ ａｎｄ ｌｏｗ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ. Ｔｈｅ ｒｅ￣
ｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ ｔｏ ｌｏｗ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ｈａｓ ｒｅｃｅｉｖｅｄ ｃｏｎｓｉｄｅｒａｂｌｅ ａｔｔｅｎｔｉｏｎꎬ ｂｕｔ ｌｉｔｔｌｅ ｉｓ ｋｎｏｗｎ ａｂｏｕｔ ｔｈｅｉｒ ａｄａｐ￣
ｔａｔｉｏｎ ｔｏ ｅｘｔｒｅｍｅｌｙ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ (>４５ ℃). Ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｔｕｄｙꎬ ｔｈｅ ａｌｐｉｎｅ ｓｐｅｃｉｅｓ Ａｒａｂｉｓ ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｗａｓ ｓｈｏｗｎ ｔｏ
ｄｉｓｐｌａｙ ｓｕｐｅｒｉｏｒ ｂａｓａｌ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ａｎｄ ａｃｑｕｉｒｅｄ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｔｈａｎ ｉｔｓ ｒｅｌａｔｉｖｅ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ. Ｏｕｒ ｃｈｌｏ￣
ｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｄａｔａ ｓｕｇｇｅｓｔ ｔｈａｔ ｕｎｄｅｒ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓꎬ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｈａｓ ａ ｔｈｅｒｍｏｓｔａｂｌｅ ｐｈｏｔｏｓｙｓｔｅｍ ＩＩ
(ＰＳＩＩ) ａｎｄ ｔｈａｔ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｎｏｎ￣ｐｈｏｔｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｑｕｅｎｃｈｉｎｇ ｍａｉｎｔａｉｎｓ ａ ｈｉｇｈ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ. Ａｓｓａｙｓ ｏｆ
ｉｏｎ ｌｅａｋａｇｅ ａｎｄ ｍａｌｏｎｄｉａｌｄｅｈｙｄｅ (ＭＤＡ) ｃｏｎｔｅｎｔ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｔｈａｔ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｄａｍａｇｅ ｃａｕｓｅｄ ｂｙ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ｗａｓ
ｌｅｓｓ ｓｅｖｅｒｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｔｈａｎ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｔｈｅ ｄｅｇｒｅｅ ｏｆ ｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ ｃｈａｉｎ ｌｅｎｇｔｈ ｗａｓ ｃｌｏｓｅｌｙ ｃｏｒ￣
ｒｅｌａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｆｌｕｉｄｉｔｙ. Ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｈａｄ ａ ｌｏｗｅｒ １６ ∶ ３ (ｒｏｕｇｈａｎｉｃ ａｃｉｄ) ｃｏｎｔｅｎｔꎬ
ｌｏｎｇｅｒ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ ｃｈａｉｎ ｌｅｎｇｔｈ ａｎｄ ｎｏ ｍａｊｏｒ ａｌｔｅｒａｔｉｏｎｓ ｉｎ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓꎻ ｔｈｉｓ ｍｉｇｈｔ
ｅｎａｂｌｅ ｔｈｅ ｍａｉｎｔｅｎａｎｃｅ ｏｆ ｓｔａｂｌｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｆｌｕｉｄｉｔｙ. Ｆｕｒｔｈｅｒｍｏｒｅꎬ ｍｏｒｅ ｅｘｔｅｎｓｉｖｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ｐｒｏｔｅｉｎｓ
(ＨＳＰｓ)ꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ＨＳＰ１０１ ａｎｄ ＨＳＰ７０ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ ｍｉｇｈｔ ｃｏｒｒｅｌａｔｅ ｗｉｔｈ ｂｅｔｔｅｒ ｐｒｏｔｅｃ￣
ｔｉｏｎ ａｇａｉｎｓｔ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｔｈａｎ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｏｕｒ ｆｉｎｄｉｎｇｓ ｓｕｇｇｅｓｔ ｔｈａｔ ｔｈｅ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｕｓｅｓ ａｌｌ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎｄ ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ ａｄｊｕｓｔｍｅｎｔｓ ｔｏ ａｄａｐｔ ｔｏ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅꎬ ａｎｄ ｔｈａｔ ｓｉｍｉｌａｒ
植 物 分 类 与 资 源 学 报　 ２０１４ꎬ ３６ (６): ６８３~６９７
Ｐｌａｎｔ Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 ＤＯＩ: １０.７６７７ / ｙｎｚｗｙｊ２０１４１４０４７
∗
∗∗
Ｆｕｎｄｉｎｇ: ＮＳＦＣ (３１３００２５１) ａｎｄ ＸｉＢｕＺｈｉＧｕａｎｇ Ｐｒｏｊｅｃｔ
Ａｕｔｈｏｒ ｆｏｒ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｅｎｃｅꎻ Ｅ￣ｍａｉｌ: ｗｅｉｑｉｌｉ＠ｍａｉｌ􀆰 ｋｉｂ􀆰 ａｃ􀆰 ｃｎꎻ ｇｗｚｈｅｎｇ＠ｍａｉｌ􀆰 ｋｉｂ􀆰 ａｃ􀆰 ｃｎ
Ｒｅｃｅｉｖｅｄ ｄａｔｅ: ２０１４－０３－１８ꎬ Ａｃｃｅｐｔｅｄ ｄａｔｅ: ２０１４－０６－１１
作者简介: 唐　 婷 (１９８７－) 女ꎬ 博士ꎬ 主要从事植物逆境分子生理学研究ꎮ Ｅ￣ｍａｉｌ: ｔａｎｇｔｉｎｇｈｎｋｊｄｘ＠１６３􀆰 ｃｏｍ
ｔｏ ｌｏｗｌａｎｄ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｓｐｅｃｉｅｓꎬ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｅｘｈｉｂｉｔｓ ｓｙｓｔｅｍｉｃ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ. Ａｃｃｏｒｄｉｎｇｌｙꎬ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｍｉｇｈｔ ｂｅ ａ
ｕｓｅｆｕｌ ｍｏｄｅｌ ｐｌａｎｔ ｔｏ ｓｔｕｄｙ ｔｈｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ａｎｄ ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｔｈａｔ ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｅ ｔｏ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ.
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ: Ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓꎻ Ａｒａｂｉｓ ｐａｎｉｃｕｌａｔａꎻ Ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅꎻ Ｐｈｏｔｏｓｙｓｔｅｍꎻ Ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓꎻ Ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ｐｒｏｔｅｉｎｓ
　 Ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｓ ａ ｃｒｉｔｉｃａｌ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ
ｆａｃｔｏｒ ｔｈａｔ ｌｉｍｉｔｓ ｔｈｅ ｇｅｏｇｒａｐｈｉｃ ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｉｏｎｓ ｏｆ ｗｉｌｄ
ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｐｌａｎｔｓ ｈａｖｅ ｅｖｏｌｖｅｄ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｔｏ ａ￣
ｄａｐｔ ｔｏ ｔｈｉｓ ｔｙｐｅ ｏｆ ｓｔｒｅｓｓ. Ａｌｌ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｃａｎ
ｂｅ ｃｌａｓｓｉｆｉｅｄ ｉｎｔｏ ｔｈｒｅｅ ｌｅｖｅｌｓ: １) ｍｏｒｐｈｏ￣ａｎａｔｏｍｉｃａｌ
ａｎｄ ｐｈｅｎｏｌｏｇｉｃａｌ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓꎻ ２ ) ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｒｅ￣
ｓｐｏｎｓｅｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ａｐｐｒｏｐｒｉａｔｅ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｈｏｔｏ￣
ｓｙｎｔｈｅｓｉｓꎬ ｄｅｃｒｅａｓｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｅｍ￣
ｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅ￣
ｔａｂｏｌｉｔｅｓꎻ ａｎｄ ３) ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｔｈｅ
ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｔｒｅｓｓ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ａｎｄ ａｎｔｉｏｘｉｄａｎｔｓ
(Ｗａｈｉｄ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７). Ｔｈｅ ｐａｒｔｉｃｕｌａｒ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ａ￣
ｄｏｐｔｅｄ ｄｅｐｅｎｄ ｏｎ ｔｈｅ ｓｐｅｃｉｅｓ ｉｔｓｅｌｆ ａｎｄ ｉｔｓ ｅｎｖｉｒｏｎ￣
ｍｅｎｔ. Ｆｏｒ ｅｘａｍｐｌｅｓꎬ ｗｈｅｒｅａｓ ｓｏｍｅ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ ｏｆ ｔｒｏｐｉ￣
ｃａｌ ｃｒｏｐ ｃｈｉｃｋｐｅａ ｈａｖｅ ｈｅａｔ￣ｅｓｃａｐｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ａｓ￣
ｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｅａｒｌｙ ｐｈｅｎｏｌｏｇｙ ａｎｄ ｌｅａｆ ｒｅｆｌｅｃｔａｎｃｅꎬ
ｏｔｈｅｒｓ ｈａｖｅ ｈｅａｔ￣ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｔｈａｔ ｉｎｖｏｌｖｅ
ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ｉｎ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ａｎｄ ｔｈｅ ａｃｃｕｍｕｌａ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰｓ (Ｄｅｖａｓｉｒｖａｔｈａｍ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２). Ｌｏｉｓｅ￣
ｌｅｕｒｉａ ｐｒｏｃｕｍｂｅｎｓꎬ ａ ｔｙｐｉｃａｌ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔꎬ ａｄｊｕｓｔｓ
ｔｈｅ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｉｔｓ ＰＳＩＩ ｃｏｍｐｌｅｘ ｆｏｒ ａ ４􀆰 ８ ℃
ｄｉｕｒｎａｌ ｖａｒｉａｂｉｌｉｔｙ ｉｎ ｉｔｓ ｃａｐａｃｉｔｙ ｔｏ ａｄａｐｔ ｔｏ ｔｈｅ ｆｌｕｃ￣
ｔｕａｔｉｏｎ ｉｎ ｅｘｔｒｅｍｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ( Ｂｒａｕｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００２). Ｐｌａｎｔｓ ｃａｎ ａｌｓｏ ａｄｏｐｔ ｕｎｕｓｕａｌ ａｐｐｒｏａｃｈｅｓ ｔｏ
ａｄａｐｔ ｔｏ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ. Ｓａｕｓｓｕｒｅａ ｍｅｄｕｓａ ａｎｄ Ｓｏｌｍｓ￣
Ｌａｕｂａｃｈｉａ ｌｉｎｅａｒｉｆｏｌｉａ ｃｈａｎｇｅ ｔｈｅｉｒ ｏｖｅｒａｌｌ ｃｏｍｐｏｓｉ￣
ｔｉｏｎ ｒａｔｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｅｍ￣
ｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄｓ ｉｎ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｔｏ ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ａｎｄ ｄｅｃｒｅａｓｅｓ
ｉｎ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ａｎ ａｌｐｉｎｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ ( Ｚｈｅｎｇ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２０１１).
Ａｌｐｉｎｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔｓ ａｒｅ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｒａｎｇｅ
ｏｆ ａｂｉｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓｅｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｌｏｗ ａｎｄ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａ￣
ｔｕｒｅｓꎬ ｅｘｔｒｅｍｅ ｒａｄｉａｔｉｏｎꎬ ｄｒｏｕｇｈｔꎬ ａｎｄ ｎｕｔｒｉｅｎｔ ｄｅｐ￣
ｒｉｖａｔｉｏｎ. Ｌｏｗ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｓ ｇｅｎｅｒａｌｌｙ ａｓｓｕｍｅｄ ｔｏ ｂｅ
ｔｈｅ ｍａｉｎ ｆａｃｔｏｒ ｔｈａｔ ｌｉｍｉｔｓ ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈ ａｎｄ ｄｅｖｅｌｏｐ￣
ｍｅｎｔ ｏｆ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｏｆ ａｌｐｉｎｅ
ｐｌａｎｔｓ ｔｏ ｌｏｗ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ｉｓ ｗｅｌｌ ｄｏｃｕｍｅｎｔｅｄ (Ｋöｒ￣
ｎｅｒꎬ ２００３ꎻ Ｍａｒｑｕｅｚ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６ꎻ Ｍａｒｔｉｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１０ꎻ Ｙａｍｏｒｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００５). Ｏｎ ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ ｈａｎｄꎬ
ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｓ ａｎｏｔｈｅｒ ｆａｃｔｏｒ ｔｈａｔ ｍｉｇｈｔ ｃｏｎ￣
ｓｔｒａｉｎ ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ. Ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ ｗｉｔｈ
ｓｍａｌｌ ｓｔａｔｕｒｅ ｕｓｕａｌｌｙ ｇｒｏｗ ｃｌｏｓｅ ｔｏ ｔｈｅ ｓｏｉｌ ｓｕｒｆａｃｅ
ａｎｄ ａｒｅ ｓｕｒｒｏｕｎｄｅｄ ｂｙ ｂａｒｅ ｓｏｉｌꎬ ｗｈｉｃｈ ｃａｎ ｒｅｄｕｃｅ
ｐｌａｎｔｓ’ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ｃｏｏｌｉｎｇ ｗｉｎｄｓ. Ｍｅａｎｗｈｉｌｅꎬ ｔｈｅ
ｌｏｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｌａｎｔｓ ｏｎ ａ ｓｌｏｐｅ ｔｈａｔ ｆａｖｏｒｓ ｔｈｅ ｏｐｔｉｍａｌ
ｉｎｔｅｒｃｅｐｔｉｏｎ ｏｆ ｓｏｌａｒ ｒａｄｉａｔｉｏｎ ｍｉｇｈｔ ａｌｓｏ ｐｒｏｍｏｔｅ ｉｎ￣
ｃｒｅａｓｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ａｍｂｉｅｎｔ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｔｈｅｙ ｅｘｐｅｒｉｅｎｃｅ
(Ｓａｌｉｓｂｕｒｙ ａｎｄ Ｓｐｏｍｅｒꎬ １９６４ꎻ Ｋöｒｎｅｒ ａｎｄ Ｃｏｃｈｒａｎｅꎬ
１９８３ꎻ Ｋöｒｎｅｒ ａｎｄ Ｌａｒｃｈｅｒꎬ １９８８). Ｔｈｅｓｅ ｆａｃｔｏｒｓ
ｃａｎ ｃａｕｓｅ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ ｔｏ ｓｕｆｆｅｒ ｆｒｏｍ ｈｅａｔ ｄａｍａｇｅ ｉｎ
ｍｉｃｒｏｈａｂｉｔａｔｓ. Ｆｏｒ ｅｘａｍｐｌｅꎬ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｗａｓ
ｆｏｕｎｄ ｔｏ ｒｅａｃｈ ａｓ ｈｉｇｈ ａｓ ８０ ℃ ｉｎ ｓｏｕｔｈ￣ｆａｃｉｎｇ ｂａｒｅ
ａｎｄ ｒａｗ ｈｕｍｕｓ (Ｔｕｒｎｅｒꎬ １９５８). Ｔｈｅ ｄａｙ ａｍｂｉｅｎｔ
ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｃａｎ ｒｅａｃｈ ４０ ℃ ｉｎ ｔｈｅ ａｌｐｉｎｅ ｓｃｒｅｅ ｏｎ
ｔｈｅ Ｈｅｎｇｄｕａｎ Ｍｏｕｎｔａｉｎｓ ( Ｚｈｅｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ ).
Ｔｈｅｒｅｆｏｒｅꎬ ｉｔ ｓｅｅｍｓ ｌｉｋｅｌｙ ｔｈａｔ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ ｈａｖｅ ｄｅ￣
ｖｅｌｏｐｅｄ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｔｏ ｔｏｌｅｒａｔｅ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓꎬ ｃｏｎｓｉｄｅｒｉｎｇ
ｏｆ ｃｏｕｒｓｅ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｃｈａｌｌｅｎｇｅｓ ｐｏｓｅｄ ｂｙ ｌｏｎｇ￣ｔｅｒｍ ｅｘ￣
ｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ｅｘｔｒｅｍｅ ｃｏｌｄ ｅｘｃｅｅｄ ｔｈｏｓｅ ｐｏｓｅｄ ｂｙ ｒｅｌａ￣
ｔｉｖｅｌｙ ｔｒａｎｓｉｅｎｔ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ (Ｋöｒｎ￣
ｅｒꎬ ２００３). Ｏｎｌｙ ａ ｆｅｗ ｒｅｐｏｒｔｓ ｄｅｓｃｒｉｂｅ ｔｈｅ ｈｅａｔ ｔｏｌ￣
ｅｒａｎｃｅ ｏｆ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ. Ｓｏｍｅ ｉｎｔｅｒｅｓｔｉｎｇ ａｎｄ ｉｍｐｏｒ￣
ｔａｎｔ ｑｕｅｓｔｉｏｎｓ ｔｈａｔ ｒｅｍａｉｎ ｃｏｎｃｅｒｎ ｔｈｅ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｔｈａｔ
ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ ｈａｖｅ ａｄｏｐｔｅｄ ｔｏ ｔｏｌｅｒａｔｅ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａ￣
ｔｕｒｅ ａｎｄ ｗｈｅｔｈｅｒ ｔｈｅｓｅ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ａｒｅ ｓａｍｅ ａｓ ｔｈｏｓｅ
ａｄｏｐｔｅｄ ｂｙ ｌｏｗｌａｎｄ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｏｒ ｄｅｓｅｒｔ ｐｌａｎｔｓ.
Ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｍｏｓｔ ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓꎬ
ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｉｓ ｅｘｔｒｅｍｅｌｙ ｓｅｎｓｉｔｉｖｅ ｔｏ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓꎬ
ｗｉｔｈ ｃｏｍｐｌｅｔｅ ｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎ ｏｆ ＰＳＩＩ ｐｏｓｓｉｂｌｅ ｂｅｆｏｒｅ ｏｔｈｅｒ
ｔｙｐｅｓ ｏｆ ｃｅｌｌ ｉｎｊｕｒｙ ｔａｋｅ ｐｌａｃｅ (Ｂｅｒｒｙ ａｎｄ Ｂｊｏｒｋｍａｎꎬ
１９８０). Ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｉｓ ａ ｇｏｏｄ ｉｎｄｉｃａｔｏｒ
ｏｆ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ＰＳＩＩ ｕｎｄｅｒ ｓｔｒｅｓｓ (Ｍａｘｗｅｌｌ ａｎｄ Ｊｏｈｎ￣
ｓｏｎꎬ ２０００ꎻ Ｒｏｈáｃˇｅｋꎬ ２００２). Ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ ｃａｎ ｄｅ￣
ｃｒｅａｓｅ ｔｈｅ ｍａｘｉｍｕｍ ｑｕａｎｔｕｍ ｙｉｅｌｄ ｏｆ ＰＳＩＩ (Ｆｖ / Ｆｍ)
(Ｐｅｔｋｏｖａ ａｎｄ Ｓｔｅｆａｎｏｖꎬ ２００９)ꎬ ｗｉｔｈ Ｆｍ ｐｒｏｖｉｄｉｎｇ
ｃｌｕｅｓ ｔｏ ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄ ｐｌａｎｔｓ ’ ｓｔｒｅｓｓ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ ａｎｄ
４８６　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ Ｆｍ ｒｅｆｌｅｃｔｉｎｇ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｏｆ ｈｅａｔ ｄｉｓｓｉ￣
ｐａｔｉｏｎ (ＮＰＱ) (Ｍａｘｗｅｌｌ ａｎｄ Ｊｏｈｎｓｏｎꎬ ２０００). Ｐｌａｎｔｓ
ｉｎｃｒｅａｓｅ ＮＰＱ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｕｒｉｎｇ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ ｔｏ ｄｉｓｓｉ￣
ｐａｔｅ ｅｘｃｅｓｓ ｅｎｅｒｇｙ ａｎｄ ｔｈｕｓ ｐｒｅｖｅｎｔ ｔｈｅｍ ｆｒｏｍ ｓｕｆ￣
ｆｅｒｉｎｇ ｈｅａｔ ｄａｍａｇｅ (Ｈａｌｄｉｍａｎｎ ａｎｄ Ｆｅｌｌｅｒꎬ ２００４).
Ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ａｒｅ ａｌｓｏ ｓｅｎｓｉｔｉｖｅ ｔｏ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａ￣
ｔｕｒｅｓ ( Ｗａｈｉｄ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７). Ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ ｃａｕｓｅｓ
ｍｅｍｂｒａｎｅ ｄａｍａｇｅ ｂｙ ａｆｆｅｃｔｉｎｇ ｌｉｐｉｄ ｈｙｐｅｒｆｌｕｉｄｉｔｙ
(Ｈａｖａｕｘꎬ １９９８). Ａｌｔｅｒａｔｉｏｎｓ ｉｎ ｌｉｐｉｄ ｆｌｕｉｄｉｔｙ ｃｏｕｌｄ
ｉｎｄｕｃｅ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｐｅｒｍｅａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅｓꎬ
ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄ ｐｅｒｏｘｉｄａｔｉｏｎꎬ ａｎｄ ｅｖｅｎ ａｆｆｅｃｔ ｔｈｅ
ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ (Ｍｅｒｉｇａ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００４ꎻ Ｓａｉｒａｍ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０００ꎻ Ｗａｈｉｄ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７).
