全 文 :第 25卷第 8期
2005年 8月
生 态 学 报
ACTAECOLOGICASINICA
Vol.25,No.8
Aug.,2005
小麦根系对铝毒的反应及其与根细胞壁组分
和细胞壁对铝的吸附-解吸性能的关系
唐剑锋1,2,林咸永1,2*,章永松1,2,李 刚1,2,郑绍建1,2
(1.浙江大学环资学院资源科学系,浙江 杭州 310029;2.农业部亚热带土壤与植物营养重点实验室,浙江 杭州 310029)
基金项目:国家自然科学基金资助项目(30270784)
收稿日期:2004-11-18;修订日期:2005-06-10
作者简介:唐剑锋(1979~),男,湖南宁远人,硕士生,主要从事铝毒机理研究.E-mail:jianfeng0715@tom.com
*通讯作者 Authorforcorrespondence.E-mail:xylin@zju.edu.cn
Foundationitem:TheNationalNaturalScienceFoundationofChina(No.30270784)
Receiveddate:2004-11-18;Accepteddate:2005-06-10
Biography:TANGJian-Feng,Mastercandidate,mainlyengagedinaluminumtoxicity.E-mail:jianfeng0715@tom.com
摘要:研究了小麦根系对铝毒的反应与不同根段细胞壁的组分及细胞壁对铝的吸附解吸性能的关系。结果表明,30µmol/L
AlCl3可迅速抑制根系伸长,在铝处理 30h时其根长仅为对照的 30.2%;小麦根系相对伸长率随着铝浓度的提高而急剧降低,
30µmol/LAlCl3处理 24h对根系伸长的抑制率高达 70.9%。小麦根系中距根尖 0~10mm根段的铝含量和细胞壁中果胶糖
醛酸含量明显高于距根尖 10~20mm根段;距根尖 0~10mm根段细胞壁对铝的吸附量明显大于距根尖 10~20mm根段,而
前者吸附态铝的解吸率低于后者;铝浓度从 10µmol/L提高到 20µmol/L时细胞壁对铝的吸附量增加,但对铝的解吸没有明显
影响。采用 1.0mol/LNH3·H2O对细胞壁预处理 2h降低果胶甲基酯化程度后,铝吸附量降低了 20.9%,但对铝解吸率没有
影响。由此可见,小麦根尖是铝毒的主要位点,细胞壁果胶含量和果胶甲基酯化程度对小麦不同根段细胞壁对铝的吸附、积累具
有重要作用,铝与细胞壁的结合是根系对铝毒胁迫反应的重要原因。
关键词:铝毒;细胞壁;果胶;根伸长;小麦
文章编号:1000-0933(2005)08-1890-08 中图分类号:Q946.914 文献标识码:A
Wheatrootresponsestoaluminumtoxicityinrelationtocellwallcomposition
andadsorption-desorptionofaluminumbycellwallinroottips
TANGJian-Feng1,2,LINXian-Yong1,2*,ZHANGYong-Song1,2,LIGang1,2,ZHENGShao-Jian1,2 (1.
CollegeofEnvironmentalandResourceSciences,ZhejiangUniversity,HangzhouZhejiang,310029,China;2.KeyLaboratoryofSubtropical
SoilScienceandPlantNutrition,MinistryofAgricultureofChina,HangzhouZhejiang,310029,China).ActaEcologicaSinica,2005,25(8):
1890~1897.
Abstract:Aluminum(Al)toxicityisanimportantfactordeterminingthedistributionofplantspeciesandecotypesinnatural
habitatsandcropproductivityinacidsoils.Aluminumprimarilyaffectsrootgrowthbyinterferingwithprocessescriticalfor
theregulationofgrowthintherootapex.Despitealargeresearcheffortinthelast30years,themechanismofAl-induced
inhibitionofrootgrowthandthereasonsforthespatialdifferencesinAlsensitivitybetweenapicalrootzonesarestilnot
clear.Overthelastfewyears,evidencehasaccumulatedsupportingthehypothesisthattherootapoplastplaysanimportant
roleintheexpressionofAltoxicityandresistance.Theobjectiveofthepresentstudyisthereforetoinvestigatethe
relationshipsbetweentheresponseofwheat(Triticum aestivum L.)rootstoAltoxicityinrelationtoeithercelwal
compositionindifferentrootsegmentsandAladsorption/desorptionbyrootapexcelwals.
Hydroponicexperimentswerecarriedoutinacontroledenvironmentsetat25℃/20℃ day/nighttemperatureand10h
darkness.SeedlingsofanAl-sensitivewheatcultivarweregrowninsolutioncontaining0.5mmol/LCaCl2atpH4.5for3
days.Theaxialrootsfrom 3-day-oldseedlingswereusedforalexperiments.RootelongationswithtimecoursesandAl
concentrationtreatmentsweremeasuredtoevaluatetheinhibitoryeffectofAlonwheatroots.
