全 文 ：禾草模式植物二穗短柄草的研究进展
莫新春１ꎬ２
(１ 中国科学院昆明植物研究所中国西南野生生物种质资源库ꎬ 云南 昆明 ６５０２０１ꎻ
２ 中国科学院大学ꎬ 北京 １０００４９)
摘要: 二穗短柄草 (Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ) 是近来开发的一种温带禾草模式植物ꎬ 它具有与粮食作物相
同的许多生物学特性ꎬ 可作为研究粮食作物生物学特性的模式实验植物ꎮ 不同采集地的二穗短柄草具有高
度的表观变异性ꎬ 可帮助研究人员对这些生物学特性从表观到遗传的深入研究ꎮ 二穗短柄草与其他重要经
济作物如小麦、 大麦及其他潜在能源植物一样同属于早熟禾亚科ꎬ 使其成为研究这些重要经济作物无可非
议的模式植物ꎮ 近来ꎬ 由于二穗短柄草基因组序列及其相关注释的完成ꎬ 功能基因组学和其他实验技术手
段的不断进步ꎬ 二穗短柄草可为其他禾草类植物提供序列分析、 基因表达和功能研究等诸多便利ꎮ 本文综
述了利用二穗短柄草作为模式植物来进行比较基因组学、 生物学研究、 转化和 Ｔ￣ＤＮＡ 突变等方面的最新
研究进展ꎮ
关键词: 二穗短柄草ꎻ 模式系统ꎻ 比较基因组学ꎻ 生物特性研究ꎻ 转化ꎻ Ｔ￣ＤＮＡ突变
中图分类号: Ｑ ７５ 文献标识码: Ａ 文章编号: ２０９５－０８４５(２０１４)０２－１９７－１１
Ｒｅｃｅｎｔ Ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｉｎ Ｍｏｄｅｌ Ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ (Ｐｏａｃｅａｅ)
ＭＯ Ｘｉｎ￣Ｃｈｕｎ１ꎬ２
(１ Ｇｅｒｍｐｌａｓｍ Ｂａｎｋ ｏｆ Ｗｉｌｄ Ｓｐｅｃｉｅｓ ｉｎ Ｓｏｕｔｈｗｅｓｔ Ｃｈｉｎａꎬ Ｋｕｎｍｉｎｇ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｂｏｔａｎｙꎬ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ
Ｋｕｎｍｉｎｇ ６５０２０１ꎬ Ｃｈｉｎａꎻ ２ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ Ｂｅｉｊｉｎｇ １０００４９ꎬ Ｃｈｉｎａ)
Ａｂｓｔｒａｃｔ: Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎꎬ ｒｅｃｅｎｔｌｙ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ｆｏｒ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｇｒａｓｓｅｓꎬ ｅｘｈｉｂｉｔｅｄ ｍａｎｙ ｔｒａｉｔｓ
ｗｉｔｈ ｃｅｒｅａｌ ｃｒｏｐｓ ａｎｄ ｐｒｏｐｏｓｅｄ ｔｏ ｂｅ ａｎ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｓｙｓｔｅｍ ｔｏ ａｃｃｅｓｓ ｔｈｅ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ａｐｐｒｏａｃｈ. Ｔｈｅｓｅ ｔｒａｉｔｓ ｈａｖｅ
ｓｈｏｗｎ ａ ｓｕｒｐｒｉｓｅｄ ｄｅｇｒｅｅ ｏｆ ｐｈｅｎｏｔｙｐｉｃ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｉｎ ｍａｎｙ ｃｏｌｌｅｃｔｅｄ ａｃｃｅｓｓｉｏｎｓ. Ｌｉｋｅ ｓｏｍｅ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｅｃｏｎｏｍｉｃａｌ ｃｅｒｅ￣
ａｌｓꎬ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｌｓｏ ｂｅｌｏｎｇｓ ｔｏ ｓｕｂｆａｍｉｌｙ Ｐｏｏｉｄｅａｅꎬ ｗｈｉｃｈ ｍａｋｅ ｉｔ ｂｅｃｏｍｅ ａｎ ｕｎｑｕｅｓｔｉｏｎａｂｌｅ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ｔｏ ｒｅ￣
ｓｅａｒｃｈ ｔｈｅ ｅｃｏｎｏｍｉｃａｌｌｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｃｒｏｐｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｗｈｅａｔꎬ ｂａｒｌｅｙ ａｎｄ ｓｅｖｅｒａｌ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｂｉｏｆｕｅｌ ｐｌａｎｔｓ. Ｒｅｃｅｎｔｌｙꎬ ｇｅ￣
ｎｏｍｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ａｎｄ ａｎｎｏｔａｔｉｏｎ ｏｆ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｆｉｎｉｓｈｅｄ. Ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｇｅ￣
ｎｏｍｉｃｓ ａｎｄ ｏｔｈｅｒ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｍｅｎｔꎬ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｗｉｌｌ ｐｒｏｖｉｄｅ ａ ｋｅｙ ｒｅｓｏｕｒｃｅ ｆｏｒ ｉｍｐｒｏｖｉｎｇ ｃｅｒｅａｌ
ｃｒｏｐｓ ａｎｄ ｆａｃｉｌｉｔａｔｅ ｔｈｅ ａｐｐｒｏａｃｈ ｏｆ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ａｎａｌｙｚｅ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ａｖａｉｌａｂｌｅ ｆｏｒ ａ ｖａｒｉｅｔｙ ｏｆ
ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｉｎ ｔｈｉｓ ａｒｔｉｃｌｅ ｗｅ ｒｅｖｉｅｗ ａｎｄ ａｓｓｅｓｓ ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｏｆ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｓ ａ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｆｏｃｕｓ ｓｐｅ￣
ｃｉｆｉｃａｌｌｙ ｏｎ ｒｅｃｅｎｔ ｓｔｕｄｉｅｓ ｏｆ ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ｇｅｎｏｍｉｃｓꎬ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔꎬ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｔ￣ＤＮＡ ｍｕｔａｔｉｏｎｓ.
Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ: Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎꎻ Ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍꎻ Ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ｇｅｎｏｍｉｃｓꎻ Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔꎻ Ｔｒａｎｓｆｏｒｍａ￣
ｔｉｏｎꎻ Ｔ￣ＤＮＡ ｍｕｔａｔｉｏｎｓ
Ｇｒａｓｓｅｓ ｃｏｎｓｉｓｔ ｏｆ ｏｖｅｒ １０ ０００ ｓｐｅｃｉｅｓ ｄｉｓｔｒｉｂｕ￣
ｔｅｄ ｗｉｄｅｌｙ ａｃｒｏｓｓ ｔｈｅ ｅａｒｔｈꎬ ａｎｄ ｂｅｌｏｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｆｏｕｒｔｈ
ｌａｒｇｅｓｔ ｐｌａｎｔ ｆａｍｉｌｙ (Ｐｏａｃｅａｅ) ｉｎ ｔｈｅ ｗｏｒｌｄ (Ｗａｔｓｏｎ
ａｎｄ Ｄａｌｌｗｉｔｚꎬ １９９２). Ｔｈｅｙ ａｒｅ ｃｅｎｔｒａｌｌｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ
ｆｏｒ ｈｕｍａｎ ｅｘｉｓｔｅｎｃｅ ｂｙ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ( ｃｅｒｅａｌｓ) ｏｒ ｉｎｄｉ￣
ｒｅｃｔｌｙ (ａｎｉｍａｌ ｆｅｅｄ) ｓｅｒｖｉｎｇ ａｓ ｔｈｅ ｐｒｉｍａｒｙ ｓｏｕｒｃｅ ｏｆ
ｈｕｍａｎ ｎｕｔｒｉｔｉｏｎ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｓｉｚｅ ａｎｄ ｃｏｍｐｌｅｘｉｔｙ
ｏｆ ｍａｎｙ ｇｒａｓｓ ｃｒｏｐ ｇｅｎｏｍｅｓ ｂｅｃｏｍｅ ｔｈｅ ｍａｊｏｒ ｂａｒｒｉ￣
植 物 分 类 与 资 源 学 报 ２０１４ꎬ ３６ (２): １９７~２０７
Ｐｌａｎｔ Ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ＤＯＩ: １０.７６７７ / ｙｎｚｗｙｊ２０１４１３１０８
Ｒｅｃｅｉｖｅｄ ｄａｔｅ: ２０１３－０５－０８ꎬ Ａｃｃｅｐｔｅｄ ｄａｔｅ: ２０１３－０７－１２
作者简介: 莫新春 (１９８０－) 男ꎬ 博士研究生ꎬ 主要从事植物基因组学研究ꎮ Ｅ￣ｍａｉｌ: ｇｘｕｍｘｃ＠ｇｍａｉｌ ｃｏｍ
ｅｒｓ ｏｆ ｓｙｓｔｅｍａｔｉｃ ｇｅｎｅｔｉｃ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｒａｉｔｓ ａｔ ｔｈｅ ｍｏ￣
ｌｅｃｕｌａｒ ｌｅｖｅｌ (Ｖａｉｎꎬ ２０１１). Ｍｏｒｅｏｖｅｒꎬ ｍａｎｙ ｇｒａｓｓ
ｓｐｅｃｉｅｓ ａｒｅ ｒｅｌａｔｉｖｅｌｙ ｅｘｐｅｎｓｉｖｅ ｔｏ ｗｏｒｋ ｗｉｔｈꎬ ｃｏｍ￣
ｐａｒｅｄ ｔｏ ｍｏｄｅｌ ｐｌａｎｔｓꎬ ｓｕｃｈ ａｓ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ.
Ｔｈｅｓｅ ｆｅａｔｕｒｅｓ ｌｅａｄ ｓｕｃｈ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｏｎｌｙ ｒｅｓｔｒｉｃｔ ｔｏ
ｓｏｍｅ ｗｅａｌｔｈｙ ａｎｄ ｓｐｅｃｉａｌｉｚｅｄ ａｃａｄｅｍｉｃ ｉｎｓｔｉｔｕｔｉｏｎｓ
ｏｒ ｃｏｍｍｅｒｃｉａｌ ｅｎｔｅｒｐｒｉｓｅｓ.
Ｉｎ ｇｅｎｅｒａｌꎬ ｍｏｄｅｌ ｐｌａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｐｒｏｐｏｓｅｄ ａｓ ａ
ｕｓｅｆｕｌ ｔｏｏｌ ｔｏ ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ ａｔ
ｇｅｎｅｔｉｃꎬ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ａｎｄ ｓｙｓｔｅｍａｔｉｃ ｌｅｖｅｌｓ. Ａ ｔｈａｌｉａｎａꎬ
ｔｈｅ ｆｉｒｓｔ ｈｉｇｈｅｒ ｐｌａｎｔ ｗｉｔｈ ｃｏｍｐｌｅｔｅ ｆｉｎｉｓｈｅｄ ｇｅｎｏｍｅ
ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｒｅｌｅａｓｅꎬ ｉｓ ａｒｇｕａｂｌｙ ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｍｏｄｅｌ ｓｐｅｃｉｅｓ
ｆｏｒ ｈｉｇｈｅｒ ｐｌａｎｔｓ. Ｉｔ ｉｓ ｃｌｅａｒ ｔｈａｔ ａｎ ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ ｍｏｄｅｌ
ｔｏ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｗａｓ ｎｅｅｄｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｓｔｕｄｙ ｏｆ ｇｒａｓｓｅｓꎬ
ｆｏｒ ｗｈｉｃｈ ｍｏｎｏｃｏｔｓ ａｎｄ ｄｉｃｏｔｓ ｈａｄ ｄｉｖｅｒｇｅｄ ｆｒｏｍ ｅａｃｈ
ｏｔｈｅｒ ｆｏｒ ｏｖｅｒ １５０ ｍｉｌｌｉｏｎ ｙｅａｒｓ (Ｈａｎｄｓ ａｎｄ Ｄｒｅａꎬ
２０１２). Ｐｒｉｏｒ ｔｏ ｔｈｅ ａｖａｉｌａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ
ｇｅｎｏｍｅꎬ ｒｉｃｅ ｈａｓ ｐｒｏｖｉｄｅｄ ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｉｃ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ａｓ
ｔｈｅ ｍａｉｎ ｍｏｎｏｃｏｔｙｌｅｄｏｎｏｕｓ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ｗｈｉｌｅ
ｍａｉｚｅ ｆｏｒｍｅｄ ａｎ ｅｘｔｅｎｓｉｖｅ ｒｅｓｏｕｒｃｅ ｏｆ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔａｌ
ｇｅｎｅｔｉｃｓ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｒｉｃｅ ｉｓ ａ ｓｅｍｉ￣ａｑｕａｔｉｃ ｔｒｏｐｉｃａｌ
ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｉｔｓ ｓｐｅｃｉａｌｉｚｅｄ ｃｕｌｔｉｖａｔｉｏｎ ｒｅｑｕｉｒｅｍｅｎｔｓ ａｎｄ
ｌａｃｋｉｎｇ ｍａｎｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｃｅｒｅａｌ ｔｒａｉｔｓ ｍａｋｅ
ｉｔ ｎｏｔ ａｎ ｉｄｅａｌ ｍｏｄｅｌ ｆｏｒ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｇｒａｓｓｅｓ (Ｖｏ￣
ｇｅｌ ａｎｄ Ｂｒａｇｇꎬ ２００９).
Ａ ｓｍａｌｌꎬ ｆａｓｔ￣ｇｒｏｗｉｎｇ ｗｉｌｄ ｇｒａｓｓ ｓｐｅｃｉｅｓ ｗｉｔｈｉｎ
ｔｈｅ Ｐｏｏｉｄｅａｅ ｆａｍｉｌｙꎬ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ (Ｈｅｒｅａｆｔｅｒ Ｂｒａｃｈｙ￣
ｐｏｄｉｕｍ)ꎬ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｒｅｃｅｎｔｌｙ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ａｓ ａ ｎｅｗ
ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ｆｏｒ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｃｅｒｅａｌｓ. Ｉｔ ｉｓ ｎａｔｉｖｅ ｔｏ
ｔｈｅ Ｍｉｄｄｌｅ Ｅａｓｔ ａｎｄ Ｓｏｕｔｈｅｒｎ Ｅｕｒｏｐｅ ｂｕｔ ｗｉｄｅｌｙ ｄｉｓ￣
ｔｒｉｂｕｔｅｄ ｉｎ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ａｒｅａｓ ｏｆ Ａｕｓｔｒａｌａｓｉａꎬ Ａｍｅｒｉ￣
ｃａ ａｎｄ Ａｓｉａ (Ｄｒａｐｅｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００１). Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ
ｐｏｓｓｅｓｓｅｓ ｍａｎｙ ｏｆ ｔｈｅ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｔｒａｉｔｓ ｒｅｑｕｉｒｅｄ ｆｏｒ ａ
ｔｒａｃｔａｂｌｅ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｓｍａｌｌ ｓｔａｔｕｒｅꎬ ｓｍａｌｌ
ｇｅｎｏｍｅ ｓｉｚｅꎬ ｒａｐｉｄ ｌｉｆｅ ｃｙｃｌｅꎬ ｕｎｄｅｍａｎｄｉｎｇ ｇｒｏｗｉｎｇ
ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔꎬ ｓｅｌｆ￣ｃｏｍｐａｔｉｂｌｅ ａｎｄ ｅａｓｙ ｔｏ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａ￣
ｔｉｏｎ ( Ｂｅｖａｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０ꎻ Ｇａｒｖｉｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８ꎻ
Ｏｐａｎｏｗｉｃｚ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８). Ｓｉｎｃｅ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｗａｓ
ｆｉｒｓｔ ｐｒｏｐｏｓｅｄ ａｓ ａ ｎｅｗ ｍｏｄｅｌ ｆｏｒ ｇｒａｓｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ
(Ｄｒａｐｅｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００１)ꎬ ａ ｇｅｎｏｍｅ ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ ｐｒｏｊｅｃｔ
ｏｆ ｔｈｅ ｄｉｐｌｏｉｄ ｉｎｂｒｅｄ ｌｉｎｅ Ｂｄ２１ ｌｅａｄ ｂｙ ｔｈｅ Ｉｎｔｅｒｎａ￣
ｔｉｏｎａｌ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ Ｉｎｉｔｉａｔｉｖｅ ｗａｓ ａｌｒｅａｄｙ ｆｉｎｉｓｈｅｄꎬ
ｗｉｔｈ ａ ｄｒａｆｔ (４Ｘ) ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｒｅｌｅａｓｅｄ ｉｎ ２００７ ａｎｄ
ｔｈｅ ｃｏｍｐｌｅｔｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｄｅｐｏｓｉｔｅｄ ｉｎ ２０１０
(Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ Ｉｎｉｔｉａｔｉｖｅꎬ ２０１０).
Ｓｔｕｄｉｅｓ ｏｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ｆｏｒ ｍｏｌｅｃｕ￣
ｌａｒ ｇｅｎｅｔｉｃｓ ａｎｄ ｇｅｎｏｍｉｃｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｇｒｏｗｉｎｇ ｅｘｐｏｎｅｎ￣
ｔｉａｌｌｙ ａｆｔｅｒ ｔｈｅ ｆｕｌｌ ｇｅｎｏｍｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｒｅｌｅａｓｅｄ. Ｃｏｎ￣
ｓｅｑｕｅｎｔｌｙꎬ ｔｈｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔ ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ｉｎ ｏｕｒ ｋｎｏｗｌｅｄｇｅ
ｏｆ ｇｒａｓｓ ｂｉｏｌｏｇｙ ｉｎｃｌｕｄｅ ｓｙｓｔｅｍｓ￣ｌｅｖｅｌ ａｐｐｒｏａｃｈｅｓ ｔｏ
ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇ ｔｈｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｏｎ ｃｅｒｅａｌ ｃｒｏｐｓ
ｂｒｅｅｄｉｎｇ. Ａｌｔｈｏｕｇｈ ｔｈｅ ｔｒａｃｋ ｒｅｃｏｒｄ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ
ａｓ ａ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ｉｓ ｃｕｒｒｅｎｔｌｙ ｌｉｍｉｔｅｄꎬ ｉｔ ｉｓ ｅａｓｙ ｔｏ
ａｃｈｉｅｖｅ ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｔｈｒｏｕｇｈ ｃｌａｓｓｉｃａｌ ｏｒ
ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｍｕｔａｇｅｎｅｓｉｓꎬ ａｎｄ ｔｈｅｒｅ ｉｓ ａｌｒｅａｄｙ ａ ｔｒｅ￣
ｍｅｎｄｏｕｓ ｒｅｓｏｕｒｃｅ ｉｎ ｔｅｒｍｓ ｏｆ ｎａｔｕｒａｌ ｖａｒｉａｔｉｏｎ.
Ｗｈｅｎ ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｉｃ ｔｏｏｌｓ ａｒｅ ｔａｋｅｎ ｉｎｔｏ ａｃｃｏｕｎｔꎬ ｉｔ
ｗｉｌｌ ｂｅ ｐｏｓｓｉｂｌｅ ｔｏ ｕｎｌｏｃｋ ｔｈｅｓｅ ｓｏｕｒｃｅｓ ｏｆ ｖａｒｉａｔｉｏｎ
ａｎｄ ｔｏ ａｄｄｒｅｓｓ ａ ｗｉｄｅ ｒａｎｇｅ ｏｆ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｉｓｓｕｅｓ ｉｎ
ｇｒａｓｓ ｂｉｏｌｏｇｙ. Ｉｎ ｔｈｉｓ ｃｏｎｔｅｘｔꎬ ｗｅ ｒｅｖｉｅｗ ｔｈｅ ｒｅｃｅｎｔ
ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｓ ａｎ ｅｍｅｒｇｉｎｇ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓ￣
ｔｅｍ ｆｏｒ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｇｒａｓｓｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ａｒｅａ ｏｆ ｃｏｍｐａｒａ￣
ｔｉｖｅ ｇｅｎｏｍｉｃｓꎬ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ ａｎｄ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ
ａｐｐｒｏａｃｈ.
１ Ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ｇｅｎｏｍｉｃｓ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ
ａｎｄ ｃｅｒｅａｌｓ
Ｔｈｅ ｇｒａｓｓ ｆａｍｉｌｙ Ｐｏａｃｅａｅꎬ ｃｏｎｔａｉｎｓ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ
ｇｒａｉｎ ｃｒｏｐｓ ｓｕｃｈ ａｓ ｗｈｅａｔꎬ ｒｉｃｅꎬ ｍａｉｚｅ ａｎｄ ｓｏｒ￣
ｇｈｕｍꎬ ｂｅｃｏｍｅ ｔｈｅ ｍａｉｎ ｒｅｓｏｕｒｃｅ ｏｆ ｈｕｍａｎ ａｎｄ ｄｏ￣
ｍｅｓｔｉｃ ａｎｉｍａｌ ｎｕｔｒｉｔｉｏｎ (Ｂｅｖａｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０). Ａｌ￣
ｔｈｏｕｇｈ ｇｒａｓｓ ｇｅｎｏｍｅｓ ｇｒｅａｔｌｙ ｖａｒｙ ｉｎ ｓｉｚｅ (Ｗｉｃｋｅｒ
ａｎｄ Ｋｅｌｌｅｒꎬ ２００７)ꎬ ｔｈｅｒｅ ｉｓ ａｎ ｕｎｄｅｒｌｙｉｎｇ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ
ｇｅｎｅ ｏｒｄｅｒ (Ｍｏｏｒｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９５) ｅｘｉｓｔｅｎｃｅ ｔｏ ｒｅｆｌｅｃｔ
ｔｈｅｉｒ ｃｏｍｍｏｎ ａｎｃｅｓｔｒｙ ａｎｄ ｒａｐｉｄ ｄｉｖｅｒｓｉｆｉｃａｔｉｏｎ (Ｄａ￣
ｖｉｅｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４). Ｉｎ ２００４ꎬ Ｆｏｏｔｅ ｅｔ ａｌ. (２００４)
ｆｉｒｓｔｌｙ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｅｄ ａ ｂａｃｔｅｒｉａｌ ａｒｔｉｆｉｃｉａｌ ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅ
(ＢＡＣ) ｌｉｂｒａｒｙ ｏｆ Ｂ ｓｙｌｖａｔｉｃｕｍ ｗｉｔｈ ３０ ２２８ ｃｌｏｎｅｓꎬ
ｒｅｐｒｅｓｅｎｔｉｎｇ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ ｓｉｘ ｇｅｎｏｍｅ ｅｑｕｉｖａｌｅｎｔｓ.
Ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅ ｍａｐｐｉｎｇ ｂｅｔｗｅｅｎ Ｂ ｓｙｌｖａｔｉｃｕｍ ＢＡＣ
ｃｏｎｔｉｇｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｍａｊｏｒ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｃｅｒｅａｌｓ ( ｗｈｅａｔꎬ
ｂａｒｌｅｙꎬ ｍａｉｚｅ ａｎｄ ｏａｔ)ꎬ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｓｙｎｔｅｎｙ
ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅ ｆｏｕｒ ｃｅｒｅａｌ ｃｒｏｐｓ ａｎｄ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｗａｓ
ｌａｒｇｅｌｙ ｍａｉｎｔａｉｎｅｄ ｏｖｅｒ ｓｅｖｅｒａｌ ｓｙｎｔｅｎｏｕｓ ｒｅｇｉｏｎｓ.
８９１ 植 物 分 类 与 资 源 学 报 第 ３６卷
Ａｎｏｔｈｅｒ ＢＡＣ ｌｉｂｒａｒｙ ｏｆ ９ １００ ｃｌｏｎｅｓ ｆｒｏｍ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ
ｗａｓ ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔｌｙ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｅｄ ｔｏ ｖａｌｉｄａｔｅ ｔｈｅ ｈｉｇｈ
ｓｙｎｔｅｎｙ ｂｅｔｗｅｅｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｎｄ Ｐｏａｃｅａｅ ｓｐｅｃｉｅｓ
(Ｈａｓｔｅｒｏｋ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６)ꎬ ｗｉｔｈ ｍｏｓｔ ｏｆ ｔｈｅ ｄｅｆｉｎｅｄ
ＢＡＣｓ ｈｙｂｒｉｄｉｚｉｎｇ ａｓ ｓｉｎｇｌｅ ｌｏｃｉ ｏｎ ｋｎｏｗｎ ｃｈｒｏｍｏ￣
ｓｏｍｅｓ. Ｆｕｒｔｈｅｒｍｏｒｅꎬ ｍｏｒｅ ｓｔｕｄｉｅｓ ｆｏｃｕｓ ｏｎ ｔｈｅ ｐｒｏ￣
ｔｏｃｏｌｓ ｏｆ ＢＡＣ ｌｉｂｒａｒｙ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｆａｃｉｌｉｔａｔｅ ｔｈｅ
ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ｇｅｎｏｍｉｃｓ ｂｅｔｗｅｅｎ Ｂｒａｃｈｙ￣
ｐｏｄｉｕｍ ａｎｄ ｃｅｒｅａｌｓ ( Ｆａｒｒａｒ ａｎｄ Ｄｏｎｎｉｓｏｎꎬ ２００７ꎻ
Ｈｕｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６ꎻ Ｊｅｎｋｉｎｓ ａｎｄ Ｈａｓｔｅｒｏｋꎬ ２００７).
ＢＡＣ ｌｉｂｒａｒｉｅｓ ｗｉｔｈ ｔｈｒｅｅ ｔｉｍｅｓ ｃｏｖｅｒａｇｅ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ
ｅｍｐｌｏｙｅｄ ｔｏ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔ ｐｈｙｓｉｃａｌ ｍａｐｓ ｆｏｒ ｔｈｅ Ｂｒａｃｈｙ￣
ｐｏｄｉｕｍ ｇｅｎｏｍｅ (Ｈｕｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８). Ｔｈｅｓｅ ｗｏｒｋｓ
ｐｒｏｖｅ ｔｈａｔ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｗｉｌｌ ｂｅ ａ ｕｓｅｆｕｌ ｔｏｏｌ ｉｎ ｔｈｅ
ｅｌｕｃｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｉｎ ａｇｒｏｎｏｍｉｃａｌｌｙ ｉｍｐｏｒ￣
ｔａｎｔ ｃｅｒｅａｌ ｃｒｏｐｓꎬ ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔｉｎｇ ｒｉｃｅ ａｓ ａ “ ｇｒａｓｓ
ｇｅｎｏｍｅ ｍｏｄｅｌ” .
Ｔｏ ｄａｔｅ ｔｈｅ ｃｏｍｐｌｅｔｅ ｇｅｎｏｍｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｏｆ
Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎꎬ ｔｈｅ ＵＳ Ｄｅｐａｒｔｍｅｎｔ ｏｆ Ｅｎｅｒｇｙ (ＤＯＥ)
ｉｎ ｃｏｎｊｕｎｃｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ｔｈｅ Ｊｏｉｎｔ Ｇｅｎｏｍｅ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ (ＪＧＩ)
ｅｍｂａｒｋｅｄ ｕｐｏｎ ａ ｐｒｏｊｅｃｔ ｔｏ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｅ ｏｆ
ｔｈｅ ｄｉｐｌｏｉｄ ｅｃｏｔｙｐｅꎬ Ｂｄ２１ (２ｎ＝ １０). Ｍｏｒｅｏｖｅｒꎬ ｔｈｅ
ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ￣ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｔａｇ (ＥＳＴ) ｌｉｂｒａｒｉｅｓ ｏｆ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ
ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｓｅｑｕｅｎｃｅｄ (Ｖｏｇｅｌ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６)ꎬ ａｎｄ ａｎ
ａｄｄｉｔｉｏｎａｌ １８０ ０００ ＥＳＴｓ ａｒｅ ｅｘｐｅｃｔｅｄ ａｓ ｐａｒｔ ｏｆ ｔｈｅ
ｇｅｎｏｍｅ ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ ｐｒｏｊｅｃｔ. Ｉｎ ２０１０ꎬ ｔｈｅ ｃｏｍｐｌｅｔｅ
ａｎｄ ａｎｎｏｔａｔｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｗａｓ ｒｅｌｅａｓｅｄ ａｎｄ ａ ｓｏｐｈｉｓｔｉ￣
ｃａｔｅｄ ａｎｄ ｇｒｏｗｉｎｇ ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ｔｏｏｌｓ ａｎｄ ｆａｃｉｌｉｔｉｅｓ
ａｒｅ ａｌｒｅａｄｙ ａｖａｉｌａｂｌｅꎬ ｗｉｔｈ ｍｏｒｅ ｂｅｃｏｍｉｎｇ ａｖａｉｌａｂｌｅ
ｉｎ ｔｈｅ ｎｅａｒ ｆｕｔｕｒｅ (Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ Ｉｎｉｔｉ￣
ａｔｉｖｅꎬ ２０１０ ). Ｔｈｅ ｄｉｐｌｏｉｄ ｉｎｂｒｅｄ ｌｉｎｅ Ｂｄ２１ ｏｆ
Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｗａｓ ｓｅｑｕｅｎｃｅｄ ｕｓｉｎｇ ｗｈｏｌｅ ｇｅｎｏｍｅ
ｓｈｏｔ￣ｇｕｎ ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ ａｎｄ ａｓｓｅｍｂｌｅｄ ｔｏ ｔｅｎ ｌａｒｇｅｓｔ
ｓｃａｆｆｏｌｄｓ ｓｐａｎｎｅｄ ２７２ Ｍｂ ｃｏｖｅｒｉｎｇ ９９ ６％ ｏｆ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅｄ ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅｓ. Ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｅ ｃｏｎｔａｉｎｓ ２１ ４％
ｒｅｔｒｏｔｒａｎｓｐｏｓｏｎ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ａｎｄ ａｎｎｏｔａｔｅｄ ａｂｏｕｔ ２５ ５３２
ｐｒｏｔｅｉｎ￣ｃｏｄｉｎｇ ｇｅｎｅ ｌｏｃｉ ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｔｈｏｓｅ ｐｒｅｄｉｃｔｅｄ ｉｎ
ｒｉｃｅ ａｎｄ ｓｏｒｇｈｕｍ (Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ Ｉｎｉｔｉ￣
ａｔｉｖｅꎬ ２０１０). Ａｓ ＤＮＡ ｔｒａｎｓｐｏｓｏｎｓ ｅｖｏｌｖｅ ｒａｐｉｄｌｙ ｉｎ
ｐｌａｎｔ ｇｅｎｏｍｅꎬ Ｂｕｃｈｍａｎｎ ｅｔ ａｌ. (２０１２) ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅ
ｔｈｅ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｉｎｔｅｒｇｅｎｉｃ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｏｎ ｇｅｎｏｍｅ
ｔｕｒｎｏｖｅｒ ｂｙ ｃｏｍｐａｒｅｄ １ Ｍｂｐ ｏｆ ｏｒｔｈｏｌｏｇｏｕｓ ｇｅｎｏｍｉｃ
ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｆｒｏｍ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｎｄ Ｂ ｓｙｌｖａｔｉｃｕｍ. Ｉｎ
ｔｏｔａｌ ｏｆ ２１９ ａｎａｌｙｚｅｄ ｇｅｎｅｓꎬ ｏｎｌｙ ２４ ｔｒａｎｓｐｏｓａｂｌｅ ｅｌｅ￣
ｍｅｎｔｓ ｏｆ ａ ｔｏｔａｌ ｏｆ ４５１ ｗｅｒｅ ｏｒｔｈｏｌｏｇｏｕｓ. Ｆｕｒｔｈｅｒ ａ￣
ｎａｌｙｓｉｓ ｐｒｏｖｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ＤＮＡ ｔｒａｎｓｐｏｓｏｎ ｅｘｃｉｓｉｏｎ
ｔｈｒｏｕｇｈ ｔｗｏ ｗａｙｓ ｏｆ ｄｏｕｂｌｅ￣ｓｔｒａｎｄ ｂｒｅａｋ (ＤＳＢ) ｒｅ￣
ｐａｉｒ ａｎｄ ｂｅｃｏｍｅ ａ ｍａｊｏｒ ｆａｃｔｏｒ ｆｏｒ ｔｈｅ ｒａｐｉｄ ｔｕｒｎｏｖｅｒ
ａｎｄ ｅｒｏｓｉｏｎ ｏｆ ｉｎｔｅｒｇｅｎｉｃ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ.
Ａ ｃｏｍｐｌｅｔｅ ｇｅｎｏｍｅ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｗｉｌｌ ｆａｖｏｕｒ Ｂｒａｃｈｙ￣
ｐｏｄｉｕｍ ｉｎ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｉｃｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ ( Ｈｕａｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１３ꎻ Ｗａｌｔｅｒｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３) ａｎｄ ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎ ｍａｐ￣
ｐｉｎｇꎬ ｗｈｉｃｈ ｅｎａｂｌｅ ｕｓ ｔｏ ｄｅｆｉｎｅ ｂｏｔｈ ｉｎｄｕｃｅｄ ａｎｄ
ｎａｔｕｒａｌ ｖａｒｉａｔｉｏｎ. Ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎ ｍａｐｐｉｎｇ ｍｉｇｈｔ ｂｅ ａ
ｕｓｅｆｕｌ ｔｏｏｌ ｆｏｒ ｉｄｅｎｔｉｆｙｉｎｇ ａｌｌｅｌｅｓ ａｎｄ ｌｏｃｉ ｒｅｓｐｏｎｓｉｂｌｅ
ｆｏｒ ｎａｔｕｒａｌ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ (Ｃｕｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１２ꎻ Ｓａｂｌｏｋ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ꎻ Ｚｈａｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３).
Ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｐｕｂｌｉｓｈｅｄ ｐｌａｎｔ ｇｅｎｏｍｅｓꎬ ｔｈｅ
ｅｐｉｔｏｐｅ ｄａｔａｂａｓｅｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｐｒｏｔｅｉｎ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ｏｆ
Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｒｅ ａｌｓｏ ｒｅｌｅａｓｅｄ ｔｏ ｅｎａｂｌｅ ｒｅｓｅａｒｃｈｅｒｓ
ｔｏ ｉｄｅｎｔｉｆｙ ｔｈｅ ｆｏｏｄ ａｌｌｅｒｇｉｅｓ ａｎｄ ｓｅｎｓｉｔｉｖｉｔｉｅｓ ｒｅｌａｔｅｄ
ｐｒｏｔｅｉｎｓ (Ｊｕｈａｓｚ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２). Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ. (２０１２)
ａｌｓｏ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ｔｈｅ ｌｏｗ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｗｅｉｇｈｔ ｇｌｕｔｅｎｉｎ
ｓｕｂｕｎｉｔ ( ＬＭＷ￣ＧＳ) ｇｅｎｅｓ ｉｎ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎꎬ ｗｈｉｃｈ
ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｔｈｏｓｅ ｉｎ ｗｈｅａｔ. Ｄｅｔａｉｌｅｄ ｐｒｏｔｅｏｍｉｃｓ ａｎｄ
ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｇｅｎｅｔｉｃｓ ｓｔｕｄｙ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｔｈａｔ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ
ｐｏｓｓｅｓｓｅｄ ａ ｈｉｇｈｌｙ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ Ｇｌｕ￣３ ｌｏｃｕｓ ｃｌｏｓｅｌｙ ｒｅ￣
ｌａｔｅｄ ｔｏ Ｔｒｉｔｉｃｕｍ ａｎｄ ｒｅｌａｔｅｄ ｓｐｅｃｉｅｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｓｅｖｅｒ
Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｓ ａ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ｔｏ ｓｔｕｄｙ ｏｆ ｔｈｅ
ｗｈｅａｔ ｑｕａｌｉｔｙ ａｔｔｒｉｂｕｔｅｓ. Ｒｅｃｅｎｔｌｙꎬ Ｗａｌｔｅｒｓ ｅｔ ａｌ.
(２０１３) ｐｒｏｆｉｌｅｄ ａ ｇｅｎｏｍｅ￣ｗｉｄｅ ｌａｎｄｓｃａｐｅ ｏｆ ａｌｔｅｒ￣
ｎａｔｉｖｅ ｓｐｌｉｃｉｎｇ (ＡＳ) ｅｖｅｎｔｓ ｉｎ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｂｙ ｕ￣
ｓｉｎｇ ａｓｓｅｍｂｌｅｄ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ ａｎｄ
ｓｕｂｓｅｑｕｅｎｔ ｍａｐｐｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ ｇｅｎｏｍｅ.
Ａｐｐｒｏｘｉｍａｔｅｌｙꎬ ６ ３％ ｏｆ ｅｘｐｒｅｓｓｅｄ ｇｅｎｅｓ ａｒｅ ｓｈｏｗｅｄ
ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅｌｙ ｓｐｌｉｃｅｄ ｉｎ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｎｄ ｔｈｅ ｍａｊｏｒｉ￣
ｔｙ ｏｆ ｔｈｅ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ＡＳ ｅｖｅｎｔｓ ｗｅｒｅ ｅｘｈｉｂｉｔｅｄ ｉｎ ｔｈｅ
ｒｅｔａｉｎｅｄ ｉｎｔｒｏｎｓ ( ５５ ５％). Ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ＡＳ ｔｒａｎ￣
ｓｃｒｉｐｔ ａｎａｌｙｓｉｓ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｔｈｅｒｅ ａｒｅ １６３ ａｎｄ ３９ ｈｏｍｏｌ￣
ｏｇｏｕｓ ｐａｉｒｓ ｂｅｔｗｅｅｎ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｎｄ Ｏ ｓａｔｉｖａ ａｎｄ
ｂｅｔｗｅｅｎ Ｂ. ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｎｄ Ａ ｔｈａｌｉａｎａꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ.
Ｉｎ ａｌｌꎬ １６ ＡＳ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｓ ａｒｅ ａｌｓｏ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ｔｏ ｂｅ
ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｉｎ ａｌｌ ｔｈｒｅｅ ｓｐｅｃｉｅｓ.
Ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ｇｅｎｏｍｉｃｓ ｈａｓ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｔｈｅ ｅｖｉｄｅｎｃｅ
９９１２期 ＭＯ Ｘｉｎ￣Ｃｈｕｎ: Ｒｅｃｅｎｔ Ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｉｎ Ｍｏｄｅｌ Ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ (Ｐｏａｃｅａｅ)
ｏｆ ｓｙｎｔｅｎｙ ｂｅｔｗｅｅｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｎｄ Ｐｏａｃｅａｅ ｓｐｅ￣
ｃｉｅｓ ａｔ ｔｈｅ ｗｈｏｌｅ ｇｅｎｏｍｅ ｌｅｖｅｌ ( Ｈａｓｔｅｒｏｋ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００６ꎻ Ｈｕｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９ꎻ Ｍａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０). Ｈｏｗｅｖ￣
ｅｒꎬ ｍａｎｙ ｇｅｎｏｍｉｃ ｒｅａｒｒａｎｇｅｍｅｎｔｓ ａｎｄ ｄｕｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ
ｏｃｃｕｒｒｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ ｗｈｅａｔ / ｂａｒｌｅｙ ｌｉｎｅａｇｅ ａｆｔｅｒ ｔｈｅ ｄｉｖｅｒ￣
ｇｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ Ｂｒａｃｈｙｐｏｉｄｅａｅ ｃｈａｌｌｅｎｇｅ ｔｈｅ ｓｉｇｎｉｆｉ￣
ｃａｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｓｙｎｔｅｎｉｃ ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐ ｂｅｔｗｅｅｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏ￣
ｄｉｕｍ ａｎｄ ｔｈｅ Ｔｒｉｔｉｃｅａｅꎬ ａｐｐｅａｒ ｔｏ ａｌｉｇｎｍｅｎｔ ｆｒａｇ￣
ｍｅｎｔａｒｙ ａｔ ｔｈｅ ｍａｃｒｏ ｌｅｖｅｌ (Ｂｏｓｓｏｌｉｎｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７ꎻ
Ｍｕｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ꎻ Ｗｉｃｋｅｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１). Ａｌｔｈｏｕｇｈ
ｇｅｎｅ ｏｒｄｅｒ ａｐｐｅａｒｓ ｔｏ ｂｅ ｈｉｇｈｌｙ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｗｉｔｈｉｎ ｒｉｃｅ
ａｎｄ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｔ ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ｌｅｖｅｌꎬ ｓｅｑｕｅｎｃｅ
ｓｉｍｉｌａｒｉｔｙ ｂｅｔｗｅｅｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｎｄ ｔｈｅ Ｐｏｏｉｄｓ ｉｓ
ｇｅｎｅｒａｌｌｙ ｍｕｃｈ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ｉｎ ｒｉｃｅ (Ｂｏｓｓｏｌｉｎｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００７ꎻ Ｍｕｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ꎻ Ｖｏｇｅｌ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６). Ｔｈｉｓ
ｓｉｍｉｌａｒｉｔｙ ｗｉｌｌ ｆａｃｉｌｉｔａｔｅ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｉｎ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎ￣
ｔａｌｌｙ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｏｍｉｃｓ ａｎｄ ｃｒｅａｔｅ ｈｉｇｈｅｒ ｃｏｎ￣
ｓｅｒｖｅｄ ｍａｒｋｅｒｓ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｔｏ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｓｐｅ￣
ｃｉｅｓ ( Ｍｕｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１). Ｎｅｖｅｒｔｈｅｌｅｓｓꎬ ｔｈｅ ｇｅｎｅ
ｆａｍｉｌｙ ｓｅｑｕｅｎｃｅ ｓｉｍｉｌａｒｉｔｙ ａｃｒｏｓｓ ｔｈｅ Ｐｏａｃｅａｅ ｈａｖｅ
ｂｅｅｎ ｓｈｏｗｎ ｔｏ ｂｅ ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅｌｙ ｈｉｇｈꎬ ａｓ ｒａｐｉｄ ｅｖｏ￣
ｌｕｔｉｏｎａｒｙ ｄｉｖｅｒｇｅｎｃｅ ｍａｙ ｏｃｃｕｒ ｕｎｄｅｒ ｄｏｍｅｓｔｉｃａｔｉｏｎꎬ
ｉｔ ｍａｙ ｂｅ ａｄｄｒｅｓｓｅｄ ａｎ ａｔｔｅｎｔｉｏｎ ｔｏ ｅｎｓｕｒｅ Ｂｒａｃｈｙｐｏ￣
ｄｉｕｍ ｗｉｌｌ ｏｆｆｅｒ ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｓｏｕｒｃｅ ｏｆ ｇｅｎｏｍｉｃ ｉｎｆｏｒｍａ￣
ｔｉｏｎ ｆｏｒ ａｎｙ ｐａｒｔｉｃｕｌａｒ ｔｒａｉｔ ｕｎｄｅｒ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎꎬ ａｎｄ
ｔｏ ｕｔｉｌｉｚｅ ｏｔｈｅｒ ｇｒａｓｓ ｇｅｎｏｍｅｓ ｉｎ ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ａｐ￣
ｐｒｏａｃｈ (Ｈａｎｄｓ ａｎｄ Ｄｒｅａꎬ ２０１２ꎻ Ｍｕｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１).
Ｈｕａｎ ｅｔ ａｌ. (２０１３) ｅｍｐｌｏｙｅｄ ａ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｅ ａｎａｌｙｓｉｓ
ｏｎ ｖｅｒｎａｌｉｚａｔｉｏｎ￣ｍｅｍｏｒｙ￣ｒｅｌａｔｅｄ ｇｅｎｅｓ ｏｆ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ
ｃｏｍｐａｒｅ ｔｏ ｔｈｏｓｅ ｏｆ Ｂａｒｌｅｙ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｏｘｉ￣
ｄａｔｉｖｅ￣ｓｔｒｅｓｓ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｗａｓ ｔｈｅ ｍｏｓｔ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｐａｔｈ￣
ｗａｙ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅｓｅ ｔｗｏ ｐｌａｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｃｏｒｒｅｌａｔｉｏｎ ａ￣
ｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｏｓｅ ｖｅｒｎａｌｉｚａｔｉｏｎ￣ｒｅｌａｔｅｄ ｇｅｎｅｓ ｗｉｔｈ ｂａｒ￣
ｌｅｙ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｖｅｒｎａｌｉｚａｔｉｏｎ ｍｅｃｈａｎｉｓｍ ｗａｓ
ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｂｅｔｗｅｅｎ ｔｈｅｓｅ ｔｗｏ ｐｌａｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｌｔｈｏｕｇｈ
ｓｅｖｅｒａｌ ｓｐｅｃｉｅｓ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｆｅａｔｕｒｅｓ ｅｘｉｓｔ. Ｔｈｅ Ｙｒ２６ ｇｅｎｅꎬ
ａｎ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｇｅｎｅ ｔｏ ｗｈｅａｔ ｓｔｒｉｐｅ ｒｕｓｔꎬ
ｗａｓ ｃｒｏｓｓ￣ｓｐｅｃｉｅｓ ｍａｐｐｅｄ ｔｏ ｗｈｅａｔꎬ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ
ａｎｄ ｒｉｃｅ ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｏｌｌｉｎｅａｒｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅｓｅ
ｔｈｒｅｅ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｔｈｉｒｔｙ￣ｏｎｅ ｍａｒｋｅｒｓ ｗｅｒｅ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｔｏ
ｓａｔｕｒａｔｅ ｔｈｅ ｃｈｒｏｍｏｓｏｍａｌ ｒｅｇｉｏｎ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｔｈｅ Ｙｒ２６
ｌｏｃｕｓ ａｎｄ ｓｉｘ ｏｆ ｔｈｅｍ ｃｏｓｅｇｒｅｇａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｒｅｓｉｓ￣
ｔａｎｃｅ ｇｅｎｅ. Ｔｈｅｓｅ ｍａｒｋｅｒｓ ｈａｄ ｂｅｅｎ ｐｒｏｖｅ ｔｈａｔ ｔｈｅｙ
ｃｏｕｌｄ ｐｒｏｖｉｄｅ ａ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｔａｒｇｅｔ ｓｉｔｅ ｆｏｒ ｆｕｒｔｈｅｒ ｍａｐ￣
ｂａｓｅｄ ｃｌｏｎｉｎｇ ｏｆ Ｙｒ２６ ａｎｄ ｓｈｏｕｌｄ ｂｅ ｕｓｅｆｕｌ ｉｎ ｍａｒｋ￣
ｅｒ ａｓｓｉｓｔｅｄ ｓｅｌｅｃｔｉｏｎ ｆｏｒ ｐｙｒａｍｉｄｉｎｇ ｔｈｅ ｇｅｎｅ ｗｉｔｈ
ｏｔｈｅｒ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｇｅｎｅｓ (Ｚｈａｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３).
２ Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈａｔ ｉｔ ｉｓ
ａ ｖａｌｕａｂｌｅ ａｎｄ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｏｍｉｃ ｍｏｄｅｌ
ｆｏｒ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｇｒａｓｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ ( Ｏｐａｎｏｗｉｃｚ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００８). Ｔｈｅ ｏｒｉｇｉｎａｌ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｆｅａｔｕｒｅｓ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏ￣
ｄｉｕｍ ａｎｄ ｔｈｅｉｒ ｓｉｍｉｌａｒｉｔｉｅｓ ｔｏ ｃｒｏｐｓꎬ ｈａｖｅ ａ ｇｒｅａｔ ｐｏ￣
ｔｅｎｔｉａｌ ｆｏｒ ｇｅｎｅ ｄｉｓｃｏｖｅｒｙ (Ｂｅｖａｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０ꎻ Ｗａｔｔ
ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９). Ａｌｔｈｏｕｇｈ ｓｏｍｅ ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ ａｒｅ ａｖａｉｌ￣
ａｂｌｅ ｉｎ ａ ｎｕｍｂｅｒ ｏｆ ｃｒｏｐｓꎬ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｐｌａｎｔｓ
ｍａｋｅ ｉｔ ｐｏｓｓｉｂｌｅ ｔｏ ｕｎｄｅｒｔａｋｅ ｅｃｏｎｏｍｉｃａｌｌｙ ｆｅａｓｉｂｌｅ
ｌａｒｇｅ￣ｓｃａｌｅ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｐｒｏｊｅｃｔｓ ｉｎ ｓｐｅｃｉａｌｉｚｅｄ ｌａｂｏｒａｔｏ￣
ｒｉｅｓ ｓｕｃｈ ａｓ ｈｉｇｈ￣ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ ｐｈｅｎｏｍｉｃｓꎬ ｐｌａｎｔ￣
ｐａｔｈｏｇｅｎ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ ｏｒ ｄｅ ｎｏｖｏ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｏｆ ｐａｔｈ￣
ｗａｙｓꎬ ａｎｄ ａｔｔｒｉｂｕｔｅ ｔｏ ｄｒａｍａｔｉｃａｌｌｙ ｒｅｄｕｃｅ ｔｈｅ ｃｏｓｔｓ
ｔｈａｎ ｉｎ ｃｅｒｅａｌ ｃｒｏｐｓ (Ｐｈｉｌｉｐｐｅꎬ ２０１１). Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉ￣
ｕｍ ｗａｓ ｉｎｉｔｉａｌｌｙ ｐｒｏｐｏｓｅｄ ｔｏ ｓｔｕｄｙ ｔｈｅ ｐｌａｎｔ￣ｐａｔｈｏｇｅｎ
ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ ｗｉｔｈ ｃｅｒｅａｌ ｆｕｎｇａｌ ｒｕｓｔ ｐａｔｈｏｇｅｎｓ (Ｂａｒ￣
ｂｉｅｒｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２ꎻ Ｄｒａｐｅｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００１) ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ
ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ ｗｉｔｈ ｒｉｃｅ ｂｌａｓｔ (Ｒｏｕｔｌｅｄｇｅ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２００４). Ｉｔ ａｌｓｏ ｓｈｏｗｎ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｈｅａｄ
ｂｌｉｇｈｔ (ＦＨＢ)ꎬ ａ ｍａｊｏｒ ｗｈｅａｔ ｄｉｓｅａｓｅ ｃａｕｓｉｎｇ ｂｙ ｔｈｅ
Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｓｐｅｃｉｅｓ (Ｆ ｇｒａｍｉｎｅａｒｕｍ ａｎｄ Ｆ ｃｕｌｍｏｒｕｍ)ꎬ
ｅｎａｂｌｉｎｇ ｓｃｉｅｎｔｉｓｔｓ ｔｏ ｕｎｄｅｒｔａｋｅ ｔｈｅ ｓｔｕｄｉｅｓ ｏｆ Ｆｕｓａｒｉ￣
ｕｍ ｈｅａｄ ｂｌｉｇｈｔ ａｎｄ ｏｔｈｅｒ Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｄｉｓｅａｓｅｓ ｏｆ ｗｈｅａｔ
ｉｎ ａ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ (Ｐｅｒａｌｄｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１). Ｉｎ ｇｅｎｅｒ￣
ａｌꎬ ｔｈｅ ｐａｔｈｏｇｅｎｓ ｗｉｌｌ ｃｏ￣ｅｖｏｌｖｅ ｔｏ ｅｘｐｌｏｉｔ ｔｈｅ ｎｅｗ
ｐｌａｎｔ ｐｏｐｕｌａｔｉｏｎｓ ｄｕｒｉｎｇ ｃｅｒｅａｌ ｄｏｍｅｓｔｉｃａｔｉｏｎꎬ ｔｈｕｓꎬ
ｃｏｍｂａｔｉｎｇ ｐｌａｎｔ ｄｉｓｅａｓｅ ｉｓ ｂｅｃｏｍｅ ａ ｅｓｓｅｎｔｉａｌ ｒｅ￣
ｑｕｉｒｅｍｅｎｔ ｉｎ ｍａｎｙ ｃｅｒｅａｌ ｂｒｅｅｄｉｎｇ ｐｒｏｇｒａｍｓ
(Ｋａｎｙｕｋａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４) ａｎｄ ｔｈｅ ａｇｒｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｉｎ￣
ｄｕｓｔｒｙ (Ｄｅａｃｏｎ ａｎｄ Ｂｅｒｒｙꎬ １９９３). Ｔｈｅ ｐｒｅｊｕｄｉｃｉｏｕｓ
ｉｎｆｌｕｅｎｃｅｓ ｏｆ ｄｉｓｅａｓｅ ｏｎ ｃｒｏｐｓ ｙｉｅｌｄ ａｎｄ ｔｈｅ ｄｅｓｉｒｅ ｔｏ
ｒｅｄｕｃｅ ｃｈｅｍｉｃａｌ ｉｎｐｕｔｓ ｗｏｕｌｄ ｇｒｅａｔｌｙ ｐｒｏｍｏｔｅ ｔｈｅ
ｐｌａｎｔ ｂｒｅｅｄｅｒｓ ｔｏ ｗａｇｅ ａ ｎｅｖｅｒ￣ｅｎｄｉｎｇ ｂａｔｔｌｅ ｔｏ ｂｒｅｅｄ
ｎｅｗ ｒｅｓｉｓｔａｎｔ ｖａｒｉｅｔｉｅｓ ｔｏ ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ｐｒｅｖａｌｅｎｔ ｓｔｒａｉｎｓ
ｏｆ ｐａｔｈｏｇｅｎｓ (Ｏｐａｎｏｗｉｃｚ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８).
００２ 植 物 分 类 与 资 源 学 报 第 ３６卷
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｐｒｏｐｏｓｅｄ ａｓ ｅｎｅｒｇｙ
ｐｌａｎｔ ｂｙ ｔｈｅ Ｕ Ｓ. Ｄｅｐａｒｔｍｅｎｔ ｏｆ Ｅｎｅｒｇｙꎬ ｗｈｉｃｈ ｅｎ￣
ｃｏｕｒａｇｅ ｒｅｓｅａｒｃｈｅｒｓ ｔｏ ｌｅａｒｎ ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ
ｏｆ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｔｒａｉｔｓ ｓｕｃｈ ａｓ ｃｅｌｌ ｗａｌｌ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎꎬ ｂｉ￣
ｏｍａｓｓ ｙｉｅｌｄꎬ ｓｔｒｅｓｓ ｔｏｌｅｒａｎｃｅꎬ ａｎｄ ｏｔｈｅｒ ｐｈｅｎｏｔｙｐｅｓ
ｒｅｌｅｖａｎｔ ｔｏ ｂｉｏｍａｓｓ ｃｒｏｐ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔꎻ ａｃｃｅｌｅｒａｔｅ ｔｈｅ
ｄｏｍｅｓｔｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ｗｉｌｄ ｇｒａｓｓｅｓ ( ｅ ｇ. ｓｗｉｔｃｈｇｒａｓｓ ａｎｄ
Ｍｉｓｃａｎｔｈｕｓ) ｔｈａｔ ａｒｅ ｐｒｏｍｉｓｉｎｇ ｂｉｏｍａｓｓ ｃｒｏｐｓ (Ｏｆ￣
ｆｉｃｅ ｏｆ ｔｈｅ Ｂｉｏｍａｓｓ Ｐｒｏｇｒａｍꎬ ２００６). Ｏｆ ｉｎｔｅｒｅｓｔ ｉｎ
ｔｈｅ ｃｏｎｔｅｘｔ ｏｆ ｂｉｏｍａｓｓ ｃｒｏｐｓꎬ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｈａｓ ａ
ｔｙｐｉｃａｌ ｇｒａｓｓ ｃｅｌｌ ｗａｌｌ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ( Ｔｙｐｅ ＩＩ)ꎬ ｄｉｆｆｅｒ
ｆｒｏｍ ｔｈｅ Ｔｙｐｅ Ｉ ｃｅｌｌ ｗａｌｌ ｉｎ ｔｈｅ ｔｙｐｅ ｏｆ ｈｅｍｉｃｅｌｌｕｌｏｓｅ
(ｐｒｉｍａｒｉｌｙ ｘｙｌｏｇｌｕｃａｎｓ ｉｎ ｄｉｃｏｔｓ ａｎｄ ｇｌｕｃｕｒｏｎｏａｒａｂｉ￣
ｎｏｘｙｌａｎｓ ｉｎ ｇｒａｓｓｅｓ)ꎬ ｐｅｃｔｉｎ ａｎｄ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｃｏｎｔｅｎｔｓꎬ
ｃｒｏｓｓ￣ｌｉｎｋｉｎｇ ｐｈｅｎｏｌｉｃ ｃｏｍｐｏｕｎｄｓ ａｎｄ ｍｉｘｅｄ ｌｉｎｋａｇｅ
ｇｌｕｃａｎｓ (Ｃｈｒｉｓｔｅｎｓｅｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０). Ｔｈｕｓꎬ ｓｔｕｄｉｅｓ
ｏｆ ｔｈｅ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓ / ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ Ｔｙｐｅ ＩＩ ｃｅｌｌ ｗａｌｌｓ
ｗｉｌｌ ｉｍｐｒｏｖｅ ｔｈｅ ｃａｐｔｕｒｅ ｏｆ ｆｅｒｍｅｎｔａｂｌｅ ｐｒｏｄｕｃｔｓ
ｆｒｏｍ ｂｉｏｍａｓｓ ｇｒａｓｓｅｓ (Ｂｅｖａｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０ꎻ Ｖｏｇｅｌꎬ
２００８). Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｌｓｏ ｓｈｏｗｎ ｔｈｅ ｓｉｍｉｌａｒ ｃｅｌｌ
ｗａｌｌ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎｓ ｗｉｔｈ Ｍｉｓｃａｎｔｈｕｓ ( Ｇｏｍｅｚ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００８) ａｎｄ ｈａｄ ｔｈｅ ｓｉｍｉｌａｒ ｍｅｍｂｅｒｓ ｏｆ ｃｅｌｌ ｗａｌｌ ｂｉｏ￣
ｓｙｎｔｈｅｔｉｃ ｅｎｚｙｍｅ ｆａｍｉｌｉｅｓ ｗｉｔｈ ｒｉｃｅ ａｎｄ ｓｏｒｇｈｕｍ
(Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ Ｉｎｉｔｉａｔｉｖｅꎬ ２０１０). Ｆｕｒ￣
ｔｈｅｒ ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｆｏｕｒ ｄｉｖｅｒｓｅ ｇｒａｓｓ ｇｅ￣
ｎｏｍｅｓ ｃｏｎｆｉｒｍｉｎｇ ｔｈｅ ｃｏｎｓｅｒｖａｔｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｅ ｆａｍｉｌｉｅｓ
ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｃｅｌｌ ｗａｌｌ ｂｉｏｓｙｎｔｈｅｓｉｓꎬ ｓｕｐｐｏｒｔｉｎｇ ｔｈｅ ｕｓｅ
ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｓ ｓｕｃｈ ａ ｇｅｎｅｒａｌ ｍｏｄｅｌ ｆｏｒ ｄｉｖｅｒｓｅ
ｇｒａｓｓｅｓ (Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ Ｉｎｉｔｉａｔｉｖｅꎬ ２０１０).
