全 文 ：植物生理学通讯 第 46卷 第 3期, 2010年 3月 301
收稿 2009-11-16 修定 　2010-02-04
资助 中国科学院知识创新工程重点方向性项目(KSCX2-YW-
G-0 27、KSCX2-YW-G -035 )。
* 通讯作者(E-mail: shshen@ibcas.ac.cn; Tel: 010-62836545)。
植物Dof转录因子
杨静 1,2, 沈世华 1,*
1中国科学院植物研究所, 北京 100093; 2华南农业大学生命科学学院, 广州 510642
The Family of Dof Transcription Factors in Plants
YANG Jing1,2, SHEN Shi-Hua1,*
1Institute of Botany, Chinese Academy of Sciences, Beijing 100093, China; 2College of Life Sciences, South China Agricultural
University, Guangzhou 510642, China
提要: Dof蛋白是单锌指结构的植物转录因子, 具有一个由52个氨基酸组成的保守Dof结构域, 可识别一段AAAG (或CTTT)
的DNA核心序列, 其 C末端氨基酸序列比较多变, 是Dof蛋白的特异转录调控区。本文简要介绍了 Dof转录因子近年来
在激素响应、光反应和物质合成等多个生理过程中发挥的重要作用。
关键词: Dof; 光反应; 物质合成; 激素响应; 转录因子
Dof (DNA binding with one finger)蛋白是植物
特有的转录因子, 自1993年从玉米中鉴定报道了第
一个ZmDof1 (MNB1)转录因子以来(Yanagisawa和
Izui 1993), 越来越多的Dof基因先后从植物的基因
组数据库中预测或鉴定出来, 如预测拟南芥基因组
中存在37个Dof基因(Yanagisawa 2002), 水稻基因
组中存在 30个(Lijavetzky等 2003), 大麦中有 26个
(Moreno-Risueno等 2007b), 大豆中有 28个(Wang
等 2007), 南瓜(Kisu等 1998)、烟草(Baumann等
1999)、小麦(Chen等 2005)和马铃薯(Plesch等
2001)等物种中都存在Dof基因。这些Dof基因与
高等植物复杂的基因转录调控密切相关, 影响并调
控着植物的激素响应、光反应和物质合成等生理
反应中相关基因的表达。本文介绍Dof转录因子
的特点、系统分类, 以及近年来该转录因子在对上
述生理过程的调控及其作用模式的研究进展。
1 Dof转录因子的基本特点
Dof转录因子是锌指蛋白家族的一个亚家族,
是一类新型的植物蛋白家族, 一般长200~400个氨
基酸, 主要包含两个区域: 保守的N端和多变的 C
端。N端中包含一个 52个氨基酸组成的高度保守
的Dof结构域, 在此结构域中CX2CX21CX2C基序形
成一个单锌指结构, 此单锌指结构中 1个Zn2＋与 4
个Cys残基共价结合(图1-a), Zn2+和Cys残基是Dof
蛋白活性的保证, 二价离子螯合剂的存在以及对
Cys残基的任何替换都会使Dof蛋白失活, 这已在
多种Dof蛋白与DNA相互作用的研究中得到证明
(Umemura等 2004)。目前为止, 发现除了南瓜Dof
蛋白AOBP (ascorbate oxidase gene binding protein)
的Dof结构域识别AGTA序列(Kisu等 1998)以外,
其他的Dof蛋白都识别一段AAAG或它的互补序列
CTTT (Yanagisawa和 Schmidt 1999; Mena等 2002;
Yanagisawa 2002; 郭晓芳和严海燕 2005; Rubio-
Somoza等 2006; Moreno-Risueno等 2007a)。Dof
结构域能介导蛋白与蛋白之间的相互作用, 而这种
相互作用也会影响与 DNA的结合(Yanagisawa
1997)。Zhang等(1995)最先报道的Dof蛋白与其
它蛋白之间的相互作用, 拟南芥的Dof蛋白OBP1
(OBF binding protein)就是通过以OBF4 (Ocs element
binding factor)为探针筛选cDNA文库得到的, OBP1
通过其Dof结构域可以促进OBF4与病原菌特异元
件OCS (octopine synthase)的结合; 另外也发现玉
米的一种胚乳特异性Dof蛋白 PBF (prolamin-box
binding factor)与一种参与胚乳特异性基因表达的
bZIP蛋白O2 (Opaque 2)之间的相互作用是通过
Dof结构域介导的(Vicente-Carbajosa等 1997)。与
保守的Dof结构域不同, C末端变化多样, 它很可
能受不同途径的信号调控, 通过与不同类型调控蛋