===================================================================
TheAlconcentrationsin
0~10mmand10~20mmrootsegmentweredeterminedafterseedlingsweretreatedwith30µmol/LAlCl3for24h.Cel
walswereextractedfromthe3-day-oldroots(0~10mmand10~20mmrootsegment)forthekineticsofAladsorptionand
desorptionstudies,theadsorptionsolutionconsistedof10or20µmol/LAlCl3in0.5mmol/LCaCl2atpH 4.5,after
adsorptiontheAladsorbedwasdesorbedby2.5mmol/LCaCl2atpH4.5.AsNH3·H2Ocaneffectivelydecreasethedegreeof
pectinesterification(DM)incelwals,celwalswerepretreatedwith1.0mol/LNH3·H2Ofor2htodecreasetheDM,the
residuewasreadyforthekineticstudy.TheNH3·H2O-treatedcelwalswerealsousedtoinvestigatetheroleoftheDM of
pectininAlbinding,andtheroleofcelwalcompositioninAltoxicity.Theuronicacidcontentincelwalsoftworoot
segmentswasalsodetermined.
Themainresultsofthisstudyareasfolows.Rootgrowthofwheatplantswasmarkedlyinhibitedbytheexposureto30
µmol/LAlCl3solution,andtherootlengthwasonly30% ofthatofthecontrol.Therelativerootelongationrateofwheatwas
markedlydecreasedwithincreasingAlconcentrations,andtheinhibitoryrateofrootelongationwasupto70.9% after24h
treatmentwith30µmol/LAlCl3.BothAlandpectinuronicacidconcentrationsincelwalsof0~10mmrootsegmentswere
significantlyhigherthanthoseof10~20mm,theAlconcentrationin0~10mmrootsegmentswasabout1.5timesthatin10
~20mm,whilethepectinuronicacidconcentrationin0~10mmwas1.47timesofthatin10~20mmrootsegments.The
amountofAladsorbedbythecelwalsof0~10mmrootsegmentswassignificantlyhigherthanthatof10~20mm(17.2%),
theamountofAladsorbedbytheformerwas23.39µmol/gcelwal,and19.96µmol/gcelwalbythelater.Thedesorption
ratewasslightlylowerincelwalsof0~10mmrootsegmentthanthatof10~20mm.TheamountofAladsorbedbyroot
celwalswassignificantlyincreased(by164.4%)withincreasingsolutionAlconcentrationsfrom10µmol/Lto20µmol/L,
andthedesorptionratewasnotaffected.AfterreducingtheDM ofcelwalswith1.0mol/LNH3·H2Ofor2h,thetotal
amountofAlabsorbedwasdecreasedbyabout20.9%,andthedesorptionratewasmarginalyaffected.Thepresentdatashow
thattheroottipistheprimarytargetofAltoxicityandtheimportanceofpectinconcentration,DM ofpectinforAlbindingto
celwalsandAlaccumulationindifferentrootsegments.TheseresultsalsoimplythatAlbindingtocelwalsrepresentsan
importantpathwayintheresponseofwheatroottoAltoxicity.
Keywords:aluminumtoxicity;celwal;pectin;rootelongation;wheat
酸性土壤在全球范围内广泛分布。据统计,pH低于 5.5的酸性土壤约占全世界土地面积的 30%和耕地面积的 50%[1]。在