Ｃｅｌｌ ｗａｌｌｓ ａｒｅ ａ ｍａｊｏｒ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔ ａｎｄ ｈａｖｅ
ｇｒｅａｔｌｙ ｉｍｐａｃｔｓ ｕｐｏｎ ｔｈｅ ｎｕｔｒｉｔｉｏｎａｌ ｑｕａｌｉｔｙ ｏｆ ｃｅｒｅａｌ
ｇｒａｉｎｓ. Ｉｔｓ ｄｉｓｔｉｎｃｔｉｖｅ ｐｒｏｆｉｌｅ ｉｎ ｇｒａｉｎｓ ｉｓ ｕｎｉｑｕｅ ｗｉｔｈ￣
ｉｎ ｔｈｅ ｇｅｎｕｓꎬ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｎｄ ｅｖｅｎ ｃｕｌｔｉｖａｒ (Ｂａｒｒｅｒｏ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２０１２ꎻ Ｍｏｌｉｎａｒｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３ꎻ Ｒａｎｃｏｕｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１２ꎻ Ｔｏｏｌｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１). Ａｌｔｈｏｕｇｈ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ
ｓｈａｒｅｓ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｔｙｐｅｓ ｏｆ ｃｅｌｌ ｗａｌｌ ｐｏｌｙｓａｃｃｈａｒｉｄｅｓ ａｓ
ｉｎ ｏｔｈｅｒ ｃｅｒｅａｌｓꎬ ｔｈｅ ｒｅｌａｔｉｖｅ ａｍｏｕｎｔｓ ａｒｅ ｑｕｉｔｅ
ｄｉｆｆｅｒｅｎｃｅ (Ｇｕｉｌｌｏｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ꎻ Ｏｐａｎｏｗｉｃｚ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１１). Ｉｎ ｍｏｓｔ ｏｆ ｔｈｅ ｄｏｍｅｓｔｉｃａｔｅｄ ｃｅｒｅａｌｓꎬ ｔｈｅ ｃｅｌｌ
ｗａｌｌｓ ｏｆ ｇｒａｉｎｓ ｔｙｐｉｃａｌｌｙ ａｃｃｏｕｎｔ ｆｏｒ ａｒｏｕｎｄ ３％－８％
ｏｆ ｔｈｅ ｔｏｔａｌ ｇｒａｉｎ ｗｅｉｇｈｔ. Ｈｏｗｅｖｅｒꎬ ｔｈｅ ｃｅｌｌ ｗａｌｌ ｐｏｌ￣
ｙｓａｃｃｈａｒｉｄｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ｄｅｈｕｌｌｅｄ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｇｒａｉｎｓ
ｉｓ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｔｏ ｈａｖｅ ６０％ ｏｆ ｔｈｅ ｄｒｙ ｗｅｉｇｈｔꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｓ
ｔｈｒｅｅ￣ｆｏｌｄ ｏｆ ｔｈｏｓｅ ｃｏｍｅ ｆｒｏｍ ｗｈｅａｔꎬ ｂａｒｌｅｙ ａｎｄ ｏａｔ
(Ｂａｒｒｏｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７ꎻ Ｇｕｉｌｌｏｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１ꎻ Ｍａｎ￣
ｔｈｅｙ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９９ꎻ Ｏｓｃａｒｓｓｏｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９６). Ｉｔ ｓｅｅｍ
ｔｈａｔ ｔｈｅ ｖｅｒｙ ｔｈｉｃｋ ｃｅｌｌ ｗａｌｌｓ ｏｆ ｔｈｅ ｅｎｄｏｓｐｅｒｍ ｃｏｎ￣
ｔａｉｎｓ ｍｕｃｈ ｏｆ ｔｈｅ ｃａｒｂｏｈｙｄｒａｔｅ ｍａｔｅｒｉａｌ ａｎｄ ｒｅｌａｔｉｖｅ￣
ｌｙ ｌｉｔｔｌｅ ｓｔａｒｃｈ ｉｎ ｔｈｅ ｇｒａｉｎꎬ ｄｉｆｆｅｒ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｇｒａｉｎｓ ｏｆ
ｂａｒｌｅｙꎬ ｗｈｅａｔꎬ ｍａｉｚｅ ａｎｄ ｒｉｃｅ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｅｄ ｉｎ ｄｅｔａｉｌ
(Ｇｕｉｌｌｏｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１). Ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ ｃｅｌｌ ｗａｌｌｓꎬ ｓｔｏｒａｇｅ
ｐｒｏｔｅｉｎｓ ａｒｅ ｏｔｈｅｒ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｆｅａｔｕｒｅｓ ｏｆ ｃｅｒｅａｌ ｇｒａｉｎｓꎻ
ａｌｓｏ ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｅ ｔｏ ｔｈｅ ｎｕｔｒｉｔｉｏｎａｌ ｑｕａｌｉｔｙ. Ｔｈｅｉｒ ｏｃｃｕｒ￣
ｒｅｎｃｅ ａｎｄ ｒｅｌａｔｉｖｅ ａｍｏｕｎｔｓ ａｒｅ ｄｉｓｔｉｎｃｔｉｖｅ ｗｉｔｈｉｎ ｄｉｆ￣
ｆｅｒｅｎｔ ｓｐｅｃｉｅｓ. Ｏｎｅ ｏｆ ｔｈｅ ｓｔｏｒａｇｅ ｐｒｏｔｅｉｎｓ￣ｇｌｏｂｕｌｉｎｓꎬ
ｗｉｄｅｌｙ ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｅｄ ａｍｏｎｇｓｔ ｔｈｅ ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ ｐｌａｎｔｓ ｉｎ
ｂｏｔｈ ｍｏｎｏｃｏｔｓ ａｎｄ ｄｉｃｏｔｓꎬ ａｒｅ ｔｙｐｉｃａｌｌｙ ｅｍｂｒｙｏ ｓｔｏｒ￣
ａｇｅ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｉｎ ｃｅｒｅａｌ ｇｒａｉｎｓ. Ｔｈｅｙ ａｒｅ ｎｏｒｍａｌｌｙ ｄｉ￣
ｖｉｄｅｄ ｉｎｔｏ ｔｗｏ ｍａｊｏｒ ｃｌａｓｓｅｓꎬ ｔｈｅ ７Ｓ ａｎｄ １１ － １２Ｓ
ｇｌｏｂｕｌｉｎｓ (Ｓｈｅｗｒｙ ａｎｄ Ｈａｌｆｏｒｄꎬ ２００２). Ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐ￣
ｏｄｉｕｍꎬ ７Ｓ ｇｌｏｂｕｌｉｎｓ ａｒｅ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ｔｏ ｅｎｃｏｄｉｎｇ ｂｙ
ｔｈｅ ＢｄＧＬＯ１ ｇｅｎｅ (Ｂｒａｄｉ１ｇ１３０４０) ( Ｌａｒｒｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１０ꎻ Ｌａｕｄｅｎｃｉａ￣Ｃｈｉｎｇｃｕａｎｃｏ ａｎｄ Ｖｅｎｓｅｌꎬ ２００８)ꎬ
ｔｈｅ ｏｒｔｈｏｌｏｇｕｅ ｏｆ ｂａｒｌｅｙ ｅｍｂｒｙｏ ｇｌｏｂｕｌｉｎ １ (ＢＥＧ１)
ａｎｄ ｗｈｅａｔ ｇｌｏｂｕｌｉｎ ３￣Ａ (ＴａＧＬＯ３Ａ) (Ｈｅｃｋ ｅｔ ａｌ.ꎬ
１９９３ꎻ Ｌｏｉｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９)ꎬ ｔａｋｅ ａｃｃｏｕｎｔ ｆｏｒ ａｒｏｕｎｄ ａ
ｔｈｉｒｄ ｏｆ ｔｈｅ ｇｌｏｂｕｌｉｎｓ. Ｔｈｅ ｒｅｍａｉｎｄｅｒ ｍａｉｎｌｙ ｃｏｍｐｒｉ￣
ｓｉｎｇ １１Ｓ ｐｒｏｔｅｉｎｓꎬ ｅｎｃｏｄｉｎｇ ｂｙ ｔｈｅ ＢｄＧＬＯ２ ｇｅｎｅ
(Ｂｒａｄｉ２ｇ３８０６０)ꎬ ｈａｖｅ ｓｉｍｉｌａｒ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ａｎｄ ｓｏｌｕ￣
ｂｉｌｉｔｙ ｔｏ ｔｈｅ ｇｌｏｂｕｌｉｎｓ ｐｒｅｄｏｍｉｎａｔｅ ｉｎ ｏａｔ ａｎｄ ｒｉｃｅ
ｗｉｔｈ ７０％－８０％ ａｃｃｏｕｎｔ ｔｏ ｔｏｔａｌ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ( Ｌａｒｒｅ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２０１０ꎻ Ｌａｕｄｅｎｃｉａ￣Ｃｈｉｎｇｃｕａｎｃｏ ａｎｄ Ｖｅｎｓｅｌꎬ
２００８ꎻ Ｓｈｅｗｒｙ ａｎｄ Ｈａｌｆｏｒｄꎬ ２００２). Ａｎｏｔｈｅｒ ｐｒｏｍｉ￣
ｎｅｎｔ ｅｘａｍｐｌｅ ｉｓ ａ ｓｔｕｄｙ ｏｆ ｇｌｏｂｕｌｉｎ ｇｅｎｅ ｄｕｐｌｉｃａｔｉｏｎ
ｅｖｅｎｔ ｏｃｃｕｒｒｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ Ｔｒｉｔｉｃｅａｅ. Ｔｈｅ ＨＭＷ ｇｌｕｔｅｎｉｎ
ｇｅｎｅꎬ ｅｎｃｏｄｅｄ ａ ｃｒｉｔｉｃａｌ ｐｒｏｔｅｉｎ ｕｎｉｑｕｅ ｔｏ ｂｒｅａｄ￣
ｍａｋｉｎｇ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ｗｈｅａｔꎬ ｒｅｓｕｌｔｅｄ ｉｎ ｔｈｉｓ ｄｕｐｌｉｃａ￣
ｔｉｏｎ ａｎｄ ｃａｎ ｂｅ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｗｈｅｒｅａｓ
ｃａｎｎｏｔ ｂｅ ｓｅｅｎ ｉｎ ａｎｙ ｏｆ ｔｈｅ ｔｒｏｐｉｃａｌ ｇｒａｓｓ ｇｅｎｏｍｅｓ
(Ｇｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０). Ｔｈｅ ｄｅｔａｉｌｓ ｏｆ ｓｔｏｒａｇｅ ｐｒｏｔｅｉｎ
ｄｅｐｏｓｉｔｉｏｎ ａｎｄ ｓｕｂ￣ｃｅｌｌｕｌａｒ ｌｏｃａｌｉｚａｔｉｏｎ ａｒｅ ｎｏｔ ｙｅｔ
ｗｅｌｌ ｄｒａｗｎ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｎｄ ｔｈｉｓ ａｒｅａ ｗｉｌｌ ｂｅｎｅ￣
ｆｉｔ ｆｒｏｍ ｆｕｒｔｈｅｒ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎ.
Ｒｅｃｅｎｔｌｙꎬ ｔｈｅ ｎａｔｕｒａｌ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ
１０２２期 ＭＯ Ｘｉｎ￣Ｃｈｕｎ: Ｒｅｃｅｎｔ Ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｉｎ Ｍｏｄｅｌ Ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ (Ｐｏａｃｅａｅ)
ａｃｃｅｓｓｉｏｎｓ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｔｏ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｔｈｅ
ｄｒｏｕｇｈｔ ｓｔｒｅｓｓ ａｎｄ ｐｒｏｐｏｓｅｄ ｔｏ ｐｒｏｖｉｄｅ ａ ｍｅａｎｓ ｔｏ ｉ￣
ｄｅｎｔｉｆｙ ｇｅｎｅｓ ａｎｄ ａｌｌｅｌｅｓ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｆｏｒ ｔｈｅ ｃｏｍｐｌｅｘ
ｔｒａｉｔ ｏｆ ｄｒｏｕｇｈｔ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ (Ｌｕｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１). Ｉｎ ｏｒ￣
ｄｅｒ ｔｏ ｉｍｐｒｏｖｅ ｔｈｅ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｆ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｃｅｒｅａｌｓ ｔｏ
ｄｒｏｕｇｈｔꎬ ａ ｒｅｐｒｏｄｕｃｉｂｌｅ ｉｎ ｖｉｖｏ ｄｒｏｕｇｈｔ ａｓｓａｙ ｗａｓ
ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｉｎ Ｂ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ. Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔ ｓｈｏｗｓ ｔｈａｔ ｔｈｅ
ｃｅｌｌ ｅｘｐａｎｓｉｏｎ ｏｆ ｌｅａｆ ｗａｓ ｇｒｅａｔｌｙ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｕｎｄｅｒ
ｔｈｅ ｄｒｏｕｇｈｔ ｓｔｒｅｓｓ ｗｈｅｒｅａｓ ｔｈｅ ｃｅｌｌ ｄｉｖｉｓｉｏｎ ｒｅｍａｉｎｅｄ
ｌａｒｇｅｌｙ ｕｎａｆｆｅｃｔｅｄ. Ｆｕｒｔｈｅｒ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｅ ｐｒｏｆｉｌｅｓ ａｐ￣
ｐｒｏａｃｈ ｉｎｄｉｃａｔｅｄ ａｎ ｕｐ￣ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｔｅｒｏｌ ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ
ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｅｎｅｒｇｙ ａｖａｉｌａｂｉｌｉｔｙ ｉｎ ｔｈｅ
ｐｒｏｌｉｆｅｒａｔｉｏｎ ｚｏｎｅｓ ｍｉｇｈｔ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅ ｔｈｅ ｍｅｍｂｒａｎｅ
ｆｌｕｉｄｉｔｙ ｉｎ ｌｅａｆ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ (Ｖｅｒｅｌｓｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３).
Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎꎬ ｔｈｅ ａｖａｉｌａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｄｉｐｌｏｉｄꎬ ｐｏｌｙｐｌｏｉｄ
ａｎｄ ｈｙｂｒｉｄ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｃｃｅｓｓｉｏｎｓ ａｌｓｏ ａｌｌｏｗｓ ｕｓ
ｔｏ ｌｅａｒｎ ｔｈｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｒｅｌｅｖａｎｔ ｔｏ ｐｏｌｙｐｌｏｉｄ ｓｐｅｃｉｅｓ
ｉｎ ａ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍꎬ ｓｕｃｈ ａｓ ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅ ｐａｉｒｉｎｇ ａｎｄ
ｒｅｃｏｍｂｉｎａｔｉｏｎ ( Ｇａｒｖｉｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８ꎻ Ｈａｓｔｅｒｏｋ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２００４ꎻ Ｉｄｚｉａｋ ａｎｄ Ｈａｓｔｅｒｏｋꎬ ２００８). Ｔｈｅ ｄｉｖｅｒ￣
ｓｉｔｙ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｓｐｅｃｉｅｓ ｒａｎｇｉｎｇ ｆｒｏｍ ｒｈｉｚｏｍａ￣
ｔｏｕｓ ｐｅｒｅｎｎｉａｌ ｏｕｔｂｒｅｅｄ ｔｏ ａｎｎｕａｌ ｉｎｂｒｅｄ ｐｌａｎｔｓ ｃｏｕｌｄ
ａｌｓｏ ｐｒｏｖｉｄｅ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｎ ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃ ｄｅｔｅｒｍｉｎａｎｔｓ
ｏｆ ｔｒａｉｔｓ ｓｕｃｈ ａｓ ｐｅｒｅｎｎｉａｌｉｔｙ ａｎｄ ｓｅｌｆ￣ｉｎｃｏｍｐａｔｉｂｉｌｉｔｙ
(Ｗｏｌｎｙ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１). Ｃｏｎｖｅｒｓｅｌｙꎬ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎ ｏｎ ｔｈｅ
ｔｅｒｍｓ ｏｆ ｇｒａｉｎ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ / ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ (Ｃｈａｒｌｅｓ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２００９ꎻ Ｇｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０ꎻ Ｌａｒｒｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０ꎻ
Ｏｐａｎｏｗｉｃｚ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１) ｏｒ ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ / ｖｅｒｂａｌｉｚａｔｉｏｎ
(Ｈｉｇｇｉｎｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０) ｗｉｔｈｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｃｏｕｌｄ
ｂｒｉｎｇ ａ ｎｅｗ ｉｎｓｉｇｈｔ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ａｎｄ ｐａｔｈ￣
ｗａｙｓ ｕｎｄｅｒｐｉｎｎｉｎｇ ｇｒａｓｓ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ.
３ Ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｔ￣ＤＮＡ ｍｕｔａｎｔｓ
Ｗｉｔｈ ｎｕｍｅｒｏｕｓ ｇｅｎｅｓ ｗｅｒｅ ａｃｃｅｌｅｒａｔｅｄ ｄｉｓｃｏ￣
ｖｅｒｙ ｉｎ ｇｒａｓｓｅｓꎬ ｈｉｇｈ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｔｏｏｌｓ ｏｆ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｎｅｅｄ ｔｏ ｂｅ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｔｏ ａｓｓｅｓｓ ｔｈｅ
ｇｅｎｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎꎬ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ ｕｎｄｅｒｓｔａｎｄｉｎｇ ａｎｄ ｐａｔｈ￣
ｗａｙｓ ｍｏｄｅｌｉｎｇ. Ｉｔ ｉｓ ｆｅａｓｉｂｌｅ ｔｏ ａｃｈｉｅｖｅ ｔｈｅ ｇｅｎｅ
ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｂｙ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ
ｓｙｓｔｅｍｓ (Ｐａｃｕｒａｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８ꎻ Ｖａｉｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８ꎻ
Ｖｏｇｅｌ ａｎｄ Ｈｉｌｌꎬ ２００８) ｆｏｒ ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ (Ｏｌｓｅｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００６) ｏｒ ｓｕｐｐｒｅｓｓｉｎｇ ｇｅｎｅ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｕｎｄｅｒ ＲＮＡｉ
ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ (Ｄｅｍｉｒｃａｎ ａｎｄ Ａｋｋａｙａꎬ ２０１０ꎻ Ｐａｃａｋ ｅｔ
ａｌ.ꎬ ２０１０). Ｐｒｉｏｒ ｔｏ Ａｇｒｏｂａｃｔｅｒｉｕｍ ｔｕｍｅｆａｃｉｅｎｓ￣ｍｅ￣
ｄｉａｔｅｄ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎｓ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｅｄꎬ ａ ｆａｓｔ ａｎｄ ｅｆｆｉ￣
ｃｉｅｎｔ ｍｉｃｒｏｐｒｏｊｅｃｔｉｌｅ ｂｏｍｂａｒｄｍｅｎｔ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｔｒａｎｓ￣
ｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｗａｓ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ
ｕｓｉｎｇ ｅｍｂｒｙｏｇｅｎｉｃ ｃａｌｌｉ ｗｉｔｈ ａｎ ａｖｅｒａｇｅ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａ￣
ｔｉｏｎ ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｉｅｓ (ｄｅｆｉｎｅｄ ａｓ ｔｈｅ ｐｅｒｃｅｎｔａｇｅ ｏｆ ｃａｌｌｕｓ
ｐｉｅｃｅｓ ｒｅｐｒｏｄｕｃｅ ａ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐｌａｎｔ) ｏｆ ５ ３％ꎬ ａｎｄ
ｕｐ ｔｏ １４％ ｆｏｒ ｓｉｎｇｌｅ ｂｏｍｂａｒｄｍｅｎｔｓ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ
(Ｃｈｒｉｓｔｉａｎｓｅｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００５). Ｗｈｅｎ ｔｈｅ ｈｉｇｈｌｙ ｅｆｆｉ￣
ｃｉｅｎｔ Ａ ｔｕｍｅｆａｃｉｅｎｓ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｍｅｔｈｏｄｓ
ｅｓｔａｂｌｉｓｈｅｄ (Ｐａｃｕｒａｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８ꎻ Ｖａｉｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８ꎻ
Ｖｏｇｅｌ ａｎｄ Ｈｉｌｌꎬ ２００８)ꎬ ｔｈｅ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｅｆｆｉｃｉｅｎ￣
ｃｉｅｓ ｏｆ ｔｈｉｓ ｍｅｔｈｏｄ ｎｏｗ ｒｅａｃｈｅｄ ５０％ ｉｎ ａ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ
ｐｌａｎｔｓ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ ｓｅｔｔｉｎｇ ｗｈｅｒｅ ｈｕｎｄｒｅｄｓ ｏｆ Ｔ￣ＤＮＡ
ｉｎｓｅｒｔｉｏｎ ｌｉｎｅｓ ｗｅｒｅ ｇｅｎｅｒａｔｅｄ ｅｖｅｒｙ ｗｅｅｋ ( ｆｏｒ ｆｕｒ￣
ｔｈｅｒ ｐｒｏｔｏｃｏｌｓ ｕｐｄａｔｉｎｇ ｉｎｆｏｒｍａｔｉｏｎꎬ ｐｌｅａｓｅ ｖｉｓｉｔ ｈｔ￣
ｔｐ: / / ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍｐｗｕｓｄａｇｏｖ / ａｎｄ ｈｔｔｐ: / / ｗｗｗ
ｂｒａｃｈｙｔａｇ ｏｒｇ / ) . Ｍｏｓｔ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｏｒｓ ｃａｎ ｅａｓｙ ｔｏ ａｃ￣
ｃｏｍｐｌｉｓｈ ｔｈｅ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｔｏ ａｓｓｅｓｓ
ｔｈｅ ｇｅｎｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｉｎ ｓｉｍｐｌｙ ｔｉｓｓｕｅ ｃｕｌｔｕｒｅ ｔｒａｉｎｉｎｇꎬ
ａｎｄ ｓｅａｒｃｈｅｄ ｉｎ ｔｗｏ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ
ｓｅｒｖｉｃｅｓ ｗｈｉｃｈ ａｖａｉｌａｂｌｅ ｔｏ ｔｈｅ ｐｕｂｌｉｃ (ｈｔｔｐ: / / ｗｗｗ
ｂｒａｃｈｙｔａｇ ｏｒｇ / ａｎｄ ｈｔｔｐ: / / ｗｗｗ ａｇｒｏｎ ｉａｓｔａｔｅ ｅｄｕ /
ｐｔｆ / ｉｎｄｅｘ ａｓｐｘ) (Ｂｒｋｌｊａｃｉｃ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１).