白或物质的反应而激活或抑制基因的转录, 是Dof
转录因子功能多样性的基础(Yanagisawa 2002) (图
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1-b)。譬如玉米的 ZmDofl的转录激活结构域是位
于C末端的44个氨基酸残基(Yanagisawa 2001), 其
他Dof蛋白如拟南芥的OBP1、OBP2、OBP3在
C末端也有转录激活结构域(Kang和 Singh 2000),
而在大麦萌发过程中, C端可介导与水解酶基因表
达有关的Dof转录因子BPBF (barley prolamine-box
binding factor)和 SAD (scutellum and aleurone ex-
pressed Dof)分别与HvGAMYB (MYB transcription
factor)蛋白之间的相互作用(Diaz等 2002; Isabel-
LaMoneda等 2003)。
图 1 Dof转录因子结构(Yanagisawa 2002, 2004)
a: Dof结构域。字母表示保守的氨基酸, 灰色表示可变氨基酸。b: 全序列。黑色为 Dof区域; 表示丝氨酸富集区; 表示核
定位区(nuclear localization signal, NLS); 灰色表示激活区。
2 Dof转录因子的系统分类
一个特定物种内Dof转录因子的完整分类对
Dof转录因子结构和功能多样性的认识具有重要意
义。据报道, 在拟南芥基因组上存在 37个推测的
Dof成员, 相应的EST序列大多已被GenBank收录,
说明大多数成员是有表达产物的。Yanagisawa
(2002)根据拟南芥的全基因组序列及来自玉米、
水稻的部分Dof成员进行系统分析结果表明, 它们
可以分成 7个不同的亚群, 每一个亚群除Dof域之
外, 还存在少数保守的氨基酸; 而Lijavetzky等(2003)
以Dof结构域为分类基础将拟南芥 37个和水稻的
30个Dof转录因子分为 Aa、Bb、Cc和Dd四大
亚群。Moreno-Risueno等(2007b)又以绿藻、苔
藓、蕨类、裸子植物、大麦、水稻和拟南芥七
大代表物种116个Dof转录因子的Dof结构域进行
了系统分类, 最终将它们分类为七个亚家族 A、
B、C、D、E、F、G, 并推测出 2 条可能的核
定位信号肽: E-R-R-a-R-P-q-k-[DE]-Q-[AP]和[KT]-
t-x-x-d-s-x-x-k-x-x-L-K-K-P-D-K-I-L-P。进一步对
内含子的分析中发现A、F、G族含有内含子, 而
B、C、E族中没有, D族中只有 2个基因(HvDof3
和OsDof17)有内含子, 特别的是 CrDof1有 4个,
AtDof34-DAG1的内含子在Dof结构域的下游。在
这篇报道中还指出Dof转录因子的内含子长度虽然
多种多样, 但是在大麦、水稻和拟南芥几个物种
中, 内含子在基因中的位置还是比较保守的。看来
除了编码区以外, 非编码区也为Dof转录因子的系
统分类提供了辅助的分类信息。所有这些分类不
仅推测了Dof转录因子之间可能的进化规律和相
互关系, 同时它为其功能研究提供了方向和理论
依据。
3 Dof转录因子的生理功能
3.1 对激素和生长调节物质的响应
3.1.1 GA和ABA 谷物类种子的胚乳是主要的营
养物质储藏器官, 在种子萌发过程中, 胚中合成的
GAs释放到糊粉层细胞诱导系列的转录因子作用,
激活下游淀粉酶、蛋白酶、葡萄糖酶等水解酶基
因的表达, 以分解胚乳中的营养物质供给植物的初
期生长。Carbonero研究小组对Dof转录因子在大
麦种子萌发过程中响应GA/ABA的调控、抑制或
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启动下游基因的表达做了比较系统的研究, 发现一
个受GAs调控的Dof转录因子 BPBF通过 C端与
HvGAMYB相互作用激活胚乳发育中的醇溶蛋白表
达, 是发芽过程中的抑制因子(Diaz等 2002; Mena
等2002); 与它同属一个亚族的SAD, 也能通过C端
与HvGAMYB相互作用而激活糊粉层细胞中受GA3
诱导的水解酶基因 Al21 (athiol-protease)的转录,
SAD在种子发芽相关的盾片及糊粉层细胞含量丰
富, 但它本身并不受外源 G A 3的诱导( I s ab e l -
LaMoneda等 2003); 深入的研究表明, BPBF、SAD
和HvGAMYB都有核定位信号肽, 双分子互补荧光
体内实验(bimolecular fluorescent complex, BIFC)证
明HvGAMYB能分别与SAD和BPBF发生相互作用
(Diaz等 2005)。此后还发现HvDof17和HvDof19
也参与大麦萌发初期GA/ABA的调控, 并且推测这