中国,酸性土壤遍布 15个省区,总面积达 203万 km2,约占耕地面积的 21%[2]。铝毒被认为是酸性土壤中限制作物生长最重要
的因素,严重影响酸性土壤上作物的生产力[3~6]。铝毒的原初效应是抑制植物的根系伸长,并因此抑制植物对水分和养分的吸
收[1,3]。虽然至今对铝毒及其耐性机理已有大量研究,但对铝抑制根系伸长的机理仍然没有完全搞清楚[3,4]。
研究表明,许多植物根系接触微摩尔浓度的铝数小时甚至十几分钟后根的伸长便受到抑制[7~10]。早期的研究认为,铝抑制
根系伸长的原因是由于抑制细胞分裂造成的[11],但目前认为铝抑制根细胞的扩展和伸长是根伸长迅速受到抑制的主要原
因[1,3,12,13],而植物根细胞的扩展和伸长与细胞壁的成分、伸展性等有关[14,15]。研究表明,细胞壁是铝积累的靶位,如积累在珊瑚
轮藻中的铝约 99.9%积累在细胞壁上[16]。铝结合在细胞壁上影响了细胞壁组分的合成,还对细胞壁的结构和功能如细胞壁的
伸展性、刚性、孔隙度和酶活性等产生深刻的影响[14,17~19],从而对根细胞的扩展和伸长产生重要影响。细胞壁上积累的铝主要
是结合在带负电荷的果胶上,在植物铝毒表达中起到了重要作用[10,12,20]。Schmohl和 Horst[20]研究了细胞壁果胶含量与玉米悬
浮培养细胞对铝毒敏感性的关系,显示果胶含量高的细胞对铝毒较为敏感,并认为铝与细胞壁果胶的结合对细胞的铝毒和耐性
表达具有重要的作用。果胶的甲基化程度越高,细胞对铝毒的耐性越强[20]。然而,上述研究均采用悬浮培养细胞作为研究对象,
而在完整植株中的情形如何尚不清楚。最近,我们[21]研究了小麦根系细胞壁对铝的吸附动力学过程,揭示了果胶在细胞壁吸附
铝过程中的作用,而对于铝毒害部位-根尖细胞壁对铝的吸附性能如何还需进一步研究。
本文以小麦为材料,研究其根系对铝胁迫的反应与不同部位的根尖细胞壁的组分、性质以及铝的吸附-解吸性能的关系,以
期更加深入地揭示铝对植物的毒害机理。
1 材料与方法
1.1 植物培养
供试材料为前期筛选的对铝敏感的小麦(TriticumaestivumL.)基因型辐 84系[22]。种子先用 1.2%的 NaClO溶液消毒 20
min,多次清洗后用去离子水浸泡过夜,经浸泡后的种子在 25℃培养箱中避光催芽 24h,将已经露白的小麦幼苗转移到带有网
眼的尼龙网上,尼龙网置于盛有 0.5mmol/LCaCl2(pH4.5)溶液的 5L塑料容器上。每天更换 0.5mmol/LCaCl2(pH4.5)营
19818期 唐剑锋 等:小麦根系对铝毒的反应及其与根细胞壁组分和细胞壁对铝的吸附-解吸性能的关系
养液,用 0.1mol/LHCl和 0.1mol/LNaOH调节 pH值。小麦幼苗在光照和黑暗时间分别为 14h和 10h的控制培养室中培
养,其对应温度分别为 25℃、20℃。
1.2 小麦根长及根相对伸长率的测定
将根长为 5cm左右的小麦幼苗培养在含 0.5mmol/LCaCl2(pH4.5)的 AlCl3溶液中,AlCl3的浓度设置为 0、30µmol/L。
于 0、6、12、18、24、30h用直尺测量初生根(最长的根)长度,每处理均测量 20株幼苗的根长。
同时将小麦幼苗在含有 0、10、20、30、40、50µmol/LAlCl3的 0.5mmol/LCaCl2溶液(pH4.5)中培养 24h,在培养前及培
养后分别测量根长,每处理均测量 20株幼苗的根长。各个处理前、后根系的长度差为根系伸长量,根系相对伸长率(relative
rootelongation)为铝处理与对照无铝处理的根系伸长量的百分比。
1.3 不同根段铝含量的测定
小麦在含 30µmol/LAlCl3的 0.5mmol/LCaCl2(pH4.5)溶液中培养 24h后,用去离子水清洗根系后自根尖顶端始切取
小麦根段 0~10mm及 10~20mm后烘干,称重,然后按照潘根生等的方法测定铝的含量[23]。
1.4 细胞壁的提取
小麦幼苗生长培养 3d后 (培养条件同 1.1),水洗根尖,切取小麦距根尖 0~10mm及 10~20mm的根段,在切取过程中
小麦根段保存在冰乙醇中,切取完毕后,按 Zhong和 Lauchli[24]的方法稍加修改提取细胞壁。将根段称重,放入研钵中研磨成粉
末状后,用冰乙醇冲洗两次,每次冰乙醇用量均为 10mL/g根鲜重,研磨,移入离心管,并在冰浴中存放 20min。此匀浆在 1000
r/min离心 10min。沉淀物分别用冰丙酮,冰甲醇-三氯甲烷(V/V1:1)和甲醇各冲洗一次(以上试剂用量均为 7mL/g根鲜重),
并在 1000r/min下离心 10min。弃去上清液,沉淀物即为细胞壁,冷冻干燥,备用。
1.5 细胞壁多糖成分的分离和测定
参照 Zhong和 Lauchli[24]的方法进行部分修改,细胞壁样品称重后加 4mL0.5%草酸铵缓冲液(内含 0.1% NaHB4)在沸
水中洗 2次,上清液即为果胶 (pectin),量体积;沉淀用去离子水冲洗 2次,冷冻干燥,用 4mL4% NaOH(内含 0.1% NaHB4)
于室温下分 3次抽提共 24h,上清液即为半纤维素 1类(HC1),用冰乙酸中和,量体积;沉淀用去离子水冲洗 2次,冷冻干燥;用
4mL24% NaOH(内含 0.1% NaHB4)于室温下分 3次抽提共 24h,上清液即为半纤维素 2类 (HC2),用冰乙酸中和,量体积。
上述提取液放入冰箱中待用。然后参照 Taylor等[25]的方法测定细胞壁多糖的糖醛酸含量。