Ｂｅｎｅｆｉｔ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｔｒａｎｓ￣
ｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｍｅｔｈｏｄｓ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｍｅｎｔꎬ ｌａｒｇｅ ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎｓ ｏｆ
ｓｅｑｕｅｎｃｅ￣ｉｎｄｅｘｅｄ Ｔ￣ＤＮＡ ｍｕｔａｎｔｓ ｗｅｒｅ ｅａｓｙ ｔｏ ｃｒｅ￣
ａｔｅ. Ｔｗｏ ｌａｒｇｅ￣ｓｃａｌｅ ｐｒｏｊｅｃｔｓ ｗｅｒｅ ｉｎｉｔｉａｔｅｄ ｔｏ ｃｒｅａｔｅ
Ｔ￣ＤＮＡ ｍｕｔａｎｔ ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎｓ ｂｙ ｔｈｅ Ｊｏｈｎ Ｉｎｎｅｓ Ｃｅｎｔｒｅ
ａｎｄ Ｕ Ｓ. Ｄｅｐａｒｔｍｅｎｔ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ ( ＵＳＤＡ )
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ Ｇｅｎｏｍｅ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓꎬ ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ. Ｔｈｅ
ＢｒａｃｈｙＴＡＧ ｐｒｏｊｅｃｔ ａｔ ｔｈｅ Ｊｏｈｎ Ｉｎｎｅｓ Ｃｅｎｔｒｅ ｃｕｒｒｅｎｔ￣
ｌｙ ｌｉｓｔｓ ５ ０００ Ｔ￣ＤＮＡ ｌｉｎｅｓ (ｇｅｎｏｔｙｐｅ Ｂｄ２１) ａｎｄ ｈａｓ
ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｅｄ ｍｕｔａｎｔｓ ｓｉｎｃｅ ２００８ (ｈｔｔｐ: / / ｗｗｗ ｂｒａｃｈｙ￣
ｔａｇ ｏｒｇ / ) . Ｔｈｅ ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎ ｍａｉｎｌｙ ｃｏｎｓｉｓｔｓ ｏｆ Ｔ￣ＤＮＡ
ｉｎｓｅｒｔｉｏｎ ｌｉｎｅｓ (ＢｒａｃｈｙＴＡＧ)ꎬ ｂｕｔ ａｌｓｏ ｃｏｎｔａｉｎｓ ｓｅ￣
ｖｅｒａｌ ｈｕｎｄｒｅｄ ｐｒｏｍｏｔｅｒ ｔｒａｐ ｌｉｎｅｓ (ＢｒａｃｈｙＴＲＡＰ)
ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ｒｅｐｏｒｔｅｒ ｇｅｎｅ ｇｒｅｅｎ ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｔ ｐｒｏｔｅｉｎ
(ＧＦＰ). Ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅｓｅ ｆｅｒｔｉｌｅ ｔａｇｇｅｄ ｌｉｎｅｓ ｆｒｏｍ
ｔｈｉｓ ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎ ｍａｙ ｈｅｌｐ ｔｏ ｐｒｏｆｉｌｉｎｇ ｏｆ Ｔ￣ＤＮＡ ｉｎｓｅｒ￣
ｔｉｏｎｓ ｉｎ ｔｈｅ ｎｕｃｌｅａｒ ｇｅｎｏｍｅ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ (Ｔｈｏｌｅ
２０２ 植 物 分 类 与 资 源 学 报 第 ３６卷
ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０). Ｔｈｅ ｓｅｃｏｎｄ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ Ｔ￣ＤＮＡ
ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎ ｉｓ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ＵＳＤＡ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ
Ｇｅｎｏｍｅ Ｒｅｓｏｕｒｃｅｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｃｏｎｔａｉｎｓ ８ ７００ ｌｉｎｅｓ ａｎｄ
ａｉｍｓ ｔｏ ｃｒｅａｔｅ ａｄｄｉｔｉｏｎａｌ ３０ ０００ ｌｉｎｅｓ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ｇｅｎｏ￣
ｔｙｐｅ Ｂｄ２１￣３ ( ｈｔｔｐ: / / ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｐｗ ｕｓｄａ ｇｏｖ /
ＴＤＮＡ / ). Ｔｈｉｓ ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎ ｍｏｓｔｌｙ ｃｏｎｔａｉｎｓ ｌｉｎｅｓ ｆｏｒ
ｔｈｅ ａｃｔｉｖａｔｉｏｎ ｔａｇｇｉｎｇ (ｖｉａ ａ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌ ｅｎｈａｎｃｅｒ
ｐｒｅｓｅｎｔ ｉｎ ｔｈｅ Ｔ￣ＤＮＡ) ａｎｄ ｐｒｏｍｏｔｅｒ ｔｒａｐｐｉｎｇ ｖｅｃ￣
ｔｏｒｓ ｂｙ ｕｓｉｎｇ ß￣ｇｌｕｃｕｒｏｎｉｄａｓｅ (ＧＵＳ) ａｎｄ / ｏｒ ＧＦＰ
ａｓ ｒｅｐｏｒｔｅｒ ｇｅｎｅｓ ( Ｔｈｏｌｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２). Ａｐｐｒｏｘｉ￣
ｍａｔｅｌｙ ５０ ０００ Ｔ￣ＤＮＡ ｌｉｎｅｓ ｗｉｌｌ ｂｅ ｍａｄｅ ｂｙ ｔｈｅ Ｉｎ￣
ｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ Ｔａｇｇｉｎｇ Ｃｏｎｓｏｒｔｉｕｍ ( ＩＴ￣
ＢＣ) ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｉｓ ｙｅａｒꎬ ｗｈｉｃｈ ｐｒｏｄｕｃｅｄ ｂｙ ｅｉｇｈｔ ｌａｂｏ￣
ｒａｔｏｒｉｅｓ ｆｒｏｍ ｆｉｖｅ ｃｏｕｎｔｒｉｅｓ (Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓꎬ Ｕｎｉｔｅｄ
Ｋｉｎｇｄｏｍꎬ Ｃｈｉｎａꎬ Ｋｏｒｅａꎬ ａｎｄ Ｃａｎａｄａ) ( ｈｔｔｐ: / /
ｗｗｗ ｂｒａｃｈｙｔａｇ ｏｒｇ / ｕｓｅｒｓ ｈｔｍ). Ｔｈｅｓｅ ｍｕｔａｎｔｓ ｗｉｌｌ
ｂｅ ｉｎｔｅｇｒａｔｅｄ ｉｎｔｏ ｏｎｌｉｎｅ ｄａｔａｂａｓｅｓ ａｎｄ ｅｎａｂｌｅ ｒｅ￣
ｓｅａｒｃｈｅｒｓ ｔｏ ｉｄｅｎｔｉｆｙ ａｎｄ ｏｒｄｅｒ ｍｕｔａｎｔｓ ｏｆ ｉｎｔｅｒｅｓｔ
ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎｓ. Ｔｈｉｓ ｗｉｌｌ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ
ａｃｃｅｌｅｒａｔｅ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｉｎｇ ａｎ ｉｎ ｓｉｌｉｃｏ ｒｅｓｏｕｒｃｅ ｆｏｒ ｒｅ￣
ｖｅｒｓｅ ｇｅｎｅｔｉｃｓ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｎｄ ｐｌａｙ ａ ｋｅｙ ｒｏｌｅ
ｏｎ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｉｏｎ ｏｆ ｍｕｔａｎｔ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ｉｎ
ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｇｒａｓｓ ｓｐｅｃｉｅｓ.
Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎａｌꎬ ｈｉｇｈ￣ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ａｌ￣
ｓｏ ｃａｎ ｂｅ ｕｓｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｇｅｎｅ ｆｕｎｃ￣
ｔｉｏｎ ｔｈｒｏｕｇｈ ｏｖｅｒ￣ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｒ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｉｎ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ (Ｄｅｍｉｒｃａｎ ａｎｄ Ａｋｋａｙａꎬ ２０１０ꎻ Ｍｏｌｉ￣
ｎａｒｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３ꎻ Ｏｌｓｅｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６ꎻ Ｐａｃａｋ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１０ꎻ Ｓｃｈｗｅｉｇｅｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３ꎻ Ｔｒｉｐａｔｈｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１２ꎻ Ｖａｌｄｉｖｉａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３ꎻ Ｗａｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２ꎻ
Ｚｈａｎｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３). Ｒｅｃｅｎｔｌｙꎬ ａ Ｔ￣ＤＮＡ ｍｕｔａｔｉｏｎ
ｈａｒｂｏｒｉｎｇ ｅｕｋａｒｙｏｔｉｃ ｉｎｉｔｉａｔｉｏｎ ｆａｃｔｏｒ ４Ａ ( ｅＩＦ４Ａ)
ｇｅｎｅｓ ｐｒｅｓｅｎｔ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｎｕｃｌｅａｒ ｇｅｎｏｍｅ ｈａｓ
ｂｅｅｎ ｉｄｅｎｔｉｆｉｅｄ. Ｔｈｅ ｅＩＦ４Ａ ｈｏｍｏｚｙｇｏｕｓ ｍｕｔａｎｔ ｅｘ￣
ｈｉｂｉｔｅｄ ｒｅｄｕｃｅｄ ｆｉｎａｌ ｐｌａｎｔ ｓｔａｔｕｒｅ ｄｕｅ ｔｏ ａ ｄｅｃｒｅａｓｅ
ｉｎ ｂｏｔｈ ｃｅｌｌ ｎｕｍｂｅｒ ａｎｄ ｃｅｌｌ ｓｉｚｅꎬ ｃｏｎｓｉｓｔｅｎｔ ｗｉｔｈ
ｒｏｌｅｓ ｆｏｒ ｅＩＦ４Ａ ｉｎ ｂｏｔｈ ｃｅｌｌ ｄｉｖｉｓｉｏｎ ａｎｄ ｃｅｌｌ ｇｒｏｗｔｈ.
Ｔｈｅ ｇｅｎｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ ｅＩＦ４Ａ ｗａｓ ｆｏｕｎｄ ｔｏ ｂｅ ｃｏｎ￣
ｓｅｒｖｅｄ ｂｅｔｗｅｅｎ ｍｏｎｏｃｏｔｙｌｅｄｏｎｏｕｓ ａｎｄ ｄｉｃｏｔｙｌｅｄｏｎ￣
ｏｕｓ ｓｐｅｃｉｅｓ ａｎｄ ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔｅｄ ｗｉｔｈ ａｎ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ
ｏｒｔｈｏｌｏｇ. Ｔｈｉｓ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｓ ａ
ｂｒｉｄｇｉｎｇ ｍｏｄｅｌ ｆｏｒ ｇｒａｓｓ ａｎｄ ｃｅｒｅａｌｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ (Ｖａｉｎ
ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１). Ｆｕｒｔｈｅｒｍｏｒｅꎬ ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｃａｌ ａｐ￣
ｐｒｏａｃｈｅｓ ｆｏｒ ｃｒｏｐ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ ｃａｎ ｂｅ ａｃｈｉｅｖｅｄ ｂｙ
ｉｎｔｒｏｄｕｃｉｎｇ ａｎｄ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ｈｅｔｅｒｏｌｏｇｏｕｓ ｇｅｎｅｓ (ｅ ｇ.
ｐｅｃｔｉｎ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｆｕｎｇａｌ ａｃｅｔｙｌｅｓｔｅｒａｓｅｓ) ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏ￣
ｄｉｕｍ (Ｐｏｇｏｒｅｌｋｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３). Ｒｅｃｅｎｔ ｉｎ￣ｄｅｐｔｈ ｒｅ￣
ｖｉｅｗｓ ｃｒｉｔｉｃａｌｌｙ ａｓｓｅｓｓ ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ｓｔａｔｕｓ ｏｆ ｔｈｅ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ Ｔ￣ＤＮＡ ｍｕｔａｇｅｎｅｓｉｓ ａｎｄ Ａ ｔｕｍｅｆａｃｉｅｎｓ￣
ｍｅｄｉａｔｅｄ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ (Ｔｈｏｌｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２ꎻ Ｔｈｏｌｅ
ａｎｄ Ｖａｉｎꎬ ２０１２).
４ Ｃｏｎｃｌｕｓｉｏｎ ａｎｄ ｆｕｔｕｒｅ ｐｒｏｓｐｅｃｔｓ
Ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｆｕｌｌ ａｎｎｏｔａｔｅｄ ｇｅｎｏｍｅ ｒｅｌｅａｓｅｄꎬ Ｂｒａｃｈｙ￣
ｐｏｄｉｕｍ ｗａｓ ｅｍｅｒｇｅｄ ａｓ ａｎ ａｔｔｒａｃｔｉｖｅ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ
ｆｏｒ ｇｒａｓｓ ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ｗｈｉｃｈ ｐｌａｙｅｄ ａ ｋｅｙ ｆｏｕｎｄａｔｉｏｎ ｔｏ
ｆａｃｉｌｉｔａｔｅ ｔｈｅ ｄｉｓｓｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ｍａｎｙ ｔｒａｉｔｓ ｏｆ ａｇｒｏｎｏｍｉｃ
ａｎｄ ｅｃｏｌｏｇｉｃａｌ ｉｍｐｏｒｔａｎｃｅ. Ａ ｒａｐｉｄｌｙ ｇｒｏｗｉｎｇ ｎｕｍ￣
ｂｅｒ ｏｆ ｒｅｓｅａｒｃｈｅｒｓ ｈａｖｅ ａｄｏｐｔｅｄ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｓ ａ
ｍｏｄｅｌ ｆｏｒ ｔｈｅｉｒ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｐｒｏｇｒａｍｓ ｏｎ ｔｈｅ ｅｌｕｃｉｄａｔｉｏｎ
ｏｆ ｇｒａｓｓ ｂｉｏｌｏｇｙ ａｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｅｘｈｉｂｉｔｓ ｅｘｔｅｎｓｉｖｅ
ｂｉｏｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｎｄ ｈｏｌｄ ｇｒｅａｔ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｆｏｒ ｇｅｎｅｔｉｃ ａｎａ￣
ｌｙｓｅｓ ａｎｄ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ. Ａｓ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌ ｔｏ
ｓｅｒｖｅ ａｓ ａｎ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｓｙｓｔｅｍ ｆｏｒ ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｂｉｏｌｏ￣
ｇｙꎬ ｓｅｒｉｅｓ ｏｆ ｃｏｍｍｏｎ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｔｏｏｌｋｉｔｓ ｈａｖｅ
ｂｅｅｎ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｅｄ ｔｏ ｅｎａｂｌｅ ｌａｒｇｅ ａｎｄ ｓｍａｌｌ ｌａｂｏｒａｔｏ￣
ｒｉｅｓ ａｒｏｕｎｄ ｔｈｅ ｗｏｒｌｄ ｔｏ ｉｄｅｎｔｉｆｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ
ｇｅｎｅｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｐｒｏｖｉｄｅｄ ａ ｂａｓｉｃ ｐａｒａｄｉｇｍ ｔｏ ｔｈｅ ｉｎ￣
ｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎ ｏｎ ｇｒａｓｓ ｂｉｏｌｏｇｙ ｂｙ ｕｓｉｎｇ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ
ａｓ ａ ｔｒａｃｔａｂｌｅ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ.
Ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙꎬ ｍａｎｙ ｔｒａｉｔｓ ｏｆ ｐｌａｎｔ ｂｉｏｌｏｇｙ ｗｅｒｅ
ｂｅｓｔ ａｎａｌｙｚｅｄ ａｓ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃｓ ｔｈｏｕｇｈ
ｔｈｅｙ ｗｅｒｅ ｐｒｏｂａｂｌｙ ｍｕｌｔｉｇｅｎｉｃ ｃｏｍｐｌｅｘꎬ ｓｈｏｗｎ ｂｙ
ｒｅｐｏｒｔｓ ｃｏｖｅｒｉｎｇ ａ ｗｉｄｅ ｒａｎｇｅ ｏｆ ｔｏｐｉｃｓ ｓｕｃｈ ａｓ ｖｅｒ￣
ｎａｌｉｚａｔｉｏｎ ａｎｄ ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ ｔｉｍｅ (Ｆａｒｉｃｅｌｌｉ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０ꎻ
Ｈｉｇｇｉｎｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０ꎻ Ｏｌｓｅｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６ꎻ Ｓｃｈｗａｒｔｚ
ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０)ꎬ ｓｅｅｄ ｓｔｏｒａｇｅ ｐｒｏｔｅｉｎｓ (Ｃｈａｒｌｅｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００９ꎻ Ｇｕ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０ꎻ Ｌａｒｒｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０ꎻ Ｌａｕｄｅｎ￣
ｃｉａ￣Ｃｈｉｎｇｃｕａｎｃｏ ａｎｄ Ｖｅｎｓｅｌꎬ ２００８ꎻ Ｌｏｉｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２００９)ꎬ ｆａｔｔｙ ａｃｉｄ ｔｕｒｎｏｖｅｒ ( Ｙａｎｇ ａｎｄ Ｏｈｌｒｏｇｇｅꎬ
２００９)ꎬ ｐｌａｎｔ － ｐａｔｈｏｇｅｎ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ ( Ｄｒａｄｅｒ ａｎｄ
Ｋｌｅｉｎｈｏｆｓꎬ ２０１０ꎻ Ｆｉｇｕｅｒｏａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３ꎻ Ｍａｎｄａｄｉ
ａｎｄ Ｓｃｈｏｌｔｈｏｆꎬ ２０１２ꎻ Ｐａｒｋｅｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８ꎻ Ｐｏｇｏｒｅｌ￣
ｋｏ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３)ꎬ ａｎｄ ｗｏｕｎｄｉｎｇ / ｉｎｓｅｃｔ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ
３０２２期 ＭＯ Ｘｉｎ￣Ｃｈｕｎ: Ｒｅｃｅｎｔ Ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｉｎ Ｍｏｄｅｌ Ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ (Ｐｏａｃｅａｅ)
(Ａｚｈａｇｕｖｅｌ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９ꎻ Ｍｕｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４). Ａｓ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｉｓ ｐｒｏｐｏｓｅｄ ｔｏ ｓｅｒｖｅ ａｓ ａ ｒｅｎｅｗａｂｌｅ
ｂｉｏｍａｓｓ ｐｌａｎｔꎬ ｓｅｖｅｒａｌ ｒｅｐｏｒｔｓ ｈａｖｅ ｆｏｃｕｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｒｏｏｔ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ( Ｉｎｇｒａｍ ｅｔ ａｌ.ꎬ
２０１２ꎻ Ｋｉｍ ａｎｄ Ｄｏｌａｎꎬ ２０１１ꎻ Ｐａｃａｋ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０ꎻ
Ｐａｃｈｅｃｏ￣Ｖｉｌｌａｌｏｂｏｓ ａｎｄ Ｈａｒｄｔｋｅꎬ ２０１２). Ｓｉｍｉｌａｒ ｔｏ
ｗｈｅａｔꎬ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｃａｎ ｒｅａｄｉｌｙ ｆｏｒｍｓ ｍｙｃｏｒｒｈｉｚａｌ
ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎｓꎬ ｗｈｉｃｈ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｆｏｒ ｕｐｔａｋｅ ｏｆ Ｐ ｉｎ
ｍａｎｙ ｃｒｏｐｓꎬ ａｎｄ ｉｓ ｅｓｐｅｃｉａｌｌｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｆｏｒ ｌｏｗ￣ｉｎ￣
ｐｕｔ ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ ａｓ ｅｎｖｉｓｉｏｎｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｆｕｔｕｒｅ ｐｒｏｄｕｃ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ｂｉｏｍａｓｓ ｃｒｏｐｓ (Ｃｈｏｃｈｏｉｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２ꎻ Ｗａｔｔ
ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９).