一组Dof转录因子的工作模式(图2) (Moreno-Risueno
等 2007a): 在萌发的前 18 h, ABA的含量占主导地
位, HvDof19和BPBF结合到相应的DNA序列上与
HvDof17一起与GAMYB相互作用, 促使GAMYB离
开DNA结合位点, 抑制 Al21基因的表达, 从而抑
制了大麦种子的萌发; 但是18 h以后GA/ABA的比
值加大, GAMYB与SAD和其它未知的Dof转录因
子相互作用结合到相应的DNA序列上启动下游水
解酶基因的表达, 最终有利于大麦种子萌发。
图 2 几个Dof转录因子在大麦种子萌发早期响应ABA/GA3调控的示意图(Moreno-Risueno等 2007a)
a: 萌发 18 h; b: 萌发 18 h后。锯齿状的图形分别表示 HvDOF17、HvDOF19、BPBF、GAMYB和 SAD; 转录因子的结合序
列用小框表示。
早期发现, 玉米胚乳特异的Dof转录因子PBF
结合在醇溶谷蛋白元件上(5 TGTAAAG 3), 酵母
杂交实验也证实它能与激活玉米蛋白基因(γ-zein,
γZ)表达的 bZIP转录因子 O2相互作用(Vicente-
Carbajosa等 1997), 其表达受赤霉素GAs的诱导。
后续实验证明PBF确实从时间和空间上调控了γZ基
因的表达(Marzabal等 2008)。另外, 有研究表明,
水稻OsDof3的表达在种子萌发过程中受GAs的正
调控和ABA的负调控, 它在水解酶基因CPC3 (type
III carboxypeptidase)响应GAs的表达中起调控作用,
也是该家族受 GA3诱导应答的基因之一(Washio
2001)。OsDof3还与GAMYB相互作用, 共同影响
GA-响应基因(RAmy1A)启动子活性, 提高RAmy1A
的表达量(Washio 2003)。小麦WPBF (wheat pro-
lamin-box binding factor)也是一种与醇溶蛋白元件
特异结合的Dof转录因子, 体内外实验都证明它能
与TaQM蛋白相互作用激活下游储藏蛋白α-醇溶
蛋白基因(α-gliadin)的表达(Dong等 2007)。这些
证据说明这一类Dof转录因子在几种谷物类植物种
子萌发过程中响应GA/ABA信号、调控下游水解
基因表达中起类似的作用。
3.1.2 生长素和水杨酸 早在南瓜的AOBP能够结
合到抗坏血酸氧化酶基因启动子上的研究中就已经
发现 Dof 转录因子响应生长素(Kisu等 1998)。
Baumann等(1999)的研究表明, 烟草的 Dof蛋白
NtBBF (rolB binding factor)能结合到致癌基因rolB
(rol oncogenes)的ACTTTA区域, 参与介导 rolB的
组织特异性和生长素诱导表达。
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生长素、水杨酸以及蛋白质抑制剂都能诱导
拟南芥Dof转录因子基因OBP1、OBP2和OBP3
的表达, 而且它们的DNA结合域、转录激活域以
及组织特异性表达范围都比较相似, 但是它们在植
物中的功能却各不相同(Kang和 Singh 2000; Kang
等 2003)。OBP1和OBP2能与 bZIP转录因子OBF
相互作用, 促进OBF4与病原菌反应启动子中的章
鱼碱合成酶元件(OCS)结合启动植物的防卫反应
(Kang和 Singh 2000)。近年来又发现, OBP1涉及
到细胞周期调控, 它的目标基因包括一个核心细胞
周期基因(D-type cyclin, CYCD3;3)和另一个Dof转
录因子基因(AtDof2.3), 过量表达OBP1会影响植物
细胞的个数和大小, 造成植株矮化(Skirycz等2008);
OBP2在拟南芥硫代葡萄糖苷(glucosinolates, GS)生
物合成途径中扮演重要角色(Skirycz等2006); 过量
表达OBP3的拟南芥表现出生长缺陷, 严重的甚至
死亡(Kang和 Singh 2000), OBP3还涉及到对光质
的响应(Ward等 2005)。这些证据充分说明, Dof转
录因子在激素应答中起作用, 而且同类型Dof转录
因子还可以在不同的信号途径种起作用。
3.2 光反应
3.2.1 光应答基因的表达调控 光不仅是植物生长
发育的能量来源, 也是植物生长发育进程(种子萌发、
茎伸长和营养生长向生殖生长的转化等)的调节和
控制因子, 因此植物体内产生了一套复杂的网络系
统去感受包括光质、光强、光周期等光信号的应
答系统。第一个分离出的玉米 ZmDof1 (MNB1a)
也是最早涉及光调控的 Dof转录因子, 它在根、
茎和叶中均表达, 主要起转录激活子的作用; 而
ZmDof2只在茎和根中表达, 主要起转录抑制子的
作用。ZmDofl和 ZmDof2特异性地作用于玉米 C4
磷酸烯醇式丙酮酸羧化酶(phosphoenolpyruvate