Ｒｅｄｕｃｅｄ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ ｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ａｒｅ ａｓｓｏｃｉ￣
ａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ (Ｍｕｒａｋａ￣
ｍｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０００). Ｍｏｓｔ ｒｅｐｏｒｔｓ ｏｆ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ ｄｅ￣
ｓｃｒｉｂｅ ｔｈｅｉｒ ｃｏｌｄ ｔｏｌｅｒａｎｃｅꎻ ｉｎ ｇｅｎｅｒａｌꎬ ｔｈｅ ｍｅｍ￣
ｂｒａｎｅｓ ｏｆ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ ａｒｅ ｍｏｒｅ ｆｌｕｉｄ ｔｈａｎ ｔｈｅｉｒ ｌｏｗ￣
ｌａｎｄ ｃｏｕｎｔｅｒｐａｒｔｓ ａｓ ａ ｒｅｓｕｌｔ ｏｆ ａ ｓｐｅｃｉａｌ ｐｈｏｓｐｈｏｌｉ￣
ｐｉｄ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ｆｏｒｍｅｄ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｌｏｎｇ ｐｅｒｉｏｄ ｏｆ ｃｏｌｄ
ａｃｃｌｉｍａｔｉｏｎ (Ｂｅｃｋꎬ １９９４). Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｐｏｓｓｉｂｉｌｉｔｙ
ｔｈａｔ ｔｈｅ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ａｎｄ ｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉ￣
ｐｉｄｓ ｏｆ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ ｍｉｇｈｔ ｃｈａｎｇｅ ａｆｔｅｒ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ
ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｒｅｍａｉｎｓ ｔｏ ｂｅ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅｄ.
Ｔｈｅ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰｓ ｉｓ ｖｅｒｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｆｏｒ
ｐｌａｎｔ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ. Ｔｈｅ ｍａｊｏｒｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅ
ｍｏｓｔ ａｂｕｎｄａｎｔ ＨＳＰ ｆａｍｉｌｙ ｍｅｍｂｅｒｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ
ＨＳＰ１０１ ａｎｄ ＨＳＰ７０ꎬ ｐｌａｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｒｏｌｅｓ ｉｎ ｒｅｓｏｌ￣
ｖｉｎｇ ｔｈｅ ｐｒｏｂｌｅｍｓ ｃａｕｓｅｄ ｂｙ ｐｒｏｔｅｉｎ ｍｉｓｆｏｌｄｉｎｇ ａｎｄ
ａｇｇｒｅｇａｔｉｏｎ (Ｑｕｅｉｔｓｃｈ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０００). ＨＳＰ１０１ ａｎｄ
ＨＳＰ７０ ａｒｅ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ａｎｄ ｈａｖｅ ｓｉｍｉｌａｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｉｎ
ｍｏｓｔ ｏｒｇａｎｉｓｍｓꎬ ｒａｎｇｉｎｇ ｆｒｏｍ ｅｕｂａｃｔｅｒｉａ ｔｏ ｅｕ￣
ｋａｒｙｏｔｅｓ ( Ｂｏｏｒｓｔｅｉｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９４ꎻ Ｑｕｅｉｔｓｃｈ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０００). ＨＳＰ１０１ ｉｓ ｒｅｑｕｉｒｅｄ ｆｏｒ ｂｏｔｈ ａｃｑｕｉｒｅｄ ｔｈｅｒ￣
ｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ａｎｄ ｂａｓａｌ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｉｎ ｇｅｒｍｉｎａ￣
ｔｉｎｇ ｍａｉｚｅ ｋｅｒｎｅｌｓ ( Ｎｉｅｔｏ￣Ｓｏｔｅｌｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００２ ).
ＨＳＰ１０１ ｗａｓ ａｌｓｏ ｓｈｏｗｎ ｔｏ ｉｍｐｒｏｖｅ ｔｈｅ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ
ＨＳＡ３２ ｉｎ ｏｒｄｅｒ ｔｏ ｐｒｏｌｏｎｇ ｔｈｅ ｄｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｈｅａｔ ａｃｃｌｉ￣
ｍａｔｉｏｎ ｉｎ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ (Ｗｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３). Ｔｈｅ ｉｎ￣
ｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰ７０ ｗａｓ ａｌｓｏ ｓｈｏｗｎ ｔｏ ｉｍｐｒｏｖｅ ｔｈｅ
ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｃｅｌｌｓ ａｎｄ ｔｉｓｓｕｅｓ (Ｓｃｈöｆｆｌ ｅｔ ａｌ.ꎬ
１９９９). Ｌｏｓｓ ｏｆ ＨＳＰ７０ ｒｅｎｄｅｒｓ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｐｌａｎｔｓ ｓｅｎ￣
ｓｉｔｉｖｅ ｔｏ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ (Ｌａｔｉｊｎｈｏｕｗｅｒｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０).
Ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ｃｌａｓｓｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ Ａｒａｂｉｓ ａｎｄ Ａｒａｂｉ￣
ｄｏｐｓｉｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ ｔｈａｔ ｔｈｅｓｅ ｔｗｏ ｇｅｎｅｒａ ａｒｅ ｈｉｇｈｌｙ ｐａ￣
ｒａｐｈｙｌｅｔｉｃ. Ａｒａｂｉｓ ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ( ｏｒ Ａｒａｂｉｓ ａｌｐｉｎｅ ｈｔ￣
ｔｐ: / / ｗｗｗ􀆰 ｅｆｌｏｒａｓ􀆰 ｏｒｇ / ｆｌｏｒａｔａｘｏｎ􀆰 ａｓｐｘ? ｆｌｏｒａ ＿ ｉｄ ＝
２＆ｔａｘｏｎ＿ｉｄ ＝ ２００００９２２９)ꎬ ａ ｍｅｍｂｅｒ ｏｆ ｔｈｅ ｓｉｓｔｅｒ
ｇｒｏｕｐ ｃｌｏｓｅｓｔ ｔｏ ｔｈｅ ｍｏｄｅｌ ｐｌａｎｔ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ
(Ｋｏｃｈ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９９)ꎬ ｉｓ ａ ｔｙｐｉｃａｌ ｐｅｒｅｎｎｉａｌ ａｌｐｉｎｅ
ｐｌａｎｔꎬ ｗｈｉｃｈ ｃａｎ ａｄａｐｔ ｔｏ ｔｈｅ ｐａｃｅ ｏｆ ｒｅｐｅａｔｅｄ ｃｙ￣
ｃｌｅｓ ｂｅｔｗｅｅｎ ｖｅｇｅｔａｔｉｖｅ ａｎｄ ｒｅｐｒｏｄｕｃｔｉｖｅ ｄｅｖｅｌｏｐ￣
ｍｅｎｔ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｃｈａｎｇｉｎｇ ｓｅａｓｏｎｓ (Ｂｏｈｌｅｎｉｕｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００６). Ｉｔｓ ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｔｏ ｗｉｎｔｅｒ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ
ｉｓ ａｇｅ￣ｄｅｐｅｎｄｅｎｔ (Ｂｅｒｇｏｎｚｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３). Ｔｈｅ ｍａ￣
ｘｉｍｕｍ ｄａｙｔｉｍｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｆ ｔｈｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔｓ ｉｎ
ｗｈｉｃｈ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｉｓ ｉｎｄｉｇｅｎｏｕｓ ｅｘｃｅｅｄｓ ３２ ℃ ｄｕｒ￣
ｉｎｇ ｍｏｓｔ ｓｅａｓｏｎｓ (Ｚｈｅｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１). Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓ￣
ｅｎｔ ｓｔｕｄｙꎬ ｗｅ ｕｓｅｄ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｓ ａ ｅｘａｍｐｌｅ ｔｏ ｉｎ￣
ｖｅｓｔｉｇａｔｅ ｔｈｅ ｈｅａｔ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ. Ｗｅ
ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｅｄ ｔｈｅ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｓｐｅｃｉｅｓ ｂｙ
ｃｏｍｐａｒｉｎｇ ｔｈｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ ｏｆ ＰＳＩＩꎬ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｉｎｊｕｒｙꎬ
ｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓꎬ ａｎｄ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ａｂｕｎ￣
ｄａｎｃｅｓ ｏｆ ＨＳＰ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｂｅｔｗｅｅｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｏｕｒ ｆｉｎｄｉｎｇｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ
ｅｘｈｉｂｉｔｅｄ ｓｙｓｔｅｍｉｃ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ.
１　 Ｍａｔｅｒｉａｌｓ ａｎｄ ｍｅｔｈｏｄｓ
１􀆰 １　 Ｐｌａｎｔ ｍａｔｅｒｉａｌｓ ａｎｄ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ
Ａｒａｂｉｓ ａｌｐｉｎａ ｈａｓ ａ ｗｉｄｅ ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｉｏｎꎬ ｃｏｖｅｒｉｎｇ
ａｌｌ Ｅｕｒｏｐｅａｎ ｍｏｕｎｔａｉｎ ｓｙｓｔｅｍｓꎬ ｔｈｅ Ｃａｎａｒｙ Ｉｓｌａｎｄｓꎬ
Ｎｏｒｔｈ Ａｆｒｉｃａꎬ ｔｈｅ ｈｉｇｈ ｍｏｕｎｔａｉｎｓ ｏｆ Ｅａｓｔ Ａｆｒｉｃａ ａｎｄ
Ｅｔｈｉｏｐｉａꎬ ｔｈｅ Ａｒａｂｉａｎ Ｐｅｎｉｎｓｕｌａ ａｎｄ ｍｏｕｎｔａｉｎ ｒａｎ￣
ｇｅｓ ｏｆ Ｃｅｎｔｒａｌ Ａｓｉａ ｉｎ Ｉｒａｎ ａｎｄ Ｉｒａｑ (Ｋｏｃｈ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００６). Ａ. ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｉｓ ｓｙｎｏｎｙｍｏｕｓ ｗｉｔｈ Ａ. ａｌｐｉｎａꎬ
ｗｈｉｃｈ ｇｒｏｗｓ ｉｎ Ｙｕｌｏｎｇ Ｓｎｏｗ Ｍｏｕｎｔａｉｎ ｉｎ Ｌｉｊｉａｎｇꎬ
Ｙｕｎｎａｎ Ｐｒｏｖｉｎｃｅꎬ Ｃｈｉｎａ. Ｓｅｅｄｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ
ｗｅｒｅ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ｆｒｏｍ Ｙｕｌｏｎｇ Ｓｎｏｗ Ｍｏｕｎｔａｉｎ. Ｓｅｅｄｓ ｏｆ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ( Ｃｏｌｕｍｂｉａ ｅｃｏｔｙｐｅ)
ｗｅｒｅ ｓｏｗｎ ａｎｄ ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｇｒｏｗｎ ｓｉｄｅ￣ｂｙ￣ｓｉｄｅ ｕｎｄｅｒ
ａｌｌ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｔｅｓｔｅｄ. Ｆｏｒ ｔｈｅ ｐｌａｔｅ￣ｇｒｏｗｎ
ｐｌａｎｔｓꎬ ｓｕｒｆａｃｅ￣ｓｔｅｒｉｌｉｓｅｄ ｓｅｅｄｓ ｗｅｒｅ ｓｏｗｎ ｏｎ ｓｏｌｉｄｉ￣
ｆｉｅｄ Ｍｕｒａｓｈｉｇｅ ａｎｄ Ｓｋｏｏｇ ｍｅｄｉｕｍ ｔｈａｔ ｃｏｎｔａｉｎｅｄ １％
ｓｕｃｒｏｓｅ. Ｔｈｅ ｐｌａｔｅｓ ｗｉｔｈ ｓｅｅｄｓ ｗｅｒｅ ｐｕｔ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ
５８６６期　 　 　 ＴＡＮＧ Ｔｉｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ Ｅｘｔｒｅｍｅｌｙ Ｈｉｇｈ Ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ａｎ Ａｌｐｉｎｅ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ: Ｓｙｓｔｅｍｉｃ 􀆺　 　 　 　
ａｔ ４ ℃ ｆｏｒ ５ ｄ ａｎｄ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ａ ｇｒｏｗｔｈ ｃｈａｍｂｅｒ ａｔ
２２ ℃ ｕｎｄｅｒ １２０ μｍｏｌ ｍ－２ ｓ－１ ｌｉｇｈｔ ｆｏｒ ９ ｄ. Ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ
ｏｆ ｔｗｏ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｔ ｔｈｉｓ ａｇｅ ｓｈｏｗｅｄ ｉｄｅｎｔｉｃａｌ ｒａｔｅｓ ｏｆ
ｇｒｏｗｔｈ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃｓ ａｎｄ ｓｉｚｅꎬ ａｎｄ ｗｅｒｅ ｕｓｅｄ ｔｏ ａｓ￣
ｓａｙ ｂｏｔｈ ｂａｓａｌ ａｎｄ ａｃｑｕｉｒｅｄ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ. Ｐｌａｔｅｓ
ｗｉｔｈ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｗｅｒｅ ｅｘｐｏｓｅｄ ｔｏ ４５ ℃ ｆｏｒ ３ ｈ ｉｎ ｔｈｅ
ｄａｒｋ (Ｌｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１)ꎬ ｗｈｉｃｈ ｗａｓ １００％ ｌｅｔｈａｌ ｆｏｒ
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｌｅｆｔ ａｔ ｒｏｏｍ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｗｉｔｈ
ｌｏｗ ｌｉｇｈｔ (２２ ℃ꎬ ４ μｍｏｌ ｍ－２ ｓ－１) ｆｏｒ ｒｅｃｏｖｅｒｙ (Ｇａｏ
ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９８). Ｆｏｒ ｔｈｅ ｓｏｉｌ￣ｇｒｏｗｎ ｐｌａｎｔｓꎬ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ
ｇｒｏｗｎ ｉｎ ｓｏｉｌ ａｔ ２２ ℃ ｕｎｄｅｒ １２０ μｍｏｌ ｍ－２ ｓ－１ ｌｉｇｈｔ
ｆｏｒ ａｂｏｕｔ ４ ｏｒ ６ ｗｅｅｋｓ ｈａｄ ｓｉｍｉｌａｒｌｙ ｓｉｚｅｄ ｒｏｓｅｔｔｅｓ ｉｎ
ｔｈｅ ｔｗｏ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ５０ ℃ ｏｒ ５２ ℃ ｆｏｒ ２ ｈ
ｃａｕｓｅｄ １００％ ｌｅｔｈａｌｉｔｙ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｐｌａｎｔｓ ｏｆ ｔｈｉｓ
ａｇｅ. Ｆｏｒ ｔｈｅ ａｃｑｕｉｒｅｄ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｔｅｓｔꎬ ｔｈｅ ｓｅｅｄ￣
ｌｉｎｇｓ ｗｅｒｅ ｔｒｅａｔｅｄ ａｔ ３７ ℃ ｆｏｒ ２ ｈꎬ ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｂｙ ａ １ ｈ
ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ２２ ℃ꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ａ ｍｉｎｏｒ ａｌｔｅｒａｔｉｏｎ ｏｆ ａ
ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ( Ｌａｒｋｉｎｄａｌｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００５). Ｔｈｅｒｅａｆｔｅｒꎬ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｍｏｒｅ ｓｅｖｅｒｅ ｈｅａｔ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔｓ ｗｅｒｅ ａｓｓｅｓｓｅｄ. Ｅａｃｈ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｗａｓ ｐｅｒ￣
ｆｏｒｍｅｄ ａｔ ｌｅａｓｔ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ.
１􀆰 ２　 Ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔ ｏｆ ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ
Ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔ ｏｆ ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｂｅｆｏｒｅ
ａｎｄ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔｓ ｗａｓ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｕｓｉｎｇ ａｎ ＩＭ￣
ＡＧＩＮＧ￣ＰＡＭ ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｏｍｅｔｅｒ ａｎｄ ｔｈｅ Ｉｍａ￣
ｇｉｎｇ Ｗｉｎ ｓｏｆｔｗａｒｅ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ( Ｗａｌｚꎻ Ｅｆｆｅｌｔｒｉｃｈꎬ
Ｇｅｒｍａｎｙ)ꎬ ａｓ ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ (Ｗｏｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００８). Ａ ｄａｒｋ￣ｌｉｇｈｔ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｃｕｒｖｅ ｗａｓ ｇｅｎｅｒａｔｅｄ
ｔｏ ａｓｓｅｓｓ ｔｈｅ ｃａｐａｃｉｔｙ ｔｏ ａｄａｐｔ ｔｏ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ
ｏｆ ｌｉｇｈｔ ａｎｄ ｄａｒｋｎｅｓｓ. Ａｆｔｅｒ ２０ ｍｉｎ ｏｆ ｄａｒｋ ａｄａｐｔａ￣
ｔｉｏｎꎬ ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｓｕｂｊｅｃｔｅｄ ｔｏ ａ ｓａｔｕｒａｔｉｎｇ ｐｕｌｓｅ
(>１ ８００ μｍｏｌ ｐｈｏｔｏｎｓ ｍ－２ ｓ－１)ꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｍｉｎｉｍａｌ
ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ (Ｆ０)ꎬ ｔｈｅ ｍａｘｉｍａｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ (Ｆｍ)
ａｎｄ Ｆｖ / Ｆｍ ｒａｔｉｏ ｗｅｒｅ ｔｈｅｎ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ. Ｆａｌｓｅ￣ｃｏｌｏｕｒ
ｉｍａｇｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｆｖ / Ｆｍ ｐａｒａｍｅｔｅｒ ｔｈａｔ ｗｅｒｅ ｃａｐｔｕｒｅｄ ｕ￣
ｓｉｎｇ ｔｈｅ Ｉｍａｇｉｎｇ Ｗｉｎ ｓｏｆｔｗａｒｅ ａｒｅ ｓｈｏｗｎ (Ｗｏｏ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２００８). Ｔｈｉｓ ｗａｓ ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｂｙ ａ ４０￣ｓｅｃｏｎｄ ｅｘｐｏ￣
ｓｕｒｅ ｔｏ ｄａｒｋｎｅｓｓꎬ ａｎｄ ｔｈｅｎ ６ ｍｉｎｕｔｅｓ ｏｆ ａｃｔｉｎｉｃ ｉｌｌｕ￣
ｍｉｎａｔｉｏｎ (１１１ μｍｏｌ ｐｈｏｔｏｎｓ ｍ－２ ｓ－１)ꎬ ｗｉｔｈ ｓａｔｕｒａ￣
ｔｉｎｇ ｆｌａｓｈｅｓ ｄｅｌｉｖｅｒｅｄ ａｔ ２０￣ｓｅｃｏｎｄ ｉｎｔｅｒｖａｌｓ. Ｔｈｅ ａｃ￣
ｔｉｎｉｃ ｉｎｔｅｎｓｉｔｙ ｓｉｍｕｌａｔｅｄ ｇｒｏｗｔｈ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ. Ｔｈｅ ａｃｔｕ￣
ａｌ ｑｕａｎｔｕｍ ｙｉｅｌｄ ｏｆ ＰＳＩＩ ｐｈｏｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ [Ｙ( ＩＩ)]ꎬ
ｔｈｅ ｙｉｅｌｄ ｏｆ ｎｏｎ￣ｒｅｇｕｌａｔｅｄ ｅｎｅｒｇｙ ｄｉｓｓｉｐａｔｉｏｎ [ Ｙ
(ＮＯ)]ꎬ ｔｈｅ ｙｉｅｌｄ ｏｆ ｒｅｇｕｌａｔｅｄ ｅｎｅｒｇｙ ｄｉｓｓｉｐａｔｉｏｎ [Ｙ
(ＮＰＱ)] ａｎｄ ａｎ ｅｓｔｉｍａｔｅ ｏｆ ｔｈｅ ｆｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ＰＳＩＩ ｃｅｎ￣
ｔｅｒｓ ｔｈａｔ ａｒｅ ｏｐｅｎ (ｑＬ) ｗｅｒｅ ｏｂｔａｉｎｅｄ ａｆｔｅｒ ａｌｌｏｗｉｎｇ
ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ ｔｈｅ ｌｉｇｈｔ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｆｏｒ ６ ｍｉｎｕｔｅｓ ｐｒｉｏｒ
ｔｏ ｔａｋｉｎｇ ｔｈｅ ｆｉｎａｌ ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔｓ.