Ｏｖｅｒａｌｌꎬ ａ ｔｒｕｌｙ ｔｒａｃｔａｂｌｅ ａｎｄ ｇｅｎｅｒｉｃ ｍｏｄｅｌ
ｓｙｓｔｅｍ－Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｅｓｔａｂｌｉｓｈｅｄꎬ ｗｈｉｃｈ
ｗｏｕｌｄ ａｃｃｅｌｅｒａｔｅ ｔｈｅ ｐｌａｎｔ ｂｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ ｃｒｏｐ ｒｅｓｅａｒｃｈ
ｔｏ ｕｎｃｏｖｅｒ ｔｈｅ ｌｉｎｋ ｂｅｔｗｅｅｎ ｇｅｎｏｔｙｐｅ ａｎｄ ｐｈｅｎｏｔｙｐｅ
ｔｏ ｅｘｐｌｏｉｔ ａｎｄ ｃｒｅａｔｅ ｎｅｗ ｇｅｎｅｔｉｃ ｖａｒｉａｔｉｏｎ. Ｗｉｔｈ
ｍａｎｙ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎｓ ｕｎｄｅｒｔａｋｅｎ ｄｉｒｅｃｔｌｙ ｉｎ ｔｈｉｓ ａｔ￣
ｔｒａｃｔｉｖｅ ｍｏｄｅｌꎬ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｗｏｕｌｄ ｇｒｅａｔｌｙ ｆａｃｉｌｉ￣
ｔａｔｅ ａｎｄ ｐｒｏｍｏｔｅ ｇｒａｓｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ. Ｔｈｕｓꎬ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉ￣
ｕｍ ｃａｎ ｐｌａｙ ａ ｋｅｙ ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｉｏｎ ｆｏｒ ｔｈｅ ｅｌｕｃｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ
ｇｒａｓｓ ｂｉｏｌｏｇｙ ａｓ ａｎ ａｔｔｒａｃｔｉｖｅ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ.
Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ:
Ａｚｈａｇｕｖｅｌ Ｐꎬ Ｌｉ Ｗꎬ Ｒｕｄｄ ＪＣ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９. Ａｐｈｉｄ ｆｅｅｄｉｎｇ ｒｅｓｐｏｎｓｅ
ａｎｄ ｍｉｃｒｏｓａｔｅｌｌｉｔｅ￣ｂａｓｅｄ ｇｅｎｅｔｉｃ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ａｍｏｎｇ ｄｉｐｌｏｉｄ Ｂｒａｃｈｙｐ￣
ｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ (Ｌ.) Ｂｅａｕｖ ａｃｃｅｓｓｉｏｎｓ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｇｅｎｅｔｉｃ Ｒｅ￣
ｓｏｕｒｃｅｓꎬ ７ (１): ７２—７９
Ｂａｒｂｉｅｒｉ Ｍꎬ Ｍａｒｃｅｌ ＴＣꎬ Ｎｉｋｓ ＲＥ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. ＱＴＬｓ ｆｏｒ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ
ｔｈｅ ｆａｌｓｅ ｂｒｏｍｅ ｒｕｓｔ Ｐｕｃｃｉｎｉａ ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｉ ｉｎ ｔｈｅ ｍｏｄｅｌ ｇｒａｓｓ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ Ｌ [Ｊ] . Ｇｅｎｏｍｅꎬ ５５ (２): １５２—１６３
Ｂａｒｒｅｒｏ ＪＭꎬ Ｊａｃｏｂｓｅｎ ＪＶꎬ Ｔａｌｂｏｔ ＭＪ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｇｒａｉｎ ｄｏｒｍａｎｃｙ
ａｎｄ ｌｉｇｈｔ ｑｕａｌｉｔｙ ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｎ ｇｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｍｏｄｅｌ ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙ￣
ｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [Ｊ] . Ｔｈｅ Ｎｅｗ Ｐｈｙｔｏｌｏｇｉｓｔꎬ １９３ (２): ３７６—
３８６
Ｂａｒｒｏｎ Ｃꎬ Ｓｕｒｇｅｔ Ａꎬ Ｒｏｕａｕ Ｘꎬ ２００７. Ｒｅｌａｔｉｖｅ ａｍｏｕｎｔｓ ｏｆ ｔｉｓｓｕｅｓ ｉｎ
ｍａｔｕｒｅ ｗｈｅａｔ (Ｔｒｉｔｉｃｕｍ ａｅｓｔｉｖｕｍ Ｌ.) ｇｒａｉｎ ａｎｄ ｔｈｅｉｒ ｃａｒｂｏｈｙｄｒａｔｅ
ａｎｄ ｐｈｅｎｏｌｉｃ ａｃｉｄ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｃｅｒｅａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ４５
(１): ８８—９６
Ｂｅｖａｎ ＭＷꎬ Ｇａｒｖｉｎ ＤＦꎬ Ｖｏｇｅｌ ＪＰꎬ ２０１０. Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ
ｇｅｎｏｍｉｃｓ ｆｏｒ ｓｕｓｔａｉｎａｂｌｅ ｆｏｏｄ ａｎｄ ｆｕｅｌ ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｃｕｒｒｅｎｔ
Ｏｐｉｎｉｏｎ ｉｎ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙꎬ ２１ (２): ２１１—２１７
Ｂｏｓｓｏｌｉｎｉ Ｅꎬ Ｗｉｃｋｅｒ Ｔꎬ Ｋｎｏｂｅｌ ＰＡ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００７. Ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ ｏｒ￣
ｔｈｏｌｏｇｏｕｓ ｌｏｃｉ ｆｒｏｍ ｓｍａｌｌ ｇｒａｓｓ ｇｅｎｏｍｅｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｎｄ ｒｉｃｅ:
ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ ｆｏｒ ｗｈｅａｔ ｇｅｎｏｍｉｃｓ ａｎｄ ｇｒａｓｓ ｇｅｎｏｍｅ ａｎｎｏｔａｔｉｏｎ
[Ｊ] . Ｔｈｅ Ｐｌａｎｔ Ｊｏｕｒｎａｌꎬ ４９ (４): ７０４—７１７
Ｂｒｋｌｊａｃｉｃ Ｊꎬ Ｇｒｏｔｅｗｏｌｄ Ｅꎬ Ｓｃｈｏｌｌ Ｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｓ ａ
ｍｏｄｅｌ ｆｏｒ ｔｈｅ ｇｒａｓｓｅｓ: ｔｏｄａｙ ａｎｄ ｔｈｅ ｆｕｔｕｒｅ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏ￣
ｇｙꎬ １５７ (１): ３—１３
Ｂｕｃｈｍａｎｎ ＪＰꎬ Ｍａｔｓｕｍｏｔｏ Ｔꎬ Ｓｔｅｉｎ Ｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｉｎｔｅｒ￣ｓｐｅｃｉｅｓ ｓｅ￣
ｑｕｅｎｃｅ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｒｅｖｅａｌｓ ｈｏｗ ｔｒａｎｓｐｏｓｏｎ ａｃ￣
ｔｉｖｉｔｙ ｃｏｒｒｏｄｅｓ ｇｅｎｏｍｅ ｃｏｌｉｎｅａｒｉｔｙ [ Ｊ] . Ｔｈｅ Ｐｌａｎｔ Ｊｏｕｒｎａｌꎬ ７１
(４): ５５０—５６３
Ｃｈａｒｌｅｓ Ｍꎬ Ｔａｎｇ Ｈꎬ Ｂｅｌｃｒａｍ Ｈ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９. Ｓｉｘｔｙ ｍｉｌｌｉｏｎ ｙｅａｒｓ ｉｎ ｅ￣
ｖｏｌｕｔｉｏｎ ｏｆ ｓｏｆｔ ｇｒａｉｎ ｔｒａｉｔ ｉｎ ｇｒａｓｓｅｓ: ｅｍｅｒｇｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｓｏｆｔｎｅｓｓ ｌｏ￣
ｃｕｓ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｍｍｏｎ ａｎｃｅｓｔｏｒ ｏｆ Ｐｏｏｉｄｅａｅ ａｎｄ Ｅｈｒｈａｒｔｏｉｄｅａｅꎬ ａｆｔｅｒ
ｔｈｅｉｒ ｄｉｖｅｒｇｅｎｃｅ ｆｒｏｍ Ｐａｎｉｃｏｉｄｅａｅ [Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙ ａｎｄ Ｅ￣
ｖｏｌｕｔｉｏｎꎬ ２６ (７): １６５１—１６６１
Ｃｈｏｃｈｏｉｓ Ｖꎬ Ｖｏｇｅｌ ＪＰꎬ Ｗａｔｔ Ｍꎬ ２０１２. Ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ
ｔｏ ｔｈｅ ｇｅｎｅｔｉｃ ｉｍｐｒｏｖｅｍｅｎｔ ｏｆ ｗｈｅａｔ ｒｏｏｔｓ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｘｐｅｒｉ￣
ｍｅｎｔａｌ Ｂｏｔａｎｙꎬ ６３ (９): ３４６７—３４７４
Ｃｈｒｉｓｔｅｎｓｅｎ Ｕꎬ Ａｌｏｎｓｏ￣Ｓｉｍｏｎ Ａꎬ Ｓｃｈｅｌｌｅｒ ＨＶ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０. Ｃｈａｒａｃ￣
ｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｐｒｉｍａｒｙ ｃｅｌｌ ｗａｌｌｓ ｏｆ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ
ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ—ａ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｍｏｄｅｌ ｐｌａｎｔ ｆｏｒ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｇｒａｓｓｅｓ [ Ｊ] .
Ｐｈｙｔｏｃｈｅｍｉｓｔｒｙꎬ ７１ (１): ６２—６９
Ｃｈｒｉｓｔｉａｎｓｅｎ Ｐꎬ Ａｎｄｅｒｓｅｎ ＣＨꎬ Ｄｉｄｉｏｎ Ｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００５. Ａ ｒａｐｉｄ ａｎｄ ｅｆ￣
ｆｉｃｉｅｎｔ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｐｒｏｔｏｃｏｌ ｆｏｒ ｔｈｅ ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓ￣
ｔａｃｈｙｏｎ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ ２３ (１０￣１１): ７５１—７５８
Ｃｕｉ Ｙꎬ Ｌｅｅ ＭＹꎬ Ｈｕｏ Ｎ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｆｉｎｅ ｍａｐｐｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ Ｂｓｒ１ ｂａｒｌｅｙ
ｓｔｒｉｐｅ ｍｏｓａｉｃ ｖｉｒｕｓ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｇｅｎｅ ｉｎ ｔｈｅ ｍｏｄｅｌ ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉ￣
ｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [Ｊ] . ＰｌｏＳ ＯＮＥꎬ ７ (６): ｅ３８３３３
Ｄａｖｉｅｓ ＴＪꎬ Ｂａｒｒａｃｌｏｕｇｈ ＴＧꎬ Ｃｈａｓｅ ＭＷ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４. Ｄａｒｗｉｎｓ ａｂｏｍｉ￣
ｎａｂｌｅ ｍｙｓｔｅｒｙ: Ｉｎｓｉｇｈｔｓ ｆｒｏｍ ａ ｓｕｐｅｒｔｒｅｅ ｏｆ ｔｈｅ ａｎｇｉｏｓｐｅｒｍｓ [Ｊ] .
Ｐｒｏｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｕｎｉｔｅｄ
Ｓｔａｔｅｓ ｏｆ Ａｍｅｒｉｃａꎬ １０１ (７): １９０４—１９０９
Ｄｅａｃｏｎ ＪＷꎬ Ｂｅｒｒｙ ＬＡꎬ １９９３. Ｂｉｏｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｓｏｉｌ￣ｂｏｒｎｅ ｐｌａｎｔ ｐａｔｈｏ￣
ｇｅｎｓ: Ｃｏｎｃｅｐｔｓ ａｎｄ ｔｈｅｉｒ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ [ Ｊ] . Ｐｅｓｔｉｃｉｄｅ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３７
(４): ４１７—４２６
Ｄｅｍｉｒｃａｎ Ｔꎬ Ａｋｋａｙａ ＭＳꎬ ２０１０. Ｖｉｒｕｓ ｉｎｄｕｃｅｄ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｉｎ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎꎬ ａ ｍｏｄｅｌ ｏｒｇａｎｉｓｍ ｆｏｒ ｃｅｒｅａｌｓ [ Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ Ｔｉｓｓｕｅ ａｎｄ Ｏｒｇａｎ Ｃｕｌｔｕｒｅꎬ １００ (１): ９１—９６
Ｄｒａｄｅｒ Ｔꎬ Ｋｌｅｉｎｈｏｆｓ Ａꎬ ２０１０. Ａ ｓｙｎｔｅｎｙ ｍａｐ ａｎｄ ｄｉｓｅａｓｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ
ｇｅｎｅ ｃｏｍｐａｒｉｓｏｎ ｂｅｔｗｅｅｎ ｂａｒｌｅｙ ａｎｄ ｔｈｅ ｍｏｄｅｌ ｍｏｎｏｃｏｔ Ｂｒａｃｈｙｐ￣
ｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [Ｊ] . Ｇｅｎｏｍｅꎬ ５３ (５): ４０６—４１７
Ｄｒａｐｅｒ Ｊꎬ Ｍｕｒ ＬＡꎬ Ｊｅｎｋｉｎｓ Ｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００１. Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ.
Ａ ｎｅｗ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ｆｏｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｏｍｉｃｓ ｉｎ ｇｒａｓｓｅｓ [ Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ １２７ (４): １５３９—１５５５
Ｆａｒｉｃｅｌｌｉ ＭＥꎬ Ｖａｌａｒｉｋ Ｍꎬ Ｄｕｂｃｏｖｓｋｙ Ｊꎬ ２０１０. Ｃｏｎｔｒｏｌ ｏｆ ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ
ｔｉｍｅ ａｎｄ ｓｐｉｋｅ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｉｎ ｃｅｒｅａｌｓ: ｔｈｅ ｅａｒｌｉｎｅｓｓ ｐｅｒ ｓｅ Ｅｐｓ￣１
ｒｅｇｉｏｎ ｉｎ ｗｈｅａｔꎬ ｒｉｃｅꎬ ａｎｄ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ [Ｊ] . Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ＆ Ｉｎｔｅ￣
ｇｒａｔｉｖｅ Ｇｅｎｏｍｉｃｓꎬ １０ (２): ２９３—３０６
Ｆａｒｒａｒ Ｋꎬ Ｄｏｎｎｉｓｏｎ ＩＳꎬ ２００７. Ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｓｃｒｅｅｎｉｎｇ ｏｆ ＢＡＣ ｌｉ￣
ｂｒａｒｉｅｓ ｍａｄｅ ｆｒｏｍ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｇｅｎｏｍｉｃ ＤＮＡ [Ｊ] . Ｎａｔｕｒｅ Ｐｒｏ￣
ｔｏｃｏｌｓꎬ ２ (７): １６６１—１６７４
Ｆｉｇｕｅｒｏａ Ｍꎬ Ａｌｄｅｒｍａｎ Ｓꎬ Ｇａｒｖｉｎ ＤＦ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３. Ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｏｆ
４０２ 植 物 分 类 与 资 源 学 报 第 ３６卷
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｂｙ ｆｏｒｍａｅ ｓｐｅｃｉａｌｅｓ ｏｆ Ｐｕｃｃｉｎｉａ ｇｒａｍｉ￣
ｎｉｓ: ｅａｒｌｙ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｅｖｅｎｔｓ ａｎｄ ｈｏｓｔ￣ｐａｔｈｏｇｅｎ ｉｎｃｏｍｐａｔｉｂｉｌｉｔｙ [Ｊ] .
ＰｌｏＳ ＯＮＥꎬ ８ (２): ｅ５６８５７
Ｆｏｏｔｅ ＴＮꎬ Ｇｒｉｆｆｉｔｈｓ Ｓꎬ Ａｌｌｏｕｉｓ Ｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４. Ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ａｎｄ ａｎａｌｙ￣
ｓｉｓ ｏｆ ａ ＢＡＣ ｌｉｂｒａｒｙ ｉｎ ｔｈｅ ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｓｙｌｖａｔｉｃｕｍ: ｉｔｓ ｕｓｅ
ａｓ ａ ｔｏｏｌ ｔｏ ｂｒｉｄｇｅ ｔｈｅ ｇａｐ ｂｅｔｗｅｅｎ ｒｉｃｅ ａｎｄ ｗｈｅａｔ ｉｎ ｅｌｕｃｉｄａｔｉｎｇ
ｇｅｎｅ ｃｏｎｔｅｎｔ [ Ｊ] . Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ＆ Ｉｎｔｅｇｒａｔｉｖｅ Ｇｅｎｏｍｉｃｓꎬ ４ ( １):
２６—３３
Ｇａｒｖｉｎ ＤＦꎬ Ｇｕ ＹＱꎬ Ｈａｓｔｅｒｏｋ Ｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８. Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ｇｅｎｅｔｉｃ
ａｎｄ ｇｅｎｏｍｉｃ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｒｅｓｏｕｒｃｅｓ ｆｏｒꎬ ａ ｎｅｗ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ｆｏｒ ｇｒａｓｓ
ｃｒｏｐ ｒｅｓｅａｒｃｈ [Ｊ] . Ｃｒｏｐ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ４８ (Ｓｕｐｐｌｅｍｅｎｔ＿１): Ｓ￣６９￣Ｓ￣
８４
Ｇｏｍｅｚ ＬＤꎬ Ｂｒｉｓｔｏｗ ＪＫꎬ Ｓｔａｔｈａｍ ＥＲ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８. Ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｓａｃ￣
ｃｈａｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｓｔｅｍｓ ｕｎｄｅｒ ｍｉｌｄ ｃｏｎ￣
ｄｉｔｉｏｎｓ ｏｆ ｈｙｄｒｏｌｙｓｉｓ [Ｊ] . Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ｆｏｒ Ｂｉｏｆｕｅｌｓꎬ １ (１): １５
Ｇｕ ＹＱꎬ Ｗａｎｊｕｇｉ Ｈꎬ Ｃｏｌｅｍａｎ￣Ｄｅｒｒ Ｄ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０. Ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ｇｌｏｂｕ￣
ｌｉｎ ｇｅｎｅ ａｃｒｏｓｓ ｅｉｇｈｔ ｇｒａｓｓ ｇｅｎｏｍｅｓ ｉｄｅｎｔｉｆｙ ｆｕｎｄａｍｅｎｔａｌ ｕｎｉｔｓ ｏｆ
ｔｈｅ ｌｏｃｉ ｅｎｃｏｄｉｎｇ ｓｅｅｄ ｓｔｏｒａｇｅ ｐｒｏｔｅｉｎｓ [ Ｊ] . Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ＆ Ｉｎｔｅ￣
ｇｒａｔｉｖｅ Ｇｅｎｏｍｉｃｓꎬ １０ (１): １１１—１２２
Ｇｕｉｌｌｏｎ Ｆꎬ Ｂｏｕｃｈｅｔ Ｂꎬ Ｊａｍｍｅ Ｆ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓ￣
ｔａｃｈｙｏｎ ｇｒａｉｎ: ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｎｄｏｓｐｅｒｍ ｃｅｌｌ ｗａｌｌｓ [ Ｊ ] .
Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｂｏｔａｎｙꎬ ６２ (３): １００１—１０１５
Ｈａｎｄｓ Ｐꎬ Ｄｒｅａ Ｓꎬ ２０１２. Ａ ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ｖｉｅｗ ｏｆ ｇｒａｉｎ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｉｎ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [ Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｃｅｒｅａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ５６
(１): ２—８
Ｈａｓｔｅｒｏｋ Ｒꎬ Ｄｒａｐｅｒ Ｊꎬ Ｊｅｎｋｉｎｓ Ｇꎬ ２００４. Ｌａｙｉｎｇ ｔｈｅ ｃｙｔｏｔａｘｏｎｏｍｉｃ
ｆｏｕｎｄａｔｉｏｎｓ ｏｆ ａ ｎｅｗ ｍｏｄｅｌ ｇｒａｓｓꎬ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ (Ｌ.)