carboxylase, PEPC)的启动子而参与光诱导的调控
(Yanagisawa和 Sheen 1998)。在黄化叶片原生质
体中, ZmDofl转录因子虽然有大量积累, 但活性很
低, 不能与启动子区结合, 从而不能启动下游相关
基因的转录; 而在光照情况下, ZmDofl蛋白活性增
强, 与TAAAG结合, 调控着下游基因的表达; 但是
在茎和根中ZmDof2的量远远大于ZmDofl, 两种蛋
白因子相互竞争, 结果 ZmDof2抑制了 ZmDof1与
启动子区的结合, 从而不能启动下游基因的转录。
ZmDofl蛋白这种活性的调节主要受Dof蛋白结合
域的调控, 而不受转录激活区的控制。它还正调控
细胞质正磷酸二激酶基因cyPPDK (cytosolic ortho-
phosphate dikinase), 这说明Dof转录因子在玉米碳
代谢基因的表达中发挥调控作用( Ya nagi s awa
2000)。不过, Cavalar等(2007)研究玉米转座子标
签库的结果表明, 由于转座子插入造成的 ZmDof1
的启动子区域的突变, 所引起的 ZmDof1转录水平
的下降, 并没有影响光合作用基因(PEPC)以及其它
5个 C4新陈代谢基因的表达, 所以他们对 ZmDof1
调控光合作用基因表达的说法提出质疑。
3.2.2 光质 Dof转录因子受光质的调控, 参与植物
的光形态建成。拟南芥 AtCOG1基因编码的 Dof
转录因子受到红光和远红光的调控, 它的过表达使
突变体对红光和远红光依赖的光应答减弱, 超表达
转基因植株对红光和远红光表现迟钝, 只有反义
AtCOG1转基因植株表现敏感, 所以认为AtCOG1
是光敏色素A (phytochrome A, phyA)和光敏色素B
(phytochrome B, phyB)光信号途径中一些基因的负
调控因子(Park等 2003)。另外, AtOBP3是拟南芥
phyB和隐花色素 1 (cryptochrome, cry1)信号途径
中的一员, 分别在这两个途径中承担正调控因子和
负调控因子的作用(Ward等 2005)。
DAG1 (Dof affecting germination, AtDof3.7)和
DAG2 (AtDof2.5)在拟南芥种子萌发过程中接受光
信号启动萌发, 它们具有相似的序列特征, 但功能
相反。dag1突变体提高了对红光的敏感性, 使种
子可以在低光强下萌发(Diaz等2002); 而dag2突变
体的内源GA合成受阻断, 需要施加比野生型高10
倍的GA才能萌发(Gualberti等 2002)。
3.2.3 光周期 Dof转录因子响应光周期的调控, 是
植物启动开花反应的第一步。拟南芥中 AtCDFs
(CYCLING DOF FACTOR)是参与光周期反应调控
开花研究得最清楚的一组Dof转录因子。在对它
们的系列研究中, 逐渐揭示了Dof转录因子在光周
期响应过程中的作用机制: 在日照条件下AtCDF1
的表达伴随着黎明的开始逐渐的减少, 直到黄昏, 在
此后的黑夜中, 一直保持较低的水平, 当第二个黎
明来到以前快速增加, 形成这种以24 h为单位的表
达变化, 通过这种变化有规律地调控下游基因的表
达, 这种以24 h为单位的有规律的表达变化基因被
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认为是时钟或生物节律基因。AtCDF1可结合到成
花因子 FLOWERING LOCUS T (FT)的调控因子
CONSTANS (CO)的启动子区域, 抑制CO表达, 从而
抑制 FT的表达量, 抑制开花; 但这种对 CO表达的
抑制常随着泛素蛋白FLAVIN-BINDING、KELCH
REPEAT、F-BOX 1 (FKF1)和 GIGANTEA (GI)
(FKF1和GI也是时钟基因)与AtCDF1形成蛋白复
合体后, 将AtCDF1从 CO的启动子区降解下来而
结束。有趣的是, 只有在长日照条件下(或者是在
光照时间达到一定值后), 伴随着 FKF1和GI的表
达量增加, FKF1和 GI蛋白的稳定性增加, FKF1-
GI-CDF1复合体形成的机率增加时, CO的表达量
才会升高到一定的值, 最终导致开花。过量表达
AtCDF1的拟南芥开花时间推迟, 它是开花的负调
控因子(Imaizumi等 2005; Skirycz等 2006; Sawa等
2007)。此后的研究发现, GI还可以分别与另外两
个泛素蛋白 ZEITLUPE (ZTL)和 LOV KELCH RE-
PEAT PROTEIN 2 (LKP2)结合, 降解其它的
AtCDF2,3,5, 共同调控拟南芥的开花(图3) (Fornara
等2009)。在水稻中, 与AtCDF的同源基因OsRdd1
也表现出时钟节律, 并且受光质调控, 转反义
OsRdd1-AS的水稻表现出开花推迟、植株矮小和
种子变小的现象(Iwamoto等 2009)。Li (2009)也