１􀆰 ３　 Ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ｉｏｎ ｌｅａｋａｇｅ
Ｉｏｎ ｌｅａｋａｇｅ ｆｒｏｍ ｌｅａｖｅｓ ｗａｓ ｍｅａｓｕｒｅｄ ｂｙ ｓｌｉｇｈｔ
ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｍｅｔｈｏｄ (Ｗｅｌｔｉ
ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００２). Ｌｅａｖｅｓ ｗｅｒｅ ｈａｒｖｅｓｔｅｄ ｂｏｔｈ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔ (５０ ℃ ｆｏｒ ２ ｈ) ａｎｄ ａｆｔｅｒ ａ ３ ｄ￣ｒｅｃｏｖｅｒｙ
ｐｅｒｉｏｄ ａｔ ２２ ℃ ｆｏｌｌｏｗｅｄ ｔｈｅ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ｄｅｉｏｎｉｓｅｄ
ｗａｔｅｒ ｗａｓ ａｄｄｅｄꎬ ａｎｄ ｃｏｎｄｕｃｔａｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｗａｔｅｒ ｗａｓ
ｍｅａｓｕｒｅｄ ａｆｔｅｒ ｇｅｎｔｌｅ ｒｏｃｋｉｎｇ ａｔ ２２ ℃ ｆｏｒ ３ ｈ. Ｔｈｅ ｉ￣
ｏｎｉｃ ｓｔｒｅｎｇｔｈ ｏｆ ｔｈｅ ｗａｔｅｒ ｗａｓ ｍｅａｓｕｒｅｄ ａｆｔｅｒ ｔｈｅ ｓｏ￣
ｌｕｔｉｏｎ ｈａｄ ｂｅｅｎ ｂｏｉｌｅｄ ｉｎ ａ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ａｔ １００ ℃ ｆｏｒ
３０ ｍｉｎｕｔｅｓ ａｎｄ ｃｏｏｌｅｄ ｔｏ ２２ ℃ . Ｌｅａｋｅｄ ｉｏｎｓ ｗｅｒｅ
ｃａｌｃｕｌａｔｅｄ ａｓ ｔｈｅ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ ｔｈｅ ｉｎｉｔｉａｌ ｃｏｎｄｕｃｔｉｖｉ￣
ｔｙ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｔｏ ｔｈｅ ｆｉｎａｌ ｃｏｎｄｕｃｔｉｖｉｔｙ.
１􀆰 ４　 Ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ｌｉｐｉｄ ｐｅｒｏｘｉｄａｔｉｏｎ
Ｗｅ ｕｓｅｄ ｔｈｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ＭＤＡ ａｓ ａｎ ｉｎｄｉｃａｔｏｒ ｏｆ
ｔｈｅ ｌｉｐｉｄ ｐｅｒｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｉｎ ｌｅａｖｅｓ. Ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ＭＤＡ ｗｅｒｅ
ｍｅａｓｕｒｅｄ ｂｙ ｍｉｎｏｒ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ ｄｅ￣
ｓｃｒｉｂｅｄ ｍｅｔｈｏｄ (Ｍｉｓｈｒａ ａｎｄ Ｓｉｎｇｈａｌꎬ １９９２). Ｌｅａｖ￣
ｅｓ ｗｅｒｅ ｓａｍｐｌｅｄ ｂｏｔｈ ａｆｔｅｒ ２ ｈ ｏｆ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ５２ ℃
ａｎｄ ａｆｔｅｒ ａ ２ ｄ￣ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｐｅｒｉｏｄ ａｔ ２２ ℃ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｔｈｅ
ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ｌｅａｆ ｓａｍｐｌｅｓ ｗｅｒｅ ｇｒｏｕｎｄ ｕｎｄｅｒ ｌｉ￣
ｑｕｉｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎꎬ ｈｏｍｏｇｅｎｉｓｅｄ ｉｎ ５ ｍＬ ｏｆ １０％ ｔｒｉｃｈｌｏ￣
ｒｏａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ (ＴＣＡ) ａｎｄ ｃｅｎｔｒｉｆｕｇｅｄ ａｔ ６ ０００ ｒ􀅰ｍｉｎ－１
ｆｏｒ １０ ｍｉｎｕｔｅｓ. Ａｆｔｅｒ ｍｉｘｉｎｇ １ ｍＬ ｏｆ ｔｈｅ ｓｕｐｅｒｎａｔａｎｔ
ｗｉｔｈ １ ｍＬ ｏｆ ｔｈｉｏｂａｒｂｉｔｕｒｉｃ ａｃｉｄ ｓｏｌｕｔｉｏｎ (０􀆰 ６％ ｉｎ
１０％ ＴＣＡ)ꎬ ｔｈｅ ｍｉｘｔｕｒｅ ｗａｓ ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ａｔ ９５ ℃ ｆｏｒ
２０ ｍｉｎｕｔｅｓꎬ ｑｕｉｃｋｌｙ ｃｏｏｌｅｄ ｉｎ ａｎ ｉｃｅ ｂａｔｈꎬ ａｎｄ ｔｈｅｎ
ｃｅｎｔｒｉｆｕｇｅｄ ａｔ ６ ０００ ｒ􀅰ｍｉｎ－１ ｆｏｒ １０ ｍｉｎｕｔｅｓ. Ｔｈｅ ａｂ￣
ｓｏｒｂａｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｓｕｐｅｒｎａｔａｎｔ ｗａｓ ｍｅａｓｕｒｅｄ ａｔ ４５０ ｎｍꎬ
５３２ ｎｍꎬ ａｎｄ ６００ ｎｍ. Ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ＭＤＡ ｗａｓ
ｃａｌｃｕｌａｔｅｄ ａｓ ｆｏｌｌｏｗｓ: ６􀆰 ４５× (Ａ５３２－Ａ６００)－０􀆰 ５６×
Ａ４５０.
１􀆰 ５　 Ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ ａｎａｌｙｓｉｓ
Ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ ａｎａｌｙｓｉｓ ｗａｓ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ａｓ ｄｅｓｃｒｉｂｅｄ
ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙꎬ ｗｉｔｈ ｍｉｎｏｒ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎｓ ( Ｍｉｑｕｅｌ ａｎｄ
Ｂｒｏｗｓｅꎬ １９９２). Ｉｎｉｔｉａｌｌｙꎬ ５００ ｍｇ ｏｆ ｌｅａｖｅｓ ｗａｓ ｇｒｏｕｎｄ
６８６　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
ｕｎｄｅｒ ｌｉｑｕｉｄ ｎｉｔｒｏｇｅｎꎬ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ａ ｃｅｎｔｒｉｆｕｇｅ
ｔｕｂｅ ｗｉｔｈ ５ ｍＬ ｏｆ ｃｈｌｏｒｏｆｏｒｍ / ｍｅｔｈａｎｏｌ / ｆｏｒｍｉｃ ａｃｉｄ
(１０ ∶ １０ ∶ １ꎬ ｂｙ ｖｏｌｕｍｅ)ꎬ ａｎｄ ｓｔｏｒｅｄ ｏｖｅｒｎｉｇｈｔ ａｔ
－２０ ℃ . Ａｆｔｅｒ ｃｅｎｔｒｉｆｕｇａｔｉｏｎ ａｔ ６ ０００ ｒ􀅰ｍｉｎ－１ ｆｏｒ １０
ｍｉｎｕｔｅｓꎬ ｔｈｅ ｓｕｐｅｒｎａｔａｎｔ ｗａｓ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ａ ｎｅｗ
ｇｌａｓｓ ｔｕｂｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｐｒｅｃｉｐｉｔａｔｅ ｗａｓ ｒｅ￣ｅｘｔｒａｃｔｅｄ ｕｓｉｎｇ
２􀆰 ２ ｍＬ ｏｆ ｃｈｌｏｒｏｆｏｒｍ / ｍｅｔｈａｎｏｌ / ｗａｔｅｒ (５ ∶ ５ ∶ １ꎬ ｂｙ
ｖｏｌｕｍｅ). Ｔｈｅ ｔｗｏ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ｃｏｍｂｉｎｅｄ ａｎｄ ｔｈｅ
ｃｏｍｂｉｎａｔｉｏｎ ｗａｓ ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ３ ｍＬ ｏｆ ０􀆰 ２
ｍｏｌ􀅰Ｌ－１ Ｈ３ ＰＯ４ / １ ｍｏｌ􀅰Ｌ
－１ ＫＣｌ ｂｅｆｏｒｅ ｖｏｒｔｅｘｉｎｇ.
Ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔｌｙꎬ ｔｈｅ ｓｕｐｅｒｎａｔａｎｔ ｗａｓ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ａ
ｎｅｗ ｇｌａｓｓ ｔｕｂｅꎬ ｔｈｅ ｃｈｌｏｒｏｆｏｒｍ ｐｈａｓｅ ｗａｓ ｄｒｉｅｄ ｗｉｔｈ
Ｎ２ ａｎｄ ｔｈｅ ｒｅｍａｉｎｄｅｒ ｗａｓ ｄｉｓｓｏｌｖｅｄ ｉｎ ０􀆰 ２５ ｍＬ ｏｆ
ｃｈｌｏｒｏｆｏｒｍ. Ｗｅ ｔｈｅｎ ａｄｄｅｄ ０􀆰 ２５ ｍＬ ｏｆ ｔｏｌｕｅｎｅ
(ｗｉｔｈ ５０ μｇ ｏｆ ｔｒｉｈｅｐｔａｄｅｃａｎｏｉｎ) ａｎｄ １ ｍＬ ｏｆ ２􀆰 ５％
Ｈ２ＳＯ４ ｉｎ ｍｅｔｈａｎｏｌꎬ ｋｅｅｐｉｎｇ ｔｈｅ ｓａｍｐｌｅ ａｔ ８０ ℃ ｉｎ
ａ ｗａｔｅｒ ｂａｔｈ ｆｏｒ ９０ ｍｉｎ. Ｔｈｅ ｓａｍｐｌｅ ｗａｓ ｔｈｅｎ ｅｘｔｒａｃ￣
ｔｅｄ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ ｗｉｔｈ １􀆰 ５ ｍＬ ｏｆ ０􀆰 ９％ ＮａＣｌ ａｎｄ １ ｍＬ
ｏｆ ｈｅｘａｎｅ. Ｔｈｅ ｏｒｇａｎｉｃ ｐｈａｓｅｓ ｆｒｏｍ ｅａｃｈ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ
ｗｅｒｅ ｃｏｍｂｉｎｅｄ ａｎｄ ｄｒｉｅｄ ｕｎｄｅｒ Ｎ２ꎬ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｄｉｓ￣
ｓｏｌｖｅｄ ｉｎ ０􀆰 ４ ｍＬ ｏｆ ｈｅｘａｎｅ ｆｏｒ ａｎａｌｙｓｉｓ ｂｙ ｇａｓ ｃｈｒｏ￣
ｍａｔｏｇｒａｐｈｙ.
１􀆰 ６　 Ｐｒｏｔｅｉｎ ｅｘｔｒａｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｉｍｍｕｎｏｂｌｏｔｔｉｎｇ ｏｆ
ＨＳＰｓ
Ｔｏｔａｌ ｐｒｏｔｅｉｎ ｗａｓ ｉｓｏｌａｔｅｄ ｕｓｉｎｇ ａ ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ ｄｅ￣
ｓｃｒｉｂｅｄ ｐｒｏｃｅｄｕｒｅ ( Ｆａｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９７). Ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ
ｗｅｒｅ ｇｒｏｕｎｄ ｉｎ ｈｏｍｏｇｅｎｉｚａｔｉｏｎ ｂｕｆｆｅｒ ｕｓｉｎｇ ａ ｐｅｓｔｌｅ
(５０ ｍｍｏｌ􀅰Ｌ－１ Ｔｒｉｓ￣ＨＣｌꎬ ｐＨ ７􀆰 ５ꎻ １０ ｍｍｏｌ􀅰Ｌ－１
ＫＣｌꎬ １ ｍｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ＥＤＴＡꎬ ０􀆰 ５ ｍｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｐｈｅｎｙｌｍ￣
ｅｔｈｙｌｓｕｌｆｏｎｙｌ ｆｌｕｏｒｉｄｅꎬ ａｎｄ ２ ｍｍｏｌ􀅰Ｌ－１ ｄｉｔｈｉｏｔｈｒｅｉ￣
ｔｏｌ) ｉｎ ｐｒｅｃｏｏｌｅｄ ｍｏｒｔａｒ ｔｈａｔ ｗａｓ ｋｅｐｔ ｏｎ ｉｃｅ. Ｔｈｅ ｈｏ￣
ｍｏｇｅｎａｔｅ ｗａｓ ｃｅｎｔｒｉｆｕｇｅｄ ｆｏｒ １０ ｍｉｎ ａｔ ７ ０００ ｒ􀅰ｍｉｎ－１
ａｔ ４ ℃ . Ｐｒｏｔｅｉｎ ｃｏｎｔｅｎｔｓ ｉｎ ｔｈｅ ｓｕｐｅｒｎａｔａｎｔｓ ｗｅｒｅ
ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｕｓｉｎｇ ａ ｄｙｅ￣ｂｉｎｄｉｎｇ ａｓｓａｙ ｗｉｔｈ Ｃｏｏｍａｓｓ￣
ｉｅ Ｂｒｉｌｌｉａｎｔ Ｂｌｕｅ ａｔ ５９５ ｎｍ. Ｔｈｅ ｓａｍｅ ａｍｏｕｎｔ ｏｆ ｓｕ￣
ｐｅｒｎａｔａｎｔ ｐｒｏｔｅｉｎ ｆｒｏｍ ｅａｃｈ ｓａｍｐｌｅ ｗａｓ ｓｅｐａｒａｔｅｄ ｂｙ
ｓｏｄｉｕｍ ｄｏｄｅｃｙｌ ｓｕｌｆａｔｅ ｐｏｌｙａｃｒｙｌａｍｉｄｅ ｇｅｌ ｅｌｅｃｔｒｏ￣
ｐｈｏｒｅｓｉｓ ａｎａｌｙｓｉｓ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｏｎｔｏ ｐｏｌｙｖｉｎｙｌ￣
ｉｄｅｎｅ ｄｉｆｌｕｏｒｉｄｅ ｆｉｌｔｅｒｓ. Ｔｈｅ ｆｉｌｔｅｒｓ ｗｅｒｅ ｆｉｒｓｔ ｐｒｏｂｅｄ
ｗｉｔｈ ＨＳＰ１０１￣ ｏｒ ＨＳＰ７０￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ａｎｔｉｂｏｄｉｅｓꎬ ａｎｄ
ｔｈｅｎ ｉｎｃｕｂａｔｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ａｎｔｉｂｏｄｙ ｃｏｎｊｕｇａｔｅｄ
ｔｏ ａｌｋａｌｉｎｅ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ. ＨＳＰｓ ｗｅｒｅ ｖｉｓｕａｌｉｓｅｄ ｂｙ
ｓｔａｉｎｉｎｇ ｔｈｅ ｂｌｏｔ ｆｏｒ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ. Ｇｉｖｅｎ ｔｈｅ
ｈｉｇｈ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｃｏｎｓｉｓｔ￣
ｅｎｔ ｓｉｚｅｓ ｏｆ ＨＳＰｓꎬ ｔｈｅ ＨＳＰ ｐｒｏｆｉｌｅｓ ｗｅｒｅ ｃｏｍｐａｒａｂｌｅ
ａｃｒｏｓｓ ｔｈｅｓｅ ｔｗｏ ｒｅｌａｔｅｄ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｅａｃｈ ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔ
ｗａｓ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｉｎｄｅｐｅｎｄｅｎｔｌｙ ａｔ ｌｅａｓｔ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ.
１􀆰 ７　 Ｄａｔａ ｐｒｏｃｅｓｓｉｎｇ
Ｔｈｅ ｄａｔａ ｗｅｒｅ ｓｕｂｊｅｃｔｅｄ ｔｏ ｏｎｅ￣ｗａｙ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ
ｖａｒｉａｎｃｅ (ＡＮＯＶＡ) ａｎａｌｙｓｉｓ ｗｉｔｈ ＳＰＳＳ １９􀆰 ０. Ｓｔａ￣
ｔｉｓｔｉｃａｌ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｃｅ ｗａｓ ｔｅｓｔｅｄ ｂｙ Ｆｉｓｈｅｒ’ｓ ｌｅａｓｔ ｓｉｇ￣
ｎｉｆｉｃａｎｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅ (ＬＳＤ) ｍｅｔｈｏｄ. Ｔｈｅ ｄｏｕｂｌｅ￣ｂｏｎｄ
ｉｎｄｅｘ (ＤＢＩ) ｗａｓ ｃａｌｃｕｌａｔｅｄ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｆｏｒ￣
ｍｕｌａ: ＤＢＩ ＝ ( ∑ [ Ｎ × ｍｏｌ％ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ ]) / １００ꎬ
ｗｈｅｒｅ Ｎ ｉｓ ｔｈｅ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｄｏｕｂｌｅ ｂｏｎｄｓ ｉｎ ｅａｃｈ ｆａｔｔｙ
ａｃｉｄ ｍｏｌｅｃｕｌｅ (Ｚｈｅｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１).