1.6 铝吸附-解吸动力学测定
采用馏分收集器进行细胞壁对铝的吸附和解吸试验[21]。称取 0.025g细胞壁样品,装入 2mL的柱子中,先用 0.5mmol/L
CaCl2(pH4.5)浸泡稳定 2h后,抽干 CaCl2溶液,然后用 0.5mmol/LCaCl2+10(或 20)µmol/LAlCl3(pH4.5)以流速 2mL/
10min收集馏分。用 PCV法(见 1.8)测定馏分中的铝浓度,以吸附后溶液的吸光度达到原液的吸光度为吸附终点,至细胞壁吸
附饱和后用蒸馏水以流速 6mL/10min冲洗 30min后,用 2.5mmol/LCaCl2(pH4.5)以流速 2mL/10min解吸,收集馏分。吸
附解吸完毕后测定馏分中铝离子,得到每一时间段中细胞壁吸附或解吸铝的量,通过计算不同时间内细胞壁对铝累积吸附量得
到细胞壁对铝吸附动力学曲线,同样计算出不同时间内累积解吸量占吸附总量的百分比即解吸率,吸附量和解吸量均为同时进
行的 2个独立试验的平均值。
1.7 果胶甲基化程度的调节
参照 El-Nawawi和 Heikal[26]的方法调节细胞壁果胶的甲基化程度。称取 0.025g细胞壁样品,装入 2mL的柱子中,用水
浸泡过夜,抽干水分,加入 2mL1.0mol/LNH3·H2O(含异丙醇 60%)处理 2h后(温度 25℃),抽干,依次用 60%的异丙醇,
1.0mol/LHCl(含异丙醇 60%),0.5mmol/LCaCl2(pH4.5)冲洗数次后,抽干溶液,加入 0.5mmol/LCaCl2(pH4.5)2mL浸
泡稳定 2h,用 20µmol/LAlCl3对细胞壁进行吸附和解吸试验,方法同上。
1.8 溶液中铝的测定
参照 Archambault等 PCV(PyrocatecholViolet)法[27]测溶液中的铝离子。
2 结果
2.1 铝对小麦根系伸长的影响
铝抑制根系伸长是植物遭受铝毒最早和最易观察到的症状,故根系伸长率常被用来表征植物遭受铝毒的程度和耐铝性差
异最常用和最敏感的指标[8]。图 1为小麦基因型辐 84系在 0、30µmol/LAlCl3处理下根伸长情况,在 6h时便可观察到小麦根
伸长明显受到铝抑制,随着处理时间的延长,小麦根伸长受抑制程度加剧,在处理 30h时,铝处理的根系长度仅为对照的
30.2%。
由图 2可见,经不同浓度铝处理 24h后,小麦根系相对伸长率随铝浓度的提高而降低。铝浓度在 0~30µmol/L范围内,小
麦根系相对伸长率随着铝浓度的提高而急剧降低,当铝处理浓度为 20µmol/L时,根系伸长的抑制率已达 42.9%,在
2981 生 态 学 报 25卷
30µmol/LAlCl3处理时,小麦根系相对伸长率仅为 29.1%,根系伸长的抑制率高达 70.9%。当浓度在 30~50µmol/LAlCl3范
围,小麦根系相对伸长率变化较小。
图 1 铝对小麦根系伸长影响的时间变化
Fig.1 Timecoursesofrootelongationofwheatinasolution
containing0or30µmol/LAlCl3
图 2 不同浓度铝对小麦根系相对伸长率的影响
Fig.2 Relativerootelongationofwheattreatedwithvarious
concentrationsofAlCl3
2.2 小麦不同根段中铝含量差异
经 30µmol/LAlCl3处理 24h后小麦根尖不同部位铝含量的差异明显,0~10mm和 10~20mm根段中铝含量分别为
(1227±102)、(829±53)µg/g,前者约为后者的 1.5倍。
2.3 小麦根尖细胞壁对铝的吸附-解吸动力学
2.3.1 小麦辐 84系不同根段细胞壁对铝的吸附-解吸动力学 图 3为小麦辐 84系根尖不同根段细胞壁(0~10mm、10~20
mm)在 10µmol/LAlCl3下对铝的吸附-解吸动力学曲线。由图 3A可见,在较短时间内(100min内),0~10mm根段细胞壁对
铝的吸附量与 10~20mm根段没有明显差异,但在后期前者的吸附总量明显高于后者,到吸附饱和(800min)时,0~10、10~
20mm根段细胞壁吸附总量分别为 23.39、19.96µmol/g细胞壁,前者比后者高 17.2%。在解吸初期(100min),0~10mm与
10~20mm根段铝解吸率没有明显差异,但在解吸后期,10~20mm根段细胞壁解吸率略大于 0~10mm根尖细胞壁的解吸
率,其解吸率(以铝解吸量占吸附总量的百分比计)分别为 77.6%、70.2%(图 3B)。
图 3 小麦根尖不同根段细胞壁在 10µmol/LAlCl3下对铝的吸附(a)和解吸(b)动力学
Fig.3 Adsorption(a)anddesorption(b)kineticcurvesofAlintherootcelwalsofwheatcultivarsdifferentapicalrootsegmentsexposure
to10µmol/LAlCl3
2.3.2 铝浓度对铝吸附解吸动力学的影响 图 4为小麦根尖 0~10mm根段细胞壁在 10µmol/LAlCl3和 20µmol/LAlCl3
浓度下的吸附-解吸动力学曲线。由图 4a可以看出,小麦根尖细胞壁对铝吸附量与铝处理浓度密切相关,在 20µmol/LAlCl3处
理下细胞壁对铝的吸附量上升速率较快,而 10µmol/LAlCl3处理时对铝吸附量的增加速率较缓慢,而且高浓度铝处理细胞壁
对铝吸附量明显高于低浓度铝处理。在吸附终点(800min)时,10µmol/L和 20µmol/LAlCl3处理下铝的吸附量分别为 23.39、