指出转OsDof12水稻[在 Iwamoto等(2009)中对应
的是OsRdd4]在长日照条件下提前开花。这些结
果说明, AtCDFs、OsRdd1和OsDof12这几个以生
物钟为节律的Dof转录因子基因对于植物的开花起
调控作用。
3.3 物质生产
3.3.1 油脂合成 大豆是油料作物中最重要的豆科
作物, 在从大豆中鉴定到的28个Dof转录因子基因
中有 2个基因(GmDof4和GmDof11)在油脂合成中
起作用。GmDof4和GmDof11能分别结合到乙酰
辅酶A脱羧酶(acetyl CoA carboxylase, ACCase)和
长链乙酰CoA合成酶(long-chain-fatty-acyl CoA)基
因的启动子区域, 激活这两个基因的表达, 增加种
子中油脂的含量; 反之, 它们也能与储藏蛋白基因
CRA1的启动子结合下调其表达, 减少种子中的蛋
白含量。与种子中蛋白和脂肪的生物合成负相关
的是过量表达GmDof4和GmDof11的转基因大豆
总脂肪酸和油脂的含量都有所增加, 但储藏蛋白的
量相应降低。这些结果表明, 这两个基因可以通过
调控脂肪酸生物合成途径中的相关基因提高大豆种
子中的油脂含量(Wang等 2007), 可为转基因大豆
工程提供新的目标基因。
3.3.2 氮同化 氮是植物生长和发育过程中最重要
的大量元素之一, 提高植物的氮利用率(nitrogen use
efficiency, NUE)是可持续发展农业的基础。有研
究发现, 玉米ZmDof1 (MNB1a)除了能够激活PEPC
和 cyPPDK的表达以外(Yanagisawa 2000), 在过量
表达ZmDof1的拟南芥中, 植物的氮含量提高30%,
在低氮条件下的生长也有所改善(Yanagisawa等
2004)。水稻 cDNA数据库中检索到水稻Dof家族
中的OsDof13 (AK119803)与玉米ZmDof1转录因子
具有很高的同源性, 并且水稻受低氮胁迫后OsDof13
的表达呈现先下降再升高的变化(张华珍等2007)。
在高蛋白含量的小麦 up-2664中, TaDof1在低氮条
件下表达上调, 调控氮同化过程中的谷氨酸合成酶
(glutamine synthetase oxo glutarate, GOGAT)和谷氨
酰胺合成酶(glutamine synthetase, GS)基因的表达,
延长这两个酶的活性, 有效提高氮的吸收率, 因而
有利于小麦在低氮条件下的生长(Kumar等 2009),
可见Dof转录因子在氮同化途径中也起作用。
3.3.3 次生代谢物的合成 硫代葡萄糖苷(glucosin-
图 3 从GI到CO的植物的开花模式(Fornara等 2009)
正体表示蛋白; 斜体表示基因; 直线箭头表示转录激活; 波
形箭头表示光照; 短线表示转录抑制; 长线表示蛋白 -蛋白的相
互作用。
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olates, GS)是一种含硫的阴离子亲水性植物次生代
谢产物, 广泛分布于十字花科植物中。当拟南芥受
到动物啃食和机械伤害或者水杨酸刺激时会诱导
OBP2增加, 从而导致催化吲哚乙醛肟(indole-3-
acetaldox ime, IAOx)向吲哚葡萄糖苷( indole
glucosinola tes, IGS)转化的细胞色素 P450 酶
(cytochrome P450 enzymes 83B1, CY83B1P)基因表
达量提高, 增加了 IGS的量; 同时以 IAOx为中间
体的吲哚乙酸(indole-3-acetic acid, IAA)量提高
(Skirycz等 2006)。
类黄酮是一类在植物界广泛存在的低分子量
的多酚类次生代谢产物, 是花、果实和种子颜色的
主要显色物质, 它也存在于绿色叶片中, 可以吸收
紫外线B (280~320 nm), 因此能够保护植物抵御紫
外线的侵袭, 提高农作物产量。在类黄酮次生代谢
途径中, 特定产物的生成与否、量的多少主要是由
参与其合成的多个蛋白酶的活性所决定的, 而这些
相关酶的表达受到相应的转录因子调节。转录因
子通过激活类黄酮次生代谢途径中多个酶基因的表
达, 可有效地启动或关闭次生代谢合成途径, 从而
调节特定次生代谢物的形成。目前发现拟南芥
AtDof4.2负调控逆境下类黄酮的积累, 它在绒毡层
的过量表达导致类黄酮自由花粉粒的形成, 配合
AtDof4.2在花芽绒毡层和下胚轴周皮中大量表达,
与肉桂酸合成有关的基因也在这些组织中诱导表
达, 这表明它可能涉及到孢子花粉素(sporopollenin)
和软木脂(suberin)的合成(Skirycz等 2007)。
Dof类转录因子的基因工程是植物次生代谢遗
传改良的有效途径, 随着植物次生代谢调控机制的
阐明, 特别是随着调节特定次生代谢物合成的转录
因子的分离和功能鉴定, 转录因子基因工程将为人