２　 Ｒｅｓｕｌｔｓ
２􀆰 １　 Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｓｈｏｗｅｄ ｓｔｒｏｎｇ ｂａｓａｌ ａｎｄ ａｃ￣
ｑｕｉｒｅｄ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｕｎｄｅｒ ｈｉｇｈ￣ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ
ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ
Ｗｅ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｔｈｅ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ａｌｐｉｎｅ
ｐｌａｎｔ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｗｉｔｈ ｔｈａｔ ｏｆ ｉｔｓ ｒｅｌａｔｉｖｅꎬ ｔｈｅ ｍｏｄ￣
ｅｌ ｐｌａｎｔ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ａｔ ５２ ℃ ｆｏｒ
２ ｈ. Ｗｅ ｆｏｕｎｄ ｔｈａｔ ｗｈｅｒｅａｓ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａ￣
ｔａ ｗｉｔｈｅｒｅｄ ｓｌｉｇｈｔｌｙ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋꎬ ｒｅｃｏｖｅｒｅｄ ａｆｔｅｒ
３ ｄꎬ ａｎｄ ｇｒｅｗ ｎｏｒｍａｌｌｙ ａｆｔｅｒ １０ ｄꎬ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｗｉｔｈ￣
ｅｒｅｄ ｓｕｂｓｔａｎｔｉａｌｌｙ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ａｎｄ ｃｏｕｌｄ ｎｏｔ ｒｅ￣
ｃｏｖｅｒ ａｆｔｅｒ １０ ｄ ( Ｆｉｇ􀆰 １Ａ). Ｉｎ ｏｒｄｅｒ ｔｏ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅ
ｔｈｅ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ａｃｔｉｖｉｔｉｅｓ ｕｎｄｅｒ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓꎬ ｗｅ
ｃｏｍｐａｒｅｄ ｔｈｅ Ｆｖ / Ｆｍ ｒａｔｉｏｓ ｏｆ ｔｈｅ ｔｗｏ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ａｓ
ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 １Ｂꎬ Ｆｖ / Ｆｍ ｏｆ ｂｏｔｈ ｐｌａｎｔｓ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ
ｄｒａｍａｔｉｃａｌｌｙ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋꎬ ａｎｄ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｔｏ ａｌ￣
ｍｏｓｔ ｚｅｒｏ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｗｈｅｒｅａｓ ｔｈｅ Ｆｖ / Ｆｍ ｃｏｕｌｄ
ｒｅｃｏｖｅｒ ｔｏ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ￣ｔｒｅａｔｅｄ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ２２ ℃ꎬ ａ
ｓｉｍｉｌａｒ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｏｆ Ｆｖ / Ｆｍ ｗａｓ ｎｏｔ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈ￣
ａｌｉａｎａ (Ｆｉｇ􀆰 １Ｂ). Ｍｏｒｅｏｖｅｒꎬ ｗｅ ｆｏｕｎｄ ｔｈａｔ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃ￣
ｕｌａｔａ ｗａｓ ｍｏｒｅ ｔｏｌｅｒａｎｔ ｔｈａｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ａｆｔｅｒ ａ ２ ｈ
ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ５２ ℃ ａｆｔｅｒ ａ ２ ｈ ｐｒｅｔｒｅａｔｍｅｎｔ ａｔ ３７ ℃
(Ｆｉｇ􀆰 １Ｃ). Ｔｈｅ Ｆｖ / Ｆｍ ｒａｔｉｏ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｗａｓ ａｌｓｏ
ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｆ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｐｅｒｉｏｄ ｏｆ
ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ｈｅａｔ ( Ｆｉｇ􀆰 １Ｄ). Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ
ｔｈａｔ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｗａｓ ｍａｒｋｅｄｌｙ ｓｕｐｅｒｉｏｒ ｔｏ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ
７８６６期　 　 　 ＴＡＮＧ Ｔｉｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ Ｅｘｔｒｅｍｅｌｙ Ｈｉｇｈ Ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ａｎ Ａｌｐｉｎｅ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ: Ｓｙｓｔｅｍｉｃ 􀆺　 　 　 　
Ｆｉｇ􀆰 １　 Ｐｈｅｎｏｔｙｐｅｓ ａｎｄ ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｉｍａｇｉｎｇ ｏｆ ｓｏｉｌ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｐｌａｎｔｓ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｗｉｔｈ ａｎｄ ｗｉｔｈｏｕｔ ａｃｃｌｉｍａｔｉｏｎ
Ａ. Ｐｈｏｔｏｇｒａｐｈｓ ｔａｋｅｎ ｏｆ ｓｉｘ￣ｗｅｅｋ￣ｏｌｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ (ｕｐｐｅｒ ｌｉｎｅ) ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ (ｌｏｗｅｒ ｌｉｎｅ) ｂｅｆｏｒｅ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ (Ｃｏｎ￣
ｔｒｏｌ)ꎬ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ (ＨＳꎬ ５２ ℃ ｆｏｒ ２ ｈ)ꎬ ａｎｄ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｆｏｒ ３ ｄ (Ｒ３ ｄ) ａｎｄ １０ ｄ (Ｒ１０ ｄ)ꎻ Ｂ. Ｆａｌｓｅ￣ｃｏｌｏｕｒ ｉｍａｇｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｆｖ / Ｆｍ ｐａ￣
ｒａｍｅｔｅｒ ａｆｔｅｒ ｄｉｒｅｃｔ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ｉｍａｇｅｓ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔ ｔｈｅ ｍａｘｉｍｕｍ ｑｕａｎｔｕｍ ｙｉｅｌｄ ｏｆ ＰＳＩＩ (Ｆｖ / Ｆｍ)ꎻ Ｃ. Ｐｈｏｔｏｇｒａｐｈｓ ｔａｋｅｎ ｏｆ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｏｆ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ (ｕｐｐｅｒ ｌｉｎｅ) ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ (ｌｏｗｅｒ ｌｉｎｅ) ｂｅｆｏｒｅ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ (Ｃｏｎｔｒｏｌ)ꎬ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ｗｉｔｈ ａｃｃｌｉｍａｔｉｏｎ (ＨＳꎬ ３７ ℃
ｆｏｒ ２ ｈꎬ ｔｈｅｎ ５２ ℃ ｆｏｒ ２ ｈ)ꎬ ａｎｄ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｆｏｒ ３ ｄ (Ｒ３ ｄ) ａｎｄ １０ ｄ (Ｒ１０ ｄ)ꎻ Ｄ. Ｆａｌｓｅ￣ｃｏｌｏｕｒ ｉｍａｇｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｆｖ / Ｆｍ ｐａｒａｍｅｔｅｒ ａｆｔｅｒ ａｃｃｌｉ￣
ｍａｔｉｏｎ ｔｏ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ｉｍａｇｅｓ ｒｅｐｒｅｓｅｎｔ ｔｈｅ ｍａｘｉｍｕｍ ｑｕａｎｔｕｍ ｙｉｅｌｄ ｏｆ ＰＳＩＩ (Ｆｖ / Ｆｍ)ꎻ Ｅ. Ｔｈｅ ｌｅｔｈａｌ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｆｔｅｒ
ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ｓｉｘ￣ｗｅｅｋ￣ｏｌｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｗｅｒｅ ｌｅｆｔ ａｔ ５４ ℃ꎬ ５８ ℃ꎬ ａｎｄ ６２ ℃ ｆｏｒ ２ ｈ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ. Ｔｈｅ ｐｈｏｔｏｇｒａｐｈｓ ｗｅｒｅ ｔａｋｅｎ ａｆｔｅｒ １２ ｄ ｏｆ
ｒｅｃｏｖｅｒｙ ａｔ ｒｏｏｍ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ (２２ ℃) ｗｉｔｈ ｄｉｍ ｉｌｌｕｍｉｎａｔｉｏｎ. Ｔｈｅｒｅ ｗｅｒｅ ｔｈｒｅｅ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｆｏｒ ｅａｃｈ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｐｅｒ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｅａｃｈ ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔ
ｗａｓ ｒｅｐｅａｔｅｄ ｉｎｄｅｐｅｎｄｅｎｔｌｙ ａｔ ｌｅａｓｔ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ
８８６　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
ｉｎ ｔｅｒｍｓ ｏｆ ｂｏｔｈ ｉｔｓ ｂａｓａｌ ａｎｄ ａｃｑｕｉｒｅｄ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｔｈｅｒ￣
ｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ. Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 １Ａ ａｎｄ Ｆｉｇ􀆰 １Ｅꎬ ｔｈｅ
ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ｔｈａｔ ｋｉｌｌ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ａｎｄ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ
(ｌｅｔｈａｌ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ) ｗｅｒｅ ５２ ℃ ａｎｄ ６２ ℃ꎬ ｒｅｓｐｅ￣
ｃｔｉｖｅｌｙ. Ｔｈｅ １０ ℃￣ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅ ｉｎ ｔｈｅ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｔ
ｌｉｍｉｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｔｗｏ ｓｐｅｃｉｅｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｓ ｔｈａｔꎬ ｃｏｍｐａｒｅｄ
ｗｉｔｈ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｉｓ ｂｅｔｔｅｒ ａｄａｐｔｅｄ ｔｏ
ｔｈｅ ｈｉｇｈ￣ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｅｘｔｒｅｍｅｓ ｏｃｃａｓｉｏｎａｌｌｙ ｅｎｃｏｕｎ￣
ｔｅｒｅｄ ｉｎ ａｌｐｉｎｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔｓ.
２􀆰 ２ 　 Ｐｈｏｔｏｃｈｅｍｉｃａｌ ａｃｔｉｖｉｔｉｅｓ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ
ｅｘｃｅｅｄｅｄ ｔｈｏｓｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｕｎｄｅｒ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ
Ａｆｔｅｒ ３ ｈ ｏｆ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ａｔ ４５ ℃ꎬ ｔｈｅ Ｆｖ / Ｆｍ ｏｆ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｔｏ ａｂｏｕｔ ｈａｌｆ ｏｆ ｔｈａｔ ｏｆ ｔｈｅ
ｃｏｎｔｒｏｌꎬ ｗｈｅｒｅａｓ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｉｔ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｔｏ ａｌ￣
ｍｏｓｔ ｚｅｒｏ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ (Ｆｉｇ􀆰 ２Ａ). Ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ
ｔｈｅ ｓａｍｅ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ Ｆ０ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｓｌｉｇｈｔｌｙ ａｎｄ
Ｆｍ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｉｎ ｂｏｔｈ ｓｐｅｃｉｅｓꎻ ｔｈｅ ｄｅｃｌｉｎｅ ｏｆ Ｆｍ ｉｎ
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｅｘｃｅｅｄｅｄ ｔｈａｔ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ( Ｆｉｇ􀆰 ２Ｂ
ａｎｄ ２Ｃ). Ｔｈｅ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｉｎ Ｆｖ / Ｆｍ ｒｅｓｕｌｔｅｄ ｆｒｏｍ ａ
ｓｌｉｇｈｔ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｉｎ Ｆ０ ａｎｄ ａ ｄｒａｍａｔｉｃ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｉｎ Ｆｍ .
Ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ｑＬ ａｎｄ Ｙ( ＩＩ) ｂｏｔｈ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ
ｄｒａｍａｔｉｃａｌｌｙ ｔｏ ａｌｍｏｓｔ ｚｅｒｏ ｉｎ ｂｏｔｈ ｐｌａｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ
( Ｆｉｇ􀆰 ３Ａ ａｎｄ ３Ｂ). Ｗｈｅｒｅａｓ Ｙ ( ＮＰＱ) ｉｎｃｒｅａｓｅｄ
ｍｏｒｅ ｔｈａｎ ｔｗｏ￣ｆｏｌｄ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａꎬ ｉｔ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ
ｆｒｏｍ ０􀆰 ２２ ｔｏ ａｌｍｏｓｔ ｚｅｒｏ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ (Ｆｉｇ􀆰 ３Ｃ).
Ｉｎ ｃｏｎｔｒａｓｔ ｗｉｔｈ ｎｏ ｏｂｖｉｏｕｓ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｉｎ Ｙ(ＮＯ) ｉｎ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａꎬ ｔｈｉｓ ｐａｒａｍｅｔｅｒ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ａｐｐｒｏｘｉｍａｔｅ￣
ｌｙ ｔｈｒｅｅ￣ｆｏｌｄ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ (Ｆｉｇ􀆰 ３Ｄ). Ｇｉｖｅｎ ｔｈａｔ Ｙ
(ＮＯ) ａｐｐｒｏａｃｈｅｓ １ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ
ｍｉｇｈｔ ｃａｕｓｅ ａ ｎｅａｒｌｙ ｃｏｍｐｌｅｔｅ ｂｒｅａｋｄｏｗｎ ｉｎ ｐｈｏｔｏ￣
ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ. Ｔｈｅ ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ｉｎ Ｆｖ / Ｆｍ ａｎｄ Ｙ ( ＩＩ) ｉｎ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ
ｐｈｏｔｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｏｆ ＰＳＩＩ ｉｓ ｈｉｇｈｅｒ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎ￣
ｉｃｕｌａｔａ ｔｈａｎ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｍｏｒｅｏｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｒ Ｙ
(ＮＰＱ) ｖａｌｕｅ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｍｏｒｅ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ
ｆｏｒ ｄｉｓｓｉｐａｔｉｎｇ ｅｘｃｅｓｓ ｈｅａｔ ｅｎｅｒｇｙ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ
ｔｈａｎ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｌｏｗｅｒ Ｙ(ＮＯ) ｖａｌｕｅ ｒｅ￣
ｆｌｅｃｔｅｄ ｌｅｓｓ ｓｅｒｉｏｕｓ ｈｅａｔ ｄａｍａｇｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ
ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ.
Ｗｈｅｒｅａｓ ｔｈｅ Ｆｖ / Ｆｍ ｒａｔｉｏ ｆｏｒ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｉｎ￣
ｃｒｅａｓｅｄ ｆｒｏｍ ０􀆰 ４１ ｔｏ ０􀆰 ６２ ａｆｔｅｒ ３ ｄ ｏｆ ｒｅｃｏｖｅｒｙꎬ Ｆｖ /
Ｆｍ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｆａｉｌｅｄ ｔｏ ｒｅｃｏｖｅｒ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ
(Ｆｉｇ􀆰 ２Ａ)ꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｅｘｐｅｃｔｅｄ ｔｏ ｄｉｅ ｓｏｏｎ
ｔｈｅｒｅａｆｔｅｒ. Ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａꎬ ｔｈｅ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｏｆ Ｆｖ / Ｆｍ
ｗａｓ ａｔｔｒｉｂｕｔｅｄ ｐｒｉｍａｒｉｌｙ ｔｏ ａ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｉｎ Ｆ０ ａｎｄ ａｎ
ｉｎｃｒｅａｓｅ ｉｎ Ｆｍ . Ｂｙ ｃｏｎｔｒａｓｔꎬ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ Ｆ０ ａｌｓｏ
ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ａｎｄ Ｆｍ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｄｒａｍａｔｉｃａｌｌｙ ( Ｆｉｇ􀆰 ２Ｂ
ａｎｄ ２Ｃ). Ａｆｔｅｒ ３ ｄ ｏｆ ｒｅｃｏｖｅｒｙꎬ ｑＬ ａｎｄ Ｙ( ＩＩ) ｉｎ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｆｒｏｍ ａｌｍｏｓｔ ｚｅｒｏ ｔｏ ｖａｌｕｅｓ
ｃｏｍｐａｒａｂｌｅ ｔｏ ｔｈｏｓｅ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｕｎｓｔｒｅｓｓｅｄ ｃｏｎ￣
ｔｒｏｌꎻ ｎｏｎｅｔｈｅｌｅｓｓꎬ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｔｗｏ ｐａｒａｍｅｔｅｒｓ ｒｅｍａｉｎｅｄ
ａｔ ａｌｍｏｓｔ ｚｅｒｏ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ (Ｆｉｇ􀆰 ３Ａ ａｎｄ ３Ｂ). Ｔｈｅ
Ｙ(ＮＰＱ) ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｄｅｃｌｉｎｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｔｈｅ
ｃｏｎｔｒｏｌ ａｆｔｅｒ １ ｄ ｏｆ ｒｅｃｏｖｅｒｙꎬ ａｎｄ ｄｉｄ ｎｏｔ ｃｈａｎｇｅ ｔｏｏ
ｍｕｃｈ ａｆｔｅｒ ３ ｄ ｏｆ ｒｅｃｏｖｅｒｙꎻ ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ
ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ Ｙ(ＮＰＱ) ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ａ ｌｉｔｔｌｅ ａｆｔｅｒ １ ｄ ｏｆ
ｒｅｃｏｖｅｒｙ ａｎｄ ｒｅｍａｉｎｅｄ ａｔ ａ ｌｏｗ ｌｅｖｅｌꎬ ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ａｐ￣
ｐｒｏｘｉｍａｔｅｌｙ ｏｎｅ￣ｔｈｉｒｄ ｏｆ ｔｈａｔ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ａｆｔｅｒ ３ ｄ ｏｆ
ｒｅｃｏｖｅｒｙ (Ｆｉｇ􀆰 ３Ｃ). Ｗｈｅｒｅａｓ Ｙ(ＮＯ) ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ
ｃｏｕｌｄ ａｌｓｏ ｒｅｃｏｖｅｒ ｔｏ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｌｅｖｅｌꎬ ｉｔ ｒｅｍａｉｎｅｄ ａｔ
Ｆｉｇ􀆰 ２　 Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｎ ｔｈｅ ｍａｘｉｍａｌ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｏｆ ＰＳＩＩ ｐｈｏｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙ (Ｆｖ / Ｆｍꎬ Ａ)ꎬ ｔｈｅ ｍｉｎｉｍａｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ
ｙｉｅｌｄ (Ｆ０ꎬ Ｂ)ꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｍａｘｉｍａｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｙｉｅｌｄ (Ｆｍꎬ Ｃ) ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ
Ｄａｓｈｅｄ ｌｉｎｅｓ (ｗｉｔｈ ｃｉｒｃｌｅｓ) ａｎｄ ｓｏｌｉｄ ｌｉｎｅｓ (ｗｉｔｈ ｓｑｕａｒｅｓ) ｒｅｐｒｅｓｅｎｔ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ｔｈｅ ９ ｄ￣ｏｌｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ
ｇｒｏｗｎ ｏｎ ａｇａｒ￣ｂａｓｅｄ ｍｅｄｉｕｍ ｗｅｒｅ ｔｒｅａｔｅｄ ａｔ ４５ ℃ ｆｏｒ ３ ｈꎬ ａｎｄ ｔｈｅｎ ａｌｌｏｗｅｄ ｔｏ ｒｅｃｏｖｅｒ (２２ ℃ꎬ ４ μｍｏｌ ｍ－２ ｓ－１) ｆｏｒ ３ ｄ. Ｔｈｅｒｅ ｗｅｒｅ
ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｅｓ ｆｏｒ ｅａｃｈ ｐｌａｔｅꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｗａｓ ｒｅｐｅａｔｅｄ ａｔ ｌｅａｓｔ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ. Ｖａｌｕｅｓ ａｒｅ ｍｅａｎ ± Ｓ􀆰 Ｄꎬ ｎ＝ ８
９８６６期　 　 　 ＴＡＮＧ Ｔｉｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ Ｅｘｔｒｅｍｅｌｙ Ｈｉｇｈ Ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ａｎ Ａｌｐｉｎｅ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ: Ｓｙｓｔｅｍｉｃ 􀆺　 　 　 　
Ｆｉｇ􀆰 ３　 Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｎ ｐａｒａｍｅｔｅｒｓ ｒｅｌａｔｅｄ ｔｏ ＰＳＩＩ ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ
Ｄａｓｈｅｄ ｌｉｎｅｓ (ｗｉｔｈ ｃｉｒｃｌｅｓ) ａｎｄ ｓｏｌｉｄ ｌｉｎｅｓ (ｗｉｔｈ ｓｑｕａｒｅｓ) ｒｅｐｒｅｓｅｎｔ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ｔｈｅ ９ ｄ￣ｏｌｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ
ｇｒｏｗｎ ｏｎ ａｇａｒ￣ｂａｓｅｄ ｍｅｄｉｕｍ ｗｅｒｅ ｔｒｅａｔｅｄ ａｔ ４５ ℃ ｆｏｒ ３ ｈꎬ ａｎｄ ｔｈｅｎ ａｌｌｏｗｅｄ ｔｏ ｒｅｃｏｖｅｒ (２２ ℃ꎬ ４ μｍｏｌ ｍ－２ ｓ－１) ｆｏｒ ３ ｄ. Ｔｈｅｒｅ
ｗｅｒｅ ｔｈｒｅｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｅｓ ｆｏｒ ｅａｃｈ ｐｌａｔｅꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｗａｓ ｒｅｐｅａｔｅｄ ａｔ ｌｅａｓｔ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ. Ｖａｌｕｅｓ ａｒｅ ｍｅａｎ ± Ｓ􀆰 Ｄꎬ ｎ＝ ８
ａ ｌｅｖｅｌ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ ｔｗｉｃｅ ｔｈａｔ ｏｆ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｉｎ
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ (Ｆｉｇ􀆰 ３Ｄ). Ｔｈｅｓｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔꎬ
ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｐｏｓｓｅｓｓｅｄ
ａ ｍｏｒｅ ｓｔａｂｌｅ ｐｈｏｔｏｓｙｓｔｅｍ ｔｈａｔ ｗａｓ ｎｏｔ ｅａｓｉｌｙ ａｆｆｅｃｔ￣
ｅｄ ｂｙ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ. Ｍｏｒｅｏｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｍｏｒｅ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｈｅａｔ
ｄｉｓｓｉｐａｔｉｏｎ ａｎｄ ｒａｐｉｄ ｒｅｐａｉｒ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｕｓｅｄ ｂｙ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｅｎａｂｌｅｄ ｉｔ ｔｏ ｗｉｔｈｓｔａｎｄ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ａ
ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ.
２􀆰 ３　 Ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓꎬ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ
ｄａｍａｇｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｗａｓ ｌｅｓｓ ｓｅｖｅｒｅ ｔｈａｎ ｔｈａｔ
ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ
Ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ｃａｎ ｄｉｓｔｕｒｂ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｓｙｓ￣
ｔｅｍｓ. Ｔｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｔｈｅ ｄｉｒｅｃｔ ｉｎｊｕｒｙ ｃａｕｓｅｄ ｂｙ ｈｅａｔ
ｓｔｒｅｓｓ ｉｎ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅｓꎬ ｗｅ ｉｎｖｅｓｔｉｇａ￣
ｔｅｄ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｉｏｎ ｌｅａｋａｇｅ ｉｎ ｌｅａｖｅｓ. Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ
Ｆｉｇ􀆰 ４ꎬ ｉｏｎｉｃ ｌｅａｋａｇｅ ｏｆ ｌｅａｖｅｓ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ
ｔｗｏ￣ｆｏｌｄ ａｆｔｅｒ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ５０ ℃ ｆｏｒ ２ ｈꎻ ｔｈｅｒｅ ｗａｓ ｎｏ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅ ｉｎ ｔｈｉｓ ｒｅｇａｒｄ ｂｅｔｗｅｅｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ａｆｔｅｒ ３ ｄ ｏｆ ｒｅｃｏｖｅｒｙꎬ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ
ｏｆ ｉｏｎ ｌｅａｋａｇｅ ｉｎ ｌｅａｖｅｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｔｏ
ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌꎬ ｗｈｅｒｅａｓ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ
９０％ ｏｆ ｔｈｅ ｉｏｎｓ ｌｅａｋｅｄ ｔｈｒｏｕｇｈ ｔｈｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｉｎ
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｔｈｅｓｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ｓｌｉｇｈｔ ｉｎｊｕｒｙ
ｏｃｃｕｒｒｅｄ ｉｎ ｂｏｔｈ ｐｌａｎｔｓ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋꎬ ｂｕｔ ｔｈａｔ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｃｏｕｌｄ ｓｏｏｎ ｒｅｐａｉｒ ｉｔｓ ｍｅｍｂｒａｎｅｓꎻ ｉｎ
ｃｏｎｔｒａｓｔꎬ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｄａｍａｇｅ ｂｅｃａｍｅ ｐｒｏｇｒｅｓｓｉｖｅｌｙ
ｍｏｒｅ ｓｅｖｅｒｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｓｔａｇｅ.