Ｂｅａｕｖ [Ｊ] . Ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ １２ (４): ３９７—４０３
Ｈａｓｔｅｒｏｋ Ｒꎬ Ｍａｒａｓｅｋ Ａꎬ Ｄｏｎｎｉｓｏｎ ＩＳ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６. Ａｌｉｇｎｍｅｎｔ ｏｆ ｔｈｅ
ｇｅｎｏｍｅｓ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｎｄ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｃｅｒｅａｌｓ ａｎｄ
ｇｒａｓｓｅｓ ｕｓｉｎｇ ｂａｃｔｅｒｉａｌ ａｒｔｉｆｉｃｉａｌ ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅ ｌａｎｄｉｎｇ ｗｉｔｈ ｆｌｕｏｒｅｓ￣
ｃｅｎｃｅ ｉｎ ｓｉｔｕ ｈｙｂｒｉｄｉｚａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｇｅｎｅｔｉｃｓꎬ １７３ (１): ３４９—３６２
Ｈｅｃｋ ＧＲꎬ Ｃｈａｍｂｅｒｌａｉｎ ＡＫꎬ Ｈｏ ＴＨꎬ １９９３. Ｂａｒｌｅｙ ｅｍｂｒｙｏ ｇｌｏｂｕｌｉｎ １
ｇｅｎｅꎬ Ｂｅｇ１: ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｃＤＮＡꎬ ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅ ｍａｐｐｉｎｇ
ａｎｄ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ [Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ＆ Ｇｅｎｅｒａｌ Ｇｅｎｅｔｉｃｓꎬ
２３９ (１￣２): ２０９—２１８
Ｈｉｇｇｉｎｓ ＪＡꎬ Ｂａｉｌｅｙ ＰＣꎬ Ｌａｕｒｉｅ ＤＡꎬ ２０１０. Ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ｇｅｎｏｍｉｃｓ ｏｆ
ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ ｔｉｍｅ ｐａｔｈｗａｙｓ ｕｓｉｎｇ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｓ ａ ｍｏｄ￣
ｅｌ ｆｏｒ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｇｒａｓｓｅｓ [Ｊ] . ＰｌｏＳ ＯＮＥꎬ ５ (４): ｅ１００６５
Ｈｕａｎ Ｑꎬ Ｍａｏ Ｚꎬ Ｚｈａｎｇ Ｊ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３. Ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｅ￣ｗｉｄｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ
ｖｅｒｎａｌｉｚａｔｉｏｎ ｒｅｖｅａｌｓ ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ａｎｄ ｓｐｅｃｉｅｓ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ
ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｉｎｔｅｇｒａｔｉｖｅ Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ Ａ￣
ｐｒｉｌ ３ꎬ ｄｏｉ: １０ １１１１ / ｊｉｐｂ １２０５０
Ｈｕｏ Ｎꎬ Ｇｕ ＹＱꎬ Ｌａｚｏ ＧＲ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６. Ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ｔｗｏ ＢＡＣ ｌｉｂｒａｒｉｅｓ ｆｒｏｍ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎꎬ ａ ｎｅｗ
ｍｏｄｅｌ ｆｏｒ ｇｒａｓｓ ｇｅｎｏｍｉｃｓ [Ｊ] . Ｇｅｎｏｍｅꎬ ４９ (９): １０９９—１１０８
Ｈｕｏ Ｎꎬ Ｌａｚｏ ＧＲꎬ Ｖｏｇｅｌ ＪＰ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８. Ｔｈｅ ｎｕｃｌｅａｒ ｇｅｎｏｍｅ ｏｆ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ: ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ＢＡＣ ｅｎｄ ｓｅｑｕｅｎｃｅｓ [ Ｊ] .
Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ＆ Ｉｎｔｅｇｒａｔｉｖｅ Ｇｅｎｏｍｉｃｓꎬ ８ (２): １３５—１４７
Ｈｕｏ Ｎꎬ Ｖｏｇｅｌ ＪＰꎬ Ｌａｚｏ ＧＲ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９. Ｓｔｒｕｃｔｕｒａｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｇｅｎｏｍｅ ａｎｄ ｉｔｓ ｓｙｎｔｅｎｉｃ ｒｅｌａｔｉｏｎｓｈｉｐ ｗｉｔｈ ｒｉｃｅ ａｎｄ
ｗｈｅａｔ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ７０ (１￣２): ４７—６１
Ｉｄｚｉａｋ Ｄꎬ Ｈａｓｔｅｒｏｋ Ｒꎬ ２００８. Ｃｙｔｏｇｅｎｅｔｉｃ ｅｖｉｄｅｎｃｅ ｏｆ ｎｕｃｌｅｏｌａｒ ｄｏｍｉ￣
ｎａｎｃｅ ｉｎ ａｌｌｏｔｅｔｒａｐｌｏｉｄ ｓｐｅｃｉｅｓ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ [Ｊ] . Ｇｅｎｏｍｅꎬ ５１
(５): ３８７—３９１
Ｉｎｇｒａｍ ＰＡꎬ Ｚｈｕ Ｊꎬ Ｓｈａｒｉｆｆ Ａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｈｉｇｈ￣ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ ｉｍａｇｉｎｇ
ａｎｄ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｒｏｏｔ ｓｙｓｔｅｍ ａｒｃｈｉｔｅｃｔｕｒｅ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓ￣
ｔａｃｈｙｏｎ ｕｎｄｅｒ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔｉａｌ ｎｕｔｒｉｅｎｔ ａｖａｉｌａｂｉｌｉｔｙ [ Ｊ] . Ｐｈｉｌｏｓｏｐｈｉｃａｌ
ｔｒａｎｓａｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｒｏｙａｌ Ｓｏｃｉｅｔｙ ｏｆ Ｌｏｎｄｏｎ. Ｓｅｒｉｅｓ Ｂꎬ Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ
ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ ３６７ (１５９５): １５５９—１５６９
Ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ Ｉｎｉｔｉａｔｉｖｅꎬ ２０１０. Ｇｅｎｏｍｅ ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ ａｎｄ
ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ｍｏｄｅｌ ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [ Ｊ] . Ｎａ￣
ｔｕｒｅꎬ ４６３ (７２８２): ７６３—７６８
Ｊｅｎｋｉｎｓ Ｇꎬ Ｈａｓｔｅｒｏｋ Ｒꎬ ２００７. ＢＡＣ ‘ ｌａｎｄｉｎｇ’ ｏｎ ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅｓ ｏｆ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｆｏｒ ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ｇｅｎｏｍｅ ａｌｉｇｎｍｅｎｔ [Ｊ] .
Ｎａｔｕｒｅ Ｐｒｏｔｏｃｏｌｓꎬ ２ (１): ８８—９８
Ｊｕｈａｓｚ Ａꎬ Ｇｅｌｌ Ｇꎬ Ｓｅｂｅｓｔｙｅｎ Ｅ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓ￣
ｔａｃｈｙｏｎ ａｓ ａ ｍｏｄｅｌ ｆｏｒ ｄｅｆｉｎｉｎｇ ｔｈｅ ａｌｌｅｒｇｅｎ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆ ｎｏｎ￣ｐｒｏｌａ￣
ｍｉｎ ｐｒｏｔｅｉｎｓ [Ｊ] . Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ＆ Ｉｎｔｅｇｒａｔｉｖｅ Ｇｅｎｏｍｉｃｓꎬ １２ (３):
４３９—４４６
Ｋａｎｙｕｋａ Ｋꎬ Ｌｏｖｅｌｌ ＤＪꎬ Ｍｉｔｒｏｆａｎｏｖａ ＯＰ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４. Ａ ｃｏｎｔｒｏｌｌｅｄ ｅｎ￣
ｖｉｒｏｎｍｅｎｔ ｔｅｓｔ ｆｏｒ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ Ｓｏｉｌ￣ｂｏｒｎｅ ｃｅｒｅａｌ ｍｏｓａｉｃ ｖｉｒｕｓ
( ＳＢＣＭＶ) ａｎｄ ｉｔｓ ｕｓｅ ｔｏ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅ ｔｈｅ ｍｏｄｅ ｏｆ ｉｎｈｅｒｉｔａｎｃｅ ｏｆ ｒｅ￣
ｓｉｓｔａｎｃｅ ｉｎ ｗｈｅａｔ ｃｖ. Ｃａｄｅｎｚａ ａｎｄ ｆｏｒ ｓｃｒｅｅｎｉｎｇ Ｔｒｉｔｉｃｕｍ ｍｏｎｏ￣
ｃｏｃｃｕｍ ｇｅｎｏｔｙｐｅｓ ｆｏｒ ｓｏｕｒｃｅｓ ｏｆ ＳＢＣＭＶ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ
Ｐａｔｈｏｌｏｇｙꎬ ５３ (２): １５４—１６０
Ｋｉｍ ＣＭꎬ Ｄｏｌａｎ Ｌꎬ ２０１１. Ｒｏｏｔ ｈａｉｒ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｉｎｖｏｌｖｅｓ ａｓｙｍｍｅｔｒｉｃ
ｃｅｌｌ ｄｉｖｉｓｉｏｎ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｎｄ ｓｙｍｍｅｔｒｉｃ ｄｉｖｉｓｉｏｎ
ｉｎ Ｏｒｙｚａ ｓａｔｉｖａ [Ｊ] . Ｔｈｅ Ｎｅｗ Ｐｈｙｔｏｌｏｇｉｓｔꎬ １９２ (３): ６０１—６１０
Ｌａｒｒｅ Ｃꎬ Ｐｅｎｎｉｎｃｋ Ｓꎬ Ｂｏｕｃｈｅｔ Ｂ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０. Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓ￣
ｔａｃｈｙｏｎ ｇｒａｉｎ: ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｓｕｂｃｅｌｌｕｌａｒ ｌｏｃａｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｔｏｒａｇｅ
ｐｒｏｔｅｉｎｓ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｂｏｔａｎｙꎬ ６１ (６): １７７１—
１７８３
Ｌａｕｄｅｎｃｉａ￣Ｃｈｉｎｇｃｕａｎｃｏ ＤＬꎬ Ｖｅｎｓｅｌ ＷＨꎬ ２００８. Ｇｌｏｂｕｌｉｎｓ ａｒｅ ｔｈｅ
ｍａｉｎ ｓｅｅｄ ｓｔｏｒａｇｅ ｐｒｏｔｅｉｎｓ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [ Ｊ] .
Ｔｈｅｏｒｅｔｉｃａｌ ａｎｄ Ａｐｐｌｉｅｄ Ｇｅｎｅｔｉｃｓꎬ １１７ (４): ５５５—５６３
Ｌｏｉｔ Ｅꎬ Ｍｅｌｎｙｋ ＣＷꎬ ＭａｃＦａｒｌａｎｅ ＡＪ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９. Ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ
ｔｈｒｅｅ ｗｈｅａｔ ｇｌｏｂｕｌｉｎ ｇｅｎｅｓ ｂｙ ｓｃｒｅｅｎｉｎｇ ａ Ｔｒｉｔｉｃｕｍ ａｅｓｔｉｖｕｍ ＢＡＣ
ｇｅｎｏｍｉｃ ｌｉｂｒａｒｙ ｗｉｔｈ ｃＤＮＡ ｆｒｏｍ ａ ｄｉａｂｅｔｅｓ￣ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｇｌｏｂｕｌｉｎ
[Ｊ] . ＢＭＣ Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ９: ９３
Ｌｕｏ Ｎꎬ Ｌｉｕ Ｊꎬ Ｙｕ Ｘ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｎａｔｕｒａｌ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｏｆ ｄｒｏｕｇｈｔ ｒｅ￣
ｓｐｏｎｓｅ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [Ｊ] . Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉａ Ｐｌａｎｔａｒｕｍꎬ
１４１ (１): １９—２９
Ｍａ Ｌꎬ Ｖｕ ＧＴꎬ Ｓｃｈｕｂｅｒｔ Ｖ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０. Ｓｙｎｔｅｎｙ ｂｅｔｗｅｅｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉ￣
ｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｎｄ Ｈｏｒｄｅｕｍ ｖｕｌｇａｒｅ ａｓ ｒｅｖｅａｌｅｄ ｂｙ ＦＩＳＨ [ Ｊ] .
Ｃｈｒｏｍｏｓｏｍｅ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ １８ (７): ８４１—８５０
Ｍａｎｄａｄｉ ＫＫꎬ Ｓｃｈｏｌｔｈｏｆ ＫＢꎬ ２０１２. Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｖｉｒａｌ ｓｙｎｅｒ￣
ｇｉｓｍ ｉｎ ｔｈｅ ｍｏｎｏｃｏｔ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｒｅｖｅａｌｓ ｄｉｓｔｉｎｃｔｌｙ
ａｌｔｅｒｅｄ ｈｏｓｔ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｄｉｓｅａｓｅ [ Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ １６０ (３): １４３２—１４５２
５０２２期 ＭＯ Ｘｉｎ￣Ｃｈｕｎ: Ｒｅｃｅｎｔ Ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｉｎ Ｍｏｄｅｌ Ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ (Ｐｏａｃｅａｅ)
Ｍａｎｔｈｅｙ ＦＡꎬ Ｈａｒｅｌａｎｄ ＧＡꎬ Ｈｕｓｅｂｙ ＤＪꎬ １９９９. Ｓｏｌｕｂｌｅ ａｎｄ ｉｎｓｏｌｕｂｌｅ
ｄｉｅｔａｒｙ ｆｉｂｅｒ ｃｏｎｔｅｎｔ ａｎｄ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｉｎ Ｏａｔ [Ｊ] . Ｃｅｒｅａｌ Ｃｈｅｍｉｓ￣
ｔｒｙ Ｊｏｕｒｎａｌꎬ ７６ (３): ４１７—４２０
Ｍｏｌｉｎａｒｉ ＨＢꎬ Ｐｅｌｌｎｙ ＴＫꎬ Ｆｒｅｅｍａｎ Ｊ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３. Ｇｒａｓｓ ｃｅｌｌ ｗａｌｌ ｆｅｒ￣
ｕｌｏｙｌａｔｉｏｎ: ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｉｏｎ ｏｆ ｂｏｕｎｄ ｆｅｒｕｌａｔｅ ａｎｄ ｃａｎｄｉｄａｔｅ ｇｅｎｅ ｅｘ￣
ｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [Ｊ] . Ｆｒｏｎｔｉｅｒｓ ｉｎ Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉ￣
ｅｎｃｅꎬ ４: ５０
Ｍｏｏｒｅ Ｇꎬ Ｄｅｖｏｓ ＫＭꎬ Ｗａｎｇ Ｚ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９５. Ｃｅｒｅａｌ ｇｅｎｏｍｅ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ.
Ｇｒａｓｓｅｓꎬ ｌｉｎｅ ｕｐ ａｎｄ ｆｏｒｍ ａ ｃｉｒｃｌｅ [ Ｊ] . Ｃｕｒｒｅｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ５
(７): ７３７—７３９
Ｍｕｒ ＬＡꎬ Ａｌｌａｉｎｇｕｉｌｌａｕｍｅ Ｊꎬ Ｃａｔａｌａｎ Ｐ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｅｘｐｌｏｉｔｉｎｇ ｔｈｅ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ Ｔｏｏｌ Ｂｏｘ ｉｎ ｃｅｒｅａｌ ａｎｄ ｇｒａｓｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ [ Ｊ] . Ｔｈｅ
Ｎｅｗ Ｐｈｙｔｏｌｏｇｉｓｔꎬ １９１ (２): ３３４—３４７
Ｍｕｒ ＬＡꎬ Ｘｕ Ｒꎬ Ｃａｓｓｏｎ ＳＡ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４. Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｐｒｏｔｅｉｎ￣
ａｓｅ ｉｎｈｉｂｉｔｏｒ ｆｒｏｍ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｓｕｇｇｅｓｔｓ ｔｈｅ ｃｏｎｓｅｒｖａ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ｄｅｆｅｎｃｅ ｓｉｇｎａｌｌｉｎｇ ｐａｔｈｗａｙｓ ｂｅｔｗｅｅｎ ｄｉｃｏｔｙｌｅｄｏｎｏｕｓ ｐｌａｎｔｓ
ａｎｄ ｇｒａｓｓｅｓ [Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｐｌａｎｔ Ｐａｔｈｏｌｏｇｙꎬ ５ (４): ２６７—２８０
Ｏｆｆｉｃｅ ｏｆ ｔｈｅ Ｂｉｏｍａｓｓ Ｐｒｏｇｒａｍꎬ Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅｓ. Ｄｅｐｔ. ｏｆ Ｅｎｅｒｇｙꎬ ２００６.