类开发利用次生代谢物提供更为有效的手段。
3.4 保卫细胞特异基因的调控 气孔由两个保卫细
胞组成, 能感应 CO2、光、水以及激素信号等外
界信号, 在不断变化的环境条件下, 平衡 CO2的吸
收和水分丧失(Blatt等 1997)。由于其独特的结构
和功能, 保卫细胞一直在生理水平上备受关注, 但
是涉及保卫细胞特化和维持的分子机制知之甚少。
Plesch等(2001)的研究表明, 马铃薯的 StDof1基因
在保卫细胞中高度表达; 它与包含TAAAG序列的
KST1基因(保卫细胞中K+流通道蛋白基因)启动子
相互作用, 提高其表达量, 调控气孔保卫细胞中CO2
吸收和水分的扩散。这些结果无疑开拓了Dof转
录因子的调控领域, 但是它们是如何响应上游信号,
启动相关的下游基因, 以及它们的调控机制还需要
进一步研究。
总的来说, 虽然Dof转录因子不是植物中的大
家族, 但是它响应多种外界信号, 在种子萌发、植
物生长、发育和再生过程中都有一定的地位, 其功
能的不断解析不仅有利于相应领域各类生理生化现
象的揭示, 还可以采用基因工程等技术手段进行分
子育种工作。目前, 我们在木本能源植物麻疯树中
克隆到 3 个可能的 Dof 转录因子基因 Jc Dof 1、
JcDof2和 JcDof3, 已经提交了GenBank, 获得序列
号分别为GQ256647、FJ605173和GQ256648, 经
初步研究发现, 其中 JcDof1和 JcDof3的表达呈现
生物钟振颤, 推测其与调控植物的开花有关(数据还
在整理中)。当然, 这方面的工作还需要不断探索。
参考文献
郭晓芳, 严海燕(2005). 植物中的 Dof蛋白和 Dof转录因子家族.
植物生理学通讯, 41: 419~423
张华珍, 吴昊, 李香花, 林拥军(2007). 一个低氮诱导表达的水稻
Dof转录因子 OsDof-13 的分离和转化. 分子植物育种, 5 :
455~460
Baumann K, De Paolis A, Costantino P, Gualberti G (1999). The
DNA binding site of the Dof protein NtBBF1 is essential for
tissue-specific and auxin-regulated expression of the rolB
oncogene in plants. Plant Cell, 11: 323~334
Blatt MR, Maurousset L, Meharg AA (1997). High-affinity NO3--H+
cotransport in the fungus Neurospora: induction and control
by pH and membrane voltage. J Membr Biol, 160: 59~76
Cavalar M, Phlippen Y, Kreuzaler F, Peterhansel C (2007). A
drastic reduction in DOF1 transcript levels does not affect
C4-specific gene expression in maize. J Plant Physiol, 164:
1665~1674
Chen R, Ni Z, Qin Y, Nie X, Lin Z, Dong G, Sun Q (2005).
Isolation and characterization of TaDof1 transcription fac-
tor in wheat (Triticum aestivum L). DNA Seq, 16: 358~363
Diaz I , Martinez M, Isabel-LaMoneda I , Rubio-Somoza I ,
Carbonero P (2005). The DOF protein, SAD, interacts with
GAMYB in plant nuclei and activates transcription of en-
dosperm-specific genes during barley seed development.
Plant J, 42: 652~662
Diaz I, Vicente-Carbajosa J, Abraham Z, Martinez M, Isabel-La
Moneda I, Carbonero P (2002). The GAMYB protein from
植物生理学通讯 第 46卷 第 3期, 2010年 3月 307
barley interacts with the DOF transcription factor BPBF and
activates endosperm-specific genes during seed development.