Ｉｎ ｏｒｄｅｒ ｔｏ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅ ｔｈｅ ｄａｍａｇｅ ｔｈａｔ ｒｅｓｕｌｔｅｄ
ｆｒｏｍ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄ ｐｅｒｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｃａｕｓｅｄ ｉｎｄｉｒｅｃｔｌｙ
ｂｙ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓꎬ ｗｅ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｔｈｅ ＭＤＡ ｃｏｎｔｅｎｔ ｂｅ￣
ｆｏｒｅ ａｎｄ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ( Ｆｉｇ􀆰 ５). Ｔｈｅ ＭＤＡ
ｃｏｎｔｅｎｔｓ ｏｆ ｂｏｔｈ ｗｅｒｅ ｈｉｇｈｅｒ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ａｎｄ
ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｔｈａｎ ｂｅｆｏｒｅ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ａｆ￣
ｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ｔｈｅ ＭＤＡ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ
ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｂｙ ９８％ ａｎｄ １１８％ꎬ ｒｅ￣
ｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ ｔｏ ｆｉｎａｌ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ４􀆰 ６４－９􀆰 ２０ μｍｏｌ
ｇ－１ ａｎｄ ５􀆰 １１－１１􀆰 １４ μｍｏｌ ｇ－１ꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙꎻ ｄｕｒｉｎｇ
ｔｈｅ ｐｅｒｉｏｄ ｏｆ ｒｅｃｏｖｅｒｙꎬ ｔｈｅ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅ ｆｉｇｕｒｅｓ ｗｅｒｅ
１９５％ ａｎｄ ３２８％ (４􀆰 ６４－１３􀆰 ６８ μｍｏｌ ｇ－１ ａｎｄ ５􀆰 １１－
２１􀆰 ８８ μｍｏｌ ｇ－１ꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ). Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎꎬ ａｆｔｅｒ ２ ｄ
０９６　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
ｏｆ ｒｅｃｏｖｅｒｙꎬ ｔｈｅ ＭＤＡ ｌｅｖｅｌ ｏｆ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｗａｓ ｓｉｇｎｉ￣
ｆｉｃａｎｔｌｙ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ. Ｔｈｅｓｅ ｒｅ￣
ｓｕｌｔｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ｈａｄ ｓｉｍｉｌａｒ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｎ
ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｉｎｄｉｒｅｃｔ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｄａｍａｇｅ ｉｎ ｂｏｔｈ
ｐｌａｎｔｓꎬ ｂｕｔ ｔｈａｔ ｉｔ ｗａｓ ｍｏｒｅ ｓｅｖｅｒｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ
ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｐｅｒｉｏｄ.
２􀆰 ４ 　 Ｔｈｅ ｕｎｉｑｕｅ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ ｉｎ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｂｅｆｏｒｅ ａｎｄ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ
ｍｉｇｈｔ ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｅ ｔｏ ｉｔｓ ｈｉｇｈ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒ￣
ａｎｃｅ
Ｇｉｖｅｎ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｆｌｕｉｄｉｔｙ ｏｆ ｃｅｌｌｕｌａｒ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｉｓ
ｍａｉｎｌｙ ａｆｆｅｃｔｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅｉｒ ｃｏｎｓｔｉｔｕ￣
ｅｎｔ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓꎬ ｗｅ ｍｅａｓｕｒｅｄ ｔｈｅ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ ｉｎ ｔｈｅ
ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｂｅｆｏｒｅ
ａｎｄ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ (Ｔａｂｌｅ １). Ｂｅｆｏｒｅ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔ￣
ｍｅｎｔꎬ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｍｏｓｔ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ
ｄｉｆｆｅｒｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈｏｓｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａꎬ ｅｘｃｅｐｔ ｆｏｒ １６ ∶ ０
(ｐａｌｍｉｔｉｃ ａｃｉｄ). Ｉｎ ｐａｒｔｉｃｕｌａｒꎬ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ １６ ∶ １
(ｐａｌｍｉｔｏｌｅｉｃ ａｃｉｄ) ａｎｄ １６ ∶ ３ (ｒｏｕｇｈａｎｉｃ ａｃｉｄ) ｗｅｒｅ
２０￣ ａｎｄ ｔｗｏ￣ｆｏｌｄ ｍｏｒｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｔｈａｎ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎ￣
ｉｃｕｌａｔａꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ｔｈｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ １８ ∶ ３ (ｌｉｎｏｌｅｎｉｃ
ａｃｉｄ) ｏｆ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｗａｓ ９％ ｌｅｓｓ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎ￣
ｉｃｕｌａｔａ. Ｔｈｅ ｔｏｔａｌ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ Ｃ￣１６ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ
(ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ａｓ ａ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ ａｌｌ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ) ｉｎ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｗａｓ ２２􀆰 ４４％ꎬ ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ８􀆰 ０２％ ｌｅｓｓ
ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｂｙ ｃｏｎｔｒａｓｔꎬ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ Ｃ￣
１８ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ ｗａｓ ８􀆰 ０２％ ｍｏｒｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｔｈａｎ
ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎻ ｔｈｉｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ａｖｅｒａｇｅ ｌｅｎｇｔｈ
ｏｆ ｆａｔｔｙ￣ａｃｉｄ ｃａｒｂｏｎ ｃｈａｉｎｓ ｗａｓ ｌｏｎｇｅｒ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａ￣
ｔａ ｔｈａｎ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｍｏｒｅｏｖｅｒꎬ ｔｈｅ ＤＢＩ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎ￣
ｉｃｕｌａｔａ ｗａｓ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｆ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｔｈｅｓｅ ｒｅ￣
ｓｕｌｔｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｓｐｅｃｉｅｓ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ ｉｎ ｔｈｅ
ｂａｓａｌ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ ａｔ ２２ ℃ .
Ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ｔｈｅ ｔｒｅｎｄ ｗｉｔｈ ｗｈｉｃｈ ｆａｔｔｙ
ａｃｉｄｓ ｃｈａｎｇｅｄ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｌｓｏ ｄｉｆｆｅｒｅｄ ｆｒｏｍ ｔｈａｔ
ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ (Ｔａｂｌｅ １). Ｆｏｒ ｅｘａｍｐｌｅꎬ ｔｈｅ ｒｅｌａｔｉｖｅ
ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ １６ ∶ ３ ｗａｓ ｃｏｎｓｔａｎｔ ａｔ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｌｅｖｅｌ ａｎｄ
ｔｈｅｎ ｄｅｃｌｉｎｅｄ ｓｌｉｇｈｔｌｙ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ. Ｂｙ ｃｏｎｔｒａｓｔꎬ
ｉｔ ｄｅｃｌｉｎｅｄ ｃｏｎｔｉｎｕａｌｌｙ ｆｒｏｍ １０􀆰 ７５％ ｔｏ １０􀆰 １８％ ａｆ￣
ｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｏ ６􀆰 ７１％ ａｆｔｅｒ ３ ｄ ｏｆ
ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ｒｅｌａｔｉｖｅ
ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ １６ ∶ ０ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｓｌｉｇｈｔｌｙ
ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｒｅｍａｉｎｅｄ ｓｔａｂｌｅ ａｆｔｅｒ
３ ｄ ｏｆ ｒｅｃｏｖｅｒｙ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ ｔｈｅ ｃｏｎ￣
ｔｅｎｔ ｏｆ １６ ∶ ０ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｆｒｏｍ １６􀆰 ８６％ ｔｏ １４􀆰 ９５％ ａｆ￣
ｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｔｏ ２２􀆰 ７３％ ａｆ￣
ｔｅｒ ３ ｄ ｏｆ ｒｅｃｏｖｅｒｙ. Ｗｈｅｒｅａｓ ｔｈｅ ＤＢＩ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ
ｒｅｍａｉｎｅｄ ｕｎｃｈａｎｇｅｄ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｅｎｔｉｒｅ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ
Ｆｉｇ􀆰 ４　 Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｎ ｉｏｎ ｌｅａｋａｇｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｆｏｕｒ￣ｗｅｅｋ￣ｏｌｄ ｓｏｉｌ￣ｃｕｌｔｕｒｅｄ ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｅｄ
(“Ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ”) ａｔ ５０ ℃ ｆｏｒ ２ ｈ. “Ｒｅｃｏｖｅｒｙ” ｍｅａｎｓ ｔｈｅ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｒｅ￣
ｍａｉｎｅｄ ａｔ ｒｏｏｍ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｆｏｒ ３ ｄ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｏｗ￣
ｅｒ￣ｃａｓｅ ｌｅｔｔｅｒｓ ｉｎｄｉｃａｔｅ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｖａｌｕｅｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ (Ｐ<
０􀆰 ０５) . Ｔｈｅ ｖａｌｕｅｓ ｗｅｒｅ ｓｕｂｊｅｃｔｅｄ ｔｏ ｏｎｅ￣ｗａｙ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｖａｒｉａｎｃｅ
(ＡＮＯＶＡ) ｔｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｃｅ. Ｔｈｅｒｅ ｗｅｒｅ ｆｉｖｅ ｒｅｐｌｉ￣
ｃａｔｅｓ ｆｏｒ ｅａｃｈ ｔｅｓｔꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｗａｓ ｒｅｐｅａｔｅｄ ａｔ ｌｅａｓｔ ｔｈｒｅｅ
ｔｉｍｅｓ. Ｖａｌｕｅｓ ａｒｅ ｍｅａｎ ± Ｓ􀆰 Ｄꎬ ｎ＝ ５
Ｆｉｇ􀆰 ５　 Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｎ ｔｈｅ ｃｏｎｔｅｎｔｓ ｏｆ ＭＤＡ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎ￣
ｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔｓ ｗｅｒｅ ｔａｋｅｎ ａｆｔｅｒ ｄｉｒｅｃｔ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔ￣
ｍｅｎｔ (“Ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ”) ｗｉｔｈ ｓｉｘ￣ｗｅｅｋ￣ｏｌｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｉｎ ｓｏｉｌ ｃｕｌｔｕｒｅ (５２ ℃
ｆｏｒ ２ ｈ). “Ｒｅｃｏｖｅｒｙ” ｍｅａｎｓ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｒｅｍａｉｎｅｄ ａｔ ｒｏｏｍ ｔｅｍｐｅｒａ￣
ｔｕｒｅ ｆｏｒ ２ ｄ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｏｗｅｒ￣ｃａｓｅ ｌｅｔｔｅｒｓ ｉｎｄｉｃａｔｅ ｔｈａｔ
ｔｈｅ ｖａｌｕｅｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ (Ｐ<０􀆰 ０５). Ｔｈｅ ｖａｌｕｅｓ ｗｅｒｅ ｓｕｂｊｅｃｔｅｄ
ｔｏ ｏｎｅ￣ｗａｙ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｖａｒｉａｎｃｅ (ＡＮＯＶＡ) ｔｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｓｔａｔｉｓｔｉｃａｌ ｓｉｇｎｉｆｉ￣
ｃａｎｃｅ. Ｔｈｅｒｅ ｗｅｒｅ ｆｉｖｅ ｒｅｐｌｉｃａｔｅｓ ｆｏｒ ｅａｃｈ ｔｅｓｔꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔ ｗａｓ ｒｅ￣
ｐｅａｔｅｄ ａｔ ｌｅａｓｔ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ. Ｖａｌｕｅｓ ａｒｅ ｍｅａｎ ± Ｓ􀆰 Ｄꎬ ｎ＝５
１９６６期　 　 　 ＴＡＮＧ Ｔｉｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ Ｅｘｔｒｅｍｅｌｙ Ｈｉｇｈ Ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ａｎ Ａｌｐｉｎｅ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ: Ｓｙｓｔｅｍｉｃ 􀆺　 　 　 　
Ｔａｂｌｅ １　 Ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｔｏｔａｌ ｌｉｐｉｄｓ ｆｒｏｍ ｌｅａｖｅｓ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｇｒｏｕｐꎬ ａｎｄ ｔｈｏｓｅ ｓｕｂｊｅｃｔｅｄ ｔｏ ｈｅａｔ
ａｃｃｌｉｍａｔｉｏｎ ａｔ ３７ ℃ ｆｏｒ ２ ｈ (ＨＡ)ꎬ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ａｔ ５２ ℃ ｆｏｒ ２ ｈ (ＨＳ)ꎬ ａｎｄ ｐｏｓｔ￣ｈｅａｔ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｆｏｒ １ ｄ ａｎｄ ３ ｄ (Ｒ１ ａｎｄ Ｒ３ꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ) .
Ｖａｌｕｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｒｏｗ ｗｉｔｈ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｌｅｔｔｅｒｓ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ (Ｐ<０􀆰 ０５) . Ａｎ ａｓｔｅｒｉｓｋ ｍｅａｎｓ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｖａｌｕｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ
ｉｓ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｆｒｏｍ ｔｈａｔ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｉｎ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ｖａｌｕｅｓ ａｒｅ ｍｅａｎｓ ± ｓｔａｎｄａｒｄ ｄｅｖｉａｔｉｏｎ (ｎ＝ ５)
Ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ
(ｍｏｌ％)
Ｐｌａｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ
Ｔｒｅａｔｍｅｎｔ
Ｃｏｎｔｒｏｌ ＨＡ ＨＳ Ｒ１ Ｒ３
１６ ∶ ０
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ １６􀆰 ７５ ± ０􀆰 ６５ａｂ １７􀆰 ７３ ± ０􀆰 ８３ａ １６􀆰 ５７ ± ０􀆰 ４４ｂ∗ １７􀆰 ６１ ± １􀆰 ０６ａｂ １７􀆰 ６６ ± １􀆰 ０５ａｂ∗
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ １６􀆰 ８６ ± １􀆰 ２７ｂ １６􀆰 ７５ ± １􀆰 １９ｂ １４􀆰 ９５ ± ０􀆰 ３９ｃ １７􀆰 １１ ± ０􀆰 ３６ｂ ２２􀆰 ７３ ± ０􀆰 ７６ａ
１６ ∶ １
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ０􀆰 １２ ± ０􀆰 ０５ａ∗ ０􀆰 １１ ± ０􀆰 ０４ａ∗ ０􀆰 １１ ± ０􀆰 ０４ａ∗ ０􀆰 １３ ± ０􀆰 ０３ａ∗ ０􀆰 １１ ± ０􀆰 ０２ａ∗
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ２􀆰 ４４ ± ０􀆰 １３ｂ ２􀆰 ４０ ± ０􀆰 ２８ｂ ２􀆰 ７４ ± ０􀆰 １８ａ ２􀆰 ６１ ± ０􀆰 １２ａｂ ２􀆰 ５８ ± ０􀆰 １３ａｂ
１６ ∶ ２
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ０􀆰 ７９ ± ０􀆰 ２３ａ∗ ０􀆰 ７０ ± ０􀆰 ０７ａｂ∗ ０􀆰 ７０ ± ０􀆰 ０６ａｂ∗ ０􀆰 ５３ ± ０􀆰 ０９ｃ ０􀆰 ６２ ± ０􀆰 ０５ｂｃ∗
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ０􀆰 ４１ ± ０􀆰 ０５ａｂ ０􀆰 ４５ ± ０􀆰 ０６ａ ０􀆰 ４４ ± ０􀆰 ０３ａｂ ０􀆰 ４２ ± ０􀆰 ０７ａｂ ０􀆰 ３８ ± ０􀆰 ０４ｂ
１６ ∶ ３
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ４􀆰 ７９ ± ０􀆰 ９３ａ∗ ４􀆰 ７９ ± ０􀆰 １８ａ∗ ４􀆰 ３４ ± ０􀆰 ２９ａｂ∗ ３􀆰 ９８ ± ０􀆰 ２８ｂｃ∗ ３􀆰 ７１ ± ０􀆰 １３ｃ∗
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ １０􀆰 ７５ ± ０􀆰 ３３ａ １０􀆰 ２４ ± ０􀆰 ４２ｂ １０􀆰 １８ ± ０􀆰 ３９ｂ ８􀆰 ３０ ± ０􀆰 ３１ｃ ６􀆰 ７１ ± ０􀆰 ３９ｄ
Ｓｕｍ ｏｆ １６Ｃｓ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ２２􀆰 ４４ ± ０􀆰 ６７ａｂ∗ ２３􀆰 ３３ ± ０􀆰 ９２ａ∗ ２１􀆰 ７３ ± ０􀆰 ３５ｂ∗ ２２􀆰 ２５ ± １􀆰 １０ａｂ∗ ２２􀆰 ０９ ± １􀆰 １８ｂ∗
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ３０􀆰 ４６ ± １􀆰 ２２ｂ ２９􀆰 ８４ ± ０􀆰 ９７ｂ ２８􀆰 ３２ ± ０􀆰 ３７ｃ ２８􀆰 ４５ ± ０􀆰 ４０ｃ ３２􀆰 ４ ± ０􀆰 ９３ａ
１８ ∶ ０
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ４􀆰 ５４ ± ０􀆰 ４５ｂ∗ ６􀆰 ５３ ± １􀆰 ２３ａ∗ ５􀆰 ３７ ± ０􀆰 ６７ａｂ ５􀆰 ７８ ± ０􀆰 ６７ａｂ∗ ５􀆰 ３９ ± １􀆰 ５２ａｂ∗
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ７􀆰 ４７ ± ０􀆰 ５１ｂ ７􀆰 ８３ ± ０􀆰 ８８ｂ ５􀆰 ８８ ± ０􀆰 ７３ｃ ７􀆰 ３２ ± ０􀆰 ７６ｂ ９􀆰 ９９ ± ０􀆰 ９９ａ
１８ ∶ ２
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ １５􀆰 ０２ ± １􀆰 ０７ｃ∗ １４􀆰 ９７ ± ０􀆰 ５９ｃ∗ １６􀆰 ４０ ± ０􀆰 ４４ａｂ∗ １５􀆰 ５６ ± ０􀆰 ９３ｂｃ∗ １６􀆰 ６８ ± ０􀆰 ５５ａ∗
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ １３􀆰 ４０ ± ０􀆰 ６０ｂ １３􀆰 ２４ ± ０􀆰 ３０ｂ １４􀆰 ６９ ± ０􀆰 ８４ａ １３􀆰 ５３ ± ０􀆰 ３９ｂ １３􀆰 ８９ ± ０􀆰 ５５ｂ
１８ ∶ ３
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ５７􀆰 ９９ ± １􀆰 ６２ａ∗ ５５􀆰 １７ ± １􀆰 ７２ｂ∗ ５６􀆰 ５０ ± １􀆰 ００ａｂ∗ ５６􀆰 ４２ ± １􀆰 ２１ａｂ∗ ５５􀆰 ８４ ± １􀆰 ８６ｂ∗
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ４８􀆰 ６７ ± １􀆰 ９９ｂ ４９􀆰 ０９ ± １􀆰 ５２ｂ ５１􀆰 １２ ± １􀆰 １９ａ ５０􀆰 ７０ ± ０􀆰 ７２ａ ４３􀆰 ７３ ± １􀆰 ０６ｃ
Ｓｕｍ ｏｆ １８Ｃｓ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ７７􀆰 ５６ ± ０􀆰 ６７ａｂ∗ ７６􀆰 ６７ ± ０􀆰 ９２ｂ∗ ７８􀆰 ２７ ± ０􀆰 ３５ａ∗ ７７􀆰 ７５ ± １􀆰 １０ａｂ∗ ７７􀆰 ９１ ± １􀆰 １８ａ∗
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ６９􀆰 ５４ ± １􀆰 ２２ｂ ７０􀆰 １６ ± ０􀆰 ９７ｂ ７１􀆰 ６８ ± ０􀆰 ３７ａ ７１􀆰 ５５ ± ０􀆰 ４０ａ ６７􀆰 ６０ ± ０􀆰 ９３ｃ
ＤＢＩ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ２􀆰 ２０ ± ０􀆰 ０４ａ∗ ２􀆰 １１ ± ０􀆰 ０６ｂ ２􀆰 １７ ± ０􀆰 ０３ａｂ ２􀆰 １４ ± ０􀆰 ０４ｂ∗ ２􀆰 １３ ± ０􀆰 ０６ｂ∗
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ２􀆰 ０８ ± ０􀆰 ０５ｂ ２􀆰 ０８ ± ０􀆰 ０６ｂ ２􀆰 １７ ± ０􀆰 ０３ａ ２􀆰 ０８ ± ０􀆰 ０３ｂ １􀆰 ８２ ± ０􀆰 ０４ｃ
ｐｒｏｃｅｓｓꎬ ｉｔ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｆｒｏｍ ２􀆰 ０８ ｔｏ ２􀆰 １７ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ａｎｄ ｉｔ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｔｏ １􀆰 ８２ ａｆｔｅｒ ３ ｄ ｏｆ ｒｅ￣
ｃｏｖｅｒｙ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｔｈｅｓｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ
ｗｈｅｒｅａｓ ｔｈｅ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ａｎｄ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ
ｍｅｍｂｒａｎｅ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ ｒｅｍａｉｎｅｄ ｒｅｌａｔｉｖｅｌｙ ｓｔａｂｌｅ ｉｎ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｒｅｇａｒｄｌｅｓｓ ｏｆ ｔｈｅ ｉｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｈｅａｔ
ｓｈｏｃｋꎬ ｉｔ ｃｈａｎｇｅｄ ｄｒａｍａｔｉｃａｌｌｙ ｗｈｅｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ
ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｇｉｖｅｎ ａ ｈｅａｔ￣ｓｈｏｃｋ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎬ ａｎｄ ａｇａｉｎ
ｗｈｅｎ ｔｈｅｙ ｗｅｒｅ ａｌｌｏｗｅｄ ｔｏ ｒｅｃｏｖｅｒ ｆｒｏｍ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ
ｔｈｅ ｅｌｅｖａｔｅｄ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ.