61.84µmol/g细胞壁,后者比前者高 164.4%。而不同铝浓度处理的解吸率在前期有一定的差异,20µmol/LAlCl3处理要高于
10µmol/LAlCl3处理,但到后期两者的解吸率没有明显的差异(图 4b)。
39818期 唐剑锋 等:小麦根系对铝毒的反应及其与根细胞壁组分和细胞壁对铝的吸附-解吸性能的关系
图 4 铝浓度对小麦根尖 0~10mm细胞壁对铝的吸附(a)和解吸(b)的影响
Fig.4 EffectofAlconcentrationadsorption(a)anddesorption(b)bycelwalsfromrootapex(0~10mm)ofwheatseedlings
2.3.3 果胶甲基酯化程度对小麦根尖细胞壁对铝的吸附和解吸的影响 研究表明,采用 1.0mol/LNH3·H2O处理果胶可以
有效降低其甲基酯化程度[26]。经 1.0mol/LNH3·H2O对小麦辐 84系根尖 0~10mm细胞壁进行预处理后,根尖细胞壁前期
吸附的铝上升速率与对照基本一致,但到后期,经 1.0mol/LNH3·H2O处理的细胞壁对铝吸附总量明显降低,对照与经 1.0
mol/LNH3·H2O处理的根尖细胞壁吸附铝的总量分别为 61.84、48.91µmol/g细胞壁,后者比前者低 20.9%(图 5a)。可见,采
用 1.0mol/LNH3·H2O降低了细胞壁果胶的甲基酯化程度后,细胞壁吸附铝总量明显降低(图 5a)。但是 1.0mol/LNH3·
H2O处理细胞壁后对其解吸率与对照没有明显的影响(图 5b)。
图 5 果胶甲基酯化程度对根尖细胞壁(0~10mm)吸附(a)和解吸(b)动力学的影响
Fig.5 Effectsofpectinesterificationonadsorption(a)anddesorption(b)kineticcurvesofAlintherootcelwals(0~10mm)
表 1 小麦辐 84系不同根段细胞壁多糖组分中糖醛酸含量的差异
Table1 Differenceoftheuronicacidconcentrationsofcellwalcompositionintwoapicalrootsegments(µg/mg)
根段 Segment(mm) 果胶 Pectin 半纤维素 1(HC1) 半纤维素 2(HC2) 总量 Total
0~10 14.35±1.30a 34.89±5.03a 20.20±1.93a 69.44±8.53a
10~20 9.74±2.74b 18.07±1.35b 11.94±1.51b 39.75±5.60b
带不同字母的同一列的平均值间表示邓肯氏多重比较差异显著(p<0.05)
2.4 小麦不同根段细胞壁组分的差异
小麦根尖细胞壁中果胶、半纤维素 1、及半纤维素 2等多糖成分的糖醛酸含量见表 1。由表 1中可看出,0~10mm根段细胞
壁中各组分糖醛酸含量均大于 10~20mm根段细胞壁各成分含量。果胶是细胞壁中铝的主要吸附位点,小麦不同根段之间果
胶中糖醛酸含量差异显著,0~10mm和 10~20mm根段细胞壁果胶含量分别为 14.35±1.30、9.74±2.74(g/mg细胞壁,前
者为后者的 1.47倍,而两根段中半纤维素 1及半纤维素 2糖醛酸含量差异也非常明显,前者半纤维素 1含量为后者的 1.93
倍、半纤维素 2含量为后者的 1.69倍,两者糖醛酸总量也有明显差异,前者为后者的 1.75倍。
3 讨论
植物遭受铝毒害时根系首当其冲,根系伸长受抑制是铝毒最易观察到和最敏感的典型症状。许多研究结果显示在短时间内
就可观察到铝对根伸长抑制的现象[12],而水稻[8]和绿豆[10]的根系伸长分别在 30min和 20min内便受到铝的明显抑制。本试验
4981 生 态 学 报 25卷
的结果表明,30µmol/LAlCl3处理 6h就对小麦根系伸长产生显著的抑制作用,而且随着时间的延长抑制程度加剧(图 1)。在
20µmol/LAlCl3处理 24h后根系伸长的抑制就已达 42.9%,而在 30µmol/LAlCl3时根伸长抑制率高达 70.9%(图 2)。
Clarkson认为,抑制细胞分裂是造成铝抑制根系伸长的原因[11]。近年来的研究表明,根细胞分裂是一个相对较慢的过程,在 1~
2h内细胞分裂对整个根系伸长的贡献仅为 1%~2%,而铝对根系伸长的抑制可在 1~2h甚至 20min内就可观测到[10,12],这
说明铝对细胞分裂的抑制大大滞后于其对根系伸长的影响[3,12]。因此,目前认为在铝胁迫的初期,铝对根细胞扩展和伸长的抑
制在铝对根系伸长的抑制中起主导作用,而铝对细胞分裂的抑制作用是在根系持续受到铝胁迫 24h以后才起作用[1,3,12]。
植物根系的不同部位对铝毒的敏感性不同[28]。Ryan等[7]发现玉米根系中仅根尖 2~3mm(包括根冠、分生组织和伸长区)
暴露于铝胁迫中才会抑制根系的伸长,而把根尖以外的根系其它部位暴露于含铝溶液中,根系伸长不受影响。Delhaize等发
现[29],铝对根尖所产生的损伤远远超过根的其他部位。在玉米敏感品种中,根尖过渡区的远端(distalpartofthetransition
zones,DTZs),即离根顶端约 2~3mm对铝毒的反应最为敏感[30,31]。最近,Blamey等[10]采用数字显微技术的研究发现绿豆根
系在距根尖 2200~5100µm的区域(伸长区)受铝毒害最为严重。因此,植物根尖是铝诱导根系伸长受抑的最初作用靶位。根系