Plant J, 29: 453~464
Dong G, Ni Z, Yao Y, Nie X, Sun Q (2007). Wheat Dof transcrip-
tion factor WPBF interacts with TaQM and activates tran-
scription of an a lpha-glia din gene during wheat seed
development. Plant Mol Biol, 63: 73~84
Fornara F, Panigrahi KCS, Gissot L, Sauerbrunn N, Ruhl M, Jarillo
JA, Coupland G (2009). Arabidopsis DOF transcription fac-
tors act redundantly to reduce CONSTANS expression and are
essential for a photoperiodic flowering response. Dev Cell,
17: 75~86
Gualberti G, Papi M, Bellucci L, Ricci I, Bouchez D, Camilleri C,
Costantino P, Vittorioso P (2002). Mutations in the Dof
zinc finger genes DAG2 and DAG1 influence with opposite
effects the germination of Arabidopsis seeds. Plant Cell, 14:
1253~1263
Imaizumi T, Schultz TF, Harmon FG, Ho LA, Kay SA (2005).
FKF1 F-box protein mediates cyclic degradation of a repres-
sor of CONSTANS in Arabidopsis. Science, 309: 293~297
Isabel-LaMoneda I, Diaz I, Martinez M, Mena M, Carbonero P
(2003). SAD: a new DOF protein from barley that activates
transcription of a cathepsin B-like thiol protease gene in
the aleurone of germinating seeds. Plant J, 33: 329~340
Iwamoto M, Higo K, Takano M (2009). Circadian clock- and
phytochrome-regulated Dof-like gene, Rdd1 , is associated
with grain size in rice. Plant Cell Environ, 32: 592~603
Kang HG, Foley RC, Onate-Sanchez L, Lin C, Singh KB (2003).
Target genes for OBP3, a Dof transcription factor, include
novel basic helix-loop-helix domain proteins inducible by
salicylic acid. Plant J, 35: 362~372
Kang HG, Singh KB (2000). Characterization of salicylic acid-
responsive, Arabidopsis Dof domain proteins: overexpression
of OBP3 leads to growth defects. Plant J, 21: 329~339
Kisu Y, Ono T, Shimofurutani N, Suzuki M, Esaka M (1998).
Characterization and expression of a new class of zinc finger
protein that binds to silencer region of ascorbate oxidase
gene. Plant Cell Physiol, 39: 1054~1064
Kumar R, Taware R, Gaur VS, Guru SK, Kumar A (2009). Influ-
ence of nitrogen on the expression of TaDof1 transcription
factor in wheat and its relationship with photo synthetic
and ammonium assimilating efficiency. Mol Biol Rep, 36:
2209~2220
Li DJ, Yang CH, Li XB, Gan Q, Zhao XF, Zhu LH (2009). Functional
characterization of rice OsDof12. Planta, 229: 1159~1169
Lijavetzky D, Carbonero P, Vicente-Carbajosa J (2003). Genome-
wide comparative phylogenetic analysis of the rice and
Arabidopsis Dof gene families. BMC Evol Biol, 3: 1~11
Marzabal P, Gas E, Fontanet P, Vicente-Carbajosa J, Torrent M,
Ludevid MD (2008). The maize Dof protein PBF activates
transcription of γ-zein during maize seed development. Plant
Mol Biol, 67: 441~454
Mena M, Cejudo FJ, Isabel-Lamoneda I, Carbonero P (2002). A
role for the DOF transcription factor BPBF in the regula-
tion of gibberellin-responsive genes in barley aleurone. Plant
Physiol, 130: 111~119
Moreno-Risueno MA, Diaz I, Carrillo L, Fuentes R, Carbonero P
(2007a). The HvDOF19 transcription factor mediates the
abscisic acid-dependent repression of hydrolase genes in ger-
minating barley aleurone. Plant J, 51: 352~365
Moreno-Risueno MA, Martinez M, Vicente-Carbajosa J, Carbonero
P (2007b). The family of DOF transcription factors: from
green unicellu lar a lgae to vascular plants. Mol Genet
Genomics, 277: 379~390
Park DH, Lim PO, Kim JS, Cho DS, Hong SH, Nam HG (2003).
The Arabidopsis COG1 gene encodes a Dof domain transcrip-
tion factor and negatively regulates phytochrome signaling.
Plant J, 34: 161~171
Plesch G, Ehrhardt T, Mueller-Roeber B (2001). Involvement of
TAAAG elements suggests a role for Dof transcription fac-
tors in guard cell-specific gene expression. Plant J, 28:
455~464
Rubio-Somoza I , Martinez M, Diaz I, Carbonero P (2006).