２􀆰 ５　 Ｕｐｏｎ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓꎬ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ａｃｃｕ￣
ｍｕｌａｔｅｄ ｍｏｒｅ ｒａｐｉｄｌｙ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｔｈａｎ ｉｎ
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ
Ｍｏｓｔ ｏｆ ｔｈｅ ｍａｉｎ ｍｅｍｂｅｒｓ ｏｆ ｔｈｅ ＨＳＰ ｆａｍｉｌｙ
ａｃｃｕｍｕｌａｔｅ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ ｓｕｂｊｅｃｔｅｄ ｔｏ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔｓ. Ｔｏ
ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅ ｔｈｅ ｒｏｌｅ ｏｆ ＨＳＰｓ ｉｎ ｔｈｅ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａꎬ ｗｅ ｔｅｓｔｅｄ ｔｈｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ＨＳＰ１０１ ａｎｄ
ＨＳＰ７０ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ
ｔｈｅｉｒ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ４５ ℃ ｆｏｒ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｐｅｒｉｏｄｓ ｏｆ ｔｉｍｅ.
Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ􀆰 ６ꎬ ＨＳＰ１０１ ｃｏｕｌｄ ｂｅ ｉｎｄｕｃｅｄ ｉｎ
ｂｏｔｈ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｆｔｅｒ ３０ ｍｉｎ ｏｆ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔꎻ ｔｈｅ ｃｏｎ￣
ｔｅｎｔ ｏｆ ＨＳＰ１０１ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ａｓ ｔｈｅ ｄｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｈｅａｔ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｎｃｒｅａｓｅｄꎬ ａｎｄ ｐｅａｋｅｄ ａｆｔｅｒ ４ ｈ ａｎｄ ２􀆰 ５ ｈ
ｏｆ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ
ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔｌｙꎬ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ＨＳＰ１０１ ｄｅ￣
ｃｌｉｎｅｄ ａｓ ｔｈｅ ｄｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ
ｆｕｒｔｈｅｒ. Ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ＨＳＰ１０１ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔ￣
ｍｅｎｔ ｗａｓ ｈｉｇｈｅｒ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｔｈａｎ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ.
Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎꎬ ＨＳＰ７０ ｗａｓ ｃｏｎｓｔｉｔｕｔｉｖｅｌｙ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｉｎ
ｂｏｔｈ ｐｌａｎｔｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｔｈｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ｗｅｒｅ ｈｉｇｈｅｒ
ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｔｈａｎ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｔｈｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ
ＨＳＰ７０ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｃｈａｎｇｅｄ ｌｉｔｔｌｅ ａｆｔｅｒ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ
ｄｕｒａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ
ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ ＨＳＰ７０ ｄｅｃｌｉｎｅｄ ｂｙ ａｂｏｕｔ ６０％ ａｆｔｅｒ ３０
ｍｉｎ ｏｆ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈａｔ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌꎬ ａｎｄ
ｉｔ ｄｉｓａｐｐｅａｒｅｄ ｃｏｍｐｌｅｔｅｌｙ ａｆｔｅｒ ５ ｈ ｏｆ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ.
２９６　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
Ｆｉｇ􀆰 ６　 Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｎ ｔｈｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰ１０１ ａｎｄ ＨＳＰ７０ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ (ｕｐｐｅｒ ｌａｎｅ) ａｎｄ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ( ｌｏｗｅｒ
ｌａｎｅ) . Ｔｏｔａｌ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｆｒｏｍ ６０ ９ ｄ￣ｏｌｄ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｇｒｏｗｎ ｏｎ ａｇａｒ￣ｂａｓｅｄ ｍｅｄｉｕｍ ｗｅｒｅ ｔｒｅａｔｅｄ ａｔ ４５ ℃ ｆｏｒ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｄｕｒａｔｉｏｎｓ ｉｎ ｔｈｅ ｄａｒｋ
ｗｅｒｅ ｅｌｅｃｔｒｏｐｈｏｒｅｔｉｃａｌｌｙ ｓｅｐａｒａｔｅｄ ｏｎ ＳＤＳ￣ＰＡＧＥ ｇｅｌｓꎬ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ｆｉｌｔｅｒｓꎬ ａｎｄ ｒｅａｃｔｅｄ ｗｉｔｈ ａｎｔｉｂｏｄｉｅｓ ａｇａｉｎｓｔ ＨＳＰ１０１ ａｎｄ ＨＳＰ７０.
Ｔｈｅ ｌａｎｅｓ ｏｆ ＨＳＰｓ ｉｎ Ｆｉｇｕｒｅ ６ ｗｅｒｅ ｖｉｓｕａｌｉｓｅｄ ｂｙ ｓｔａｉｎｉｎｇ ｔｈｅ ｂｌｏｔ ｆｏｒ ｐｈｏｓｐｈａｔａｓｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ
Ｔｈｅ ｆｉｎｄｉｎｇ ｔｈａｔ ｔｈｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰｓ ｏｃｃｕｒｒｅｄ
ｍｏｒｅ ｒａｐｉｄｌｙ ａｎｄ ｒｅａｃｈｅｄ ａ ｈｉｇｈｅｒ ｌｅｖｅｌ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃ￣
ｕｌａｔａ ｔｈａｎ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅｙ ｍｉｇｈｔ
ｐｌａｙ ｂｅｔｔｅｒ ｐｒｏｔｅｃｔｉｖｅ ｒｏｌｅｓ ｂｙ ｃｏｎｆｅｒｒｉｎｇ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ
ｔｏ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ.
３　 Ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ
Ｐｌａｎｔｓ ｔｈａｔ ａｒｅ ｉｎｄｉｇｅｎｏｕｓ ｔｏ ａｌｐｉｎｅ ｅｃｏｓｙｓｔｅｍｓ
ｈａｖｅ ｅｖｏｌｖｅｄ ａ ｓｅｒｉｅｓ ｏｆ ｃｏｌｄ￣ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｔｈａｔ
ｅｎａｂｌｅ ｔｈｅｉｒ ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ ｌｏｎｇ ｐｅｒｉｏｄｓ ｏｆ ｌｏｗ ｔｅｍｐｅｒ￣
ａｔｕｒｅ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ａｌｐｉｎｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔｓ ｆｒｅｑｕｅｎｔｌｙ ｅｎ￣
ｃｏｕｎｔｅｒ ｔｅｍｐｏｒａｒｙ ｐｅｒｉｏｄｓ ｏｆ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅꎬ
ｗｈｉｃｈ ｒｅｓｅｍｂｌｅ ｔｈｅ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ｐｒｏｃｅｓｓ ｃｏｍｍｏｎｌｙ
ａｐｐｌｉｅｄ ｉｎ ａ ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｓｅｔｔｉｎｇ. Ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙ ｒｅ￣
ｖｅａｌｅｄ ａｔ ｌｅａｓｔ ｓｏｍｅ ｏｆ ｔｈｅ ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎｄ ｂｉｏ￣
ｃｈｅｍｉｃａｌ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｔｈａｔ ｅｎａｂｌｅ ｔｈｅ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｔｏ ａｄａｐｔ ｔｏ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ. Ｗｅ
ｆｏｕｎｄ ｔｈａｔ ｂｏｔｈ ｔｈｅ ｂａｓａｌ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ａｎｄ ａｃ￣
ｑｕｉｒｅｄ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｗｅｒｅ ｒｅｍａｒｋ￣
ａｂｌｙ ｓｕｐｅｒｉｏｒ ｔｏ ｔｈｏｓｅ ｏｆ ｉｔｓ ｒｅｌａｔｉｖｅ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｕｎ￣
ｄｅｒ ｈｉｇｈ￣ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓꎬ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｄｉｓ￣
ｐｌａｙｅｄ ａｐｐｒｏｐｒｉａｔｅ ａｄｊｕｓｔｍｅｎｔｓ ｉｎ ｔｅｒｍｓ ｏｆ ｉｔｓ ｐｈｏｔｏ￣
ｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｓｙｓｔｅｍꎬ ｍａｉｎｔｅｎａｎｃｅ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｓｔａｂｉｌｉ￣
ｔｙꎬ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｉｔｓ ｍｅｍ￣
ｂｒａｎｅ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ ｔｏ ｔｈｏｓｅ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａꎬ ａｓ
ｗｅｌｌ ａｓ ｆａｓｔｅｒ ａｎｄ ｍｏｒｅ ｅｘｔｅｎｓｉｖｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ
ＨＳＰｓ ｔｈａｎ ｗａｓ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｔｈｅｓｅ ｒｅ￣
ｓｕｌｔｓ ｓｕｇｇｅｓｔ ｔｈａｔ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｕｓｅｓ ｔｈｅｓｅ ｆｏｕｒ ｓｔｒａｔｅ￣
ｇｉｅｓ ｔｏ ａｄａｐｔ ｔｏ ｔｈｅ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ｆｏｕｎｄ ｉｎ ａｌｐｉｎｅ
ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔｓ. Ｔｈｅ ｓａｍｅ ｆｏｕｒ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ａｒｅ ｃｏｒｒｅｌａｔｅｄ
ｃｌｏｓｅｌｙ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｌｏｗｌａｎｄ ｐｌａｎｔｓ ｔｏ ｈｅａｔ
ｓｈｏｃｋ (Ｓｈａｒｋｅｙ ａｎｄ Ｚｈａｎｇꎬ ２０１０). Ｔｈｅｒｍａｌ ｓｔａｂｉｌｉ￣
ｔｙ ｏｆ ＰＳＩＩ ｉｓ ｅｎｈａｎｃｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｔｈｙｌａｋｏｉｄ
ｍｅｍｂｒａｎｅｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｉｎ ｔｕｒｎ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅｄ ｂｙ ｌｉｐｉｄ
ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎꎻ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰ ｐｒｏｔｅｃｔｓ ＰＳＩＩ ａｎｄ
ｔｈｙｌａｋｏｉｄ ａｎｄ ｐｌａｓｍａ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ｆｒｏｍ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａ￣
ｔｕｒｅ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｄａｍａｇｅｓ.
Ｏｎｅ ｏｆ ｔｈｅ ｍａｉｎ ｆａｃｔｏｒｓ ｔｈａｔ ａｆｆｅｃｔ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒ￣
ａｎｃｅ ｉｓ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ａｃｔｉｖｉｔｙ (Ｗａｈｉｄ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７).
Ｆｏｒ ｉｎｓｔａｎｃｅꎬ Ｆｍ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ａｎｄ
ｔｈｅｎ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｒａｐｉｄｌｙ ｉｎ ｈｅａｔ￣ｔｏｌｅｒａｎｔ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｂｅａｎｓ
(Ｐｅｔｋｏｖａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７). Ｉｎ ｏｕｒ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔꎬ ｔｈｅ ｄｅ￣
ｃｒｅａｓｅ ｉｎ Ｆｖ / Ｆｍ ｒｅｓｕｌｔｅｄ ｍａｉｎｌｙ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｄｅｃｌｉｎｅ ｏｆ
Ｆｍ ｉｎ ｔｗｏ ｐｌａｎｔｓ ｓｕｂｊｅｃｔｅｄ ｔｏ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ. Ａｔ ｈｉｇｈ
ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓꎬ ａ ｄｅｃｌｉｎｅ ｉｎ Ｆｍ ｐｒｏｂａｂｌｙ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ
ｃｈａｎｇｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅｓ ｏｆ ＰＳＩＩ (Ｍｉｓｈｒａ ａｎｄ Ｓｉｎ￣
ｇｈａｌꎬ １９９２). Ｔｈｅ ｃｏｎｔｉｎｕａｌ ｄｅｃｌｉｎｅ ｏｆ Ｆｍ ｓｕｇｇｅｓｔｅｄ
ｔｈａｔ ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｄａｍａｇｅ ｏｆ ＰＳＩＩ ｗａｓ ｔｏｏ ｓｅｖｅｒｅ ｔｏ ｅｎａ￣
ｂｌｅ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｉｓ ｄｅｃｌｉｎｅ ｏｆ
Ｆｍ ａｎｄ ｉｔｓ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｒｅｃｏｖｅｒｙ
ｓｔａｇｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｓｈｏｗｅｄ ａ ｓｔｒｏｎｇ ｃａｐａｃｉｔｙ ｆｏｒ
ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｒｅｐａｉｒ ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｔｈｅｒｅｆｏｒｅꎬ ｌｉｋｅ
３９６６期　 　 　 ＴＡＮＧ Ｔｉｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ Ｅｘｔｒｅｍｅｌｙ Ｈｉｇｈ Ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ａｎ Ａｌｐｉｎｅ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ: Ｓｙｓｔｅｍｉｃ 􀆺　 　 　 　
ｃｅｒｔａｉｎ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｐｌａｎｔｓꎬ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｒｅｔａｉｎｓ ａ ｈｉｇｈ
ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｕｎｄｅｒ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ
ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｂｙ ｅｎｓｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｉｎｔｅｇｒｉｔｙ ａｎｄ
ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ ＰＳＩＩ. Ｔｈｅ ｈｉｇｈ ｔｈｅｒｍａｌ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ＰＳＩＩ
ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｍｉｇｈｔ ａｌｓｏ ｒｅｓｕｌｔ ｆｒｏｍ ｉｔｓ ｈｉｇｈ ｔｈｙｌａ￣
ｋｏｉｄ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ａｎｄ / ｏｒ ｔｈｅ ｓｕｂｓｔａｎｔｉａｌ ａｃｃｕ￣
ｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰｓꎬ ｂｅｃａｕｓｅ ＰＳＩＩ ｔｈｅｒｍａｌ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｉｓ
ｅｎｈａｎｃｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｔｈｙｌａｋｏｉｄ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ
ａｎｄ ｔｈｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰ ｐｒｏｔｅｃｔｓ ＰＳＩＩ ｆｒｏｍ
ｄａｍａｇｅ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ (Ｂａｒｕａ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００３).
Ｐｌａｎｔｓ ｈａｖｅ ａｌｓｏ ｅｖｏｌｖｅｄ ｔｈｅ ａｂｉｌｉｔｙ ｔｏ ｄｉｓｓｉｐａｔｅ
ｅｘｃｅｓｓ ｌｉｇｈｔ ｅｎｅｒｇｙ ａｓ ｈｅａｔ ｉｎ ｏｒｄｅｒ ｔｏ ｐｒｏｔｅｃｔ ｐｈｏｔｏ￣
ｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｏｒｇａｎｓ ａｎｄ ｔｏ ｄｅａｌ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｅｘｃｅｓｓ ｌｉｇｈｔ ａｂ￣
ｓｏｒｂｅｄ ｉｎ ＰＳＩＩ ｔｈｒｏｕｇｈ ＮＰＱ ( Ｄｅｍｍｉｇ￣Ａｄａｍｓ ｅｔ
ａｌ.ꎬ １９９６ꎻ Ｈｅｎｄｒｉｃｋｓｏｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４ꎻ Ｋｒａｍｅｒ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２００４). Ｍａｎｙ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｐｌａｎｔｓꎬ ｉｎｃｌｕｄｉｎｇ ｇｒａｐｅ￣
ｖｉｎｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｈｅａｔ￣ｔｏｌｅｒａｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ Ｗｅｄｅｌｉａ ｔｒｉｌｏｂａｔａꎬ
ｍａｉｎｔａｉｎ ｒｅｌａｔｉｖｅｌｙ ｈｉｇｈ ｐｈｏｔｏｃｈｅｍｉｃａｌ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｂｙ ｉｎ￣
ｄｕｃｉｎｇ ａ ｒａｐｉｄ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｉｎ ＮＰＱ ａｆｔｅｒ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ
(Ｌｕｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ꎻ Ｓｏｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０). Ｉｔ ｉｓ ｐｏｓｓｉ￣
ｂｌｅ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｃｈａｎｇｅ ｏｆ ｐｈｏｔｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｉｎ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｍｉｇｈｔ ｂｅ ｃｌｏｓｅｌｙ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ
ｄｉｓｓｉｐａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｘｃｅｓｓ ｌｉｇｈｔ ｅｎｅｒｇｙ ａｓ ｈｅａｔ ａｔ ｈｉｇｈ ｔｅｍ￣
ｐｅｒａｔｕｒｅｓ. Ｙ(ＮＰＱ) ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｄｒａｍａｔｉｃａｌｌｙ ａｆｔｅｒ ｔｈｅ
ｉｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｄｅｃｌｉｎｅｄ ｄｕｒｉｎｇ
ｔｈｅ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｐｒｏｃｅｓｓꎻ ｍｅａｎｗｈｉｌｅꎬ Ｙ( ＩＩ) ｓｈｏｗｅｄ ｔｈｅ
ｏｐｐｏｓｉｔｅ ｔｒｅｎｄ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ (Ｆｉｇ􀆰 ３). Ｔｈｅｓｅ ｆｉｎｄ￣
ｉｎｇｓ ｓｕｇｇｅｓｔ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｓｔｒｏｎｇ ｃａｐａｃｉｔｙ ｆｏｒ ｅｎｅｒｇｙ ｄｉｓｓｉ￣
ｐａｔｉｏｎ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｍｉｇｈｔ ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｅ ｔｏ ｂｏｔｈ ｔｈｅ
ｈｅａｔ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ＰＳＩＩ ｉｎ ｔｈｉｓ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｅｆｆｉ￣
ｃｉｅｎｔ ｕｓｅ ｏｆ ｈｅａｔ ｅｎｅｒｇｙ ａｆｔｅｒ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ａ ｈｉｇｈ ｔｅｍ￣
ｐｅｒａｔｕｒｅ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｃｏｎｔｉｎｕａｌ ａｎｄ ｓｙｎｃｈｒｏｎｏｕｓ
ｄｅｃｌｉｎｅｓ ｉｎ Ｙ(ＮＰＱ) ａｎｄ Ｙ( ＩＩ) ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｓｕｂ￣
ｊｅｃｔｅｄ ｔｏ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ｓｕｇｇｅｓｔ ｔｈａｔ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｈａｓ ｌｏｓｔ
ｔｈｉｓ ａｂｉｌｉｔｙ. Ｉｎ ａｌｐｉｎｅ ｅｃｏｓｙｓｔｅｍｓꎬ ｔｈｅ ｍａｘｉｍａｌ ｌｅｖｅｌ
ｏｆ ｓｏｌａｒ ｒａｄｉａｔｉｏｎ ｉｓ ｉｎｔｅｎｓｅꎬ ａｎｄ ｔｈｉｓ ｃａｎ ｐｒｏｄｕｃｅ
ｅｘｔｒｅｍｅｌｙ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ｉｎ ｃｅｒｔａｉｎ ａｌｐｉｎｅ ｍｉｃｒｏ￣
ｃｌｉｍａｔｅｓ (Ｋöｒｎｅｒꎬ ２００３). Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｍｉｇｈｔ ｃｏｐｅ
ｗｉｔｈ ｔｈｅｓｅ ｓｈｏｒｔ￣ｔｅｒｍ ａｎｄ ｅｘｔｒｅｍｅ ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ｉｎ ｔｅｍ￣
ｐｅｒａｔｕｒｅｓ ｂｙ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｄｉｓｓｉｐａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｈｅａｔ.