的不同部位对铝反应的差异与铝积累的差异有关[4]。在玉米和豌豆中,仅仅只要 2~3mm根尖暴露于铝胁迫下就会对根系伸
长产生抑制作用[29],而事实上在这些部位积累的铝较多。Samuels等[32]发现小麦敏感品种 Scout66在 50µmol/LAl处理 6h
后距根尖 0~2mm区域的含铝量分别是 2~5mm和 5~15mm的 1.3和 3倍。在本试验中,也发现敏感的小麦基因型辐 84系
根尖 0~10mm的含铝量是 10~20mm的 1.5倍。由此可见,根尖(包括根冠、分生组织和伸长区)是铝积累和识别铝毒胁迫的
主要位点[4]。
研究表明,根系中的 30%~90%的铝积累于根尖细胞壁[4],而珊瑚轮藻细胞壁中的铝占总积累量高达 99.9%[16]。细胞壁中
铝主要结合在占初生壁 35%左右的带负电荷的果胶中,因此,根细胞壁果胶含量会对铝的吸附和积累以及对铝毒害的敏感性
产生一定的影响。Chang等[33]报道,细胞壁果胶是铝积累的主要位点,铝胁迫提高了烟草悬浮培养细胞的细胞壁的果胶含量,
而且认为铝主要与新合成的果胶相结合。Schmohl和 Horst发现经 NaCl预处理提高玉米悬浮培养细胞的细胞壁果胶含量后,
细胞铝含量和对铝毒的敏感性提高,且果胶含量与铝含量呈显著的正相关,而用果胶酶处理则降低了果胶含量和细胞对铝的敏
感性[20]。在玉米根系中,NaCl预处理后根系细胞壁的果胶含量增加,而铝含量也相应提高;根尖 0~5mm内每 1mm的果胶含
量由根顶端向上递减,且与铝含量和对铝的敏感性呈显著的正相关[28]。最近,有研究[21]就小麦根系细胞壁对铝的吸附动力学研
究中也发现采用果胶酶降解细胞壁部分果胶后,细胞壁对铝的吸附量显著下降,这也证实了果胶是细胞壁吸附铝的主要位点。
在本试验中发现小麦 0~10mm根段的果胶含量显著高于 10~20mm(表 1),果胶含量高的 0~10mm根段细胞壁对铝的吸附
量要明显大于果胶含量较低的 10~20mm根段细胞壁(图 3a),0~10mm根段细胞壁吸附的铝要比 10~20mm难以解吸(图
3b),且前者铝的含量也高于后者。由此可见,小麦根尖顶端部位由于果胶含量较高,其对铝的吸附能力较强,导致其铝积累量较
高,从而表现出对铝毒的较为敏感。果胶对铝的吸附受到许多因素如溶液 pH、Al3+和 Ca2+浓度等影响,Blamey等[34]发现果胶
酸钙对铝的吸附量随着溶液中 Al3+浓度的提高而呈线性增加的趋势。本试验的结果也显示,溶液中铝浓度从 10µmol/L提高
到 20µmol/L时根尖细胞壁对铝的吸附量增加,但是解吸率没有显著的差异(图 4a、b)。
根细胞壁对铝的吸附能力主要取决于果胶中带负电荷的游离羧基的多少。Schidknecht和 Vidal研究发现[35],耐性玉米品
种根系细胞壁的负电荷密度低于敏感品种,故前者对铝的结合能力较低而表现出较强的耐铝性。果胶上的游离羧基不仅与果胶
含量有关,而且与果胶的甲基酯化程度密切相关。甲基酯化程度较低的果胶通常含有较多的游离羧基即阳离子吸附位点,故与
铝的结合能力也较强。细胞壁果胶与铝的结合不仅影响细胞壁伸展性、孔隙度以及与细胞壁松驰有关的酶活性,而且还提高了
细胞壁的刚性,导致根细胞的扩展和伸长受抑制,从而抑制根系的伸长[10,20,36]。Blamey等[37]曾报道甲基酯化程度(DM)不同的
商品果胶对铝的吸附没有差异,这可能与其采用的果胶甲基酯化程度差异较小有关(分别为 85%和 79%)。但是 Schmol等[36]
发现采用果胶甲基酯酶处理玉米悬浮细胞降低了细胞壁果胶甲基酯化程度,而导致细胞壁对铝吸附总量和交换性铝含量以及
细胞对铝的敏感性提高。马铃薯根系在NaCl预处理后DM降低,DM与根尖铝含量呈负相关,而与铝的耐性呈正相关[20]。在本
试验中按照 El-Nawawi和 Heikal的方法[26]用 NH3·H2O处理降低细胞壁果胶甲基酯化程度后细胞壁对铝的吸附总量下降了
20.9%(图 5a),进一步证明了果胶甲基酯化程度在细胞壁与铝的结合中以及在铝毒表达中的重要作用。表面看来,在本试验中
降低果胶甲基酯化程度后导致细胞壁对铝的吸附量减少似乎与 Schmol等[36]的结果相矛盾,其实则不然。Schmol等[36]采用果
胶甲酯酶(PME)与采用 NH3·H2O来降低果胶甲基酯化度的原理有所不同,PME通过脱甲基化来降低甲基酯化程度,增加果
胶上的游离羧基,导致阳离子的吸附位点增加;而 NH3·H2O虽然也降低了果胶甲基酯化程度,但使果胶变成了低酯的酰胺化
果胶,果胶上的阳离子吸附位点却减少了。因此,从本质上说,细胞壁对铝的吸附和结合取决于细胞壁中果胶的阳离子吸附位点
即游离羧基的多少。虽然,在本试验中没有研究不同根段细胞壁果胶甲基酯化程度的差异,但是 Schmol等[36]在马铃薯中发现
根尖 0~10mm的果胶甲基酯酶活性明显高于 30~60mm的根段,这间接说明了根系不同部位的细胞壁果胶甲基酯化程度可
59818期 唐剑锋 等:小麦根系对铝毒的反应及其与根细胞壁组分和细胞壁对铝的吸附-解吸性能的关系
能存在一定的差异。因此,推测在本试验中根系不同部位的细胞壁铝吸附量和铝含量差异可能与其细胞壁果胶甲基酯化程度也
有一定的关系。
综上所述,细胞壁果胶含量和果胶甲基酯化程度可能是导致小麦根系不同部位细胞壁对铝吸附量、铝积累量的差异以及根
系对铝毒胁迫反应的重要原因。
References:
[1] KochianLV,HoekengaOA,PinerosM A.Howdocropplantstolerateacidsoils?Mechanismofaluminumtoleranceandphosphorus