HvMCB1, a R1MYB transcription factor from barley with
antagonistic regulatory functions during seed development
and germination. Plant J, 45: 17~30
Sawa M, Nusinow DA, Kay SA, Imaizumi T (2007). FKF1 and
GIGANTEA complex formation is required for day-length
measurement in Arabidopsis. Science, 318: 261~265
Skirycz A, Jozefczuk S, Stobiecki M, Muth D, Zanor MI, Witt I,
Mueller-Roeber B (2007). Transcription factor AtDOF4;2
affects phenylpropanoid metabolism in Arabidopsis thaliana.
New Phytol, 175: 425~438
Skirycz A, Radziejwoski A, Busch W, Hannah MA, Czeszejko J,
Kwasniewski M, Zanor MI, Lohmann JU, De Veylder L,
Witt I et al (2008). The DOF transcription factor OBP1 is
involved in cell cycle regulation in Arabidopsis thaliana.
Plant J: 1~14
Skirycz A, Reichelt M, Burow M, Birkemeyer C, Rolcik J, Kopka
J, Zanor MI, Gershenzon J, Strnad M, Szopa J et al (2006).
DOF transcription factor AtDof1.1 (OBP2) is part of a regu-
la tory network controlling glucosinolate biosynthesis in
Arabidopsis. Plant J, 47: 10~24
Umemura Y, Ishiduka T, Yamamoto R, Esaka M (2004). The
Dof domain, a zinc finger DNA-binding domain conserved
only in higher plants, truly functions as a Cys2/Cys2 Zn finger
植物生理学通讯 第 46卷 第 3期, 2010年 3月308
domain. Plant J, 37: 741~749
Vicente-Carbajosa J, Moose SP, Parsons RL, Schmidt RJ (1997).
A maize zinc-finger protein binds the prolamin box in zein
gene promoters and interacts with the basic leucine zipper
transcriptional activator Opaque2. Proc Natl Acad Sci USA,
94: 7685~7690
Wang HW, Zhang B, Hao YJ, Huang J, Tian AG, Liao Y, Zhang
JS, Chen SY (2007). The soybean Dof-type transcription
factor genes, GmDof4 and GmDof11, enhance lipid content
in the seeds of transgenic Arabidopsis plants. Plant J, 52:
716~729
Ward JM, Cufr CA, Denzel MA, Neff MM (2005). The Dof
transcription factor OBP3 modulates phytochrome and
cryptochrome signaling in Arabidopsis. Plant Cell, 17: 475~
485
Washio K (2001). Identification of Dof proteins with implica-
tion in the gibberellin-regulated expression of a peptidase
gene following the germination of rice grains. Biochim
Biophys Acta, 1520: 54~62
Washio K (2003). Functional dissections between GAMYB and
Dof transcription factors suggest a role for protein-protein
associations in the gibberellin-mediated expression of the
RAmy1A gene in the rice aleurone. Plant Physiol, 133:
850~863
Yanagisawa S (1997). Dof DNA-binding domains of plant tran-
scription factors contribute to multiple protein-protein
interactions. Eur J Biochem, 250: 403~410
Yanagisawa S (2000). Dof1 and Dof2 transcription factors are
associated with expression of multiple genes involved in
carbon metabolism in maize. Plant J, 21: 281~288
Yanagisawa S (2001). The transcriptional activation domain of
the plant-specific Dof1 factor functions in plant, animal,
and yeast cells. Plant Cell Physiol, 42: 813~822
Yanagisawa S (2002). The Dof family of plant transcription factors.
Trends Plant Sci, 7: 555~560
Yanagisawa S (2004). Dof domain proteins: plant-specific tran-
scription factors associated with diverse phenomena unique
to plants. Plant Cell Physiol, 45: 386~391
Yanagisawa S, Akiyama A, Kisaka H, Uchimiya H, Miwa T (2004).
Metabolic engineering with Dof1 transcription factor in plants:
improved nitrogen assimila tion and growth under low-
nitrogen conditions. Proc Natl Acad Sci USA, 101: 7833~7838
Yanagisawa S, Izui K (1993). Molecular cloning of two DNA-
binding proteins of maize that are structurally different but
interact with the same sequence motif. J Biol Chem, 268:
16028~16036
Yanagisawa S, Schmidt RJ (1999). Diversity and similarity among
recognition sequences of Dof transcription factors. Plant J,
17: 209~214
Yanagisawa S, Sheen J (1998). Involvement of maize Dof zinc
finger proteins in tissue-specific and light-regulated gene
expression. Plant Cell, 10: 75~89
Zhang B, Chen W, Foley RC, Buttner M, Singh KB (1995). Inter-
actions between distinct types of DNA binding proteins en-
hance binding to ocs element promoter sequences. Plant Cell,
7: 2241~2252