Ａｎａｌｙｓｅｓ ｏｆ ｉｏｎ ｌｅａｋａｇｅ ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙ ｒｅ￣
ｖｅａｌｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｄａｍａｇｅ ｃａｕｓｅｄ ｂｙ ｈｅａｔ
ｓｈｏｃｋ ｗａｓ ｒｅｖｅｒｓｉｂｌｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｂｕｔ ｉｒｒｅｖｅｒｓｉｂｌｅ
ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ (Ｆｉｇ􀆰 ４ ａｎｄ Ｆｉｇ􀆰 ５). Ｔｈｅ ｍａｉｎｔｅｎａｎｃｅ
ｏｆ ｔｈｅ ｉｎｔｅｇｒｉｔｙ ａｎｄ ｆｌｕｉｄｉｔｙ ｏｆ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ
ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｃｏｕｌｄ ｂｅ ａｔｔｒｉｂｕｔｅｄ ｔｏ ｔｈｒｅｅ ｆｅａｔｕｒｅｓ
ｏｆ ｉｔｓ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ. Ｏｎｅ ｉｓ ｔｈｅ ｄｉｆｆｅｒ￣
ｅｎｔ ｂａｓａｌ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ. Ｔｈｅ
ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｏｆ ＰＳＩＩ ｏｆ ｐｌａｎｔｓ ｔｏ ｓｈｏｒｔ￣ｔｅｒｍ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ
ｗａｓ ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ ｓｈｏｗｎ ｔｏ ｂｅ ｎｅｇａｔｉｖｅｌｙ ｃｏｒｒｅｌａｔｅｄ ｗｉｔｈ
ｔｈｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ １６ ∶ ３ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ (Ｒｏｕｔａｂｏｕｌ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１２). Ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ｔｈａｔ ｈｅａｔ ｔｒｅａｔ￣
ｍｅｎｔ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｈａｄ ｎｏ ｏｂｖｉｏｕｓ ｅｆｆｅｃｔ ｏｎ ｔｈｅ
ｖｅｒｙ ｌｏｗ ｌｅｖｅｌ ｏｆ １６ ∶ ３ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｐｒｉｏｒ ｔｏ
ｈｅａｔ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ. Ｔｈｉｓ ｍｉｇｈｔ ｉｍｐｒｏｖｅ ｔｈｅ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ
ｔｈｅ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｔｈｙｌａｋｏｉｄ ｍｅｍｂｒａｎｅｓ ａｎｄ ｅｖｅｎｔｕ￣
ａｌｌｙ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｂｙ ｒｅｄｕｃｉｎｇ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌ ｏｆ
ｌｉｐｉｄ ｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｙｌａｋｏｉｄｓ. Ｔｈｅ ｌｏｎｇｅｒ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ
ｃｈａｉｎｓ ｆｏｕｎｄ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｏｓｅ ｉｎ
Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｍｉｇｈｔ ａｌｓｏ ａｃｃｏｕｎｔ ｆｏｒ ｔｈｅ ｓｕｐｅｒｉｏｒ ｈｅａｔ
ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｆｏｒｍｅｒ. Ｌｏｎｇｅｒ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ ｃｈａｉｎｓ
ｍｉｇｈｔ ｐｒｏｍｏｔｅ ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ｂｙ
ｍａｋｉｎｇ ｔｈｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ ｌｅｓｓ ｆｌｕｉｄ ａｎｄ
ｍｏｒｅ ｇｅｌ￣ｌｉｋｅ (Ｃｈｉｎｔａｌａｐａｔｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４). Ｔｈｅ ｔｈｉｒｄ
ｆａｃｔｏｒ ｔｈａｔ ｐｏｔｅｎｔｉａｌｌｙ ａｃｃｏｕｎｔｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｇｒｅａｔｅｒ ｔｈｅｒ￣
ｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｒｅｌａｔｉｖｅ ｔｏ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｉｓ
ｔｈｅ ａｂｓｅｎｃｅ ｏｆ ｏｂｖｉｏｕｓ ａｌｔｅｒａｔｉｏｎｓ ｉｎ ｔｈｅ ｄｅｇｒｅｅ ｏｆ
ｕｎｓａｔｕｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ ｉｎ ｔｈｅ ｆｏｒｍｅｒ. Ｔｈｅ ｒｅｄｕｃｅｄ
ｌｅｖｅｌ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｄａｍａｇｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｍｉｇｈｔ ｂｅ
ａｔｔｒｉｂｕｔｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｈｉｇｈｅｒ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ
ＨＳＰｓꎬ ｂｅｃａｕｓｅ ＨＳＰｓ ｐｒｏｔｅｃｔ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｉｎｔｅｇｒｉｔｙ
ａｎｄ ｍｅｄｉａｔｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｆｌｕｉｄｉｔｙ (Ｈｏｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００３ꎻ
Ｔｓｖｅｔｋｏｖａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００２).
Ｔｈｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰｓ ｉｓ ｐｏｓｉｔｉｖｅｌｙ ｃｏｒｒｅｌａ￣
ｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｐｌａｎｔｓ (Ａｌ￣Ｗｈａｉｂｉꎬ
２０１１). Ｆｏｒ ｅｘａｍｐｌｅꎬ ｔｈｅ ｄｅｓｅｒｔ ｐｌａｎｔ Ｐｒｏｓｏｐｉｓ ｃｈｉｌ￣
ｅｎｓｉｓ ｍｉｇｈｔ ａｄａｐｔ ｔｏ ｉｔｓ ｈａｒｓｈ ｎａｔｕｒａｌ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ ｂｙ
ｒａｐｉｄ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰｓ ｏｎ ａ ｄａｉｌｙ ｂａｓｉｓ ｗｈｅｎｅｖ￣
ｅｒ ｈｉｇｈｅｒ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ａｒｅ ｅｘｐｅｒｉｅｎｃｅｄ (Ｏｒｔｉｚ ｅｔ ａｌ.ꎬ
１９９５). Ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙꎬ ｔｈｅ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰ１０１
ｗａｓ ｒａｐｉｄꎬ ａｎｄ ｔｈｅ ｏｂｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｔｈａｔ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ＨＳＰｓ
ｒｅｍａｉｎｅｄ ｅｌｅｖａｔｅｄ ｆｏｒ ａ ｌｏｎｇｅｒ ｔｉｍｅ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ
ｔｈａｎ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｉｓ ｃｏｎｓｉｓｔｅｎｔ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｇｅｎｅｒａｌ
４９６　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
ｃｏｎｓｅｎｓｕｓ ｔｈａｔ ＨＳＰｓ ｐｒｏｔｅｃｔ ａｇａｉｎｓｔ ｄａｍａｇｅ ｃａｕｓｅｄ
ｂｙ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ. Ｉｔ ｉｓ ｗｅｌｌ ｄｏｃｕｍｅｎｔｅｄ ｔｈａｔ ＨＳＰ７０
ｍｉｇｈｔ ｐｌａｙ ａｎ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｒｏｌｅ ｉｎ ｓｉｇｎａｌｌｉｎｇ ｔｈｅ ｓｙｎｔｈｅ￣
ｓｉｓ ｏｆ ｏｔｈｅｒ ＨＳＰｓ ａｓ ａ ｓｉｇｎａｌ ｔｒａｎｓｄｕｃｅｒ ( Ｓｏｒｇｅｒꎬ
１９９１). Ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｓｔｕｄｙ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈａｔ ａ ｒａｐｉｄ
ｄｅｃｌｉｎｅ ｉｎ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ＨＳＰ７０ ａｎｄ ＨＳＰ１０１ ｏｃｃｕｒｒｅｄ ａｆ￣
ｔｅｒ ５ ｈ ｏｆ ｅｘｐｏｓｕｒｅ ｔｏ ４５ ℃ ｉｎ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａꎬ ａｎｄ
ｔｈａｔ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｓｙｎｃｈｒｏｎｏｕｓ ｔｒｅｎｄ ｔｏ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ
ＨＳＰ７０ ａｎｄ ＨＳＰ１０１ ｗａｓ ａｌｓｏ ａｐｐａｒｅｎｔ ｉｎ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ.
Ｔｈｉｓ ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐ ｓｕｇｇｅｓｔｓ ｔｈａｔ ＨＳＰ１０１ ａｎｄ ＨＳＰ７０
ｍｉｇｈｔ ｃｏｏｐｅｒａｔｅ ｔｏ ｐｌａｙ ｐｒｏｔｅｃｔｉｖｅ ｒｏｌｅｓ ｉｎ ｍａｎｙ
ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ. Ｉｔ ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ ｎｏｔｅｄ ｔｈａｔ ｐｌａｎｔ
ＨＳＰｓ ａｒｅ ｏｆｔｅｎ ｉｎｄｕｃｅｄ ｂｙ ｂｏｔｈ ｈｉｇｈ ａｎｄ ｌｏｗ ｔｅｍ￣
ｐｅｒａｔｕｒｅｓ (Ｐａｒｓｅｌｌ ａｎｄ Ｌｉｎｄｑｕｉｓｔꎬ １９９３). Ｇｉｖｅｎ ｔｈａｔ
ｅｘｔｒｅｍｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ａｒｅ ｕｂｉｑｕｉｔｏｕｓ ｉｎ ａｌｐｉｎｅ ｅｎｖｉ￣
ｒｏｎｍｅｎｔｓꎬ ｉｔ ｓｅｅｍｓ ｔｈａｔ ｌｉｋｅ ｄｅｓｅｒｔ ｐｌａｎｔｓꎬ ａｌｐｉｎｅ
ｐｌａｎｔｓ ｕｓｅ ｔｈｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰｓ ｔｏ ｓｅｎｓｅ ｓｔｒｅｓｓ
ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｉｎ ａ ｔｉｍｅｌｙ ｍａｎｎｅｒ.
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｅｘｈｉｂｉｔｅｄ ｓｕｂｓｔａｎｔｉａｌ ｈｅａｔ ｔｏｌｅｒ￣
ａｎｃｅ ｔｈｒｏｕｇｈ ｔｈｅ ａｄｖａｎｔａｇｅｓ ｃｏｎｆｅｒｒｅｄ ｂｙ ａｄａｐｔａｔｉｏｎｓ
ａｔ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓꎬ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｓｔａｂｉｌｉｔｙꎬ
ａｎｄ ｔｈｅ ａｃｃｕｍｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ＨＳＰｓ. Ｔｈｅ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ａｄｏｐｔ￣
ｅｄ ｂｙ Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｔｏ ｃｏｐｅ ｗｉｔｈ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ ｐｒｏｖｉｄｅ
ａｎ ｅｘａｍｐｌｅ ｏｆ ａ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｕｓｅｄ ｂｙ
ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ. Ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｌｏｗｌａｎｄ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｏｒ
ｄｅｓｅｒｔ ｐｌａｎｔｓꎬ ｔｈｅ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｔｈａｔ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ ｕｓｅ ｔｏ
ｔｏｌｅｒａｔｅ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ｍｉｇｈｔ ｂｅ ｓｙｓｔｅｍｉｃ ａｎｄ ｕ￣
ｎｉｖｅｒｓａｌꎬ ａｐａｒｔ ｆｒｏｍ ｓｏｍｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅ
ｔｏ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｂｅｔｗｅｅｎ ｈｉｇｈ ａｎｄ ｌｏｗ ａｔｔｉｔｕｄｅ
ｐｌａｎｔｓ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｏｒ ｅｘａｃｔ
ｓｉｇｎａｌｌｉｎｇ ｐａｔｈｗａｙｓ ｔｈａｔ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ ｕｓｅ ｔｏ ｗｉｔｈ￣
ｓｔａｎｄ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ａｒｅ ｕｎｃｌｅａｒ. Ｔｈｅｒｅｆｏｒｅꎬ ｉｔ ｉｓ
ｏｆ ｖｉｔａｌ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｃｅ ｔｏ ｓｔｕｄｙ ｔｈｅ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｍｅｃｈａ￣
ｎｉｓｍｓ ｏｆ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｂｙ ｅｘｐｌｏｒｉｎｇ ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃ ｒｅ￣
ｓｏｕｒｃｅｓ ｏｆ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ. Ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｌａｔｉｖｅｓ
ｏｆ Ａ􀆰 ｔｈａｌｉａｎａ ｗｉｔｈ ａ ｓｐｅｃｉａｌ ｃａｐａｃｉｔｙ ｔｏ ｔｏｌｅｒａｔｅ ｓｔｒｅｓｓ
ｓｅｅｍｓ ｅｓｐｅｃｉａｌｌｙ ｐｒｏｍｉｓｉｎｇ ｉｎ ｔｈｉｓ ｒｅｇａｒｄ (Ｂｒｅｓｓａｎ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２００１). Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ ｐｏｓｓｅｓｓｅｓ ｍａｎｙ ｃｈａｒａｃｔｅｒ￣
ｉｓｔｉｃｓ ｔｈａｔ ｍａｋｅ ｉｔ ａｎ ｅｘｃｅｌｌｅｎｔ ｃｈｏｉｃｅ ａｓ ａ ｍｏｄｅｌ
ｓｙｓｔｅｍ. Ｔｈｅｓｅ ｉｎｃｌｕｄｅ ｉｔｓ ｓｍａｌｌ ｓｔａｔｕｒｅꎬ ｅａｓｙ ｃｕｌｔｉｖａ￣
ｔｉｏｎꎬ ａ ｓｈｏｒｔ ｌｉｆｅ ｃｙｃｌｅꎬ ｃｌｏｓｅ ｒｅｌａｔｅｄｎｅｓｓ ｔｏ ａｎ ｅｘ￣
ｔｅｎｓｉｖｅｌｙ ｓｔｕｄｉｅｄ ｍｏｄｅｌ ｐｌａｎｔꎬ ａｎｄ ｏｕｔｓｔａｎｄｉｎｇ ｔｈｅｒ￣
ｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ. Ａｃｃｏｒｄｉｎｇｌｙꎬ ｗｅ ｒｅｃｏｍｍｅｎｄ ｔｈａｔ Ａ􀆰 ｐａｎ￣
ｉｃｕｌａｔａ ｂｅ ａｄｏｐｔｅｄ ａｓ ａ ｍｏｄｅｌ ｐｌａｎｔ ｔｏ ｓｔｕｄｙ ｔｈｅ ｍｏ￣
ｌｅｃｕｌａｒ ｇｅｎｅｔｉｃ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ.
Ａｃｋｎｏｗｌｅｄｇｅｍｅｎｔｓ: Ｔｈｅ ａｕｔｈｏｒｓ ｗｏｕｌｄ ｌｉｋｅ ｔｏ ｔｈａｎｋ Ｋｕｎ
Ｘｕꎬ Ｚｈｉｋｕｎ Ｗｕꎬ ａｎｄ Ｗｅｉｗｅｉ Ｌｉｕ ｆｏｒ ｐｒｏｖｉｄｉｎｇ ｓｅｅｄｓ ｏｆ
Ａ􀆰 ｐａｎｉｃｕｌａｔａ. Ｔｈｅ ａｕｔｈｏｒｓ ａｌｓｏ ｔｈａｎｋ Ｙａｎｘｉａ Ｊｉａ ｆｏｒ ｈｅｌｐ ｗｉｔｈ
ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ａｓｓａｙｓ ａｎｄ Ｗｅｉ Ｈｕａｎｇ ｆｏｒ ｃｒｉｔｉｃａｌ
ａｄｖｉｃｅ.
Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ:
Ａｌ￣Ｗｈａｉｂｉ ＭＨꎬ ２０１１. Ｐｌａｎｔ ｈｅａｔ￣ｓｈｏｃｋ ｐｒｏｔｅｉｎｓ: Ａ ｍｉｎｉ ｒｅｖｉｅｗ [Ｊ] .
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｋｉｎｇ Ｓａｕｄ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙꎬ ２３ (２): １３９—１５０
Ｂａｒｕａ Ｄꎬ Ｄｏｗｎｓ ＣＡꎬ Ｈｅｃｋａｔｈｏｒｎ ＳＡꎬ ２００３. Ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｉｎ ｃｈｌｏｒｏｐｌａｓｔ
ｓｍａｌｌｈｅａｔ￣ｓｈｏｃｋ ｐｒｏｔｅｉｎ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｉｓ ａ ｍａｊｏｒ ｄｅｔｅｒｍｉｎａｎｔ ｏｆ ｖａｒｉａ￣
ｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｅｌｅｃｔｒｏｎ ｔｒａｎｓｐｏｒｔ ａｍｏｎｇ
ｅｃｏｔｙｐｅｓ ｏｆ Ｃｈｅｎｏｐｏｄｉｕｍ ａｌｂｕｍ [Ｊ] . Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ
３０ (１０): １０７１—１０７９
Ｂｅｃｋ Ｅꎬ １９９４. Ｃｏｌｄ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｉｎ ｔｒｏｐｉｃａｌ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔ [Ａ]. Ｔｒｏｐｉｃａｌ
Ａｌｐｉｎｅ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔｓ: Ｐｌａｎｔ Ｆｏｒｍ ａｎｄ Ｆｕｎｃｔｉｏｎ [ Ｍ]. Ｃａｍ￣
ｂｒｉｄｇｅ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ Ｐｒｅｓｓꎬ ７７—１１０
Ｂｅｒｇｏｎｚｉ Ｓꎬ Ａｌｂａｎｉ ＭＣꎬ Ｌｏｒｅｎ ｖａｎ Ｔｈｅｍａａｔ ＥＶ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３. Ｍｅｃｈａ￣
ｎｉｓｍｓ ｏｆ ａｇｅ￣ｄｅｐｅｎｄｅｎｔ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｔｏ ｗｉｎｔｅｒ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ｐｅｒｅｎｎｉ￣
ａｌ ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ ｏｆ Ａｒａｂｉｓ ａｌｐｉｎａ [Ｊ] . Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３４０ (６１３６): １０９４—
１０９７
Ｂｅｒｒｙ Ｊꎬ Ｂｊｏｒｋｍａｎ Ｏꎬ １９８０. Ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ａｎｄ ａｄａｐｔａｔｉｏｎ
ｔｏ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ｈｉｇｈｅｒ ｐｌａｎｔｓ [ Ｊ] . Ａｎｎｕａｌ Ｒｅｖｉｅｗ ｏｆ Ｐｌａｎｔ
Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ ３１ (１): ４９１—５４３
Ｂｏｈｌｅｎｉｕｓ Ｈꎬ Ｈｕａｎｇ Ｔꎬ Ｃｈａｒｂｏｎｎｅｌ￣Ｃａｍｐａａ Ｌ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６. ＣＯ / ＦＴ
ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ ｍｏｄｕｌｅ ｃｏｎｔｒｏｌｓ ｔｉｍｉｎｇ ｏｆ ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ ａｎｄ ｓｅａｓｏｎａｌ ｇｒｏｗｔｈ
ｃｅｓｓａｔｉｏｎ ｉｎ ｔｒｅｅｓ [Ｊ] . Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３１２ (５７７６): １０４０—１０４３
Ｂｏｏｒｓｔｅｉｎ Ｗꎬ Ｚｉｅｇｅｌｈｏｆｆｅｒ Ｔꎬ Ｃｒａｉｇ Ｅꎬ １９９４. Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ ｏｆ
ｔｈｅ ＨＳＰ７０ ｍｕｌｔｉｇｅｎｅ ｆａｍｉｌｙ [ Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｖｏｌｕ￣
ｔｉｏｎꎬ ３８ (１): １—１７
Ｂｒａｕｎ Ｖꎬ Ｂｕｃｈｎｅｒ Ｏꎬ Ｎｅｕｎｅｒ Ｇꎬ ２００２. Ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｐｈｏｔｏｓｙｓ￣
ｔｅｍ ２ ｏｆ ｔｈｒｅｅ ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ ｕｎｄｅｒ ｆｉｅｌｄ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ [ Ｊ] .
Ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃａꎬ ４０ (４): ５８７—５９５
Ｂｒｅｓｓａｎ ＲＡꎬ Ｚｈａｎｇ Ｃꎬ Ｚｈａｎｇ Ｈ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００１. Ｌｅａｒｎｉｎｇ ｆｒｏｍ ｔｈｅ Ａｒａ￣
ｂｉｄｏｐｓｉｓ ｅｘｐｅｒｉｅｎｃｅ. Ｔｈｅ ｎｅｘｔ ｇｅｎｅ ｓｅａｒｃｈ ｐａｒａｄｉｇｍ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ
Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ １２７ (４): １３５４—１３６０
Ｃｈｉｎｔａｌａｐａｔｉ Ｓꎬ Ｋｉｒａｎ ＭＤꎬ Ｓｈｉｖａｊｉ Ｓꎬ ２００４. Ｒｏｌｅ ｏｆ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｌｉｐｉｄ
ｆａｔｔｙ ａｃｉｄｓ ｉｎ ｃｏｌｄ ａｄａｐｔａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｃｅｌｌｕｌａｒ ａｎｄ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏ￣
ｇｙꎬ ５０ (５): ６３１—６４２
Ｄｅｍｍｉｇ￣Ａｄａｍｓ Ｂꎬ Ａｄａｍｓ ＩＩＩ ＷＷꎬ Ｂａｒｋｅｒ ＤＨ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９６. Ｕｓｉｎｇ
ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｔｏ ａｓｓｅｓｓ ｔｈｅ ｆｒａｃｔｉｏｎ ｏｆ ａｂｓｏｒｂｅｄ ｌｉｇｈｔ
ａｌｌｏｃａｔｅｄ ｔｏ ｔｈｅｒｍａｌ ｄｉｓｓｉｐａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｘｃｅｓｓ ｅｘｃｉｔａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｐｈｙｓ￣
ｉｏｌｏｇｉａ Ｐｌａｎｔａｒｕｍꎬ ９８ (２): ２５３—２６４
Ｄｅｖａｓｉｒｖａｔｈａｍ Ｖꎬ Ｔａｎ ＤＫＹꎬ Ｇａｕｒ ＰＭ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａ￣
５９６６期　 　 　 ＴＡＮＧ Ｔｉｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ Ｅｘｔｒｅｍｅｌｙ Ｈｉｇｈ Ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ａｎ Ａｌｐｉｎｅ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ: Ｓｙｓｔｅｍｉｃ 􀆺　 　 　 　
ｔｕｒｅ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｉｎ ｃｈｉｃｋｐｅａ ａｎｄ ｉｔｓ ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ ｆｏｒ ｐｌａｎｔ ｉｍｐｒｏｖｅ￣
ｍｅｎｔ [Ｊ] . Ｃｒｏｐ ＆ Ｐａｓｔｕｒｅ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ６３ (５): ４１９—４２８
Ｆａｎ Ｌꎬ Ｚｈｅｎｇ Ｓꎬ Ｗａｎｇ Ｘꎬ １９９７. Ａｎｔｉｓｅｎｓｅ ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｐｈｏｓｐｈｏ￣
ｌｉｐａｓｅ Ｄ ａｌｐｈａ ｒｅｔａｒｄｓ ａｂｓｃｉｓｉｃ ａｃｉｄ￣ ａｎｄ ｅｔｈｙｌｅｎｅ￣ｐｒｏｍｏｔｅｄ ｓｅ￣
ｎｅｓｃｅｎｃｅ ｏｆ ｐｏｓｔｈａｒｖｅｓｔ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｌｅａｖｅｓ [Ｊ] . Ｔｈｅ Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ
９ (１２): ２１８３—２１９６
Ｇａｏ Ｋꎬ Ｑｉｕ Ｂꎬ Ｘｉａ Ｊ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９８. Ｌｉｇｈｔ ｄｅｐｅｎｄｅｎｃｙ ｏｆ ｔｈｅ ｐｈｏｔｏｓｙｎ￣
ｔｈｅｔｉｃ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｏｆ Ｎｏｓｔｏｃ ｆｌａｇｅｌｌｉｆｏｒｍｅ [ Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｐｐｌｉｅｄ
Ｐｈｙｃｏｌｏｇｙꎬ １０ (１): ５１—５３
Ｇａｕｓｌａａ Ｙꎬ １９８４. Ｈｅａｔ￣ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ａｎｄ ｅｎｅｒｇｙ ｂｕｄｇｅｔ ｉｎ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｓｃａｎ￣
ｄｉｎａｖｉａｎ ｐｌａｎｔｓ [Ｊ] . Ｈｏｌａｒｃｔｉｃ Ｅｃｏｌｏｇｙꎬ ７ (１): １—７８
Ｈａｌｄｉｍａｎｎ Ｐꎬ Ｆｅｌｌｅｒ Ｕꎬ ２００４. Ｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎ ｏｆ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｂｙ ｈｉｇｈ
ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ｏａｋ (Ｑｕｅｒｃｕｓ ｐｕｂｅｓｃｅｎｓ Ｌ.) ｌｅａｖｅｓ ｇｒｏｗｎ ｕｎｄｅｒ
ｎａｔｕｒａｌ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ｃｌｏｓｅｌｙ ｃｏｒｒｅｌａｔｅｓ ｗｉｔｈ ａ ｒｅｖｅｒｓｉｂｌｅ ｈｅａｔ￣ｄｅ￣
ｐｅｎｄｅｎｔ ｒｅｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ａｃｔｉｖａｔｉｏｎ ｓｔａｔｅ ｏｆ ｒｉｂｕｌｏｓｅ￣１ꎬ ５￣ｂｉｓｐｈｏｓ￣
ｐｈａｔｅ ｃａｒｂｏｘｙｌａｓｅ / ｏｘｙｇｅｎａｓｅ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ ＆ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔꎬ ２７
(９): １１６９—１１８３
Ｈａｖａｕｘ Ｍꎬ １９９８. Ｃａｒｏｔｅｎｏｉｄｓ ａｓ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｓｔａｂｉｌｉｚｅｒｓ ｉｎ ｃｈｌｏｒｏｐｌａｓｔｓ
[Ｊ] . Ｔｒｅｎｄｓ ｉｎ Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３ (４): １４７—１５１
Ｈｅｎｄｒｉｃｋｓｏｎ Ｌꎬ Ｆｕｒｂａｎｋ ＲＴꎬ Ｃｈｏｗ ＷＳꎬ ２００４. Ａ ｓｉｍｐｌｅ ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ
ａｐｐｒｏａｃｈ ｔｏ ａｓｓｅｓｓｉｎｇ ｔｈｅ ｆａｔｅ ｏｆ ａｂｓｏｒｂｅｄ ｌｉｇｈｔ ｅｎｅｒｇｙ ｕｓｉｎｇ
ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ [Ｊ] . Ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ８２ (１):
７３—８１
Ｋöｒｎｅｒ Ｃꎬ ２００３. Ａｌｐｉｎｅ ｐｌａｎｔ ｌｉｆｅ [Ａ]. Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ Ｐｌａｎｔ Ｅｃｏｌｏｇｙ ｏｆ
Ｈｉｇｈ Ｍｏｕｎｔａｉｎ Ｅｃｏｓｙｓｔｅｍ [ Ｍ]. Ｓｐｒｉｎｇｅｒ Ｖｅｒｌａｇꎬ ＮｅｗＹｏｒｋꎬ
ＵＳＡ
Ｋöｒｎｅｒ Ｃꎬ Ｃｏｃｈｒａｎｅ Ｐꎬ １９８３. Ｉｎｆｌｕｅｎｃｅ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｐｈｙｓｉｏｇｎｏｍｙ ｏｎ ｌｅａｆ
ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｏｎ ｃｌｅａｒ ｍｉｄｓｕｍｍｅｒ ｄａｙｓ ｉｎ ｔｈｅ Ｓｎｏｗｙ Ｍｏｕｎｔａｉｎｓꎬ
ｓｏｕｔｈ￣ｅａｓｔｅｒｎ Ａｕｓｔｒａｌｉａ [ Ｊ] . Ａｃｔａ Ｏｅｃｏｌｏｇｉａ / Ｏｅｃｏｌｏｇｉａ Ｐｌａｎｔａ￣
ｒｕｍꎬ ４ : １１７—１２４
Ｋöｒｎｅｒ Ｃꎬ Ｌａｒｃｈｅｒ Ｗꎬ １９８８. Ｐｌａｎｔ ｌｉｆｅ ｉｎ ｃｏｌｄ ｃｌｉｍａｔｅｓ [Ａ]. Ｐｌａｎｔｓ
ａｎｄ Ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ [Ｍ]. Ｃａｍｂｒｉｄｇｅ: Ｃｏｍｐ Ｂｉｏｌ Ｌｔｄꎬ ２５—５７
Ｋｏｃｈ Ｍꎬ Ｂｉｓｈｏｐ Ｊꎬ Ｍｉｔｃｈｅｌｌ￣Ｏｌｄｓ Ｔꎬ １９９９. Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｓｙｓｔｅｍａｔｉｃｓ ａｎｄ
ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ ｏｆ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ａｎｄ Ａｒａｂｉｓ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ １ (５):
５２９—５３７
Ｋｏｃｈ ＭＡꎬ Ｋｉｅｆｅｒ Ｃꎬ Ｅｈｒｉｃｈ Ｄ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６. Ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ ｏｕｔ ｏｆ ａｓｉａ
ｍｉｎｏｒ: Ｔｈｅ ｐｈｙｌｏｇｅｏｇｒａｐｈｙ ｏｆ Ａｒａｂｉｓ ａｌｐｉｎａ ｌ. ( Ｂｒａｓｓｉｃａｃｅａｅ)
[Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｅｃｏｌｏｇｙꎬ １５ (３): ８２５—８３９
Ｋｒａｍｅｒ ＤＭꎬ Ｊｏｈｎｓｏｎ Ｇꎬ Ｋｉｉｒａｔｓ Ｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４. Ｎｅｗ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｐａ￣
ｒａｍｅｔｅｒｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ Ｑ(Ａ) ｒｅｄｏｘ ｓｔａｔｅ ａｎｄ ｅｘｃｉｔａｔｉｏｎ
ｅｎｅｒｇｙ ｆｌｕｘｅｓ [Ｊ] . Ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ７９ (２): ２０９—２１８
Ｈｏｎｇ ＳＷꎬ Ｌｅｅ Ｕꎬ Ｖｉｅｒｌｉｎｇ Ｅꎬ ２００３. Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｈｏｔ ｍｕｔａｎｔｓ ｄｅｆｉｎｅ
ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｒｅｑｕｉｒｅｄ ｆｏｒ ａｃｃｌｉｍａｔｉｏｎ ｔｏ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ
[Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ １３２ (２): ７５７—７６７
Ｌａｒｋｉｎｄａｌｅ Ｊꎬ Ｈａｌｌ ＪＤꎬ Ｋｎｉｇｈｔ ＭＲ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００５. Ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ ｐｈｅｎｏ￣
ｔｙｐｅｓ ｏｆ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｍｕｔａｎｔｓ ｉｍｐｌｉｃａｔｅ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｓｉｇｎａｌｉｎｇ ｐａｔｈ￣
ｗａｙｓ ｉｎ ｔｈｅ ａｃｑｕｉｓｉｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏ￣
ｇｙꎬ １３８ (２): ８８２—８９７
Ｌａｔｉｊｎｈｏｕｗｅｒｓ Ｍꎬ Ｘｕ ＸＭꎬ Ｍøｌｌｅｒ ＳＧꎬ ２０１０. Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｓｔｒｏｍａｌ ７０￣
ｋＤａ ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ａｒｅ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ｆｏｒ ｃｈｌｏｒｏｐｌａｓｔ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ
[Ｊ] . Ｐｌａｎｔａꎬ ２３２ (３): ５６７—５７８
Ｌｉ Ｓꎬ Ｆｕ Ｑꎬ Ｃｈｅｎ Ｌ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ ＷＲＫＹ２５ꎬ
ＷＲＫＹ２６ꎬ ａｎｄ ＷＲＫＹ３３ ｃｏｏｒｄｉｎａｔｅ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌ￣
ｅｒａｎｃｅ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔａꎬ ２３３ (６): １２３７—１２５２
Ｌｕｏ ＨＢꎬ Ｍａ Ｌꎬ Ｘｉ ＨＦ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ ｔｏ ｈｅａｔ
ｔｒｅａｔｍｅｎｔｓ ａｔ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅｓ ａｎｄ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｒｅｃｏｖｅｒｙ ｉｎ ｇｒａ￣
ｐｅｖｉｎｅ (Ｖｉｔｉｓ ａｍｕｒｅｎｓｉｓ Ｌ.) ｌｅａｖｅｓ [ Ｊ] . ＰＬｏＳ ＯＮＥꎬ ６ ( ８):
ｅ２３０３３
Ｍａｒｑｕｅｚ ＥＪꎬ Ｒａｄａ Ｆꎬ Ｆａｒｉｎａｓ ＭＲꎬ ２００６. Ｆｒｅｅｚｉｎｇ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｉｎ ｇｒａｓ￣
ｓｅｓ ａｌｏｎｇ ａｎ ａｌｔｉｔｕｄｉｎａｌ ｇｒａｄｉｅｎｔ ｉｎ ｔｈｅ Ｖｅｎｅｚｕｅｌａｎ Ａｎｄｅｓ [ Ｊ] .
Ｏｅｃｏｌｏｇｉａꎬ １５０ (３): ３９３—３９７
Ｍａｒｔｉｎ Ｍꎬ Ｇａｖａｚｏｖ Ｋꎬ Ｋｏｒｎｅｒ Ｃ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０. Ｒｅｄｕｃｅｄ ｅａｒｌｙ ｇｒｏｗｉｎｇ
ｓｅａｓｏｎ ｆｒｅｅｚｉｎｇ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｉｎ ａｌｐｉｎｅ ｔｒｅｅｌｉｎｅ ｐｌａｎｔｓ ｕｎｄｅｒ ｅｌｅｖａｔｅｄ
ａｔｍｏｓｐｈｅｒｉｃ ＣＯ２ [Ｊ] . Ｇｌｏｂａｌ Ｃｈａｎｇｅ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ １６ (３): １０５７—
１０７０
Ｍａｘｗｅｌｌ Ｋꎬ Ｊｏｈｎｓｏｎ ＧＮꎬ ２０００. Ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ￣ａ ｐｒａｃｔｉｃａｌ
ｇｕｉｄｅ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｂｏｔａｎｙꎬ ５１ (３４５): ６５９—
６６８
Ｍｅｒｉｇａ Ｂꎬ Ｋｒｉｓｈｎａ Ｒｅｄｄｙ Ｂꎬ Ｒａｊｅｎｄｅｒ Ｒａｏ Ｋ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４. Ａｌｕｍｉｎ￣
ｉｕｍ￣ｉｎｄｕｃｅｄ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｏｘｙｇｅｎ ｒａｄｉｃａｌｓꎬ ｌｉｐｉｄ ｐｅｒｏｘｉｄａｔｉｏｎ ａｎｄ
ＤＮＡ ｄａｍａｇｅ ｉｎ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｏｆ ｒｉｃｅ (Ｏｒｙｚａ ｓａｔｉｖａ) [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ
Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ １６１ (１): ６３—６８
Ｍｉｑｕｅｌ Ｍꎬ Ｂｒｏｗｓｅ Ｊꎬ １９９２. Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｍｕｔａｎｔｓ ｄｅｆｉｃｉｅｎｔ ｉｎ ｐｏｌｙｕｎ￣
ｓａｔｕｒａｔｅｄ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ. Ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ ａｎｄ ｇｅｎｅｔｉｃ ｃｈａｒａｃｔｅｒ￣
ｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｐｌａｎｔ ｏｌｅｏｙｌ￣ｐｈｏｓｐｈａｔｉｄｙｌｃｈｏｌｉｎｅ ｄｅｓａｔｕｒａｓｅ [ Ｊ ] .
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙꎬ ２６７ (３): １５０２—１５０９
Ｍｉｓｈｒａ ＲＫꎬ Ｓｉｎｇｈａｌ ＧＳꎬ １９９２. Ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ａｐｐａｒａｔｕｓ
ｏｆ ｉｎｔａｃｔ ｗｈｅａｔ ｌｅａｖｅｓ ｕｎｄｅｒ ｈｉｇｈ ｌｉｇｈｔ ａｎｄ ｈｅａｔ ｓｔｒｅｓｓ ａｎｄ ｉｔｓ ｒｅｌａ￣
ｔｉｏｎｓｈｉｐ ｗｉｔｈ ｐｅｒｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｙｌａｋｏｉｄ ｌｉｐｉｄｓ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌ￣
ｏｇｙꎬ ９８ (１): １—６
Ｍｕｒａｋａｍｉ Ｙꎬ Ｔｓｕｙａｍａ Ｍꎬ Ｋｏｂａｙａｓｈｉ Ｙ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０００. Ｔｒｉｅｎｏｉｃ ｆａｔｔｙ
ａｃｉｄｓ ａｎｄ ｐｌａｎｔ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ [Ｊ] . Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ２８７
(５４５２): ４７６—４７９
Ｎｉｅｔｏ￣Ｓｏｔｅｌｏ Ｊꎬ Ｍａｒｔíｎｅｚ ＬＭꎬ Ｐｏｎｃｅ Ｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００２. Ｍａｉｚｅ ＨＳＰ１０１
ｐｌａｙｓ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｒｏｌｅｓ ｉｎ ｂｏｔｈ ｉｎｄｕｃｅｄ ａｎｄ ｂａｓａｌ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ
ａｎｄ ｐｒｉｍａｒｙ ｒｏｏｔ ｇｒｏｗｔｈ [ Ｊ] . Ｔｈｅ Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ １４ (７): １６２１—
１６３３
Ｏｒｔｉｚ ＣＡꎬ Ｂｒａｖｏ ＬＡꎬ Ｐｉｎｔｏ Ｍ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９５. Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎｄ ｍｏｌｅｃｕ￣
ｌａｒ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ ｏｆ Ｐｒｏｓｏｐｉｓ ｃｈｉｌｅｎｓｉｓ ｕｎｄｅｒ ｆｉｅｌｄ ａｎｄ ｓｉｍｕｌａｔｉｏｎ ｃｏｎｄｉ￣
ｔｉｏｎｓ [Ｊ] . Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙꎬ ４０ (５): １３７５—１３８２
Ｐａｒｓｅｌｌ ＤＡꎬ Ｌｉｎｄｑｕｉｓｔ Ｓꎬ １９９３. Ｔｈｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ ｈｅａｔ￣ｓｈｏｃｋ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｉｎ
ｓｔｒｅｓｓ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ: ｄｅｇｒａｄａｔｉｏｎ ａｎｄ ｒｅａｃｔｉｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｄａｍａｇｅｄ ｐｒｏｔｅｉｎｓ
[Ｊ] . Ａｎｎｕａｌ Ｒｅｖｉｅｗ ｏｆ Ｇｅｎｅｔｉｃｓꎬ ２７: ４３７—４９６
Ｐｅｔｋｏｖａ Ｖꎬ Ｄｅｎｅｖ ＩＤꎬ Ｃｈｏｌａｋｏｖ Ｄ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７. Ｆｉｅｌｄ ｓｃｒｅｅｎｉｎｇ ｆｏｒ
ｈｅａｔ ｔｏｌｅｒａｎｔ ｃｏｍｍｏｎ ｂｅａｎ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ (Ｐｈａｓｅｏｌｕｓ ｖｕｌｇａｒｉｓ Ｌ.) ｂｙ
ｍｅａｓｕｒｉｎｇ ｏｆ ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｐａｒａｍｅｔｅｒｓ [ Ｊ] .
Ｓｃｉｅｎｔｉａ Ｈｏｒｔｉｃｕｌｔｕｒａｅꎬ １１１ (２): １０１—１０６
Ｐｅｔｋｏｖａ Ｖ ＩＤꎬ Ｓｔｅｆａｎｏｖ Ｄꎬ ２００９. Ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｈｉｇｈ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｓｔｒｅｓｓ
ｏｆ ｖａｒｉｏｕｓ ｂｅａｎ (Ｐｈａｓｅｏｌｕｓ ｖｕｌｇａｒｉｓ Ｌ.) ｃｕｌｔｉｖａｒｓ ａｎｄ ｌｉｎｅｓ [ Ｊ].
Ｇｅｎｅｒａｌ ａｎｄ Ａｐｐｌｉｅｄ Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ ３５ (３￣４): １１７—１２１
６９６　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 植 物 分 类 与 资 源 学 报　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 　 第 ３６卷
Ｑｕｅｉｔｓｃｈ Ｃꎬ Ｈｏｎｇ ＳＷꎬ Ｖｉｅｒｌｉｎｇ Ｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０００. Ｈｅａｔ ｓｈｏｃｋ ｐｒｏｔｅｉｎ
１０１ ｐｌａｙｓ ａ ｃｒｕｃｉａｌ ｒｏｌｅ ｉｎ ｔｈｅｒｍｏｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｉｎ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ [ Ｊ] .
Ｔｈｅ Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ １２ (４): ４７９—４９２
Ｒｏｈáｃˇｅｋ Ｋꎬ ２００２. Ｃｈｌｏｒｏｐｈｙｌｌ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅ ｐａｒａｍｅｔｅｒｓ: ｔｈｅ ｄｅｆｉｎｉ￣
ｔｉｏｎｓꎬ ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｍｅａｎｉｎｇꎬ ａｎｄ ｍｕｔｕａｌ ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐｓ [ Ｊ] .
Ｐｈｏｔｏｓｙｎｔｈｅｔｉｃａꎬ ４０ (１): １３—２９
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Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ ＆ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔꎬ ３４ (９): １４３１—１４４２
７９６６期　 　 　 ＴＡＮＧ Ｔｉｎｇ ｅｔ ａｌ.: Ａｄａｐｔａｔｉｏｎ ｔｏ Ｅｘｔｒｅｍｅｌｙ Ｈｉｇｈ Ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｉｎ ａｎ Ａｌｐｉｎｅ Ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔ: Ｓｙｓｔｅｍｉｃ 􀆺