Ｂｒｅａｋｉｎｇ ｔｈｅ ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ ｂａｒｒｉｅｒｓ ｔｏ ｃｅｌｌｕｌｏｓｉｃ ｅｔｈａｎｏｌ: ａ ｊｏｉｎｔ ｒｅ￣
ｓｅａｒｃｈ ａｇｅｎｄａ : ａ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｒｏａｄｍａｐ ｒｅｓｕｌｔｉｎｇ ｆｒｏｍ ｔｈｅ Ｂｉｏｍａｓｓ ｔｏ
Ｂｉｏｆｕｅｌｓ Ｗｏｒｋｓｈｏｐꎬ Ｗａｓｈｉｎｇｔｏｎꎬ Ｄ Ｃ.ꎬ Ｄｅｃｅｍｂｅｒꎬ ７—９
Ｏｌｓｅｎ Ｐꎬ Ｌｅｎｋ Ｉꎬ Ｊｅｎｓｅｎ ＣＳ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６. Ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｗｏ ｈｅｔｅｒｏｌｏ￣
ｇｏｕｓ ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ ｇｅｎｅｓ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｓ ｉｔｓ
ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ａｓ ａ ｇｒａｓｓ ｍｏｄｅｌ ｐｌａｎｔ [ Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ １７０ (５):
１０２０—１０２５
Ｏｐａｎｏｗｉｃｚ Ｍꎬ Ｈａｎｄｓ Ｐꎬ Ｂｅｔｔｓ Ｄ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｅｎｄｏｓｐｅｒｍ ｄｅｖｅｌｏｐ￣
ｍｅｎｔ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [ Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ
Ｂｏｔａｎｙꎬ ６２ (２): ７３５—７４８
Ｏｐａｎｏｗｉｃｚ Ｍꎬ Ｖａｉｎ Ｐꎬ Ｄｒａｐｅｒ Ｊ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８. Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓ￣
ｔａｃｈｙｏｎ: ｍａｋｉｎｇ ｈａｙ ｗｉｔｈ ａ ｗｉｌｄ ｇｒａｓｓ [Ｊ] . Ｔｒｅｎｄｓ ｉｎ Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉ￣
ｅｎｃｅꎬ １３ (４): １７２—１７７
Ｏｓｃａｒｓｓｏｎ Ｍꎬ Ａｎｄｅｒｓｓｏｎ Ｒꎬ Ｓａｌｏｍｏｎｓｓｏｎ ＡＣ ｅｔ ａｌ.ꎬ １９９６. Ｃｈｅｍｉｃａｌ
ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ ｏｆ Ｂａｒｌｅｙ ｓａｍｐｌｅｓ ｆｏｃｕｓｉｎｇ ｏｎ ｄｉｅｔａｒｙ ｆｉｂｒｅ ｃｏｍｐｏ￣
ｎｅｎｔｓ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｃｅｒｅａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ２４ (２): １６１—１７０
Ｐａｃａｋ Ａꎬ Ｇｅｉｓｌｅｒ Ｋꎬ Ｊｏｒｇｅｎｓｅｎ Ｂ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０. Ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎｓ ｏｆ ｂａｒ￣
ｌｅｙ ｓｔｒｉｐｅ ｍｏｓａｉｃ ｖｉｒｕｓ ａｓ ａ ｇｅｎｅ ｓｉｌｅｎｃｉｎｇ ｖｅｃｔｏｒ ｉｎ ｂａｒｌｅｙ ｒｏｏｔｓ
ａｎｄ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｎｄ ｏａｔ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｍｅｔｈｏｄｓꎬ ６:
２６
Ｐａｃｈｅｃｏ￣Ｖｉｌｌａｌｏｂｏｓ Ｄꎬ Ｈａｒｄｔｋｅ ＣＳꎬ ２０１２. Ｎａｔｕｒａｌ ｇｅｎｅｔｉｃ ｖａｒｉａｔｉｏｎ ｏｆ
ｒｏｏｔ ｓｙｓｔｅｍ ａｒｃｈｉｔｅｃｔｕｒｅ ｆｒｏｍ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｏ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ: ｔｏ￣
ｗａｒｄｓ ａｄａｐｔｉｖｅ ｖａｌｕｅ [Ｊ] . Ｐｈｉｌｏｓｏｐｈｉｃａｌ ｔｒａｎｓａｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｒｏｙａｌ
Ｓｏｃｉｅｔｙ ｏｆ Ｌｏｎｄｏｎ. Ｓｅｒｉｅｓ Ｂꎬ Ｂｉｏｌｏｇｉｃａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓꎬ ３６７ (１５９５):
１５５２—１５５８
Ｐａｃｕｒａｒ ＤＩꎬ Ｔｈｏｒｄａｌ￣Ｃｈｒｉｓｔｅｎｓｅｎ Ｈꎬ Ｎｉｅｌｓｅｎ ＫＫ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８. Ａ
ｈｉｇｈ￣ｔｈｒｏｕｇｈｐｕｔ Ａｇｒｏｂａｃｔｅｒｉｕｍ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｓｙｓｔｅｍ ｆｏｒ
ｔｈｅ ｇｒａｓｓ ｍｏｄｅｌ ｓｐｅｃｉｅｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ Ｌ [Ｊ] . Ｔｒａｎｓ￣
ｇｅｎｉｃ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ １７ (５): ９６５—９７５
Ｐａｒｋｅｒ Ｄꎬ Ｂｅｃｋｍａｎｎ Ｍꎬ Ｅｎｏｔ ＤＰ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８. Ｒｉｃｅ ｂｌａｓｔ ｉｎｆｅｃｔｉｏｎ ｏｆ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ａｓ ａ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ｔｏ ｓｔｕｄｙ ｄｙｎａｍｉｃ
ｈｏｓｔ / ｐａｔｈｏｇｅｎ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ [Ｊ] . Ｎａｔｕｒｅ Ｐｒｏｔｏｃｏｌｓꎬ ３ (３): ４３５—
４４５
Ｐｅｒａｌｄｉ Ａꎬ Ｂｅｃｃａｒｉ Ｇꎬ Ｓｔｅｅｄ Ａ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓ￣
ｔａｃｈｙｏｎ: ａ ｎｅｗ ｐａｔｈｏｓｙｓｔｅｍ ｔｏ ｓｔｕｄｙ Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｈｅａｄ ｂｌｉｇｈｔ ａｎｄ
ｏｔｈｅｒ Ｆｕｓａｒｉｕｍ ｄｉｓｅａｓｅｓ ｏｆ ｗｈｅａｔ [ Ｊ] . ＢＭＣ Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ １１:
１００
Ｐｈｉｌｉｐｐｅ Ｖꎬ ２０１１. Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｓ ａ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ｆｏｒ ｇｒａｓｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ
[Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｃｅｒｅａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ５４ (１): ７
Ｐｏｇｏｒｅｌｋｏ ＧＶꎬ Ｌｉｏｎｅｔｔｉ Ｖꎬ Ｆｕｒｓｏｖａ ＯＶ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３. Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ａｎｄ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｐｌａｎｔｓ ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ ａ ｎｉｄｕｌａｎｓ ａｃｅｔｙｌｅｓｔｅｒ￣
ａｓｅｓ ｈａｖｅ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ｄｅｇｒｅｅ ｏｆ ｐｏｌｙｓａｃｃｈａｒｉｄｅ ａｃｅｔｙｌａｔｉｏｎ ａｎｄ ｉｎ￣
ｃｒｅａｓｅｄ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ｔｏ ｐａｔｈｏｇｅｎｓ [ Ｊ ] . Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙꎬ １６２
(１): ９—２３
Ｒａｎｃｏｕｒ ＤＭꎬ Ｍａｒｉｔａ ＪＭꎬ Ｈａｔｆｉｅｌｄ ＲＤꎬ ２０１２. Ｃｅｌｌ ｗａｌｌ ｃｏｍｐｏｓｉｔｉｏｎ
ｔｈｒｏｕｇｈｏｕｔ ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｆｏｒ ｔｈｅ ｍｏｄｅｌ ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓ￣
ｔａｃｈｙｏｎ [Ｊ] . Ｆｒｏｎｔｉｅｒｓ ｉｎ Ｐｌａｎｔ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ３: ２６６
Ｒｏｕｔｌｅｄｇｅ ＡＰꎬ Ｓｈｅｌｌｅｙ Ｇꎬ Ｓｍｉｔｈ ＪＶ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００４. Ｍａｇｎａｐｏｒｔｈｅ ｇｒｉｓｅａ
ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｍｏｄｅｌ ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｃｌｏｓｅｌｙ
ｒｅｓｅｍｂｌｅ ｔｈｏｓｅ ｗｉｔｈ ｒｉｃｅ (Ｏｒｙｚａ ｓａｔｉｖａ) [ Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｐｌａｎｔ
Ｐａｔｈｏｌｏｇｙꎬ ５ (４): ２５３—２６５
Ｓａｂｌｏｋ Ｇꎬ Ｇｕｐｔａ ＰＫꎬ Ｂａｅｋ ＪＭ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｇｅｎｏｍｅ￣ｗｉｄｅ ｓｕｒｖｅｙ ｏｆ
ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ ｓｐｌｉｃｉｎｇ ｉｎ ｔｈｅ ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ: ａ ｅｍｅｒ￣
ｇｉｎｇ ｍｏｄｅｌ ｂｉｏｓｙｓｔｅｍ ｆｏｒ ｐｌａｎｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｇｅｎｏｍｉｃｓ [Ｊ] . Ｂｉｏｔｅｃｈ￣
ｎｏｌｏｇｙ Ｌｅｔｔｅｒｓꎬ ３３ (３): ６２９—６３６
Ｓｃｈｗａｒｔｚ ＣＪꎬ Ｄｏｙｌｅ ＭＲꎬ Ｍａｎｚａｎｅｄａ ＡＪ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０. Ｎａｔｕｒａｌ ｖａｒｉａ￣
ｔｉｏｎ ｏｆ ｆｌｏｗｅｒｉｎｇ ｔｉｍｅ ａｎｄ ｖｅｒｎａｌｉｚａｔｉｏｎ ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅｎｅｓｓ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙ￣
ｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [Ｊ] . Ｂｉｏｅｎｅｒｇｙ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ３ (１): ３８—４６
Ｓｃｈｗｅｉｇｅｒ Ｗꎬ Ｐａｓｑｕｅｔ ＪＣꎬ Ｎｕｓｓｂａｕｍｅｒ Ｔ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３. Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ
ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｗｏ ｃｌｕｓｔｅｒｓ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ＵＤＰ￣
ｇｌｙｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ ｅｎｃｏｄｉｎｇ ｐｕｔａｔｉｖｅ ｄｅｏｘｙｎｉｖａｌｅｎｏｌ ｄｅｔｏｘｉｆｉｃａ￣
ｔｉｏｎ ｇｅｎｅｓ [Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｐｌａｎｔ￣Ｍｉｃｒｏｂｅ Ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓꎬ ２６ (７):
７８１—７９２
Ｓｈｅｗｒｙ ＰＲꎬ Ｈａｌｆｏｒｄ ＮＧꎬ ２００２. Ｃｅｒｅａｌ ｓｅｅｄ ｓｔｏｒａｇｅ ｐｒｏｔｅｉｎｓ: ｓｔｒｕｃ￣
ｔｕｒｅｓꎬ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ａｎｄ ｒｏｌｅ ｉｎ ｇｒａｉｎ ｕｔｉｌｉｚａｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｘ￣
ｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｂｏｔａｎｙꎬ ５３ (３７０): ９４７—９５８
Ｔｈｏｌｅ Ｖꎬ Ｐｅｒａｌｄｉ Ａꎬ Ｗｏｒｌａｎｄ Ｂ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｔ￣ＤＮＡ ｍｕｔａｇｅｎｅｓｉｓ ｉｎ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [ Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｂｏｔａｎｙꎬ
６３ (２): ５６７—５７６
Ｔｈｏｌｅ Ｖꎬ Ｖａｉｎ Ｐꎬ ２０１２. Ａｇｒｏｂａｃｔｅｒｉｕｍ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ
Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [ Ｊ] . Ｍｅｔｈｏｄｓ ｉｎ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ
８４７: １３７—１４９
Ｔｈｏｌｅ Ｖꎬ Ｗｏｒｌａｎｄ Ｂꎬ Ｗｒｉｇｈｔ Ｊ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１０. Ｄｉｓｔｒｉｂｕｔｉｏｎ ａｎｄ ｃｈａｒａｃ￣
ｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ １０００ Ｔ￣ＤＮＡ ｔａｇｓ ｉｎ ｔｈｅ ｇｅｎｏｍｅ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙ￣
ｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｃｏｍｍｕｎｉｔｙ ｓｔａｎｄａｒｄ ｌｉｎｅ Ｂｄ２１ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ Ｂｉ￣
ｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｊｏｕｒｎａｌꎬ ８ (６): ７３４—７４７
Ｔｏｏｌｅ ＧＡꎬ Ｌｅ Ｇａｌｌ Ｇꎬ Ｃｏｌｑｕｈｏｕｎ ＩＪ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｓｐｅｃｔｒｏｓｃｏｐｉｃ ａｎａｌ￣
ｙｓｉｓ ｏｆ ｄｉｖｅｒｓｉｔｙ ｏｆ Ａｒａｂｉｎｏｘｙｌａｎ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅｓ ｉｎ ｅｎｄｏｓｐｅｒｍ ｃｅｌｌ ｗａｌｌｓ
ｏｆ ｗｈｅａｔ ｃｕｌｔｉｖａｒｓ (Ｔｒｉｔｉｃｕｍ ａｅｓｔｉｖｕｍ) ｉｎ ｔｈｅ ＨＥＡＬＴＨＧＲＡＩＮ ｄｉ￣
ｖｅｒｓｉｔｙ ｃｏｌｌｅｃｔｉｏｎ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ ａｎｄ Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍｉｓ￣
ｔｒｙꎬ ５９ (１３): ７０７５—７０８２
Ｔｒｉｐａｔｈｉ Ｐꎬ Ｒａｂａｒａ ＲＣꎬ Ｌａｎｇｕｍ ＴＪ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｔｈｅ ＷＲＫＹ ｔｒａｎ￣
６０２ 植 物 分 类 与 资 源 学 报 第 ３６卷
ｓｃｒｉｐｔｉｏｎ ｆａｃｔｏｒ ｆａｍｉｌｙ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [Ｊ] . ＢＭＣ Ｇｅ￣
ｎｏｍｉｃｓꎬ １３: ２７０
Ｖａｉｎ Ｐꎬ ２０１１. Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｓ ａ ｍｏｄｅｌ ｓｙｓｔｅｍ ｆｏｒ ｇｒａｓｓ ｒｅｓｅａｒｃｈ
[Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｃｅｒｅａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅꎬ ５４ (１): ７
Ｖａｉｎ Ｐꎬ Ｔｈｏｌｅ Ｖꎬ Ｗｏｒｌａｎｄ Ｂ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ａ Ｔ￣ＤＮＡ ｍｕｔａｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ
ＲＮＡ ｈｅｌｉｃａｓｅ ｅＩＦ４Ａ ｃｏｎｆｅｒｓ ａ ｄｏｓｅ￣ｄｅｐｅｎｄｅｎｔ ｄｗａｒｆｉｎｇ ｐｈｅｎｏ￣
ｔｙｐｅ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [ Ｊ] . Ｔｈｅ Ｐｌａｎｔ Ｊｏｕｒｎａｌꎬ ６６
(６): ９２９—９４０
Ｖａｉｎ Ｐꎬ Ｗｏｒｌａｎｄ Ｂꎬ Ｔｈｏｌｅ Ｖ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００８. Ａｇｒｏｂａｃｔｅｒｉｕｍ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ
ｔｒａｎｓｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｔｅｍｐｅｒａｔｅ ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ
(ｇｅｎｏｔｙｐｅ Ｂｄ２１) ｆｏｒ Ｔ￣ＤＮＡ ｉｎｓｅｒｔｉｏｎａｌ ｍｕｔａｇｅｎｅｓｉｓ [Ｊ] . Ｐｌａｎｔ
Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｊｏｕｒｎａｌꎬ ６ (３): ２３６—２４５
Ｖａｌｄｉｖｉａ ＥＲꎬ Ｈｅｒｒｅｒａ ＭＴꎬ Ｇｉａｎｚｏ Ｃ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３. Ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｅｃ￣
ｏｎｄａｒｙ ｗａｌｌ ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ａｎｄ ｃｅｌｌ ｄｅａｔｈ ｂｙ ＮＡＣ ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ ｆａｃｔｏｒｓ
ｉｎ ｔｈｅ ｍｏｎｏｃｏｔ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [Ｊ] . Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｅｘｐｅｒｉ￣
ｍｅｎｔａｌ Ｂｏｔａｎｙꎬ ６４ (５): １３３３—１３４３
Ｖｅｒｅｌｓｔ Ｗꎬ Ｂｅｒｔｏｌｉｎｉ Ｅꎬ Ｄｅ Ｂｏｄｔ Ｓ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３. Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ａｎｄ ｐｈｙｓｉ￣
ｏｌｏｇｉｃａｌ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｇｒｏｗｔｈ￣ｌｉｍｉｔｉｎｇ ｄｒｏｕｇｈｔ ｓｔｒｅｓｓ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ
ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｌｅａｖｅｓ [Ｊ] . Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｐｌａｎｔꎬ ６ (２): ３１１—３２２
Ｖｏｇｅｌ Ｊꎬ ２００８. Ｕｎｉｑｕｅ ａｓｐｅｃｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｇｒａｓｓ ｃｅｌｌ ｗａｌｌ [ Ｊ] . Ｃｕｒｒｅｎｔ
Ｏｐｉｎｉｏｎ ｉｎ Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ １１ (３): ３０１—３０７
Ｖｏｇｅｌ Ｊꎬ Ｂｒａｇｇ Ｊꎬ ２００９. Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎꎬ ａ ｎｅｗ ｍｏｄｅｌ ｆｏｒ
ｔｈｅ Ｔｒｉｔｉｃｅａｅ [Ａ]. Ｉｎ: Ｍｕｅｈｌｂａｕｅｒ ＧＪꎬ Ｆｅｕｉｌｌｅｔ Ｃ (ｅｄｓ.)ꎬ Ｇｅ￣
ｎｅｔｉｃｓ ａｎｄ Ｇｅｎｏｍｉｃｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｔｒｉｔｉｃｅａｅ [Ｍ]. Ｕｎｉｔｅｄ Ｓｔａｔｅꎬ Ｓｐｒｉｎｇ￣
ｅｒꎬ ４２７—４４９
Ｖｏｇｅｌ Ｊꎬ Ｈｉｌｌ Ｔꎬ ２００８. Ｈｉｇｈ￣ｅｆｆｉｃｉｅｎｃｙ Ａｇｒｏｂａｃｔｅｒｉｕｍ￣ｍｅｄｉａｔｅｄ ｔｒａｎｓ￣
ｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ ｉｎｂｒｅｄ ｌｉｎｅ Ｂｄ２１￣３ [ Ｊ] .
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌ Ｒｅｐｏｒｔｓꎬ ２７ (３): ４７１—４７８
Ｖｏｇｅｌ ＪＰꎬ Ｇｕ ＹＱꎬ Ｔｗｉｇｇ Ｐ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００６. ＥＳＴ ｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇ ａｎｄ ｐｈｙｌｏ￣
ｇｅｎｅｔｉｃ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ｍｏｄｅｌ ｇｒａｓｓ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ
[Ｊ] . Ｔｈｅｏｒｅｔｉｃａｌ ａｎｄ Ａｐｐｌｉｅｄ Ｇｅｎｅｔｉｃｓꎬ １１３ (２): １８６—１９５
Ｗａｌｔｅｒｓ Ｂꎬ Ｌｕｍ Ｇꎬ Ｓａｂｌｏｋ Ｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１３. Ｇｅｎｏｍｅ￣ｗｉｄｅ ｌａｎｄｓｃａｐｅ ｏｆ
ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ ｓｐｌｉｃｉｎｇ ｅｖｅｎｔｓ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ [Ｊ] . ＤＮＡ
Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ ２０: １６３—１７１
Ｗａｎｇ Ｓꎬ Ｗａｎｇ Ｋꎬ Ｃｈｅｎ Ｇ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１２. Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ
ＬＭＷ￣ＧＳ ｇｅｎｅｓ ｉｎ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ｄｉｓｔａｃｈｙｏｎ Ｌ. ｒｅｖｅａｌｓ ｈｉｇｈｌｙ
ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ Ｇｌｕ￣３ ｌｏｃｉ ｉｎ Ｔｒｉｔｉｃｕｍ ａｎｄ ｒｅｌａｔｅｄ ｓｐｅｃｉｅｓ [Ｊ] . ＢＭＣ
Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ １２: ２２１
Ｗａｔｓｏｎ Ｌꎬ Ｄａｌｌｗｉｔｚ ＭＪꎬ １９９２. Ｔｈｅ Ｇｒａｓｓ Ｇｅｎｅｒａ ｏｆ ｔｈｅ Ｗｏｒｌｄ [Ｍ].
Ｍｉｃｈｉｇａｎ: ＣＡＢ ｉｎｔｅｒｎａｔｉｏｎａｌ
Ｗａｔｔ Ｍꎬ Ｓｃｈｎｅｅｂｅｌｉ Ｋꎬ Ｄｏｎｇ Ｐ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２００９. Ｔｈｅ ｓｈｏｏｔ ａｎｄ ｒｏｏｔ
ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ Ｂｒａｃｈｙｐｏｄｉｕｍ ａｎｄ ｉｔｓ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ａｓ ａ ｍｏｄｅｌ ｆｏｒ ｗｈｅａｔ
ａｎｄ ｏｔｈｅｒ ｃｅｒｅａｌ ｃｒｏｐｓ [ Ｊ ] . Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙꎬ ３６
(１１): ９６０—９６９
Ｗｉｃｋｅｒ Ｔꎬ Ｋｅｌｌｅｒ Ｂꎬ ２００７. Ｇｅｎｏｍｅ￣ｗｉｄｅ ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｃｏ￣
ｐｉａ ｒｅｔｒｏｔｒａｎｓｐｏｓｏｎｓ ｉｎ Ｔｒｉｔｉｃｅａｅꎬ ｒｉｃｅꎬ ａｎｄ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｒｅｖｅａｌｓ
ｃｏｎｓｅｒｖｅｄ ａｎｃｉｅｎｔ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎａｒｙ ｌｉｎｅａｇｅｓ ａｎｄ ｄｉｓｔｉｎｃｔ ｄｙｎａｍｉｃｓ ｏｆ
ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌ ｃｏｐｉａ ｆａｍｉｌｉｅｓ [ Ｊ ] . Ｇｅｎｏｍｅ Ｒｅｓｅａｒｃｈꎬ １７ ( ７ ):
１０７２—１０８１
Ｗｉｃｋｅｒ Ｔꎬ Ｍａｙｅｒ ＫＦꎬ Ｇｕｎｄｌａｃｈ Ｈ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｆｒｅｑｕｅｎｔ ｇｅｎｅ ｍｏｖｅ￣
ｍｅｎｔ ａｎｄ ｐｓｅｕｄｏｇｅｎｅ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ ｉｓ ｃｏｍｍｏｎ ｔｏ ｔｈｅ ｌａｒｇｅ ａｎｄ ｃｏｍ￣
ｐｌｅｘ ｇｅｎｏｍｅｓ ｏｆ ｗｈｅａｔꎬ ｂａｒｌｅｙꎬ ａｎｄ ｔｈｅｉｒ ｒｅｌａｔｉｖｅｓ [ Ｊ] . Ｔｈｅ
Ｐｌａｎｔ Ｃｅｌｌꎬ ２３ (５): １７０６—１７１８
Ｗｏｌｎｙ Ｅꎬ Ｌｅｓｎｉｅｗｓｋａ Ｋꎬ Ｈａｓｔｅｒｏｋ Ｒ ｅｔ ａｌ.ꎬ ２０１１. Ｃｏｍｐａｃｔ ｇｅｎｏｍｅｓ
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