efficiency.Ann.Rev.PlantBiol.,2004,55:459~493.
[2] LinXY,WangJL.Mechanismsofadaptationtoaluminumtoxicityinplants.In:ZhangFSed.EcologicalPhysiologyandGeneticsof
PlantNutrition.Beijing:ChinaScienceandTechnologyPress,1993.248~290.
[3] KochianLV.Celularmechanismsofaluminumtoxicityinplants.Ann.Rev.PlantPhysiol.PlantMol.Biol.,1995,46:237~260.
[4] MatsumotoH.Celbiologyofaluminumtoxicityandtoleranceinhigherplants.Int.Rev.Cytol.,2000,200:1~46.
[5] ShenH,YanXL.Exudationandaccumulationoforganicacidsintherootsofcommonbean(PhaseolusvulgarisL.)inresponsetolow
phosphorusandaluminumtoxicitystress.ActaEcologicaSinica,2002,22(3):387~394.
[6] KongFX,SangW L,JianX,etal.Aluminumtoxicityandtoleranceinplants.ActaEcologicaSinica,2000,20(5):855~862.
[7] RyanPR,DitomasoJM,KochinaLV.Aluminumtoxicityinroots:aninvestigationofspatialsensitivityandtheroleoftherootcap.
J.Exp.Bot.,1993,44:437~446.
[8] GohCH,LeeY.Aluminumuptakeandaluminum-inducedrapidrootgrowthinhibitionofriceseedlings.J.PlantBiol.,1999,42(2):
151~158.
[9] BarceloJ,PoschenriederC.Fastrootgrowthresponses,rootexudates,andinternaldetoxicationasmechanismsofaluminumtoxicityand
resistance:areview.Environ.Bot.,2002,48:75~92.
[10] BlameyFPC,NishizawaNK,Yoshimura.Timing,magnitude,andlocationofinitialsolublealuminuminjuriestomungbeanroots.Soil
Sci.PlantNutr.,2004,50(1):67~76.
[11] ClarksonDT.AluminumtoleranceinspecieswithinthegenusAgnostics.J.Ecol.,1966,54:167~178.
[12] HorstW J.Theroleoftheapoplastinaluminumtoxicityandresistanceofhigherplants:Areview.Z.Pflanzenernaehr.Bodenk.,1995,
158:419~428.
[13] SamacDA,TesfayeM.Plantimprovementfortolerancetoaluminuminacidsoils-areview.PlantCellTiss.Org.Cult.,2003,75:189
~207.
[14] LeVanH,KuraishiS,SakuraiN.Aluminum-inducedrapidrootinhibitionandchangesincel-walcomponentsofsquashseedlings.
PlantPhysiol.,1994,106:971~976.
[15] MaJF,ShenRF,NagaoS,etal.AluminumTargetsElongatingCelsbyReducingCelWalExtensibilityinWheatRoots.PlantCell
Physiol.,2004,45(5):583~589.
[16] RengelZ,ReidRJ.UptakeofAlacrosstheplasmamembraneofplantcels.PlantSoil,1997,192:31~35.
[17] TabuchiA,MatsumotoH.Changesincel-walpropertiesofwheat(Triticum aestivum)rootsduringaluminum-inducedgrowth
inhibition.Physiol.Plant.,2001,112:353~358.
[18] TeraokaT,KanekMMori,YoshimuraE.Aluminumrapidlyinhibitscelulosesynthesisinrootsofbarleyandwheatseedlings.J.Plant
Physiol.,2002,159:17~23.
[19] MaoC,YiK,YangL,etal.Identificationofaluminum-regulatedgenesbycDNA-AFLPinrice(OryzasativaL.):aluminum-regulated
genesforthemetabolismofcelwalcomponents.J.Exp.Bot.,2004,55(394):137~143.
[20] SchmohlN,HorstWJ.CelwalpectincontentmodulatesaluminumsensitivityofZeamays(L)celsgrowninsuspensionculture.Plant
CellEnviron.,2000,23:735~742.
[21] ZhengSJ,LinXY,YangJL,etal.Thekineticsofaluminumadsorptionanddesorptionbyrootcelwalsofanaluminumresistant
wheat(TriticumaestivumL.)cultivar.PlantSoil,2004,261(1):85~90.
[22] LinXY,ZhangYS,LuoAC.Differencesofaluminumtoleranceonwheatgenotypesanditsscreeningtechniques.PlantNutri.Fertil.
Sci.,2001,7(1):64~70.
[23] PanGS,MasakiT,ShigekiK.Isolationofcelorganelesfrom thetip-rootcelsofteaandtheirdistributionofaluminum.Acta
AgriculturaeUniversitatisZhejiangensis,1991,17(3):255~258.
[24] ZhongH,LauchliA.Changesofcelwalcompositionandpolymersizeinprimaryrootsofcottonseedlingsunderhighsalinity.J.Exp.
Bot.,1993,44(261):773~778.
6981 生 态 学 报 25卷
[25] TaylorKA,Buchanan-Smith.A colorimetricforthequantitationofuronicacids,andaspecificassayforgalacturonicacid.Anal.
Biochem.,1992,201:190~196.
[26] El-NawawiSA,HeikalYA.Productionoflowesterpectinbyde-esterificationofhighestercitruspectin.CarbohydratePolymers,
1995,27:191~195.
[27] ArchambaultDJ,ZhangG,TaylorGJ.Acomparisonofkineticsofaluminum(Al)uptakeanddistributioninrootsofwheat(Triticum
aestivum)usingdifferentaluminumsources.ArevisionofoperationaldefinitionofsymplasticAl.Physiol.Plant.,1996,98:578~586.
[28] HorstW J,SchmohlN,KolmeierM,etal.Doesaluminum affectrootgrowthofmaizethroughinteractionwithcelwalplasma
membranecytoskeletoncontinuum?PlantSoil,1999,215:163~174.
[29] DelhaizeE,RyanPR.Aluminumtoxicityandtoleranceinplants.PlantPhysiol.,1995,107:315~321.
[30] SivaguruM,HorstW J.Thedistalpartofthetransitionzoneisthemostaluminum-sensitiveapicalrootofzoneofmaize.Plant
Physiol.,1998,116:155~163.
[31] SivaguruM,BaluskaF,VolkmannD.Impactsofaluminumonthecytosketonofmaizerootapex.Short-termeffectsonthedistalpartof
thetransitionzone.PlantPhysiol.,1999,119:1073~1082.
[32] SamuelsTD,Kü$ükakyüK,Rinc%n-ZacharyM.AIPartitioningPatterRootGrowthasRelatedtoAISensitivityandAlTolerancein
Wheat.PlantPhysiol.,1997,11&:527~534.
[33] ’hangY’,Yamamoto,MatsumotoH.Accumulationofaluminuminthecelwalpectininculturedtobacco((icotianatabacum))cels
treatedwithacombinationofaluminumandiron.PlantCell*nviron.,1999,22:1009~1017.
[34] BlameyFP’,DowlingAJ.Antagonismbetweenaluminumandcalciumforsorptionbycalciumpectate.PlantSoil,1995,171:137~
140.
[35] SchidknechtRHPA,VidalB’.AroleforthecelwalinAl3+ resistanceandtoxicity:crystalinityandavailibityofnegativecharges.
,nt.Arch.Biosci.,2002.1087~1095.
[36] SchmohlN,PilingJ,FisahnJ,etal.Pectinmethylesterasemodulatesaluminum sensitivityin-eamaysandSolanum tuberosum.
Physiol.Plant.,2000,109:419~427.
[37] BlameyFP’,BoczynskiZ.,KervenG).)igandeffectsonaluminumsorptionbycalciumpectate.PlantSoil,1997,192:269~275.
参考文献:
[2] 林咸永,王建林.植物对铝毒胁迫的适应机制,植物营养的生态生理学和遗传学.见:张福锁主编.北京:中国科学技术出版社,1993.248
~290.
[5] 沈宏,严小龙.低磷和铝毒胁迫条件下菜豆有机酸的分泌和累积.生态学报,2002,22(3):387~394.
[6] 孔繁翔,桑伟莲,蒋新,等.铝对植物毒害及植物抗铝作用机理.生态学报,2000,20(5):855~862.
[22] 林咸永,章永松,罗安程.不同小麦基因型耐铝性的差异及筛选方法的研究.植物营养与肥料学报,2001,7(1):64~70.
[23] 潘根生,MasakiT,小西茂毅.茶根尖细胞各胞器分部的分离及其铝的分布.浙江农业大学学报,1991,17(3):255~258.
79818期 唐剑锋 等:小麦根系对铝毒的反应及其与根细胞壁组分和细胞壁对铝的吸附-解吸性能的关系